Manual de Bromatologia 2017 Para Imprimir 2

UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES ZARAGOZA

Química Farmacéutico Biológica

Nombre del área o ciclo académico

BROMATOLOGÍA LABORATORIO

JULIO 2017

Mtro. Alejandro Flores Galindo

SISTEMA DE GESTIÓN DE LA CALIDAD DE LOS LABORATORIOS DE DOCENCIA MANUAL DE LABORATORIO DE Código

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Prologo Este manual es una recopilación de técnicas, de antemano pido disculpas por adjudicarme el título de autor, pues no soy el creador de los métodos descritos; únicamente me he limitado a hacer una recopilación de métodos clásicos de análisis, algunas técnicas especiales y solo en algunos casos he hecho alguna pequeña adaptación o modificación. El formato propuesto de análisis que se describen corresponden a las técnicas que se hacen en el laboratorio de Bromatología, se adaptaron y en algunos casos solo será informativo, se recopilaron los análisis químicos de alimentos que se realizan en diversas instituciones, Dichas prácticas están orientadas a: - Evaluación de alimentos que se realizan en el laboratorio de Bromatología. - Aplicarse en cualquier carrera que tenga como asignatura el análisis de alimentos, Veterinaria, Farmacia o Agricultura, y estudios de postgrado - Consulta para profesionales de estas especialidades que trabajen en el campo del análisis químico de alimentos.

Agradeciendo el apoyo para este manual.



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PRESENTACION Bromatología Este módulo enfatiza la importancia de los alimentos al darle un conocimiento adecuado del porque los alimentos son “promotores de la salud”, busca profundizar la relación de la nutrición en la salud. No solo analizar los componentes de los alimentos, sus consecuencias fisiológicas o una dieta balanceada, se busca también relacionar alimentos con fármacos y su importancia con el área clínica, en ambos casos como medio de prevención. Este módulo tiene un componente teórico y otro práctico. En la parte teórica se realiza el análisis proximal de alimentos, de aquí se propone la formación integral del alumno para realizar proyectos para integrar adecuadamente teoría-laboratorio para que el módulo funcione como tal. Con respecto a la metodología se llevan a cabo diversas técnicas desde la exposición, así como pasando por seminarios, diseños y desarrollo de proyectos, investigación bibliográfica y discusión (en todos los casos) con la finalidad de despertar en el alumno la capacidad de reflexionar y de discutir acerca de los temas del curso. La integración se logra con el planteamiento de interrogantes y discusiones para trabajar proyectos que retroalimenten tanto la actividad teórica como la práctica.



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Tabla de contenido Prologo..............................................................................................................................................2 PRESENTACION............................................................................................................................3 Objetivo de Manual (de investigación).........................................................................................4 Resultados del Aprendizaje...........................................................................................................4 Competencias..................................................................................................................................5 I.

Competencias Generales:..................................................................................................5 Instrumentales..........................................................................................................................5 Interpersonales........................................................................................................................5 Sistémicas................................................................................................................................6

II.

Competencias Específicas:................................................................................................6 Saber:........................................................................................................................................6 Saber hacer:.............................................................................................................................7

GENERALIDADES.................................................................................................................................7 A.

Necesidad de alimentos.........................................................................................................9

B.

Preparación y toma de muestras..........................................................................................10

C.

Técnicas de muestreo...........................................................................................................11

D.

Recipientes para muestras....................................................................................................11

E.

Etiquetado y hojas de registro..............................................................................................11

F.

Propósito específico del Muestreo.......................................................................................12

G.

Competencia adquirida en el muestreo:..............................................................................12

H.

Resultados esperados:..........................................................................................................13

I.

FUNDAMENTO......................................................................................................................13



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J.

PROCEDIMIENTO:.................................................................................................................13

K.

Calculo y resultados..............................................................................................................14

L.

BIBLIOGRAFÍA.......................................................................................................................14 1.

HUMEDAD......................................................................................................................14

1.1.

Método a emplearse en el Laboratorio.......................................................................15

1.2.

DETERMINACION DE HUMEDAD EN ESTUFA DE SECADO (INDIRECTO).....18

A.

Propósito específico de la práctica..............................................................................18

B.

Criterios de desempeño:...............................................................................................18

C.

Fundamento:..............................................................................................................18

D.

Material y equipo:.......................................................................................................18

E.

Procedimiento:...............................................................................................................18

F.

Cálculos..........................................................................................................................19

G.

Resultados esperados:.............................................................................................19

H.

Sistema de evaluación..............................................................................................19

I. 2.

Método de asignación de calificaciones.....................................................................19

Método de cenizas totales.......................................................................................................19 2.1.

Determinación de cenizas en húmedo...................................................................20

2.2.

DETERMINACION DE CENIZAS TOTALES.............................................................21

A.


B.


C.


D.

Fundamento:..............................................................................................................22

E.

Material y equipo............................................................................................................22

F.

Reactivos:.......................................................................................................................22

G.

Procedimiento:...........................................................................................................22

H.

Cálculos:.....................................................................................................................23



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I.

Sistema de evaluación..................................................................................................23

J.


2.3.

DETERMINACION DE CENIZAS SOLUBLES EN AGUA.......................................24

A.


B.


C.


D.

Fundamento:..............................................................................................................24

E.

Material y equipo:..........................................................................................................24

F.

Procedimiento:...............................................................................................................24

G.

Cálculos:.....................................................................................................................25

H.

Sistema de evaluación..............................................................................................25

I. 3.


Determinación de elementos minerales.............................................................................25 3.1.

Introducción....................................................................................................................25

3.2. PROCEDIMIENTO DETERMINACIÓN DE METALES EN ALIMENTOS Método Espectrometría de Absorción Atómica....................................................................................27 A.


B.


C.


D.

Fundamento...............................................................................................................27

E.

Materiales, insumos y equipos.....................................................................................27

F.

Reactivos........................................................................................................................28

G.

Procedimiento............................................................................................................28

H.

Cálculos:.....................................................................................................................29

I.


J.




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3.1.

Calcio..............................................................................................................................29

3.1.1.

Introducción............................................................................................................29

A.


B.


C.


D.

Fundamento:..............................................................................................................31

E.


F.

Reactivos:.......................................................................................................................31

G.

Procedimiento:...........................................................................................................32

H.

Cálculos:.....................................................................................................................32

I.


J.


3.2.

Determinación de Calcio en el Alimento método volumetrico.................................33

3.2.1.

Introducción............................................................................................................33

A.


B.


C.


D.

Fundamento...............................................................................................................34

E.

Material y equipo............................................................................................................34

F.

Reactivos........................................................................................................................34

G.

Procedimiento............................................................................................................35

H.

Cálculos......................................................................................................................35

I.


J.


1.1.

FIERRO o hierro en alimentos.....................................................................................36

1.1.1.

INTRODUCCION:..................................................................................................36



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3.2.2.

4.

DETERMINACIÓN DE HIERRO (ESPECTROFOTOMETRÍA).......................37

A.


B.


C.


D.

Fundamento:..............................................................................................................37

E.

Material...........................................................................................................................37

F.

Reactivos........................................................................................................................38

G.

Metodología................................................................................................................38

H.

Cálculos......................................................................................................................40

I.


J.


PROTEINAS TOTALES........................................................................................................41 4.1.

Introducción....................................................................................................................41

4.2.

Comparación de los Métodos......................................................................................44

4.3.

METODO MICRO-KJELDAHL.....................................................................................45

A.


B.


C.


D.

Fundamento:..............................................................................................................46

E.

Material Y Equipo:........................................................................................................46

F.

Reactivos:.......................................................................................................................46

G.

Procedimiento:...........................................................................................................46

H.

Cálculos:.....................................................................................................................47

I.


J.


4.4.

Nitrógeno Total por el Método de Micro Kjeldahl. (Zumbado, 2004)......................48

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5.

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A.


B.


C.


D.

Fundamento:..............................................................................................................48

E.

Material y aparatos........................................................................................................49

F.

Reactivos y soluciones.................................................................................................49

G.

Procedimiento............................................................................................................49

H.

Cálculos......................................................................................................................50

I.


J.


Grasa Bruta............................................................................................................................51 5.1.

INTRODUCCION...........................................................................................................51

5.1.1.

Método gravimétrico por extracción....................................................................52

5.2.

MÉTODO GOLFISH (EXTRACCIÓN CONTINUA A REFLUJO).............................52

A.


B.


C.


D.

Fundamento:..............................................................................................................52

E.


F.

Reactivos:.......................................................................................................................53

G.

Metodología................................................................................................................53

H.

CÁLCULOS:...............................................................................................................54

I.


J.


5.3.

MÉTODO POR EXTRACCIONES...............................................................................54

A.




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B.


C.


D.

Fundamento:..............................................................................................................55

E.


F.

Reactivos:.......................................................................................................................55

G.

Metodología................................................................................................................56

H.

Cálculos:.....................................................................................................................56

I.


J.


5.4.

EXTRACCIÓN CONTINUA CON UN APARATO DE SOXHELT.............................57

A.


B.


C.


D.

Fundamento:..............................................................................................................57

E.

Material...........................................................................................................................57

F.

Reactivos........................................................................................................................58

G.

Metodología................................................................................................................58

H.

Cálculos......................................................................................................................58

I.


J.


6.

ACEITES Y GRASAS........................................................................................................59 6.1.

Introducción................................................................................................................59

6.2.

índice de acidez.........................................................................................................60

6.2.1.

Introducción:...........................................................................................................60

6.2.2.

ÍNDICE DE ACIDEZ (MÉTODO OPERATORIO FES ZARAGOZA)...............61

A.




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B.


C.


D.

Fundamento:..............................................................................................................62

E.


F.

Reactivos:.......................................................................................................................62

G.

Metodología................................................................................................................62

H.

Cálculos:.....................................................................................................................63

I.


J.


6.2.3. ÍNDICE DE ACIDEZ: TÉCNICA OPERATORIA (PANREAC. MÉTODOS OFICIALES DE ANÁLISIS. ACEITES Y GRASAS. 1999)................................................64 A.


B.


C.


D.

Fundamento:..............................................................................................................64

E.


F.


G.

Metodología................................................................................................................78

H.

Cálculo........................................................................................................................78

I.


J.


6.3.

ÍNDICE DE SAPONIFICACIÓN...............................................................................79

6.3.1.

Introducción:...........................................................................................................79

6.3.2. ÍNDICE DE SAPONIFICACIÓN. MÉTODO OPERATORIO EN FES ZARAGOZA............................................................................................................................80 A.




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B.


C.


D.

Fundamento:..............................................................................................................81

E.


F.

Reactivos:.......................................................................................................................81

G.

Metodología................................................................................................................81

H.

Cálculos......................................................................................................................81

I.


J.


6.3.3. ÍNDICE DE SAPONIFICACIÓN. TÉCNICA OPERATORIA (NC 85-04. ACEITES Y GRASAS COMESTIBLES. MÉTODOS DE ENSAYO. 1981) (Zumbado, 2004) 82 A.


B.


C.


D.

Fundamento:..............................................................................................................82

E.


F.


G.

Metodología................................................................................................................83

H.

Cálculos......................................................................................................................84

I.

Sistema de Evaluación.................................................................................................84

J.


6.4.

ÍNDICE DE YODO.....................................................................................................85

6.4.1.

Introducción............................................................................................................85

6.4.2.

MÉTODO DE HANUS. TÉCNICA OPERATORIA EN LA FES ZARAGOZA. .86

A.




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B.


C.


D.

Fundamento:..............................................................................................................86

E.


F.

Reactivos:.......................................................................................................................86

G.

Metodología................................................................................................................87

H.

Cálculos:.....................................................................................................................87

I.


J.


6.4.3. ÍNDICE DE YODO. TÉCNICA OPERATORIA (PANREAC.. MÉTODOS OFICIALES DE ANÁLISIS. ACEITES Y GRASAS. 1992) (Zumbado, 2004)................88 A.


B.


C.


D.

Fundamento:..............................................................................................................88

E.

Material y aparatos:.......................................................................................................89

F.

Reactivos y disoluciones:.............................................................................................89

G.

Metodología................................................................................................................89

H.

Cálculos:.....................................................................................................................90

I.


J.


6.5.

ÍNDICE DE RANCIDEZ............................................................................................91

6.5.1.

Introducción:...........................................................................................................91

6.5.2. DETERMINACIÓN DE RANCIDEZ MÉTODO OPERATORIO EN LA FES ZARAGOZA............................................................................................................................92 A.




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B.


C.


D.

Fundamento:..............................................................................................................93

E.


F.

Reactivos:.......................................................................................................................93

G.

Metodología................................................................................................................93

H.

Cálculos:.....................................................................................................................93

I.


J.


6.5.3. INDICE DE PEROXIDOS. TÉCNICA OPERATORIA (NC 85-04. ACEITES Y GRASAS COMESTIBLES. MÉTODOS DE ENSAYO. 1981) (Zumbado, 2004)...........94 A.


B.


C.


D.

Fundamento:..............................................................................................................94

E.


F.

Reactivos........................................................................................................................95

G.

Metodología................................................................................................................96

H.

Cálculo........................................................................................................................96

I.


J.


6.5.4.

ÍNDICE DE PERÓXIDOS EN GRASAS (Fernández, 2015)............................97

A.


B.


C.


D.

Fundamento:..............................................................................................................98



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E.

Material...........................................................................................................................98

F.

Reactivos........................................................................................................................98

G.

Metodología................................................................................................................99

H.

Cálculos......................................................................................................................99

I.

Sistema de Evaluación...............................................................................................100

J.

Método de asignación de calificaciones...................................................................100

6.5.5.

FRACCIÓN INSAPONIFICABLE EN GRASAS (Fernández, 2015).............100

A.

Propósito específico de la práctica............................................................................100

B.

Criterios de desempeño:.............................................................................................100

C.

Resultados esperados:...........................................................................................101

D.

Fundamento:............................................................................................................101

E.

Material.........................................................................................................................101

F.

Reactivos......................................................................................................................101

G.

Metodología..............................................................................................................101

H.

Cálculos....................................................................................................................102

I.


J.


6.5.6.

ÁCIDOS OXIDADOS EN GRASAS...................................................................103

A.


B.


C.


D.

Fundamento:............................................................................................................103

E.

Material.........................................................................................................................103

F.

Reactivos......................................................................................................................104

G.

Metodología..............................................................................................................104

H.

Cálculos....................................................................................................................106

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7.

Código


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I.


J.


AZUCARES..........................................................................................................................107 7.1.

INTRODUCCIÓN:........................................................................................................107

7.2.

MÉTODO VOLUMÉTRICO PARA CARBOHIDRATOS..........................................108

A.


B.


C.


D.

Fundamento:............................................................................................................108

E.

Material y equipo:........................................................................................................108

F.

Reactivos:.....................................................................................................................109

G.

Metodología ..........................................................................................................109

H.

Cálculos:...................................................................................................................110

I.


J.


7.3. DETERMINACION DE CARBOHIDRATOS DIRECTOS (Reductores) Y TOTALES, METODO MODIFICADO....................................................................................110 A.


B.


C.


D.

Fundamento:............................................................................................................111

E.

Material y equipo..........................................................................................................111

F.

Reactivos......................................................................................................................111

G.

Metodología..............................................................................................................112

H.

Cálculos....................................................................................................................113

I.

Resultados....................................................................................................................113



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J.


K.


L.

Bibliografía....................................................................................................................114

7.4.

DETERMINACIÓN DE SACAROSA.........................................................................114

A.


B.


C.


D.

Fundamento:............................................................................................................114

E.

Metodología..................................................................................................................115

F.

Cálculos:.......................................................................................................................115

A.


B.


8.

FIBRA CRUDA.....................................................................................................................116

6.

VITAMINAS..........................................................................................................................118 8.1.

vitamina c......................................................................................................................118

8.2.

CUANTIFICACION DE VITAMINA C........................................................................119

8.3.

NITRATOS....................................................................................................................121

8.4.

NITRITOS.....................................................................................................................122

8.5.

cloruro de sodio............................................................................................................124

8.6.

SULFITOS....................................................................................................................125



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Objetivo de Manual (de investigación) Conocer y aprender los conceptos básicos de la técnica analítica de los principales nutrientes y constituyentes químicos de los alimentos, así como contaminantes, interpretar resultados y conocer las tendencias de futuro en el análisis de alimentos.

Resultados del Aprendizaje. El resultado del aprendizaje de esta asignatura es formar a los estudiantes para resolver problemas y tomar decisiones sobre los métodos analíticos más apropiados para llevar a cabo la determinación de los distintos constituyentes de los alimentos. Se pretende fomentar el pensamiento lógico de los estudiantes como herramienta básica en el aprendizaje de la metodología científica. Las capacidades a desarrollar son fundamentalmente de comprensión de las diferentes técnicas, sus fundamentos y posibles aplicaciones de las mismas, así como las aptitudes para la experimentación, análisis y discusión de resultados.

Competencias I.

Competencias Generales:

Instrumentales     

Capacidad de análisis y síntesis de información Capacidad de organización y planificación Capacidad de una correcta comunicación oral y escrita en lengua nativa Conocimiento de una lengua extranjera de interés científico Conocimientos básicos de informática aplicada al ámbito científico



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     

Capacidad de reunir e interpretar datos relevantes y de gestionar la información Capacidad de resolución de problemas Capacidad para la reflexión y la toma de decisiones Autocontrol Seguridad en sí mismo

Interpersonales                

Habilidad para el trabajo en equipo de carácter interdisciplinar Capacidad de trabajo en un contexto internacional Habilidad en las relaciones interpersonales Reconocimiento a la diversidad y la multiculturalidad Capacidad de razonamiento crítico Capacidad de elaboración y defensa de argumentos Iniciativa y espíritu emprendedor Capacidad de reflexión y juicio sobre temas relevantes de índole social, científica o ética Capacidad de transmitir información, ideas, problemas y soluciones a un público tanto especializado como no especializado Capacidad para emprender estudios posteriores con un alto grado de autonomía Compromiso ético Capacidad autocrítica Conocimiento y valoración de la diversidad Responsabilidad social Responsabilidad laboral

Sistémicas  Capacidad de adquirir y aplicar conocimientos procedentes de la vanguardia científica  Capacidad de aplicar sus conocimientos al desarrollo práctico de su profesión  Capacidad de aprendizaje autónomo  Capacidad para la adaptación a situaciones nuevas



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     

II.

Creatividad Capacidad para el liderazgo Conocimiento de otras culturas y costumbres Motivación por la calidad Orientación hacia la obtención de resultados Sensibilidad hacia temas medioambientales

Competencias Específicas:

Saber: Ciencias básicas. Propiedades físico-químicas de los alimentos. Principios y procedimientos empleados en el análisis químico. Métodos generales y específicos para caracterización de compuestos químicos en matrices alimentarias.  Conocer el procedimiento analítico, los diferentes pasos que lo integran y el tratamiento estadístico de los datos experimentales.  Fundamentos de las principales técnicas instrumentales de análisis de alimentos.  Conocer los métodos de separación en el proceso analítico, sus principios básicos y la selección del método de separación más adecuado en cada caso.    

Saber hacer:  Manejar los conceptos, principios y teorías relacionadas con el análisis instrumental de alimentos.  Capacidad para aplicar distintas metodologías de análisis en la resolución de problemas de análisis cualitativo y cuantitativo.  Conocer y aplicar los distintos métodos de preparación y análisis de muestra en productos alimenticios.  Adquirir la formación básica para la actividad investigadora, siendo capaces de formular hipótesis, evaluar, interpretar y sintetizar datos de manera eficaz, para la resolución de problemas siguiendo el método científico.



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 Desarrollar habilidad para manejar instrumentación química estándar y equipos analíticos, como los empleados para determinación estructural y separación de compuestos.  Desarrollar habilidad para llevar a cabo buenas prácticas en procedimientos de análisis de alimentos.  Desarrollar capacidades para organizar, dirigir y ejecutar tareas en laboratorios químicos o en instalaciones complejas donde se desarrollen procesos de análisis de alimentos.

GENERALIDADES Previo al estudio de los alimentos y su clasificación por grupos afines, debemos definir algunos términos y conceptos desde el punto de vista reglamentario y técnico, para lo cual emplearemos básicamente lo estipulado en el Reglamento Sanitario de Alimentos.

Para este manual el Alimento se considera toda Sustancia o mezcla de sustancias naturales o elaboradas, que ingeridas por el hombre aportan a su organismo los materiales y la energía necesarias para el desarrollo de sus procesos biológicos, además son todas aquellas sustancias que se ingieren por hábito, costumbres o como coadyuvantes que tengan o no valor nutritivo. Es necesario tener de manera general a los alimentos clasificados para poderlos analizar. De la misma forma la función de los alimentos que podemos resumir en: - Específicas: a) Calóricas o energéticas; son aquellas que brindan los glúcidos proteínas y grasas. b) Plásticas; proporcionadas fundamentalmente por las proteínas, aunque estas también son fuente de energía según los momentos biológicos por los que pase el organismo.



