Relatório Bromatologia

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UNIVERSIDADE TECNÓLGICA FEDERAL DO PARANÁ DEPARTAMENTO ACADÊMICO DE QUÍMICA E BIOLOGIA CURSO DE BACHARELADO E LICENCIATURA EM QUÍMICA TECNOLÓGICA COM ÊNFASE AMBIENTAL

AMANDA FIGUEIREDO PEREIRA FERNANDA GHENOV LARISSA RICHTER THAYS H. RIBAS BRITO

RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS DE BROMATOLOGIA

RELATÓRIO ACADÊMICO RELATÓRIO ACADÊMICO

CURITIBA 2012

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Relatório acadêmico, apresentado à disciplina de Bromatologia, do Curso de Bacharelado e Licenciatura em Química Tecnológica com Ênfase Ambiental do Departamento Acadêmico de Química e Biologia – DAQBI – da Universidade Tecnológica Federal do Paraná – UTFPR, como requisito parcial para a obtenção do título de Bacharel e Licenciado. Professora: Lucia Regina Martins

CURITIBA 2012

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Relatório acadêmico, apresentado à disciplina de Bromatologia, do Curso de Bacharelado e Licenciatura em Química Tecnológica com Ênfase Ambiental do Departamento Acadêmico de Química e Biologia – DAQBI – da Universidade Tecnológica Federal do Paraná – UTFPR, como requisito parcial para a obtenção do título de Bacharel e Licenciado. Professora: Lucia Regina Martins

CURITIBA 2012

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SUMÁRIO 1 PRÁTICA 1: DETERMINAÇÃO DE UMIDADE E DE RESÍDUO MINERAL FIXO ......................................................................... ................................................... ............................................... ..................... 5 (CINZAS) ................................................ 1.1 OBJETIVOS .................................................................... ............................................................................................. .......................................... ................. 5 1.2 MATERIAIS UTILIZADOS ................................................... ............................................................................. ...................................... ............ 5 1.3 METODOLOGIA ........................... ..................................................... ................................................... ................................................... .......................... 5 1.4 RESULTADOS ....................................................... ................................................................................ ................................................... .......................... 8 1.5 DISCUSSÃO ................................................................... ............................................................................................ .......................................... ................. 9 2 PRÁTICA 2 DETERMINAÇÃO DE CLORETOS E FOSFATOS EM CINZAS.......... 13 2.1 OBJETIVOS .................................................................... ............................................................................................. ........................................ ............... 13 2.2 MATERIAIS UTILIZADOS ................................................... ............................................................................. .................................... .......... 13 2.3 METODOLOGIA................................................ .......................................................................... .................................................... ............................ .. 14 2.4 RESULTADOS ....................................................... ................................................................................ ................................................. ........................ 16 2.5 DISCUSSÃO ................................................................... ............................................................................................ ........................................ ............... 20 3 PRÁTICA 3 - DETERMINAÇÃO DE LIPÍDEOS TOTAIS E DE ÍNDICE DE IODO .... 26 3.1 OBJETIVOS .................................................................... ............................................................................................. ........................................ ............... 26 3.2 MATERIAIS UTILIZADOS ................................................... ............................................................................. .................................... .......... 26 3.3 METODOLOGIA................................................ .......................................................................... .................................................... ............................ .. 26 3.4 RESULTADOS ....................................................... ................................................................................ ................................................. ........................ 28 3.5 DISCUSSÃO ................................................................... ............................................................................................ ........................................ ............... 29 4 PRÁTICA 4 - DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS – MÉTODO DO BIURETO ......... 32 4.1 OBJETIVOS .................................................................... ............................................................................................. ........................................ ............... 32 4.2 MATERIAIS UTILIZADOS................................................ .......................................................................... ................................ ...... 32 4.3 METODOLOGIA................................................ .......................................................................... .................................................... ............................ .. 32 4.4 RESULTADOS ....................................................... ................................................................................ ................................................. ........................ 34 4.5 DISCUSSÃO ................................................................... ............................................................................................ ........................................ ............... 36 5 PRÁTICA 5 DETERMINAÇÃO DE AÇÚCARES REDUTORES E NÃO-REDUTORES ................................................... ............................................................................ ................................................... ................................................... ................................ ....... 39 5.1 OBJETIVOS .................................................................... ............................................................................................. ........................................ ............... 39 5.2 MATERIAIS UTILIZADOS ................................................... ............................................................................. .................................... .......... 39 5.3 METODOLOGIA................................................ .......................................................................... .................................................... ............................ .. 39 5.4 RESULTADOS ....................................................... ................................................................................ ................................................. ........................ 41 5.5 DISCUSSÃO ................................................................... ............................................................................................ ........................................ ............... 43 ................................... 44 44 6 COMPOSIÇÃO CENTESIMAL DA MISTURA ALIMENTÍCIA...................................

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............................................................................ .................................................... ................................ ...... 45 7 CONCLUSÃO .................................................. ............................................................................ .................................................... ................................ ...... 46 REFERÊNCIAS .................................................. .......................................................................... ................................................... ............................................. ................... 48 ANEXOS .................................................

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1 PRÁTICA 1: DETERMINAÇÃO DE UMIDADE E DE RESÍDUO MINERAL FIXO (CINZAS)

1.1 OBJETIVOS

Preparo da amostra alimentícia que será utilizada nas demais práticas. Determinação do teor de umidade e de resíduo fixo mineral (cinzas) presentes na mistura alimentícia elaborada.

1.2 MATERIAIS UTILIZADOS

Na prática 1 foram utilizados os seguintes equipamentos: uma Estufa a 105°C, uma Mufla a 550°C, Liquidificador, Mixer e Chapa de Aquecimento. Os materiais e reagentes utilizados foram um dessecador, uma cápsula de porcelana, três cadinhos de porcelana, duas pinças metálicas, um copo metálico, três béqueres de 500 mL, um bico de Bunsen, um tripé, uma tela de amianto, cinco espátulas metálicas, uma pipeta de 10 mL, um pissete com água deionizada, uma pêra de sucção, um bastão de vidro, um vidro de relógio, e utensílios diversos de cozinha (copo, colheres, recipientes, etc) para preparo da amostra. Como reagente utilizado tem-se o óxido de magnésio.

1.3 METODOLOGIA

1.3.1 Preparo da Amostra

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Iniciou-se o procedimento experimental preparando-se a mistura alimentícia. Essa foi composta por 200 mL de leite, 3 ovos, 1 copo (200 mL) de açúcar, 1 colher (sopa) de sal, 2 colheres (sopa) de extrato de soja, 2 colheres (sopa) de fubá amarelo, 2 colheres (sopa) de fubá branco, 3 colheres (sopa) de farinha de trigo integral, 3 colheres (sopa) de trigo para quibe, 2 colheres (sopa) de gérmen de trigo, 100 mL óleo vegetal de soja, 2 colheres (sopa) de margarina, ½ copo (200 mL) de aveia em flocos, 3 colheres (sopa) de fibra de trigo e 3 colheres (sopa) de linhaça. Tendo-se escolhido os alimentos supracitados e suas respectivas quantidades, iniciou-se a homogeneização desses em um Liquidificador. Em seguida, transferiu-se a amostra homogeneizada para um copo metálico. Desses foram separadas quantidades para as análises de umidade e cinzas, e o restante foi levado a estufa para secagem, atentando-se a movimentar os béqueres a cada duas horas para a correta homogeneização durante a secagem. Após a secagem, a mistura foi retirada da estufa e transferida para um recipiente limpo e seco, sendo em seguida armazenada corretamente e identificada.

1.3.2 Determinação de umidade (Sólidos totais)

Pesou-se uma cápsula de porcelana, previamente seca em estufa a 105°C por 24 horas, e anotou-se a massa dessa. Na cápsula, inseriu-se e pesou-se 5g da mistura alimentícia preparada no item 1.3.1. A cápsula foi então levada a estufa a 105°C por aproximadamente 60 minutos, sendo então retirada e deixada para resfriar a temperatura ambiente. Quando a temperatura do recipiente baixou, pesou-se a cápsula e anotou-se a massa. Em seguida, levou-se a cápsula novamente a estufa a 105°C por mais 30 minutos, repetindo-se o procedimento (resfriamento, pesagem e anotação), até quando se verificou peso constante. Com esses valores calculou-se então os teores de umidade e substâncias voláteis.

