Monografia de Identificacion de Estructuras Micoticas en medicina veterinaria

UNIVERSIDAD NACIONAL DEL ALTIPLANO PUNO FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

MONOGRAFIA “IDENTIFICACIÓN DE ESTRUCTURAS MICÓTICAS” PRESENTADO POR: MEDRANO CHURA EDWIN JAMES DOCENTE: MICROBIOLOGÍA E INMUNOLOGÍA II Dr. OROS BUTRÓN OSCAR DAVID PUNO - PERU 2018

DEDICATORIA

A nuestros padres, que nos trajeron al mundo con mucho much o amor, quienes han compartido alegrías y tristezas; que con abnegación, consejos y sabiduría nos han ido formado por el buen camino, sembrando con paciencia la semilla del amor, valores y la responsabilidad, la cual ha venido germinando en cada uno de nosotros. A cada uno de mis docentes; que sin escapar uno solo de ellos, han sabido transmitir su conocimiento durante este tiempo de estudios y por lo cual espero saber llevar en alto sus enseñanzas.

AGRADECIMIENTOS

A Dios, ser todo poderoso creador de todo cuanto existe, quien con su infinita misericordia y ternura me ha dado su guía, su sabiduría y fortaleza para mantenerme firme en este largo caminar, me ha dado todo lo necesario para que salga adelante victorioso en este camino c amino de mi sueño de ser profesional. A la Facultad de Medicina Veterinaria Zootecnista de la Universidad Nacional del Altiplano Puno, por brindarnos la oportunidad de disponer de todos los medios para nuestra formación profesional.

Encabezado: IDENTIFICACIÓN DE ESTRUCTURAS MICÓTICAS.

RESUMEN Esta monografía nos muestra la importancia que tiene en conocer las estructuras micóticas puesto que en laboratorio de microbiología es común que se tenga que analizar muestras para diagnosticar alguna infección que puede ser causado por este tipo de microorganismos (hongos), para ello es imprescindible poder identificar las características, morfología y estructura tanto macroscópica y microscópicamente, las que nos permite diferenciar a los diferentes géneros micóticos que puedan causar micosis en el hombre y especialmente en animales (área de importancia). Para ello tiene que seguirse una serie de procesos desde la obtención de la muestra, cultivo, tinción y finalmente la identificación.

Palabras Claves: Hongos, levaduras, filamentosos, Muestra, Microscopio,


DEDICATORIA ........................................................................................................................ 2 AGRADECIMIENTOS ............................................................................................................. 3 RESUMEN ............................................................................................................................. 1 I.

INTRODUCCION ........................................................................................................ 1

II.

REVISION BIBLIOGRAFICA .................................................................................... 3

2.1.

GENERALIDADES ................................................................................................. 3

2.1.1. HONGOS .............................................................................................................. 3 2.1.2. CONCEPTOS GENERALES ............................................................................... 4 2.1.3. CLASIFICACIÓN DE LOS HONGOS ................................................................ 9 2.1.3.1.

Chytridiomycota ................................................................................................ 9

2.1.3.2.

Zygomycota ..................................................................................................... 10

2.1.3.3.

Ascomycota ..................................................................................................... 10

2.1.3.4.

Basidiomycota ................................................................................................. 10

2.1.4. MORFOLOGÍA DE LOS HONGOS .................................................................. 10 2.1.4.1.

MORFOLOGÍA DE LAS LEVADURAS O Saccharomycetos ...................... 11

2.1.3.1.1. FORMA, TAMAÑO Y AGRUPACIÓN ...................................................... 11 2.1.3.1.2. ESTRUCTURA DE LA CÉLULA DE LA LEVADURA ............................ 12 2.1.3.2.

MORFOLOGÍA DE LOS MOHOS O Hyphomycetos ................................... 13

2.1.4. REPRODUCCION .............................................................................................. 14

Encabezado: IDENTIFICACIÓN DE ESTRUCTURAS MICÓTICAS. 2.1.4.1.

REPRODUCCIÓN DE LAS LEVADURAS O Saccharomycetos ................. 14

2.1.4.2.

REPRODUCCIÓN DE LOS MOHOS O Hyphomycetos ............................... 14

2.2.

HONGOS PATÓGENOS ................................................................................... 17

2.2.1. CLASIFICACIÓN DE LOS HONGOS PATÓGENOS ..................................... 19 2.2.1.1.

Ficomicetos ...................................................................................................... 20

2.2.1.1.1. Género Mucor ................................................................................................ 20 2.2.1.1.2. Genero Rhizopus ............................................................................................ 21 2.2.1.2.

Blastomicetos................................................................................................... 21

2.2.1.2.1. Género Cryptococcus .................................................................................... 22 2.2.1.2.2. Género Candida............................................................................................. 22 2.2.1.3.

Dermatofitos .................................................................................................... 24

2.2.1.3.1. Género Trichophyton ..................................................................................... 26 2.2.1.3.2. Género Microsporum..................................................................................... 28 2.2.1.3.3. Género Aspergillus ........................................................................................ 30 2.2.1.4.

Hongos imperfectos (fase de levadura y fase de moho) .................................. 31

2.2.1.4.1. Género Sporotrichum .................................................................................... 31 2.2.1.4.2. Género Histoplasma ...................................................................................... 33 2.2.1.4.3. Género Coccidioides ..................................................................................... 34 2.2.1.4.4. Género Penicillium ........................................................................................ 35

Encabezado: IDENTIFICACIÓN DE ESTRUCTURAS MICÓTICAS. 2.2.

OBTENCIÓN, TRANSPORTE, MANEJO, PROCESAMIENTO Y

PREPARACIÓN DE LA MUESTRA ................................................................................. 35 2.2.1. OBTENCION DE LA MUESTRA ..................................................................... 35 2.2.1.1.

CONSEJOS GENERALES PARA OPTIMIZAR LA RECOGIDA DE LAS

MUESTRAS ......................................................................................................................... 36 2.2.1.2.

ENVASES PARA LA RECOGIDA DE LAS MUESTRAS .......................... 37

2.2.2. TRANSPORTE ................................................................................................... 38 2.2.3. MANEJO............................................................................................................. 38 2.2.4. PROCESAMIENTO ........................................................................................... 38 2.2.4.1.

CONSEJOS GENERALES PARA OPTIMIZAR EL PROCESAMIENTO DE

MUESTRAS ......................................................................................................................... 39 2.2.5. PREPARACIÓN DE LAS MUESTRAS ............................................................ 39 2.2.6. EXAMEN DIRECTO ......................................................................................... 41 2.2.6.1.

OBSERVACION MACROSCÓPICA ............................................................ 41

2.2.6.2.

OBSERVACION MICROSCÓPICA .............................................................. 42

2.3.

SELECCIÓN DE MEDIOS Y CONDICIONES DE INCUBACIÓN ................ 44

2.3.1. CLASIFICACIÓN .............................................................................................. 44 2.3.2. PREPARACIÓN ................................................................................................. 45 2.3.3. CONTROL DE CALIDAD ................................................................................. 46 2.3.4. ALMACENAMIENTO....................................................................................... 46

Encabezado: IDENTIFICACIÓN DE ESTRUCTURAS MICÓTICAS. 2.3.5. ELECCIÓN DE LOS MEDIOS DE CULTIVO ................................................. 46 2.3.6. INCUBACIÓN .................................................................................................... 50 2.4.

IDENTIFICACIÓN ............................................................................................. 50

2.4.1. HONGOS FILAMENTOSOS ............................................................................. 50 2.4.2. LEVADURAS..................................................................................................... 52 2.5.

DIFERENCIACIÓN DE ESTRUCTURAS DE LOS DIFERENTES GENEROS

MICOTICOS CON RELACION A SU TIPO DE PATOGENISIDAD Y/O LESIÓN ....... 52 2.5.1. MICOSIS SUPERFICIALES .............................................................................. 53 2.5.1.1.

HONGOS AMBIENTALES ........................................................................... 53

2.5.1.2.

HONGOS OPORTUNISTAS.......................................................................... 54

2.5.1.3.

DERMATOFITOS .......................................................................................... 55

2.5.2. MICOSIS SUBCUTANEA ................................................................................. 55 III.

CONCLUSIÓN .......................................................................................................... 56

IV. BIBLIOGRAFIA ........................................................................................................ 57


I.

1

INTRODUCCION

Los hongos son organismos muy comunes en la naturaleza, puesto que viven prácticamente en todos los medios (Guzmán et. al., 1993). La Micología Veterinaria ti ene su importancia en las patologías de sus síntomas y signos. Comprende aquellas enfermedades producidas por los hongos directamente (Micosis) y a las enfermedades producidas por los metabolitos de estos (hongos), después de la ingesta de alimentos contaminados (Micotoxicosis). Esta ciencia ti ene sus orígenes en el periodo de los primeros microscopistas, en el siglo XVI, con personajes importantes como los doctores, Leeuwenhoek, Pasteur, Koch, Sabouraud entre otras fi guras renombradas. Los aportes que dieron a esta ciencia fueron: enmarcarlos en su propio reino, y clasificar la taxonomía, hábitos nutricionales, reproducción y sus diagnósticos. Los hongos patógenos, como le llamaremos a estos microorganismos causantes de enfermedad, se les atribuye la mayor importancia, sin obviar la acción de sus metabolitos y las técnicas de recolección de muestras y diagnóstico. Durante la última década se ha observado un incremento de las enfermedades micóticas, sobre todo las de tipo oportunista, ello ha significado la aparición de nuevas formas clínicas de micosis así como localizaciones o presentaciones no habituales, además de la presencia de nuevas especies fúngicas consideradas antiguamente como no patógenas pero que excepcionalmente producían enfermedad en individuos inmunodeprimidos. Actualmente se reconocen entre 300 y 400 especies de hongos causantes de micosis sistémicas, las cuales constituyen un pequeño porcentaje del total de más de 100.000 especies catalogadas.


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La mayoría de las micosis oportunistas siguen siendo ocasionadas por las especies clásicas: Candida albicans, Aspergillus fumigatus, Cryptococcus neoformans.


II.

