I.
INMOVILIZACIÓN DE MICROORGANISMOS
La inmovilización de microorganismos ha sido estudiada durante las últimas décadas como la solución y el mejoramiento de sistemas de tratamiento de aguas, suelos y aires contaminados. Algunos de los aspectos más importantes considerados en esta técnica son expuestos a continuación, así como algunas aplicaciones ambientales.
1. Pre-requisitos para lograr una inmovilización. inmovilización. Korkoutas y colaboradores (2004) indican que para lograr una inmovilización que sea eficaz para el proceso a realizar, se deben tener en cuenta que los espacios que se usarán como soporte de inmovilización cumplan con ciertos parámetros tales como la presencia de una superficie de adherencia amplia, que sea de fácil operación y regeneración; debe tener buena porosidad con el fin de permitir un intercambio constante de sustratos, productos, gases, etc.; debe tener una buena estabilidad química, biológica, mecánica y térmica, así como resistente a enzimas, solventes o cambios de presión. En cuanto a las células a inmovilizar, afirman que estas deben ser viables y deben mantener un metabolismo activo por periodos largos, así como su metabolismo no debe verse afectado por los procesos de inmovilización.
2. Ventajas de la la inmovilización inmovilización de células. células. La inmovilización de diferentes microorganismos en diversos soportes que van desde los biodegrada- bles como residuos orgánicos o agroindustriales, hasta aquellos de difícil o nula degradación como plásticos y fibras de vidrio han permitido el interés y el desarrollo de nuevas tecnologías debido a algunas ventajas que presentan como son:
Concentración de biomasa. Actividad metabólica Resistencia a la toxicidad
2.1.
Concentración de biomasa.
Algunos estudios han demostrado que en ecosistemas acuáticos, la concentración de biomasa inmovilizada es superior a la encontrada en un sistema donde la biomasa se encuentra libre. (Cohen, Y., 2001) Esto posiblemente se deba a que en los sistemas de agua, la biomasa puede ser arrastrada impidiendo que se mantenga o que aumente su concentración.
Sin embargo, Kourkoutas y colaboradores (2004) reportan que en la inmovilización de levaduras en perlas de alginato de calcio, la concentración de biomasa adicionada no disminuye, pero tampoco aumenta, debido a que las células se encuentran atrapadas impidiendo su crecimiento y reproducción. En la inmovilización de microalgas en perlas de alginato, la concentración de biomasa también se ve controlada, esto debido a que el espacio dentro de la perla no permite un aumento en la densidad celular; también explican como en este caso, la cantidad de luz que sea capaz de pasar a través de la perla será un factor indispensable para el incremento de la biomasa, así como la cantidad de nutrientes disponibles para las micro-algas (Moreno, I., 2008).
2.2.
Actividad metabólica
Varios estudios han demostrado que el metabolismo de las células inmovilizadas es mucho mayor en comparación al presentado por células libres (Pol- prasert et al., 1989) (Angelova et al., 2000) (Navarro y Durand, 1977). El incremento en la actividad metabólica, puede deberse a diferentes factores; Madigan y colaboradores (1997), afirman que gracias al incremento de la biomasa en el soporte, así como la concentración de nutrientes alrededor del soporte, permitirán que se presente este incremento. De igual forma debido a que tanto el soporte como la misma biopelícula que algunos de estos microorganismos forman, atrapan gran parte de los nutrientes y sustancias presentes en el medio, estos estarán más disponibles para las células inmovilizadas, que si estuvieran libres. (Cohen, Y., 2001). Senthilnathan y Ganczarczyk (1990), Lazarova y Manem, (1995) y Cohen (2001) han sugerido que al estar inmovilizados algunos microorganismos pue¬den “encender” genes específicos que permiten un incremento en el metabolismo de
estos. Se ha reportado que la disminución del pH al interior de las perlas de alginato de calcio, permite un aumento en el metabolismo celular. La disminución del pH se debe a que la membrana citoplasmática incrementa la permeabilidad a protones, permitiendo que se dé un consumo superior de ATP, lo cual se ve reflejado en el incremento del metabolismo (Galazzo y Bailey, 1990).
2.3.