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1.3.3 Determinação de Resíduo Mineral Fixo

Um cadinho de porcelana, previamente aquecido em mufla a 550°C durante 5 horas, foi pesado e, após a anotação desses dados, pesou-se 5 g de amostra preparada no item 1.3.1 nesse recipiente, sendo então levado a secagem do excesso de umidade em chapa elétrica e carbonizado em bico de Bunsen. O cadinho foi então levado a mufla, onde foi incinerado até eliminação completa do carvão. Após a incineração retirou-se o cadinho da mufla e esse foi resfriado até temperatura ambiente em um dessecador e posteriormente pesado. Com esses dados pôde-se então calcular o teor de resíduo mineral fixo na amostra. Após isso, reservou-se o material do cadinho para a posterior determinação de cloretos, realizada na semana seguinte.

1.3.4 Preparo de Amostra Comercial e Cinzas para Determinação de Cloretos

Escolheu-se um salgadinho de preferência da equipe e se homogeneizou esse em um Béquer, utilizando-se uma espátula e uma colher para reduzir a amostra a pedaços menores. Pesou-se então 5g de amostra em um cadinho de porcelana, previamente mantido em dessecador, carbonizando-se o salgadinho presente nesse em um bico de Bunsen. Em seguida, incinerou-se em mufla até eliminação completa do carvão até as cinzas ficarem brancas. Retirou-se o conteúdo da mufla, esse foi resfriado e mantido em dessecador para a posterior utilização na prática seguinte.

1.3.5 Preparo de Amostra e Cinzas para Determinação de Fosfatos

Pesou-se um cadinho de porcelana, o qual foi previamente aquecido em mufla até 550°C durante 5 horas, e nesse inseriu-se 2 g de germe de trigo. Adicionou-se

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então 2 g de óxido de magnésio e 10 mL de água destilada, homogeneizando a mistura com bastão de vidro e levando-a para secagem em chapa elétrica e posterior carbonização em bico de Bunsen. Incinerou-se em mufla até a eliminação completa do carvão. Após a incineração, retirou-se o cadinho da mufla, resfriou-se e foi então levado ao dessecador, para posterior utilização na determinação de fosfatos.

1.4 RESULTADOS

1.4.1 DETERMINAÇÃO DE UMIDADE (SÓLIDOS TOTAIS)

Os resultados da pesagem da cápsula de porcelana, da cápsula de porcelana adicionada da amostra antes e depois da secagem, e as massas da amostra seca e in natura podem ser verificados na tabela 1. Tabela 1 - Valores das pesagens da determinação de umidade de uma massa alimentícia Material de Pesagem Cápsula de Porcelana Cápsula de Porcelana + amostra Amostra Cápsula de Porcelana + amostra seca Amostra Seca

Massa (g) 55,4697 60,7936 5,3239 59,0295 3,5598

Com base nos dados verificados, pode-se encontrar o teor de umidade da amostra alimentícia através da equação 1.

    = Onde:



2

 − 

( 1

1

2)

∗ 100

 = Massa da amostra

= Massa da amostra seca

Desse modo, tem-se que o teor de umidade é:

− 3,5598) ∗ 100,00    % = (5,32395,3239

(1)

9

   % = 33,135 % 1.4.2 DETERMINAÇÃO DE RESÍDUO MINERAL FIXO (CINZAS)

Na determinação de resíduo mineral fixo, aplicando-se a metodologia descrita em 1.3.2, obtiveram-se os resultados mostrados na tabela 2, na qual pode-se verificar as massas dos cadinhos, das amostras úmidas e secas e o de cinzas. Tabela 2 - Massas relativas do experimento de Determinação de Resíduo Mineral Fixo

Material de Pesagem Cadinho de Porcelana Cadinho de Porcelana + amostra Amostra Cadinho de Porcelana + cinzas Cinzas

Massa (g) 48,0067 53,1108 5,1041 48,2003 0,1936

Através das pesagens efetuadas e mostradas na tabela 2, calculou-se o teor de cinzas da mistura alimentícia através da equação 2.

   % = ∗ ( −  −  ) 1

2

1

Onde:



2

 = Massa da amostra

= Massa de cinzas

Aplicando-se a equação tem-se:

− 0,1936)    % = ∗ (  − 5,10415,1041    % = ,  % 1.5 DISCUSSÃO

(2)

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1.5.1 Determinação De Umidade (Sólidos Totais)

Os valores de umidade e cinzas obtidos pelo grupo e pelas demais equipes do laboratório e o desvio padrão observado por esses pode-se verificado na tabela 1. Tabela 3 - Valores de Umidade da mistura alimentícia Grupo 1 Grupo 2 Valor de umidade (g por 31,7181 31,1528 100 g de amostra) Desvio Padrão

Grupo 3

Grupo 4

Grupo 5

33,135

34,5607

34,8046 g

1,6397

Comparando-se os valores de umidade e obtidos pela equipe e pelos demais grupos do laboratório, pode-se verificar poucas variações entre esses, verificando-se esses dados através do gráfico 1. Gráfico 1 - Variação dos teores de Umidade para os diferentes grupos do Laboratório 36 e d a d i m u e d r o e t o d s e r o l a V

35 34 33 32 31 30 29 1

2

3

4

5

Grupos do Laboratório

Aplicando-se no gráfico o desvio padrão encontrado (σ = 1,6397) pode -se verificar com mais facilidade as diferenças observadas nas equipes. Essas diferenças sugerem a heterogenicidade da amostra, que por possuir diversos compostos diferentes e não ser homogênea, tem justificada as variações apresentadas.

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O método de determinação de umidade utilizado é o mais utilizado em alimentos, tendo por base a remoção da água por aquecimento, no qual o ar quente é absorvido por uma camada muito fina do alimento e é então conduzido para o interior por condução. Considerando-se que a contuditividade térmica dos alimentos é geralmente baixa, o ensaio toma muito tempo, visto que o calor pode demorar pra atingir as porções mais internas do alimento (PARK & ANTÔNIO, 2006). Em seu trabalho, Park & Antonio (2006) confirmam que a evaporação por um tempo determinado pode resultar numa remoção incompleta da água, se ela estiver fortemente presa por forças de hidratação, ou se o seu movimento for impedido por baixa difusividade ou formação de crosta na superfície. Por outro lado, na evaporação até peso constante, pode ocorrer uma superestimação da umidade por perda de substâncias voláteis ou por reações de Decomposição, sendo essas as principais desvantagens apresentadas pelo processo. Como outro método proposto para a determinação da umidade tem-se a utilização de um aparelho portátil de infravermelho, que garante rapidez ao processo e poucas variações aos resultados (quando seguidas boas práticas de laboratório durante o uso desse método) sendo todo o processo controlado por um gerador de funções e balança digital. A amostra é colocada em um prato de alumínio dentro de uma câmara que protege a balança do calor por meio de um colchão de ar, que garante que haja circulação de ar interna para que os vapores de água saiam da amostra sem que seja perturbada a leitura da balança. No manual do aparelho existem informações sobre as condições recomendadas de análise para cada tipo de produto (tempo, temperatura e massa inicial de produto) (PARK & ANTONIO, 2006).

1.5.2 DETERMINAÇÃO DE RESÍDUO MINERAL FIXO

A cinza obtida não é necessariamente da mesma composição que a matéria mineral presente originalmente no alimento, pois pode haver perda por volatilização ou

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alguma interação entre os constituintes da amostra. Os elementos minerais se apresentam na cinza sob a forma de óxidos, sulfatos, fosfatos, silicatos e cloretos, dependendo das condições de incineração e da composição do alimento. Algumas mudanças podem ocorrer como oxalatos de cálcio podem ser transformados em carbonatos, ou até em óxidos. A composição da cinza vai depender da natureza do alimento e do método de determinação utilizado (PACK & ANTONIO, 2006). Análises de cinzas em alimentos são importantes de diversas maneiras, visto que esse material pode vir a interferir nas características do alimento. Como exemplo, tem-se no açúcar, no qual açúcares com altos teores de cinzas apresentarão dificuldades na cristalização e na descolarização (ARAÚJO et al , 2006). Além disso, as análises de cinzas podem levar a determinação de uma série de fatores na amostra. As principais análises efetuadas são as cinzas totais, secas e úmidas, podendo-se encontrar então valores da alcalinidade das amostras, presença de contaminação, entre outros. Os resultados obtidos (3,973g de cinzas por 100g de mistura alimentícia) são condizentes com boa parte do material encontrado, visto que, comumente cereais possuem teores de até 3,3% de cinzas e alimentos processados até 12%, logo, por ser uma mistura com esses e alguns outros componentes os valores encontram-se dentro do esperado.

