ADMINISTRACIÓN DE MEDICAMENTOS EN ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN
2009
INTRODUCCIÓN Las diferentes vías empleadas para administración en humanos previamente fueron utilizadas en animales de laboratorio para conferir mayor seguridad al medicamento antes de ponerlo a disposición para que la persona pueda utilizarlo. De esta manera podemos administrar por vías intraperitoneal, intramuscular, intravenosa, inhalatoria, oftálmica en animales como ratones, ratas, cobayos y conejos que son los más utilizados tanto para administrar como para observar la acción del medicamento.
OBJETIVOS
Aprender la técnica correcta para administración de medicamentos en animales Conocer las vías de administración en animales de experimentación Reconocer la acción de algunos medicamentos administrados
MARCO TEÓRICO Para realizar esta práctica debemos observar las características normales de cada animal, además de los reflejos.
CARACTERISTICAS DE LOS ANIMALES DE LABORATORIO El conocimiento de estas características será de gran utilidad para seleccionar el animal de laboratorio más adecuado para un experimento en particular.
RATON
RATA
CONEJO
(Mus musculus)
(Rattus rattus)
(Orictolagus coniculus)
35 días
40 - 60 días
4 meses
CARACTERISTICAS Pubertad
Tiempo de crianza
Todo el año
Todo el año
Mayo - septiembre
Periodo de preñez
20 días
23 días
30 días
Crías por camada
4 – 12
6-8
5-6
Tiempo de vida
2 - 3 años
2 - 3 años
8 años
Desarrollo a adulto
6 meses
5 meses
6 meses
tiempo de Lactancia
21 días
21 días
40 días
Camadas / año
4
7
4
Temp. Corporal
37.9 - 39.2 °C
37.7 - 38.8 °C
38.5 - 39.5 °C
Frec. Respiratoria
136 - 216 / min.
100 - 150 / min.
50 - 60 / min.
Presión sanguínea
147 / 106
130 / 95
110 / 80
Volumen sanguíneo
7.5 %
7.5 %
5%
En el ratón: Se debe observar los signos vitales, que las vibrisas se muevan que la cola no esté en contacto con la superficie Dentro de los reflejos en ratones se observa: 1. 2. 3. 4.
Reflejo de fuga Reflejo de prensión Reflejo de enderezamiento Reflejo de recuperación del tren posterior
MANEJO DE LOS ANIMALES
CONEJOS: Tómelos por el dorso sujetando con toda la mano la piel; nunca los tome por las orejas ya que pueden dañarse nervios y vasos sanguíneos. RATAS Y RATONES: Tome al animal por la cola, teniendo cuidado que no escale su propia cola y lo muerda; para presentarlo, se toma al animal por el dorso con el dedo pulgar y el índice, rodeando la cabeza sin oprimir el cuello. En el caso del ratón, tómelo restirando la piel que se encuentra por encima de la nuca, de tal forma que las extremidades anteriores del animal queden inmovilizadas, sin oprimir demasiado. COBAYOS: tomamos al animal en la parte superior de la espalda asegurándonos de que no pueda mover la cabeza y con la otra mano inmovilizamos una de las extremidades traseras para colocar ketamina por vía i ntramuscular.
VIAS DE ADMINISTRACION:
VIA ORAL: Por esta vía se administran soluciones y suspenciones por medio de una sonda de pequeño calibre. Esta técnica se aplica con el conejo, la rata y el ratón. VIA INTRAVENOSA: En el conejo se elige la vena marginal de la oreja, en donde se inserta la aguja con el bisel hacia arriba. En ratas y ratones se puede utilizar la vena marginal de la cola. VIA INTRAPERITONEAL: Tomando en cuenta la rápida absorción por esta vía y el fácil acceso a la misma, es una de las vías más utilizadas en el laboratorio. En el caso del conejo, se toma por el dorso, se vuelve hacia arriba presentando la región abdominal, se sujeta firmemente de las patas posteriores y se inyecta en la parte alta del cuadrante inferior izquierdo del área abdominal, insertando la aguja con una inclinación de 45 grados con respecto al plano corporal. En el ratón y la rata, se expone la región abdominal y se inyecta en el cuadrante inferior izquierdo; la aguja, de 27 X 6 mm, debe formar un ángulo de 10 grados con el plano corporal. VIA INTRAMUSCULAR: En el caso de esta vía, se presenta el dorso del animal y el fármaco se deposita con una aguja de 27 X 13 mm en la parte posterior de los cuartos traseros. VIA SUBCUTANEA: El fármaco es depositado por debajo de la piel del dorso con una aguja de 27 x 6 mm, levantando la piel con una mano e introduciendo la aguja con la otra. VIA INHALATORIA: se coloca 1 ml de formol en un algodón, a este se lo coloca dentro de un vaso de precipitación junto con el ratón y se lo deja por un tiempo, debe ser corto o caso contrario podríamos provocar la muerte del animal.