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REVISION BIBLIOGRAFICA

2.1. GENERALIDADES 2.1.1. HONGOS Los hongos son organismos eucariotes cuyas células contienen mitocondrias, un núcleo bien definido y otros organelos rodeados de membrana, carecen de clorofila y cloroplastos, por lo que no fotosintetizan. Las células de los hongos están rodeadas de paredes celulares constituidas por quitina, un polímero que consiste en subunidades de un azúcar nitrogenado y es el componente más resistente que la celulosa a la degradación por microorganismos (Alexopoulus, 1995). Dado que son heterótrofos, son incapaces de sintetizar su propia materia orgánica, pero no ingieren alimento. Los hongos secretan enzimas digestivas y después absorben al alimento pre digerido a través de su pared celular y membrana plasmática. Obtienen nutrimentos de otros organismos vivos a los que parasitan o de materia orgánica muerta a la que descomponen (Solomon et. al., 2000). La mayoría de los hongos están constituidos por finas fibras que contienen protoplasma, llamadas hifas. Éstas a menudo están divididas por tabiques llamados septos. En cada hifa hay uno o dos núcleos y el protoplasma se mueve a través de un diminuto poro que ostenta el centro de cada septo (Fig. 1). También existen hifas llamadas cenocíticas porque no se dividen en células individuales, sino que tienen el aspecto de una célula gigante multinucleada alargada. (Guzman et. al., 1993). La proliferación de hifas, resultante de este crecimiento, se llama micelio. (Courtecuisse y Duhem, 2000). Los hongos se desarrollan mejor en hábitats oscuros y húmedos, requieren humedad y pueden obtener agua de una atmósfera húmeda así como del medio en que viven. Cuando el ambiente se torna demasiado seco, los hongos sobreviven entrando en una fase latente o produciendo esporas


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resistentes a la desecación. El pH óptimo para ellos es de 5.6, sin embargo alguno hongos toleran ambientes con pH de 2 a 9 y pueden desarrollarse en soluciones salinas concentradas, o en soluciones azucaradas como jalea, que dificultan o impiden la proliferación de bacterias. Los hongos también prosperan en un amplio intervalo de temperatura (Guzman et. al., 1993). Los hongos se reproducen por medio de esporas microscópicas, que carecen de flagelos y son estructuras reproductivas inmóviles, dispersadas por el viento o por animales. Suelen tener hifas aéreas en contacto con la atmósfera, lo que permite que las esporas sean llevadas por el viento a nuevas zonas. En algunos hongos las hifas aéreas forman estructuras reproductivas grandes y complejas en las cuales se producen esporas. Estas estructuras se denominan cuerpos fructíferos o esporocarpos (Fig. 1) (Solomon et. al., 2000). Los hongos pueden producir esporas de manera sexual o asexual. Las células fungales por lo general poseen núcleo haploide. En la reproducción sexual, las hifas de dos tipos de apareamiento genéticamente distinto se reúnen y sus núcleos se fusionan, formando un cigoto diploide. En dos grupos de hongos (ascomicetos y basidiomicetos), las hifas se fusionan pero los dos núcleos distintos no se fusionan de inmediato, si no que permanecen separados dentro del citoplasma fungal. Cuando la espora fungal entra en contacto con una fuente de alimento adecuada, germina y comienza a desarrollarse. Una hifa filiforme emerge de la diminuta espora y crece, ramificándose con frecuencia (Guzman et. al., 1993 y Solomon et. al., 2000).

2.1.2. CONCEPTOS GENERALES 1. Aseptado. Referente al filamento fúngico, que carece de septos. Sinónimo de cenocítico. 2. Anticuerpo. Son glicoproteínas del tipo gamma globulina, que se encuentran de forma soluble en la sangre u otros fluidos corporales de los vertebrados, y son empleados por el


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sistema inmunitario para identificar y neutralizar elementos extraños tales como hongos, bacterias, virus o parásitos.

3. Antígeno. Es una sustancia que desencadena la formación de anticuerpos y puede causar una respuesta inmune. Los antígenos son usualmente proteínas o polisacáridos.

4. Blastoconideo. Conideo holoblástico que se produce en forma solitaria, sincronógena o en cadenas.

5. Cápsula. Envoltura hialina y gelatinosa que rodea a una célula, formada generalmente por mucopolisacáridos.

6. Cepa ATCC. Es un material biológico de referencia certificado. La colección certifica que se suministra una determinada cepa, que es un cultivo puro, al cual se le ha realizado pruebas morfológicas, bioquímicas y moleculares.

7. Clamidoconidio o clamidospora. Conideo tálico, redondo, de pared gruesa y de gran tamaño, producido por modificación de una célula hifal preexistente, considerada de reproducción o resistencia. Anteriormente conocido como clamidospora.

8. Conidio. Estructuras propagativas no mótiles de los hongos producidas al extremo de un conidióforo.

9. Conidióforo. Hifa especializada sobre la cual se originan directa o indirectamente los conideos.

10. Dermatofito. Hongo queratonofílico que pertenece a uno de los géneros siguientes: Trichophyton, Microsporum o Epidermophyton.

11. Dimorfismo. Propiedad que tienen algunos hongos patógenos de presentar una morfología en vida libre y otra diferente, en fase parasitaria.

12. Escamas. Son colecciones de partículas del epitelio queratinizado de piel, uñas y/o pelo.


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13. Espora. Estructura producida por un proceso sexual (oospora, zigospora, ascospora, basidiospora). Las estructuras asexuales contenidas en los esporangios de los mucorales también se denominan esporas ( esporangiosporas)

14. Esporas fúngicas. Son células reproductivas producidas por los hongos. 15. Esporangiospora. Espora asexual que se produce dentro de un esporangio. 16. Esporangio. Estructura generalmente vesiculosa que contiene a las esporangiosporas. 17. Esporangióforo. Hifa especializada portadora de un esporangio. 18. Esterigma. Punto de estrechamiento que origina una basidiospora sobre un basidio. 19. Equipo colector Zefon A-6 de partículas microbianas. Es un instrumento que está basado en el principio del muestreador de aire Andersen, el cual aspira aire a través de 400 agujeros perforados en un cono colector. El volumen de aire aspirado es un valor constante, equivalente a un 1 ACFM (28,3 L por minuto). El flujo de aire resultante es dirigido sobre una placa Petri estándar de agar. Después del ciclo de colección, la placa Petri es incubada y se cuentan las unidades formadoras de colonias (UFC).

20. Fermentación. Capacidad de algunos hongos de utilizar diversos azúcares como fuente de energía con producción de ácido y gas.

21. Fialide. Estructura conidiógena generalmente en forma de botella en la cual se producen los conideos en forma basipeta; el primer conidio es holoblástico y los siguientes son enteroblásticos.

22. Gemación. Forma de multiplicación de las levaduras en donde la célula hija se desarrolla a partir de un brote (gema o yema) de la célula madre.


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23. Halo de inhibición. Este es un resultado cualitativo, cuyo diámetro será directamente proporcional a la potencia del antifúngico frente al hongo en cuestión e inversamente proporcional a la concentración inhibitoria mínima (CIM) del agente antifúngico.

24. Hifa. Se visualiza como elemento hialino de forma alargada y/o tabicada. Representa la unidad estructural de la mayoría de hongos.

25. Hifa en espiral. Hifa torcida es espiras. 26. Hialino. Incoloro, transparente. 27. Hidróxido de potasio al 10%. Es una solución que disuelve la queratina y aclara la capa cornea de la piel y los anexos cutáneos, sin afectar la morfología de los elementos fúngicos, permitiendo una mejor visualización de los mismos.

28. Inmunidad. Estado de resistencia que suele provenir de la presencia de anticuerpos o células que poseen una acción específica contra el microorganismo causante de una enfermedad infecciosa o contra su toxina.

29. Inmunodifusión. Técnica para la identificación de cualquiera de las inmunoglobulinas y se basa en la presencia de un precipitado visible, resultado de la combinación antígenoanticuerpo.

30. Levadura. Se visualizan como elemento hialino de forma esférica u ovalada que pueden presentar brote y/o seudohifas.

31. Levadura. Hongo unicelular redondeado u ovoide que se reproduce sexual o asexualmente.

32. Levaduriforme. Célula fúngica que tiene forma de levadura. 33. Macroconidia. Se denomina también cloterosporos o husos. Son conidias que pueden alcanzar tamaño muy grande por estar constituidas por varias células pueden tener una o


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dos paredes externas, lisas o rugosas; poseen dos extremos, uno basal, que les sirve para insertarse, y otro distal; este último puede ser puntiagudo, rombo o doblado; las macroconidias pueden nacer solitarias; o bien en grupos o en racimos; en la generalidad de los casos se forman a partir de conidióforos.

34. Metula. Rama estéril situada debajo de las fialides en los géneros Aspergillus y Penicillium.

35. Micelio. Conjunto de hifas que constituye el cuerpo (talo) de un hongo. 36. Micelio Aéreo. Micelio que se desarrolla sobre el sustrato y en el cual se encuentran las estructuras reproductoras.

37. Micelio vegetativo. Conjunto de hifas que se desarrollan en el interior del sustrato y su función principal es nutricional.

38. Microconidia. Se denominan también aleuries, son muy pequeñas y generalmente unicelulares; son en la mayor parte de los casos sésiles y se forman desordenadamente, en general presentan la forma ovoide o ligeramente alargadas.

39. Oportunista. Microorganismo que habitualmente no causa enfermedad, pero que al producirse algún fenómeno de inmunosupresión en el huésped, lo puede infectar.

40. Queratina. Proteína fibrosa y resistente que representa la mayor parte del material contenido en las células que forman la epidermis de la piel.

41. Septo. Elemento formado de la pared de la hifa, limitando una articulación, pero permitiendo la circulación citoplasmática entre las células por uno o varios poros.

42. Pseudohifa. Estructura filamentosa resultante del desarrollo de blastoconidios que permanecen unidos por sus extremos, aunque la separación entre cada célula es completa y no existe comunicación citoplasmática.


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43. Pseudomicelio. Conjunto de seudohifas. 44. Susceptibilidad antifúngica. Proceso conocido habitualmente como antifungigrama, guía la elección del tratamiento antimicótico. Se utilizan diferentes métodos como difusión con discos y la microdilución. La información que se genera (sensible, intermedio o resistente) predice la eficacia clínica en la elección de un antimicótico.

45. Unidades formadoras de colonia/metro cúbico (UFC/M3). Es un valor que indica el grado de contaminación microbiológica de un ambiente. Expresa el número relativo de microorganismos de un taxón determinado en un volumen de un metro cúbico.

46. Uniseriado. Cabeza aspergilar en la cual se observa que las fialides se originan directamente de la vesícula y que carecen de metulas.

2.1.3. CLASIFICACIÓN DE LOS HONGOS La clasificación de los hongos se basa sobre todo en las características de su heterotrofismo, formación de esporas, presencia de quitina en sus paredes y cuerpos fructíferos. Después de las últimas modificaciones hechas en el Congreso Internacional de Micología de 1994, donde se han introducido muchos cambios, el reino queda dividido en 4 filos: Chytridiomycota (quitridios), Zygomicota (zigomicetos), Ascomycota (ascomicetos) y Basidimycota (basidiomicetos) (Alexopoulus, 1995).

2.1.3.1. Chytridiomycota Dentro de los que ahora consideramos reino Hongos, los Chytridiomycetes son los únicos que producen células móviles en su ciclo de vida, aunque con un solo flagelo posterior en forma de látigo, es el único grupo de hongos verdaderos que presentan esporas flageladas (Alexopoulus, 1995).