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2 PRÁTICA 2 DETERMINAÇÃO DE CLORETOS E FOSFATOS EM CINZAS

2.1 OBJETIVOS

Determinar a quantidade de cloreto (em % de NaCl) nas cinzas das amostras alimentícia e de salgadinho utilizando o método de volumetria comparando os resultados, quando possível, com os demais grupos e/ou os dados contidos na embalagem das amostras. Determinar por espectrofotometria a quantidade de fosfato na amostra de germe de trigo.


Como materiais das práticas utilizaram-se dez Balões volumétrico de 100 mL, um Bastão de vidro, um Béquer 500 mL com água deionizada quente, uma Bureta de 25 mL, Cubetas de Vidro, três Erlenmeyers de 125 mL, uma Espátula metálica, um Funil de Buchner, um Funil de vidro, um Kitassato, Papel absorvente Macio, Papel Alumínio, uma pêra, Papel de filtro, uma Pipeta Pasteur, seis Pipetas graduadas de 5 mL, duas Pipetas graduadas de 10 mL, uma Pipeta volumétrica 20 mL, um Pissete com água deionizada, uma Proveta de 50 mL, uma proveta de 100 mL, Tiras de Papel indicador de pH, um Vidro de relógio Os equipamentos utilizados foram uma Chapa elétrica ou aquecedor de água, um Espectrofotômetro UV-Vis e um Sistema de filtração a vácuo. As soluções e reagentes utilizados foram Óxido de Magnésio, Solução de cromato de potássio 10% (m/v), Solução padrão de nitrato de prata 0,1 mol.L -1 (instável: proteger da luz e manter em geladeira), Solução de hidróxido de sódio 0,1

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mol.L-1, Solução de ácido clorídrico 0,1 mol.L -1, Solução de ácido clorídrico 50% (v/v), Solução de molibdato de amônio, Solução de hidroquinona, Solução de sulfito de sódio, Solução padrão de fosfato.

2.3 METODOLOGIA

2.3.1 Determinação de cloretos por volumetria

Pesou-se 5g das cinzas de amostra alimentícia em um béquer de 50mL e adicionou-se 30mL de água deionizada quente, agitando com o bastão de vidro. Transferiu-se quantitativamente a solução, com auxílio de um funil, para um balão volumétrico de 100 mL, lavando o béquer e o bastão de vidro com mais duas porções de 30 mL de água quente e, transferindo essas águas de lavagem para o balão volumétrico. Após ter deixado esfriar, primeiramente verificou-se se o pH da solução estava compreendido entre o intervalo 6,5 e 9,0 e completou-se o volume do balão. Transferiu-se, com pipeta volumétrica, 20 mL da solução de amostra para um Erlenmeyer de 125 mL, e adicionou-se duas gotas de solução de cromato de potássio a 10% (m/v) (solução indicadora). Prosseguiu-se o experimento realizando titulação com solução padrão de nitrato de prata 0,1 mol/L, até o aparecimento de coloração vermelho-tijolo, anotando o volume consumido e o fator de correção da solução padrão (fez-se em triplicata). Descartou-se o resíduo em recipiente adequado e determinou-se a concentração de cloretos na amostra (média e desvio padrão), expressando os resultados em cloreto de sódio (% m/m). O mesmo procedimento experimental foi

adotado para a amostra de salgadinho.

2.3.2 Determinação de fosfatos por espectrofotometria

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2.3.2.1 Preparo da curva de calibração com solução padrão de fosfato.

Transferiu-se, quantitativamente, para balões volumétricos de 50 mL, os seguintes volumes da solução padrão de fosfato: 1, 2, 3, 4 e 5 mL. Adicionou-se um pouco de água deionizada e homogeneizou a solução. Adicionou-se 1 mL da solução de molibdato de amônio, 1 mL de solução de hidroquinona e 1 mL de solução de sulfito de sódio, homogeneizando completamente após cada adição de reagente. O branco foi feito utilizando apenas água deionizada e os demais reagentes, completando com água e homogeneizando. Deixou-se em repouso por 30 minutos, ao abrigo da luz, cada uma das soluções. Efetuaram-se as leituras em espectrofotômetro (650nm): para cada concentração, fezse a leitura em triplicata (três alíquotas diferentes de cada concentração). A curva de calibração foi estabelecida utilizando regressão linear considerando os valores de absorbância de cada uma das leituras da triplicata.

2.3.2.2 Análise da amostra.

Etapa anterior: foi pesado 2 g da amostra de germe de trigo em cadinho de porcelana, adicionando 2 g de óxido de magnésio e 10 mL de água destilada; deixando secar sob chapa de aquecimento e, posteriormente, carbonizando em bico de Bunsen e incinerando em mufla a 550°C. Deixou-se as cinzas da amostra esfriando em dessecador. Com o auxílio de luvas dissolveu-se as cinzas, no cadinho, em 10 mL de solução de ácido clorídrico 50% (v/v). Filtrou sob vácuo, lavando o cadinho e o funil com água deionizada (atentando ao volume). Transferiu-se o filtrado para um balão volumétrico de 50 mL e completou-se o volume: essa era a solução-estoque. Adicionou-se 1 mL da solução de molibdato de amônio, 1 mL de solução de hidroquinona e 1 mL de solução de sulfito de sódio, homogeneizando completamente

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após cada agitação de reagente; e completando o volume com água deionizada e homogeneização. Deixou-se em repouso ao abrigo da luz durante 30 minutos. A leitura em espectrofotômetro (650 nm) foi feita em triplicata; seguida de posterior determinação da concentração de fósforo através da regressão obtida com a curva de calibração.

2.4 RESULTADOS

2.4.1. Determinação de cloretos por volumetria

Considerando o procedimento experimental adotado, utilizando os valores obtidos na titulação da amostra de mistura alimentícia bem como da amostra de salgadinho que constam na Tabela 4, pode-se determinar os resultados para a concentração de cloreto nas amostras analisadas, tais resultados constam na Tabela 5 abaixo: Tabela 4. Titulação das amostras utilizando solução de AgNO3 e indicador de K2CrO4. Amostra

n=1

n =2

n=3

Mistura alimentícia Fator de correção Salgadinho Fator de correção

5,4mL 0,002565 3,9mL 0,001853

5,0mL 0,002375 3,8mL 0,001805

5,1mL 0,002423 3,9mL 0,001853

Tabela 5. Concentração de cloreto nas amostras (resultados expressos em % de NaCl m/m). Mistura alimentícia

Massa de NaCl (g)

Massa da amostra

% NaCl

n=1

0,14991

4,9851

3,00709

n=2

0,1388

4,9851

2,78434

n=3

0,14158

4,9851

2,84003

Média

Desvio padrão

2,87715

0,11592

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Salgadinho

Massa de NaCl (g)

n =2

n=3

n=1

0,10827

5,0186

2,15729

n=2

0,10549

5,0186

2,10197

n=3

0,10827

5,0186

2,15729

Média

Desvio padrão

2,13885

0,03194

O volume de solução titulante durante o procedimento de titulação para a amostra de mistura alimentícia pode ser comparado com os resultados obtidos pelas outras equipes, tais valores constam na tabela 6 abaixo: Tabela 6. Titulação da amostra alimentícia das demais equipes.

Grupo 1

Grupo 2

Grupo 3

Grupo 4

Mistura alimentícia

Volume de AgNO3 (mL)

Fator de correção

Massa de NaCl (g)

Massa da amostra (g)

% NaCl

n=1

4,80

0,0023

0,1333

5

2,67

n=2

4,80

0,0023

0,1333

5

2,67

n=3

4,80

0,0023

0,1333

5

2,67

n=1

4,70

0,0022

0,1305

5

2,61

n=2

4,60

0,0022

0,1277

5

2,55

n=3

4,50

0,0021

0,1249

5

2,50

n=1

5,10

0,0024

0,1416

5

2,83

n=2

5,10

0,0024

0,1416

5

2,83

n=3

5,20

0,0025

0,1444

5

2,89

n=1

5,15

0,0024

0,1430

5

2,86

n=2

5,20

0,0025

0,1444

5

2,89

n=3

5,25

0,0025

0,1457

5

2,91

Média

Desvio padrão

2,67

0,00

2,55

0,06

2,85

0,03

2,89

0,03

Ou seja, comparando-se os valores obtidos pelos outros grupos, obteve-se uma concentração média de cloreto na amostra alimentícia de 2,74% com um desvio padrão de 0,14%; valor este que comparado com o valor encontrado por nosso grupo (2,88%) corresponde a um desvio padrão de 0,09%. Não consta na embalagem da amostra de salgadinho utilizada para esta prática (Figura 1) a quantidade de cloreto presente, apenas a quantidade de sódio , com uma

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participação de 129mg para cada porção de 25g. Desta forma, considerando que todo cloreto presente na amostra esteja associado ao sódio na forma de NaCl, esse valor descrito na embalagem corresponde a 24,46% do valor experimental encontrado.