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c) Reguladoras; función trascendente de las vitaminas y a veces los minerales. - Para- específicas: Por lo general son menos tomadas en cuenta, pero no por ello dejan de ser importantes, ya que estimulan placenteramente, sacian, dan sensación de plenitud, inmunizan aumentan el peristaltismo intestinal y contribuyen a su evacuación. Es importante considerar que los alimentos se componen de agua, proteínas, grasas, carbohidratos, minerales y vitaminas. Se pueden clasificar, por su predominio dentro de los mismos. Considerando este rubro, se clasifican en: - Alimentos proteínicos (carne, pescado, huevo, etc) - Ricos en grasas (mantequilla, margarina, aceites vegetales, etc) - Ricos en carbohidratos (pan, azúcar, miel, uvas, etc) - Ricos en sales minerales y vitaminas (verduras, zanahorias, etc) De acuerdo a su contenido acuoso se clasifican en: - Bebidas (zumos, aguas, leche, etc) - Sólidos (queso, jamón, etc)

A. Necesidad de alimentos. Todo ser vivo necesita alimentos para vivir ya que un organismo vivo mantiene sus componentes corporales y su crecimiento gracias a la alimentación. Normalmente se ingieren por vía digestiva. El alimento está relacionado con la dieta (todo lo que un organismo come durante 24 horas). El alimento está destinado a suministrar estructuras químicas para desarrollar las funciones y mantener la salud. El conocimiento de la composición de los alimentos permite formular la dieta, acorde con las necesidades individuales. Para comprender, facilitar su empleo y brindar orientación alimentaria, los alimentos se han clasificado en grupos cuya complejidad varía dependiendo de la población a la cual va dirigida la orientación. En ese sentido, el Proyecto de Norma Oficial Mexicana PROY-NOM-SSA2-0432002 propone la clasificación en seis grupos básicos y dos grupos accesorios. Esta clasificación forma parte del sistema de equivalentes, método que permite planificar la alimentación. (Esquivel, 2014) Esta clasificación parte de la base de que los alimentos de un mismo grupo tienen aproximadamente el mismo valor energético y cantidad de carbohidratos, proteínas y lípidos, es decir, son equivalentes entre sí, lo cual facilita el



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intercambio de unos alimentos por otros dentro de cada grupo y permite variedad en la dieta sin perder su equilibrio (Esquivel, 2014) Grupo

2

Lipidos Grasas gramos 0

18

6

1

105

Frutas

10

0

0

40

Verduras

5

2

0

25

Productos Animales Leche

0

7

5

75

9

9

8

145

Grasa*

0

0

5

45

Azúcares*

10

0

0

40

Cereales y tubérculos Leguminosas

Carbohidratos CHOS en gramos 15

Proteínas gramos

en

o en

Energia (Kcal)

70

*Accesorios Tabla 1: Equivalentes de los de los seis grupos básicos y dos grupos accesorios (Esquivel, 2014)

B. Preparación y toma de muestras Antes de realizar cualquier tipo de análisis es necesario tener una muestra que represente lo más posible al producto o al lote que analizamos, para que podamos tener resultados reales. Para lo cual debemos conocer y saber usar los muestreos. Los Términos usados en muestreo son: (Acero, 2007) a) Envió total. b) Lote. La cantidad de alimento que se va a adquirir. Puede ser él envió total o una parte del mismo. c) Muestra primaria -, muestra tomada de un lote, varias muestras primarias son representativas de un lote. d) Muestra bruta es la combinación de varias muestras primarias combinadas, de las que se extrae la muestra contractual.



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e) Muestra contractual es la muestra representativa de un lote y es la que se usa para el análisis, el tamaño de la muestra se determina por acuerdo entre el vendedor y el comprador. Los alimentos son materiales difíciles de muestrear ya que están constituidos por componentes diversos que no están en igual proporción en todas las muestras, por lo que hay que realizar una homogenización antes de tomar la muestra para el análisis. Sólidos: Cuando el material para análisis tiene características homogéneas, es suficiente con tomar una cantidad suficiente de muestra a fin de efectuar las determinaciones necesarias y reservar otra con la que se pueda comprobar algún dato en caso de existir dudas sobre los resultados obtenidos. Si el material de análisis es heterogéneo, el tamaño de la muestra dependerá de la cantidad de dicho material, así como de la variación del tamaño de sus partículas y en el número de masas individuales. En este caso, el material de estudio será fraccionado vertical y horizontalmente en distintas zonas. Empleando el muestreo por cuarteo, las fracciones tomadas se mezclan, trituran y apilan en cono, el cual se divide en cuatro secciones verticales. Dos secciones opuestas se descartan, las otras dos se combinan y tamizan para lograr una muestra representativa y uniforme. Semisólidos, viscosos y líquidos. Se homogeniza el alimento en una licuadora hasta que se tenga una fase, de esta se toman las muestras y se procede a analizar.

C. Técnicas de muestreo. Los métodos de muestreo se pueden clasificar en tres grupos: 1. Mecánico y manual: Consiste en tomar porciones de material que se encuentra en una banda transportadora en movimiento. 2. Continuo e intermitente: La muestra se toma de manera constante, a una distancia determinada si el material es homogéneo y único. Este sistema también se aplica cuando el muestreo es unitario.

3. Aleatorio: Se toman las muestras al azar. Aplicado casi exclusivamente a materiales homogéneos. Los métodos anteriores se pueden aplicar tanto a muestras líquidas como a sólidas.



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D. Recipientes para muestras Para almacenar las muestras de alimento se utilizarán frascos de vidrio o politeno con tapa, de diferentes tamaños. Estos recipientes tienen que secarse cuidadosamente antes del uso. Hay que prestar especial atención a la tapadera. El agua puede quedar retenida en el enroscado de la tapadera dando lugar a resultados erróneos durante el análisis. Los recipientes de politeno tienen el inconveniente de la dificultad con que se adhieren las etiquetas.

E. Etiquetado y hojas de registro Una vez tomada la muestra ésta se etiquetará y registrará inmediatamente. La información mínima requerida para identificar la muestra es la siguiente:         

Número consecutivo de la muestra Tipo de muestra Número del lote o producto Fecha y hora de la toma de muestra Fecha de recepción por el laboratorio Fecha de análisis Analista Suministrador de la materia prima Características especiales (si las hay)

La etiqueta propuesta para este laboratorio es la siguiente: FES ZARAGOZA UNAM LABORATORIO DE BROMATOLOGIA REACTIVOS O INDICADORES Tipo de muestra: Fecha y hora de la toma de muestra Fecha de análisis

Analista

Análisis a realizar

GRUPO Y EQUIPO



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Imagen 1: etiqueta para toma de muestra y análisis a realizar.

F. Propósito específico del Muestreo. El alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de emplear la técnica de preparación de los alimentos para su posterior análisis, describa y caracterice cuales son los pasos y el fundamento de cada uno de ellos para tener una muestra homogénea y sus análisis tengan repetitividad.

G.Competencia adquirida en el muestreo: • El alumno será competente cuando sepa usar los métodos de preparación de muestras y presente al laboratorio una muestra homogénea.

H. Resultados esperados: Los equipos de trabajo colectaran muestras y realizaran el proceso siguiendo las instrucciones para la preparación de muestras, mismas que serán usadas en las practicas desarrolladas durante todo el semestre.

I. FUNDAMENTO El muestreo debe diseñarse de tal forma que permita tomar una muestra representativa del alimento, así como la recolección de cualquier dato útil. Otro aspecto importante que se debe tomar en cuenta es la uniformidad en los análisis debido a que podría llegarse a conclusiones erróneas.

J. PROCEDIMIENTO: Toma de muestras La recolección de las muestras se debe efectuar evitando la contaminación externa, utilizar recipientes limpios, secos, libres de fugas, de boca ancha. Para control microbiológico obtener como mínimo 100g de muestra dentro de contenedores estériles.



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Manejo de muestras en el laboratorio y preparación del homogeneizado de muestra. Se deben anotar las condiciones físicas generales (apariencia, textura, olor) Mezclado Para asegurar una distribución más uniforme, homogeneizar circularmente las muestras unitarias líquidas y las muestras secas con una cuchara. Si el contenido es obviamente no homogéneo, examinar la muestra del alimento macerado o analizar cada porción por separado. Pesado Tarar el recipiente y pesar el tamaño de muestra analítica recomendado según la práctica. Lo anterior con el fin de obtener mejores resultados en cada una de las determinaciones analíticas que se llevarán a cabo para el producto que el alumno prepare en el laboratorio.

K. Calculo y resultados Deben diferenciarse los términos muestra bruta y poción de ensayo. La muestra bruta es la porción del material tomado de la población inicial (lote de un proceso de producción de alimentos, almacén de sacos de arroz, etc) que llega al laboratorio analítico y debe ser de un tamaño adecuado (entre 50 g y 1 Kg o más). La porción de ensayo es la cantidad de muestra tomada en el laboratorio por el analista para realizar el análisis, y su tamaño depende de las características del método y de los objetivos del análisis. Usualmente estos términos no se distinguen y se habla de forma general de muestra, pero debe quedar claro a que muestra nos estamos refiriendo.

L. BIBLIOGRAFÍA a) Proyecto de Norma Oficial Mexicana NOM-109-SSA1-1994, Bienes y servicios. Procedimientos para la toma, manejo y transporte de muestras de alimentos para su análisis microbiológico.



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b) Camacho, A., M.Giles, et al. Técnicas para el Análisis Microbiológico de Alimentos. 2ª edición. Facultad de Química, UNAM. México, 2009.

1. HUMEDAD Los métodos de secado son los más comunes para valorar el contenido de humedad en los alimentos; se calcula el porcentaje en agua por la pérdida en peso debida a su eliminación por calentamiento bajo condiciones normalizadas. Aunque estos métodos dan buenos resultados que pueden interpretarse sobre bases de comparación, es preciso tener presente que a) algunas veces es difícil eliminar por secado toda la humedad presente; b) a cierta temperatura el alimento es susceptible de descomponerse, con lo que se volatilizan otras sustancias además de agua, y c) también pueden perderse otras materias volátiles aparte de agua. (Kirk R. S., 1996) Existen diferentes métodos que se emplean para conocer el porcentaje de humedad los cuales los cuales se podrían clasificar en: a)

Método directo por destilación

b)

Métodos indirectos

c)

Métodos químicos

d)

Métodos físicos

Siendo la más usada la de secado en estufa, en la cual se mide la pérdida de peso cuando la muestra ha sido expuesta a una fuente de calor. Aunque esta técnica no debe emplearse con todas las muestras alimenticias, se recomienda antes de iniciar la determinación conocer la naturaleza de la muestra para poder elegir el método adecuado. (Braverman, 1980) 1.1.

Método a emplearse en el Laboratorio

Primeramente, se presenta un cuadro comparativo de los diferentes métodos. (UNAM, 2015) Tabla 2. Comparación entre los métodos para determinar humedad (UNAM, 2015)

Método

Ventajas

Desventajas



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Secado en estufa

Secado en estufa de vacío

 Es un método  convencional  Es conveniente  Es rápido y preciso  Se pueden acomodar varias muestras  Se llega a la temperatura deseada mas  rápidamente 

 Se calienta a baja  temperatura y por lo  tanto se previene la  descomposición  de la muestra  Ö Es recomendable para muestras que  contengan compuestos volátiles  orgánicos  Ö Calentamiento y evaporación  constante y uniforme Destilación azeotrópica Determina el agua  directamente y no por pérdida de peso  El dispositivo es sencillo  de manejar  Toma poco tiempo  Se previene la oxidación  de la  muestra  No se afecta la humedad del ambiente

La temperatura va fluctuar debido al tamaño de la partícula, peso de la muestra, posición de la muestra en el horno, etc. Pérdida de sustancias volátiles durante secado Descomposición de la muestra, ejemplo: azúcar. Ö La eficiencia es baja para alimentos con alta humedad

Baja precisión del dispositivo para medir volumen de agua Los disolventes inmiscibles como tolueno son inflamables Se puede registrar altos residuos debido a la destilación de componentes solubles en agua, como glicerol y alcohol  Cualquier impureza puede generar



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Secado en termobalanza

Karl Fischer

1.2.

resultados erróneos  Es excelente para investigación pero no es práctico

 Es un método semiautomático y  automático  La muestra no es removida por lo  tanto el error de pesada es mínimo  Es un método estándar  para ensayos de humedad  Precisión y exactitud más altos que  otros métodos  Es útil para determinar agua en grasas y aceites  previniendo que la muestra se oxide   Una vez que el dispositivo se monta  la determinación toma pocos minutos 

Los reactivos deben ser RA para preparar el reactivo de Fischer El punto de equivalencia de titulación puede ser difícil de determinar El reactivo de Fischer es inestable y debe estandarizarse in situ. El dispositivo de la titulación debe protegerse de la humedad atmosférica  debido a la excesiva sensibilidad del  reactivo a la humedad.  El uso de la piridina que es muy reactiva.

DETERMINACION DE HUMEDAD EN ESTUFA DE SECADO (INDIRECTO)

A. Propósito específico de la práctica. El profesional en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la técnica de materia seca y humedad en los alimentos por los métodos de estufa de aire forzado y el de balanza de humedad, y explicar las bondades de cada método y su aplicación en la práctica



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agropecuaria, así como la interpretación de los resultados de materia seca y humedad.

B. Criterios de desempeño: El profesional en formación será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados de los análisis y explique sus resultados en base seca y base tal cual.

C. Fundamento: El método es aplicable a todos los productos alimenticios excepto a los que contienen productos volátiles distintos del agua, los que son susceptibles a descomposición a l00°C, los que contienen una cantidad apreciable de azúcares en polvos de hornear y muestras que contengan compuestos que se volatilicen a la temperatura empleada. La muestra se deseca hasta peso constante en una estufa.

D. Material y equipo:     

Desecador Pesa-filtro, capsulas de porcelana, charolas de papel aluminio o crisol Pinzas para crisol Balanza analítica Estufa de secado

E. Procedimiento: Pesar de 2 a 5 g de muestra perfectamente molida y homogénea en una cápsula de porcelana previamente puesta a peso constante. Colocar la cápsula de porcelana con muestra en la estufa y dejar secar durante una hora a una temperatura de 60-65ºC, retirar la capsula de la estufa y colocarla en un desecador, dejar enfriar hasta temperatura ambiente y pesar inmediatamente.

F. Cálculos

%HUMEDAD=

x100

Donde: B= peso del recipiente con muestra (g) A= peso del recipiente con muestra seca (g) PM= peso de la muestra (g)



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G. Resultados esperados: El equipo se organizará para determinar la materia seca total, así como la interpretación y calcularan la materia seca parcial y total a partir de muestras previamente preparadas y expresaran los resultados de todos los demás nutrientes analizados al final del curso.

H. Sistema de evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos de su reporte, posteriormente en un examen. Se revisará el formato de práctica y acatará las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno. (ver formato)

2.

MÉTODO DE CENIZAS TOTALES

La determinación en seco es el método más común para cuantificar la totalidad de minerales en alimentos y se basa en la descomposición de la materia orgánica quedando solamente materia inorgánica en la muestra, es eficiente ya que determina tanto cenizo soluble en agua, insolubles y solubles en medio ácido. En este método toda la materia orgánica se oxida en ausencia de flama a una temperatura que fluctúa entre los 500-550°C; el material inorgánico que no se volatiliza a esta temperatura se conoce como ceniza. (Nollet, 1996)

2.1.

Determinación de cenizas en húmedo.

La determinación húmeda se basa en la descomposición de la materia orgánica en medio ácido por lo que la materia inorgánica puede ser determinada por gravimetría de las sales que precipiten, y también por algún otro método analítico para las sales que permanezcan en disolución acuosa o ácida. Para la determinación húmeda se dan cenizas alcalinas, ácidas y neutras y esto se basa en el tipo de anión o catión ya sea metálico o complejo de tal forma hay minerales como tartratos, citratos que producirán cenizas con un carácter alcalino. Es



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necesario tomar en cuenta que también un índice de alcalinidad de cenizas es muestra del contenido de carbonatos en disolución acuosa. El valor principal de la determinación de cenizas (y también de las cenizas solubles en agua, la alcalinidad de las cenizas y las cenizas insolubles en ácido) es que supone un método sencillo para determinar la calidad de ciertos alimentos, por ejemplo, en las especias y en la gelatina es un inconveniente un alto contenido en cenizas. Las cenizas de los alimentos deberán estar comprendidas entre ciertos valores, lo cual facilitará en parte su identificación. (Kirk & Egan, 1996) En los vegetales predominan los derivados de potasio y en las cenizas animales los del sodio. El carbonato potásico se volatiliza apreciablemente a 700°C y se pierde casi por completo a 900°C. El carbonato sódico permanece inalterado a 700°C, pero sufre pérdidas considerables a 900°C. Los fosfatos y carbonatos reaccionan además entre sí. (Hart, 1991) a) Los productos que contienen mucha agua se deben secar primero sobre un plato eléctrico caliente o al baño María. b) La consideración principal es que el producto no desprenda humo. c) En general, la temperatura adecuada de la mufla es de 550°C. Sin embargo, los cloruros, pueden volatilizarse a esta temperatura. d) Las cenizas se utilizan muchas veces para la determinación de constituyentes individuales, por ejemplo cloruros, fosfatos, calcio y hierro. (Kirk & Egan, 1996) Para la determinación de cenizas se siguen principalmente 2 métodos, en seco y vía húmeda. En la tabla 4 se hace una comparación de diversos métodos para determinar cenizas totales Tabla 3. Comparación entre métodos para determinar cenizas totales. (UNAM, 2015)

Método

Ventaja

Desventaja

Seco

Simple No se requiere atención durante la generación de cenizas Se pueden manejar muchas muestras Es un método estándar para la determinación de cenizas Se puede determinar cualquier tipo de materia inorgánica

Se requiere alta temperatura El equipo es caro Hay perdidas por volatilización Hay interacciones entre minerales y recipientes Hay absorción de elementos traza por recipientes de porcelana o sílice Poca utilidad para análisis de Hg, P, Se Hay una dificultad de manejo de cenizas por higroscópicas, sensibles a la luz



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Húmedo No se requiere alta temperatura El dispositivo es simple La oxidación es rápida El equipo no es caro No hay volatilización de minerales

2.2.

Se requieren altas cantidades de materiales corrosivos Se requieren ácidos explosivos Se requiere estandarizar los reactivos Las reacciones son fumantes Procedimiento tedioso y gasta mucho tiempo

DETERMINACION DE CENIZAS TOTALES

A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la técnica de cenizas en los alimentos por los métodos de calcinación e incineración en muflas, y explicar las bondades de cada método y su aplicación en la práctica, así como la interpretación de los resultados de materia seca y humedad.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados de los análisis y explique sus resultados en base seca y base húmeda.

C. Resultados esperados: Los equipos de trabajo determinaran la materia seca total e interpretaran y calcularan la materia seca parcial y total a partir de muestras previamente preparadas y expresaran los resultados de todos los demás nutrientes analizados al final del curso.

D. Fundamento: Descomposición de la materia orgánica por carbonización, acelerando la reacción con peróxido de hidrogeno, con la subsecuente calcinación en estufa quedando solamente materia inorgánica en la muestra. Este método es aplicable a todas las muestras de alimentos sólidos.

E. Material y equipo     

Crisol de porcelana Mechero bunsen Tripie Triangulo de porcelana Pinzas para crisol



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  

Balanza analítica Desecador Mufla

F. Reactivos: 

Peróxido de hidrogeno

G. Procedimiento: Pesar 5 g de la muestra en un crisol previamente puesto a peso constante, colocarlo en un tripié con un triángulo de porcelana, calentar con un mechero y carbonizar hasta que no haya desprendimiento de vapor (la calcinación se puede acelerar adicionando pequeñas cantidades de peróxido de hidrógeno). Calcinar en la mufla durante dos horas aproximadamente a una temperatura de 500 ± 10°C. Observar que las cenizas sean blancas o grisáceas, estas pueden presentar coloración si existen metales coloridos. Retirar de la mufla y colocarlo en el desecador, dejar enfriar. Pesar y repetir este pasó hasta obtener el peso constante (variación menor a 5 mg en dos pesadas sucesivas). En el caso de alimentos líquidos evaporar a sequedad en un baño de agua, antes de la calcinación. 

Se debe tener cuidado en no elevar la temperatura por arriba de 550°C para evitar la volatilización de algunos constituyentes (cloruros). Por tanto, al destruir toda la materia orgánica se obtienen las cenizas cuantificables formadas por carbonatos metálicos o metales en cuestión.

H. Cálculos: % CENIZAS= Donde: B= peso del crisol con cenizas A= peso del crisol (a peso constante) PM= peso de la muestra

I. Sistema de evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos de su reporte.



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El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno.

2.3.

DETERMINACION DE CENIZAS SOLUBLES EN AGUA

A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación de cenizas solubles en agua, y explicar las bondades de cada método y su aplicación en la práctica, así como la interpretación de los resultados.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados de los análisis y explique sus resultados.

C. Resultados esperados: Los equipos de trabajo determinaran las cenizas solubles en agua y expresaran los resultados de todos los demás nutrientes analizados al final del curso.

D. Fundamento: Las cenizas solubles en agua se determinan mediante la filtración de ellas para ser solubilizadas e incinerarlas y después pesarlas.

E. Material y equipo:          

Vidrio de reloj Mechero bunsen Tripie Embudo Papel filtro sin cenizas Probeta de 25 mL Vaso de precipitados de 250 mL Balanza analítica Desecador Mufla



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F. Procedimiento: Se añaden a las cenizas aproximadamente 25 ml de agua, se cubre la mezcla con un vidrio de reloj para evitar salpicaduras y se hierven suavemente durante 5 minutos. Se filtra la mezcla a través de un papel filtro sin cenizas y se lava cuidadosamente el residuo con agua caliente, se incinera el papel filtro en la misma cápsula usada antes, se enfrían las cenizas en un desecador y se pesan. Se calculan las cenizas insolubles en agua en porcentaje de la muestra original.

G. Cálculos: % CENIZAS= % CENIZAS TOTALES- % CENIZAS INSOLUBLES

H. Sistema de evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos de su reporte. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno.