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2.1.3.2. Zygomycota Están caracterizados por un micelio aseptado, cenocítico, con septos en la base de las estructuras reproductoras o septos secundarios. El nombre del grupo proviene de la presencia en parte de su ciclo de una zigospora característica. Producen esporas sexuales llamadas cigosporas. Casi todos son descomponedores que viven en el suelo sobre la materia animal o vegetal en descomposición (Alexopoulus, 1995).

2.1.3.3.Ascomycota Los Ascomycetes están caracterizados por la presencia en su ciclo de vida, de una célula fértil, llamada célula ascógena, denominada asco, que producirá endógenamente 8 ascosporas. Esta célula ascógena proviene de un ascogonio y en general está dispuesta en una capa de células similares y en estructuras características denominadas cleistotecio, peritecio o apotecio. Los representantes de este grupo prácticamente se encuentran poblando todo tipo de hábitat, y pueden presentar cualquier tipo de forma de nutrición, ya sea saprobios, parásitos o simbiontes (Alexopoulus, 1995).

2.1.3.4.Basidiomycota Los Basidiomycetes están caracterizados por la presencia de una célula fértil en su ciclo de vida, llamada basidio, que produce exógenamente 4 basidiosporas. Normalmente originadas en tétrade, desde un basidio por medio de un esterigma que es una prolongación del ápice del basidio, desde donde, generalmente, son violentamente expulsadas, por lo que reciben el nombre de balistosporas.

2.1.4. MORFOLOGÍA DE LOS HONGOS Los hongos están formados por dos estructuras principales: el micelio y las esporas.


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A. Mi celio

Consta de una masa de fi lamentos llamadas hifas que se entrecruzan las cuales le dan un aspecto algodonoso, lanoso o aterciopelado del moho. Las hifas según la función que realizan, pueden ser: vegetativas cuando son las encargadas de suministrar el alimento del medio) y fértiles (cuando tienen fines reproductivos o sea, producen conidios o esporas). Las hifas pueden presentar tabiques transversales llamados septos. Existen especies de mohos que no son tabicados.

B. E sporas Son los órganos que proporcionan color a la colonia y pueden ser: negros, verdes, azules, marrón, etc. Además son los órganos encargados de la reproducción ya sea sexual (en los cuales intervienen órganos masculinos y órganos femeninos) o asexual (se producen a partir de una parte del hongo, el tallo, o de sus esporas). Las esporas presentan diferentes formas: de huso, ovalada, granada y otras.

2.1.4.1.MORFOLOGÍA DE LAS LEVADURAS O Saccharomycetos Las levaduras se caracterizan, generalmente por su morfología y por la reproducción por gemación. Representan un tipo de vegetal más perfecto que las bacterias, aunque algunas de ellas se parecen a éstas. Las levaduras o Saccharomycetos se dividen en dos grupos: levaduras verdaderas y levaduras falsas. Las levaduras verdaderas se reconocen porque forman un esporangio en el que se desarrollan las esporas, llamadas corrientemente ascas de donde deriva el nombre de Ascomycetos que ha recibido este grupo de microorganismos. Las levaduras falsas no producen esporas, pero en lo demás son similares a las verdaderas. (García, 1985).

2.1.3.1.1. FORMA, TAMAÑO Y AGRUPACIÓN Las levaduras son organismos unicelulares de forma esférica, elíptica o cilíndrica, el tamaño varían según los distintos ti pos morfológicos. En general, son mayores que las bacterias, aunque


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las más grandes de estas, pueden alcanzar el tamaño de las células de lavadura, es decir 4-5μm de diámetro. La mayor parte de las levaduras verdaderas se muestran como individuos aislados; sin embargo, las células hijas recientemente formadas por gemación, pueden permanecer unidas a la célula materna durante algún tiempo. Algunas especies de levaduras producen formas fi lamentosas alargadas que, al entrecruzarse unas con otras, dan origen al micelio. Se parecen mucho en estos a los mohos. Las levaduras originan varios ti pos de colonias; las formas patógenas, las producen opacas y viscosas.

2.1.3.1.2. ESTRUCTURA DE LA CÉLULA DE LA LEVADURA En las levaduras podemos encontrar las mismas estructuras halladas en las células de plantas y animales. El ectoplasma, o parte externa limitante del protoplasma celular, forma la membrana, que en las células viejas es muy evidente. La pared celular se compone de una sustancia carbohidrato nitrogenado a la que se ha dado el nombre de celulosa de levadura. Algunas especies forman cápsulas, no poseen flagelos. El núcleo de las levaduras es relativamente grande, y junto con la vacuola nuclear ocupa bastante espacio en la célula (García, 1985). Durante el proceso de gemación el núcleo se divide y parte de él va a la yema recién formada, y luego a la nueva célula hija. Son frecuentemente las vacuolas, que pueden reconocerse como corpúsculos muy refringentes. Aumentan de tamaño y número cuando las reservas alimenticias de la levadura disminuyen. En el citoplasma se encuentran también gránulos de glucógeno, que así mismo han sido hallados en las vacuolas. En ciertos ti pos de levaduras se han apreciado gotitas de grasa, se sabe que tales células son capaces de convertir sustancias elementales en grasa. El glucógeno y la grasa son materiales nutritivos de reserva de las levaduras.


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2.1.3.2.MORFOLOGÍA DE LOS MOHOS O Hyphomycetos Reciben el nombre de mohos, todos los hongos que crecen dando colonias compuestas de fi lamentos algodonosos flojos, agrupándose juntos bajo el término de Hyphomycetos. Algunas de estas formas están relacionadas con las algas cianofíceas y se incluyen en los Phycomycetos; otros se agrupan con los Ascomycetos; algunos están relacionados con los tizones y setas o Basidiomycetos; otros no tienen morfología definida y se encuadran con las formas imperfectas, es decir, los Fungi imperfeco. (García, 1985). Los mohos son seres pluricelulares y en consecuencia, se distinguen fácilmente de las bacterias y levaduras. El moho consta de una masa de fi lamentos entrecruzados que constituyen el micelio. Cada fi lamento recibe el nombre de fi lamento miceliano o hypha (plural hyphae, en castellano hifas). Las hifas como se mencionó anteriormente realizan dos misiones: las vegetativas suministran alimentos al moho y las fértiles se diferencian con fines reproductivos para la formación de esporas. Las hifas de los mohos más comunes poseen numerosos tabiques transversales denominados septas (septos, tabiques), que separan unas células de otras. Algunas especies, sin embargo, no son tabicadas, de acuerdo con esto, los mohos se clasifican en “tabicados” y “no tabicados”. Las células de los mohos se parecen mucho a las de las plantas superiores. La membrana es de naturaleza quitinosa. El protoplasma contiene uno o más núcleos, según las hifas sean tabicadas o no. En la primera, cada célula está bien definida por los septos de separación y contiene un solo núcleo. En los mohos no tabicados, a lo largo de la hifa aparecen numerosos núcleos sumergidos en una masa protoplasmática común. El protoplasma de los mohos ti ene aspecto granuloso, probablemente por la presencia de gránulos y vacuolas similares a los que poseen las levaduras.


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2.1.4. REPRODUCCION 2.1.4.1.REPRODUCCIÓN DE LAS LEVADURAS O Saccharomycetos La mayoría de las levaduras se multiplican por gemación. Por este pequeño procedimiento se desarrolla una pequeña yema en la pared de la célula madre, conteniendo todas las estructuras fundamentales de ellas; gradualmente, aumenta su tamaño, se desarrolla una membrana y se estrangula por el punto de unión de ambas células para quedar convertida en un nuevo ser independiente. Cuando las circunstancias del medio y las disponibilidades de principios nutritivos son favorables, las levaduras maduras pueden producir numerosas yemas. La producción de ascosporas es distinta de la formación de endosporos que realizan las bacterias. Una levadura típica produce ocho esporas, mientras que cada bacteria solo produce un esporo. Parece ser que la formación de las ascosporas de las levaduras no está influenciada por los factores que estimulan la producción de esporos bacterianos, por lo que parecen representar un proceso reproductivo, más que una fase de descanso en la vida celular. Las ascosporas se forman solamente en presencia de agua, cuando la célula está bien nutrida y la temperatura oscila en torno de 25°C. El asca resulta de la fusión de dos levaduras que actúan como gametos. El contenido de una célula pasa a la otra a través de un minúsculo tubo o canal de copulación. El núcleo de la nueva célula formada se divide en el número preciso de partes para formar ascosporas, cada una de las cuales, junto con el protoplasma circundante, se rodea de una membrana.

2.1.4.2.REPRODUCCIÓN DE LOS MOHOS O Hyphomycetos En los mohos la reproducción consiste simplemente en la formación de esporas, que germinan y dan origen a fi lamentos ramificados. Las esporas pueden ser de origen sexual o asexual, siendo más frecuente lo primer. La morfología de las partes en que habrán de originarse las esporas es


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diferente en los distintos mohos. En las formas asexuadas hay tres ti pos: los que forman un receptáculo o sporangium (esporangio); los que originan esporas no capsuladas, conidias; las resultantes de la fragmentación de la hifa en segmentos: oidios y clamidosporas.

Esporangio

Conidias

Clamidosporas

Hifas

El esporangio se forma en el extremo de una rama, el esporangióforo, a partir de un filamento hifal diferenciado con fines reproductivos. El extremo aumenta gradualmente de tamaño, formando una columnilla (columnilla) y las esporas están contenidas en el receptáculo hasta su madurez. Cuando la han alcanzado se rompe el esporangio como lo hace una vaina de legumbre, y las esporas se liberan. En la formación de conidias las hifas portadoras de las mismas se llaman conidióforos y llevan aquellas en sus extremos. Hay dos ti pos de conidióforos en los mohos más frecuentes. En el género Penicillium el conidióforo se ramifica en sus extremos y al final de cada rama se desarrollan las conidias formando largas cadenas. Las ramas de cada conidióforo se mantienen estrechamente unidas de modo que ellas y las cadenas de conidias formadas dan la apariencia de brocha. El termino Penicillium es una palabra latina que significa brocha pequeña, pincelito. En el género Aspergillus aparece un abultamiento bulboso, el basidio, en el extremo del conidióforo; cubriendo completamente el basidio se forman pequeñas proyecciones (esterigmas) y de ellas nacen las conidias. Estas esporas, como en el caso anterior, se unen unas a otras y forman largas cadenas que cubren totalmente la parte distal del conidióforo. Por cualquiera de estos dos procedimientos se forman gran número de esporas o conidias. Esto explica porque los mohos son tan prolíficos. Los oidios se forman al romperse las hifas en segmentos de apariencia esporular. Algunos creen que tales fragmentos representan fases de descanso de la célula aunque, al parecer,


