1. Studi praformulasi zat aktif Sifat fisika kimia teofilin
Nama senyawa
Theophyllinum (Teofilin)
Sinonim
Aqualin, Asmafil, Lanophyllin, Optiphyllin, Oralphyllin, Teolix, Theocin, Theofin
Struktur
C7H8 N4O2.H2O
Teofilin monohidraat [5967-84-0]
BM
C7H8 N4O2.H2O
Pemerian
Penampilan
: Serbuk Hablur
Warna
: Putih
Rasa
: Pahit
Bau
: Tidak Berbau
Kelarutan
: 198,18
Sukar larut dalam air, tetapi lebih mudah larut dalam air panas;
mudah
larut dalam alkali hidroksida dan dalam amonium hidroksida; agak sukar larut dalam etanol, dalam kloroform dan dalam eter.
Titik leleh
jarak lebur antara 2700 dan 2740, rentang antara awal dan akhir peleburan tidak lebih dari 3 0.
Keasaman
Larutkan 500 mg dalam 75 ml air, tambahkan 1 tetes merah metil LP; diperlukan tidak lebih dari 1,0 ml Natrium Hidroksida 0,020 N untuk mengubah warna merah menjadi kuning.
OTT
Tanin
Stabilitas
Dapat disimpan pada suhu kamar,
dibawah cahaya fluorosensi terus-
menerus sekurang-kurangnya sekurang-kurangnya 180 hari tanpa perubahan perubahan konsentrasi yang yang signifikan dalam bentuk larutan sebaiknya dilindungi dari cahaya karena berpotensi terjadinya kerusakan / perubahan warna, stabil di udara Penyimpanan
Dalam wadah tertutup baik
Rute pemerian
Intravena
Volume injeksi
Teofilin dapat diberikan melalui infus intravena kontinu kontinu atau intermiten. administrasi
lambat,
tidak
melebihi
20
mg
/
menit,
telah
direkomendasikan. Loading Dosis biasanya diberikan selama 20 sampai 30 menit. ( Handbook Of Injectable Drugs) (anonim, 1995)
2. Rancangan Formula dan Eksipien 2.1. Cairan Infus Teofilin dan dan 5% dekstrosa dekstrosa
Formulasi
Jumlah
Teofilin
0,8 g
Dekstrosa monohidrat
50 g
Air Untuk Injeksi
Ad
Gas nitrogen
1 Liter QS
2.2. Fungsi Eksipien dan Spesifikasi
Formulasi
Fungsi
Spesifikasi
Teofilin
Zat aktif ( brokodilator)
Mengandung tidak kurang 97% dan tidak lebih dari 102,0% C7H8N4O2 , susut pengeringan 7,5 – 7,5 – 9,5 9,5 % , jarak lebur antara 270-274 C
Dekstrosa monohidrat
pengisotonis
Klorida tidak lebih 0,018%, sulfat tidak lebih 0,025%, arsen tidak lebih
dari 1bpj, logam tidak lebih dari 5 bpj, air antara 7,5 – 9,5%. Air steril untuk injeksi
Pelarut
pH antara 5,0-7,0; Amonia tidak lebih dari 0,3 bpj, negatif uji klorida, kalsium, dan karbondioksida; Zat padat total Tidak lebih dari 0,001%; Tidak boleh lebih dari 0,25 unit Endotoksin FI per ml
Gas nitrogen
Pengganti oksigen
Kandungan nitrogen tidak kurang dari
(pengawet)
99% dan tidak lebih dari 1% kandungan oksigen
2.3. Studi Preformulasi Eksipien Dekstrosa monohidrat
Organoleptis
Dekstrosa Monohidrat berupa kristal tidak berwarna atau putih, berbentuk bubuk kristal atau butiran, tidak berbau dan memiliki rasa manis
Struktur Kimia
Bobot Molekul
198,17 g/mol
Kelarutan
Dengan Air 1:1 (mudah larut), dengan gliserin larut, dalam etanol sukar melarut
Stabilitas
Dekstrosa atau glukosa memiliki daya tahan yang baik terhadap cahaya, namun dalam penyimpanan diusahakan terlindung dari sinar matahari Dekstrosa tidak stabil terhadap suhu tinggi karena dapat terdegradasi menjadi 5-hidroksi-metil-furfural, yang akhirnya berubah
menjadi asam lauvulinik. Dekstrosa dapat disimpan pada suhu 2 oC25oC atau disimpan pada suhu kamar (tahan sampai 14 bulan). Dekstrosa stabil pada pH 3,5 sampai 6,5 (Depkes RI, 1995). Jika pH terlalu asam akan menyebabkan terbentuknya karamel dan akan terdekomposisi dan berwarna coklat pada pH yang lebih basa Titik Lebur
titik lebur 83oC
Inkompatibilitas
Jika larutan i.v glukosa dicampur dengan cyanocobalamin, kanamycin sulfat, novobiocin sodium dan warfarin sodium akan menyebabkan terjadi kekeruhan. Glukosa dapat bereaksi dengan amin, amida, asam amino, peptida. Vitamin B kompleks akan terdekomposisi bila dipanaskan dengan dekstrosa, eritromisisn gluceptate tidak stabil pada larutan glukosa dengan pH 5,05. Apabila sediaan dekstrosa bereaksi dengan senyawa alkali kuat dapat menyebabkan perubahan warna menjadi coklat dan penguraian pada sediaan
Fungsi
Pengisotonis
Air untuk injeksi
Pemerian
Cairan jernih atau tidak bewarna, tidak berbau dan tidak berasa
Kelarutan
Dapat bercampur dengan pelarut polar dan elektrolit
Fungsi
Sebagai bahan pembawa dan pelarut sediaan intravena
OTT
Dalam sediaan farmasi, air dapat beraksi dengan obat dan zat tambahan lainnya yang mudah terhidrolisis (mudah terurai dengan adanya atau kelembaban). Air dapat bereaksi kuat & cepat dengan logam alkali dan zat pengoksidanya seperti kalsium oksidan Magnesium oksida, air juga bereaksi dengan bahan organik.