3.

Determinación de elementos minerales

3.1.

Introducción

DETERMINACIÓN DE ELEMENTOS MINERALES El término elementos minerales es poco preciso porque en los minerales se encuentran elementos orgánicos como carbono, hidrógeno, nitrógeno, oxígeno y azufre. Sirve para agrupar a aquellos elementos, en su mayoría metálicos, que se presentan en cantidades minoritarias en los alimentos, y que suelen determinarse como elementos más que como compuestos específicos o grupos de compuestos. El número de estos elementos que se encuentran en los alimentos es muy considerable incluyéndose: silicio, calcio, magnesio, sodio, potasio, fósforo, azufre, cloro, hierro, aluminio, manganeso, flúor, arsénico, cobalto, cobre, mercurio, molibdeno, plomo, selenio, estroncio, zinc, yodo, mercurio y boro. En algunos casos estos elementos son naturales en los alimentos mientras que en otros casos son producto de la contaminación.



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Los métodos de determinación más comunes se basan en la titulación complejométrica con ácido etilendiaminotetraacético (EDTA) o algún otro quelante y por gravimetría (para cationes metálicos). Hay variantes para elementos con sodio y potasio que no se pueden titular con EDTA, este método es el método de cloroplatinato de LindoGladding. Este método se basa en la insolubilidad del perclorato en alcohol y en otros disolventes orgánicos. Si la determinación es cuidadosa el método de cloroplatinato produce resultados muy precisos, pero en la actualidad tienden a sustituirse por métodos basados en el descubrimiento reciente de la insolubilidad del tetrafenilborato de potasio o en la fotometría de llama. (UNAM, 2015). Este último es un método que se ha implementado en el laboratorio y se han podido determinar varios minerales de las muestras de alimentos. Para la determinación de fósforo se realiza su conversión a fosfomolibdato. Separado por filtración el fosfomolibdato amónico puede disolverse en un exceso de álcali patrón que es luego titulado por retroceso con ácido o en un exceso de amoniaco para precipitar luego el fósforo como fosfato amónico magnésico, que se incinera y se pesa como pirofosfato magnésico. Cuando se trata de trazas de fósforo se puede reducir el fosfomolibdato a azul de molibdeno y determinar colorimétricamente. (UNAM, 2015) Para determinar azufre libre se necesita su oxidación antes de la incineración con objeto de determinar azufre como sulfato de bario y para ello se utiliza comúnmente peróxido de sodio, nitrato de magnesio y ácido perclórico. (Hart, 1991)

3.2.

PROCEDIMIENTO DETERMINACIÓN DE METALES EN ALIMENTOS Método Espectrometría de Absorción Atómica

A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación de metales en muestras de alimentos, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.




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C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, que es aplicable a alimentos sólidos, líquidos y conservas con baja concentración de grasas. Analizarán y expresaran los resultados.

D. Fundamento La determinación del contenido de iones metálicos totales, tales como calcio, cobre, hierro, manganeso, magnesio, níquel, plata y zinc se realiza por espectrometría de absorción atómica con aspiración en llama aire/acetileno, tratando previamente la muestra para reducir la materia orgánica y convertir el metal unido orgánica o inorgánicamente, así como disuelto a su forma de metal libre. (chile, 2009)

E. Materiales, insumos y equipos           

Placa de calentamiento. Baño termorregulado. Mufla a 500°C. Sistema homogenizador de muestra. Campana de extracción de gases. Cápsulas de platino, cuarzo o algún otro material apto a las condiciones de ensayo. Matraces cónicos para digestión de 250 mL. Matraces aforados de 10 y 25 mL. Material usual de laboratorio. Espectrofotómetro de absorción atómica con llama. Elementos de seguridad como guantes y anteojos.

F. Reactivos Agua libre de metales. Ácido nítrico (HNO3) 65% p.a. Ácido clorhídrico (HCl) 37% p.a. Ácido sulfúrico (H2SO4) 95-97% p.a. Ácido nítrico. Solución de lantano al 5%: disolver 58,65 g de óxido de Lantano La2O3 en 250 mL de HCl concentrado agregándolo suavemente hasta una total disolución y diluir a 1000 mL con agua.  Soluciones estándares: Preparar las soluciones estándares del metal en los rangos de concentración óptima usando una dilución adecuada con agua      



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1)

2) 3) 4) 5) 6) 7)

que contenga 1,5 mL de HNO3/L de la solución stock. Estas soluciones se encuentran disponibles en el mercado o alternativamente se preparan como detallan a continuación, usando reactivos de alta pureza: Calcio 100 mg/ L: Disolver 0,2487 g de carbonato de calcio, (secado a 180°C por una hora antes de pesar) en 50 mL de agua, agregar una pequeña cantidad de ácido nítrico (1+1) hasta disolución completa. Agregar 10 mL de ácido nítrico concentrado y diluir a 1.000 mL con agua. Cobre 100 mg/L: Disolver 0,100 g del metal en 2 mL de ácido nítrico conc., agregar 10 mL de HNO3 conc. y diluir a 1.000 mL con agua. Magnesio 100 mg/ L: Disolver 0,1658 g de óxido de magnesio MgO en una mínima cantidad HNO3 conc. y diluir a 1.000 mL con agua. Manganeso 100 mg/L: Disolver 0,100 g del metal en 10 mL de HCl conc., mezclar con 1 mL de HNO3 conc. y diluir a 1.000 mL con agua. Níquel 100 mg/L: Disolver 0,100 g del metal en 10 mL de ácido nítrico conc. caliente, dejar enfriar y diluir a 1.000 mL con agua. Plata 100 mg/L: Disolver 0,1575 g de nitrato de plata anhidro en 100 mL de agua, agregar 10 mL de HNO3 conc. y diluir a 1.000 mL con agua. Zinc 100 mg/L: Disolver 0,100 g de metal en 20 mL de ácido clorhídrico (1+1) y diluir a 1.000 mL con agua.

G. Procedimiento 1) Homogenizar la muestra (en el caso de conservas sin el líquido de cobertura) y pesar exactamente de 10 a 15 gramos. 2) Iniciar la incineración en manta calefactora y continuar en mufla a 450 – 500°C, hasta cenizas blancas (12 a 14 horas aproximadamente). 3) Dejar enfriar y agregar 5 mL de ácido nítrico (1+1) y evaporar a sequedad en baño termorregulador. Repetir con 5 mL más de ácido. 4) Disolver el residuo con agua desionizada caliente, filtrar y aforar a 25 mL. 5) Medir la concentración en espectrofotómetro de absorción atómica con una curva estándar, en las condiciones particulares descritas para cada elemento. 6) Preparar la curva estándar a lo menos con tres concentraciones escogidas dentro de las concentraciones límites aproximadas para la aplicación.

H. Cálculos:

C: Concentración de la muestra. P: Peso de la muestra, en gramos



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Nota: En la determinación de calcio y magnesio se debe agregar solución de Lantano al 5% (1 mL en 100 mL de solución problema para eliminar interferencia).

I. Sistema de evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno.

3.1. Calcio. 3.1.1.Introducción. El calcio es el catión más abundante en el organismo (1200-1500g), representando el 1.5-2% del peso total del cuerpo. La mayor parte del calcio corporal se encuentra en el tejido óseo y en los dientes (99.1%), formando parte de su estructura junto con el fosfato en una proporción de 1.5:1, y el restante 0,9% se encuentra disuelto en el líquido extracelular (0.4%) y en los tejidos blandos del organismo (0.5%), donde regula y participa en multitud de reacciones metabólicas. Existe un equilibrio dinámico de este catión entre los distintos compartimentos corporales, de forma que el calcio disuelto del medio extracelular y parte del que se encuentra en el hueso son intercambiables, unos 500mg de calcio entran y salen de los huesos diariamente. El hueso puede actuar como reservorio de calcio y cederlo si la concentración de este catión en la sangre disminuye por debajo del rango de normalidad (hipocalcemia), que es de 9.0-10.2 mg/dl (2.3-2.6 mM). (Pérez, 2015) Las principales fuentes dietéticas de calcio son la leche y los derivados lácteos; le siguen tanto por su contenido en calcio como por su participación en la dieta los cereales, las frutas y los vegetales. Otros alimentos que por su contenido de calcio también podrían considerarse buenas fuentes de dicho elemento, como por ejemplo las sardinas en aceite enlatadas, son relativamente poco importantes para la mayoría de la población, porque su consumo es bajo. Aunque, en principio, los alimentos de origen vegetal no pueden calificarse de buenas fuentes de calcio, el número creciente de productos enriquecidos, por ejemplo, los cereales para el desayuno, proporciona una amplia variedad de alimentos, que pueden ser de interés para el aporte dietético de calcio. Es más importante el porcentaje neto de calcio que se absorbe que su aporte dietético y depende de distintas condiciones fisiológicas, entre las cuales cabe



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destacar por su importancia la adaptación a aportes dietéticos de calcio variables, la edad, el embarazo y la lactación. (Hernández, 1999) El calcio es un componente importante en alimentos lácteos y su determinación es aplicable en los productos alimenticios, sobre todo en la leche por su alto contenido de este mismo. El calcio es un macro-elemento ya que se encuentra en la leche en una proporción mayor de 5 gramos. El calcio es sobre todo un componente del esqueleto que constituye alrededor de un 25% del peso seco del hueso. Interviene en diversos mecanismos como la coagulación sanguínea, la contracción muscular, el funcionamiento cardiaco y el comportamiento neurológico. La falta de calcio puede provocar osteoporosis. (Kirk R. S. & Egan, 1996)

A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación de Calcio en muestras de alimentos, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.


C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, que es aplicable a alimentos sólidos, líquidos y conservas. Analizarán y expresaran los resultados.

D. Fundamento: El calcio se precipita como oxalato insoluble en las soluciones amoniacales a pH 4(para impedir interferencias de los iones fosfato), el cual se disuelve en ácido sulfúrico y el ácido oxálico que se libera es valorado con una disolución de permanganato de potasio de concentración conocida.

E. Material y equipo:     

Crisol de porcelana Matraz Erlenmeyer de 250 mL Pipetas volumétricas de 1,2,5 y 10 mL Papel indicador Bureta de 50 mL



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     

Baño maria Matraz volumétrico de 100 y 250 mL Mufla Estufa Balanza analítica Parrilla eléctrica

F. Reactivos:         

Ácido clorhídrico concentrado Ácido nítrico concentrado Ácido cítrico 30% Cloruro de amonio 5% Verde de bromocresol al 0.04% Oxalato de amonio concentrado Ácido sulfúrico 10% Amoniaco Permanganato de potasio 0.2 M(3.16g en 1000mL)

G. Procedimiento: 1) Calcinar a 500 °C 5g de muestra, lavar las cenizas en un vaso de 250 mL con 40 mL de ácido clorhídrico concentrado y 60 mL de agua. Adicionar 3 gotas de ácido nítrico concentrado y hervir durante 30 minutos. Enfriar y transferir a un matraz volumétrico de 250 mL, aforar, mezclar y filtrar. 2) Transferir 10 mL a un vaso de 250 mL, aforar, mezclar y filtrar. Transferir 10 mL a un vaso de precipitados de 250 mL, agregar 1 mL de solución de ácido cítrico 30%, 5 mL de solución de cloruro de amonio 5%, diluir a 100 mL con agua y llevar a ebullición. 3) Adicionar 10 gotas de solución de verde de bromocresol y 30 mL de solución saturada de oxalato de amonio caliente (si se forma un precipitado disolverlo con ácido clorhídrico concentrado), neutralizar muy lentamente con solución de amoniaco con agitación constante hasta que el indicador cambie de color (cambio de pH de 4.4 a 4.6). 4) Colocar el vaso en baño maría durante 30 minutos, dejar enfriar y filtrar en un matraz volumétrico de 100 mL, adicionar 50 mL de ácido sulfúrico 10% y aforar con agua. 5) Calentar el filtrado de 70 a 80 °C y titular con permanganato de potasio 0.2M hasta color rosa persistente.



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H. Cálculos: mg Calcio=

donde: V= volumen de permanganato de potasio g=gramos de muestra


3.2. Determinación de Calcio en el Alimento método volumetrico. 3.2.1.Introducción Cuando se añade a una muestra conteniendo Calcio (o Magnesio), ácido etilendiaminotetracético (EDTA) o su sal, los iones se combinan con el EDTA. Se puede determinar Calcio en forma directa, añadiendo NaOH para elevar el pH de la muestra entre 12 y 13 unidades, para que el magnesio precipite como hidróxido y no interfiera, se usa además, un indicador que se combine solamente con el calcio (azul de hidroxinaftol). En el análisis de Calcio la muestra es tratada con NaOH 4N para obtener un pH de entre 12 y 13, lo que produce la precipitación del magnesio en forma de Mg(OH)2. Enseguida se agrega el indicador azul de hidroxinaftol que forma un complejo de color rosa con el ion calcio y se procede a titular con solución de EDTA hasta la aparición de un complejo color púrpura: Ca2+ + Mg2+ + NaOH (4N) ------>Mg (OH)2 + Ca2+



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Ca2+ + Indicador (azul hidroxinaftol) -----> [azul hidroxinaftol- Ca 2+] (color rosa) [azul hidroxinaftol – Ca2+] + EDTA -----> [ EDTA - Ca2+ ] + azul hidroxinaftol (color púrpura)

A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación de Calcio en muestras de alimentos, Utilizando un método complejométrico, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis complejometrico y explique sus resultados.

C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, que es aplicable a alimentos sólidos y líquidos. Analizarán y expresarán los resultados.

D. Fundamento Cuando se añade EDTA o su sal a una muestra, los iones de Calcio y Magnesio que contiene se combinan con el EDTA. En el análisis de calcio la muestra es tratada con NaOH para obtener un pH de entre 12 y 13, lo que produce la precipitación del magnesio en forma de Mg(OH) 2. Enseguida se agrega el indicador azul de hidroxinaftol que forma un complejo de color rosa con el ion calcio y se procede a titular con solución de EDTA hasta la aparición de un complejo color púrpura.

E. Material y equipo        

Tres matraces Erlenmeyer de 250 mL Una pipeta de 2 mL Soporte universal Pinzas dobles de presión crisoles de porcelana matraces volumétricos de 250 ml vasos de precipitado de 250 ml Papel filtro para análisis cuantitativos libre de cenizas

F. Reactivos 

Acido clorhídrico (1 – 3 %)



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     

Acido nítrico 70% Hidróxido de amonio (1:1 v/v) Indicador de rojo de metilo (1 g en 200 ml de etanol) Solución de oxalato de amonio 4.2 % Acido sulfúrico 98 % Solución estándar de permanganato de potasio 0.05N

G. Procedimiento a) Calcine en crisol de porcelana 2.5g de muestra finamente molida. Adicione 40ml de HCI y unas gotas de HNO3 al residuo, caliente el crisol hasta ebullición, enfríe y transfiera a un matraz volumétrico de 250ml, afore y mezcle. b) Pase a un vaso de precipitado 100ml de sol. para cereales o alimentos con cereales ó 25ml para alimentos con minerales. c) Diluya a 100ml y adicione 2 gotas de rojo de metilo. Adicione NH4OH gota a gota hasta que vire a pardo anaranjado, luego adicione 2 gotas de HCl para dar un color rosa. d) Diluya con 50ml de agua, hierva y adicione con agitación 10ml de sol 4.2% de oxalato de amonio. Ajuste el pH con ácido para regresar al color rosa si es necesario. e) Deje reposar, filtre y lave el precipitado con la solución de NH4OH (1.5%). Coloque el papel filtro con el precipitado en un vaso, adicione una mezcla de 125ml de agua y 5ml de H2SO4, caliente a 70°C y titule con la solución de permanganato y calcule:

H. Cálculos Ca (%)= 0.1((ml Sol. Permanganato/Peso de la Muestra) × (Alicuota usada en ml/250)

Los resultados se expresan como cantidad de calcio en g de calcio contenidos en el total de la muestra en gramos.




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1.1. FIERRO o hierro en alimentos 1.1.1.INTRODUCCION: El hierro es un oligoelemento esencial necesario para una amplia variedad de funciones biológicas, desde el transporte de oxígeno y la oxidación mitocondrial hasta la síntesis de neurotransmisores y del DNA. Múltiples proteínas del organismo precisan de una captación de hierro suficiente y apropiada para cubrir las necesidades celulares y del organismo. Desde la perspectiva nutricional, como oligoelemento esencial implicado en el transporte de oxígeno, su carencia en la dieta se traduce en la presencia de anemia. Estimaciones recientes acerca de la prevalencia de ferropenia y de anemia sitúan en un 46% el porcentaje de niños entre 5 y 14 años que padecen anemia; y que la ferropenia sigue siendo el déficit nutricional más frecuente en países desarrollados. En consecuencia, la anemia y la ferropenia son un problema de salud de primerísima magnitud que es preciso detectar, prevenir y corregir. (Pérez, 2015) El hierro se encuentra por lo general en las verduras y leguminosas, como también en leche, huevo, etc. Es un oligoelemento, hematopoyético que juega un papel esencial en el transporte del oxígeno y mecanismos de oxidación celular, por su presencia en la hemoglobina y los citocromos. El hierro muestra la influencia del sexo, la carencia en el hombre es muy rara, mientras que, en la mujer, la pérdida es frecuente (pérdidas menstruales, embarazos). La cantidad total del hierro va de 3.5 g en hombre y 2 g en la mujer, además la hemoglobina está compuesta por un 60% de hierro y la absorción de este se realiza en forma de hierro ferroso. Su determinación en los alimentos es fundamental ya que puede dar una influencia nutricional en estos, su falta puede producir anemia. Entre las fuentes de origen vegetal, como las verduras de hoja oscura, contienen hierro en porcentajes elevados, incluso superiores que las carnes, pero su tasa de absorción es bastante menor, ya que se encuentra en su forma no hemínica (hierro hemo) (. Fisher B. P., 1983)

3.2.2.DETERMINACIÓN DE HIERRO (ESPECTROFOTOMETRÍA) A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación de Hierro en muestras de alimentos, Utilizando un método espectrofotométrico, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.



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B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis espectrofotométrico y explique sus resultados.

C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, que es aplicable a alimentos sólidos y líquidos. Analizarán y expresarán los resultados. Los resultados se expresan como porcentaje de fierro contenido en la cantidad en gramos de muestra.

D. Fundamento: La ortofenantrolina reacciona con él, originando un complejo de color rojo característico que absorbe notablemente en las regiones del espectro visible de alrededor de 505 nm. El no presenta absorción a esa longitud de onda y debe ser reducido a mediante un agente reductor apropiado, como el clorhidrato de hidroxilamina. La reacción es cuantitativa y reproducible en un amplio intervalo de pH, siendo el óptimo entre 6 y 9. (Fernández, 2015)

E. Material  Crisol para cenizas  Triángulo de porcelana  Mechero Bunsen  Mufla  Dos Vasos de pp de 100 ml.  Dos Matraces aforados de 100 ml.  Pipeta aforada de 5 ml  Pipeta aforada de 2 ml  Embudo cónico  Frasco lavador  Dosificador gotero  Espectrofotómetro  Cubetas para espectrofotómetro  pH- metro  Balanza analítica Para la curva de calibrado:  Balanza analítica  Bureta de 25 ml  Matraz erlenmeyer de 250 ml  Matraces aforados de 100 ml (6)



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   

       

Pipeta aforada de 1 ml Pipeta aforada de 2 ml Pipeta aforada de 5 ml Vasos de pp de 100 ml

F. Reactivos 1,10-fenantrolina (Disolver 0.50 gramos de ortofenantrolina monohidrato en agua destilada, calentando y agitando. Dejar enfriar y llevar a volumen hasta 100 ml en matraz aforado). Clorhidrato de hidroxilamina (Disolver 10 gramos en 100 ml de agua destilada). Ácido sulfúrico concentrado y ácido sulfúrico diluido. Amoníaco concentrado y amoníaco diluido. Agua destilada. Para la curva de calibrado: Sulfato de amonio ferroso. Disolución de permanganato de potasio 0.1 N (no es preciso que esté titulada).

G. Metodología 1) Preparar una curva de calibrado tal como se describe en la práctica 11.2 2) Pesar una cantidad de muestra que contenga entre 0'1 y 0'5 miligramos de hierro en un crisol de cenizas calcinado y tarado. 3) Hacer cenizas a 525ºC. 4) Disolver las cenizas con una pequeña cantidad de ácido sulfúrico diluido (aprox. 1:5) y filtrar sobre vaso de pp de 100 ml; lavar rápidamente con pequeñas porciones de agua destilada hasta completar un volumen total no superior a 50 ml. 5) Transferir a un matraz aforado de 1 litro, enrasar y homogeneizar; un ml de esta disolución madre contiene 0.1 miligramos de hierro (si no se ha pesado exactamente la cantidad indicada, efectuar la corrección oportuna). 6) Preparar disoluciones de trabajo, transfiriendo a vasos de precipitados de 100 ml con 50 ml de agua destilada exenta de hierro, porciones de 0 ml (blanco), 1 ml, 2 ml, 3 ml, 4 ml y 5 ml de disolución madre, junto con 5 ml de solución de clorhidrato de hidroxilamina y 2 ml de solución del reactivo de ortofenantrolina. 7) Comprobar y corregir el pH (entre 6 y 9), ayudándose, si ello fuera necesario, de amoníaco o de ácido sulfúrico.



