UNIVERSIDAD E SANTIAGO DE CHILE FACULTAD DE UÍMICA Y BIOLOGÍA PRINCIPIOS DE ISTEMAS CELULARES
“MICROSCOPÍA”
INTEGRANTES:
Francis González Javiera Tapia
PROFESOR:
Eduardo Lo ez
FECHA DE ENTREGA:
28 de abril e 2017
1. INTRODUCCIÓN Los avances tecnológicos, como la creación del microscopio, permitieron superar las limitaciones impuestas por el ojo humano y comenzar a descubrir de qué están hechos los organismos vivos. Las células, por ejemplo, son demasiado pequeñas para verlas a simple vista, pero con la ayuda del microscopio óptico fue posible observar células vivas y un mundo de organismos microscópicos móviles. El microscopio óptico utiliza la luz visible para iluminar las muestras y lentes de cristal para lograr un mínimo de resolución de 200 nm, por otro lado el microscopio electrónico, el cual utiliza haces de electrones en vez de luz visible, posee un mínimo de resolución de 0,2 nm. Si se realiza un corte muy fino de un tejido vegetal o animal y colocamos la muestra en un microscopio óptico, se puede observar que estos tejidos están divididos en miles de pequeñas células con límites bien definidos que indican la existencia de membrana de envoltura, con un cuerpo redondeado y grande en el centro llamado núcleo y con una sustancia alrededor de este ocupando el espacio interior de la célula denominado citoplasma, en el cual se encuentran las estructuras que componen la célula, pero no todas pueden ser percibidas por este tipo de microscopio. Las células que poseen núcleo las llamamos eucariontes y poseen una gran variedad de otros orgánulos con funciones especializadas, la mayoría de estos son comunes en todas las eucariontes. Por ejemplo las mitocondrias son uno de los orgánulos más destacados ya que son los que posibilitan a animales, hongos y plantas a utilizar oxigeno para extraer el máximo de energía de los alimentos que los nutren. Otro orgánulo importante es el cloroplasto, este es verde y grande,entre sus membranas contiene el pigmento ver clorofila y se encuentra solo en células de plantas y algas, permitiéndoles obtener su energía a partir de la luz solar, es decir, realizan la fotosíntesis. (Alberts, 2011) En el citoplasma, además de los orgánulos, hay una mezcla concentrada de moléculas grandes y pequeñas que realizan muchos procesos bioquímicos esenciales (Alberts, 2011). Dependiendo de la concentración de estas moléculas, en comparación con el medio extracelular, puede entrar o salir agua de la célula para mantenerse en un ambiente equilibrado. Este proceso se conoce como osmosis y consiste en el paso de agua, a favor del gradiente hacia donde hay mayor concentración de soluto. Si la concentración de soluto es mayor dentro de la célula, se dice que está en solución hipotónica y en consecuencia gana agua, se expandirá. Si la concentración es mayor en el medio extracelular, se dice que está en solución hipertónica y se produce encogimiento de la célula por la 2
pérdida de agua. Si la concentración de soluto es igual en ambos laos de la membrana, entonces la solución es isotónica. Las células animales funcionan de manera óptima en solución isotónica, por otro lado las células vegetales deben estar túrgidas para lo que necesitan solución hipotónica, de lo contrario pueden sufrir plasmólisis.
2. OBJETIVOS 2.1 Objetivo general: 2.1.1 Conocer y aprender la correcta utilización de un microscopio óptico y de las partesque lo componen, mediante la observación directa de materiales biológicos, lo que en este práctico corresponde a diferentes tipos de células.
2.2 Objetivos específicos: 2.2.1 Observar un catafilo de Allium cepa natural y luego bajo tinción con hematoxilina/eosina, utilizando un microscopio óptico a diferentes aumentos. 2.2.2 Observar e identificar cloroplastos en hoja de elodea y realizar un diagrama a escala. 2.2.3 Observar e identificar principales estructuras de muestras preparadas de Monocotiledónea y Dicotiledónea, de Ascaris y músculo estriado. 2.2.4 Observar muestras de sangre, realizando un frotis sanguíneo y determinar el efecto que producen diferentes concentraciones de sacarosa (0,1, 0,3 y 0,6 M) en la muestra original.
