1
PROSEDUR PEMBUATAN PREPARAT HISTOLOGI JANTUNG
PADA IKAN NILA (Oreochromis niloticus)
LAPORAN LENGKAP HISTOLOGI
Oleh :
NAMA : EDWIN JEFRI
NIM : L111 06 012
KELOMPOK : II (DUA)
KONSENTRASI KONSERVASI SUMBER DAYA HAYATI LAUT
LABORATORIUM FISIOLOGI HEWAN AIR
JURUSAN ILMU KELAUTAN
FAKULTAS ILMU KELAUTAN DAN PERIKANAN
UNIVERSITAS HASANUDDIN
MAKASSAR
2009
I. PENDAHULUAN
A. Latar Belakang
Histologi berasal dari bahasa Yunani yaitu histos yang berarti jaringan dan logos yang berarti ilmu. Jadi histologi berarti suatu ilmu yang menguraikan struktur dari hewan secara terperinci dan hubungan antara struktur pengorganisasian sel dan jaringan serta fungsi-fungsi yang mereka lakukan. Jaringan merupakan sekumpulan sel yang tersimpan dalam suatu kerangka struktur atau matriks yang mempunyai suatu kesatuan organisasi yang mampu mempertahankan keutuhan dan penyesuaian terhadap lingkungan diluar batas dirinya (Bavelander, 1998).
Menurut Wikipedia I (2009), histologi adalah bidang biologi yang mempelajari tentang struktur jaringan secara detail menggunakan mikroskop pada sediaan jaringan yang dipotong tipis. Histologi dapat juga disebut sebagai ilmu anatomi mikroskopis.
Ikan nila (Oreochromis niloticus) merupakan sumber protein hewani murah bagi konsumsi manusia. Karena budidayanya mudah, harga jualnya juga rendah. Budidaya dilakukan di kolam-kolam atau tangki pembesaran. Pada budidaya intensif, nila tidak dianjurkan dicampur dengan ikan lain karena memiliki perilaku agresif (Wikipedia II, 2009).
Karena ikan nila merupakan ikan budidaya maka diperlukan suatu penelitian terhadap struktur jaringan tubuhnya dengan memperhatikan kelainan yang mungkin terjadi agar dapat diketahui jaringan normal dan abnormalnya serta penyebab timbulnya kelainan tersebut, sehingga dapat dikembangbiakkan lebih baik. Hal inilah yang melatarbelakangi diadakannya praktikum ini.
Tujuan dan Kegunaan
Adapun tujuan dari praktikum ini, yaitu:
Mengetahui prosedur/metode dalam pembuatan preparat histologi;
Mengetahui kelebihan dan kekurangan prosedur pembuatan preparat histologi;
Mengetahui dan membandingkan jaringan jantung normal dan abnormal dari sudut histologi.
Sedangkan kegunaan dari praktikum ini yaitu untuk mengetahui apakah jaringan usus, hati, jantung, ginjal dan insang dalam keadaan normal atau abnormal. Sehingga nantinya dapat dijadikan informasi yang dapat dijadikan pembanding antara teori dan praktek.
II. TINJAUAN PUSTAKA
Morfologi dan Sistematika Ikan Nila (Oreochromis niloticus)
Ikan nila adalah sejenis ikan konsumsi air tawar. Ikan ini diintroduksi dari Afrika pada tahun 1969, dan kini menjadi ikan peliharaan yang populer di kolam-kolam air tawar dan di beberapa waduk di Indonesia (Wikipedia II, 2009).
Nama ilmiah ikan nila adalah Oreochromis niloticus, dan dalam bahasa Inggris dikenal sebagai Nile Tilapia. Ikan peliharaan yang berukuran sedang, panjang total (moncong hingga ujung ekor) mencapai sekitar 30 cm. Sirip punggung (dorsal) dengan 16-17 duri (tajam) dan 11-15 jari-jari (duri lunak); dan sirip dubur (anal) dengan 3 duri dan 8-11 jari-jari (Wikipedia II, 2009).
Tubuh berwarna kehitaman atau keabuan, dengan beberapa pita gelap melintang (belang) yang makin mengabur pada ikan dewasa. Ekor bergaris-garis tegak, 7-12 buah. Tenggorokan, sirip dada, sirip perut, sirip ekor dan ujung sirip punggung dengan warna merah atau kemerahan (atau kekuningan) ketika musim berbiak (Wikipedia II, 2009).