Resistencia a la toxicidad
En un estudio reportado por Marrie y Costerton, (1981), en el cual realizaron pruebas con diferentes concentraciones de antisépticos, encontraron que aquellos microorganismos que eran capaces de formar algún tipo de aglomeración o biopelícula, tenían mayor resistencia que aquellos que no la formaban. Este fenómeno, es atribuido a diferentes razones entre las cuales se encuentran las diferencias fisiológicas entre los microorganismos inmovilizados y los de crecimiento libre; también es atribuido a la concentración de nutrientes alrededor de la matriz, lo cual permite que los microorganismos sobrevivan a las altas concentraciones de compuestos tóxicos. Por último, la matriz de exopolisacáridos formada por los mismos microorganismos, reduce la difusión de las sustancias tóxicas hacia el interior de la biopelícula, gracias a la carga neutra o polianiónica que puede tener el tipo de exopolisacárido que sea, protegiendo así a los microorganismos que la componen. (Lazarova y Manem 1995)(Naza, J., 2007)
II.
TÉCNICAS DE INMOVILIZACIÓN DE MICROORGANISMOS.
Dependiendo de la forma en que se induce la inmovilización, esta se clasifica en: inmovilización pasiva e inmovilización activa (Moreno, I., 2008)
1. Inmovilización pasiva Algunos microorganismos de forma natural tienden a formar aglomerados o unirse a superficies y crecer en ellas. Esta interacción con superficies puede darse por la presencia de estructuras celulares como la cápsula y las fimbrias en el caso de las bacterias, y en el caso de los hongos sus propias hifas. Durante la inmovilización pasiva puede darse un proceso de formación de biofilms el cual tan solo de un 15 - 25% corresponde a células vivas. El porcentaje restante está compuesto por agua en su mayoría, exopolisacáridos (EPS), proteínas y ácidos nucleicos; estos 3 últimos compuestos son conocidos como sustancias poliméricas extracelulares (SPE). Son complejas estructuras, con sistemas de canales de agua y aireación, los cuales permiten el transporte de nutrientes, desechos, oxígeno, y agua, entre otros. Gracias a estos canales se generan diferentes gradientes de tensión de pH y oxígeno, lo cual permite que se desarrollen micronichos y diversos grupos bacterianos (Korkoutas et al., 2004) La formación de la biopelícula se da en 4 pasos principalmente (Fig. 1). Durante el primer paso, las células perciben una superficie de adherencia y forman una unión activa reversible por medio de fimbrias, apéndices, pilis, o proteínas de superficie. Durante la segunda fase se produce un incremento de la biomasa celular,
formando microcolonias alrededor del área de adherencia, así como la formación de EPS permitiendo que sea una unión irreversible. La composición del exopolisacárido puede variar según el tipo de microorganismo o las condiciones ambientales, los principales componentes son alginato, N-acetil-glucosa-mina, glucosa, y galactosa. Durante el tercer paso, la biopelícula crece y madura, permitiendo la adhesión de nuevas colonias bacterianas. Luego de la maduración, se da el último paso, en el cual células individuales o conglomerados se desprenden de la biopelícula por erosión, abrasión o separación para formar nuevos conglomerados. (Nazar, J., 2007)
Fig. 1 Formación de biopelículas. Modificado de http://prometheus.mse.uiuc.edu/glossary/biofilms/
Gracias al mecanismo de quorum-sensing, se da una señalización al interior de biopelícula, permitiendo que se mantengan las condiciones dentro de la misma. Esta señalización se da mediante oli- gopéptidos y acil-homoserina-lactonas. (Nazar, J., 2007) Este tipo de inmovilización ha sido usada en muchos ensayos en diferentes tipos de matrices tanto naturales como sintéticas. Germeiner y colaboradores (1994), demostraron que los matrices orgánicos tienen mayor adsorción de la que pueden brindar las matrices sintéticas. Esto se debe a que los materiales orgánicos tienen mayor cantidad de grupos radicales como amino, carboxil, entre otros; así como una mayor cantidad de nutrientes, lo cual permite una adherencia y crecimiento más eficaz. (Cohen, Y., 2001)
El estropajo, es una fibra vegetal proveniente del fruto de la Luffa, esta fibra es obtenida una vez se ha secado el fruto y se ha retirado el pericarpio del fruto (Fig. 2). El no ser tóxico, ni reactivo, así como su bajo costo, permite que sea usado ampliamente en la inmovilización de microorganismos como Chlorella sorokiniana, Porphyridium cruentrum, Penicillium cyclo- pium, Funalia trogii, entre muchos, en la remoción de diversas sustancias tóxicas como metales, colo¬rantes, sustancias cloradas, entre otras. (Mazmanci y Ünyayar, 2005) Mazamanci y colaboradores (2005) reportan que al inmovilizar Funalia trogii en estropajo, y adicionarla una vez inmovilizada a una solución con el colorante Negro. Reactivo 5, este fue degradado hasta un 99% luego de 4 días, sin necesidad de adicionarle ninguna fuente de carbono o nitrógeno adicional. Igualmente estudios realizados por Patta- nasupong y colaboradores (2004), reportan el uso de este mismo soporte, así como el uso de fibras de coco para la inmovilización de un consorcio bacte¬riano, el cual fue utilizado para la degradación del fungicida Carbendazim (metil-2-benzimidazol carbamato; MBC). En este estudio se encontró que después de 4 días de cultivo se logró obtener una degradación del 95 y 80% del MBC, en cada uno de los soportes respectivamente; un porcentaje de degradación muy superior al obtenido por el consorcio bacteriano en crecimiento libre, el cual fue de tan solo un 12%.