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poseen todas las propiedades de las esporas. Algunos hongos, particularmente el del tizan de los cereales, forma unas esporas llamadas clamidosporas. No hay una distinción precisa entre oidios y clamidosporas. No obstante, estas dos últimas son de color marrón oscuro y de pared engrosada. Se forman en puntos irregulares a lo largo de las hifas y no parecen ser el resultado de un proceso de fragmentación. La reproducción sexual de los mohos solamente se presenta en las especies de micelio no tabicado, de las cuales es un buen ejemplo Mucor mucedo. Es este modo de reproducción se forman esporas sexuales, las zygosporas, como resultado de la fusión de dos hifas sexualmente diferenciadas. Después de esta fusión ti ene lugar la articulación de dos gametos y dos suspensores. Luego se desarrolla la pared celular y se engruesa formando la Zygospora todavía sostenida, por las partes suspensoras del moho. Al madurar, la Zygospora se libera de la célula madre y puede funcionar como cualquier otro ti po de moho. En medios favorables puede germinar formando un tronco esporángico. Las colonias de los distintos ti pos de mohos son diferentes. Algunos crecen en forma de masas algodonosas resueltas que cubren rápidamente el objeto sobre el que el moho crece. Otros dan lugar a colonias algodonosas pequeñas. Otras forman colonias bajas, planas y aterciopeladas. Unos pocos producen colonias cretáceas, todas las colonias de mohos tienen colores, que deben a las esporas, entre ellos el negro, azul, verde y marón. El color es un elemento de clasificación. Los mohos no tienen mucha importancia como productores de enfermedad. Aspergillus fumigatus se halla en numerosas especies de mamíferos y aves produciendo pulmonías

que reciben el nombre de aspergilosis. Unas pocas especies de las claramente patógenas son parasitas de la piel del hombre y de los animales, en los que producen las tiñas.


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En la clasificación se establece una gran división de los hongos Eumicetos en dos grupos principales, teniendo en cuenta el carácter morfológico estudiado ya, o sea, si es septado su micelio o no es septado. Los Ficomicetos son aquellos en el que micelio no es septado y unicelular y Micomicetos aquellos en que el micelio es septado y pluricelular.

2.2.HONGOS PATÓGENOS Las enfermedades micóticas serán clasificadas según donde ellas causen patologías y localización en: Superficiales o cutáneas y Profundas o viscerales. (Morejón y Navarro 2011). A. Mi cosis superficiales o cutáneas

Son adquiridas por contacto directo de las personas o animales afectados con los hongos, los dermatofitos son los principales productores de estas micosis, ejemplo: “la tiña”, causada por Tricophitom verrucosum, Microsporium Haemidendrum, etc. Los dermatofitos se clasifican en: a)

Geófilos, aquellos que se hallan en el suelo y pueden afectar a los animales y al hombre, por ejemplo , Microsporum gypseum. b) Zoofílicos, aquellos que parasitan en los animales y pueden contagiar al ser humano, por ejemplo, Microsporum canis. c) Antropofí licos, los que viven exclusivamente sobre el humano o sea, son huésped permanente. Los animales son resistente a contraer la infección. Ejemplo el contagio con Epidermophyton flocasum.


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B. Mi cosis profundas o viscerales

Se adquieren en lugares contaminados donde las esporas son inhaladas por el hombre o por los animales, o a través de heridas originadas por fragmentos vegetales que contengan el hongo. Una vez en el organismo; este se transforma para asentarse en los tejidos y adquiere formas redondas, estrelladas levaduriformes, de cigarro, etc. Después, invaden y pueden llegar a vencer las barreras de defensa que el huésped presenta con el fi n de eliminarlo, por esta cuestión es muy difícil que ocurra. Los mohos toxigénicos producen intoxicaciones alimentarias, las que ocurren cuando se ingieren alimentos contaminados con metabolitos tóxicos producidos por los mohos de la flora de campo o del deterioro avanzado a este tipo de presentación se le conoce con Micotoxicosis y no es considerada una micosis. (Ministerio de educación de la Habana, 1992). Entre las enfermedades micóti cas más importantes se hallan: la tricofitosis bovina (tiña), causada por Trichophytum verrucosum; la candidiasis, producida por Candida ssp; la histoplasmosis, ocasionada por

Histoplasma capsulatum; la aspergilosis, provocada por Aspergillus Fumigatus, y la criptococosis, originada por Cryptococeus neoformans. Los factores ecológicos desempeñan un papel destacado en el crecimiento de los mohos y levaduras, y en la producción de sus toxinas. De todos estos, los factores físicos son los más importantes e incluyen: la humedad, la temperatura y la luz y sin obviar la acción del PH. Los hongos se cultivan en condiciones aerobias, a temperatura de 22-37°C, en medios que contengan sustancias nitrogenadas y carbonadas. Crecen en un pH que oscila entre 3 y 10, el valor óptico es de 6-6,5. El oxígeno y el dióxido de carbono, de los factores químicos, son los que más intervienen en su desarrollo. En general, los factores nutricionales son de gran importancia, al igual que los biológicos, entre los cuales desempeña un papel fundamental la flora competitiva.


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2.2.1. CLASIFICACIÓN DE LOS HONGOS PATÓGENOS La clasificación de los hongos para el hombre y los animales sigue dos métodos. Uno se basa en la morfología y el otro en el tipo de enfermedad producida (superficial o profunda). Sin embargo hay una tercera clasificación que se basa por su papel patógeno (tejidos atacados y enfermedad producida), en este capítulo adoptaremos esta clasificación. Toda clasificación de un agente infeccioso, excepto la de los virus filtrables, que se base en la especie animal afectada o en el tipo de tejido infectado, puede conducir a fusionismo. Además, existe el peligro de hacer creer al estudiante que el agente infeccioso solamente se encuentra en un tipo de tejido. Se admite que, por lo que respecta a los hongos patógenos, esta clasificación puede ser admisible desde el punto de vista médico. Las variaciones morfológicas de estos microorganismos son tan complejas, que la clasificación sistemática es sumamente difícil, y los clínicos patólogos, en general, no están interesados primordialmente por la taxonomía. (Merchant y Packer, Tercera Edición, 1980). La edición básica empleada en 1949, de la Medical Mycology (Micología Médica) de Swartz, es valiosa. Una clasificación basada en la morfología es la siguiente: A. Por su morfología: a. Perfectos, b. Imperfectos, II. Hongos productores de tiñas, III.

Otros hongos imperfectos patógenos. B. Por el tipo de enfermedad producida: I. Superficiales. II. Profundos. C. Por su patogenisidad: I. Ficomicetos Blastomicetos (levaduras). II. Dermatofitos

(hongos de las tiñas). III. Hongos imperfectos (microorganismos dimórficos que tienen fase de levadura y fase de hongo). Esta clasificación u orden de exposición, solamente se emplea por considerarla conveniente con fines expositivos y no ti ene base morfológica.


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2.2.1.1.Ficomicetos Los mohos de este grupo no se sabe que produzcan en los animales enfermedades específicas, pero en algunos procesos morbosos se han encontrado especies de los géneros Mucor, Absidia y Rhizopus. La enfermedad provocada por estos géneros se denomina “mucormicosis” ya que son

considerados hongos del orden “mucorales”. Las cepas más termorresistentes más patógenas Mucor Spp. Que se clasifica en un nuevo género denominado Rhizomucor. Estos hongos

monomórficos ubicuos son habitantes comunes del suelo, estiércol y material en descomposición. Las infecciones son a menudo oportunistas y secundarias a trastornos como la acidosis metabólica o la inmunodepresión. Los hongos causan pápulas cutáneas en las tortugas y lesiones granulomatosas en varios órganos de distintas especies, bovina, porcina, ovina, equina, canina, felina y algunos animales salvajes por ejemplo primates, roedores y aves. Las lesiones pueden ser locales que afectan la superficie corporal, los ganglios linfáticos y parte del aparato gastrointestinal y también de manera de manera diseminada, con las lesiones en los diversos órganos. La mucormicosis es especialmente importante como causa de placentitis y abortos en los bovinos.

2.2.1.1.1. Género Mucor Los mohos del genero Mucor han sido aislados de tejidos animales infectados. En 1880. Bollinger encontró Mucor racemosus en el aparato respiratorio de aves, un microorganismo similar fue aislado de las fosas nasales de ovejas por Zurn y de un tumor del caballo por Frank Gilman y Frank aislaron un Mucor del tejido placentario de una vaca, Bendixen y Plum, en Dinamarca, también lo encontraron examinando placentas bovinas. Jungherr. En Connecti cut, hallo una especie de este género, Mucor Pusillus, en infecciones micóticas de la placenta bovina (Merchant y Packer, 1980). Los mohos de género Mucor están muy difundidos en la naturaleza. Se reconocen


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por el micelio algodonoso que forman en medios apropiados. El micelio no produce estolones o rizoides. Los esporangioforos producidos por estos hongos son únicos, erectos y generalmente simples, aunque a veces se observan ramificaciones. Cada rama termina en un esporangio que contiene un elevado número de esporangiosporas. (Ministerio de educación de la Habana, 1992).

2.2.1.1.2. Genero Rhizopus En 1920, Theobald Smith aisló a un moho de las membranas fetales de un feto bovino. Este hongo fue denominado Rhizopus Equinus rhizopodiformis, pero Dodge la considera como Rhizopus rhizopodiformis (R. cohnni) fue hallado en el tejido placentario bovino por Jungherr.

El género Rhizopus produce un micelio que se parece al de los otros dos géneros. Los estolones del micelio aéreo se unen al medio en los nudos. De estos nacen los esporangios en grupos o aislados.

2.2.1.2.Blastomicetos Los blastomicetos o levaduras son células ovales o redondas que se multiplican mediante un proceso de gemación. Las yemas recientemente formadas permanecen unidas a la célula madre hasta alcanzar la madurez, en cuyo momento forman, a su vez, nuevas yemas. En algunos casos, las células maduras se separan de la materna, pero en otros, cierto número de ellas permanecen unidas formando largas cadenas. (Merchant y Packer)


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2.2.1.2.1. Género Cryptococcus La criptococosis es una enfermedad micótica sistémica que puede afectar el tracto respiratorio, SNC, ojos y piel (particularmente en la cara y cuello de los perros y gatos). El agente etiológico, Cryptococcus neoformans (telemorph: filobasidiella neoformans), se encuentra en el medio ambiente y en los tejidos en forma de levadura. Aunque la infección presenta una distribución mundial, no existen áreas endémicas conocidas. El hongo se encuentra en el suelo y en los excrementos de las aves, especialmente en las heces de paloma. La transmisión se realiza por la inhalación de esporas o por la contaminación de heridas. En los excrementos aviares puede presentarse en forma no encapsulada, de solo 1μm de tamaño, que pueden inhalarse y llegar hasta lo más profundo de los pulmones. La criptococosis se puede presentar más comúnmente en perros y gatos, pero también ocurre en el ganado bovino caballos, ovejas, cabras, aves y en animales salvajes. En el hombre muchos casos se asocian a un defecto de la respuesta inmunitaria de ti po celular; probablemente esto puede suceder en animales domésticos. (Ministerio de educación de la Habana, 1992).