Titik didih
100 oC
Stabilitas
Air stabil dalam setiap keadaan (es;cairan;uap panas). Air untuk penggunaan khusus harus disimpan dalam wadah yang sesuai.
Pembuatan
Aqua destilata dipanaskan sampai mendidih kemudian dipanaskan 20 menit terbentuklah API.
Gas nitrogen
Deskripsi
Nitrogen (N2) terdapat di alam sekitar 78% v/v dari atmosfer. Nitrogen merupakan gas yang bersifat tidak reaktif, tidak mudah terbakar, tidak berwarna, tidak berasa, dan tidak berbau. Nitrogen biasanya disimpan sebagai gas yang termampatkan dalam logam silinder.
Kelarutan
Praktis tidak larut dalam air dan kebanyakan pelarut; larut dalam air di bawah tekanan.
Densitas
0,97 g/cm3 untuk uap pada 21°C.
Inkompatibilitas
Umumnya kompatibel dengan banyak material terbuka pada formulasi dan produk makanan.
Stabilitas
Nitrogen stabil dan tidak reaktif. Gas ini harus disimpan dalam logam silinder tertutup rapat, di tempat sejuk dan kering.
Keamanan
Umumnya noniritan dan nontoksik tetapi penggunaan dalam inhalasi dengan jumlah yang banyak dapat berbahaya.
Fungsi
Mengganti udara dari subjek larutan untuk oksidasi melalui sparging , dan mengganti udara dalam headspace produk pada pengemasan akhir agar tidak menggelembung, seperti pada pengemasan produk parenteral dalam gelas ampul. Gas ini sering digunakan selama proses produksi untuk control peralatan dan kadang-kadang digunakan untuk menghasilkan lingkungan bebas oksigen. Suplai gas nitrogen perlu diuji identitas dan kelembabannya. Sistem nitrogen perlu dimonitoring secara rutin. Pemeliharaan rutin dan nonrutin perlu didokumentasikan.
2.3. Wadah
Wadah untuk injeksi termasuk penutup tidak boleh berinteraksi melalui berbagai cara baik secara fisik maupun kimiawi dengan sediaan, yang dapat mengubah kekuatan, mutu atau kemurnian di luar persyaratan resmi dalam kondisi biasa pada waktu penanganan, pengangkutan, penyimpanan, penjualan, dan penggunaan. Wadah terbuat dari bahan yang dapat mempermudah pengamatan terhadap isi. Tipe kaca yang dianjurkan untuk tiap sediaan umumnya tertera dalam masing-masing monografi. (FI Ed. IV, hal 10). Wadah dan sumbatnya tidak boleh mempengaruhi bahan yang disimpan di dalamnya baik secara kimia maupun secara fisika, yang dapat mengakibatkan perubahan khasiat, mutu dan kemurniannya. (FI ed. III, hal XXXIV) Kemasan yang digunakan untuk sediaan ini adalah berbahan plastik karena bahan plastik memiliki keunggulan: 1.
Fleksibel dan tidak mudah rusak/pecah
2.
Lebih ringan
3.
Dapat disegel dengan pemanasan
4.
Mudah dicetak menjadi berbagai bentuk
5.
Murah
Terdapat dua jenis plastik yang digunakan dalam pengemasan sediaan parenteral, yaitu : 1.
Termoset, yaitu jenis plastik yang stabil pada pemanasan dan tidak dapat dilelehkan sehingga tidak dapat dibentuk ulang. Plastik termoset digunakan untuk membuat penutup wadah gelas atau logam.
2.
Termoplastik, yaitu jenis plastik yang menjadi lunak jika dipanaskan dan akan mengeras jika didinginkan. Dengan kata lain, termoplastik adalah jenis plastik yang dapat dibentuk ulang dengan proses pemanasan. Polimer termoplastik digunakan dalam pembuatan berbagai jenis wadah sediaan farmasi.
Tabel 1: Contoh plastik yang digunakan untuk wadah sediaan parenteral Sterile plastic device
Plastic material
Container for blood products
Polyvinyl chloride
Disposable syringe
Polycarbonate, polyethylene, polypropylene
Irrigating solution container
Polyethylene, polyolefins, polypropylene
IV infusion fluid container
Polyvinyl chloride, polyester, polyolefins
Administration set
Acrylonitrile butadiene styrene Nylone (spike) Polyvinyl chloride (tube) Polymethylmetachrylate (needle adapter) Polypropylene (clamp)
Catheter
Teflon, polypropylene
Bahan plastik untuk wadah sediaan ini adalah polypropylene. Polypropylene adalah golongan polyolefin yang paling banyak digunakan. Polyethylene berbentuk linear. Struktur kimianya disusun secara komplit oleh carbon dan hidrogen.
-(- CH2 – CH(CH3) – CH2 – CH(CH3) -)-n
Pengulangan dari struktur ini memberikan struktur kristal yang tinggi. Dalam susunan kristal, gugus-CH3 menambah kekakuan dari polimer. Polypropylene memiliki daya rentang yang tinggi yang mampu menahan tekanan. Daya rentang yang tinggi, dalam hubungannya dengan titik leleh yang tinggi pula yaitu 165 C, sangat penting untuk manufaktur LVP karena wadah yang dibuat dari polypropylene memiliki kemapuan untuk menahan temperatur tinngi pada proses sterilisasi tanpa terurai. Polypropylene sangat resisten terhadap hampir semua pelarut organik pada temperatur kamar, asam dan basa kuat. Polypropylene merupakan barier yang baik terhadap gas dan uap air. Selain itu juga wadah yang terbuat dari polypropylene memberikan kejernihan yang memuaskan. Selain kemasan primer kemasan sekunder juga ditambahkam untuk melindunginya dari kerusakan fisik dari lingkungan. Kemasan sekunder yang ditambahkan adalah plastik bening yang disegel dengan press panas seperti pada kemasan pembungkus plastik pada umumnya. Dipilih plastik bening agar dapat memantau kondisi sediaan dari luar.terakhir pada kemasan tersier atau ketiga sediaan disusun dalam kardus. Fungsi kardus ini adalah pelindung pertama yang terkontak dengan lingkungan terutama pada saat proses distribusi.