Menurut Wikipedia II (2009), klasifikasi Ikan Nila, yaitu:
Kingdom : Animalia
Phylum : Chordata
Class : Actinopterygii
Ordo : Perciformes
Famili : Cichlidae
Genus : Oreochromis
Spesies : Oreochromis niloticus
Gambar 1. Morfologi ikan nila (Oreochromis niloticus)
Anatomi ikan nila (Oreochromis niloticus)
Anatomi (berasal dari bahasa Yunani ἀνατομία anatomia, dari anatemnein, yang berarti memotong) adalah cabang dari biologi yang berhubungan dengan struktur dan organisasi dari makhluk hidup. Terdapat juga anatomi hewan atau zootomi dan anatomi tumbuhan atau fitotomi. Beberapa cabang ilmu anatomi adalah anatomi perbandingan, histologi, dan anatomi manusia (Wikipedia III, 2009).
Jaringan di dalam tubuh hewan mempunyai sifat yang khusus dalam melakukan fungsinya, seperti peka dan pengendali (jaringan saraf), gerakan (jaringan otot), penunjang dan pengisi tubuh (jaringan ikat), absorbsi dan sekresi (jaringan epitel), bersifat cair (darah) dan lainnya. Masing-masing jaringan dasar dibedakan lagi menjadi beberapa tipe khusus sesuai dengan fungsinya (Wikipedia III, 2009).
Lambung
Lambung adalah organ tubuh setelah kerongkongan yang berfungsi untuk menghancurkan atau mencerna makanan yang ditelan dan menyerap sari atau nutrisi makanan yang penting bagi tubuh. Pada hewan memamah biak, makanan di lambung dicampur dengan enzim-enzim pencernaan, kemudian dikeluarkan kembali ke mulut untuk dikunyah sekali lagi (Wikipedia III, 2009).
Lambung merupakan segmen dari pencernaan yang diameternya relatif lebih besar bila dibandingkan dengan segmen lainnya. Besarnya ukuran lambung ini berkaitan dengan fungsinya sebagai penampung makanan. Kemampuan ikan untuk dapat menampung makanan (kapasitas lambung) sangat bervariasi antara jenis ikan yang satu dengan yang lainnya. Secara umum fungsi lambung itu sama yaitu unutk menampung dan mencerna makanan, namun secara anatomis terdapat variasi dalam bentuk (Kusrini dkk, 2007).
Menurut Kursini (2007) Berdasarkan anatominya terdapat beberapa tipe lambung, yaitu:
Lambung berbentuk memanjang biasanya ditemukan pada beberapa jenis ikan karnivora bertulang sejati.
Lambung berbentuk sifon, terdapat pada ikan golongan Chondrichthyes dan kebanyakan ikan teleostei.
Lambung kaeka, terdapat pada ikan Polypterus, Amia, Anguilla.
Usus
Walaupun panjangnya bergantung pada jenis makanannya, usus ikan berupa tabung sederhana yang berukuran sama dari lambung sampai dubur. Jadi tidak mempunyai usus besar. Bentuknya dapat lurus seperti pada betutu dan lele atau melingkar-lingkar seperti ikan nila, mas dan gurame bergantung pada bentuk rongga perut. Mempunyai lapisan epitel kolumnar sederhana, sel lendir melapisi lapisan submukosa yang berisi sel eosinofilik bergranula, berbatasan dengan mukosa muskularis lapisan usus (Kusrini dkk, 2007).
Hati
Hati adalah sebuah organ dalam vertebrata, termasuk manusia. Organ ini memainkan peran penting dalam metabolisme dan memiliki beberapa fungsi dalam tubuh termasuk penyimpanan glikogen, sintesis protein plasma, dan penetralan obat. Dia juga memproduksi bile, yang penting dalam pencernaan. Istilah medis yang bersangkutan dengan hati biasanya dimulai dalam hepat- atau hepatik dari kata Yunani untuk hati, hepar (Wikipedia III, 2009).
Hati merupakan organ penting yang mensekresikan bahan untuk proses pencernaan. Organ ini umumnya merupakan suatu kelenjar yang kompak, berwarna merah kecoklatan. Secara umum posisi hati terletak pada rongga bawah tubuh, di belakang jantung dan di sekitar usus depan. Di sekitar hati terdapat organ berbentuk kantung bulat kecil, oval atau memanjang dan berwarna hijau kebiru-biruan (Kusrini dkk, 2007).
Ginjal
Ginjal adalah organ ekskresi dalam vertebrata yang berbentuk mirip kacang. Sebagai bagian dari sistem urin, ginjal berfungsi menyaring kotoran (terutama urea) dari darah dan membuangnya bersama dengan air dalam bentuk urin. Cabang dari kedokteran yang mempelajari ginjal dan penyakitnya disebut nefrologi (Wikipedia III, 2009).