2.2.1.2.2. Género Candida En torno a este género ha existido mucha confusión en la literatura científica, por la descripción de multitud de especies diferentes. Como patógena para los animales, solamente se considera una especie, Candida albicans. La candidiasis es una enfermedad mucocutánea localizada, distribuida de forma mundial en gran variedad de animales, causadas por especies del hongo levaduriforme Candida, más frecuente Candida albicans. Es un habitante habitual de la nasofaringe, tracto

gastrointestinal y genitales externos en gran variedad de especies animales y en determinadas circunstancias se comporta oportunista, provocando enfermedad, los factores asociados a la infección por Candida albicans son la pérdida de la integridad de la mucosa; los caracteres


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intravenosos o sondas urinarias permanentes; la administración de anti bióticos; los fármacos inmunodepresores y la existencia de otras enfermedades, el microorganismo infecta más frecuentemente a la aves, afectando a la mucosa oral, esófago y buche. En los cerdos y los potros se han descritos infecciones superficiales limitadas a las membranas mucosas del tracto digestivo. La candidiasis sistémica también se ha observado en bovinos, terneros, ovinos y potros, secundariamente a un tratamiento prolongado con anti bióticos o corticosteroides. En los gatos, la candidiasis es poco común aunque se ha descrito asociadas con afecciones orales, enfermedades de las vías respiratoria altas, piotórax, lesiones oculares, enfermedades digestivas y urocistitis. Las infecciones por Candida son raras en los perros y los caballos. No obstante, la Candida Spp ha sido considerada como agente etiológico de la artritis equina y de mastitis y abortos en vacunos (Merchant y Packer, 1980). Macroscópicamente los cultivos a 25º C y 37º C en 1-3 días dan colonias blancas, blancas cremas, lisas y brillantes con bordes enteros y consistencia cremosa y olor a levadura, más tarde la colonia emite fi lamentos hacia la profundidad, transformándose en la forma “R” o membranosa. Los filamentos aparecen más fácilmente en microaerofilia. Microscopicamente en agar Sabouraud se ve una simple levadura gemante inespecífica, observándose colonias de color blancas, blancas cremas, lisas y brillantes con bordes enteros. En los medios especiales para clamidosporas se forma el pseudomicelios con pseudohifas y verticilos de blastosporas y especialmente las clamidosporas que la identifican. En el suero a las 2 horas se forman un tubo germinal si es la C. albicans. También se forma tubo germinal en agar eosina azul de metileno de Levine en microaerofilia a 37º C pero a las 24 horas se incubación.


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Candida albicans, frecuentemente llamada Monilia albicans, es causa de la moniliasis del

hombre y los animales, enfermedad caracterizada por lesiones erosivas persistentes en la piel y mucosas, lesiones pulmonares, meningiti s e infección generalizada. Candida. albicans, tal y como lo observa en los tejidos, es un pequeño microorganismo

levaduriforme, de 3-6μm de tamaño, que forman yemas. Puede cultivarse fácilmente en agarglucosa de Sabouraud a 37° C. y a la temperatura de la habitación. Las colonias son lisas y viscosas, dando el olor característico de las levaduras. A medida que las colonias aumentan de tamaño se hacen rugosas y estriadas, con un centro que recuerda un panal de abeja. Fermenta glucosa y maltosa con formación de acido y gas. Forma acido en la sacarosa, pero no fermenta la lactosa. El conejo es muy susceptible a C. albicans. La inoculación intravenosa de 1c.c de suspensión del germen produce la muerte en 4-5 días con formación de abscesos en los riñones.

2.2.1.3.Dermatofitos La dermatofitosis es una infección de los tejidos queratinizados (piel, pelo, garras)por uno de los tres géneros de hongos llamados colectivamente dermatofitos: Epidermofitos, Microsporum y Trichophyton. Estos hongos distribuidos mundialmente y todos los animales domésticos son

susceptibles. En los países desarrollados, las mayores consecuencias para la economía y la salud humana provienen de las dermatofitosis de los gatos domésticos y del ganado bovino.


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Unas pocas especies de dermatofitos habitan en el suelo (geofílicas), por ejemplo el M.gypseum y T. terrestre y causan enfermedad a los animales que están expuestos al escarbar la tierra o arrancar plantas de la raíz, otras especies son hospedadores específicos del hombre (antropofílicas), por ejemplo, M. audouinii y T.rubrum y raramente infectan a otros animales. Sin embargo los agentes patógenos más importantes que afectan más a los animales en todo el mundo son: M. canis, M. gypseum, T. mentagrophytes, T. equinum, T. verrucosum y M.nanum. Estas especien tienen la capacidad de contagiar al humano y causarles tiña, especialmente a partir de las infecciones por gatos domésticos por M.canis y por T. verrucosum. Las especies zoofílicas se transmiten principalmente por contacto con los individuos y fómites contaminados sin embargo el contacto con un dermatofito no siempre causa infección. (Merchant y Packer, 1980). El establecimiento de una infección dependerá de la especie y de factores en el animal, entre estos factores tenemos la edad, inmunocompetencia, estado de la superficie cutánea expuesta, comportamiento de acicalado del animal y el estado nutricional, la infección ti ene como resultado una inmunidad específica, tanto humoral como celular, que confiere una resistencia incompleta y de corta vida a la infección o enfermedad subsiguiente. Los dermatofitos por lo general crecen en el tejido queratinizado y el avance de la infección se detiene al llegar a las células vivas o al tejido edematizado. La infección comienza en un pelo en crecimiento o en el estrato corneo, donde se desarrollan las hifas fi lamentosas a partir de las artrosporas infectantes de los elementos hifales fúngicos. Las hifas pueden penetrar en el tallo del pelo y debilitarlo, lo que, junto a la inflamación folicular, lleva a una pérdida de pelo en forma de parches, según madura la infección, se desarrollan grupos de artrosporas en la superficie externa de los tallos de los pelos infectados. Los pelos rotos con esporas asociadas son una fuente importante de difusión de la enfermedad. Según se desarrolla la inflamación y la inmunidad del hospedador, se inhibe la posterior difusión de la


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infección, aunque este proceso puede necesitar varias semanas, por eso en la mayoría de los huéspedes adultos sanos, las infecciones por dermatofitos son en son autolimitantes. Animales jóvenes o debilitados y hasta cierto punto en razas de gatos domésticos con pelo largo, la infección puede ser persistente y estar muy difundida.

2.2.1.3.1. Género Trichophyton Los Trichophyton, son parásitos de la epidermis y otros tejidos queratinizados de los mamíferos. La enfermedad que producen se llama tiña y se caracteriza por una lesión concéntrica típica. El antiguo nombre griego de herpes se aplica con frecuencia a esta enfermedad, pero no debe confundirse con el herpes de origen vírico, como el “herpes febrilis”. Los romanos relacionaron estas enfermedades con las producidas por piojos y les dieron el nombre de “ti nea” (tiña). Este es el termino con que se designa frecuentemente como nombre común, aun en los países sajones, que emplean nombre como “ringworm” (ring: anillo, worm: gusano) alusivos a l aspecto anular de las lesiones (Merchant y Packer, 1980). La tricofitosis producida por los hongos del género Trichophyton constituye un problema serio en varios países del mundo, tanto por la afectación

económica como por su conocido carácter zoonósico. Trichophyton verrucosum es el agente causal de la tricofitosis bovina. Los miembros de este género producen micelios dimorficos que contienen espirales, closterosporas, clamidosporas y aleurosporas. Producen colonias gigantes pulverulentas, raramente aterciopeladas. Dan lugar a lesiones supurativas en la epidermis de los mamíferos, invadiendo los folículos pilosos y rodeando el pelo con una envoltura de micelio y pequeñas esporas. No penetran en el pelo. Se ha definido que la viabilidad de este germen es de 5 a 7 años en el ambiente, las instalaciones, etc., por esta razón es una fuente constante de infección. Esta micosis la padecen los animales jóvenes fundamentalmente, debido a que los adultos ya la han padecido cuando jóvenes y por


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tanto, son inmunes a esta. Clínicamente las lesiones son circulares, discretas, costosas; es usual que se encuentre en la cabeza, el cuello, la región pelviana, la espalda y la cola; los animales se comportan inquietos e irritados, debido al escozor y prurito. Distribución

No todos los dermatofitos se aíslan con la misma frecuencia en las distintas localizaciones que pueden presentar las dermatofitosis (Morejón y Navarro 2011). Animal

Gatos y perros Otras:

Caballos Otras:

Vacas, cabras y ovejas Otras:

Conejos Otras: Cerdos Otras:

Dermatofitos

M. canis, T. mentagrophytes, M. gypseum, M. persicolor T. equinum, M. canis, M. equinum, M. gypseum, T. mentagrophytes T. verrucosum T. verrucosum, M. canis, M. gypseum, T. mentagrophytes, T. equinum T. mentagrophytes, M. canis, M. nanum, M. canis, M. gypseum, T. mentagrophytes, T. verrucosum

Aves de corral Otras:

M. gallinae, T. simii

La tiña causada por el T. verrucosum afecta a las ovejas, cabras y cerdos lo que causa un problema frecuente y preocupante en ovejas de exposición pero es poco frecuente en rebaños de cabras y ovejas de producción. En los corderos, las lesiones se aprecian sobre todo en la cabeza, pero en los corderos esquilados se hacen evidentes las lesiones que se encuentran ampliamente difundidos bajo la lana, hay pocas evidencia de que los corderos con un rumen funcional absorban la griseofulvina. El tratamiento tópico se realiza mejor al tratarlas con hipoclorito sódico, en los corderos sanos como en otras especies son autolimitantes. Macroscopicamente los dermatofitos son hongos hialinos que forman colonias que presentan en general colores claros, con gamas de color restringidas a tonos blanquecinos, amarillentos y marronáceos. En pocas ocasiones se observan colonias con colores oscuros u otras tonalidades (azules, verdosas, negras, etc.). Si bien la coloración de las colonias y su textura pueden ayudar a


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identificar estas especies, las características microscópicas son las que determinan su identificación en la mayoría de los casos. Microscópicamente existen diferentes estructuras a tener en cuenta para la identificación de estos hongos (clamidosporas, distintos ti pos de hifas, etc.). No obstante, la forma y distribución de macroconidios y microconidios es fundamental a la hora de definir los géneros y especies. Por este motivo, para utilizar la clave de identificación que se adjunta, es precisa la caracterización de estas estructuras en la cepa que se pretende identificar. Existen especies que no forman, o lo hacen raramente, macroconidios y/o microconidios (ej. T. violaceum). Por otra parte, algunas cepas pertenecientes a determinadas especies identificables

morfológicamente por producir algún tipo de estas estructuras, no las suelen producir. Así, por ejemplo, aislamientos de T. mentagrophytes o T. rubrum pueden no formar macroconidios.