Figura 1. Informação nutricional da embalagem da amostra de salgadinho utilizada: Ruffles original.

2.4.2. Determinação de fosfatos por espectrofotometria

2.4.2.1 Preparo da curva de calibração com solução padrão de fosfato.

Seguindo-se a metodologia proposta, os valores de absorbância obtidos no espectrofotômetro para a construção da curva de calibração constam na tabela 7 abaixo: Tabela 7. Dados experimentais para a construção da curva de calibração. Leituras em λ = 650nm.

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Branco Concentração (mg/mL) Absorbância (650nm) Média

0,001 0,002 0,002 0,002

Solução 1 0,0004 0,047 0,045 0,046 0,046

Solução 2 0,0008 0,089 0,089 0,089 0,089

Solução 3 0,0012 0,130 0,131 0,131 0,131

Solução 4 0,0016 0,176 0,176 0,177 0,176

Solução 5 0,0020 0,220 0,221 0,221 0,221

Para a linearidade foi usado a média dos três intervalos, que contemplavam as 5 concentrações diferentes de fosfatos 0,020mg/mL (0,1; 0,2; 0,3; 0,4 e 0,5mg/mL), e como resultado obteve-se a equação de reta y = 109,25x + 0,0015 e o coeficiente de correlação apresentou o valor R² = 0,9998.

2.4.2.2. Análise da amostra.

Tendo feito este procedimento, prosseguiu-se com o experimento de forma a determinar o teor de fosfato na amostra de germe de trigo. Ao fazer a leitura no espectrômetro em triplicata, os valores obtidos constam na tabela 8 a seguir: Tabela 8. Dados experimentais da espectrofotometria para a amostra de germe de trigo. Amostra de germe de trigo Absorbância Fator de correção

n=1 0,173 0,015708391

n=2 0,176 0,015983494

n=3 0,18 0,016350298

Utilizando a regressão obtida com a curva de calibração foi possível determinar o teor de fosfato para cada uma das leituras, fazendo uso da equação y = 109,25x + 0,0015 (Tabela 9): Tabela 9. Concentração de fósforo na amostra de germe de trigo, análise e tratamento estatístico. Amostra de germe de trigo

n=1

n=2

n=3



Média ( )

Desvio (S)

Coeficiente de variação (CV)

Erro (E)

20

Concentração de fósforo

0,00157

0,00160

0,00163

0,00160

0,00003

0,01640

0,00003

O coeficiente de variação (CV) e o erro (E) foram calculados a partir das equações abaixo:

 = 

 =  ×100

(%)

Segundo a Dietary Reference Intakes (DRI), (1997), a recomendação de fósforo para um indivíduo adulto sadio é de 700mg por dia, desta forma, o valor médio de 1,60mg/mL de fósforo encontrado na amostra corresponde a menos que 0,23% da quantidade diária necessária.

2.5 DISCUSSÃO

2.5.1. Determinação de cloretos por volumetria

O procedimento experimental adotado para a determinação de cloretos nas amostras alimentícia e de salgadinho se apoia no fato de que os cloretos são precipitados na forma de cloreto de prata, em pH levemente alcalino em presença de cromato de potássio como indicador. O ponto final da titulação é visualizado quando o primeiro excesso de íons Ag + reage com o indicador ocasionando a precipitação do cromato de prata com a formação de um precipitado de coloração vermelho-tijolo (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, pág. 112). AgNO3(aq) + NaCl(aq) ↔ NaNO3(aq) + AgCl(s) (ppt branco) 2 Ag+(aq) + CrO42-(aq) ↔ Ag2CrO4(s) (ppt vermelho)

21

Atentou-se para que a titulação fosse realizada no intervalo de pH 6,5 a 9, ou seja, solução neutra ou levemente alcalina, pois em solução ácida ocorre a seguinte reação: 2CrO42- + 2H+ ↔ 2HCrO4- ↔ Cr 2O72- + H2O O HCrO4- é um ácido fraco e por isso a concentração do íon cromato se reduz e é possível que o produto de solubilidade do cromato de prata não seja excedido. Em solução muito alcalinas, é possível a precipitação do hidróxido de prata (K sol. = 2,3 x 10-8) (VOGEL, pág. 282). O procedimento experimental adotado nesta prática é conhecido como método de Mohr e a teoria do método é a seguinte. É um processo de precipitação fracionada, no qual os dois sais pouco solúveis são o cloreto de prata (K sol. = 1,2 x 10-10) e o cromato de prata (K sol. = 1,7 x 10 -12). O cloreto de prata é o sal menos solúvel, e a concentração inicial do cloreto é elevada; então haverá precipitação do cloreto de prata, sólido branco de difícil visualização. No primeiro ponto em que o cromato de prata principia a precipitar, os dois sais estarão em equilíbrio com a solução (VOGEL, pág. 281). A titulação, por se tratar de uma determinação visual e, por isso, ser influenciada pela observação do laboratorista, costuma apresentar resultados diferentes, que neste caso, refletem na concentração de cloreto da amostra, conforme mostraram os resultados. A discrepância nos valores entre as equipes pode ser melhor visualizada pelo gráfico abaixo: Gráfico 2. Comparação dos resultados obtidos pelas equipes para a concentração de cloretos na amostra alimentícia.

22

e d s e õ ç a r t n o e t c e n r o o l c c s a d s a i d é M

3 2.9 2.8 2.7 2.6 2.5 2.4 2.3

2.5.2. Determinação de fosfatos por espectrofotometria

A determinação da concentração de uma substância por espectrofotometria é baseada na transformação química dessa substância num complexo colorido (Carmouze, 1994). Essa determinação baseia-se na reação do fosfato com o molibdato de amônio, em meio fortemente ácido, para formar um complexo de fosfomolibdato de amônio, que é reduzido a azul de molibdênio, cuja intensidade de cor é proporcional à concentração de íons fósforo presentes na amostra (Revista Analytica, 2007/2008). Para proceder à leitura de uma determinada análise no espectrofotômetro é necessário um referencial para garantia de precisão do resultado obtido na análise, bem como de todo o seu procedimento e preparo. Para que isto ocorra, é preciso calibrar e aferir o aparelho com soluções padrão de concentração conhecidas para a respectiva análise. Esse procedimento foi realizado utilizando uma solução padrão de fosfato monobásico de potássio (KH2PO4). O método de calibração por mínimos quadrados utilizado somente poderá ser empregado se existir uma relação linear entre a resposta medida, y, e a concentração

23

analítica do padrão, x. A relação matemática que descreve essa consideração é denominada modelo de regressão (COSTA, pág. 16), representada por: y = mx + b

(3)

Onde:

y = representa a leitura do aparelho (absorbância) m = a absortividade (molar ou específica) b = o intercepto, representando o valor de y quando a concentração é zero x = é a concentração O método dos mínimos quadrados encontra a soma dos quadrados dos resíduos e os minimiza de acordo com a técnica de cálculo de minimização. Para o cálculo da inclinação (m) e do intercepto (b), algumas quantidades são definidas (COSTA, pág. 16):

  =   −    

  =    −  

 =   

 =  − 

²

2

Fazendo os cálculos:

 Média

Xi 0,0004

Yi 0,046

XiYi 0,00001840

Xi² Yi² 0,00000016 0,00211600

0,0008

0,089

0,00007120

0,00000064 0,00792100

0,0012

0,131

0,00015720

0,00000144 0,01716100

0,0016

0,176

0,00028160

0,00000256 0,03097600

0,0020

0,221

0,00044200

0,00000400 0,04884100

0,0060

0,663

0,00097040

0,00000880 0,10701500

0,0012

0,133

24

Determinando SXX e SXY: SXX

0,0000016

SXY

0,0001748

Portanto, a inclinação da reta, ou seja, o coeficiente angular (m) encontrado foi de 109,25; e o intercepto (b) foi 0,0015; resultando na equação de reta y = 109,25x +

0,0015, utilizada para a determinação do teor de fosfato. Como já mencionado anteriormente, a calibração do espectrômetro relaciona a concentração do cromóforo com a leitura de absorbância do aparelho de forma linear, porém, essa relação nem sempre se dá linearmente. Para isso, deve-se calcular o coeficiente de correlação, R², onde quanto mais próximo de 1 este coeficiente se encontrar, mais linear estará a relação entre os dados experimentais, no caso, a concentração e a absorbância (COSTA, pág. 18). R² foi expresso pela equação:

² =   ×  2

Onde:

 =  − 

2

2

Apresentando um coeficiente de correlação no valor de R² = 0,9998. Com a ajuda do software Excel ® foi feito o plot dos pontos, obtendo assim a curva de concentração, bem como a equação da reta e o coeficiente R². Gráfico 3. Gráfico absorbância x concentração.