Ginjal terletak di bagian atas peritonium (retroponium), sejajar dan di bawah tulang belakang. Berwarna coklat muda. Ginjal ikan nila ini berkembang dengan baik, sehubungan dengan kondisi lingkungan air tawar yang hipotonik terhadap cairan tubuh. Fungsi dari ginjal tersebut adalah suatu organ yang berperan dalam penyaringan beberapa bahan buangan sisa metabolisme. Bahan-bahan yang dibuang lewat ginjal, antara lain ureum, air, dan garam mineral. Sel-sel yang bertanggung jawab pada penyaringan ini adalah glomerulus, yamg disebut kapsul bowman. Sedangkan yang berfungsi sebagai reapsorsi ion adalah tubuli ginjal (Kusrini dkk, 2007).
Insang
Pada insang, sel-sel yang berperan dalam osmoregulasi adalah sel-sel chloride yang terletak pada dasar lembaranlembaran insang. Studi mengenai fungsi dan biokimiawi insang teleostei mengindikasikan bahwa insang teleostei merupakan pompa ion untuk chloride (Cl-), sodium (Na+) dan potasium (K+). Ion Na+ dibutuhkan dalam proses pemompaan NH4+ dan H+ dari dalam tubuh ikan ke lingkungannya (Kusrini dkk, 2007).
Jantung
Peranan jantung sangat penting dalam hubungannya dengan pemompaan darah ke seluruh tubuh melalui sistem sirkulasi darah. Sirkulasi darah adalah sistem yang berfungsi dalam pengangkutan dan penyebaran enzim, zat nutrisi, oksigen, karbondioksida, garam-garam, antibodi, senyawa N, dari tempat asal ke seluruh bagian tubuh sehingga diperlukan tekanan yang cukup untuk menjamin aliran darah sampai ke bagian-bagian jaringan-jaringan tubuh (Kusrini dkk, 2007).
Ekologi Ikan Nila (Oreochromis niloticus)
Ikan nila bisa hidup di perairan air tawar hampir di seluruh Indonesia. Jenis ikan ini sebenarnya bukan satwa asli Indonesia. Habitat aslinya adalah Sungai Nil di Mesir. Ikan ini kemudian didatangkan oleh Pemerintah Indonesia sejak tahun 1969 dari Taiwan. Jenis ikan ini tergolong hewan omnivora (pemakan segala), jadi bisa diberi pakan apa saja asalkan sesuai dengan besar mulutnya, misalnya udang, kerang kecil, atau pelet. Selain itu, karena ikan ini juga memiliki toleransi lingkungan yang cukup besar, sehingga pembudidayaannya sangat mudah (Caroko dkk, 2009).
Karena mudahnya dipelihara dan dibiakkan, ikan ini segera diternakkan di banyak negara sebagai ikan konsumsi, termasuk di pelbagai daerah di Indonesia. Akan tetapi mengingat rasa dagingnya yang tidak istimewa, ikan nila juga tidak pernah mencapai harga yang tinggi. Di samping dijual dalam keadaan segar, daging ikan nila sering pula dijadikan fillet (Wikipedia II, 2009).
Ikan nila cenderung senang hidup di air hangat bersuhu sekitar 28 derajat celsius. Ikan ini juga menyenangi kondisi air yang sedikit mengandung basa dengan kisaran pH antara 7,0 dan 8,0. Seyogianya, air tidak boleh tercemar bahan kimia beracun, kandungan oksigen di dalam air minimal 4 mg/liter, serta kandungan karbon dioksida maksimal 5 mg/liter. Ikan ini biasanya dipelihara di kolam air tenang (Caroko dkk, 2009).
Kelainan Ikan Nila (Oreochromis niloticus)
Ikan merupakan salah satu hewan air yang senantiasa bersentuhan dengan lingkungan perairan sehingga sangat memungkinkan untuk terinfeksi pathogen melalui air. Terjadinya serangan penyakit pada ikan dapat disebabkan oleh terjadinya ketidakseimbangan lingkungan, pathogen dan ikan. Pada kondisi normal pun, organisme pathogen akan ada dalam media hidup ikan. Organisme ini akan menyerang ikan tatkala kondisi ikan melemah. Kondisi ikan melemah dapat disebabkan oleh lingkungan. Dengan kata lain, serangan penyakit dapat dicegah dengan cara memberikan kondisi lingkungan yang ideal bagi ikan. (Sucipto, 2008).