3. Desain Proses Produksi
3.1. Penimbangan Bahan
Persyaratan dalam farmakope penetapan volume injeksi untuk volume sediaan lebih dari 50 ml dianjurkan kelebihan volume 2% Jadi, volume yang dimasukan ke dalam wadah 100% + 2% = 102% x 1000 ml adalah 1020 ml.Produksi dilebihkan 25 botol untuk uji evaluasi. Jika rendeman untuk membuat 1000 botol produksi yaitu 75% maka volume dibuat seharusnya: 75 100
= 1020 1025 1020 1025 100
=
75 = 1394
Maka volume awal yang dibuat untuk dibagikan ke dalam 1025 botol yaitu 1394 Liter Volume yang dimasukan ke dalam masing-masing botol 1020 ml
Dekstrosa monohidrat
50,00 g/L x 1394 L = 69700 g
Teofilin
0,8 g/L x 1394 L = 1.115,2 g
Gas nitrogen
QS
Air Steril untuk Injeksi
Perkiraan = 1394 – (69,7 +
Ad 1360 L
1,1152) =1323,1848 L
3.2. Perhitungan Tonisitas
Nilai tonisitas suatu larutan dapat ditentukan dengan cara menhitung osmolaritasnya menggunakan rumus berikut:
Tabel hubungan osmolaritas dengan tonisitas Osmolaritas (mOsmol/L)`
Tonisitas
>350
Hipertonis
329-350
Sedikit hipertonis
270-328
Isotoinis
250-269
Sedikit hipotonis
0-249
hipotonis
Dekstrosa monohidrat 50 gram/198,17 x 1000 mL = 252,308624 mOsmol/L Teofilin 0,8 gram/198,18 x 1000mL = 4,03673428 mOsmol/L Jadi nilai tonisitasnya adalah 252,308524 + 4,03673428 = 256,3453548 mOsmol/L (sedikit hipotonis). Nilai tonisitasnya sesuai dengan literatur yaitu Handbook of injectable drug untuk
teofilin dalam 5% dekstrosa antara 255-275 . 3.3. Sterilisasi
Sterilisasi sediaan infus teofilin dengan dekstrosa 5% sesuai dengan literatur yaitu Handbook of Injectable Drugs adalah menggunakan autoklaf. Autoklaf dapat digunakan sebagai alat sterilisasi sediaan ini karena teofilin stabil selama 30 menit pada suhu 120-121 C dimana itua dalah suhu pada saat autoklaf dan ju ga tidak ada penurunan kadar teofilin yang di deteksi setelah dilakukan sterilisasi menggunakan autoklaf.
3.4. Validasi Metode Sterilisasi dengan Autoklaf
1. Dibuat masing-masing dua buah sediaan berupa aquadest dalam botol infus, vial, dan ampul 2. Sediaan di autoklaf dengan suhu yang sama (121 C) dan waktu berbeda, yaitu 20 menit dan 30 menit.
3. Sterilitas aquadest dalam tiap wadah dicek dengan media BHI cair. 4. Inkubasi media BHI yang berisi sampel sediaan selama 24 jam 5. Cek ada tidaknya pertumbuhan bakteri pada media BHI 3.5. Validasi Proses dan Sterilisasi Mesin Produksi 3.5.1.Validasi Proses Aseptis (Media Fill)
Salah satu issue penting dalam proses pembuatan produk steril secara aseptis adalah persyaratan media fill, yang merupakan persyaratan mutlak untuk dapat memperoleh sertifikat CPOB sediaan aseptis, baik injeksi volume besar maupun injeksi volume kecil. Validasi proses/pengisian aseptis dilakukan dalam kondisi semirip mungkin dengan kondisi produksi normal, menggambarkan semua kondisi terburuk (worst case) misal :
Pergantian personil,
Frekuensi istirahat, lampu mati,
Mesin rusak dan teknisi masuk ke dalam ruang aseptis , dan
Lain-lain. Bila proses aseptis mencakup proses pencampuran bahan sampai dengan pengisian,
maka proses simulasi mencakup seluruh proses, tangki dan wadah yang digunakan. Sediaan tetes mata atau telinga biasanya dikemas dalam wadah plastik (buram) akan menghambat pendeteksian pertumbuhan, maka seluruh isi wadah dituang kedalam wadah jernih saat pengamatan. Validasi awal dan tiap kali terjadi perubahan proses kritis, perubahan shift, alat dan dan modifikasi sistem tata udara dilakukan 3 kali untuk tiap shift dan proses/lini. Revalidasi dapat dilakukan 1 kali untuk tiap shift dan proses/ lini pengisian tiap 6 bulan sekali. 3.5.2. Prosedur/Pelaksanaan Media Fill
Larutan steril TSB yang sudah dibuat diinkubasikan pada suhu 20 – 30°C selama minimal 5 hari di dalam inkubator. Catat suhu inkubasi setiap hari. Setelah 5hari inkubasi amati apakah larutan tetap jernih.
Bila larutan tetap jernih, lakukan pengisian sesuai ”Catatan Pengolahan Bets” yang telah disiapkan untuk Validasi Proses Aseptis.
Selama proses pengisian Kepala Bagian Validasi mencatat aktivitas Operator Pengisian melalui jendela Ruang Pengisian di koridor (Kelas D).
Gunakan udara tekan yang dilewatkan melalui filter 0,2 μm sebagai pengganti penggunaan gas N2 karena dapat menghambat pertumbuhan mikroba.