25

0.25

0.2 ) . A . U ( a i c n â b r o s b A

0.15 y = 108.7x + 0.001 R² = 0.999 0.1

0.05

0 0

0.0005

0.001

0.0015

Concentração (g/L)

0.002

0.0025

26

3 PRÁTICA 3 - DETERMINAÇÃO DE LIPÍDEOS TOTAIS E DE ÍNDICE DE IODO

3.1 OBJETIVOS

Determinar o teor de lipídios totais em amostras de uma mistura alimentícia através do método Bligh-Dyer e determinar o Índice de Iodo em amostras de manteiga e óleo de Canola.


Foram utilizados como materiais da prática:espátulas metálicas; béquer de 150 mL; béquer de 50 mL, previamente aquecido (105°C) 2 por grupo ;pipeta volumétrica de 5, 10 e 20 mL; pipeta graduada de 10 mL (2 por grupo); proveta de 50 mL; funil de vidro pequeno; grade de tubos; tubo de ensaio grande (30 mL); vidro relógio; papel de filtro; funil de separação; argolas (2) e suporte universal; peras de sucção. Os equipamentos foram: Balança analítica; Estufa a 100°C. Para auxilio, foram utilizados ainda um dessecador com os béqueres e um liquidificador industrial. Os reagentes utilizados foram: metanol; clorofórmio; solução aquosa de sulfato de sódio 1,5%; sulfato de sódio anidro.

3.3 METODOLOGIA

3.3.1 Extração De Lipídeos - Método Bligh-Dyer

27

Pesou-se 3 g de amostra seca e triturada, em seguida transferiu-se a amostra para funil de separação e foi adicionado exatamente 10 mL de clorofórmio, 20 mL de metanol e 8 mL de água deionizada, tampando hermeticamente. Agitou-se vigorosamente por 30 minutos. Posteriormente, foi adicionado exatamente 10 mL de clorofórmio e 10 mL da solução de sulfato de sódio 1,5%, tampou-se e agitou-se por mais 2 minutos. Deixaram-se separar as fases, de forma natural, mantendo o funil de separação no suporte. Foram retirados aproximadamente 15 mL da camada inferior (clorofórmio) em tubo de 30 mL e adicionado aproximadamente 1 g de sulfato de sódio anidro. Agitou-se para remover os traços de água da fração clorofórmica. Filtrou-se rapidamente em funil pequeno, recebendo o filtrado (solução límpida) em béquer de 150mL. Exatamente 5 mL do filtrado foram medidos e transferidos para béquer de 50 mL (dessecador), previamente pesado. O procedimento foi repetido duas vezes. Colocaram-se os béqueres em estufa a 100 ºC, até que se evaporasse completamente o solvente. Resfriou-se em dessecador e pesaram-se os béqueres. O teor de lipídeos na amostra seca e na amostra in natura (%m/m) foi calculado e anotado.

3.4.2 Determinação Do Índice De Iodo - Método De Wijs

Análise de duas amostras: Manteiga e óleo de Canola. Para cada amostra foi feito o procedimento descrito abaixo. Pesou-se, em béquer de 50mL, 250mg de amostra e transferiu-se, cuidadosamente, para um erlenmeyer de 250mL (com tampa), utilizando 10mL de clorofórmio. Em seguida, Adicionou-se com bureta, 20mL de solução de Wijs, tampouse e agitou por rotação, para que o reagente entre totalmente em contato com a amostra. Envolveu-se em papel alumínio. Preparou-se igualmente um branco com 0,25mL de água deionizada. Deixou-se em repouso por 60 minutos, ao abrigo da luz

28

(temperatura ±25°C). Posteriormente, adicionou-se 10mL de solução de iodeto de potássio 15% (m/v) e 100mL de água recentemente fervida e fria; titulou-se lentamente com solução padrão de tiossulfato de sódio 0,1N, sob agitação constante, até que a coloração amarela foi atingida. Neste ponto da titulação,foi adicionado 2 mL de solução de amido 1% e continuou-se a titulação até que a cor azul desapareceu; o mesmo procedimento de titulação foi feito com um branco.

3.4 RESULTADOS


Considerando-se que o método Bligh-Dyer utiliza métodos gravimétricos para a determinação do teor de lipídeos, na tabela 10 pode-se verificar os dados das massas iniciais e finais obtidas no experimento para as amostras 1 e 2, ambas contendo a fase oleosa da mistura alimentícia, preparada de acordo com a bem como o teor de lipídeo encontrado para cada uma dessas.

Tabela 10 - Valores obtidos para a Determinação de Lipídeos Béquer 1 (g) 31,3573 Béquer 2 (g) Béquer 1 + Lipídeos (g) 32,1108 Béquer 2 + Lipídeos (g) Lipídeos (g) 0,7535 Lipídeos (g) Teor de Lipídeo na Teor de Lipídeo na 0,25 amostra seca (%) amostra seca (%)

32,9349 33,1960 0,2611 0,09


Os valores encontrados para a quantidade de mL de tiossulfato de sódio gasto com o Branco foi de 38,5 mL, para a amostra de manteiga de 32,4mL e para a amostra

29

de óleo de Canola de 16,7 mL. Para que se encontre o valor do índice de iodo, aplicase a equação 4



2

=

 − ∗∗1,27 

(4)

Onde: Vbranco é o volume em mL da solução de tiossulfato de sódio consumido na



titulação do Branco; Vamostra é o volume em mL da solução de tiossulfato de sódio consumido na



titulação da amostra; F é o fator da solução padrão (0,964 N);



Pamostra é a massa da amostra.



Aplicando os cálculos para a manteiga (Pmanteiga= e Vmanteiga= 38,5 mL) e para o óleo de canola (PO. Canola) =0,2636 e V O. Canola.= 16,7 mL) temos que:

 ∗ 0,964 ∗ 1,27 = 29, 5      = 38,5  − 32,40,2527 100  ∗ , ∗,  = ,        = ,  −, ,   .

3.5 DISCUSSÃO


O lipídeo é quantificado através de métodos gravimétricos, onde se realiza a evaporação do solvente com o lipídeo num balão, finaliza a remoção do solvente por

30

aquecimento em estufa e pela diferença do peso do balão vazio e do balão com a gordura obtêm-se a quantidade de lipídeo extraído. Com base nisso, obteve-se os resultados para as amostras de um teor de 25% e 9%, tendo-se como média (m) 17% o desvio padrão dessa (σ) ±11 ,3%. O desvio é muito grande, considerando-se os valores obtidos, o que sugere a presença de erros experimentais. Comparando-se os valores de teor de lipídeos obtidos para as misturas alimentícias das demais equipes do laboratório, pôde-se constatar que esse foi de, aproximadamente, 9 %. Logo, sugere-se a maior evaporação do conteúdo do béquer 1, que, tendo-se os valores sendo muito discrepantes dos demais, indica um teor muito elevado para as práticas esperadas.


Basicamente, a determinação do índice de iodo consiste na adição de um halogênio a uma massa determinada de amostra, com posterior determinação da quantidade de halogênio que reagiu. Como o I 2 é pouco reativo, é mais comum a adição de ICl e IBr. Independentemente de ser adicionado I, Cl ou Br, o resultado é sempre expresso em índice de iodo, e, portanto, deve-se adicionar KI antes da titulação do excesso do halogênio, para fornecer a quantidade equivalente de iodo do ICl, através da seguinte reação: ICl + KI → I 2 + KCl

O I 2 proveniente do excesso de ICl é titulado com tiosulfato de sódio (Na 2S2O3), usando amido como indicador, através da reação: 2 S2O32-(aq)+I2(aq) → S4O62-(aq) + 2 I -(aq) Durante a titulação, o iodo vai desligando-se do amido e a cor azulada indica a presença de iodo livre, ou seja, não ligado ao óleo.Quanto maior a insaturação de um

31

ácido graxo, maior será a sua capacidade de absorção de iodo e, consequentemente, maior será o índice de iodo. Com relação aos resultados obtidos para a manteiga (, I = 29,5 g de I 2/100g de amostra), pode-se observar que, de acordo com os valores de referência do RIISPOA (Regulamento da Inspeção Industrial e Sanitária de Produtos de Origem Aninal), o índice para manteiga deve estar na faixa de 25 a 40, estando portanto conforme o esperado. Já os resultados obtidos para a amostra de óleo de canola (I = 101,2 g de I2/100g de amostra), verificou-se que, de acordo com valores de Referência de Physical and Chemical Characteristics of Oils, Fats, and Waxes – AOCS, temos que o valor deveria estar entre 110 e 126, sendo, portanto um pouco menos abaixo do esperado. Como método sugerido para análise de lipídeos pode-se utilizar o método de Soxhlet, cuja metodologia é descrita no Anexo I.