Sakit didefinisikan sebagai perubahan yang terjadi suatu organisme pada kondisi fisik, morfologi, fisiologis dan atau fungsinya. Penyebab terjadinya keadaan sakit disebut penyakit. Berdasarkan jenisnya, kita mengenal istilah penyakit infektif dan non infektif. Sesuai dengan sifatnya penyakit maka dapat digolongkan menjadi dua yaitu penyakit infektif dan penyakit non-infektif. Penyakit infektif adalah suatu penyakit yang disebabkan ikan terinfeksi oleh organisme pathogen yang berasal dari virus, bakteri, jamur ataupun parasit. Sedangkan penyakit nono infektif adalah penyakit yang disebabkan oleh gangguan non pathogen seperti nutrisi (makanan), kualitas air, bahan toxic, dan genetic (Sucipto, 2008).
Proses Histologi
Cara pembuatan sediaan histologis disebut mikroteknik. Pembuatan sediaan dari suatu jaringan dimulai dengan operasi, biopsi, atau autopsi. Jaringan yang iambil kemudian diproses dengan fiksatif yang akan menjaga agar sediaan tidak akan rusak (bergeser posisinya, membusuk, atau rusak). Fiksatif yang paling umum digunakan adalah formalin (10% formaldehida yang dilarutkan dalam air). Larutan Bouin juga dapat digunakan sebagai fiksatif alternatif meskipun hasilnya tidak akan sebaik formalin karena akan meninggalkan bekas warna kuning dan artefak. Artefak adalah benda yang tidak terdapat pada jaringan asli, namun tampak pada hasil akhir sediaan. Artefak ini terbentuk karena kurang sempurnanya pembuatan sediaan (Wikipedia I, 2009).
Affuwa (2007), menyatakan bahwa membuat histologi jaringan hewan mula-mula dengan menyiapkan jaringan segar dalam pengamatan mikroskopis yaitu dengan cara fiksasi. Tujuan dilakukannya fiksasi adalah mencegah terjadi kerusakan pada jaringan, menghentikan proses metabolisme secara cepat, mengawetkan komponen sitologis dan histologis, mengawetkan keadaan sebenarnya, mengeraskan materi yang lembek, dan jaringan-jaringan dapat diwarnai sehingga bisa diketahui bagian-bagian jaringan.
Faktor-faktor yang berperan dalam fiksatif adalah buffer (pH), suhu yang rendah mencegah autolisis,untuk mendapatkan daya penetrasi yang tinggi digunakan irisan setipis mungkin, perubahan volume, osmolaliitas pada larutan fiksatif, penambahan deterjen sehingga fiksatif cepat masuk, konsentrasi, dan waktu fiksatif. Dehidrasi memiliki fungsi menghilangkan air dalam jaringan. Bahan yang digunakan untuk dehidrasi harus mampu menggantikan fungsi air. Dehidrasi yang baik dilakukan secara bertahap yaitu mulai dari konsentrasi 70% sesuai dengan pelarut Bouin formol kemudian berturut-turut ke dalam alkohol 80%, 90%, 96% dan alkohol absolut. Pada setiap konsentrasi dilakukan pengulangan 3 kali (Botanika, 2008).
Selanjutnya tahap dehidrasi, dehidrasi dilakukan setelah fiksasi dengan tujuan untuk mengeluarkan air dari jaringan, ini merupakan prinsip dari teknik parafin yaitu air dikeluarkan dan diganti dengan parafin sehingga blok jaringan mudah dipotong, ini dilakukan 2 tahap yakni dehidrasi dan penjernihan. Proses dehidrasi dilakukan dengan memasukkan jaringan yang sudah difiksasi kedalam larutan alkohol berturut-turut dari kadar 70% sampai 100% (Robby , 2000)
Selanjutnya dengan proses clearing, untuk memungkinkan paraffin dapat masuk ke dalam sel, haruslah alkohol di dalam organ diganti dengan zat yang mudah mengusir alkohol tetapi kemudian harus bisa diusir oleh paraffin. Clearing atau dealkoholisasi ini dapat menggunakan aceton, benzol,toluol, dan xilol. Proses clearing dapat dilakukan selama 24 jam (Jvetunud, 2008).