Lakukan inkubasi larutan sisa pengisian (100 ml). Masukkan larutan yang tersisa pada tubing ke dalam kolf dan inkubasikan kolf selama 14 hari pada suhu 20 – 30°C di dalam inkubator. Catat suhu inkubasi tiap hari.
Setelah semua ampul diisi, inkubasikan ampul selama 14 hari: o
Sebelum inkubasi semua ampul dibalik balik agar seluruh permukaan terbasahi larutan media
o
Inkubasi 7 hari pada suhu 20 – 25°c,
o
Amati apakah terjadi kekeruhan, catat, balik balikkan ampul dan
o
Inkubasikan selama 7 hari berikutnya pada suhu 30 – 35°c
o
Lakukan monitoring suhu inkubasi secara kontinu dengan data logger.
o
Lampirkan hasil monitoring pada Catatan Pengolahan Bets.
Lakukan inspeksi visual terhadap semua ampul hasil pengisian pada hari ke-7 dan hari ke-14 inkubasi. Amati dan catat jumlah ampul yang keruh.
Setelah seluruh ampul diinspeksi oleh Operator Inspeksi Visual, Inspektur Pengawasan Mutu melakukan pemeriksaan AQL pada ampul hasil inspeksi tersebut pada hari ke-7 dan hari ke-14.
3.5.3. Intervensi dari Bagian Teknik
Intervensi pada proses simulasi yang dilakukan selama proses pengisian meliputi kegiatan:
Membuka tutup samping bagian bawah mesin;
Simulasi perbaikan kelistrikan (dengan cara memeriksa kekencangan koneksi kabel beberapa komponen) di dalam panel mesin selama lebih kurang 15 menit;
Pembersihan mekanisme mesin (hanya bagian bawah) dari sisa pelumas dengan menggunakan lap bebas serat;
Menutup kembali;
Simulasi running test mesin setelah perbaikan selama lebih kurang 5 menit;
Mengumpulkan dan menyimpan kembali perangkat dan suku cadang;
Meninggalkan ruangan;
Operator membersihkan mesin.
Dokumentasikan tiap kegiatan intervensi pada simulasi proses aseptis dalam Catatan Pengolahan Bets. Setelah intervensi, bersihkan dan sanitasi mesin pengisi dan ruangan menurut Protap Pembersihan dan Sanitasi Ruang Steril. Biarkan ruangan tanpa kegiatan selama 30 menit untuk pembersihan udara. Ganti jarum dan pompa mesin pengisi dengan yang baru dan steril. 3.5.4. Evaluasi Hasil Validasi Proses Aseptis
1. Target hendaklah dengan pertumbuhan nol dan ketentuan berikut hendaklah diterapkan: 2. Bila mengisi kurang dari 5.000 unit, tidak boleh ditemukan unit tercemar; 3. Bila mengisi 5.000 sampai dengan 10.000 unit:
Batas Waspada : Satu (1) unit tercemar hendaklah diikuti dengan investigasi dan pertimbangan untuk mengulang media fill;
Batas Bertindak : Dua (2) unit tercemar merupakan pertimbangan untuk dilakukan validasi ulang setelah investigasi;
4. Bila mengisikan lebih dari 10.000 unit:
Batas Waspada : Satu (1) unit tercemar hendaklah dinvestigasi;
Batas Bertindak : Dua (2) unit tercemar merupakan pertimbangan untuk dilakukan validasi ulang setelah investigasi.
3.6. Penyimpanan Produk Antara dan Produk Akhir dalam Proses Uji
Area penyimpanan menurut CPOB hendaklah memiliki kapasitas yang memadai untuk menyimpn dengan rapi dan teratur; didesain atau disesuaikan untuk menjamin kondisi penyimpanan yang baik terutama area tersebut hendaklah bersih, kering, dan mendapat penerangan cukup serta dipelihara dalam batas suhu yang ditetapkan. Disediakan area terpisah untuk pengambilan sampel bahan awal, produk antara, dan produk akhir. Hal ini dimaksudkan untuk mencegah pencemaran atau kontaminasi silang.
3.7. Prosedur kerja
Dimasukan 95% dari volume final API kedalam stainless steel tank grade untuk temperatur tinggi IPC: Cek suhu
Alirkan gas N2 melewati API IPC: cek aliran gas ke API
tambahan teofilin ke dalam API yang sudah dialiri gas N2.lalu tambahan kan dan larutkan dekstrosa ke dalam campuran tersebut
masukan sisa API ke dalam campuran . Aduk sampai semua melarut dengan sempurna
IPC: Cek kelarutan dan pH
Filter larutan dengan membran ukuran 0.45mm atau lebih kecil IPC: kejernihan
masukan larutan yang telah di filiter dan lebih kan 2 % dari volume asli .
Segel overwrap dan autoklaf pada suhu 121 C untuk 30 menit
4. Evaluasi 4.1. Evaluasi Kimia 4.1.1. Penetapan Kadar
Penetapan kadar teofilin menggunakan kromatografi cair kinerja tinggi. Fase gerak 70ml aseotonitril ke dalam labu ukur 1000ml,encerkan dengan larutan dapar sampai tana, campur, saring.buat baku standar 50 mg teobromin masukan labu ukur 100ml, la rutkan dalam 10 ml amonium hidroksida 6N encerkan fase gerak sampai tanda. Larutkan baku timbang seksama sejumlah teofilin BPFI, larutkan dalam fase gerak. Larutan uji ditimbang seksama kurang lebih 100mg masuka ke labu ukur 100 ml tambahkan fase gerak sampai tanda. Di analisis dengan kromatografi cair kinerja tinggi dengan detektor 280 nm dan kolom 4mm x 30 cm laju alir kurang dari 1 ml per menit. Hitung dengan rumus: 1000C (Ru/Rs) C adalah kadar teofilin BPFI ,Ru dan Rs berturut – turut adalah perbandingan respon puncak teofilin terhadap baku internal dalam larutan uji dan larutan baku. 4.2. Evaluasi Biologi 4.2.1. Uji Sterilitas ( FI edisi IV halaman 855-863)
Prosedur farmakope ini didesain bukan untuk menjamin bahwa satu bets produk adalah steril atau telah disterilkan. Hal ini terutama harus disertai dengan validasi proses sterilisasi atau prosedur proses aseptik. Pengujian digunakan untuk bahan, sediaan, alat sesuai dengan farmakope yang dipersyaratkan harus steril. Hasil yang diterima menunjukkan bahwa tidak ada kontaminasi mikroba ditemukan dalam sampel di bawah kondisi pengujian.