32

4 PRÁTICA 4 - DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS – MÉTODO DO BIURETO

4.1 OBJETIVOS

Determinar o teor de proteínas na mistura alimentícia e na clara de ovo, usando o método do Biureto.


Utilizaram-se Tubos de ensaio, Pipetas graduadas de 2 mL, Pipetas graduadas de 5 mL, Balão volumétrico de 100 mL, Béqueres de 50 mL, 150 mL e 500 mL, Pissete com água deionizada, Funil de buchner, Kitassato, Erlenmeyer de 125 mL, Proveta de 50 mL, Espátula, Papel de filtro, Cubeta de vidro e Papel absorvente. Os equipamentos utilizados foram um Espectrofotômetro UV-Vis, uma Balança analítica, um Sistema de filtração a vácuo, um Agitador de tubos e um Mixer ou liquidificador. Os reagentes utilizados foram uma Solução salina (NaCl 0,9%), Reativo de Biureto e Solução padrão de Ovoalbumina (2 mg/mL)

4.3 METODOLOGIA

4.3.1 Preparo da curva de calibração com solução de ovoalbumina:

33

Em seis tubos (n=3) foram preparadas soluções de ovoalbumina para a curva de calibração, conforme a Tabela 11. Tabela 11. Dados para a curva de calibração. Volume (mL) de Solução padrão de ovoalbumina Volume (mL) de água deionizada

Branco

1

2

3

4

5

-

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

2,5

2,0

1,5

1,0

0,5

Foi adicionado 3,0 mL do Reativo de biureto em cada tubo e em seguida homogeneizado suavemente, aguardando 20 minutos a temperatura ambiente. Depois foi feito a leitura em espectrofotômetro a 540nm, estabelecendo a curva de calibração.

4.3.2 Análise da mistura alimentícia:

Foi pesado na balança analítica 5,0095 g de amostra, em seguida foi transferido para um béquer de 500 mL e adicionado 50 mL de solução salina e homogeneizado com mixer. A amostra foi transferida quantitativamente para o balão volumétrico de 100 mL, utilizando a solução salina, completando o volume. A amostra foi filtrada sob vácuo. Em seguida foi transferida uma alíquota de 3,0 mL do filtrado para tubo se ensaio (n=6). Adicionando em três tubos 3,0 mL de Biureto e 3,0 mL de solução salina nos outros três tubos, foi homogeneizado suavemente e deixado reagir por 20 minutos. Procedendo a leitura em espectrofotômetro a 540nm.

4.3.3 Análise de amostra de clara de ovo

Foi pesado 0,5152 g da clara de ovo em um béquer, adicionando 30 mL de solução salina, homogeneizando suavemente, evitando a formação de espuma. A

34

amostra foi transferida quantitativamente para balão volumétrico de 100 mL, utilizando solução salina, completando o volume. Transferindo uma alíquota de 3,0 mL da amostra para tubos de ensaio (n=6). Adicionando 3,0 mL do reativo de biureto em três tubos e 3,0 mL de solução salina nos outros três tubos, deixando reagir por 20 minutos. Em seguida foi feita a leitura no espectrofotômetro a 540nm.

4.4 RESULTADOS

4.4.1 Preparo da curva de calibração com solução de ovoalbumina

Os valores observados no espectrofotômetro a 540nm se encontram na Tabela 12: Tabela 12 - Absorbância das amostras em diferentes concentrações (mg/mL) a 540nm. Branco 1 2 3 4 5 (0,33mg/mL) (0,66mg/mL) (1,00mg/mL) (1,3mg/mL) (1,7mg/mL) 0,033 0,131 0,180 0,193 0,217 0,161 0,036

0,127

0,165

0,194

0,215

0,303

0,035

0,124

0,172

0,199

0,216

0,269

Usando o programa Origin 8, foi possível formar uma reta da absorbância em função da concentração: Gráfico 4. Gráfico da absorbância em função da concentração

35

Achando a equação pelo método dos mínimos quadrados:

 = 0,0741 + 0,0819 

(5)

O coeficiente de correlação foi de 0,968.

4.4.2 Análise da mistura alimentícia

Os valores obtidos na análise da mistura alimentícia estão apresentados na Tabela 13: Tabela 13 - Absorbância do branco e da amostra alimentícia a 540nm. Branco Amostra Absorbância 0,249 0,362 (540nm) 0,249 0,346 0,246 0,347

Usando a equação 4.1 e os dados da Tabela 4.3, foi possível determinar a concentração de proteína na mistura, que foi 0,365 mg/mL. E o seu teor foi de 0,73g/ 100g da mistura.

36

4.4.3 Análise de amostra de clara de ovo

Os valores obtidos na análise da amostra de clara de ovo estão apresentados na Tabela 14: Tabela 14 - Absorbância da amostra de clara de ovo a 540nm Branco Absorbância 0,033 (540nm) 0,032 0,033

Amostra 0,142 0,142 0,143

Usando a equação 4.1 e os dados da Tabela 14 foi possível determinar a concentração de proteína da clara do ovo, que foi 0,426 mg/mL, e o seu teor foi de 8,27g / 100g de clara.

4.5 DISCUSSÃO

4.5.1 Determinação de proteínas – Método do Biureto

O método por Biureto foi proposto por Riegler em 1914, baseado na informação de que substâncias que contém duas ou mais ligações peptídicas formam um complexo de cor roxo com sais de cobre em solução alcalina. A intensidade da cor formada é proporcional à quantidade de proteína, e a medida é feita num colorímetro. Esse método é bastante específico por não apresentar problemas de interferentes, sendo simples, rápido e barato. Porém possuí duas desvantagens: a necessidade de uma curva de calibração tomada com um padrão conhecido de proteína, por exemplo, uma proteína determinada por Kjeldahl, e a cor formada no complexo não é idêntica para todas as proteínas, porém os desvios são menores do que em outros métodos colorimétricos. (CECCHI, 2003)

37

4.5.2 Análise da mistura alimentícia:

A comparação da mistura alimentícia com os demais grupos se apresenta na Tabela 15: Tabela 15 - Dados dos grupos em relação à concentração, massa e teor de proteína na amostra. Concentração Massa de proteína Teor de proteína em Grupo (mg/mL) (g) 100 g de amostra em 5 g de amostra (g) 3 0,365 0,0365 0,73 2 0,294 0,0294 0,58 5 0,192 0,0192 0,38 1 1,014 0,1014 2,03 4 0,202 0,0202 0,40

Usando a equação 6 e 7 para os valores de teor encontrados pelos grupos, pode-se achar à média e o desvio padrão:

(6)

(7) A média dos valores, em relação ao teor, e o seu desvio padrão foi de 0,824 g ± 0,689 g. Dando um erro grande, porque a um grupo com um teor muito alto (1) e outro com um teor muito baixo (5) A equipe 3 ficou perto da média, tendo um teor de 0,73g.

4.5.3 Análise de amostra de clara de ovo:

38

A comparação da amostra de clara de ovo com os demais grupos se apresenta na Tabela 16: Tabela 16 - Dados dos grupos em relação à concentração, massa e teor de proteína na amostra. Concentração Massa de proteína Teor de proteína em Grupo (mg/mL) (g) 100 g de amostra em 5 g de amostra (g) 3 0,426 0,0426 8,27 2 0,602 0,0602 11,14 5 3,42 0,342 68,4 1 0,452 0,0452 10,84 4 0,554 0,0554 11,08

Usando as equações 6 e 7, pode-se achar a média e o desvio padrão que foi de 21,946 g ± 25,996 g do teor de proteína na amostra da clara de ovo. O erro foi alto, porque o grupo do Carlos apresentou uma concentração muito mais elevada do que os demais grupos, tendo o teor de proteína elevado. Procurando em dados da literatura, o teor médio de proteína da clara de um ovo de galinha está próximo de 10%-13%. O nosso grupo apresentou um teor abaixo do esperado, talvez por causa do biureto, que não reagiu completamente com a amostra, dando um valor abaixo da literatura. Desse modo, para melhores resultados, é indicado que se efetue um outro método de determinação de proteínas, podendo um outro método (Método de Kjhedahl) ser verificado no anexo I.