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8) Transferir las disoluciones de trabajo a matraces aforados de 100 ml, enrasar y homogeneizar. 9) Esperar un tiempo mínimo de 1 hora y leer las absorbancias a 505 nm frente al blanco. 10)Construir una gráfica representando en abscisas las concentraciones en miligramos/litro y en ordenadas la absorbancia (las disoluciones de trabajo de 1, 2, 3, 4 y 5 ml de solución madre corresponden respectivamente a concentraciones de 1, 2, 3, 4 y 5 miligramos/litro). Obtención de la curva de calibrado: 1.- Disolver 0.7022 gramos de sulfato ferroso amónico, con ayuda de unas gotas de ácido sulfúrico concentrado, en un erlenmeyer de 250 ml. 2.- Añadir, con bureta, disolución de permanganato de potasio hasta coloración rosa persistente. 3.- Transferir a un matraz aforado de 1 litro, enrasar y homogeneizar; un ml de esta disolución madre contiene 0.1 miligramos de hierro (si no se ha pesado exactamente la cantidad indicada, efectuar la corrección oportuna). 4.- Preparar disoluciones de trabajo, transfiriendo a vasos de precipitados de 100 ml con 50 ml de agua destilada exenta de hierro, porciones de 0 ml (blanco), 1 ml, 2 ml, 3 ml, 4 ml y 5 ml de disolución madre, junto con 5 ml de solución de clorhidrato de hidroxilamina y 2 ml de solución del reactivo de ortofenantrolina. 5.- Comprobar y corregir el pH (entre 6 y 9), ayudándose, si ello fuera necesario, de amoníaco o de ácido sulfúrico. 6.- Transferir las disoluciones de trabajo a matraces aforados de 100 ml, enrasar y homogeneizar. 7.- Esperar un tiempo mínimo de 1 hora y leer las absorbancias a 505 nm frente al blanco. 8.- Construir una gráfica representando en abscisas las concentraciones en miligramos/litro y en ordenadas la absorbancia (las disoluciones de trabajo de 1, 2, 3, 4 y 5 ml de solución madre corresponden respectivamente a concentraciones de 1, 2, 3, 4 y 5 miligramos/litro).



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H. Cálculos El resultado se expresa en ppm (partes por millón); una parte por millón equivale a un miligramo de hierro por cada kg de sustancia problema: de hierro por cada litro de agua:

siendo m el peso de la muestra en gramos y C la concentración determinada en la curva de calibrado, en miligramos/litro. OBSERVACIONES El método es apto para substancias que no contengan cantidades apreciables de cobre y/o cobalto. Para muestras con alto contenido en cobre, como por ejemplo algunos piensos compuestos para cerdos, terneros u otros, debe separarse previamente el hierro del cobre por precipitación del hierro con amoníaco y posterior redisolución del precipitado con disolución ácida (pH < 2). Si en lugar de un espectrofotómetro disponemos de un colorímetro de filtros, deberemos proceder con un filtro de haz entre 460 y 520 nm. La cantidad a pesar de muestra será alrededor de los siguientes valores (en gramos): Tabla 7: Cantidad a pesar de muestra para la determinación de fierro.

Almendras peladas Harina de avena Harina de trigo (integral) Legumbres secas Cacahuates pelados Cebada Espinacas Ostras (parte comestible) Carne de ternera

6.6 6.8 10 3.1 10 6.3 7 5.7 8.6

Aquellas muestras que presenten un contenido alto de humedad (como pe. espinacas, ostras y carne), deberán ser cortadas previamente en trozos pequeños



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con unas tijeras antes de pesarlas y posteriormente secar parcialmente en estufa antes de incinerar.


4.

PROTEINAS TOTALES

4.1.

Introducción

Las proteínas son los constituyentes más importantes de la materia viva y uno de los alimentos básicos y esenciales del hombre y del mundo animal. Las proteínas pueden definirse como macromoléculas complejas de alto peso molecular que por hidrólisis completa rinden aminoácidos o compuestos similares. Las proteínas son elementos fundamentales para la vida animal y vegetal desarrollando importantísimas y muy variadas funciones biológicas. Forman parte de los tejidos, de las hormonas, de los anticuerpos, de las enzimas y son además componentes principalísimos de la sangre transportando grasas al torrente sanguíneo y oxigeno desde los pulmones hasta los tejidos. Así mismo presentan funciones estructurales formando parte de los tejidos animales como la piel, los músculos, el cabello y el material corneo de las uñas. (Zumbado, 2004) El insuficiente consumo de alimentos ricos en proteínas, trae consigo la aparición de enfermedades nutricionales como la desnutrición proteico energética, la cual incluye una gama de categorías dentro de la que se destacan el Marasmo, el Kwashiorkor y el enanismo nutricional entre otros. Por estas razones, la calidad nutritiva de un alimento está asociada directamente al contenido y calidad de sus proteínas. Otro elemento esencial a tener en cuenta a la hora de valorar la importancia de la determinación de proteínas en los alimentos es la influencia que éstas tienen en las propiedades físico-químicas y tecnológicas de los alimentos. Así por ejemplo,



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las propiedades y características de calidad de la harina de trigo están íntimamente relacionadas con su contenido proteico. Como regla general, las harinas con alto contenido en proteínas corresponden con trigos fuertes que al ser empleados en panificación producen masas de mayor capacidad de absorción de agua y mayor estabilidad en la fermentación, brindando un producto de corteza más fina, mayor volumen y mayor durabilidad. Por otra parte, las proteínas se encuentran frecuentemente combinadas física y químicamente con carbohidratos (glucoproteínas) y lípidos (lipoproteínas), los cuales influyen en las propiedades reologicas de los alimentos y materias primas, desempeñando un importante papel en la preparación de emulsiones comestibles. Así, por ejemplo, la capacidad emulsificante de las proteínas cárnicas, es una propiedad que se aprovecha en la elaboración de embutidos. En 1883, el danés Kjeldahl trabajó en un método para determinar nitrógeno orgánico como parte de sus estudios sobre los cambios en las proteínas de los granos usados en la industria de bebidas. El método planteado por Kjeldahl considera tres etapas fundamentales, ellos son: Digestión, Destilación y Valoración. Los fundamentos de cada una de las etapas se describen a continuación. 1. Digestión: Se emplea ácido sulfúrico concentrado y sulfato de cobre como catalizador, que con ayuda de calor y sulfato de potasio oxidan la materia orgánica hasta CO 2 y agua y transforman todo el nitrógeno amínico (NH 2) e imínico (NH=NH) provenientes de proteínas y aminoácidos en ión amonio (NH 4+). Cuando la digestión termina, la solución queda transparente, libre de partículas carbonosas. En el caso de haber empleado como catalizador el sulfato de cobre, la solución toma un color azul verdoso. 2. Destilación: En la muestra digerida se trata con un álcali (NaOH 40% m-V) añadido en exceso, el cual reacciona descomponiendo el sulfato de amonio en amoníaco, que es volátil y se destila por arrastre con vapor. La reacción que tiene lugar es la siguiente:



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(NH4)2SO4 + 2NaOH

2NH3 (g) + Na2SO4 + 2H2O

(Bromocresol verde-rojo de metilo) y solución alcohólica de ácido bórico. La reacción que ocurre es: H3BO3 + NH3 (g)

NH4+ BO2- + H2O

3. Valoración: El borato de amonio formado se valora entonces utilizando como patrón valorante una solución estandarizada de ácido clorhídrico, según: BO2- + H+ + H2O

H3BO3

El punto final de la valoración estará a pH ácido, por la presencia de ácido bórico finalmente formado: El contenido de nitrógeno finalmente calculado se multiplica por un factor característico de cada alimento y se obtiene entonces el contenido de proteínas totales. Los factores de conversión utilizados para algunos alimentos se relacionan a continuación: Alimento Productos cárnicos Huevos Productos lácteos Soya cereales

Factor de conversión de N a proteínas 6.25 6.68 6.38 6.00 5.95

Tabla 4: Tabla de factor de conversión de N a proteínas (Osborne & Voogt, 1996)

En el trabajo de rutina se determina mucho más frecuentemente la proteína total que las proteínas o aminoácidos individuales. En general, el procedimiento de referencia Kjeldahl determina la materia nitrogenada total, que incluye tanto las no proteínas como las proteínas verdaderas (Aurand, Woods, & Wells, 1987) 4.2.

Comparación de los Métodos

Tabla de Comparación entre los métodos usados para determinación de proteínas Método Kjeldahl

Ventajas Es apropiado para varios tipos

Desventajas Llega haber interferencia de



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Absorción a 280 nm

Biuret

Lowry

Dumas

de productos Su alta confiabilidad y disponibilidad. Está incluido en los métodos aprobados por las organizaciones Rápida y no destructiva No se necesitan reactivos Alta sensibilidad Baja dependencia de la respuesta de la señal a la composición de los aminoácidos. Baja interferencia de ácidos nucleicos y nucleótidos. No hay interferencias de aminoácidos libres Pequeña influencia de la composición del aminoácido en el desarrollo del color. Se pueden manejar un numero grande de muestras Alta sensibilidad. Fácil de operar Fácil de manejar un gran número de muestras

Método rápido

compuestos nitrogenados no proteicos. Durante la digestión se producen gases Uso de catalizadores caros y tóxicos Interferencia de absorción Se necesita usar muestras muy limpias y lámparas nuevas.

Interferencia de amoniaco, buffer, detergentes. Baja sensibilidad

Dependencia del color, con la composición del aminoácido Interfieren un buen número de compuestos. Inestabilidad del reactivo Folin-Ciocalteau a pH alcalino La curva estándar no es lineal para altas concentraciones de proteínas por lo tanto es necesario diluir antes de medir Es caro Se requiere equipo especial. se determina todo tipo de nitrógeno en la muestra, por lo que, en ocasiones, el porcentaje de proteína se estima por encima del valor real



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4.3.

METODO MICRO-KJELDAHL

A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación de proteínas en muestras de alimentos, por medio de un método para determinar nitrógeno orgánico, convirtiéndolos con un factor en las proteínas presentes en el alimento, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis de proteínas y explique sus resultados.


D. Fundamento: El procedimiento de Micro-Kjeldahl se determina mediante la digestión, destilación y valoración con ácido clorhídrico de una pequeña muestra para determinar su material nitrogenado total, dando un viraje de color café rojizo a verde esmeralda, y la conversión del % de nitrógeno en proteínas.

E. Material Y Equipo:        

Matraz Kjeldahl de 30 mL Bureta de 25 mL Vaso de precipitados de 100 mL Matraz Erlenmeyer de 250 mL Balanza analítica Aparto de digestión Micro-Kjeldahl Aparato de destilación Kjeldahl Cuerpos de ebullición

F. Reactivos:  

HCl 0.01N NaOH 60%



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



Solución de ácido bórico con indicador. Pesar 2.5g de ácido bórico, colocarlo en un matraz aforado de 500 mL, adicionar agua destilada hasta disolver. Agregar 17.5 mL de indicador A (25mg de fenolftaleína aforados a 25 mL de etanol), y 5 mL de indicador B (8mg de verde de bromocresol y 15 mg de rojo de metilo aforados a 25 mL de etanol). Se ajusta el color a un tono café rojizo con ácido o base según se requiera y se afora a 500 mL. Mezcla digestiva. Mezclar 0.75g de CuSO4 pentahidratado, 75 mL de ácido sulfúrico concentrado y 25 mL de ácido fosfórico, más 10 mL de agua.

G. Procedimiento:  Digestión: Pesar de 20 a 40 mg de muestra, colocar la muestra en un matraz Micro-Kjeldahl de 30 mL, añadir 3mg de óxido de mercurio, 2mL de mezcla digestiva y cuerpos de ebullición. Colocar el aparato en digestión y calentar durante una hora y media o bien hasta observar que el líquido del matraz se encuentre transparente. Enfriar el matraz y adicionar 10 mL de agua destilada; vaciar el contenido al matraz de destilación enjuagando con 1 a 2 mL de agua destilada varias veces (no más de 25 mL)  Destilación: Añadir por la copa de adición del aparato de destilación 5 mL de NaOH al 60% en forma lenta pero continua para lograr desprendimiento de amoniaco el cual se recibe en un vaso de precipitados de 100 mL que contenga 50 mL de solución de ácido bórico con indicadores, destilar un volumen de 80 a 100 mL aproximadamente. El ácido bórico vira de color rojizo a verde esmeralda. Si esto no ocurre (cuando el volumen del destilado llegue a 70 mL) agregar otros 5 mL de NaOH al 60%.  Valoración: Valorar el líquido destilado con HCl 0.001N. Hacer un blanco con los reactivos el cual se realiza con sacarosa pura.

H. Cálculos:

%N= donde:

A= mL de HCl gastados por la muestra



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B= mL de HCl gastados por el blanco Meq de N= 0.014 El contenido de nitrógeno finalmente calculado se multiplica por un factor característico de cada alimento y se obtiene entonces el contenido de proteínas totales.

Proteína= (%N) (Factor) I. Sistema de evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno.

4.4.

Nitrógeno Total por el Método de Micro Kjeldahl. (Zumbado, 2004)

A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación de proteínas en muestras de alimentos, por medio de un método para determinar nitrógeno total, convirtiéndolos con un factor en las proteínas presentes en el alimento, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis de proteínas y explique sus resultados.


D. Fundamento: Este método se basa en la digestión del producto con ácido sulfúrico concentrado el cual transforma el nitrógeno orgánico en iones amonio en presencia de sulfato de cobre y sulfato de potasio como catalizador, adición de un álcali , destilación



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por arrastre con vapor del amoniaco liberado y combinado con ácido bórico valorándose con HCl 0.02 N.

E. Material y aparatos            

Balanza analítica con capacidad máxima de 200 g y valor de división 0.1 mg. Aparatos de digestión o mecheros de gas Aparato de destilación con trampa Kjeldahl Buretas Pipetas Balanza técnica con capacidad máxima de 200 g y valor de división de 0.1 g Cilindro graduado Frasco lavador Erlenmeyer de 100 mL Balón Kjeldahl de 100 o 500 mL Equipo de destilación provisto de una trampa Kjeldahl Matraz aforado de 200 o 250 mL

F. Reactivos y soluciones           

Sulfato de cobre(II) pentahidratado. Sulfato de potasio anhidro. Hidróxido de sodio. Ácido sulfúrico. (96% m-m; 1.84 Kg/L) Ácido clorhídrico (30-37% m-m; 1.19 Kg/L) Etanol 96% V-V Solución de hidróxido de sodio 40% m-V Solución alcohólica de ácido bórico 4% m-V Solución estandarizada de ácido clorhídrico 0.02 N. Solución de Hidróxido de sodio, 40% m-V Solución indicadora de rojo de metilo y azul de bromocresol verde.

G. Procedimiento Preparación de la porción de ensayo: Se pesa con exactitud en balanza analítica g entre 0.1 y 0.2 g de muestra bien homogenizada en un papel de filtro libre de cenizas. Una vez pesada la muestra, se transfiere con el papel a un balón Kjeldahl, se le añaden 10 g de sulfato de



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potasio, 0.5 g de sulfato de cobre y 25 mL de ácido sulfúrico, se agita y el balón se tapa con un embudo pequeño. Determinación: Se somete a la muestra a un calentamiento suave inicialmente, evitando la excesiva formación de espuma. Posteriormente se lleva a ebullición cuidando que los vapores del ácido no se condensen por encima del tercio inferior del cuello del balón. Una vez que la mezcla quede transparente azul verdoso claro se continuará la ebullición durante media hora. Terminada la digestión se deja enfriar y se transfiere cuantitativamente a un matraz aforado de 100 mL. Se prepara el Erlenmeyer colector en el cual se colocan 5 mL de ácido bórico y algunas gotas del indicador. Se coloca en el extremo de salida del destilador, cuidando que el extremo del tubo quede dentro de la solución de ácido bórico. Se toman 10 mL de la muestra y se añaden a la trampa Kjeldahl. Posteriormente se añaden 10 mL de hidróxido de sodio lavando el embudo de la trampa Kjeldahl en cada adición con agua, se cierran las llaves y se comienza la destilación hasta que el volumen en el Erlenmeyer colector sea aproximadamente 50 mL. Se separa el Erlenmeyer del destilador y se lava el tubo de destilación con el frasco lavador recogiendo el agua del lavado en el mismo Erlenmeyer. Se valora el borato de amonio formado con ácido clorhídrico 0.02 N. Durante la valoración cambia la coloración de verde claro a rojo. Ensayo en blanco: Efectúe siempre un ensayo en blanco cuando utilice soluciones nuevas, así como cuando se ha utilizado soluciones preparadas no recientemente.

H. Cálculos Los resultados se expresan en % de proteínas y se dan aproximadamente hasta la centésima. La diferencia de los resultados de dos determinaciones realizadas simultáneamente o en rápida sucesión por el mismo analista no será mayor de 0.1 g de nitrógeno (0.625 g de proteínas) por 100 g de muestra.

I. Sistema de evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las



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actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno.

5.

Grasa Bruta

5.1.

INTRODUCCION

Dado que los lípidos son un grupo de compuestos orgánicos de gran importancia en los alimentos, se realizarán distintas determinaciones para cuantificarlos y conocer parcialmente su composición. La grasa bruta es la cantidad total de grasas de animales y de vegetales que está en forma sólida y esta a su vez se clasifica en ácidos grasos. Su importancia en cuanto al contenido en los alimentos es el de proporcionar una fuente calorífica para el organismo. La fracción de lípidos de los alimentos es obtenida por medio de la extracción con solventes de baja polaridad como éter de petróleo, éter etílico, cloroformo y se reporta como fracción soluble en éter, extracto etéreo o grasa cruda. Esta fracción contiene además de triacilgliceridos, ceras, fosfolípidos, lecitinas, esteroles, ácidos grasos libres, carotenoides, clorofila y otros pigmentos, aceites volátiles y algunas hormonas presentes en la muestra. (Ministerio de Sanidad y Consumo, 1985) La determinación de grasa en los alimentos se puede hacer por cualquiera de los siguientes métodos: a) Extracción directa con un disolvente (Goldfish o soxlet). b) Extracción indirecta después de un tratamiento con ácido o base. c) Midiendo el volumen de grasa separada con ácidos, reactivos neutros o alcalinos y centrifugado en un tubo graduado gerber. (Hart, 1991) 5.1.1. Método gravimétrico por extracción Los métodos gravimétricos por extracción se fundamentan en la separación del analito del resto de los componentes de la muestra mediante un proceso de extracción (generalmente sólido-líquido); ya sea con el empleo de solventes orgánicos que solubilicen el compuesto objeto de estudio, o con solución ácida, básica, o neutra que separe compuestos interferentes. De cualquier manera, el



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compuesto objeto de estudio se cuantifica finalmente, bien por pesada directa o por diferencia de pesada. En el análisis de los alimentos, las técnicas más importantes que emplean métodos gravimétricos por extracción están dirigidas a la determinación de dos componentes de significativa importancia para la nutrición, las grasas y la fibra dietética. (Zumbado, 2004)

5.2.

MÉTODO GOLFISH (EXTRACCIÓN CONTINUA A REFLUJO)

A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación de grasa bruta en muestras de alimentos, por medio de un método para determinar grasa Bruta, presentes en el alimento, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis gravimétrico de grasa bruta y explique sus resultados.


D. Fundamento: La grasa bruta es obtenida por extracción continua a reflujo, con disolventes de baja polaridad usando éter etílico. El disolvente gotea continuamente a través de la muestra para extraer la grasa. El contenido de grasa se cuantifica por diferencia de peso entre la muestra o la grasa removida.


Aparato Goldfish Estufa Vasos Goldfish Dos anillos de rosca para Goldfish Dos cartuchos de celulosa o papel filtro Whatman No. 540



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  

Desecador Pinzas para crisol Balanza analítica

Figura del Goldfish.

aparato

F. Reactivos: 

Éter etílico anhidro

G. Metodología  Colocar los dos vasos Goldfish en una estufa a una temperatura de entre 60º C y 65º C durante aproximadamente dos horas hasta obtener un peso constante.  Pesar de 2 a 5g de la muestra utilizada para la determinación de humedad, envolverla en papel filtro y colocarla en un cartucho de celulosa, y este a su vez en el extractor Goldfish.  Depositar de 30 a 40 Ml de éter etílico anhidro en el vaso Goldfish e insertarlo herméticamente al condensador con ayuda del anillo provisto de un empaque de hule para evitar la evaporación del éter.  Encender el aparato durante dos horas o hasta que se observe que ya no se extrae grasa; esto se realiza retirando cuidadosamente el vaso Goldfish y con un trozo de papel filtro se toma una gota de disolvente que gotea del dedal. Si al secarse la gota, en el papel se observa una mancha de grasa se continúa la extracción y en caso contrario se suspende.  Evaporar el éter contenido en el vaso y llevarlo a la estufa a una temperatura de 60-62º C por dos horas hasta obtener peso constante. Posteriormente colocar el vaso en el desecador hasta enfriar a temperatura ambiente.  Pesar el vaso y determinar la cantidad de grasa extraída.



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H. CÁLCULOS:

%G= I. Sistema de evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno. 5.3.

MÉTODO POR EXTRACCIONES

A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación de grasa en muestras de alimentos, por medio de un método para determinar grasa, presentes en el alimento, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis gravimétrico de grasa y explique sus resultados.


D. Fundamento: La fracción de lípidos de los alimentos es obtenida por disolventes de baja polaridad como cloroformo y metanol. La grasa se extrae de la muestra por agitación vigorosa con mezcla de cloroformo metanol a temperatura ambiente. Se añade una cantidad conocida de agua para que se separen dos fases, de las que la capa inferior de cloroformo contiene la grasa. La capa de cloroformo se separa, se lava con solución de cloruro de sodio diluido para eliminar el material proteico extraído y se deseca con sulfato sódico anhidro. El extracto de cloroformo se evapora a sequedad y se pesa el residuo de grasa, llevándose a cabo mediante



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una sedimentación y posteriormente una centrifugación, se lava y se seca a 100°C, para finalmente pesar.