Embedding dilakukan dengan membuat kotak kertas. Beberapa keuntungan menggunakan kotak kertas yaitu bisa membuat arah sayatan dan menandai jaringan. Sebelum jaringan atau sampel ditanam maka terlebih dahulu paraffin dalam kotak harus membeku pada bagian dasarnya sehingga memungkinkan objek tidak langsung menempel pada dasar kertas. Blok paraffin yang akan disayat dulu maka dibentuk dulu (trimming). Bentuk blok disesuaikan dengan bentuk pitanya yang diinginkan. Hal in dikarenakan penampang blok paraffin menggambarkan blok pita yang akan diiris. Letak mata pisau pada mikrotom sangat menentukan hasil yang diperoleh. Pisau dibersihan dengan xylol dari sisa-sisa paraffin yang menempel. Hasil sayatan diambill dengan menggunakan kuas secara hati-hati. Hasil sayatan diletakkan dalam bak khhusuus dann diperhatikan urutannya. Pita hasil sayatan ditempel pada kaca objek dengan menggunakan meyer albumin. Kaca objek selanjutnya diletakkan di atas meja penangas (heating plate) (Botanika, 2008).
Selanjutnya tahap dehidrasi, tahap rehidrasi atau dehidrasi sangatlah penting dilakukan sebelum dilakukan pewarnaan. Hal itu baru dilakukan bila paraffin dalam sayatan sudah larut dan biasanya dilarutkan dalam xylol (Botanika, 2008).
Proses sectioning diawali dengan pengirisan blok parafin dengan scalpel, sehingga permukaan blok parafin yang akan diiris dengan mikrotom berbentuk segi empat. Irislah sedemikian rupa, sehingga preparat akan terletak tepat berada di tengah blok. Proses pewarnaan dilakukan setelah preparat dideparafinasindengan merendam preparat pada xylol. Salah satu pewarna metode parafin pada jaringan hewan adalah hematoxylin dan Eosin. Zat warna hematoxilin ini bersifat aquaosa (Botanika, 2008).
III. METODE PRAKTEK
Waktu dan Tempat
Praktikum histologi dilaksanakan sebanyak 4 kali pada hari Kamis, Jum'at, Sabtu dan Kamis, yaitu tanggal 5, 6, 7 dan 12 Maret 2009. Bertempat di Laboratorium Fisiologi Hewan Air, Fakultas Ilmu kelautan dan Perikanan, Universitas Hasanuddin, Makassar.
Prosedur Kerja
Pengenceran
Menyiapkan alat dan bahan yang dibutuhkan dalam pengenceran yaitu gelas ukur 500ml berfungsi sebagai wadah sekaligus alat untuk mengukur banyaknya alkohol yang akan diencerkan. Mengambil alkohol 96% sebanyak 416.66 ml, menempatkan alkohol pada gelas ukur sesuai ukuran pengenceran. Menambahkan aquades ke dalam gelas ukur sebanyak 83.33ml untuk mengencerkan alkohol 96% sehingga menjadi alkohol 80%. Volume alkohol maupun aquades didapatkan dari rumus M1.V1 = M2.V2
Dimana : M1 = Konsentrasi awal alkohol
V2 = Volume awal
M2 = Konsentrasi akhir alkohol
V2 = Volume akhir
Proses histologi
Pembedahan ikan
Mematikan ikan, kemudian membedah ikan dengan menggunakan scalpel. Kemudian mengambil organ jantung dari ikan.
Fiksasi
Membersihkan botol kaca kecil untuk wadah sampel dengan menggunakan pembersih botol dan aquades. Meletakkan preparat (jantung) yang telah dipotong tipis/ kecil, kedalam botol kaca kecil. Masukkan larutan Bouins dengan menggunakan pipet tetes untuk mengfiksasi jaringan kedalam botol kaca yang sudah berisi preparat. Merendam preparat selama 24 jam.
Washing
Mengeluarkan larutan Bouins dengan pipet tetes yang dipakai pada proses fiksasi. Merendam preparat selama 2 x 15 menit dengan menggunakan alkohol 70%, untuk hasil maksimal botol sampel digoyangkan.
Dehidrasi
Mengeluarkan alkohol 70% dengan pipet tetes yang berbeda untuk tiap larutan pada proses washing. Masukkan larutan alkohol 70% ke dalam botol kaca menggunakan pipet tetes hingga sampel terendam. Setelah 15 menit pertama keluarkan alkohol 70% dan mengganti dengan alkohol 70% yang kedua, kemudian sampel kembali direndam selama 15 menit. Mengganti alkohol 70% dengan memasukkan larutan alkohol 80% selama 2 x 15 menit dengan menggunakan pipet tetes yang baru. Mengganti alkohol 80% dengan memasukkan larutan alkohol 96%, selama 2 x 15 menit dengan mengunakan pipet yang baru.
Clearing
Mengeluarkan alkohol 96% dari botol sampel, yang dipakai pada proses dehidrasi dengan pipet tetes. Memasukkan larutan Xylene kedalam botol sampel sehingga sampel terendam selama 2 x 15 menit.