3. MATERIALES Y MÉTODOS 3.1 Observación de un catáfilo de Allium cepa Se otorgó por el profesor un catafilo de un bulbo de cebolla el cualse mantuvo en una placa con agua destilada, se cortó en dos el catáfilo sumergido, la primera parte fue puesta sobre un portaobjetos y cubierto con un cubreobjetos. La segunda parte del catáfilo, se sometió a tinción con hematoxilina/eosina. Primero, se sumergió al catafilo en hematoxilina durante 10 minutos,luegose lavó con agua destilada para eliminar el exceso de tinción, se trató por 30 segundos con HCL 0,2%, se lavó con abundante agua, se cubrió con eosina durante 5 minutos y finalmente, se eliminó exceso de tinción con abundante agua. Ambos catafilos (el natural y el teñido), se observaron al microscopio óptico (Axiostar Plus, Carl Zeiss), a una resolución de (10x),(40x) y (100x).
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3.2 Observación de cloroplastos en Elodea Se expuso una hoja de Elodea sumergida en agua a oscuridad, luego, se extrajo y se traspasó la muestra rápidamente al portaobjetos, ésta fue llevada al microscopio óptico(Axiostar Plus, Carl Zeiss), en donde se observó a una resolución de (10x), (40x) y (100x).
3.3 Observación de muestras preparadas A partir de muestras preparadas otorgadas por el profesor en el laboratorio (Monocotiledónea y Dicotiledónea,Ascaris y músculo estriado), se observó cada una al microscopio óptico(Axiostar Plus, Carl Zeiss) a resoluciones de (10x), (40x) y (100x), luego se registró lo observado en cada caso.
3.4 Observación de una muestra de sangre Mediante una pipeta se agregó a tres tubos de ensayos, previamente rotulados, 3mL de solución de sacarosa 0,1[M], 0,3[M] y 0,6[M], respectivamente. Luego, a cada tubo se le agregaron 3 mLde una muestra de sangre proporcionada por el profesor. Se observó la apariencia de la mezcla y se prepararon cuatro laminillas, una con la muestra de sangre original, y las otras tres con muestras obtenidas de los tres tubos de ensayos preparados anteriormente. Finalmente, se observaron las cuatro muestras al microscopio óptico(Axiostar Plus, Carl Zeiss), a diferentes resoluciones, registrando finalmente lo observado en cada muestra.
4. RESULTADOS 4.1 Observación de un catafilo de cebolla. Se observan las paredes de las células vegetales que conforman el tejido catafilo
Figura 4.1: Catáfilo de bulbo de cebolla natural A) Catáfilo a (10x) B) Catáfilo a (40x) y C) Catáfilo a (100x).
Se observan las paredes celulares y unos pequeños círculos rojos que corresponden al núcleo de las células vegetales. 4
Figura 4.2: Catáfilo de bulbo de cebolla teñido con hematoxilina/eosina A) Catáfilo teñido a (10x) B) Catáfilo teñido a (40x) y C) Catáfilo teñido a (100x). 4.2 Observación de cloroplastos en hoja de Elodea. Se observan círculos verdes que corresponden a los cloroplastos y además, en la imagen C) se observa cómo se van agrupando en la pared celular al ser expuestos a la luz solar.
Figura 4.3: Hoja de elodea A) Observada a (10x) B) Observada a (40x) C) Observada a (100x) 4.3 Observación de muestras preparadas. Se observa la estructura del tallo de una monocotiledónea, en la figura es posible apreciar haces vasculares dispuestos irregularmente en el tejido fundamental del tallo.
Figura 4.4: Muestra de Monocotiledónea A) Muestra observada a (10x) B) Muestra observada a (40x) C) Muestra observada a (100x).
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Se observa la estructura del tallo de una dicotiledónea, en la figura es posible apreciar haces vasculares dispuestos de forma concéntrica formando un anillo que delimita el tejido fundamental del tallo.
Figura 4.5: Muestra de Dicotiledónea A) Muestra observada a (10x) B) Muestra observada a (40x) C) Muestra observada a (100x). Se observan las células de Ascaris en el proceso de división celular, a una mayor resolución se observa este proceso de manera más detallada.
Figura 4.6: Muestra de Ascaris A) Muestra observada a (10x) B) Muestra observada a (40x) C) Muestra observada a (100x). Se observan fibras musculares longitudinales y una mayor resolución (Figura B y C), se observan pequeños núcleos celulares.