Tindakan pencegahan terhadap kontaminasi mikroba
Pengujian sterilitas dilaksanakan pada kondisi aseptik. Untuk mencapai kondisi tersebut, lingkungan pengujian harus dibuat sama seperti ketika uji sterilitas dilakukan. Tindakan pencegahan untuk mencegah kontaminasi tidak boleh mempengaruhi mikroba yang ada dalam pengujian. Kondisi pengerjaan, ketika uji dilakukan dimonitor secara berkala dengan melakukan sampling yang sesuai pada area kerja dan kontrol yang sesuai.
Media dan suhu inkubasi
Media untuk pengujian dapat dibuat seperti tertera di bawah ini atau setara dengan media komersil yang memenuhi syarat Uji Fertilitas Aerob, Anaerob dan Kapang. Media berikut adalah media yang sesuai untuk ujisterilitas. Media Cair Tioglikolat terutama digunakan untuk pertumbuhan bakteri anaerob, termasuk juga untuk mendeteksi bakteri aerob. “Soybean-Casein Digest Medium” sesuai untuk pertumbuhan kapang dan bakteri aerob.
Campur dan panaskan hingga larut L-sistin P , natrium klorida P , dekstrosa, yeast extract dan pancreatic digest of casein dalam air murni. Larutkan natrium tioglikolat P atau asam tioglikolat P ke dalam larutan dan atur pH hingga setelah sterilisasi 7,1 ± 0,2 dengan penambahan natrium hidroksida 1 N. Jika diperlukan penyaringan, panaskan kembali larutan tanpa mendidih, dan saring selagi panas melalui kertas saring yang telah dibasahkan. Tambahkan larutan natrium resazurin P , campur dan tempatkan media dalam tabung yang sesuai, yang memberikan perbandingan permukaan dengan kedalaman media sedemikian rupa sehingga tidak lebih dari setengah bagian atas media yang mengalami perubahan warna sebagai indikasi masuknya oksigen pada akhir masa inkubasi. Sterilisasi menggunakan proses yang telah divalidasi. Jika media disimpan, maka simpan pada suhu antara 2º dan 25º dalam wadah steril tertutup rapat. Jika lebih dari sepertiga bagian atas media terjadi warna merah muda, media dapat diperbaiki kembali dengan pemanasan diatas tangas air atau dalam uap air yang mengalir bebas hingga warna merah muda hilang, dan dinginkan secepatnya, cegah masuknya udara tidak steril ke dalam wadah. Media tidak boleh digunakan lebih lama dari waktu penyimpanan yang telah tervalidasi. Media Cair Tioglikolat diinkubasi pada suhu 30° 35°. Untuk sediaan yang mengandung pengawet raksa yang tidak dapat diuji menggunakan metode Penyaringan membran, Media Cair Tioglikolat diinkubasi pada suhu 20° - 25°
sebagai pengganti “Soybean Casein Digest Medium” yang telah tervalidasi yang tertera pada uji Fertilitas Anaerob, Aerob dan Kapang . Media Tioglikolat Alternatif dapat digunakan jika sudah disetujui. Buat campuran menggunakan komposisi sama seperti Media Cair Tioglikolat tetapi tidak menggunakan agar P dan larutan natrium resazurin P . Sterilkan sama seperti di atas. pH setelah sterilisasi 7,1 ± 0,2. Panaskan dalam tangas air sebelum digunakan dan inkubasi pada suhu 30° - 35° dalam kondisi anaerob.
Larutkan semua bahan padat dalam air murni, hangatkan hingga larut. Dinginkan larutan hingga suhu ruang, dan jika perlu atur pH larutan hingga setelah sterilisasi 7,3 ± 0,2 dengan penambahan natrium hidroksida 1N. Jika perlu saring hingga jernih, bagikan dalam wadah-wadah yang sesuai dan sterilisasi menggunakan proses yang telah divalidasi. Simpan pada suhu antara 2º dan 25º dalam wadah steril dan tertutup baik, kecuali jika segera digunakan. Media tidak boleh digunakan lebih lama dari waktu penyimpanan yang telah tervalidasi. Soybean Casein DigestMedium diinkubasi pada 22,5 ± 2,5º.
Media untuk Golongan Penisilin dan Sefalosporin
Jika media uji sterilitas akan digunakan pada metode Inokulasi langsung ke dalam Media Uji seperti tertera pada Uji Sterilitas Sediaan, modifikasi pembuatan media, baik Media Cair Tioglikolat maupun “Soybean Casein Digest Medium” sebagai berikut: Masukkan secara aseptik pada setiap wadah media sejumlah β- laktamase untuk menginaktifkan sejumlah antibiotik dalam zat uji. Tetapkan jumlah β-laktamase yang diperlukan untuk menginaktifkan antibiotic menggunakan sediaan β-laktamase yang sebelumnya sudah diuji inaktivasi daya hambat dari penisilin atau sefalosporin. [Catatan Media yang telah mengandung ßlaktamase dapat juga digunakan untuk pengujian dengan metode penyaringan membran]. Sebagai alternatif (Lakukan uji di daerah yang benar-benar terpisah dari tempat uji sterilitas), tetapkan jumlah β-laktamase yang diperlukan di dalam media seperti tertera pada Uji kesesuaian metode menggunakan Staphylococcus aureus
kurang dari 100 koloni (lihat Tabel 1) sebagai bakteri tantang. Amati pertumbuhan mikroba yang khas sebagai konfirmasi bahwa kadar β-laktamase sudah tepat.