39

5 PRÁTICA 5 DETERMINAÇÃO DE AÇÚCARES REDUTORES E NÃO-REDUTORES

5.1 OBJETIVOS

Os objetivos do procedimento experimental são de se determinar os teores de açúcares redutores e não-redutores em amostras da mistura alimentícia.


Os materiais utilizados foram: barra magnética para agitação, funil de Buchner, Kitassato, Bico de Bunsen, tripé e tela de amianto, pêra, Erlenmeyer de 250 mL, pipetas graduadas de 5 mL, pipetas graduadas de 10 mL, bureta de 50 mL, Béquers de 50, 100 e 500 mL, proveta de 50 mL, bastão de vidro, balões volumétricos de 100 mL, espátula, pissete de água deionizada, pipeta Pasteur e bulbo, vidro de relógio, papel de filtro qualitativo, pipetas volumétricas de 10 mL e luvas. Os equipamentos utilizados foram: balança analítica, chapa de aquecimento com agitação magnética, banho-maria, Sistema de Filtração a Vácuo e um Mixer. Os reagentes utilizados foram as soluções de Fehling, Solução de glucose 1000%, Solução saturada de Acetato de Chumbo, Sulfato de Sódio anidro PA, Ácido Clorídrico concentrado, Carbonato de Sódio PA e a solução indicadora de Azul de Metileno 1%.

5.3 METODOLOGIA

40

Transferiu-se, para erlenmeyer de 250mL, 10 mL de cada uma das soluções A e B de Fehling; adicionou-se 40 mL de água;em seguida aqueceu-se até ebulição (em Bico de Bunsen); Transferiu-se a solução-padrão de glucose 1% m/v para bureta de 50mL; Adicionou-se, gota a gota, à solução de glucose ao líquido sob fervura (mantido sob fervura na chapa de aquecimento), sob agitação constante, até a solução tornar-se incolor. Após o aparecimento de um precipitado de óxido cuproso no fundo,adicionouse 1mL de solução indicadora de azul de metileno e continou-se a titulação até o completo desaparecimento da coloração azul da solução. A partir do volume consumido da solução de glucose, calculou-se a massa equivalente de glucose para a redução dos íons cúpricos do reagente de Fehling.

5.3.1 Determinação de Açúcares Redutores na Amostra de Alimento

Pesou-se 5,00g de amostra em béquer de 50mL e transferiu-se para béquer de 500mL; em seguida adicionou-se 50mL de água deionizada e o homogenizou em mixer. Aqueceu-se em BM por 20 minutos, esfriou-se e o transferiu para um balão de 100mL; Adicionou-se 2mL de solução saturada de acetato de chumbo (para precipitação de interferentes), o homogenizou e completou-se o volume com água. Filtrou-se, adicionou-se sulfato de sódio seco (para precipitar o excesso de chumbo) e novamente filtrou-se; Transferiu-se o filtrado para bureta de 50mL; Em erlenmeyer de 250mL adicionou-se 10 mL de cada uma das soluções A e B de Fehling e 40 mL de água; em seguida aqueceu-se até ebulição (em Bico de Bunsen); Adicionou-se, gota a gota, o filtrado contido na bureta ao líquido sob fervura (mantido sob fervura na chapa de aquecimento), sob agitação constante, até que a solução ficou incolor. . Após o aparecimento de um precipitado de óxido cuproso no fundo,adicionou-se 1mL de solução indicadora de azul de metileno 1% e continou-se a titulação até o completo desaparecimento da coloração azul da solução. A partir dos dados obtidos, calculou-se o teor de açúcares redutores (expressos em glucose).

41

5.3.2 Determinação de açúcares não-redutores na amostra de alimento:

Transferiu-se, para balão de 100mL, uma alíquota de 30mL do filtrado preparado para a determinação de açúcares redutores; adicionou-se 5mL de ácido clorídrico concentrado e aqueceu-se em banho-maria fervente por 15 minutos; Esfriou-se e o neutralizzou com carbonato de sódio, até que não houvesse desprendimento do CO2; completou-se o volume para 100 mL com água deionizada e o homogeneizou; Transferiu-se o hidrolisado para uma bureta de 50mL; Em erlenmeyer de 250mL: adicionou-se 10 mL de cada uma das soluções A e B de Fehling e 40 mL de água; em seguida aqueceu-se até ebulição (em Bico de Bunsen); Adicionou-se, gota a gota, o hidrolisado contido na bureta ao líquido sob fervura (mantido sob fervura na chapa de aquecimento), sob agitação constante, até que a solução ficou incolor. Após o aparecimento de um precipitado de óxido cuproso no fundo,adicionou-se 1mL de solução indicadora de azul de metileno 1% e continouse a titulação até o completo desaparecimento da coloração azul da solução. A partir dos dados obtidos, calculou-se o teor de açúcares não-redutores (expressos em sacarose).

5.4 RESULTADOS

Os experimentos se realizados tiveram como base os experimentos utilizando o método de Fehling. Sabendo-se que a solução de glucose utilizada era de 1% e que o volume obtido para a titulação dessa foi de 9,35 mL, tem-se que o título da solução é de 0,0935% de glucose.

42

5.4.1 Determinação de Açúcares Redutores na Amostra de Alimento

Durante a execução dos experimentos de açúcares redutores nas amostras alimentícias ocorreu o fato de que não foi efetuada solução suficiente para a completa titulação dos açúcares redutores.

5.4.2 Determinação de açúcares não-redutores na amostra de alimento

Nos experimentos de determinação de açúcares não-redutores na amostra de alimento encontrou-se o volume da titulação de 54,0 mL. Sabendo-se que para que se encontre o valor de açúcares totais da solução utiliza-se a equação X e através do valor encontrado nessa pode-se encontrar o valor de açúcares não redutores, tem-se:

∗ ∗   ∗ (%) =    ∗  ∙∗ 100

ã

çã

0,95 0,3

(Equação 8)

Onde: T= Título de Fehling (0,0935 g); Volbalão= Volume do balão de diluição da amostra (100 mL) Voltitulação= Volume de amostra gasto na titulação (54,0 mL) Pamostra= Peso da amostra (5,0128 g) Os valores 0,95 e 0,3 são, respectivamente, o fator de correção entre a diferença e a soma das massas moleculares de glucose+frutose com a sacarose e o fator de correção da diluição da amostra. Aplicando-se os valores tem-se :

∗∗  ∗ 0,95 = 100 ∗ 0,0935  ∗ 100 ∗ 0,95 = 10,938 % % = 100 54,0  ∗ 5,0128 ∗ 0,3   ∗  ∙∗ 0,3 ã

çã

43

5.5 DISCUSSÃO `

Fazendo-se uma comparação entre os resultados obtidos pela equipe e pelos

demais grupos do laboratório, podem ser verificadas diversas discrepâncias (Tabela 17). As equipes 1, 3 e 4 realizaram experimentos simplificados apenas, logo, não se torna possível calcular o desvio padrão dessas. Com relação a determinação do teor de açúcares redutores, as equipes 1, 3 e 4 tiveram problemas com relação ao volume de amostra produzido, visto que aquele disponível não foi o suficiente para promover a total oxidação da solução de Fehling a óxido cuproso, logo, não se tem resultados para esses. Além disso, verificou-se grandes variações nos valores dos teores de açúcares não-redutores, o que sugere incertezas pro método. Tabela 17 - Valores obtidos para as titulações dos diferentes grupos Volume Volume Volume Titulação DesvioTitulação DesvioTitulação Equipe Glucose padrão Açúcares padrão Açúcares não(média) redutores redutores 1 22,1 mL 28,5 2 17,5 mL 2,758 78,4 31,2 3 9,35 54,0 4 23,0 mL 54,0 5 18,8 mL 1,39 73,2 29,0 Média 20,35 2,27 75,5 2,16 39,34

Desviopadrão 12,0

Durante os experimentos obteve-se na titulação com a solução de glucose o volume de 9, 35 mL, o que destoa totalmente dos demais e ocasiona em um teor de açúcares totais diferenciado dos demais (10,938%). Logo, podem-se sugerir erros experimentais nesses dados, o que torna necessário uma nova análise da amostra alimentícia para que se possam garantir esses. Possíveis fontes dos erros são as chapas de aquecimento, que ao não manter a solução de Fehling em ebulição possibilitam a oxidação do cobre pelo oxigênio do ar (DEMIATE et al , 2002), pelo tempo de titulação superior a 3 minutos, o que ocasiona a decomposição dos açúcares em função do calor (DEMIATE et al , 2002).