Figura 4.7: Muestra de músculo estriado A) Muestra observada a (10x) B) Muestra observada a (40x) C) Muestra observada a (100x).
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4.4 Observación de una muestra de sangre Se observa gran concentración de eritrocitos en la muestra de sangre que no está disuelta, por otro lado, se observa una disminución en la cantidad de eritrocitos tanto en la solución 0,1M como en la 0,6M.
Figura 4.8: A) Muestra de sangre a (10x) B) Muestra con solución 0,1M de sacarosa a (40x) C) Muestra con solución 0,6M de sacarosa a (40x). Se observan gran concentración de eritrocitos en la muestra de sangre con solución 0,3 M de sacarosa, similar a la observada en muestra de sangre no disuelta.
Figura 4.9: Muestra de sangre con solución de sacarosa 0,3M A) a (10x) B) a (100x). 5. DISCUSIÓN 5.1 Observación de un catáfilo de cebolla Al observar el catafilo de Allium Cepa sin tinción, se observa en la figura 4.1A, las células vegetales conformando una red ordenada en el catáfilo, en la estructura celular se puede apreciar la pared celular y el medio citosólico. Al aumentar la resolución no es posible observar otra estructura. Analizando el catáfilo bajo tinción con hematoxilina/eosina (Figura 4.2), se observa un contorno redondeado dentro del citoplasma, al ir aumentando la resolución (Figura 4.2 A, B y C) se puede observar ese contorno más detalladamente, el cual corresponde al núcleo de la célula vegetal. La hematoxilina y eosina son colorantes de uso frecuente para el estudio de la composición, estructura y características de los tejidos orgánicos de los seres vivos. Desde un punto de vista 7
estructural, la hematoxilina no es un colorante básico, pero tiene propiedades tintoriales muy semejante a las de las anilinas básicas. Los colorantes básicos reaccionan con los componentes aniónicos de las células y los tejidos. Por otra parte, la eosina corresponde a un colorante ácido, los colorantes ácidos reaccionan con los grupos catiónicos de las células y los tejidos (Michael H. Ross, 2008). Gracias a esta característica de los colorantes, es posible observar el núcleo celular inmerso en el citoplasma, ya que la hematoxilina reacciona con las cargas negativas presentes en los ácidos nucleicos del ADN. En cambio, la eosina reacciona con las cargas positivas del citoplasma celular.
5.2 Observación de cloroplastos de elodea. Se observaron pequeños círculos verdes que corresponden a los cloroplastos de la hoja de elodea, pero además en la experiencia se vio como estos cloroplastos se fueron agrupando en las paredes de las células luego de que la hoja fuera expuesta a la luz solar. Este fenómeno se debe a que los cloroplastos son los que contienen a la clorofila, cuando se mantiene una planta en la oscuridad su color verde desaparece y cuando se la coloca otra vez a la luz, el color reaparece (Alberts, 2011).
5.3 Observación de muestras preparadas. 5.3.1 Monocotiledónea y dicotiledónea:
En las figuras 4.4 y 4.5 es posible observar dos clases de tallos de Angiospermas, las monocotiledóneas y dicotiledóneas, respectivamente. Ambas son plantas vasculares, el sistema de tejidos vasculares es el encargado de transportar materiales entre raíces y tallos. En la mayor parte de monocotiledóneas el tejido vascular está formado por numerosos haces vasculares dispersos a través del tejido fundamental, lo que es posible apreciar en la figura 4.4 A donde se observan dos haces vasculares dispersos irregularmente en la médula de la monocotiledónea. Por otra parte, en la mayoría de las dicotiledóneas, el tejido vascular forma un anillo. En la imagen 4.5A se puede observar este anillo conformado por una serie de haces vasculares que se encuentran muy próximos unos de otros. La médula es la región que queda encerrada por el tejido vascular. El tejido vascular contiene al xilema, al floema y a otros tejidos accesorios dependiendo del grupo al que la planta pertenece.