E. Material y equipo:         

Vaso de precipitados de 250 mL Probeta de 25 mL Cuerpos de ebullición Centrifuga Pipeta pasteur Embudo de extracción Tubos para centrifuga Balanza analítica Parrilla de calentamiento

F. Reactivos:    

Metanol Cloruro de magnesio 20% Cloruro de sodio 0.1% Sulfato de sodio anhidro

G. Metodología Pesar 15 g de la muestra y colocarla en un vaso de precipitados de 250 ml, agregar 15 ml de cloroformo, 30 ml de metanol y 0.15 ml de solución de MgCl 20 % (para evitar la emulsificación de la mezcla). Mezclar durante 2 minutos y colocar un par de cuerpos de ebullición, adicionar 15 ml de cloroformo y mezclar nuevamente durante 2 minutos, añadir agua destilada de tal forma que el contenido teórico de agua en la muestra y la añadida sumen un total de 27 ml, esta mezcla se agita durante medio minuto y se deja sedimentar 24 horas; decantar el sobrenadante y colocarlo en tubos para centrifuga, el remanente es lavado con 3 porciones de 2.5 ml de cloroformo. Los lavados son incorporados al sobrenadante, agitar y centrifugar durante 5 minutos a 1500 rpm; la capa acuosa es eliminada con una pipeta Pasteur y se añade a la fase orgánica 30 ml de solución de NaCl 0.1 % mezclando suavemente durante 12 minutos (la agitación vigorosa forma una emulsión), la mezcla nuevamente es centrifugada 5 minutos a 1500 rpm eliminando la fase acuosa, a la fase orgánica se le adicionan 3 g de sulfato de sodio anhidro, agitar y decantar; el extracto clorofórmico es depositado en un vaso tarado y el precipitado es lavado con tres porciones de 2.5 ml de cloroformo, los lavados son incorporados al extracto clorofórmico, se evapora la fase cloroformica a sequedad en un baño de vapor. Colocar el vaso en estufa a 100°C durante 5 minutos, enfriar en desecador y pesar nuevamente.



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H. Cálculos:

%G I. Sistema de evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno.

5.4.

EXTRACCIÓN CONTINUA CON UN APARATO DE SOXHELT

A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación de grasa en muestras de alimentos, por medio de un método para determinar grasa, presentes en el alimento, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis gravimétrico de grasa y explique sus resultados.


D. Fundamento: El objeto de esta práctica consiste en la determinación de substancias solubles en éter (la mayor parte del extracto soluble en éter está constituido pos grasas), mediante extracción continua con un aparato de Soxhelt. Tradicional y normativamente, esta extracción se efectúa con éter etílico, pero está comprobado empíricamente que los resultados obtenidos con éter de petróleo son casi igual de



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exactos e incluso algo más reproducibles. La ventaja del uso del éter de petróleo está en la disminución del peligro de inflamación y sobre todo, en la disminución del peligro de explosión.

E. Material       

Balanza analítica. Bomba de vacío con equipo de protección ó trompa de vacío. Estufa de desecación. Evaporador rotatorio con baño termostático. Extractor tipo Soxhelt. Placa calefactora. Tubo de ensayo de 2 cm de diámetro.

F. Reactivos  Algodón desengrasado.  Éter de petróleo, calidad para análisis.  Papel de filtro.

G. Metodología 1.- Preparar un cartucho cilíndrico de papel de filtro, ayudándose del tubo de ensayo como molde y rellenar interiormente la base del cartucho con un poco de algodón desengrasado, presionándolo. 2.- Pesar unos 5 gramos de muestra y introducirla en el interior del cartucho. Poner un tapón de algodón desengrasado, ejerciendo una presión ligera y cerrar el cartucho. 3.- Pesar, estando completamente seco, el matraz del extractor Soxhelt. 4.- Montar el equipo extractor y llenar el cuerpo central con éter hasta que sea succionado al matraz; añadir un poco más de éter al matraz. 5.- Introducir el cartucho preparado con la muestra en el cuerpo central.



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6.- Proceder a la extracción, conectando el refrigerante poniendo en marcha la placa calefactora. Es suficiente con 15-20 ciclos; en todo caso, durante las últimas extracciones el éter del cuerpo central estará completamente incoloro. 7.- Antes de empezar la última succión, desconectar la placa calefactora, sacar el matraz y substituirlo rápidamente por otro. 8.- Eliminar el éter por destilación en evaporador rotatorio al vacío y introducir el matraz con el residuo en la estufa de desecación a 105ºC durante 1 hora. Enfriar en desecador i pesar. Comprobar la pesada a intervalos de desecación de 20 minutos hasta peso constante.

H. Cálculos El resultado se expresa como "contenido en gasa bruta, por el método de extracción continua sin hidrólisis previa": Figura del EXTRACTOR SOXHELT

en donde: m' = peso del matraz con el residuo. m'' = peso del matraz sin el residuo. m = peso de la muestra. OBSERVACIONES Caso de efectuar el vacío con bomba, deberá protegerse esta con el equipo de protección adecuado. El cartucho debe estar correctamente construido a fin de evitar pérdidas de muestra durante el proceso de extracción, que serían arrastradas al matraz, dando consecuentemente un error por exceso en el resultado del análisis.

I.

Sistema de evaluación

Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno.



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6.

ACEITES Y GRASAS

6.1.

Introducción

Las grasas y aceites se encuentran en alimentos como carnes, mantequillas, mayonesas, margarinas, cremas, leche entera, quesos, almendras, nueces, paltas y en algunos procesados como pan, tortas, galletas, papas fritas y otros. Las grasas están presentes en muchos alimentos, aportan calorías (kcal), ácidos grasos esenciales, como el Omega 3, y transportan vitaminas A, D, E y K. Es necesario consumir grasas y aceites de buena calidad, todos los días, en cantidades moderadas. Las grasas aportan más del doble de calorías que otros nutrientes como hidratos de carbono y proteínas. No existe diferencia química entre la naturaleza de aceites y grasas; la mayor parte de estos productos sufren un proceso de refinación idéntico antes de comercializarse. Tras su refinación todas las grasas y aceites están constituidas fundamentalmente por triacilgliceridos de acidos grasos alifáticos de cadena recta (saturados y no saturados e insolubles en agua) y una pequeña cantidad inferior a 3% de otras sustancias como: fosfolípidos, esteroles, tocoferoles, carotenoides, vitaminas y pigmentos liposolubles. Comúnmente se les conoce como aceites si son líquidos a temperatura ambiente o grasas si son sólidos, pueden ser de origen vegetal o animal. Los ácidos grasos de los aceites son fundamentalmente alifáticos de 6 a 24 átomos de carbono. (Panreac, 1999) Los aceites y las grasas, sufren alteraciones que dan lugar a cambios de sabor, aromas extraños o la formación de compuestos tóxicos. El enranciamiento químico se produce tanto en grasas y aceites crudos como elaborados. La acción del oxígeno atmosférico, catalizada por la presencia de luz solar, promueve la oxidación de los dobles enlaces de los ácidos grasos insaturados. Este proceso se ve favorecido por las altas temperaturas y la presencia de cationes metálicos polivalentes como es el caso del hierro y el magnesio. Los productos de reacción (peróxidos e hidroperóxidos) son muy tóxicos. Estos efectos pueden mitigarse en los aceites elaborados incorporando aditivos antioxidantes tales como BHT (butilhidroxitolueno), BHA (butilhidroxianisol) y galatos de octilo.



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6.2.

ÍNDICE DE ACIDEZ

6.2.1. Introducción: El índice de acidez se define como los miligramos de NaOH o KOH necesarios para neutralizar los ácidos grasos libres presentes en 1 gramo de aceite o grasa, y constituye una medida del grado de hidrólisis de una grasa. Todos los aceites y las grasas tienen ácidos grasos libres y algunos los tienen en grandes cantidades. La causa de la existencia de ácidos grasos libres es la actividad enzimática de las lipasas. Todas las semillas y los frutos oleaginosos tienen presentes algunas de estas enzimas lipolíticas que se encuentran tanto en el embrión como en el mesocarpio del fruto. Por este motivo, el aceite de arroz y el de palma, por lo general, tienen una acidez muy alta. En una grasa, la acidez se debe a la acción de lipasas microbianas o al calentamiento y se expresa como el número de mililitros de sosa necesarios para neutralizar los ácidos grasos libres contenidos en 100 gramos de grasa y se expresa generalmente en equivalentes de gramos de ácido oleico para cada 100 gramos de aceite. El ácido oleico es obtenido a partir del ácido linoleico que se acumula en acido. Los aceites que tienen ácidos grasos de cadena corta son muy sensibles a estas enzimas hidrolíticas. Los aceites extraídos de semillas descompuestas tienen acidez alta, al igual que los aceites almacenados durante mucho tiempo. El comportamiento del Índice de Acidez (expresado como % de Ácido Oleico) durante el almacenamiento en los aceites y grasas comestibles evidencia un incremento en una primera etapa, como resultado de la actividad enzimática de las lipasas, hasta alcanzar un valor máximo, a partir del cual comienza a disminuir. Esta disminución pudiera ser explicada por el hecho de que los ácidos grasos libres hayan comenzado a oxidarse a compuestos oxigenados, como por ejemplo los hidroperóxidos, por la acción de agentes químicos (oxígeno, temperatura, luz, trazas metálicas) o agentes bioquímicos (microorganismos, enzimas lipoxidasas) o la combinación de ambos, en función de las condiciones de almacenamiento y de la composición del aceite almacenado. Este comportamiento permite inferir que la determinación del Índice de Acidez no ofrece por sí sola información concluyente sobre el estado cualitativo de un aceite. Así, un valor bajo pudiera indicar: o bien que el producto está poco hidrolizado, o bien que el estado de deterioro es más avanzado y que parte de los ácidos grasos libres han comenzado a oxidarse. De ahí la necesidad de realizar otros análisis (Índices de Peróxidos, Yodo y Saponificación, entre otros), si se desea obtener información fidedigna del estado de un aceite o grasa. (Zumbado, 2004)



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6.2.2. ÍNDICE DE ACIDEZ (MÉTODO OPERATORIO FES

ZARAGOZA) A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación de la acidez de las grasas, por medio del método de Neutralización, presentes en el alimento, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis de la acidez de las grasas y explique sus resultados.

C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, que es aplicable a todo tipo de alimento, así como sus derivados. Reportándose como acidos libres en 10g.

D. Fundamento: La acidez de las grasas y mezclas de aceites, puede ser expresada como el número de mililitros de hidróxido de potasio 0.1 M o de hidróxido de sodio 0.1 M, requeridos para neutralizar los ácidos libres en 10.0 g de la muestra por analizar.


Matraz Erlenmeyer de 250 mL Bureta 50 mL Parrilla eléctrica Bureta 50 mL Balanza analítica

F. Reactivos:   

Hidróxido de potasio 0.1M MEZCLA 50% etanol- éter Fenolftaleína 1% en etanol



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G. Metodología En un matraz Erlenmeyer de 250 mL con tapón esmerilado, disolver 10 g de la muestra (grasa) en 50 mL de una mezcla de alcohol: éter dietilico (1:1), neutralizada con hidróxido de potasio 0.1 M usando Solución Indicadora de fenolftaleína, agitar y agregar 1mL de fenolftaleína y titular con hidróxido de potasio 0.1 M o de hidróxido de sodio 0.1 M hasta la aparición de un color rosa que permanezca por lo menos durante 15 segundos. Nota: si la muestra no se disuelve en frio calentar a baño maría hasta disolverla Modificación a la técnica para alimentos en general: En un matraz Erlenmeyer de 250 mL con tapón esmerilado, mezclar hasta homogenizar 10 g de la muestra (perfectamente molida, triturada, etc.) en 50 mL de una mezcla de alcohol: éter dietilico (1:1), neutralizada con hidróxido de potasio 0.1 M usando SI de fenolftaleína, agitar y agregar 1mL de fenolftaleína y titular con hidróxido de potasio 0.1 M o de hidróxido de sodio 0.1 M hasta la aparición de un color rosa que permanezca por lo menos durante 15 segundos. Si el color que da la mezcla dispersa, no permitiera ver el color, filtrar.

H. Cálculos: Calcular el índice de acidez por medio de la siguiente fórmula:

I= 5.61 V/m Donde: I = Índice de acidez de la muestra. 5.61 =Miliequivalente de hidróxido de potasio 0.1 M. V = Mililitros de hidróxido de potasio 0.1 M, usados en la valoración. m = Peso en gramos de la muestra tomada.




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6.2.3. ÍNDICE DE ACIDEZ: TÉCNICA OPERATORIA (PANREAC.

MÉTODOS OFICIALES DE ANÁLISIS. ACEITES Y GRASAS. 1999) A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación de la acidez de las grasas, por medio del método de Neutralización, presentes en el alimento, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis de la acidez de las grasas y explique sus resultados.

C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, que es aplicable a grasas y aceites, así como sus derivados. Reportándose como índice de acidez.

D. Fundamento: El método se basa en la neutralización de los ácidos grasos libres presentes en el aceite o grasa con solución etanólica de hidróxido de potasio en presencia de fenolftaleína como indicador. El índice de acidez se expresa en mg de Hidróxido de Potasio necesarios para neutralizar un gramo de grasa. También puede expresarse en porcentaje de Ácido Oleico. (Zumbado, 2004)


Matraz Erlenmeyer de 250 mL Bureta 50 mL Parrilla eléctrica Bureta 50 mL Balanza analítica

F. Reactivos y soluciones  Alcohol etílico absoluto  Alcohol metílico  Éter etílico



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 Fenolftaleína  Hidróxido de potasio  Solución etanólica de Hidróxido de Potasio 0.5 N previamente valorada (o solución etanólica de Hidróxido de Potasio 0.1 N).  Solución al 1% m-V de fenolftaleína en Alcohol Metílico.  Mezcla Alcohol Etílico absoluto- Éter Etílico 1:1, neutralizada exactamente con Hidróxido de Potasio 0.1 N etanólica, con Fenolftaleína como indicador. Reacciones químicas:

G.

M e todología

 Pesar (con una aproximación de 0.01 g), de 5 a 10 g de grasa, en un

erlermeyer de 250 mL.  Disolverla en 50 mL de la mezcla Alcohol Etílico absoluto- Éter Etílico.  Valorar, agitando continuamente, con solución etanólica de Hidróxido de Potasio 0.5 N (o con solución etanólica de Hidróxido de Potasio 0.1 N para acidez inferiores a 2),  hasta viraje del indicador.

H. Cálculo. Calcular la acidez como grado de acidez expresado en porcentaje de ácido oleico o como índice de acidez expresado en miligramos de hidróxido de potasio por gramo de aceite o grasa.

I. Sistema de evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno. 6.3.

ÍNDICE DE SAPONIFICACIÓN

6.3.1. Introducción: El Índice de Saponificación, es el número de miligramos de hidróxido de potasio necesarios para saponificar por completo 1g de aceite o grasa. Este valor da la



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medida del peso molecular promedio de los glicéridos mixtos que constituyen una grasa o aceite dado, ya que si estos contienen ácidos grasos de bajo peso molecular, el número de moléculas presentes en 1g de muestra será mayor que si los ácidos grasos son de alto peso molecular. La grasa o aceite con bajo peso molecular presentará entonces un alto valor en su índice de saponificación. Por ejemplo, la mantequilla, que contiene gran cantidad de ácido butírico, posee un índice de saponificación alto. El Índice de Saponificación es, al igual que el Índice de Yodo una propiedad química característica de los aceites y grasas. La siguiente tabla muestra los Índices de Saponificación de algunos aceites y grasas. Aceite o grasa Aceite de algodón Aceite de babasú Aceite de ballena Manteca de puerco Aceite de coco Manteca de cacao Aceite de colza Aceite de girasol Aceite de linaza Aceite de maíz Aceite de maní Mantequilla Aceite de nuez de palma Sebo de carnero Sebo de res

Índice de Saponificación 189-198 247-251 185-194 190-203 250-264 190-200 168-180 188-194 188-196 187-193 186-196 210-230 245-255 192-198 190-200

El comportamiento del índice de Saponificación con el tiempo de almacenamiento experimenta una tendencia decreciente. Ello se explica por la oxidación que pueden sufrir los ácidos grasos, lo que conduce a su transformación en otros compuestos de naturaleza no saponificable (hidroperóxidos, peróxidos, aldehídos y cetonas). El índice de saponificación es la cantidad en miligramos de hidróxido de potasio requerida, para llevar a cabo la hidrólisis alcalina de los ácidos contenidos en un gramo de grasa o aceite. Constituye una medida del peso molecular de los triglicéridos contenidos. Y se determina mediante la titulación de hidróxido de potasio que tarda en saponificar un gramo de grasa. (SS, 2014)



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6.3.2. ÍNDICE DE SAPONIFICACIÓN. MÉTODO OPERATORIO EN

FES ZARAGOZA A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación del índice de saponificación, por medio del método de Neutralización, presentes en el alimento, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis del índice de saponificación de las grasas y explique sus resultados.

C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, que es aplicable a grasas y aceites, así como sus derivados. Reportándose como índice de saponificación.

D. Fundamento: El método se basa en la reacción química que se lleva a cabo bajo condiciones establecidas, entre los ácidos grasos totales contenidos en un producto dado y una solución alcohólica de hidróxido de potasio. Como productos de reacción se obtienen las sales derivadas de los ácidos correspondientes. Debido a que los índices de saponificación de muchos aceites son muy similares, este es menos valioso que el índice de yodo cuando se trata de identificar un aceite desconocido.

E. Material y equipo:  

Matraz Erlenmeyer de 250 mL Material y equipo para reflujo

F. Reactivos:   

Solución alcohólica de KOH 0.1 N Solución de HCl 0.1 N Solución alcohólica de fenolftaleína 0.1 %



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G. Metodología Pesar 1 a 2 g de muestra y colocarla en un matras para reflujo de 250 mL, agregar 25 mL de KOH y colocar a reflujo durante 60 minutos con agitación constante. Titular en caliente con la solución de HCI utilizando fenolftaleína y correr simultáneamente un blanco.

H. Cálculos

Índice de Saponificación=56.1*N*(V-V´)/m El resultado representa los miligramos de hidróxido de potasio necesarios para saponificar 1 gramo de grasa, y se expresa como "Índice de saponificación": en donde: N = Normalidad de la disolución de ácido clorhídrico utilizada V = Volumen utilizado (en ml) de disolución de ácido clorhídrico en el ensayo en blanco. V' = Volumen utilizado (en ml) de disolución de ácido clorhídrico en el ensayo de la muestra.

I. Sistema de evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno. 6.3.3. ÍNDICE DE SAPONIFICACIÓN. TÉCNICA OPERATORIA

(NC 85-04. ACEITES Y GRASAS COMESTIBLES. MÉTODOS DE ENSAYO. 1981) (Zumbado, 2004) A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación del índice de saponificación, por medio del método de Neutralización, presentes en el alimento, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis del índice de saponificación de las grasas y explique sus resultados.



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C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, Este método es aplicable a aceites y grasas con un contenido de ceras inferior al 5%. Reportándose como índice de saponificación.

D. Fundamento: El Índice de Saponificación de una grasa constituye una medida del peso molecular promedio de los glicéridos que la constituyen y se fundamenta en la saponificación de la muestra de grasa por adición de KOH y valoración del exceso de álcali con solución estandarizada de HCl. Los resultados se expresan como los mg de KOH necesarios para saponificar por completo 1 g de grasa.

E. Material y aparatos.   

Balanza analítica con capacidad máxima de 200 g y valor de división de 0.1 mg. Cristalería necesaria para realizar una valoración: buretas, pipetas, matraces aforados, frascos Erlenmeyer, vasos de precipitados, embudos, agitadores de vidrio, frasco lavador, etc. Condensador de reflujo (650 a 900 mm de largo por 100 mm de diámetro.

F. Reactivos y soluciones.  Agua destilada PA  Hidróxido de potasio PA.  Ácido clorhídrico (30-37% m-m; 1.19 Kg/L) PA  Etanol 96% V-V.  Solución estandarizada de hidróxido de potasio 0.5 N.  Solución estandarizada de ácido clorhídrico 0.5 N.  Solución etanólica de fenolftaleína 1% m-V Reacciones químicas:

G. Metodología



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 Pesar con una precisión de 1mg, en el matraz de vidrio, 2 g aproximadamente de grasa.  Agregar 25 mL medidos exactamente de solución etanólica de hidróxido de potasio 0.5 N.  Adaptar el refrigerante de flujo, llevar a ebullición, y mantener durante 60 minutos, agitando por rotación de cuando en cuando. Retirar de la fuente de calor. Agregar 4 o 5 gotas de  Fenolftaleína solución 1%, y valorar la solución jabonosa, todavía caliente con la solución de Ácido Clorhídrico 0.5 N.  Realizar en las mismas condiciones un ensayo en blanco.

H. Cálculos. Calcular el índice de saponificación expresado en mg de hidróxido de potasio por g de grasa.

Índice de Saponificación=56.1*N*(V-V´)/m El resultado representa los miligramos de hidróxido de potasio necesarios para saponificar 1 gramo de grasa, y se expresa como "Índice de saponificación": en donde: N = Normalidad de la disolución de ácido clorhídrico utilizada V = Volumen utilizado (en ml) de disolución de ácido clorhídrico en el ensayo en blanco. V' = Volumen utilizado (en ml) de disolución de ácido clorhídrico en el ensayo de la muestra. Observaciones. Para ciertas materias grasas difíciles de saponificar es necesario calentar durante más de 60 minutos.