Impregnasi
Mengeluarkan sampel yang telah direndam didalam larutan Xylene, dan memasukkan sampel kedalam cassette dan dekkel. Sampel dipindahkan dalam moldtray secara bergiliran kedalam 3 wadah yang terdapat dalam moldtray. Memasukkan sampel kedalam wadah I yang mengandung xylene dan paraffin murni dengan perbandingan 1 : 1 selama 30 menit, setelah 30 menit preparat di pindahkan lagi kedalam wadah II yang mengandung paraffin cair selama 30 menit, dan selanjutnya dimasukkan lagi kedalam wadah III yang berisi paraffin cair.
Embedding
Sampel yang sudah diimpregnasi diletakkan secukupnya dalam lempengan blok (dibagian worksurf dari Histoembedder) dengan posisi yang sudah diatur sedemikian rupa. Kemudian lempengan blok ini diisi dengan parafin cair dan ditutup dengan cassete & deckel dan diberi tanda. Kemudian didinginkan di cold plate selama 5 -10 menit atau sampai parafin mengeras.
Cutting
Proses pemotongan ini dilakukan dengan menggunakan mikrotom berfungsi sebagai alat pemotong jaringan, sampel dipotong dengan ketebalan 5-7 mikrometer. Kemudian potongan sampel ini diletakkan di objek glass. Dan ditetesi aquades. Lalu diletakkan di penangas air selama + 24 jam.
Staining
Memasukkan preparat ke dalam xylene selama 2 x 15 menit Kemudian di rehidrasi dengan alkohol berkonsentrasi tinggi ke konsentrasi rendah yaitu alkohol 96%, alkohol 80% dan alkohol 70% masing-masing selama 10 menit. Kemudian jaringan direndam dalam aquades selama 10 menit. Setelah itu memasukkan jaringan kedalam pewarna Haematoksilin selama 20 menit. Kemudian memasukkan jaringan kedalam eosin selama 1 menit . Lalu di dehidrasi dari alkohol konsentrasi rendah ke tinggi 70%, 80%, dan 96% masing-masing selama 10 menit. Proses terakhir yakni jaringan ini dicelupkan ke dalam xylene dan ditiriskan.
Mounting
Proses mounting yaitu memberikan entelan diatas object glass kemudian merekatkannya dengan deg glass. Entelan ini berfungsi sebagai perekat.
Pengamatan
Objek glass diberi entelan dan ditutup dengan deglass. Kemudian mengamati jaringan jantung ikan nila (Oreochromis niloticus) dibawah mikroskop.
HASIL DAN PEMBAHASAN
Gambar Histologi Jantung Ikan Nila Normal dan Abnormal
1
2
3
Gambar 2. Histologi Jantung Ikan nila (Oreochromis niloticus) (sampel praktikum)
1
2
3
Gambar 3. Histologi Jantung Normal Ikan nila (Oreochromis niloticus)
1
2
3
Gambar 4. Histologi Jantung Abnormal Ikan nila (Oreochromis niloticus)
Keterangan:
Melanophore
Nerve Cell
Cardiac Muscle
Prosedur Histologi
Pada gambar di atas dapat di lihat bahwa gambar 2 adalah jaringan jantung yang normal, dimana pada jaringan jantung normal terlihat cardiac muscle dan nerve cell yang masih utuh dan terlihat tersusun rapi . Sedangkan gambar 3 adalah jaringan jantung abnormal, pada jaringan jantung abnormal terlihat kondisi cardiac muscle dan nerve cellnya tidak utuh dan terlihat tidak rapi. Hal ini terjadi pada jaringan jantung ikan yang kebanyakan terserang oleh adanya bakteri maupun virus. Jaringan jantung yang abnormal berdampak pada kinerja sistem peredaran darah pada ikan. Sehingga membuat ikan akan mati secara perlahan-lahan.
Dalam pembuatan preparat histologis, dilakukan berbagai tahapan prosedur diantaranya fiksasi, washing, dehidrasi, clearing, impregnasi, embedding, cutting, dan staining.
Proses fiksasi adalah proses perendaman preparat organ ke dalam larutan fiksatif dalam hal ini bouins yang dilakukan selama 24 jam. Tujuan dilakukannya fiksasi adalah mencegah terjadi kerusakan pada jaringan, menghentikan proses metabolisme secara cepat, mengawetkan komponen sitologis dan histologis, mengawetkan keadaan sebenarnya, mengeraskan materi yang lembek, dan jaringan-jaringan dapat di warnai sehingga bisa diketahui bagian-bagian jaringan. Proses fiksasi dilakukan selama 24 jam agar larutan bouins dapat terserap secara maksimal di dalam preparat histologis jaringan, fiksasi yang terlalu lama juga dapat menyebabkan kerusakan pada preparat jaringan.