44

6 COMPOSIÇÃO CENTESIMAL DA MISTURA ALIMENTÍCIA

Através das análises realizadas pode-se então calcular a composição centesimal da mistura, visto que se encontraram os dados dos principais componentes dessa (tabela 18). Para o cálculo do valor calórico da mistura considera-se: 

1 g de proteína = 4 kcal



1 g de Lipídeo = 9 kcal



1 g de carboidrato = 4 kcal Sendo o valor energético total o somatório desses.

Tabela 18 - Composição da mistura alimentícia por 100 g de am ostra. Unidade Valor Umidade (%) 33,135 Energia (kcal) 199,752 Proteínas g 0,73 Lipídeos g 17,00 Carboidratos g 10,938 Cinzas g 3,973 Cloreto de sódio g 2,87715

45

7 CONCLUSÃO

Com os experimentos foi possível determinar a umidade, os cloretos e fosfatos em cinzas, os lipídeos totais, o índice de iodo, as proteínas os açúcares não redutores, com os mais diversos métodos de análise, desde o método de Fehling até o método de Biureto. Os métodos utilizados nos experimentos são simples, rápidos e baratos, porém, alguns desses métodos, podem apresentar problemas como, por exemplo, interferentes, dando um valor no qual não era esperado. Pode-se perceber isso durante alguns experimentos, no qual o teor deu acima ou abaixo do esperado. Através destas composições calculou-se o valor energético da amostra, cujo valor foi considerado bastante calórico, principalmente devido a grande porção lipídica da receita vindo principalmente da quantidade de óleo utilizada. Ainda nota-se um baixo teor de proteínas. Assim conclui-se que os métodos clássicos para análise de alimentos possuem uma boa margem de aplicação.

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REFERÊNCIAS ARAÚJO, A.A.S; MERCURI, L.P.; SEIXAS, S.R.S; STORPIRTIS, S; MATOS, J.R.M.; Determinação dos teores de umidade e cinzas de amostras comerciais de guaraná utilizando métodos convencionais e análise térmica. Brazilian Journal of Pharmaceutical Sciences. Vol. 42, n. 2, abr./jun., 2006 CECCHI, H. M.. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. 2 ª edição. São Paulo, Editora da Unicamp, 2003. DEMIATE, I.M.; WOSIACKI, G.; CZELUSNIAK, C.; NOGUEIRA, A.; Determinação de açúcares redutores totais em alimentos. Comparação entre Método Colorimétrico e Titulométrico. Exact and Soil Sciences, Agrarian S. and Engineering, 8 (1): 65 – 78, 2002 INSTITUTO ADOLFO LUTZ, São Paulo. Normas analíticas do Instituto Adolfo Lutz . São Paulo, 2005. PARK, K.J; ANTONIO, G.C.; ANÁLISES DE MATERIAIS BIOLÓGICOS. Apostila. Universidade Estadual De Campinas - Faculdade De Engenharia Agrícola. 2006. Disponível em . Acesso em 01 de Julho de 2012. ’ DEMIATE, I.M; WOSIACHI, G; CZELUSNIAK, C; NOGUEIRA, A. Determinação de açúcares redutores e totais em alimentos. Comparação entre método Disponível no site colorimétricos e titulométricos. , acessado no dia 29 de junho de 2012. SEBRAE; Regulamento da inspeção industrial e sanitária de produtos de origem animal – RIISPOA. Disponível no site acessado no dia 29 de junho de 2012. CAMPESTRE IND; Especificações técnicas do óleo de canola. Disponível no site acessado no dia 29 de junho de 2012.

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HEALTH & SAFETY; Iodine clock reaction. Novembro de 2006, disponível no site acessado no dia 29 de junho de 2012.

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ANEXOS Anexo I MÉTODO ALTERNATIVO PARA DETERMINAÇÃO DE LIPÍDEOS EM ALIMENTOS: MÈTODO SOXHLET Soxhlet é um método de extração a quente que trabalha com um refluxo descontínuo e intermitente de solvente com a vantagem de evitar a temperatura alta de ebulição do solvente, pois a amostra não fica em contato direto com o solvente quente, evitando assim a decomposição da gordura na amostra. Os dois solventes mais utilizados são o éter de petróleo e o éter etílico (Cecchi, 2003). MATERIAIS: 

Aparelho Soxhlet;



Condensador de refluxo;



Rotaevaporador;



Cartucho;



Manta de aquecimento;



Balança Analítica de Pesagem ( 0,001 g)

REAGENTES: 

Amostra ;



Éter de petróleo

PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL: Pesar uma porção da amostra e adicioná-la a um cartucho extrator já tarado. Feito isso, pesar um balão previamente seco à elevada temperatura e previamente mantido no dessecador. Em seguida adicionar um pequeno volume do éter de petróleo ao balão, e conectar ao equipamento Soxhlet, montado sobre a manta de aquecimento. A amostra contida no cartucho extrator deve ser inserida no equipamento Soxhlet.

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Posteriormente, adicionar 100 mL de éter de petróleo, acrescentar pérolas de vidro ao balão. Em seguida, conectar ao sistema um condensador de refluxo e as mangueiras para a passagem de água, adicionar também uma quantidade a mais de solvente, o suficiente para encher o extrator.Logo em seguida ligar a chapa, e fixar a uma temperatura que satisfaça uma extração controlada, mudar durante o tempo a fim de melhor controlar a ebulição. Manter o sistema até que se passe 10 sifonadas, assim que atingir este ponto, desligar o sistema e deixar em descanso por um pequeno período. Após isso, leva o balão ao rotava por durante 30 minutos para recuperação da maior parte possível do solvente, objetivando uma maior pureza. Por fim, levar o balão para estufa para eliminação do que sobrar de solvente, e então resfriar e levar ao dessecador para posteriormente realizar-se a pesagem.

50

Anexo II 1 MÉTODO ALTERNATIVO PARA DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS – MÉTODO KJELDAHL O método de Kjeldahl determina o teor de nitrogênio de origem orgânica. Como o teor de nitrogênio dos diferentes tipos de proteína é aproximadamente o mesmo (em torno de 16%), pode-se multiplicar a porcentagem de nitrogênio total encontrado pelo fator de 6,25 para obter a porcentagem de proteína na amostra. (CECCHI, 2003) 1.1 MATERIAIS 

Balões microkjeldahl de 100 mL



Buretas de 50 mL com suporte



Erlenmeyers de 250 mL, 125 mL e 50 mL



Frascos comuns de 1L



Digestores



Balão volumétrico de 100 mL



Pipeta volumétrica de 25 mL



Bureta com ponta larga para H2SO4 concentrado



Destiladores

1.2 REAGENTES 

Carbonato de Sódio



Alaranjado de metila 0,1%



HCl 0,1 M



NaOH 0,02



NaOH concentrado



Ácido bórico 2,0%



Fenolftaleína



Verde de bromocresol 0,1% em álcool

51



HCl concentrado



Mistura de catalisadores: 96% K 2SO4, 4% CuSO 4.5H2O bem moídos e misturados



Ácido sulfúrico concentrado 1.3 DIGESTÃO Juntar num balão microkjeldahl de 100 mL, 200 mg de amostra (pesada em

balança analítica até 0,1 mg), 1,5 g de mistura de catalisadores e 3,0 mL de H 2SO4 concentrado. Fazendo com que a amostra e os reagentes caiam no fundo do balão sem tocar nas paredes. Colocar o balão no digestor e digerir por 20 minutos. Tirar o balão e deixar resfriar até a temperatura ambiente. Coloque 5 mL de água oxigenada com uma proveta. Repor o balão no digestor e aquecer devagar. Se não se tornar translúcido em 15 minutos, resfriar novamente e adicionar mais 5 mL de água oxigenada. Aquecer até tornar-se translúcido e não haver mais resíduos carbonizados. Deixar resfriar por 15 a 20 minutos à temperatura ambiente e a seguir resfriar em água de torneira. Colocar vagarosamente, com agitação, 40 mL de água destilada. 1.4 DESTILAÇÃO Pesar aproximadamente 7,0 mg de NaOH e colocar em um erlenmeyer de 50 mL. Juntar 11 mL de água destilada ao frasco e agitar até que o NaOH esteja dissolvido. Esfriar sob água corrente. Colocar aproximadamente 10 mL de ácido bórico em um erlenmeyer. Adicionar 4 gotas de vermelho de metila e 6 gotas de verde de bromocresol. Colocar o frasco com ácido bórico e a mistura de indicadores na saída do destilador. Colocar a amostra digerida no destilador e em seguida a solução de soda. Proceder à destilação até que cerca de 2/3 do líquido contendo a amostra tenha sido recolhido no erlenmeyer com ácido bórico.

Relatório Bromatologia

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