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En la imagen 4.4 B y C se observa en aumento el haz vascular de la Monocotiledónea en donde se encuentra el xilema (denotado por “a” en la imagen 4.4 B) y el floema (denotado por “b” en la imagen 4.4 B) Por otra parte, en la dicotiledónea (figura 4.5) el floema se ubica más cerca del centro, mientras que el xilema se ubica más cerca de la superficie del tallo, al contrario de la monocotiledónea en donde estas estructuras se encuentras dentro de cada haz vascular disperso en el tejido fundamental (José R. Alonso Peña, 2011). 5.3.2 Ascaris:
De la muestra de Ascaris, es posible observar que las células se encuentran en distintas fases del proceso de mitosis. A partir de la imagen 4.6 se puede apreciar que algunas células se encuentran en telofase y otras en citocinesis. Se puede observar que un número de células en telofase, tienen sus núcleos relativamente unidos, en cambio otras células, tienen sus núcleos ya divididos. Las células en citocinesis tienen un espaciado entre ellas, demostrando una división en el citoplasma. 5.3.3 Músculo estriado:
El tejido muscular tiene a su cargo el movimiento del cuerpo y de sus partes y el cambio de tamaño y forma de los órganos internos. Este tejido se caracteriza por poseer conjuntos de largas células especializadas dispuestas en haces paralelos, cuya función principal es la contracción (Michael H. Ross, 2008). La característica estructural más importante de estas células a característica es la presencia de miofilamentos de dos tipos, filamentos delgados de actina y filamentos gruesos de miosina. En las células musculares estriadas los miofilamentos se disponen ordenados en unidades morfológicas y funcionales denominadas sarcómeras que dan lugar a una estriación transversal característica. El citoplasma (también denominado sarcoplasma) está mayoritariamente ocupado por miofilamentos dispuestos en sentido longitudinal (Ricardo Paniagua,2007). En la figura 4.7 Se pueden observar fibras (células) musculares largas y dispuestas paralelamente que conforman el tejido muscular. Las fibras parecen ser de diferentes grosores se encuentran rodeados por una región blanca denominada endomisio, el cuál es un tejido convectivo que delimita cada fibra muscular manteniéndolas unidas. A una resolución mayor (figura 4.7 A y C) se puede observar que estas células contienen núcleos orientados periféricamente, sin embargo, no es posible apreciar las estriaciones transversales características. 9
5.4 Observación de muestras de sangre. Al observar la figura 4.9 se aprecia que la cantidad de eritrocitos es similar a la observada en la muestra de sangre pura (figura 4.8 A), por lo que se puede decir que las células se encontraban en un medio isotónico en la solución 0,3M de sacarosa. Se observa que la cantidad de eritrocitos en la muestra con solución 0,1M de sacarosa (figura 4.8 B), es inferior a la observada en muestra de sangre no disuelta, además se aprecia que las células están hinchadas, por lo que se puede decir que la solución es hipotónica y que la disminución en la concentración es debido al estallido de células debido a la presión producida por el exceso de liquido ingresado. En la muestra de sangre con solución 0,6M de sacarosa (figura 4.8 C) se observa que el volumen de los eritrocitos es inferior que el de los de la sangre pura y además su concentración también es menor. Lo apreciado es debido a que la solución es hipertónica, produciéndose destrucción de células por deshidratación.
6. CONCLUSIÓN 6.1 Se identifica claramente el núcleo y pared de celular de catáfilo de Allium Cepa a través del microscopio (a 10x,40x y 100x), gracias a una tinción con hematoxilina/eosina.
6.2 Se identificaron los cloroplastos de la hoja de elodea y se aprecio la interacción entres los cloroplastos y la luz solar.
6.3 Se identificaron principales estructuras de muestras preparadas de Monocotiledónea y Dicotiledónea, de Ascaris y músculo estriado.
6.4 Se observo el efecto producido por soluciones con distintas concentraciones de sacarosa a los eritrocitos de una muestra de sangre.
7. REFERENCIAS 7.1 Alberts, Bray, Hopkin, Johnson, Lewis, Raff, Roberts, Walter (2011). Introducción a la biología celular. 3ª ed. Editorial médica panamericana (México). pp: 6-19.
7.2 Michael H. Ross y WojciechPawlina (2008). Histología: texto y atlas color con biología celular y molecular. 5ª ed. Editorial médica panamericana (Buenos Aires). pp: 6-7, 304-306.
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7.3 Ricardo Paniagua (2007). Citología e histología vegetal y animal. 2 vols. 4ª ed. Editorial McGraw-Hill Interamericana. pp: 643-647.
7.4 José R. Alonso Peña (2011). Manual de histología vegetal. Ediciones Mundi-Prensa (MadridMéxico) pp: 115-123, 125, 151-155.
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