I. Sistema de Evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno.



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6.4.

ÍNDICE DE YODO

6.4.1. Introducción El Índice de Yodo es el número de gramos de yodo absorbido por 100 g de aceite o grasa y es una de las medidas más útiles para conocer el grado de saturación de estos. Los dobles enlaces presentes en los ácidos grasos no saturados reaccionan con el yodo, o algunos compuestos de yodo, formando compuestos por adición. Por lo tanto, mientras más bajo es el Índice de Yodo, más alto es el grado de saturación de una grasa o aceite. El Índice de Yodo es una propiedad química característica de los aceites y grasas y su determinación puede ser utilizada como una medida de identificación y calidad. La siguiente tabla muestra los Índices de Yodo característicos de algunos aceites y grasas. Tabla de Índices de yodo de algunos aceites y grasas comestibles Aceite o grasa Aceite de Algodón Aceite de Babasú Aceite de ballena Manteca de puerco Aceite de coco Manteca de cacao Aceite de colza Aceite de Girasol Aceite de linaza Aceite de maíz Aceite de maní Mantequilla Aceite de nuez de palma Sebo de carnero Sebo de res

Índice de Yodo 99-113 14-18 110-135 47-67 6-10 33-42 94-100 125-136 170-202 103-130 84-100 26-42 14-23 35-46 35-48

Durante el almacenamiento, en tanto un aceite sufre procesos de oxidación, el Índice de Yodo muestra una tendencia decreciente por cuanto estos procesos oxidativos tienen lugar precisamente sobre los dobles enlaces, saturando la molécula y provocando por consiguiente una disminución de este índice.



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6.4.2. MÉTODO DE HANUS. TÉCNICA OPERATORIA EN LA FES

ZARAGOZA A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación del índice de yodo, por medio del método de Hanus, presentes en el alimento, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis del índice de Yodo de las grasas y explique sus resultados.

C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, Este método es aplicable a aceites y grasas. Reportándose como índice de Yodo.

D. Fundamento: Se determina como los gramos de yodo absorbidos por 100 g de lípidos al reaccionar con cloruro o bromuro de yodo, los lípidos insaturados presentes en el aceite que se unen al halógeno contenidos en este, cuantificándolos por medio del tiosulfato de sodio.

E. Material y equipo:    

Matraz para yodo Bureta de 50 ml Pipeta de 5 ml Matraz Erlenmeyer de 125 ml

F. Reactivos:     

Tetracloruro de carbono Yoduro de potasio 10 % Almidón 1 % Tiosulfato de sodio 0.1 N (valorado) Reactivo de Hanus, se prepara de la siguiente manera. Adicionar poco a poco 82.5 ml de ac. acético glacial caliente sobre 1.3615 g de Yodo, decantar lo disuelto en un matraz para Yodo. Transferir 2.5 ml de esta solución a un matraz para Yodo y agregar 2 ml de Yoduro de potasio10 %, 5



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ml de agua destilada y valorar con tiosulfato de sodio. Por otra parte, se disuelven 0.3 ml de bromo en 20 ml de ac. acético glacial, a 5 ml de esta solución agregar 10 ml de Yoduro de potasio, 50 ml de agua y titular con tiosulfato de sodio. A partir de los datos obtenidos calcular la cantidad de bromo que se necesita añadir para que reaccione con los 80 ml restantes de la solución de Yodo. Para calcular el bromo es necesario realizar la siguiente relación:

X 

B C

donde: X = ml de la solución de bromo requeridos B = (80 ml) (ml de tiosulfato equivalentes a 1 ml de la solución de Yodo gastados en la titulación)

C

Tiosulfato

equivalente a 1 ml de la solución ml gastados en la titulación

G. Metodología Pesar 0.5 g de muestra, pasarlos a un matraz para Yodo y añadir 10 ml de tetracloruro de carbono o cloroformo y 25 ml de reactivo de Hanus. Dejar por una hora a temperatura ambiente en la oscuridad. Agregar 10 ml de Yoduro de potasio, 75 ml de agua y valorar con tiosulfato de sodio empleando almidón (al 1 % como indicador). Efectuar un blanco en las mismas condiciones.

H. Cálculos: Indice

de

iodo 

( A  B)1269 . N M

donde:

A = ml de tiosulfato gastados por el blanco



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B = ml de tiosulfato gastados por la muestra N = Concentración de tiosulfato M = Peso de la muestra (g)

I. Sistema de Evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno. 6.4.3. ÍNDICE DE YODO. TÉCNICA OPERATORIA (PANREAC.. MÉTODOS OFICIALES DE ANÁLISIS. ACEITES Y GRASAS. 1992) (Zumbado, 2004) A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación del índice de yodo, por medio del método de Hanus, presentes en el alimento, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica. B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis del índice de Yodo de las grasas y explique sus resultados. C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, Este método es aplicable a aceites y grasas. Reportándose como índice de Yodo. D. Fundamento: La grasa, previamente disuelta, se mezcla con un volumen de solución de monobromuro de yodo. La cantidad de yodo que no se adiciona a los dobles enlaces de los ácidos grasos, se valora en forma de triyoduro con tiosulfato de sodio en presencia de almidón como indicador. El índice de yodo se expresa convencionalmente como los gramos de yodo absorbidos por cien gramos de materia grasa. E. Material y aparatos:  Frasco de boca ancha de 200 a 220 mL de capacidad, con tapón esmerilado  Buretas graduadas  Pipetas de 25 mL de salida rápida



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F. Reactivos y disoluciones: Agua destilada Almidón soluble Tetracloruro de carbono Yoduro de potasio Reactivo de Hanus 0.2 N Tiosulfato de sodio Solución de almidón 1% m-V Solución de yoduro de potasio 10% m-V Solución estandarizada de tiosulfato de sodio 0.1 N Reactivo de Hanus: Disolver en un frasco ámbar con tapón esmerilado, 10 g de monobromuro de yodo en 500 mL de ácido acético glacial (excento de alcohol etílico) Reacciones químicas:          

G. Metodología  Trabajar en luz difusa.  En un frasco limpio y seco, pesar de 0.25 a 0.30 g de materia grasa limpia y filtrada sobre papel. Disolver la materia grasa en 10 mL de tetracloruro de carbono.  Añadir mediante bureta o pipeta de salida rápida, 25 mL exactos del reactivo de Hanus. Tapar el frasco, mezclar por agitación suave y dejar en reposo al abrigo de la luz durante una hora a temperatura de 20ºC.  Añadir 20 mL de solución de yoduro de potasio 10% m-V y 10 mL de agua destilada, mezclar. Valorar con solución de tiosulfato de sodio 0.1 N (utilizando solución de almidón 1% m-V como indicador) agitando constantemente. Añadir la solución de almidón poco antes de finalizar la valoración.  Realizar un ensayo en blanco en idénticas condiciones.



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H. Cálculos: Los resultados se expresan en gramos de yodo absorbidos por 100 gramos de materia grasa. Indice

de

iodo 

( A  B)1269 . N M

donde:

A = ml de tiosulfato gastados por el blanco B = ml de tiosulfato gastados por la muestra N = Concentración de tiosulfato M = Peso de la muestra (g)

I. Sistema de Evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno. 6.5.

ÍNDICE DE RANCIDEZ

6.5.1. Introducción: El índice de rancidez es una consecuencia de las reacciones de oxidación de los lípidos originando la formación de compuestos volátiles de olor desagradable. Se pueden presentar en alimentos que contienen menos del 1% de lípidos, los principales sustratos de la oxidación son los ácidos grasos no saturados, en estado libre que forman parte de los triglicéridos o de fosfolípidos. La oxidación de los lípidos implica igualmente pérdidas en la actividad vitamínica y en color, así como la oxidación de los ácidos grasos, que provoca a su vez una disminución del valor nutritivo, y un cuanto sus características organolépticas su olor es muy desagradable. (Kirk & Egan, 1996) El Indice de Peróxidos se expresa como los miliequivalentes de Peróxidos presentes en 1 Kg de aceite o grasa, y brinda información sobre el grado de oxidación de un aceite. La causa de la alteración de los aceites y las grasas puede ser el resultado de una reacción tanto química como bioquímica pero la oxidación de las grasas es más frecuente por efecto de reacciones químicas. Lo esencial es



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que los dobles enlaces de sus ácidos grasos constituyentes, reaccionan con el oxígeno del aire formando compuestos que al descomponerse originan otros, a los cuales se les atribuye el olor y sabor desagradables característicos de las grasas oxidadas, y es esto lo que se conoce con el nombre de rancidez. Al principio de la oxidación de las grasas es posible que, en su mayoría, el producto de la reacción no sea más que hidroperóxido. Al aumentar la cantidad de peróxidos y aparecer el olor y el sabor característicos de la rancidez, se demuestra la presencia de otros productos resultantes de la descomposición de los hidroperóxidos. El agudo y desagradable olor a rancio se cree que es debido principalmente a la presencia de aldehídos con 6–9 átomos de carbono. El sabor y el olor a rancio aparecerá sólo cuando la concentración de estos compuestos sea tal que puedan ser detectados por nuestros órganos sensoriales. La correlación entre el olor y el sabor de grasas rancias y la cantidad de peróxidos, expresada como índice de peróxido, depende de muchos factores, como de su grado de instauración y de la longitud de la cadena del ácido, entre otros. No es posible generalizar cuál es el índice de peróxido correspondiente a la aparición de la rancidez; se hace necesario, en la mayoría de los casos, determinar el índice de peróxido y hacer las correspondientes pruebas organolépticas; no obstante, si tenemos grasas que tienen una composición similar, se puede generalizar y decir, más o menos, qué índice de peróxido corresponderá a la aparición de la rancidez. Por ejemplo, en el caso de la grasa de cerdo, la rancidez aparece cuando ésta tiene un índice de peróxido de alrededor de 20 meq (milimoles equivalentes) de peróxidos por kilogramo. En el caso del aceite de girasol es aproximadamente de 60 a 80. (Zumbado, 2004) De forma análoga al índice de acidez, al analizar el comportamiento del índice de peróxidos con el tiempo de almacenamiento, se observan dos zonas que manifiestan tendencias opuestas: una primera etapa caracterizada por el incremento de los peróxidos hasta un valor máximo, como consecuencia de la oxidación lipídica por acción de agentes químicos y/o bioquímicos; y un segundo momento en que comienza a disminuir este índice, lo que indica un grado de oxidación más avanzado puesto que este decremento pudiera ser resultado de la oxidación de los peróxidos a otros compuestos como aldehídos y cetonas, responsables fundamentales del olor y sabor característicos de la rancidez. (Zumbado, 2004) En este sentido, al igual que en el caso del índice de acidez, la información que brinda el índice de peróxidos requiere para su interpretación del complemento de otros análisis como la determinación de los índices de yodo y saponificación.



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6.5.2. DETERMINACIÓN DE RANCIDEZ MÉTODO OPERATORIO

EN LA FES ZARAGOZA A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación del índice de Rancidez, por medio gravimetrico, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis del índice de Rancidez de las grasas y explique sus resultados.

C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, Este método es aplicable a aceites y grasas. Reportándose como miliequivalentes de peróxido por Kg de grasa.

D. Fundamento: El grado de peroxidación de aceites y grasas nos indica su grado de enranciamiento y se mide como el índice de peroxidación (Rancidez), el cual se define como el número de miliequivalentes de peróxido por Kg de grasa.

E. Material y equipo:       

Probeta de 10 mL Pipeta de l mL Soporte universal Pinzas para bureta Bureta de 25 mL Parrilla eléctrica Matraz Erlenmeyer de 50 mL

F. Reactivos:    

Ácido acético glacial:Cloroformo (3:2) Solución de KI l00 % Tiosulfato de sodio 0.l N Solución de almidón 1 %

G. Metodología



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 A 1 g de la muestra de lípidos obtenidos de la grasa total añadir 5 ml de ac. acético glacial:cloroformo y 0.5 ml de KI, agitar durante un minuto y dejar reposar por un minuto.  Añadir 10 ml de agua y mezclar. Valorar el yodo liberado con tiosulfato de sodio 0.1 N hasta un color ligeramente amarillo.  Añadir un ml de almidón y continuar con la titulación hasta la total desaparición del color azul. Correr simultáneamente un blanco.

H. Cálculos: Indice

de

Rancidez 

(VxN ) 1000 C

donde: V = Volumen corregido de tiosulfato de sodio (ml) N = Normalidad de tiosulfato de sodio G = Peso de la muestra (g)

I. Sistema de Evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno. 6.5.3. INDICE DE PEROXIDOS. TÉCNICA OPERATORIA (NC 85-

04. ACEITES Y GRASAS COMESTIBLES. MÉTODOS DE ENSAYO. 1981) (Zumbado, 2004) A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación del índice de Peroxidos, por medio gravimetrico, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis del índice de Peroxidos de las grasas y explique sus resultados.



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C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, Este método es aplicable a aceites y grasas. Reportándose como miliequivalentes de oxigeno activo por Kg de grasa.

D. Fundamento: Se denomina “índice de peróxidos” a los miliequivalentes (milimoles equivalentes) de oxígeno activo contenidos en un kilogramo de la materia ensayada, calculados a partir del yodo liberado del yoduro de potasio, operando en las condiciones que se indican en la metodología. Las sustancias que oxidan el yoduro de potasio en las condiciones descritas se supone son peróxidos u otros productos similares de oxidación de la grasa, por lo que el índice obtenido puede tomarse, en una primera aproximación, como una expresión cuantitativa de los peróxidos de la grasa. El oxígeno activo resultante de la oxidación de los aceites, reacciona con el yoduro de potasio liberando yodo, el cual se valora con tiosulfato de sodio utilizando solución de almidón como indicador.

E. Material y aparatos. • Navecillas de vidrio de aproximadamente 3 mL para pesada de la grasa. • Matraces con tapón esmerilado, de aproximadamente 250 mL, previamente secados y llenos de gas inerte ( anhídrido carbónico o nitrógeno).

F. Reactivos.           



Ácido Acético glacial Agua Destilada Almidón soluble Clorofomo Yoduro de Potasio Tiosulfato de Sodio pentahidratado Cloroformo, exento de oxígeno por barboteo de una corriente de gas inerte puro y seco. Ácido Acético glacial exento de oxígeno como anterior. Solución acuosa de Sodio Tiosulfato 0.1 N, exactamente valorada. Solución acuosa saturada de Yoduro de Potasio, exento de yodo y yodatos. Disolver Yoduro de Potasio en Agua Destilada. Soluciones acuosas de Tiosulfato de Sodio 0.01 N y 0.02 N exactamente valoradas. Úsese solución valorada de Tiosulfato de Sodio 0.1 N y diluir convenientemente con Agua Destilada. Solución indicadora de Almidón al 1% en Agua Destilada PA. Disolver Almidón soluble RE con Agua Destilada PA y ajustar a la concentración indicada.



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Reacciones químicas:

G. Metodología  Tomar un matraz con cierre esmerilado, de unos 250 mL, previamente seco (anhídrido carbónico o nitrógeno). Introducir tan rápidamente como se pueda la muestra del aceite que se desea ensayar, definida en función de los índices presumidos que aparecen en la tabla de observaciones.  Agregar 10 mL de Cloroformo, en el cual se disuelve rápidamente la grasa por agitación, 15.0 mL de Ácido Acético glacial y 1 mL de una disolución acuosa de Yoduro de Potasio.  Cerrar el matraz y mantener en agitación durante 1 minuto, imprimiéndole un suave movimiento de agitación, conservándolo después en la oscuridad durante 5 minutos; transcurrido este tiempo, agregar 75 mL de Agua Destilada, agitar vigorosamente y  valorar el yodo liberado con una disolución de Tiosulfato de Sodio 0.02 N, para los aceites de índices inferiores o iguales a 20 y Tiosulfato de Sodio 0.01 N para los índices más elevados.  Paralelamente, se efectúa un ensayo en blanco, sin aceite, que debe dar un índice nulo.

H. Cálculo. El índice de peróxidos se expresa en milequivalentes (milimoles equivalentes) de oxígeno por kilogramo de muestra.

en donde: V = volumen de disolución de tiosulfato de sodio, en ml, consumido en el ensayo de la muestra. V' = volumen de disolución de tiosulfato de sodio, en ml, consumido en el blanco. N = normalidad de la disolución de tiosulfato de sodio. m = peso, en gramos, de la muestra.



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Observaciones. Peso de la muestra. La toma de las muestras para el ensayo se efectuará tomando una cantidad de grasa de acuerdo con el índice de peróxidos que se presupone y que se indica en el cuadro siguiente: Índice que se presupone De 0 a 20 De 20 a 30 De 30 a 50 De 50 a 100

Peso de la muestra en gramos De 2 a 1.2 De 1.2 a 0.8 De 0.8 a 0.5 De 0.5 a 0.3

Para la expresión del índice de peróxidos se han propuesto otras unidades distintas a la adoptada en esta técnica y que suelen ser utilizadas en algunos casos, prestándose a confusiones en la interpretación de los resultados. Para evitar estos errores y los inconvenientes que pudieran derivarse de los mismos, en los informes analíticos deberá indicarse siempre la unidad en que se expresa el índice.

I. Sistema de Evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno. 6.5.4. ÍNDICE DE PERÓXIDOS EN GRASAS (Fernández, 2015)

A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación del índice de Peroxidos, por medio gravimetrico, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.



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B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis del índice de Peroxidos de las grasas y explique sus resultados.

C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, Este método es aplicable a aceites y grasas. Reportándose como miliequivalentes de oxigeno activo por Kg de grasa.

D. Fundamento: Llamamos "índice de peróxidos" a los miliequivalentes de oxígeno activo contenidos en un Kilogramo de grasa, calculados a partir del yodo liberado del yoduro de potasio, operando en las condiciones especificadas según la metódica analítica. Las substancias que oxidan al yoduro de potasio en las condiciones descritas, las consideramos peróxidos u otros productos similares provenientes de la oxidación de las grasas, por lo cual el índice obtenido es considerado, con una aproximación bastante aceptable, como una expresión cuantitativa de los peróxidos de la grasa muestra.

E. Material Balanza analítica. Bureta. Frasco lavador Matraces erlenmeyer esmerilados 29/32, con tapón (2). Probeta de 10 ml. Probeta de 100 ml.  Probeta de 25 ml      

F. Reactivos  Disolución acuosa extemporánea de tiosulfato de sodio 0.01N, preparada a partir de tiosulfato de sodio 0.1N (10 ml hasta 100 ml).  Solución indicadora de almidón al 1 %.  Disolución saturada de yoduro de potasio (preparación extemporánea a partir de yoduro de potasio).  Agua destilada.

G. Metodología 1.- Pesar una cantidad adecuada de grasa en un matraz erlenmeyer limpio y seco.



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2.- Añadir 10 ml de cloroformo pa i disolver rápidamente la grasa por agitación; añadir 15 ml de ácido acético glacial pa y 1 ml de disolución saturada de yoduro de potasio. 3.- Tapar el matraz y agitar suavemente por rotación durante 1 minuto; dejar reposar 5 minutos en un lugar oscuro. 4.- Añadir 75 ml de agua destilada, sacudir con emergía y valorar el yodo liberado con disolución de tiosulfato de sodio 0'01N, utilizando disolución de almidón como indicador. 5.- Paralelamente, efectuar un ensayo en blanco.

H. Cálculos El índice de peróxidos (IP) se expresa en miliequivalentes de oxígeno activo por kilogramo de muestra:

en donde: V = volumen de disolución de tiosulfato de sodio, en ml, consumido en el ensayo de la muestra. V' = volumen de disolución de tiosulfato de sodio, en ml, consumido en el blanco. N = normalidad de la disolución de tiosulfato de sodio. m = peso, en gramos, de la muestra. OBSERVACIONES La cantidad de muestra a pesar será: Índice que se presupone

Peso de la muestra en gramos

De 0 a 20

De 2 a 1.2

De 20 a 30

De 1.2 a 0.8

De 30 a 50

De 0.8 a 0.5

De 50 a 100

De 0.5 a 0.3



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Para aceites de índices inferiores a 20, es recomendable utilizar tiosulfato de sodio 0.002 N.

I. Sistema de Evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno. 6.5.5. FRACCIÓN INSAPONIFICABLE EN GRASAS (Fernández,

2015) A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación la fracción no saponificable, por medio gravimetrico, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis de la fracción no saponificable de las grasas y explique sus resultados.

C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, Este método es aplicable a aceites y grasas. Reportándose como fracción no saponificable en 100g de grasa.

D. Fundamento: Fracción insaponificable de una grasa es el peso en gramos de substancias no saponificables, insolubles en agua y solubles en el disolvente empleado en la determinación, contenidos en 100 gramos de grasa. El método descrito es satisfactorio para grasas de contenido insaponificable bajo y medio.

E. Material         

Balanza analítica. Baño de agua. Desecador. Embudos de decantación de 500 ml. Estufa de desecación. Frasco lavador. Matraces esmerilados 29/32 de 250 ml (2) Montaje para destilación. Placa calefactora.



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 Probeta de 25 ml.  Probeta de 50 ml.  Refrigerante de reflujo.

F. Reactivos     

Agua destilada. Alcohol etílico del 96% Éter de petróleo pe 40-60 ºC Gel de sílice. Hidróxido de potasio 2N, sol. alcohólica (disolver 28'3 gramos de hidróxido de potasio del 85 % en lentejas. hasta 250 ml en alcohol etílico del 96 %).