Setelah melakukan proses fiksasi selama 24 jam, kemudian dilakukan prosedur lanjutan untuk menghilangkan larutan bouins yang ada pada preparat. Prosedur tersebut adalah washing dengan menggunakan alkohol 70%. Alkohol digunakan agar larutan bouins dapat keluar dari preparat jaringan.
Selanjutnya tahap dehidrasi, dehidrasi digunakan untuk menghilangkan air dalam jaringan. Bahan yang digunakan untuk dehidrasi harus mampu menggantikan fungsi air. Dehidrasi yang baik menurut Botanika (2008) dilakukan secara bertahap yaitu mulai dari konsentrasi 70% sesuai dengan pelarut Bouin formol kemudian berturut-turut ke dalam alkohol 80%, 90%, 96% dan alkohol absolut. Pada setiap konsentrasi dilakukan pengulangan 3 kali. Tetapi yang digunakan dalam praktek adalah alkohol 70%-96% agar jaringan benar-benar bersih dari larutan bouins.
Setelah proses dehidrasi selesai, dilanjutkan dengan proses clearing, clearing dilakukan pada jaringan agar alkohol yang terdapat pada jaringan dapat keluar. Clearing atau dealkoholisasi ini dapat menggunakan aceton, benzol, toluol, dan xilol. Proses clearing dapat dilakukan selama 24 jam (Jvetunud, 2008). Dalam praktikum ini digunakan xilol pada saat proses clearing, tujuan digunakan xilol yaitu agar nantinya jaringan dapat mudah menyatu dengan parafin. Dan waktu yang digunakan yaitu 2 x 15 menit. Waktu 2x15 menit digunakan agar alkohol yang terdapat pada jaringan dapat keluar secara maksimal. Dan proses clearing tidak dilakukan selama 24 jam karena akan menyebabkan kerusakan pada jaringan akibat pengaruh xilol yang lama. Penentuan jangka waktu clearing juga di pengaruhi oleh jenis jaringan itu sendiri.
Selanjutnya yaitu proses penyusupan parafin ke dalam preparat organ. Proses ini tujuannya untuk mengeraskan dan mengakukan jaringan agar jaringan terlihat jelas bagian-bagian dan lebih mudah dilakukan proses pemotongan atau cutting. Tahapan impregnasi dilakukan dengan memasukkan jaringan dalam cassette dan deckle kemudian merendamnya dengan parafin cair, parafin dipilih sebagai media penanaman karena dapat mengakukan jaringan namun masih tetap dapat dipotong pada saat cutting serta mudah meleleh ketika di panaskan diatas penangas air. Perendamannya dalam parafin sebanyak 3 tahapan, dimana tahapan pertama parafin yang digunakan tidak seluruhnya parafin murni tapi sebagian adalah xylene (perbandingan parafin xylene (1:1) hal ini dilakukan untuk mengadaptasikan preparat terlebih dahulu dengan parafin setelah perendaman sebelumnya dengan xylene. Setelah 30 menit barulah dua tahapan selanjutnya dilakukan dengan perendaman jaringan pada parafin murni (tanpa campuran xylene sama sekali).
Selanjutnya yaitu menanam preparat jaringan atau dilakukan prosedural embedding dengan meletakkan pada lempengan blok dan diisi lagi dengan parafin cair yang ditutupi oleh cassette dan deckle. Setelah proses embedding selesai, lempengan blok kemudian didinginkan diatas cold plate agar parafin cepat mengeras.
Tahap selanjutnya yaitu pemotongan jaringan dengan menggunakan pisau mikrotom. Proses ini disebut cutting menggunakan pisau mikrotom. Pisau mikrotom merupakan pisau khusus yang digunakan untuk pemotongan preparat histologis jaringan. Oleh karena itu pisau mukrotom harus benar-benar tajam. Selain ketajaman pisau, suhu juga berpengaruh terhadap pemotongan jaringan. Pengaruhnya yaitu bila suhu naik atau panas, maka proses cutting jaringan akan rusak akibat mencairnya paraffin sedikit demi sedikit akibat panas.
Kemudian prosedur terakhir yang dilakukan pada jaringan jantung adalah proses pewarnaan atau staining. Hal ini dilakukan agar memperjelas bagian-bagian jaringan pada jantung ikan nila saat pengamatan, dalam proses pewarnaan menggunakan haematoxilin berwarna biru yang berfungsi memberikan warna pada inti sel, xylene yang berfungsi untuk membersihkan parafin, eosin yang berwarna merah bersifat asam tujuannya untuk melawan sitoplasma, dan rehidrasi dengan alkohol 96% - 70% sebagai media penghantar untuk proses pewarnaan dengan HE. Apabila proses ini tidak dilakukan maka akan mempersulit pada saat pengamatan di bawah mikroskop.