Fig. 2 Esponja vegetal o estropajo (Luffa cilindrica). http://cgi.ebay.it/LUFFA-CILINDRICA
Castillo y González (2007), reportan que al inmovilizar la biomasa de Trametes versicolor en este mismo soporte, luego de cuatro días de exposición a una solución del colorante Negro Reactivo 5, se logró una decoloración del 92% y genera una remoción de 69.27% luego de tres ciclos repetitivos durante 12 días. Akhtar y colaboradores, (2004) reportan el uso del estropajo como soporte de inmovilización para Chlorella sorokiniana, en la remoción del Niquel (II) de soluciones acuosas, demostrando una efectividad superior a la mostrada por las células libres en un 25%, luego de 20 minutos de exposición. Asimismo, se ha utilizado la fibra de Agave tequilana Weber en la inmovilización de hongos y bacterias (Garzón, 2008) para la degradación de colorantes textiles de diferentes clases químicas (Fig. 3).
Fig. 3 Microscopía de barrido electrónico para la inmovilización de Klebsiella sp sobre fibra de Agave tequilana Weber. A 2000x.
En la degradación de pesticidas como el DDT, Barragán y colaboradores (2007) reportan el uso de granos de café como matriz de inmovilización de diferentes grupos bacterianos, los cuales crean micronichos microaerofílicos y anaerobios dentro de los poros del café, permitiendo así la degradación total del DDT al no producirse intermediarios como el DDD y el DDE (Fig. 4).
Fig. 4. Microfotografía mostrando la colonización bacteriana en los poros del grano verde de café.
En el estudio realizado por Iqbal y Saeed (2006), Phanerochaete chrysosporium fue inmovilizado en fibra de madera de papaya, con el fin de remover Zn(II) de una solución acuosa, donde luego de una hora removió 66.17mg/g del metal, un 41.93% más que lo removido por el hongo en crecimiento libre; luego de un proceso de deserción se pudo recuperar un 99%, lo cual permitió la reutilización del soporte y el microorganismo inmovilizado. Otra aplicación que puede darse para la biomasa inmovilizada en fibras naturales, es en la utilización de esta en reactores de lecho empacado, en donde las matrices con biomasa inmovilizada es usada para la degradación de sustancias tóxicas como clorofenoles. En investigaciones realizadas, se reporta el uso de cubos de madera para la inmovilización de hongos de podredumbre blanca como Phanerochaete chrysosporium, donde el 4-cloro- fenol, fue degradado en un rango de 71.1 - 83 % en condiciones de ausencia de fuente de Carbono y Nitrógeno adicional. (Jin, et al., 1998) En cuanto a materiales sintéticos diversos estudios han demostrado el uso efectivo de diversos materia¬les (Fig. 5) como vidrio o cerámicas porosas en algunos casos es adicionado Fe+3 , o ser tratados con policationes, quitosan u otros químicos con el fin de facilitar la colonización del soporte (Cohen, Y., 2001).
Fig. 5 Materiales diversos utilizados en la inmovilización de biomasa.