MAXIMO VOLUMEN PERMITIDO DE SOLUCIONES DE FÁRMACO QUE PUEDEN SER ADMINISTRADOS ANIMAL
I.V.
I.M.
I.P.
ORAL
RATON (20-30 g.) 0.5
0.05
1.0
1.0
RATA (100 g.)
0.1
2.0 - 5.0
5.0
COBAYO (250 g.) 1.0
0.25
2.0 - 5.0
10.0
CONEJO (2.5 Kg.) 5.0 - 10.0
0.5
10.0 - 20.0
20.0
PERRO (50 Kg.)
5.0
20.0 - 50.0
100.0
1.0
10.0 - 20.0
MARCADO DE ANIMALES: Durante las prácticas de farmacología, frecuentemente es necesario identificar individualmente a los animales de un grupo, o a los depositados en determinada jaula, o a los grupos pertenecientes a distintos experimentos, por lo que existen diversas formas de identificar individualmente a los animales; presentaremos aquí una de las técnicas más utilizadas de marcado de animales:
DESARROLLO DE LA PRÁCTICA MATERIALES
Un ejemplar de ratón, rata , conejo, rana, perro Fármacos: Ketamina, Solución Salina a 0.9%, Pilocarpina Jeringuillas, papel, lápiz, reloj
PROCEDIMIENTO
Se toma al animal y se describen sus características generales como se lo hizo anteriormente.
Se toman los signos vitales, peso y se verifican los reflejos, para así demostrar que el animal está en buenas condiciones para la práctica. Se explica la técnica correspondiente y se describen: o Efectos que se producen o Rapidez con la que se presentan los efectos, expresada en tiempo. o Duración de los efectos o Calcular la dosis por Kg de peso administrada al animal o Ver si el fármaco tiene un efecto estimulante o depresor.
COBAYO (1000 gr)
Se administra Ketamina por vía intramuscular utilizando una aguja de tuberculina realizando el siguiente cálculo: 15-20mg/KPV por vía intramuscular. 1 Kg = 15 mg
Si: 500 mg = 10 ml. 15 mg = X
R= 0.3 ml
RATA
Se administra solución salina 0.9% 1ml vía intravenosa con una jeringa 27g ¼´´. Vena caudal de la cola.
RATON (20-30 gr)
Se administra solución salina 0.9% 0.5ml por vía intraperitoneal con una jeringuilla 30g ¼´´ en el cuadrante inferior izquierdo Se administra cloroformo 1cc vía inhalatoria y se ven los efectos.
CONEJO
Se administra pilocarpina 1% ojo izquierdo
Instilar 1 gota en el ojo y observar las reacciones del animal.
También se deben localizar las venas marginales en la oreja del conejo
Especie
Vía
Fármaco
Volumen
Ratón
-IP -Inh.
- Solución salina 0.9% -Cloroformo
-0.5ml S.S -1 ml
Efectos
Tiempo
de -La SS no Un minuto produjo ningún de efecto.
Dosis ponderal 0.5ml de S.S 1 ml de cloroformo
cloroformo
Rata
-IV
- Solución salina 0.9%
1 ml
Cobayo
-IM
Ketamina
0.3 ml
Conejo
TOP
Pilocarpina
1 gota
-El cloroformo inquietó al ratón y le irritó los ojos No se valoró No se encontró la vena dorsal de la cola Depresor del Comenzó a actuar a 15-20mg/KPV SNC: anestésico los 5 minutos. El efecto terminó a la hora y cuarto aprox. Tiempo: 1h10 Miosis Actúo a los 2 1 gota por ojo minutos y duró aprox. 2 horas.
CONCLUSIONES
A pesar de que se usaron las dosis ponderales para cada animal, los efectos fueron muy diferentes especialmente en el caso de la Ketamina cuyo efecto fue bastante largo. Las venas dorsales de la cola de la rata son bastante difíciles de localizar por lo que en esta práctica no se administró ningún medicamento por esta vía. El cloroformo tuvo un efecto irritativo en l os ojos de ratón. La pilocarpina es un parasimpáticomimético ya que produjo miosis en el conejo.