Media yang digunakan sesuai dengan uji di bawah ini. Pengujian dilakukan sebelum atau bersamaan dengan pengujian sediaan.
Sterilitas
Inkubasi sebagian dari media pada suhu yang sesuai selama 14 hari. Tidak boleh ada pertumbuhan mikroba.
Uji kesesuaian metode
Lakukan uji seperti tertera pada Uji Sterilitas Produk menggunakan metode yang sama, kecuali untuk modifikasi berikut ini: Penyaringan Membran Setelah isi wadah atau isi beberapa wadah yang diuji disaring melalui membran, tambahkan inokulum dari sejumlah kecil mikroba
“viable”
(tidak lebih dari 100 koloni) ke
dalam pembilas steril terakhir yang digunakan untuk membilas penyaring. Inokulasi langsung
Setelah isi wadah atau isi beberapa wadah yang diuji (gunakan helaian untuk benang bedah dan alat-alat bedah yang digunakan dokter hewan) dimasukkan ke dalam media, tambahkan sejumlah kecil inokulum mikroba
“viable”
(tidak lebih dari 100 koloni) ke
dalam media. Uji sterilitas kemudian dapat dilakukan tanpa modifikasi lebih lanjut. Jika tidak terlihat pertumbuhan mikroba dengan jelas pada tabung yang berisi sampel secara visual, dibandingkan dengan tabung yang tidak berisi sampel , maka sampel mempunyai aktifitas antimikroba yang tidak dapat dihilangkan pada kondisi pengujian. Modifikasi kondisi ini untuk menghilangkan daya aktifitas ant imikroba dan ulangi. Uji Kesesuaian Metode Dilakukan untuk uji sterilitas pada sediaan baru, ada perubahan yang dilakukan pada kondisi pengujian.
Uji sterilitas sediaan Jumlah Bahan yang Diuji Kecuali dinyatakan lain pada bab ini atau masing-masing monografi, gunakan jumlah wadah seperti tertera pada Tabel 3. Jika isi tiap wadah mencukupi (lihat Tabel 2) isi wadah dapat dibagi sama banyak dan ditambahkan pada media yang sesuai. [Catatan Lakukan uji sterilitas menggunakan dua atau lebih media yang sesuai]. Jika isi wadah tidak cukup untuk masing-masing media, gunakan jumlah dua kali dari yang tertera pada Tabel 3. Pengujian terhadap contoh uji dapat dilakukan menggunakan teknik Penyaringan Membran atau Inokulasi Langsung ke dalam Media Uji. Gunakan juga kontrol negatif yang sesuai. Teknik Penyaringan Membran digunakan apabila sifat contoh sesuai, yaitu untuk sediaan yang mengandung air dan dapat disaring, sediaan yang mengandung alkohol atau minyak, dan sediaan yang dapat dicampur dengan atau yang larut dalam pelarut air atau minyak, dengan ketentuan bahwa pelarut tidak mempunyai efek antimikroba pada kondisi pengujian.
Penyaringan Membran Gunakan penyaring membran dengan porositas tidak lebih dari 0,45 μm yang telah terbukti efektif menahan mikroba. Sebagai contoh, penyaring selulosa nitrat digunakan untuk larutan yang mengandung air, minyak dan larutan mengandung alkohol berkadar rendah; dan penyaring selulosa asetat digunakan untuk larutan mengandung alkohol berkadar tinggi. Penyaring khusus yang sesuai mungkin diperlukan untuk sediaan tertentu (misal: untuk antibiotik). Teknik pengujian di bawah ini menggunakan membrane berdiameter l ebih kurang 50 mm. Jika digunakan penyaring dengan diameter yang berbeda, volume larutan pengencer dan pembilas harus disesuaikan. Peralatan penyaring dan membran disterilisasi dengan cara yang sesuai. Peralatan dirancang hingga larutan uji dapat dimasukkan dan disaring pada kondisi aseptik, membrane dapat dipindahkan secara aseptik ke dalam media, atau dapat dilakukan inkubasi setelah media dimasukkan ke dalam alat penyaring itu sendiri.
Larutan dalam air Jika perlu pindahkan sejumlah kecil pengencer steril yang sesuai seperti Cairan A ke dalam membran dan saring. Pengencer dapat mengandung bahan penetral dan/atau bahan inaktifator yang sesuai, misalnya pada kasus antibiotik. Pindahkan isi wadah atau beberapa wadah yang akan diuji ke dalam satu membran atau beberapa membran, jika perlu diencerkan dengan pengencer steril yang dipilih sesuai volume yang digunakan pada Uji Kesesuaian Metode, tetapi jumlah yang digunakan tidak kurang dari yang tertera pada Tabel 2 dan Tabel 3. Saring segera. Jika sediaan mempunyai daya antimikroba, cuci membrane tidak kurang dari tiga kali dengan cara menyaring tiap kali dengan sejumlah volume pengencer yang digunakan pada Uji Kesesuaian Metode. Setiap pencucian tidak lebih dari 5 kali 100 ml per membran, meskipun jika selama uji kesesuaian metode ditemukan pencucian tersebut tidak dapat menghilangkan daya antimikroba secara sempurna. Pindahkan seluruh membran utuh ke dalam media atau potong menjadi dua bagian yang sama secara aseptik dan pindahkan masing-masing bagian ke dalam dua media yang sesuai. Gunakan volume yang sama pada tiap media seperti pada Uji Kesesuaian Metode. Sebagai pilihan lain, pindahkan media ke dalam membran pada alat penyaring. Inkubasi media selama tidak kurang dari 14 hari.