Díaz y colaboradores (2002), luego de realizar un estudio sobre la degradación de petróleo por un consorcio de bacterias halotolerantes inmovilizadas en fibras de polipropileno, reportaron que el consorcio fue más efectivo estando inmovilizado, debido a la estabilidad brindada por el soporte y a que sus propiedades físicas permitieron un mayor aprovechamiento del petróleo. También reportan como la estabilidad del soporte o del consorcio no se vio afectada pese a las condiciones de salinidad a las que fueron sometidos.
Fig. 6 Microscopía de barrido electrónico para la inmovilización pasiva de T. versicolor en espuma de poliuretano a 200x. (Castillo & González, 2007)
Fava y colaboradores (1996), informan los resultados obtenidos al inmovilizar un consorcio bacteriano identificado como ECO3, en tres diferentes soportes de inmovilización, los cuales fueron perlas de vidrio, perlas de sílice, y cubos de poliuretano, con el fin de observar la declorinación de bifenilos poco clorados. Terminado el estudio demostraron que la declorinación y degradacion de PCB incrementó al inmovilizar el consorcio ECO3. De igual forma se demostró que la biomasa inmovilizada en perlas de sílice tiene mayor capacidad de declorinación que la inmovilizada en vidrio y poliuretano; así como tienen mayor capacidad de reducción del PCB que el poliuretano pero la misma capacidad que las perlas de vidrio. Sin embargo la mayor concentración de biomasa fue inmovilizada por las perlas de vidrio, seguida por las perlas de sílice y los cubos de poliuretano,
respectivamente; indicando que la cantidad de biomasa inmovilizada no tenía una relación directa con la degradación y declorinación del PCB. El poliuretano al igual que el polivinil, son materiales ampliamente usados en la inmovilización de microorganismos gracias a su resistencia a condiciones ambientales diferentes (Fig. 6). Se ha reportado el uso de estas sustancias en la inmovilización de Scenedesmus obliquus para la remoción de metales en agua (Urrutia, et al., 1995). Yamaguchi y colaboradores (1999) igualmente reportan el uso de espuma de poliuretano en la inmovilización de Prototheca zopfii, en la degradación de hidrocarburos. La espuma de polivinil fue usada por Doronina y colaboradores, (2006) en la inmovilización de Pseudomonas esterophilus, para la biodegradación de 510 ppm de etilacetato y 520 ppm de metilace- tato, logrando una degradación del 100% de los dos compuestos luego de cuatro días de contacto de la solución contaminada con la biomasa inmovilizada. Wang y Li, (2007) reportaba el uso de carbón activado y de una membrana de un polímeto con el fin de inmovilizar una cepa aislada de suelo contaminado, Pseudomonas putida. Se utilizó en un reactor, en el cual se puso en contacto con el medio y contaminado con fenol. Luego de 24 horas el fenol fue removido y se demostró que dicho proceso se había dado en cuatro pasos. Adsorción por el soporte, remoción por biodegradación y por absorción de las membranas celulares, biodegradación por parte de las células inmovilizadas y las células en suspensión, y por último la bio-regeneración, donde la concentración de biomasa en el reactor aumentó. La degradación de fenoles fue superior al adicionar el carbón activado granular, esto debido a que el carbón activado aumento la capacidad de sorción del fenol, así como facilito el transporte de este hacia las células. Mileva y colaboradores, (2008) reportan el uso de carbón activado para la inmovilización de Klebsiella oxytoca 8391, en la biodegradación de 1,2dicloroetano. Se reporta como la inmovilización de K. oxytoca 8391 en carbon activado, aumenta notablemente la biodegradación del compuesto tóxico, así como brinda una mayor protección a el micro-organismo frente a las concentraciones tóxicas de este mismo compuesto. Igualmente gracias al modelo matemático creado y probado en este estudio, demuestran que la liberación de células inmovilizadas es mínima y éstas no realizan biodegradación del 1,2dicloroetano. El carbón activado también ha sido usado en biodegradación de fenoles a concentraciones de 0.2, 0.4, y 0.6 g/L en aguas residuales. La degradación máxima fue realizada por Pseudomonas pictorum, quién produjo un porcentaje de
degradación de 95.2%, a un pH de 7.6, una concentración de carbón de 1.12g/L, y una concentración de fenol de 0.229 g/L; este resultado se mantuvo constante, demostrando que P. pictorum inmovilizada es capaz de mantener un alto nivel de degradación durante un largo tiempo de colonización. (Annadurai, et al., 2000) Al realizar tratamiento de residuos en plantas de tratamiento industriales, uno de los métodos más implementado es el uso de digestores anaerobios; sin embargo para que sea un proceso realmente efectivo, es necesario mantener constante una alta concentración de biomasa. Dadas estas circunstancias, García y colaboradores (1997), realizaron un estudio donde se evaluó la efectividad de las perlas de vidrio poroso (SIRAN) en un reactor de lecho fijo, usado a condiciones termofílicas, para la degradación de las vinazas del vino. Luego del estudio llegaron a la conclusión de que gracias a las características del soporte como los diferentes