2.2.1.3.2. Género Mi crosporum Este género se caracteriza por la formación de closteroporas y clamidosporas, pero por la ausencia de aleurosporas en la mayoría de las especies. Casi todas producen tiña en el hombre y unas pocas en los animales. En las lesiones naturales la base del pelo aparece cubierta por una vaina de pequeñas artrosporas, no dispuestas en cadena, sino irregularmente. En los perros más o menos el 70% de los casos de tiña son provocados por M.canis, el 20% por M. gypseum y el 10% al género Trichophyton, en los gatos 98% de las tiñas son causadas por M.canis. La lámpara de Wood es útil para establecer el diagnostico presuntivo de dermatofitosis en perros y gatos, pero no se puede usar para descartar a este tipo de infección. El diagnóstico definitivo se establece por el cultivo de DTM. El descubrimiento de infección en animales portadores asintomáticos se facilita cepillando la capa con un cepillo de dientes nuevo, e inoculándolo en una placa de cultivo haciendo presión con las cerdas del cepillo sobre la superficie del medio de cultivo.


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A. Mi crosporum felineum: El gato es el animal más susceptible a este germen. Se forman

grandes zonas denudadas cubiertas de un exudado costroso. La infección produce intenso prurito y el microorganismo se difunde por los arañazos, sin embargo el aspecto clínico de la tiña en los gatos suele ser muy variable Ha sido encontrado también en el hombre y puede transmitirse experimentalmente al perro y cobayo. Los gatitos se afectan más a menudo. Las lesiones típicas consisten en alopecia focal, descamación y formación de costras; la mayoría están localizadas en las orejas, en la cara y en las extremidades. Los gatos con una infección clínica inaparente aun pueden servir como fuente de infección para otros gatos o aun para el humano. A veces la dermatofitosis felina provocada por esta especie causa dermatitis miliar y es pruriginosa. Los gatos con dermatofitosis

generalizadas

desarrollan

nódulos

cutáneos

ulcerados

(pseudomicetomas) (Merchant y Packer, 1980) B. Mi crosporum Canis: Se encuentra en el perro y gato, animales en los que se produce

lesiones secas y escamosas, sin vesículas ni pústulas. Se transmite fácilmente al cobayo por medio de los pelos infectados. En el hombre produce tiña tonsurante microspórica y herpes circinatus (Merchant y Packer, 1980). Las lesiones de los perros son clásicamente placas alopécicas escamosas, con pelos quebrados. Los perros también pueden desarrollar foliculitis regional o generalizada con pápulas o pústulas. Una forma de dermatofitosis nodular focal en perros adultos y normalmente se acompaña de inmunodeficiencia, especialmente hiperadrenocorticalismo endógeno y atrogénico. El diagnóstico diferencial en perros para las lesiones clásicas de la tiña debe establecerse con respecto a la demodicosis, foliculitis bacteriana y dermatitis seborreica.


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C. Mi crosporum gypseum: Se encuentra en numerosos animales, entre ellos el gato,

gallina, perro, caballo, ratón, mono y tigre. También en el hombre. (Merchant y Packer, 1980).

2.2.1.3.3. Género Aspergillus El género Aspergillus comprende numerosas especies que están muy difundidas en la naturaleza, particularmente en el suelo y vegetación en putrefacción. Cada moho produce innumerables esporas, que se diseminan rápidamente por medio de aire y polvo. Este hongo es uno de los contaminantes más frecuentes de los medios de laboratorio. Los Aspergillus tienen dos ti pos de reproducción: sexual y asexual. En la reproducción sexual dos fi lamentos del hongo se unen formando una estructura semejante a un sacacorchos, los contenidos celulares de cada fi lamento se unen entre si y se efectúa la fertilización. Esta célula recientemente formada se cubre entonces de una densa casa de fi lamentos que forman un cuerpo irregular esférico denominado perithecium. La célula se desarrolla rápidamente, formando ocho ascosporas. Cuando se liberan, estas ascosporas germinan y dan lugar a un nuevo hongo. En la reproducción asexual se forma un conidióforo a parti r de una hifa diferenciada para este fi n. Los conidióforos se alargan en su extremo y se cubren de un gran número de papilas, que se transforman en esterigmas. En el Aspergillus tí pico los esterigmas permanecen aislados. Los esporos o conidias nacen de los esterigmas y se unen formando largas cadenas. Las esporas son esféricas u ovales, y pueden ser de color verde, negro, marrón o amarillo. El hongo debe su color al de las esporas. Todos los mohos de este género son saprofitos, excepto uno: Aspergillus Fumigatus. A. Aspergillus F umigatus: Este hongo fue considerado por primera vez como agente de

infecciones pulmonares, en 1815 por Mayer y Emmet, quienes los observaron en el pulmón de un gallo. Desde entonces se ha visto que es un microbio bastante frecuente


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en varias aves y mamíferos. La enfermedad producida por Aspergillus Fumigatus se denomina aspergilosis o neumomicosis. Se ha estudiado en gallina, pavo, pato, ganso, palomo, canario, papagayo, cigüeña, cuervo, flamenco, halcón, pinzón, avefría, faisán, avestruz y cisne. En los mamíferos ha sido observado en caballo, vaca, oveja, perro y mofeta. También ha sido hallado en el hombre. Las esporas de Aspergillus Fumigatus están muy difundidas, siendo especialmente numerosas en los alimentos enmohecidos. Este moho no difiere de las características generales que hemos descrito para el grupo. Produce esporas de color azul-verdoso que dan a los micelios maduros el color típico. Si se examina al microscopio una parte de la colonia del hongo colocada sobre un portaobjetos, y cubierta con cubreobjetos, se puede apreciar hifas entrelazadas y numerosos conidióforos. Las esporas o conidias, se desprenden muy fácilmente de la cabeza del conidióforo y se aprecian diseminadas por todo el campo.

2.2.1.4.Hongos imperfectos (fase de levadura y fase de moho) Pertenecen a este grupo todos los hongos cuyo ciclo vital no se conoce totalmente. A medida que pasan los años, este grupo va haciéndose menos numeroso y es muy probable que en el futuro todos los miembros del mismo se revisen. Estudiaremos los hongos que tienen una fase de levadura y otra de moho, como parte de un complejo ciclo morfológico.

2.2.1.4.1. Género Sporotri chum Este género se caracteriza por sus hifas irregularmente ramificadas; los conidióforos no están diferenciados, o pueden tener solamente un conidio sobre un corto fi lamento terminal o lateral. Se presenta en dos formas; la forma diseminada que solamente se ha reportado en el perro y la infección limitada a los tejido subcutáneos y linfáticos ambas se diagnostican por la presencia de nódulos, la primera presentan nódulos esféricos duros en el sitio de la herida por punción en el


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tejido tegumentario. Que por último se ulcera y drena. En el segundo caso los nódulos se presentan y posteriormente, se desarrollan ulceras a lo largo de los vasos linfáticos del tipo de linfangitis ulcerativa. Esta última se reporta en el caballo y el perro. Los miembros del género hallados en los animales, solamente atacan al caballo. La identidad exacta de estos hongos es desconocida. Han sido considerados variablemente como Sporotrichum beurmanni, Sporotrichum equi y Sporotrichum schencki. Las especies de estos hongos que afectan

a los équidos, evidentemente no han sido estudiadas comparativamente de un modo completo. Parecen ser similares, si no idénti cas, a las especie humana denominada Sporotrichum schencki var, S. beurmanni. Este esporotrico es causa de una linfangiti s del caballo, que puede confundirse

clínicamente con la epizoótica producida por Zymonema farciminosum ( Blastomyces farciminosus). En los tejidos, el esporotrico produce células levaduriformes más pequeñas que las

Blastomyces. En medio adecuado, como el agar-maltosa de Sabouraud, se forma una colonia pequeña, gris-blanquecina y ribeteada. A medida que envejece se torna de color marrón oscuro, arrugada y con el centro elevado. Al examen microscópico se comprueba que la colonia está compuesta de fi lamentos micelianos. Las conidias están unidas a los lados y extremos de las hifas por cortos esterigmas. La esporotricosis es una enfermedad granulomatosa crónica, esporádica y poco común en las personas y varios animales domésticos y de laboratorios. Causada por la especie Sporothrix schenkii. El microorganismo es dimórfico y forma micelios en la vegetación y en el agar dextrosa

Sabouraud a 25 y 30ºC, pero aparece en forma de levadura en los tejidos y medios a 37ºC. Es ubicuo en el suelo, la vegetación y la madera. A. Sporothrix schenkii : La infección suele resultar de la inoculación de directa del

microorganismo en la lesión de la piel, mediante el contacto con plantas, el suelo o por


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penetración de cuerpos extraños. La enfermedad diseminada por la inhalación de esporas es poco común. La esporotricosis ha sido descrita en perros, gatos, caballos, vacas, mulas, aves, cerdos y el hombre aunque ha sido descrita también en otros animales como los camellos, armadillos y animales de laboratorios. Puede producirse infección zoonóti ca. El gato, es probablemente, la especie con mayor potencial zoonótico y se ha descrito la transmisión del gato a las personas. Mientras que la infección desde otras especies necesita la inoculación de piel previamente lesionada (Merchant y Packer, 1980).

2.2.1.4.2. Género H istoplasma Este hongo produce la histoplasmosis, enfermedad humana y de los animales, caracterizados por las manifestaciones clínicas muy variadas, es una micosis intracelular que daña el sistema retículo endotelial y a todos los órganos. Las lesiones internas producen leucopenia, anemia, hepatomegalia, esplenomegalia, endocarditis vegetante y enteritis ulcerativa. También se han observado en la enfermedad, lesiones dérmicas papulares y ulcerosas, pero generalmente se considera que se trata de un proceso sistémico que afecta al reticuloendotelio. Estudios recientes de histoplasmosis han demostrado que existe en el hombre un tipo leve de enfermedad que produce nódulos pulmonares. Estas lesiones se calcifican y naturalmente pueden confundirse con la tuberculosis en el diagnostico con rayos X. (Aiello, 2000). La histoplasmosis es en general una enfermedad granulomatosa crónica, no contagiosa, diseminada y que está causada por el hongo Histoplasma capsulatum. Este microorganismo se encuentra en los suelos que contienen

excremento de aves y murciélagos. Crece en forma de micelio en el medio y en el cultivo a temperatura ambiente y en forma de levadura en tejidos y cultivos a 37ºC. El primer caso de histoplasmosis fue descrito por Darling en 1906. Creyó que el agente era un protozoario y le dio


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el nombre de Histoplasma capsulatum. La naturaleza micótica del agente fue advertida por Da Rocha-Lima (1912-1913), pero la prueba defi niti va de que se trataba de un hongo fue aportada por Hausmann y Schenken en 1933-1934 y por De Monbreum en 1934. De Monbreum fue el primer investi gador que consiguió el aislamiento del germen, a partir de un caso de infección natural en el perro, en 1939. Desde esta fecha ha sido aislado de perros y otras especies de animales, como ratas, ratones, mofetas, vacas, ovejas, cerdos, gallinas, pavos, palomas, geomíes, zorra mochilera, conejos, coatíes, ardillas, gatos y caballos. Experimentalmente se considera al ratón blanco como el animal más adecuado. La fase de levadura de este microorganismo es más patógena que la fase micelial, la cual no produce lesión fatal alguna.