Pengamatan dan Penafsiran H asil Uji Pada interval waktu tertentu dan akhir periode inkubasi, amati secara visual adanya pertumbuhan mikroba dalam media. Jika bahan uji menimbulkan kekeruhan pada media sehingga tidak dapat ditetapkan secara visual ada atau tidaknya pertumbuhan mikroba, 14 hari sejak mulai inkubasi, pindahkan sejumlah media (tiap tabung tidak kurang dari 1 ml) ke dalam media segar yang sama, kemudian inkubasi bersama-sama tabung awal selama tidak kurang dari 4 hari. Jika tidak terjadi pertumbuhan mikroba, maka bahan uji memenuhi syarat sterilitas. Jika terbukti terjadi pertumbuhan mikroba, maka bahan uji tidak memenuhi syarat sterilitas, kecuali dapat ditunjukkan bahwa uji tidak absah disebabkan oleh hal yang tidak berhubungan dengan bahan uji. Uji dikatakan tidak absah jika satu atau lebih kondisi dibawah ini dipenuhi: a.
Data
pemantauan
mikrobiologi
terhadap
fasilitas
uji
sterilitas
menunjukkan
ketidaksesuaian b. Pengkajian prosedur uji yang digunakan selama pengujian menunjukkan ketidaksesuaian c. Pertumbuhan mikroba ditemukan pada kontrol negative d. Setelah dilakukan identifikasi mikroba yang diisolasi dari hasil uji, pertumbuhan mikroba (beberapa mikroba) dapat dianggap berasal dari kesalahan pada bahan uji, atau teknik
pengujian yang digunakan pada prosedur uji steril itas. Jika pengujian dinyatakan tidak absah, lakukan uji ulang dengan jumlah bahan yang sama dengan uji awal. Jika tidak terbukti terjadi pertumbuhan mikroba pada uji ulang, maka contoh memenuhi syarat uji sterilitas. Jika ditemukan pertumbuhan mikroba pada uji ulang, maka contoh tidak memenuhi syarat uji sterilitas. Aplikasi Uji untuk Sediaan Injeksi, Sediaan Obat Mata, dan Sediaan bukan Injeksi yang Harus Memenuhi Syarat Uji Sterilitas Jika menggunakan teknik penyaringan membran, bila memungkinan gunakan seluruh isi wadah, tetapi tidak kurang dari sejumlah yang tertera pada Tabel 2, encerkan jika perlu dengan larutan steril yang sesuai, seperti Cairan A, hingga lebih kurang 100 ml . Jika menggunakan teknik Inokulasi Langsung ke dalam media, gunakan sejumlah seperti tertera pada Tabel 2, kecuali dinyatakan lain. Uji untuk bakteri dan kapang pada uji sterilitas dilakukan terhadap sediaan uji yang sama. Jika volume atau jumlah isi dalam satu wadah tidak cukup untuk pengujian, gunakan isi dari dua atau lebih wadah untuk diinokulasikan ke dalam media berbeda.
4.2.2. Uji Endotoksin Bakteri (FI edisi IV halaman 905 – 907)
Uji endotoksin bakteri adalah uji untuk memperkirakan kadar endotoksin bakteri yang
mungkin ada dalam
“Limulus
Amebocyte
atau pada bahan
uji. Pengujian
dilakukan
menggunakan
Lysate” (LAL), yang diperoleh dari ekstrak air amebosit dalam
kepiting ladam kuda, Limulus polyphemus dan dibuat khusus sebagai pereaksi LAL untuk pembentukan jenda-gel. Penetapan titik akhir reaksi dilakukan dengan membandingkan langsung enceran dari zat uji dengan enceran endotoksin baku dan jumlah endotoksin dinyatakan dalam uji endotoksin (UE) Uji Pirogen (FI edisi IV halaman 908 – 909)
Uji pirogen dimaksudkan untuk membatasi resiko reaksi demam pada yang
dapat
yang
dapat
diterima
oleh
pasien
tingkat
pada pemberian sediaan injeksi.
Pengujian meliputi pengukuran kenaikan suhu kelinci setelah
penyuntikan larutan
uji
secara intravena ditujukan untuk sediaan yang dapat ditoleransi dengan uji kelinci dengan dosis penyuntikan tidak lebih dari 10 mg per kg bobot badan dalam jangka waktu tidak lebih dari 10 menit. Untuk sediaan yang perlu penyiapan pendahuluan atau cara pemberiannya perlu kondisi khusus masing-masing monografi.
ikuti
petunuk
tambahan
yang
tertera
pada
4.3. Evaluasi Fisika 4.3.1. Bahan Partikulat dalam Injeksi (FI edisi IV halaman 981 -984)
Batas bahan partikulat yang tercantum disini berlaku untuk masing-masing bahan dalam wadah dengan volume lebih dari 100 ml injeksi volume besar dosis tunggal, untuk pemberian infus secara intravena batas ini tidak berlaku untuk ineksi dosis ganda, untuk injeksi
volume
kecil,
dosis
tunggal ataupun larutan
injeksi
yang
dikonstitusi dari zat padat steril. Uji bahan partikulat ini digunakan untuk menyatakan adanya partikel dengan sumbu terpanjang atau dimensi linier efektif 10 µm atau lain
atau
partikulat
prosedur jika
perbedaan
yang
hasil
lebih
rinci
yang diperoleh
dapat digunakan sama
untuk
meyakinkan.
lebih.
Prosedur
menetapkan
Tetapi,
bahan
jika
terjadi
atau meragukan, hanya hasil yang diperoleh dari prosedur Farmakope yang
berlaku.
4.3.2. Penetapan pH (FI edisi IV halaman 1039 -1040)
Harga pH adalah harga yang diberikan oleh alat potensiometrik (pH meter) yang sesuai, yang telah dibakukan sebagaimana mestinya, yang mampu mengukur harga pH sampai 0,02 unit pH menggunakan elektrode ion
indikator
yang
peka
terhadap
aktivitas
hidrogen, elektrode kaca dan elektrode pembanding yang sesuai seperti electrode
kalomel atau elektrode perak-perak klorida.