Selanjutnya tahap terakhir yang dilakukan pada jaringan jantung adalah proses mounting, dalam proses ini sampel jaringan yang telah melalui tahap staining diberikan entelan yang berfungsi sebagai perekat antara deg glass dan object glass. Setelah deg glass dan object glass terekat dengan baik kemudian dillakukan pengamatan dibawah mikroskop dan mengambil gambar jaringan yang didapat dengan menggunakan kamera digital.
SIMPULAN DAN SARAN
Simpulan
Dari hasil pengamatan yang telah dilakukan di laboratorium maka dapat disimpulkan:
Teknik pembuatan preparat histologi dimulai dari proses fiksasi, washing, dehidrasi, clearing, impregnasi, embeding, cutting, staining (pewarnaan), Mounting (proses penutupan), dan pengamatan.
Kelebihan prosedur pembuatan preparat histologi yaitu dapat melihat langsung dan jelas preparat jaringan dengan menggunakan mikroskop. Sedangkan kekurangannya yaitu alat dan bahan yang digunakan untuk proses pembuatan preparat jaringan hitologi sangat mahal dan sulit diperoleh.
Jaringan jantung Ikan Nila (Oreochromis niloticus) adalah jaringan normal karena terlihat cardiac muscle dan nerve cell yang masih utuh dan tersusun rapi, sedangkan pada jaringan jantung abnormal Ikan Nila (Oreochromis niloticus) terdapat kerusakan pada cardiac muscle dan nerve cell yang akan menyebabkan terhambatnya proses peredaran darah ikan. Dan pada akhirnya menyebabkan kematian pada ikan nila (Oreochromis niloticus)
Saran
Sebaiknya jurusan kelautan harus menyiapkan laboratorium tersendiri dalam bidang fisiologi dan histologi, agar mahasiswa tidak mengalami kesulitan mencari waktu untuk melakukan praktikum, dan sebaiknya Praktikum histologi laut menggunakan sampel berasal dari laut, yang memang berkaitan dengan jurusan ilmu kelautan.
DAFTAR PUSTAKA
Affuwa. 2007.Jaringan pada Hewan.http://affuwa.wordpress.com. Diakses pada tanggal 17 Maret 2009.
Bavelander G, dkk. 1998. Dasar-Dasar Histologi. Erlangga. Jakarta.
Botanika. 2008. Fixation mbedding sectioning.http//botanika.biologija.org. Diakses tanggal 17 Maret 2009.
Caroko, Edhi. dkk. 2009. Berharap Menjaring Devisa dari Si Nila http://www.majalahtrust.com/bisnis/peluang/806.php. [diakses tanggal 24 maret 2009].
Jvetunud. 2008. Parafin Hewan.http://www.jvetunud.com. [Diakses tanggal 17 Maret 2009 WITA].
Kusrini, Eni, dkk. 2007. Anatomi Organ Pencernaan Oreochromis sp. http://naksara.net/Aquaculture/Reproduction/pembenihan-ikan-nila.html [diakses tanggal 24 maret 2009].
Robby N, dkk. 2000. Histologi. Fakultas Kedokteran Universitas Hasanuddin.
Makassar.
Sucipto, Adi . 2008. Pembenihan Ikan Nila.http://naksara.net/Aquaculture/Fish-Health/pembenihan-ikan-nila.html. [diakses tanggal 24 maret 2009].
Wikipedia I. 2009. Histologi. http://id.wikipedia.org/wiki/Histologi. [Diakses 15
Maret 2009].
------------ II. 2009. Ikan Nila. http://id.wikipedia.org/wiki/Ikan nila. [Diakses 15
Maret 2009].
-------------III. 2009. Anatomi. http://id.wikipedia.org/wiki/Anatomi. [Diakses 20
April 2009].
Lampiran I. Perhitungan Pengenceran Alkohol
Untuk mengencerkan alkohol 96% menjadi 80% sebanyak 500ml maka perhitungannya adalah sebagai berikut :
Dik : M1 = 96
M2 = 80
V2 = 500 ml
Dit : V1 = .....???
Peny = M1 . V1 = M2 . V2
96 x V1 = 80 . 500 ml
V1 = 40000
96
V1 = 416,67 ml (Volume alkohol)
Volume Aquades = Volume akhir – Volume Alkohol
= 500 ml – 416,67 ml
= 83,33 ml