2.2.1.4.3. Género Coccidioides Wernicke, en Sudamérica, fue el primero en descubrir un caso de granuloma coccidioide en el hombre, en 1892. Rixford descubrió un caso humano en California en 1894. Giltner fue el primero que observó un caso bovino, también en California, en 1918. Dickson y Giff ord demostraron en 1936 la relación existente entre el granuloma coccidioide y la “fiebre del valle de San Joaquín” (San Joaquín Valley Fever), al comprobar que ambas enfermedades eran producidas por Coccidioides immitis. (Merchant y Packer, 1980).

A. Coccidioides immitis: Coccidioides immitis aparece en los tejidos infectados en forma

de células esféricas, con pared doble, gruesa, llenas de numerosas esporas elipsoides. Estas células o “esferioles” pueden alcanzar tamaños de hasta 30 μ, o más. En los cultivos en medios sólidos, tales como agar-extracto de cebada germinada, el hongo forma colonias algodonosas blancas. El examen en gota pendiente de muestra un micelio grande, compuesto de hifas entrecruzadas. Las hifas son tabicadas, pero cada


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célula ti ene más de un núcleo. En las hifas se forman numerosas artrosporas, que se fragmentan y liberan cuando el cultivo envejece. Estas artrosporas son muy infectantes, produciendo la enfermedad cuando se inhalan con partí culas de polvo.

2.2.1.4.4. Género Penicillium Este género es poco frecuente en los animales domésticos, sin embargo, este se ha aislado en casos de dermatofitosis felina, también en casos de celulitis orbital, sinusitis y neumonía en gatos. Mientras que en los perros se ha logrado aislar en los casos de la enfermada invasiva de los tejidos nasales, en lesiones invasivas de los pulmones, y en los sacos aéreos de las aves. Penicillium spp. Esta ampliamente distribuido en la naturaleza y se encuentra en los suelos, granos y distintos alimentos y forrajes.

2.2.OBTENCIÓN, TRANSPORTE, MANEJO, PROCESAMIENTO Y PREPARACIÓN DE LA MUESTRA 2.2.1. OBTENCION DE LA MUESTRA Para alcanzar el éxito en el diagnóstico micológico partiendo de una sospecha clínica, es fundamental realizar adecuadamente la recogida de la muestra a partir de la lesión, su correcta manipulación para mantener la viabilidad del agente etiológico y evitar posibles contaminaciones en su transporte y procesamiento, la siembra de la misma en los medios idóneos y a la temperatura adecuada, así como la identificación e interpretación correcta de los aislamientos. Únicamente con el procesamiento adecuado se puede recuperar el hongo claramente asociado con el proceso


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infeccioso. A la hora de valorar un crecimiento fúngico hay que tener siempre presente la necesidad de diferenciar un “aislamiento significativo” de otros que no lo son, ya que no es lo mismo identificar una especie fúngica que diagnosticar una micosis.

2.2.1.1.CONSEJOS GENERALES PARA OPTIMIZAR LA RECOGIDA DE LAS MUESTRAS 1. Debe disponerse de un protocolo de recogida de muestras que será actualizado periódicamente. 2. Es responsabilidad del médico asegurar una correcta recogida y envío en condiciones adecuadas de las muestras, funciones que no deben ser delegadas en personal no cualificado. 3. Es necesario recoger las muestras asépticamente, utilizando contenedores estériles, remitirlas al laboratorio antes de 2 horas y sembrarlas lo antes posible. 4. La muestra debe recogerse antes de instaurar el tratamiento y siempre de la parte activa de la lesión (cuando se sospecha una micosis pulmonar es preferible una muestra respiratoria que un hemocultivo). 5. Se debe evitar la utilización de hisopos siempre que el tipo de lesión lo permita, pues están contaminados frecuentemente con microbiota bacteriana. Sin embargo, algunas muestras (conducto auditivo, faringe, vagina, cérvix) no pueden ser recogidas de otra forma. 6. Las muestras de lesiones cerradas y abscesos suelen presentar un gran rendimiento. Deben aspirarse con jeringa y transferirse a un contenedor estéril con solución salina, prestando atención a la recogida de gránulos, si los hubiese. 7. El raspado de lesiones de piel y faneras puede realizarse con distintos materiales; los más utilizados son bisturí, moqueta o cepillo.


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8. En situaciones que requieran un estudio epidemiológico, debe establecerse la necesidad de una recogida de muestras ambientales, familiares o animales. 9. El recipiente de recogida se identificará con los datos del enfermo (nombre y localización), y debe protegerse para que no se rompa en su transporte al laboratorio. 10. Las muestras deben ir acompañadas obligatoriamente del volante de petición para Microbiología. En el cual, al menos, debe hacerse constar la siguiente información: datos del paciente (nombre y apellidos, número de historia clínica, fecha de nacimiento y sexo); datos clínicos (orientación diagnóstica, tratamiento antimicrobiano, enfermedad de base y antecedentes de interés); datos del médico solicitante. 11. Al laboratorio se le debe informar de la sospecha de presencia de hongos peligrosos. También si se sospecha la presencia de hongos con requerimientos especiales, Malassezia spp, por ejemplo, así como de viajes u origen de paciente.

2.2.1.2.ENVASES PARA LA RECOGIDA DE LAS MUESTRAS Pueden variar según el tipo de muestra a recoger y transportar: a. Tubos estériles con tapón de rosca: LCR y otros líquidos biológicos. b. Frascos estériles de boca ancha con tapón de rosca: orinas, esputos, heces, fragmentos de tejidos, etc. c. Torundas o hisopos de algodón estériles: Se usan para tomar muestras de superficies y orificios corporales (exudados, secreciones). d. Jeringas estériles: sólo se admiten cuando su volumen no permita transferir la muestra a un medio de transporte adecuado. e. Frascos de hemocultivo para líquidos biológicos. - Placas de Petri estériles.


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2.2.2. TRANSPORTE Todas las muestras deben enviarse al laboratorio rápidamente, sin conservantes. Las muestras deben transportarse en un recipiente estéril, humidificado y a prueba de vertidos; sin embargo, las muestras dermatológicas pueden transportarse en un recipiente seco (placa de Petri, papel de fotografía negro, entre dos portas). En general, no deben introducirse en medios de transporte, a no ser que sea fácil retirar la muestra del medio. Las muestras en que se sospeche la presencia de dermatofitos u hongos dimórficos se conservarán a temperatura ambiente, nunca refrigerados. Los raspados corneales y hemocultivos deben sembrase directamente en el medio de cultivo adecuado. Si esto no fuera posible, se usarán medios de transporte adecuados o se conservaran a 4 ºC. Las condiciones de transporte y almacenamiento vienen reflejadas en la tabla 1, considerando ciertas variaciones según el agente probable.

2.2.3. MANEJO Todas las muestras deben manejarse como si tuvieran microorganismos potencialmente peligrosos. Cuando una muestra se recibe en el laboratorio, y antes de procesarse, debe someterse a una inspección previa para asegurarse que ha sido bien seleccionada, recogida y transportada. Se rechazará en los siguientes casos: a) muestra no identificada, b) transporte inadecuado o demasiado prolongado, c) muestra derramada, d) cantidad insuficiente o inadecuada. En todos estos casos se contactará con el médico solicitante para pedir nueva muestra o solucionar el problema de la misma.

2.2.4. PROCESAMIENTO Para realizar un buen diagnóstico micológico es importante que la muestra se recoja y se transporte en condiciones idóneas y que no se demore su cultivo. Aunque hay pocos estudios sobre la disminución de la viabilidad de los hongos a temperatura ambiente o por la acción del hielo


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seco, es conocida la dificultad de recuperar Rhizopus arrhizus en muestras en las que se demora el cultivo, y también, la pérdida de viabilidad de algunos hongos por la desecación, temperatura elevada (>37 ºC) o baja (<10 °C).

2.2.4.1.CONSEJOS GENERALES PARA OPTIMIZAR EL PROCESAMIENTO DE MUESTRAS 1. Comprobar que el etiquetado de la muestra es correcto. 2. Registrar toda la información necesaria que pudiera afectar a la calidad de la muestra y que represente interés diagnóstico (aspecto, color, olor, consistencia, coágulos, etc.), así como todo lo relacionado con su recogida, transporte y conservación. 3. Durante el procesamiento, deben seguirse todas las medidas de seguridad necesarias, tanto para el personal como para la muestra. 4. El procesamiento debe llevarse a cabo tan pronto como sea posible para garantizar la viabilidad del hongo, utilizando el medio de cultivo y la temperatura de incubación más adecuada. 5. La recuperación de los hongos es imprescindible para su identificación y la realización de pruebas de sensibilidad. 6. El tipo de procesamiento y los medios utilizados dependen de las características de cada muestra.

2.2.5. PREPARACIÓN DE LAS MUESTRAS Para optimizar tanto la observación microscópica como el cultivo, es necesario preparar la muestra, aunque algunas se pueden inocular directamente sin que sea necesaria su manipulación previa. Todas las muestras deben observarse macroscópicamente y seleccionar la parte más representativa. Buscándose en los tejidos las zonas con pus, caseificación o necrosis.