tamaños de poro que presenta, así como su amplia superficie favorecen la adhesión del microorganismo al soporte. Observaron que durante la colonización de este soporte, sin importar el microorganismo, se diferencia claramente tres pasos: una fase de latencia, una de formación de la biopelícula, y una final de estabilización de la biopelícula. Sin embargo al presentarse un sistema de alimentación por cargas la fase de latencia inicial se ve reducida a unas pocas horas y facilita la estabilización de la población bacteriana, logrando que la biomasa llegue a una concentración del 93% de los sólidos volátiles al finalizar el proceso; este valor supera la inmovilización lograda en procesos de inmovilización en (GAC) carbón activado granular reportados por Fox (1990). Adicionalmente afirman que la colonización del soporte se dará de las partes más internas como grietas y poros, hacia la superficie; este proceso puede darse gracias a que estas irregularidades de la superficie proporcionan protección a los microorganismos facilitando la adhesión inicial de estos al soporte. Reportes similares sobre la forma de colonización de los soportes, fueron dados por Barragán y colaboradores (2007) donde indica, como la colonización sobre GAC se dio desde la parte interna hacia la externa facilitando la creación de microambiente anaeróbicos (que facilitaron la degradación de colorantes textiles hasta su mineralización, al darse ambientes aerobios y mismo soporte). anaerobios en el
Fig 7. Crecimiento de Pseudomonas sp dentro de los poros de carbón activado a 10, 000x (Barragán, 2004).
2. Inmovilización activa Dentro de las técnicas de inmovilización activa, o inmovilización artificial pueden distinguirse el ataque químico, atrapamiento en geles de polímeros naturales o sintéticos, y el uso de agentes floculantes. (Moreno-Garrido, 2008). Los agentes floculantes se usaron inicialmente con el fin de sedimentar partículas suspendidas, evitando así el uso de técnicas como la centrifugación. Actualmente pueden usarse con el fin de permitir que células que por su naturaleza propia no tienden a aglomerarse, lo hagan, permitiendo así el atrapamiento de otras sustancias suspendidas en el medio (Kourkoutas, et al., 2004). En cuanto a agentes floculantes, el quitosano ha sido, por excelencia, el compuesto más usado (Moreno-Garrido, 2008). El quitosano (Fig 8), es un polisacárido lineal compuesto de cadenas distribuidas aleatoriamente de P-(1-4) D-glucosamina (unidades deacetiladas) y N-acetil-D-glucosamina\ (unidad acetilada), el cual es extraído de la quitina. Posee una carga positiva, y es soluble e medios ácidos. (Kean, et al, 2005)
Fig. 8 Estructura química de la Quitina y del Quito- sano. http://www.tecsup.edu.pe/webuds/web/publicacion/publicacion7/index.htm
Presenta grupos aminos cargados positivamente, los cuales le permiten tener una alta afinidad por partículas cargadas negativamente. Es un medio comúnmente usado en bioremediación de aguas residuales con altos contenidos de metales a través de la inmovilización de algas (Moreno-Garrido, 2008). Este tipo de inmovilización es muy variable, factores como composición de la pared celular, pH, oxígeno disuelto y la composición del medio, puede hacer que la cantidad de células cambie. El atrapamiento en una matriz porosa, es uno de los procesos más utilizados. Este puede darse en polímeros sintéticos (resinas, acrillamidas, poliure- tanos), proteínas (gelatina, colágeno, albúmina de huevo), o polisacáridos naturales (agares, carragrenanos o alginatos) (Moreno-Garrido, 2008).Consiste en la inmovilización de células dentro de una matriz, la cual impide la difusión de las células en el medio, pero permite el paso de metabolitos y nutrientes (Kourkoutas, et al., 2004). El procedimiento general para el atrapamiento de las moléculas en gotas de polímeros, consiste es suspender el microorganismo a inmovilizar en una solución líquida que contiene los monómeros de la macromolécula. Para la gelificación de esta mezcla se usan diferentes métodos de acuerdo a la naturaleza del polímero a usar. Entre los métodos a usar se encuentran la disminución o aumento de temperatura, la gelificación ionotrópica de macromoléculas con cationes multivalentes, y otros métodos químicos como la adición de las gotas a un buffer enfriado en hielo o en diferentes soluciones químicas (Cohen, Y., 2001). Este tipo de inmovilización, puede tener como problema que las células libres del medio se ubiquen sobre la superficie de la esfera y degraden está permitiendo la liberación de la biomasa inmovilizada. Para solucionar este problema, se ha implementado el uso de esferas de gel con un núcleo interno que contiene las células inmovilizadas (Fig. 9) y una capa externa protectora que impide su liberación. (Ramon-Portugal et al., 2003) (Kourkoutas, et al., 2004). Algunas de las ventajas que ofrece este tipo de inmovilización, es que permite la inmovilización de una alta concentración de biomasa, ofrece una alta resistencia a sustancias tóxicas presentes en el medio, permite la inmovilización de diferentes especies de microorganismos, separados físicamente unos de otros, entre muchos (Cohen, Y., 2001).