4.3.3. Uji keseragaman bobot dan keseragaman volume (FI edisi IV halaman 19)
Sediaan yang sebelum
digunakan sebagai
injeksi dilarutkan terlebih dahulu
harus memenuhi syarat keseragaman bobot berikut : hilangkan bagian
besar
wadah
dengan
etiket
10
wadah,
cuci
air, keringkan. Timbang satu per satu dalam keadaan
terbuka. Keluarkan isi wadah, cuci wadah dengan air kemudian dengan etanol (95%)P, keringkan pada suhu 105°C hingga bobot tetap, dinginkan, timbang satu per satu. Bobot isi wadah tidak boleh menyimpang lebih dari batas yang
tertera
pada
daftar
berikut,
kecuali satu wadah yang boleh menyimpang tidak lebih dari 2 kali batas yang tertera.
Volume isi netto tiap wadah harus sedikit berlebih dari volume yang ditetapkan. Kelebihan volume yang dianjurkan tertera dalam daftar dibawah ini.
4.3.4. Penetapan volume injeksi dalam wadah (FI edisi IV halaman 19)
Pilih satu atau lebih wadah, bila volume 10 ml atau lebih. Ambil isi tiap wadah dengan alat suntik hipodermik kering berukuran tidak lebih dari 3 kali volume yang akan diukur dan dilengkapi dengan arum suntik nomor 21, panjang tidak kurang dari 2,5 cm. Keluarkan gelembung udara dari dalam jarum dan alat suntik dan pindahkan isi dalam alat suntik, tanpa mengosongkan bagian jarum, kedalam gelasukur kering volume tertentu yang telah dibakukan sehingga volume yang volume
diukur
memenuhi
sekurang-kurangnya
40%
dari kapasitas tertera (garis-garis penunjuk volume gelas ukur menunjuk volume
yang ditampung, bukan yang dituang). Cara lain, isi wadah 10 ml atau lebih
dapat
ditentukan dengan membuka wadah, memindahkan isi secara langsung kedalam gelas ukur atau gelas piala yang telah ditara. Volume tidak kurang dari volume yang tertera pada wadah bila diuji satu per satu atau bila wadah volume 1 ml dan 2 ml, tidak kurang dari jumlah volume wadah yang tertera pada etiket bila isi digabung. Bila dalam wadah dosis ganda berisi beberapa dosis volume tertera, lakukan penentuan seperti diatas dengan seumlah alat suntik terpisah sejumlah dosis tertera. Volume tiap alat suntik yang diambil tidak kurang dari dosis yang tertera.
4.3.5. Uji Kebocoran
Pada pembuatan kecil-kecilan hal ini dapat dilakukan dengan mata
tetapi
untuk
produksi skala besar hal ini tidak mungkin dikerjakan. Wadah-wadah takaran tunggal yang masih panas setelah selesai disterilkan dimasukkan kedalam larutan biru metilen 0,1%. Jika ada
wadah-wadah
yang
bocor
maka
larutan
biru
metilen
akan dimasukkan
kedalamnya karena perbedaan tekanan di luar dan di dalam wadah tersebut. Cara ini tidak dapat dilakukan untuk larutan-larutan yang sudah berwarna.Wadah-wadah takaran tunggal disterilkanterbalik, jika ada kebocoran maka larutan ini akan keluar dari dalam.
4.3.6. Uji Kejernihan Larutan (FI edisi IV halaman 998)
Lakukan penetapan menggunakan tabung reaksi
alas datar diameter 15 mm
hingga 25 mm, tidak berwarna, transparan dan terbuat dari kaca netral. Masukkan kedalam dua tabung reaksi masing-masing larutan uji dan suspensi padanan yang sesuai secukupnya, yang dibuat segar dengan cara seperti tertera dibawah sehingga volume larutan dalam tabung reaksi terisi setinggi tepat 40 mm. Bandingkan kedua isi tabung setelah 5 menit pembuatan suspensi cahaya
padanan,
dengan
latar belakang
hitam.
Pengamatan
dilakukan
dibawah
yang terdifusi , tegak lurus ke arah bawah tabung. Difusi cahaya harus sedemikian
rupa sehingga suspensi padanan I dapat langsung dibedakan dari air dan dari suspensi padanan II.
DAFTAR PUSTAKA
Allen, L. V. 2009. Handbook of Pharmaceutical Excipients. Edisi Keenam. Rowe R. C., Sheskey, P. J., Queen, M. E., (Editor). London: Pharmaceutical Press and American Pharmacists Assosiation. Anonim. Farmakope Indonesia. 1979. Edisi Ketiga. Jakarta: Departemen Kesehatan Republik Indonesia. Anonim. Farmakope Indonesia. 1995. Edisi Keempat. Jakarta: Departemen Kesehatan Republik Indonesia. Anonim. Farmakope Indonesia. 2015. Edisi Kelima. Jakarta: Departemen Kesehatan Republik Indonesia. Ansel HC. Pengantar Bentuk Sediaan Farmasi. Edisi keempat. Jakarta: UI-Press. Badan POM. 2012. Pedoman Cara Pembuatan Obat Yang Baik . Jakarta: Badan Pengawas Obat dan Makanan RI. Kasim, F. 2013. ISO. Jakarta: ISFI Penerbitan Lawrence, A.T. 2003. Handbook on Injectable Drugs. Edisi ke 12. Bethesda: American Society of Health System Pharmacist. Martin, J. 2009. British National Formulary. Edisi ke-58. London: British Medical Association and Royal Pharmaceutical Society of Great Britain. Niazi, Sarfaraz K. 2009. Handbook of Pharmaceutical Manufacturing Formulations Second Edition Volume Six: Formulations Sterile Products. New York: CRC Press. Sukandar, E.Y. 2008. ISO Farmakoterapi. Cetakan Pertama. Jakarta: PT. ISFI Penerbitan. Sweetman, S.C. 2007. Martindale 35 The Complete Drug Reference. London: The Pharmaceutical Press.