G. Metodología 1.- Pesar exactamente alrededor de 5 gramos de grasa exento de humedad en un matraz esmerilado 29/32. 2.- Añadir 50 ml de solución alcohólica de hidróxido de potasio 2N y dejar 1 hora a reflujo suave. 3.- Separar la fuente de calor y añadir 50 ml de agua destilada por la parte superior del refrigerante; sacudir y dejar enfriar. 4.- Transvasar el contenido del matraz a un embudo de decantación, lavando el matraz con pequeñas porciones de éter de petróleo, hasta totalizar 50 ml. 5.- Agitar enérgicamente durante 1 minuto. Dejar en reposo para separar las dos fases. Pasar la fase jabonosa hidroalcohólica otro embudo de decantación . 6.- Extraer la fase jabonosa del segundo embudo de decantación con 50 ml de éter de petróleo; separar les dos fases, transfiriendo la fase jabonosa al matraz de reflujo y la fase etérea al primer embudo de decantación. 7.- Pasar la fase jabonosa del matraz de reflujo al segundo embudo de decantación, lavando con 50 ml de éter de petróleo; hacer otra extracción. 8.- Rechazar la fase jabonosa y reunir todas les fases etéreas en el primer embudo de decantación. Lavar tres veces con porciones de 50 ml de alcohol-agua (1:1). 9.- Transferir la fase etérea a un matraz de 250 ml esmerilado 29/32, seco i previamente tarado y eliminar el disolvente por destilación al baño de agua hirviente (sugerencia: utilizar un montaje Shoxlet, para mayor comodidad).



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10.- Secar en estufa a 105ºC durante 20 minutos y enfriar en desecador. Repetir la operación hasta peso constante.

H. Cálculos Resultado expresado en % de fracción insaponificable:

siendo m' el peso del residuo insaponificable y m el peso de la muestra. OBSERVACIONES En los certificados de análisis debe indicarse "método del éter de petróleo".

I. Sistema de Evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno. 6.5.6. ÁCIDOS OXIDADOS EN GRASAS

A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación de ácidos oxidados, por medio gravimétrico, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis de ácidos Oxidados en grasas y explique sus resultados.

C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, Este método es aplicable a aceites y grasas. Reportándose como materia grasa insoluble en éter de petróleo fracción no saponificable en 100g de grasa.



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D. Fundamento: Este método determina los ácidos oxidados en una grasa, expresados como materia grasa insoluble en éter de petróleo.

E. Material                

Balanza analítica. Baño de agua. Cápsula de porcelana. Mechero Bunsen. Desecador. Embudos de decantación (2). Estufa de desecación. Frasco lavador. Horno de mufla, Matraces esmerilados 29/32 de 250 ml (2). Placa calefactora. Probeta de 100 ml. Probeta de 25 ml. Probeta de 50 ml Refrigerante de reflujo. Triángulo cerámico.

F. Reactivos       

Ácido clorhídrico 1N. Agua destilada. Alcohol etílico neutro 96 % Éter de petróleo 40-60ºC bidestilado. Éter etílico. Gel de sílice. Hidróxido de potasio 2N

G. Metodología 1.- Pesar exactamente alrededor de 5 gramos de grasa exenta de agua en un matraz esmerilado 29/32 de 250 ml. 2.- Añadir 50 ml de disolución alcohólica de hidróxido de potasio 2N y dejar 1 hora a reflujo suave.



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3.- Separar la fuente de calor añadir 25 ml de agua destilada por la parte superior del refrigerante; sacudir y dejar enfriar. 4.- Transvasar el contenido del matraz a un embudo de decantación, lavando con 25 ml de agua destilada y 100 ml de éter etílico. 5.- Tapar y sacudir durante 1 minuto. Dejar reposar para separar dos capas. Si aparece una emulsión persistente, añadir unas gotas de ácido clorhídrico 1N. 6.- Separar la capa hidroalcohólica y transferirla al matraz de saponificación; pasar la capa etérea a un segundo embudo de decantación y lavarla dos veces con porciones de 40 ml de agua destilada; juntar las aguas de lavado con la fracción hidroalcohólica 7.- Conectar el matraz de la fase hidroalcohólica y de las aguas de lavado del éter a un montaje para destilación (puede servir un Shoxlet) y evaporar hasta eliminación del alcohol etílico y de las trazas de éter (apreciar con el olfato). 8.- Trasvasar el contenido del matraz a un embudo de decantación, arrastrar el residuo con agua destilada hasta totalizar un volumen aproximado de 150 ml. 9.- Añadir disolución de ácido clorhídrico 1N sv hasta que no quede espuma después de sacudir durante 2 minutos (comenzar inicialmente con 51 ml de solución ácida). 10.- Añadir 100 ml de éter de petróleo y sacudir 1 minuto; dejar reposar un mínimo de 12 horas. 11.- Decantar el agua ácida y filtrar la fracción etérea sobre un filtro lento. 12.- Lavar dos veces el tubo de decantación con 25 ml de éter de petróleo y filtrar (si es preciso, efectuar más lavados con pequeñas porciones). 13.- Disolver los ácidos oxidados contenidos en el tubo decantación y en el filtro con alcohol etílico caliente (3 o 4 lavados con porciones de 25 ml) y transferir la solución alcohólica de ácidos oxidados a un matraz esmerilado 29/32 de 250 ml. 14.- Evaporar el alcohol hasta un volumen muy pequeño (unos pocos ml). 15.- Transvasar el residuo a una cápsula de porcelana calcinada y tarada, lavando con pequeñas porciones de éter etílico. 16.- Evaporar en baño de agua, hasta desaparición del olor a éter y a alcohol y aparición de olor acre.



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17.- Desecar en estufa a 103ºC durante 1/2 hora; enfriar en desecador. Repetir el proceso hasta peso constante. 18.- Calcinar el residuo (para determinar las sales minerales extraídas conjuntamente con los ácidos oxidados), dejar enfriar la cápsula en el desecador y pesar.

H. Cálculos Resultado expresado en % de ácidos oxidados:

en donde: m' = peso en gramos de ácidos oxidados + sales minerales. m'' = peso en gramos de las sales minerales. m = peso en gramos de la muestra. OBSERVACIONES El método tiene un carácter eminentemente empírico y debe observarse estrictamente la metodología descrita. Cualquier modificación que se ensaye debe ser rigurosamente verificada y contratada.


7.

AZUCARES

7.1.

INTRODUCCIÓN:



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La gama de carbohidratos que se encuentran en la alimentación humana ilustra el carácter de la tarea que afronta el analista que desea seguir las recomendaciones publicadas por la FAO/OMS (1998) para medir por separado los carbohidratos presentes en los alimentos. Naturalmente, no todos los tipos de carbohidratos están en todos los tipos de productos alimenticios. Las propiedades metabólicas y fisiológicas distintivas de los diferentes carbohidratos ponen de relieve el hecho de que, con fines nutricionales, no es adecuado considerar los carbohidratos como un componente único de los alimentos. El cálculo de los «carbohidratos por diferencia» utilizando el sistema proximal de análisis de Weende reflejaba la situación de los conocimientos acerca de la química y carbohidratos en aquel momento. Además, el sistema se diseñó para animales, especialmente los destinados a los rumiantes, por lo que la mayor parte de los carbohidratos se digerirían en el rumen excepto la lignina-celulosa, de la cual daba una medida aproximada la fibra bruta. A efectos nutricionales, los carbohidratos pueden dividirse en tres grupos en función del grado de polimerización: • azúcares (monosacáridos y disacáridos); • oligosacáridos (polímeros que contienen de tres a nueve unidades de monosacáridos o ácido urónico); • polisacáridos (polímeros que contienen más de nueve unidades), comprendidos en dos categorías generales: α-glucanos (almidones, productos de la hidrólisis del almidón y glucógeno) y un grupo mucho más diversificado de no α-glucanos (polisacáridos no amiláceos [PNA], que son los principales componentes de la fibra dietética). Estas agrupaciones químicas amplias no se corresponden con exactitud con las propiedades fisiológicas o con las fracciones analíticas. El analista que tiene que realizar el análisis de los carbohidratos, está «obligado a buscar un compromiso entre el ideal de separar los numerosos componentes y medirlos o un plan con una base total- mente empírica» (Southgate, 1969). En muchos casos un alimento contiene una gama limi- tada de carbohidratos y se pueden utilizar procedimientos más sencillos para su análisis (Southgate, 1991).



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7.2.

MÉTODO VOLUMÉTRICO PARA CARBOHIDRATOS A. Propósito específico de la práctica.

El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación de carbohidratos totales, método volumétrico, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis de carbohidratos totales y explique sus resultados.

C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, Este método es aplicable a alimentos. Reportándose como carbohidratos totales.

D. Fundamento: La determinación de azúcares por el método volumétrico se basa en la reducción completa de un reactivo alcalino de cobre con muestra a analizar; el punto final se determina empleando el indicador azul de metileno el cual será reducido a blanco de metilo por un exceso de azúcar reductor. La determinación volumétrica se sugiere para cualquier tipo de alimentos como; leche, néctar, jugo, mermelada, cajeta, dulce, cereales.

E. Material y equipo:

      

Matraz Erlenmeyer de 250 ml Pipetas graduadas de 10 ml Bureta de 50 ml Perlas de ebullición Matraz aforado de 200 y 1000 ml Parrilla eléctrica Mortero con pistilo

  

Sulfato cúprico Tartrato doble de sodio y potasio (sal de Rochelle) Indicador azul de metileno. Disolver 1 g de azul de metileno en 100 ml de agua destilada.

F. Reactivos:



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   

Dextrosa anhidra (glucosa) Hidróxido de sodio Reactivo de Fehling A. Pesar exactamente 69.28 g de sulfato cúprico pentahidratado, transferirlo cuantitativamente a un matraz aforado de 1000 ml, disolver y aforar. Reactivo de Fehling B. Combinar 346 g de tartrato doble de sodio y potasio con 100 g de hidróxido de sodio (disuelva primero el hidróxido de sodio) y completar el volumen a 1 L, reposar 2 días y filtrar en lana

Estandarización de reactivo de Fehling. Pesar con exactitud 1 g de dextrosa seca (secar a 100°C durante tres horas), pasarla a un matraz aforado de 250 ml y aforar con agua destilada (la solución tiene una concentración de 4 mg/ml). Mezcla de Fehling: En un matraz Erlenmeyer de 250 ml agregar 10 ml de solución de Fehling B, 10 ml de Fehling A y 20 ml de agua destilada. Colocar la solución estándar de dextrosa en una bureta de 50 ml; a la mezcla de Fehling agregar perlas de ebullición y calentar a ebullición durante 2 minutos, manteniendo la ebullición de la solución, continuar agregando la solución de dextrosa gota a gota, hasta que el color azul desaparezca. Aparecerá un precipitado rojizo. El volumen gastado se multiplica por la concentración de la solución de dextrosa, este factor es particular para cada preparación de solución de Fehling (Factor de Fehling).

G. Metodología  PROCEDIMIENTO PARA REDUCTORES DIRECTOS: Macerar 4 g de muestra en un mortero con 25 ml de agua destilada caliente (hirviendo), esto debe de hacerse perfectamente para que todo lo soluble sea extraído. Filtrar con tela de lino y lavar el filtrado con 25 ml de agua destilada hirviendo para extraer toda las azucares del alimento, se obtienen 50 ml de filtrado y se transfieren a un matraz volumétrico de 250 ml, aforar con agua destilada, filtrar y transferir la solución a una bureta de 50 ml.



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En un matraz Erlenmeyer de 250 ml agregar 10 ml de solución de Fehling A, 10 ml de solución de Fehling B y 20 ml de agua destilada (en las mismas condiciones que para la estandarización), agregar perlas de ebullición, calentar a ebullición durante 2 minutos manteniendo la ebullición; adicionar la solución problema gota a gota hasta que el color azul desaparezca y se obtenga un precipitado café rojizo.

H. Cálculos:

%Azúcar reductor= I. Sistema de Evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno. 7.3.

DETERMINACION DE CARBOHIDRATOS DIRECTOS (REDUCTORES) Y TOTALES, METODO MODIFICADO A. Propósito específico de la práctica.

El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación de carbohidratos Directos y Totales, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis de Carbohidratos directos y totales, explique sus resultados.

C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, Este método es aplicable a alimentos. Reportándose como carbohidratos directos y totales.

D. Fundamento: La determinación de azúcares por el método volumétrico se basa en la reducción completa de un reactivo alcalino de cobre con muestra a analizar; el punto final se determina empleando el indicador azul de metileno el cual será reducido a blanco de metilo por un exceso de azúcar reductor. La determinación



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volumétrica se sugiere para cualquier tipo de alimentos como; leche, néctar, jugo, mermelada, cajeta, dulce y mole.

E. Material y equipo        

Tres matraces Erlenmeyer de 250 mL Tres pipetas graduadas de 10 mL Una bureta de 50 mL Perlas de ebullición Un matraz aforado de 200 mL Un matraz aforado de 1000 mL Parrilla eléctrica Un mortero con pistilo

F. Reactivos      



Sulfato cúprico Tartrato doble de sodio y potasio (sal de Rochelle) Indicador azul de metileno. Disolver 1 g de azul de metileno en 100 ml de agua destilada. Dextrosa anhidra (glucosa) Hidróxido de sodio Reactivo de Fehling A. Pesar exactamente 69.28 g de sulfato cúprico pentahidratado, trasferirlo cuantitativamente a un matraz aforado de 1000 ml, disolver y aforar. Reactivo de Fehling B. Combinar 346 g de tartrato doble de sodio y potasio con 100 g de hidróxido de sodio (disuelva primero el hidróxido de sodio) y completar el volumen a 1 lt, reposar 2 días y filtrar con tela de lana

G. Metodología Estandarización de reactivo de Fehling. Secar 2 g de dextrosa a 100°C durante tres horas. Pesar con exactitud 1 g de dextrosa seca, pasarla a un matraz aforado de 250 ml y aforar con agua destilada (la solución tiene una concentración de 4 mg/ml). Mezcla de Fehling: En un matraz Erlenmeyer de 250 ml agregar 10 ml de solución de Fehling B, 10 ml de Fehling A y 20 ml de agua destilada.



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Colocar la solución estándar de dextrosa en una bureta de 50 ml; a la mezcla de fehling agregar perlas de ebullición y calentar a ebullición durante 2 minutos. Mientras se mantiene la ebullición de la solución, continuar agregando la solución de dextrosa gota a gota, hasta que el color azul desaparezca. Aparecerá un precipitado rojizo. El volumen gastado se multiplica por la concentración de la solución de dextrosa, este factor es particular para cada preparación de solución de Fehling (Factor de Fehling). Procedimiento para reductores directos. Macerar 4 g de muestra en un mortero con 25 mL de agua destilada caliente (hirviendo), esto debe de hacerse perfectamente para que toda la materia soluble sea extraída. Filtrar con tela de lino y lavar el filtrado con 25 ml de agua destilada hirviendo para extraer todas las azucares del alimento. Obtener 50 ml de filtrado y transferir a un matraz volumétrico de 250 ml, aforar con agua destilada, filtrar y transferir la solución a una bureta de 50 ml. Depositar 10 ml de solución de Fehling A, 10 ml de solución de Fehling B y 20 ml de agua destilada en un matraz Erlenmeyer de 250 mL (en las mismas condiciones que para la estandarización). Agregar perlas de ebullición y calentar a ebullición durante 2 minutos Adicionar la solución problema gota a gota, manteniendo la ebullición, hasta que el color azul desaparezca y se obtenga un precipitado café rojizo. Procedimiento para carbohidratos totales. Tomar 25 mL del filtrado y pasar a un matraz volumétrico de 100 mL, agregar 20 mL de agua, 10ml de HCl concentrado y mezclar. Mezclar la solución anterior en un baño de agua a 75 ºC durante 15 minutos contados a partir de que se alcance la temperatura de 90ºC; dejar enfriar, Agregar gotas de fenolftaleína, neutralizar con NaOH concentrado, aforar. Colocar en una bureta de 50ml y seguir procedimiento para reductores directos.



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H. Cálculos

% de azucares directos= (250) (20) F VM

Donde: F = factor de Fehling V = mL de solución gastado de carbohidratos directos M = gramos de la muestra

% de azucares totales= (250) (20) (100) F VM (25)

Donde: F = factor de Fehling V = mL de solución gastado de carbohidratos M = gramos de la muestra

I. Resultados Los resultados se reportan como porcentaje de azúcares directos y totales contenidas en gramos de muestra. J. Sistema de Evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno.

7.4.

DETERMINACIÓN DE SACAROSA

A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación de SACAROSA, método Espectrofotometrico, analizando las bondades del método y su aplicación en la práctica.



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B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis de Sacarosa y explique sus resultados.

C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, Este método es aplicable a alimentos. Reportándose como Sacarosa.

D. Fundamento: La sacarosa es un azúcar no reductor por lo que para su determinación se hace necesario realizar una hidrólisis previa con ácido clorhídrico 54 %. Una vez invertida, la sacarosa es determinada mediante el empleo de una curva estándar. (Osborne & Voogt, 1996)

E. Metodología Curva estándar: Secar una muestra de sacarosa grado reactivo a 78°C disolver 2 g en agua y completar a 1000 ml; colocar 20 ml de la solución en un matraz Erlenmeyer de 125 ml, añadir 20 ml de ácido clorhídrico 54 %. Calentar a 70°C durante 9 minutos y enfriar en un baño de hielo, neutralizar con hidróxido de sodio 25 % y aforar a 50 ml; preparar la curva estándar a partir de esta solución. Para convertir azúcares invertidos a sacarosa usar el factor 0.95. Preparación de la muestra. Macerar de 5 a 10 g de la muestra en un mortero, según su contenido en azúcares, trasferir a un matraz volumétrico de 250 ml y agregar agua sin llegar al aforo (100 ml aproximadamente); adicionar poco a poco y agitando después de cada adición, la cantidad necesaria de acetato básico de plomo para que la solución se torne de color café (la intensidad del color depende de la muestra). Adicionar poco a poco oxalato de sodio hasta la total precipitación del acetato de plomo. Aforar, agitar y filtrar. El filtrado debe ser transparente. Colocar 10 ml de la solución muestra en un tubo de ensayo, añadir 10 ml de ácido clorhídrico 54 %, calentar a 70°C durante 9 minutos, enfriar con baño de hielo durante 30 minutos y neutralizar mientras esta en el baño, pasar la solución a un matraz volumétrico de 50 ml, aforar y determinar los azúcares reductores a la solución, comparando con la curva estándar.

F. Cálculos: Contenido de sacarosa= (azucares reductores) 0.95



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G. Sistema de Evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno.

8.

FIBRA CRUDA

8.1.

INTRODUCCION:

La fibra cruda constituye un índice de las sustancias presentes en los alimentos de origen vegetal, es el residuo orgánico lavado y seco que no es digerido en una hidrólisis ácida y básica en condiciones estandarizadas. Esta fibra son los glúcidos poco o nada digeribles por los monogástricos, se componen de celulosa, lignina y otros polisacáridos parcialmente degradables al colon. Aunque no tienen interés nutritivo, su función se realiza sobre la modicidad intestinal, ya que los polisacáridos indigeribles tienen cierta afinidad al agua, por lo que se hinchan durante la digestión y ocupan un volumen apreciado en el intestino, favoreciendo el peristaltismo intestinal y provocando la evacuación del contenido del colon. (S, 1980) Los carbohidratos abarcan un gran número de compuestos que van desde los azúcares simples mono y disacáridos como la glucosa y la sacarosa, hasta los más complejos como el almidón y la celulosa. No es posible determinar el gran grupo de carbohidratos por medio de un procedimiento analítico sencillo puesto que esta integrado por numerosas entidades químicas que carecen de una característica analítica común, por lo cual se ha dividido toda esta fracción en dos grandes grupos: una parte insoluble en ácidos y bases a la que se llamó “fibra bruta” y una fracción soluble a la que se denominó “extracto no nitrogenado”.

La fibra bruta constituye un índice de las sustancias presentes en los alimentos de origen vegetal cuyo valor alimenticio es igual al del heno. Está constituida fundamentalmente por celulosa, lignina y pentosanas, suberina, cutina, alginatos y pectinas; constituyentes, junto con pequeñas cantidades de sustancias nitrogenadas, de las estructuras celulares de los vegetales. Aunque la fibra no posee un valor nutritivo apreciable, su función en el tracto



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intestinal es la de aumentar el volumen de las materias nutritivas y estimular el peristaltismo intestinal.

La fibra sobre las bases nutritivas se define como las sustancias vegetales insolubles no digeridas por las enzimas diastásicas o proteolíticas, nutritivamente inútiles excepto por fermentación microbiana en el tracto digestivo de los animales. La fibra dietaria es el nombre que se le da a la fracción de la fibra bruta que puede ser útil para los procesos digestivos del tracto humano, en ella se incluyen compuestos tales como el almidón, los polisacáridos no celulósicos, la celulosa, la lignina, la hemicelulosa y sustancias pépticas.

En el Extracto No Nitrogenado se agrupan mono y disacáridos, la parte soluble de la celulosa, pentosanas y lignina, las hemicelulosas, el almidón, la inulina y toda clase de azúcares, materias pépticas, ácidos orgánicos y otras materias solubles libres de nitrógeno, constituyendo así la fracción más valiosa del alimento. Los carbohidratos son compuestos con características fuertemente polares, solubles en agua con algunas excepciones (polisacáridos), es por esto que su análisis se realiza generalmente en medio acuoso.