La inmovilización de células en este tipo de matrices ha sido ampliamente aplicada en biorremediación (Tabla 1).
Fig. 9 Modelo de inmovilización en matriz porosa. Blanco y colaboradores (1999), describen el uso de un polímetro sintético, el polisulfano, y una resina epóxica, para la inmovilización de células de Phormidium laminosum, una cianobacteria con la capacidad de absorber metales pesados como Cu (II), Ni (II) y Zn (II). Bandhyopadhyay y colaboradores (1999), reportan el uso de gotas de alginato de calcio, en la inmovilización de una cepa de Pseudomonas putida MTCC1194, para la biodegradación de fenol. Chitiva y colaboradores (2003), también reportan el uso de Pseudomonas spp., en la biodegradación del fenol. Como matrices de inmovilización se usaron polímeros de poliuretano (inmovilización pasiva), alginato y una mezcla con alginato y alcohol poli- vinílico (inmovilización activa); estos se compararon entre sí y contra un cultivo de células libres. Gracias a la adición de un polímero con grupos OH- en el gel de alginato, y a su interacción con los grupos amino de la pared celular del microorganismo, se permitió una mayor concentración celular e esta matriz, pero la degradación de fenol no se vio aumentada lo cual indica que la concentración de biomasa, no es proporcional a la biodegradación la cual fue de 100% para todos los matrices. Las perlas de alginato han sido reportadas en la inmovilización de Pseudomonas sp., para la degra¬dación de p-Cresol (O'reilly, et al. 1989), de etil- benceno (Parameswarappa, et al., 2008). La inmovilización de Pseudomonas luteola fue estudiada por Chang y colaboradores (2001), en la degradación del colorante Rojo reactivo 22. P. luteola, fue inmovilizada en tres diferentes matrices, Alginato de calcio (CA), Kcarragenano (CGN) y poliacrilamida (PAA).
En comparación con las células libres, las células de P.luteola inmovilizadas tienen mayor resistencia a las variaciones de pH y oxígeno disuelto presentando además una mayor estabilidad al ser usadas durante varios ciclos de decoloración. Pese a que se presenta una buena decoloración en el tratamiento realizado con células inmovilizadas en alginato de calcio y K-carragenano, la inmovilización en poliacrilamida, es mejor que en células libres, alginato de calcio y K-carragenano. Pseudomonas putida, inmovilizada en alginato de calcio, carragenano y agar; fue usada en la biode- gradación de cianidas, cianatos y tiocianatos de amonio y dióxido de carbono, producidas en la minería y extracción de metales. El mejor índice de biodegradación, fue reportado por las células de P.putida inmovilizadas en alginato de calcio, mineralizándose los compuestos hasta NH3 y CO2. (Chapatwala, et al., 1998).