8.2.

FIBRA CRUDA METODO OPERATORIO EN LA FES ZARAGOZA

INTRODUCCION: La fibra cruda constituye un índice de las sustancias presentes en los alimentos de origen vegetal, es el residuo orgánico lavado y seco que no es digerido en una hidrólisis ácida y básica en condiciones estandarizadas. Esta fibra son los glúcidos poco o nada digeribles por los monogástricos, se componen de celulosa, lignina y otros polisacáridos parcialmente degradables al colon. Aunque no tienen interés nutritivo, su función se realiza sobre la modicidad intestinal, ya que los polisacáridos indigeribles tienen cierta afinidad al agua, por



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lo que se hinchan durante la digestión y ocupan un volumen apreciado en el intestino, favoreciendo el peristaltismo intestinal y provocando la evacuación del contenido del colon. (S, 1980)

A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación de Fibra, método de digestión acido base, y por gravimetría hacer la determinación.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis de Fibra y explique sus resultados.

C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, Este método es aplicable a todos los alimentos. Reportándose como .

D. Fundamento: Fibra cruda es la pérdida de masa que corresponde a a la incineración del residuo orgánico que queda después de la digestión con soluciones de ácido sulfúrico e hidróxido de sodio en condiciones específicas. Determinación por digestión con ácido y base.

E. MATERIAL Y EQUIPO: Aparato para fibra cruda Vasos Berzellius de 600 ml Probeta de 50 y 100 ml Crisol Pinzas para crisol Mufla Desecador Material y equipo para filtración a vacío. Balanza analítica. Parrilla de calentamiento.

F. REACTIVOS: Ácido sulfúrico 1.25% Hidróxido de sodio 1..25% Etanol



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Asbesto activado

G. PROCEDIMIENTO: 1. Pesar 5 gramos de la muestra con o sin grasa, sin embargo es preferible

realizarla con muestra desengrasada (residuo del extracto etéreo) ya que de este modo el resultado es más preciso. 2. Transferirla a un vaso Berzellius con 1g de asbesto y cuerpos de ebullición, añadir 200 ml de ácido sulfúrico 1.25 % hirviendo. 3. Colocar el vaso en el aparato para fibra cruda (el cual se debe calentar previamente), rotar periódicamente para evitar que los sólidos se peguen en el vaso. 4. Dejar hervir por 30 minutos. Filtrar a vacío con una tela de lino y lavar hasta un pH neutro con agua caliente, dejar secar en la tela de lino y 5. colocar nuevamente el sólido en el vaso Berzellius, añadir 200 ml de hidróxido de sodio 1.25 % hirviendo. Dejar hervir por 30 minutos. 6. Filtrar con una tela de lino y lavar con tres porciones de 50 ml de agua caliente. Añadir 25 ml de etanol y dejar secar hasta peso constante a una temperatura de 130°C, enfriar en un desecador y pesar. 7. Calcinar a la flama lentamente y después en una mufla a 600°C durante 30 minutos, enfriar en desecador y pesar.

H. Cálculos:

%Fibra cruda= (A-B)/PM(100) A= Peso del crisol con muestra seca B= Peso del crisol con muestra calcinada PM= Peso de la muestra

I. Sistema de Evaluación Los conocimientos y habilidades serán evaluados a través del formato de práctica como se indicará, además se le cuestionará sobre los contenidos. El formato se revisa y acatara las observaciones para mejorar la calidad de la misma. Las



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actitudes se evaluarán a través de la responsabilidad del alumno ante su práctica y su entorno.

9.

VITAMINAS

9.1.

vitamina c

INTRODUCCION

El ácido ascórbico (C6H8O6) es un azúcar con propiedades antioxidantes (Figura 9.1). El enantiomero L del ácido ascórbico se conoce como vitamina C, tratándose de una vitamina hidrosoluble esencial para los mamíferos, cuya deficiencia provoca escorbuto en humanos. Los humanos, debido a la ausencia del enzima L- gulonolactona oxidasa, no pueden sintetizar esta vitamina, de modo que debe ser ingerida a través de los alimentos (principalmente cítricos y verduras frescas). La vitamina C es necesaria para la síntesis del colágeno y de los glóbulos rojos, contribuye al buen funcionamiento del sistema inmunitario y también juega un papel importante en el metabolismo del hierro. Figura 9.1. Fórmula del ácido ascórbico (AA)

La vitamina C se usa sobre todo como suplemento nutricional y además con fines terapéuticos, ya que administrada bajo una forma adecuada puede prevenir y a menudo curar enfermedades como la gripe. Esta vitamina apoya el sistema inmune, incrementando la



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concentración de inmunoglobulinas en el suero sanguíneo. El ácido ascórbico puede ser administrado por vía oral, intramuscular, subcutánea e intravenosa. Por vía oral, la vitamina C se absorbe a través de un proceso de transporte activo, siendo muy amplia su distribución, aunque las mayores concentraciones se observan en los tejidos glandulares. La mayor parte del ácido ascórbico se oxida de forma reversible a ácido dehidroascórbico (Figura 9.2), siendo el resto transformado en metabolitos inactivos que se excretan en la orina. Cuando existe un exceso de ácido ascórbico en el organismo, se elimina sin metabolizar, lo que sirve para determinar analíticamente si existe o no un estado de saturación de vitamina C.

Figura 9.2. Fórmula del ácido dehidroascórbico (DHA)

El ácido ascórbico en un agente reductor suave que es oxidado por el yodo en medio ácido de forma rápida y cuantitativa. Para su determinación mediante valoración redox, en primer lugar se genera un exceso conocido de anión triyoduro mediante la reacción en medio ácido de yodato (patrón primario) con un exceso de yodo:

Seguidamente se deja que transcurra la reacción entre el triyoduro generado y el ácido ascórbico:

Finalmente se valora el exceso de triyoduro con una disolución patrón de tiosulfato. Se aplica por tanto una valoración por retroceso.

Vitamina C, o ácido ascórbico, es un compuesto hidrosoluble de 6 átomos de carbono relacionado con la glucosa. Su papel biológico principal parece ser el de actuar como cofactor en diversas reacciones enzimáticas que tienen lugar en el organismo. El ácido ascórbico actúa como coenzima de las hidroxilasas de prolina y lisina, encargadas de hidroxilar la lisina y prolina en el protocolágeno, modificación necesaria para que éste pueda formar los enlaces cruzados para



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formar las fibrillas de colágeno. En este sentido, la vitamina C es importante para el mantenimiento del tejido conjuntivo normal, para la curación de heridas y para la formación del hueso, ya que el tejido óseo contiene una matriz orgánica con colágeno. En su condición de agente reductor, el ácido ascórbico posee otras propiedades importantes, que parecen ser no enzimáticas. Por ejemplo, ayuda a la absorción del hierro al reducirlo a su estado ferroso en el estómago; protege la vitamina A, vitamina E y algunas vitaminas B de la oxidación; también favorece la utilización del ácido fólico ayudando a la conversión del folato en tetrahidrofolato o mediante la formación de derivados poliglutamato del tetrahidrofolato. Finalmente, la vitamina C es un antioxidante biológico que protege al organismo del estrés oxidativo provocado por las especies oxigeno reactivas. La vitamina C se encuentra principalmente en alimentos de origen vegetal y puede presentarse en dos formas químicas interconvertibles: ácido ascórbico (forma reducida) y ácido dehidroascórbico (forma oxidada), siendo ambas formas funcionales biológicamente y manteniéndose en equilibrio fisiológico. Si el ácido dehidroascórbico es hidratado se transforma en ácido dicetogulónico, no activo biológicamente, siendo esta transformación irreversible. Esta hidratación ocurre espontáneamente en disolución neutra o alcalina.

O OH HO

5

O

4

3

HO

1

O

HO

OH 5

O

4

2

3

OH

O

1 2

O

Á c id o d e h id r o a s c ó r b ic o

O

C

OH

O

C

O

C

H

C

OH

HO

C

H

CH2

OH

Á c id o d ic e to g u ló n ic o La mayor parte de síntomas de la carencia de vitamina C se puede relacionar directamente con sus papeles metabólicos. Entre los síntomas de carencias leves de vitamina C se encuentran la facilidad para producir heridas, debido al incremento de la fragilidad de los capilares. El escorbuto está asociado con una disminución en la capacidad de curar heridas, osteoporosis, hemorragias y anemia. (Osborne & Voogt, 1996)



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9.2.

CUANTIFICACION DE VITAMINA C

A. Propósito específico de la práctica. El Alumno en formación a través del conocimiento adquirido en la teoría del curso, sea capaz de realizar la determinación de Vitamina C, método de complejometria.

B. Criterios de desempeño: El Alumno será competente cuando sepa realizar e interpretar los resultados del análisis de Vitamina C y explique sus resultados.

C. Resultados esperados: El equipo de trabajo determinara el método, Este método es aplicable a todos los alimentos. Reportándose como Vitamina C.

D. Fundamento: La muestra se macera con ácido metafosfórico para inactivar la oxidasa ascórbica y la vitamina C se determina por su acción reductora sobre el colorante 2,6diclorofenolindofenol. Entre los productos que pueden interferir en la determinación de vitamina C se encuentra el óxido de azufre, el cual se puede eliminar mediante la adición de acetona ya que se forma un complejo acetonabisulfito

E. MATERIAL Y EQUIPO:     

Matraz Erlenmeyer Probeta de 100 mL con tapon esmerilado Bureta de 25 mL Pipeta de 10 mL Balanza analítica

F. REACTIVOS:   

Solución de ácido metafosfórico 3 %. Solución estándar de vitamina C. La solución deberá tener 1 mg de ácido ascórbico por ml. Disolver esta solución empleando el ácido metafosfórico 3 %. Solución de indofenol. Pesar 25 mg de indofenol (2,6-diclorofenol-indofenol) y 21 mg de carbonato de sodio, disolver y aforar a 500 ml con agua destilada. Estandarización: Tomar 1 ml de solución estándar de vitamina C, adicionar 9 ml de solución de ácido metafosfórico 3 %; valorar con la solución de indofenol hasta vire a color rosa permanente. 37.5 ml de la solución de indofenol, corresponden a 1 mg de vitamina C.



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G. PROCEDIMIENTO Macerar 20 g de muestra en un mortero con 50 ml de ácido metafosfórico 3 %, pasar la muestra a una probeta de 100 ml y ajustar el volumen con agua, agitar perfectamente, tomar 10 ml de la capa superior y colocarlos en un matraz erlenmeyer y titular con la solución de indofenol (previamente estandarizada). El color azul vira a rosa cuando está en contacto con el ácido, e inmediatamente se decolora por la vitamina C presente; continuar con la adición del indofenol hasta color rosa permanente.

H. CÁLCULOS:

37.5 ml de indofenol -------------- 1 mg de vitamina C ml gastados ------------------------- X mg de vitamina C Peso de muestra (g) ---------------- X mg de vitamina C 100 g de muestra ------------------- Y mg de vitamina C

NOTA: El resultado se multiplica por 10 por la alícuota empleada en la determinación.




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9.3.

NITRATOS

INTRODUCCIÓN: Los nitratos se emplean como aditivos en la fabricación de

productos cárnicos curados y, en menor medida, en la conservación del pescado y en la producción de queso. Además de proporcionar color adecuado a la carne, los nitritos tienen otros efectos sobre los alimentos: retrasa el proceso de oxidación de los lípidos, con la consecuente disminución del característico olor de enranciamiento, produce una mayor firmeza en la textura, y provee a los alimentos de un importante efecto antimicrobiano (especialmente frente a Clostridium botilinum y sus toxinas). Además de como aditivos, los nitratos como sustancias de origen natural pueden encontrarse en productos cárnicos frescos, leche y productos lácteos, cereales, frutas, bebidas alcohólicas y verduras. En la mayoría de estos alimentos se encuentran en bajas concentraciones, generalmente inferiores a 10 mg/kg y rara vez exceden los 100 mg/kg. Sin embargo, las verduras, principal aporte de estos compuestos en la dieta junto con los embutidos, presentan unos contenidos que oscilan entre 200 y 2.500 mg/kg, variando en función del procesado del alimento, uso de fertilizantes y condiciones de crecimiento. NOTA: Son inhibidores de bacterias patógenas concretamente las del botulismo.

MATERIAL Y EQUIPO:       

Matraz volumétrico de 10, 100 y 1000 mL Tubos de ensayo Pipeta de 1 mL Bureta de 50 mL Baño maría Baño de hielo Espectrofotómetro

REACTIVOS:  

Solución de brucina en etanol al 92% Mezcla 50% ácido fosfórico 85% y ácido sulfúrico concentrado



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

Solución saturada de urea

PROCEDIMIENTO: Curva estándar. Disolver 1000 g de nitrato de sodio en agua recientemente hervida y aforar a 1000 ml. Hacer una dilución 1:10 para tener una concentración de 100 mg/ml, que equivalen a 119 mg de nitrato de potasio. Hacer diluciones de 0-10:10 con agua y tratar 1 ml de cada una con brucina (como se describe abajo). Leer absorbancia a 420 nm. Preparación de la muestra: Macerar 10 g de muestra con 40 ml de agua, transferirlos a un vaso de precipitados de 50 ml con 20 ml de agua. Calentar en baño María por 1 hora, enfriar y colocarlo en un matraz volumétrico de 100 ml (con agua), aforar y centrifugar o filtrar. La solución tiene una concentración entre 10-50 mg de nitrato de potasio por ml. Dentro de una serie de tubos de ensayo pipetear 1 ml de solución de muestra y cada una de las soluciones estándar; a la par, preparar un blanco de reactivos usando 1 ml de agua y un blanco de muestra conteniendo además 1 ml de la solución de muestra. Adicionar 0.1 ml de solución saturada de urea, 1 ml de mezcla de ácidos y guardar por 5 minutos. Colocar los tubos en un baño de hielo a 10°C y adicionar 1 ml de reactivo de brucina a cada tubo excepto al blanco al cual se le adicionará 1 ml de etanol 95 %. Colocar los tubos en baño de hielo a 10°C sin moverse, adicionar 9 ml de mezcla de ácidos con bureta, mezclando con una varilla después de cada adición y dejar reposar por 1 minuto. Colocar cada tubo por 2 minutos exactamente en baño María y retornarlos al baño de hielo. Leer absorbancia a 420 nm, contra agua como blanco.

CALCULOS: Calcular el contenido de nitratos de la muestra y del blanco, como nitrato de sodio, considerando la curva estándar.

9.4.

NITRITOS

INTRODUCCIÓN: La determinación de nitritos se lleva a cabo para el análisis de carne curada, ya que las regulaciones permiten un máximo de 200 ppm de nitrito sódico, en un producto terminado. El curado de la carne se define como la adición de sal y otras sustancias a la carne con el fin de preservarla. Originalmente solo se agrega una mezcla de sales en forma seca



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(frotándose sobre la superficie de la carne) o en forma de solución (inyectándolo a la pieza de carne y homogenizar con masaje). En la mezcla de curado se utilizan: nitrito de potasio y de sodio. Con el fin de desarrollar un color característico al formar nitrosilmioglobina (color rosa característico de jamones, tocinos, etc), actuar como inhibidor del crecimiento microbiano mejorar sabor y textura. FUNDAMENTO: Los nitritos se determinan por la coloración rosada que produce un pigmento azo a un pH = 2.0-2.5, el cual se forma por la copulación de ácido sulfanílico diazotizado con el clorhidrato de  -naftilamina. MATERIAL Y EQUIPO:      

Mortero con pistilo Matraz volumétrico de 10, 50 y 500 mL Parrilla eléctrica Material y equipo para filtración a vacio Pipeta volumétrica de 0.5 1, 2, 3, y 10 mL Espectrofotómetro

REACTIVOS:    

Ácido sulfanílico. Disolver 0.5 g ácido sulfanílico en 150 ml de ácido acético al 15 %.  -naftilamina. Hervir 0.1 g de  -naftilamina en 20 ml de agua destilada, hasta que se disuelva; aún caliente,mezclar con 150 ml de ácido acético al 15 %. Reactivo de Griess. Mezclar la solución de ácido sulfanílico con la solución de  -naftilamina. Guardar en un frasco ámbar y en refrigeración. Cloruro mercúrico. Disolver 20 g de cloruro mercúrico en 1000 ml de agua destilada a 20°C.

PROCEDIMIENTO: Curva estándar: Disolver 0.25 g de nitrito de sodio en 500 ml de agua destilada; tomar las siguientes alícuotas de esta solución: 1, 2, 3, 4 y 5 ml y aforar a 10 ml con agua destilada cada una. Almacenar en la oscuridad durante una hora hasta que desarrolle color. Leer absorbancia a 520 nm. Pesar 5 g de la muestra y homogenizarla en un mortero. Colocar la muestra homogeneizada en un matraz volumétrico de 500 ml y agregar 100 ml de agua destilada. Calentar a 80°C durante 1 hora con agitación constante para romper los



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grumos que se forman. Adicionar 5 ml de cloruro de mercurio, dejar enfriar y aforar a 500 ml de agua destilada. Filtrar a vacío con papel Whatman 54. Tomar una alícuota de 10 ml y colocarla en un matraz volumétrico de 50 ml. Añadir al matraz 30 ml de agua destilada y 2 ml de reactivo de Griess. Aforar con agua destilada y agitar. Almacenar en la oscuridad durante una hora hasta que desarrolle color. Leer absorbancia a 520 nm.

9.5.

cloruro de sodio

La determinación del contenido de cloruro de sodio constituye uno de los análisis químicos más importantes que se realizan a los alimentos como parte del control de calidad. La importancia de esta determinación se deriva de las múltiples funciones que desempeña en los alimentos el cloruro de sodio o sal común, el cual es uno de los aditivos alimentarios de mayor empleo en la industria de los alimentos. El cloruro de sodio tiene una decisiva influencia en las características organolépticas de los alimentos, fundamentalmente sobre el sabor, dado que constituye uno de los sabores básicos (el salado), el cual contribuye además a resaltar el resto de los sabores en los alimentos mejorando así su palatabilidad. Resulta usual asociar el sabor general de las comidas con su contenido de cloruro de sodio; así, muchas veces un menú con un bajo contenido de sal común resulta insípido al paladar de un consumidor no acostumbrado a la ingestión de alimentos sin sal. FUNDAMENTO: La determinación de cloruro de sodio, se basa en la reacción entre el cloruro de sodio y el nitrato de plata, para formar un precipitado (cloruro de plata), usando como indicador cromato de potasio, dando un viraje y así cuantificarlos mediante una titulación.

MATERIAL Y EQUIPO:  

Matraz Erlenmeyer de 250 mL Bureta 50 mL



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  

Parrilla eléctrica con agitación Vaso de precipitados 250 mL Matraz volumétrico 100 y 250 mL

REACTIVOS:    

Solución de fenolftaleína. Disolver 0.5 g de fenolftaleína en 50 ml de etanol y aforar a 100 ml con agua Solución de nitrato de plata 0.1 N (valorado) Ácido sulfúrico 10 % Cromato de potasio 1 %

PROCEDIMIENTO: Colocar 10g de muestra en un vaso de precipitados de 250 mL, agregar 50 mL de agua destilada y hervir aproximadamente 10 minutos. Enfriar, filtrar, recibir el filtrado en un matraz volumétrico de 100 mL y aforar. Tomar una alícuota de 25 mL y aforar a 250 mL. Transferir una alícuota de 10 mL de esta solución a un matraz Erlenmeyer de 250 mL, agregar 40 mL de agua y 3 gotas de fenolftaleína. Acidificar la fenolftaleína con ácido sulfúrico 10%. Titular con nitrato de plata 0.1N usando unas gotas de solución de cromato de potasio como indicador. CALCULOS: Cada mL de solución de nitrato de plata 0.1N equivale a 5.84 mg de cloruro de sodio.

9.6.

SULFITOS

INTRODUCCION: Está prohibido el uso de sulfitos para la conserva de carne, ya que mejora poco la conservación confiriéndole un cambio de color rojo produciendo aspecto de carne fresca, ya que el sulfito enmascara el color de la carne en putrefacción. Dado que no se permite su empleo no es necesario hacer una determinación cuantitativa, si no que se realiza una determinación cualitativa.

Los sulfitos tienen consecuencias serias sobre la salud humana, especialmente en personas que sufren de reacciones alérgicas relacionadas con asma, es por esto que se consideran sustancias indeseables en los alimentos. FUNDAMENTO: La presencia de sulfitos se observa por el efecto reductor de estos sobre el colorante verde de malaquita, ya que al oxidarse los sulfitos a sulfatos provocan la decoloración del verde de malaquita, debido a que lo reduce.



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Esta decoloración tiene lugar porque en presencia de SO32- tiene lugar una adición del grupo HSO3- con desaparición simultanea de la forma quinoidea del compuesto a la que se debe su color verde. Si a la forma incolora se le agrega un aldehído, vuelve a formarse la combinación bisulfitica, regenerándose la forma quinoidea y el color verde. MATERIAL Y EQUIPO:  

Vaso precipitados 50mL Espátula

REACTIVOS: 

Verde de malaquita 0.02%

PROCEDIMIENTO: Añadir una porción de muestra homogéneamente distribuida en un vaso de precipitados, 8 gotas de una disolución de verde de malaquita, agitar vigorosamente durante 1-2 minutos con una espátula. Las carnes que contienen sulfitos decoloran el verde de malaquita; las carnes normales adquieren un color verde azulado (debido a que no reducen el verde de malaquita).



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Manual de Bromatologia 2017 Para Imprimir 2

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