Tabla 1. Comparación entre polímeros naturales (Carrageno y alginato) y polímeros sintéticos (PVA, polietilen glicol (PEG) y policarbomil sulfato (PCS)) usados en la inmovilización microbiana, aplicado en el tratamiento de aguas
residuales domésticas. (Modificado de Llenen, et al., 1996) Las gotas de alginato de calcio, también pueden ser utilizadas en la inmovilización de cepas fúngicas. Domínguez y colaboradores (2005) reportan el uso de esta matriz en la inmovilización de Trametes versicolor, para la decoloración de colorantes sintéticos textiles. Los resultados obtenidos indican que luego de 40 días de operación de la biomasa inmovilizada en un reactor, las biopartículas mantuvieron su forma y consistencia y no presentaron problemas de operación. Igualmente reportaron altos porcentajes de decoloración en un tan solo 24 horas, 96% para Índigo y 69% para rojo de fenol.
Ramsey y colaboradores usan este mismo tratamiento en la remoción de Amaranto, Negro Reactivo 5, Azul Reactivo 19 y Negro Directo 22, donde la decoloración de las soluciones con estos compuestos fue casi completa; sin embargo notaron que las perlas que fueron colonizadas podían fracturase fácilmente. Otro polímetro usado para la inmovilización de microorganismos por atrapamiento, es el agar. El agar puede ser usado en esferas o en fibras. Un consorcio de microorganismos conformado por un grupo bacteriano oxidador del fenol, Methanoth-rix y un microorganismo metanogénico degradador de H2 fue inmovilizado en filamentos delgados de agar, previamente tratados con CO2 y N2 para hacer anaeróbica la matriz. Luego de tratar una solución que contenía una concentración de fenol, durante un mes, este fue convertido en CH4 y CO2. La inmovilización protegió el consorcio de la toxicidad que altas concentraciones de fenol pueden producir; de esta forma concentraciones de 500 ug/mL disminuyó la tasa de degradación de los microorganismos en crecimiento libre, pero una concentración de 1000 ug/mL logró disminuir la tasa de degradación del fenol en microorganismos inmovilizados. Una concentración de 2000 ug/mL logró inhibir totalmente la degradación por parte de las células libres, pero las células inmovilizadas aun a esa concentración presentaban un alto índice de degradación. (Dwyer, et al., 1986). Gardin y colaboradores, (2001) reportan la co¬inmovilización muy efectiva de microorganismos aerobios y anaerobios, en perlas de gel de kcarragenano/gelatina (2%p/p), para la degradación de 2, 4,6-triclorofenol (2, 4,6TCP). El tratamiento se dio en un reactor USB, en anaerobiosis, donde se controlaron las condiciones de temperatura y pH, entre otros. El 2, 4,6-TCP fue degradado a 2,4-DCP y 4-CP. Las concentraciones residuales de este último, causaban la inhibición de una mineralización completa. En otro estudio realizado por Kabaivanova y colaboradores (2008), son utilizadas perlas de agar como matriz para inmovilizar una cepa de Bacillus sp. Termófila, con la cual lograron la degradación de nitrilos, producidas por industrias petroquímicas. Se logró una degradación del 93% de la 4- cianopirimidina, a altas temperaturas, a través de una nitrilasa termoestable, demostrando la efectividad de este método de inmovilización para el tratamiento de aguas residuales provenientes de las industrias petroquímicas. Otros numerosos estudios han sido realizados para la biodegradación de sustancias tóxicas por métodos de atrapamiento en geles. Por ejemplo el uso de
geles de poliacrilamida, alginato y agar para la inmovilización de células de Pseudomonas sp. en la degradación de naftaleno (Karegoudar, et al., 1998), o la biodegradación de pireno y fenantreno, por medio de Fusarium sp. inmovilizado en polivi- nil y alginato (Li, et al., 2005). El uso de matrices de inmovilización se ha convertido en una solución a problemas de toxicidad de sustancias, al proteger a los microorganismos degradadores por medio de geles, ha mejorado la tasa de degradación al hacer esta más rápida, incrementando el metabolismo de las células inmovilizadas; ha disminuido la pérdida de biomasa al permitir la adhesión o atrapamiento no reversible de ésta: son estas razones principalmente las que han permitido que cada día sea incrementado el uso de estas técnicas no solo en la biorremediación, sino también en diversos procesos ambientales e industriales, incentivando el estudio y trabajo de los mismos. El uso de residuos agroindustriales en este proceso ofrece ciertas ventaja sobre soportes convencionales, ya que al ser materiales de desecho son economicos, se promueve el uso sustentable del recurso y pueden servir además como fuente de nutrientes a los microorganismos inmovilizados, incrementar en algunos casos su actividad catalítica o la producción de enzimas específicas.
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