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A. Tejidos: Deben ser troceados e inoculados en pequeños trozos en el medio de cultivo

con el fin de facilitar el crecimiento o la penetración de algunos colorantes como el blanco de calcoflúor. La utilización de homogenizadores no está aceptada ya que puede destruir a los hongos no septados. El troceado puede realizarse con tijeras o bisturí, el proceso puede realizarse en una placa de Petri añadiendo unas gotas de agua destilada estéril. B. E sputo y secreciones respiratori as: El esputo y las secreciones respiratorias claramente

purulentas, hemáticas o caseificadas pueden sembrarse directamente en los medios de cultivo. Las fluidas deben concentrarse por centrifugación (1500xg durante 10 minutos) desechando el sobrenadante y sembrando el sedimento resuspendido en solución salina. Cuando la muestra sea muy viscosa habrá que fluidificarla, sin diluirla excesivamente, usando un agente mucolítico, como N-acetil cisteína al 0,5% o ditioeritritol, (mezclada con igual volumen de la muestra y dejándola actuar a temperatura ambiente hasta que se consiga la fluidificación), posteriormente puede concentrarse la muestra por centrifugación. C. Lí quidos orgánicos (LCR , PLE URA L, PE RI TONE AL , ARTI CUL AR , etc.): Deben

concentrase por centrifugación (1500-2500xg durante 10 min.) o filtración (0,2 µm de poro), siempre que haya suficiente cantidad. Sembrar el sedimento. Estas muestras pueden requerir un procesamiento especial, o sembrarse directamente en el medio de cultivo. D. F ragmentos ungueales: Se trocean progresivamente con un bisturí y se pulverizan. E . Orina: No está claro qué recuento de levaduras en orina es significativo. Para algunos,

un recuento ≥ 103 UFC/ml sería indicativo de patología; pero algunos autores sostienen


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que cualquier recuento sería válido, sobre todo si se acompaña de signos de enfermedad. Por ello, se puede hacer la siembra directamente para recuento (igual que para bacterias, con un asa calibrada) o bien centrifugar y sembrar el sedimento. F . Biopsias: Cortar con escarpelo en pequeñas fracciones de 1 mm, sobre todo si no hay

sospecha de ningún hongo en concreto o si la sospecha es de un mucoral. En el caso de sospecha de Histoplasma, hay que macerar y homogeneizar el tejido, como en el caso de investigación de bacterias. Hacer improntas para tinciones. Contar también con el estudio anatomopatológico.

2.2.6. EXAMEN DIRECTO El diagnóstico definitivo de la mayoría de las micosis requiere el aislamiento e identificación del hongo a partir del cultivo, lo que supone con frecuencia, varios días o semanas de dilación. Las muestras

para

estudio

micológico

deben

examinarse

tanto

macroscópica

como

microscópicamente. El método más rápido para la detección de estructuras fúngicas en una muestra clínica es el examen microscópico de la misma. Este examen puede aportar, en ocasiones, un diagnóstico definitivo (pitiriasis versicolor) y en otras, un diagnóstico de sospecha previo a la confirmación definitiva por cultivo. Por lo tanto, es un procedimiento que debería realizarse en todos los laboratorios ya que utiliza técnicas sencillas, permitiendo un cultivo mejor dirigido, seleccionando los medios más apropiados. Sin embargo, si la muestra es escasa, el cultivo debe ser prioritario. Las técnicas moleculares comienzan a ser una realidad y permitirán un diagnóstico más rápido que el cultivo, si bien están menos desarrolladas que para las bacterias o los virus.

2.2.6.1.OBSERVACION MACROSCÓPICA Las muestras, antes de ser procesadas, tienen que observarse macroscópicamente, en busca de material caseoso, purulento, hemorrágico, necrótico o gránulos.


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2.2.6.2.OBSERVACION MICROSCÓPICA El examen microscópico directo de una muestra clínica correctamente tomada es el medio más simple y rápido de detectar una infección fúngica. Cuando los elementos fúngicos están presentes en número suficiente se puede establecer una orientación diagnóstica presuntiva, en ocasiones definitiva, y en pocos minutos informar al clínico, lo cual permitirá la instauración temprana de una terapia antifúngica, siendo éste uno de los factores esenciales en el pronóstico de las micosis en los pacientes inmunocomprometidos. La microscopía sigue siendo una de las herramientas más antiguas y útiles del micólogo clínico. Con frecuencia los hongos tardan en desarrollar las estructuras conidiógenas características para su identificación definitiva. Por lo tanto, es de gran utilidad que a la vez que se inoculan los medios de cultivo, se realicen las técnicas microscópicas que, en tiempo real (menos de 10 min), puedan orientar de forma preliminar la etiología del proceso. El examen microscópico directo proporciona un diagnóstico definitivo si se observan elementos fúngicos patognomónicos: cápsula de Cryptococcus neoformans, células fumagoides en cromoblastomicosis, levaduras pequeñas intracelulares de Histoplasma capsulatum, quistes/ascas típicos de P. jiroveci, levaduras con brotes de base ancha de Blastomyces dermatitidis, levaduras con gemación multipolar en rueda de timón de d e Paracoccidiodes brasiliensis o las esférulas de Coccidiodes immitis. En algunos casos, el diagnóstico microscópico puede ser la única evidencia de infección fúngica y, en otros, su negatividad puede sustentar la interpretación de aislamientos como contaminantes. La escasez de la muestra es, en la práctica, la única razón para no efectuar la observación microscópica en beneficio del cultivo. El examen microscópico puede también orientar la técnica de cultivo (medios, temperatura, tiempo de incubación, precauciones especiales de bioseguridad) e, incluso, su inutilidad por tratarse de patógenos enigmáticos no cultivables como Rhinosporidium seeberi, Lacazia loboi o Pneumocystis jiroveci.


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Los métodos usados para la visualización fúngica difieren en algunos aspectos de los de las bacterias; el mayor tamaño de los hongos hace, generalmente, innecesarios la tinción de frotis secos; en su lugar son más utilizadas las preparaciones directas en fresco con o sin líquidos de montaje y clarificación. La observación microscópica se s e realiza con bajo aumento, seguida de alto aumento en seco y, si es necesario, con aceite de inmersión. Las dos formas observadas habitualmente son levaduras y/o elementos miceliares. La mayoría de los hongos se pueden detectar sin tinción, en la mayor parte de las muestras clínicas como esputos, orinas, exudados y LCR, usando siempre que sea posible microscopia de contraste de fases. No obstante, se han desarrollado una serie de tinciones (tinta china, Giemsa, argénticas, agentes quimiofluorescentes, etc.) para mejorar la sensibilidad de la técnica. Las técnicas microscópicas directas son de gran utilidad en el estudio de muestras clínicas de pacientes con micosis que afectan a la piel y mucosas, pero también son muy útiles en el diagnóstico de micosis subcutáneas y profundas. profun das. Son múltiples las técnicas de observación microscópica para el diagnóstico de las micosis. Se utilizan montajes húmedos, tinciones fijas y diversas técnicas histológicas para las muestras de tejidos. En los montajes húmedos, la adición de KOH y dimetilsulfóxido (DMSO) permiten la clarificación de la muestra, mientras que la adición de glicerol, mejora la conservación de las estructuras fúngicas. La sensibilidad de las diferentes técnicas en montaje húmedo es semejante, aunque la observación requiere menos experiencia en el caso de las tinciones basadas en métodos fluorescentes. De entre las tinciones fijas e histológicas, las tinciones argénticas y el PAS son las más adecuadas para la observación de estructuras fúngicas. En la tabla 2 se resumen las técnicas que se pueden utilizar. Las limitaciones y los problemas del examen microscópico también deben tenerse en cuenta:


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a. Un examen directo negativo nunca descarta una infección fúngica. fún gica. La sensibilidad de la técnica puede estar entre 103_105 elementos fúngicos fún gicos por ml y puede depender del lugar anatómico, tipo de paciente, tinción y experiencia del observador. b. El examen microscópico puede originar falsos positivos al confundirse ciertas estructuras con elementos fúngicos (linfocitos lisados que se confunden con C. neoformans en la tinción con tinta china, fibras de colágeno o del hisopo que se confunden con elementos fúngicos, gotas de grasa con levaduras en gemación, etc.). Estos posibles errores pueden minimizarse con un segundo examen o con la experiencia del observador. c. El examen microscópico debe realizarse, al menos, en todas las muestras con alta sospecha de micosis; aunque lo ideal sería realizarlo siempre que fuese posible. d. Posee una relativamente baja sensibilidad diagnóstica. e. En la mayoría de los casos, no es posible identificar la especie fúngica. f. No permite la realización de estudios de sensibilidad a los antifúngicos.

2.3.SELECCIÓN DE MEDIOS Y CONDICIONES DE INCUBACIÓN El objetivo fundamental de la utilización de los medios de cultivo es optimizar el crecimiento de los microorganismos. En los medios de cultivo micológicos, los antimicrobianos se utilizan tanto para inhibir el crecimiento bacteriano como el de otros hongos ambientales.

2.3.1. CLASIFICACIÓN Atendiendo a su composición, los medios de cultivo pueden ser generales, enriquecidos, selectivos, diferenciales y especializados:


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B. Generales: El más característico y clásico es el agar glucosado de Sabouraud (AGS).

Se utiliza como medio de cultivo general y fundamentalmente para la realizar la descripción de las características morfológicas de la mayoría de los hongos. C. E nriquecidos: Se utilizan especialmente en micosis sistémicas endémicas

(histoplasmosis, blastomicosis), para la recuperación de la fase levaduriforme. Un ejemplo de estos medios es el agar cerebro-corazón con sangre (BHI). D. Selectivos: Son medios que favorecen el crecimiento de los microorganismos deseados

impidiendo el de otros. Los componentes más utilizados como agentes selectivos son antibacterianos (cloranfenicol, gentamicina, penicilina, estreptomicina) y también inhibidores de hongos como la cicloheximida que es especialmente útil en las muestras cutáneas y respiratorias para el diagnóstico de micosis sistémicas endémicas. E . Diferenciales: Se utilizan para ayudar a la identificación del hongo basada en la

apariencia de éste en dicho medio, merced a la adición de determinados componentes como por ejemplo sustancias cromógenas, o indicadores de pH como en el DTM. F . E specializados: Son aquellos medios que contienen algún componente (por ejemplo,

ácido cafeico) destinado a aislar un agente concreto (C. neoformans), favorecer la identificación de ciertas especies (por ejemplo, el medio de Czapeck), u obtener estructuras de reproducción sexual (por ejemplo, agar acetato, agar patatazanahoria).

2.3.2. PREPARACIÓN La buena calidad de los medios es indispensable para conseguir el aislamiento y la identificación de los hongos; por lo tanto, cuando se utilicen medios comerciales es necesario tener en cuenta la garantía que aporta el proveedor y la calidad de la distribución. Cuando se prepara un medio deshidratado deben seguirse rigurosamente las instrucciones del fabricante, evitando errores


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en la forma de disolverlos o suspenderlos, en la temperatura y duración de la esterilización para que no se afecte la calidad del producto final. Algunos antibióticos deben añadirse al medio una vez esterilizado y a la temperatura adecuada, para que no se inactiven por las altas temperaturas de la esterilización.

2.3.3. CONTROL DE CALIDAD Para asegurar la correcta utilización de los medios, deben controlarse periódicamente sus características más importantes: apariencia, esterilidad, pH y funcionamiento. El funcionamiento se puede evaluar utilizando las cepas de control adecuadas para cada medio.

2.3.4. ALMACENAMIENTO Los medios se deben guardar refrigerados a 2-8ºC. Para mejorar su conservación y prevenir la desecación, es aconsejable invertir las placas e introducirlas en bolsas de plástico. Las placas de Petri suelen conservarse en buen estado unos tres meses, mientras que los medios semisólidos o líquidos en tubo de tapón de rosca se conservan bien hasta 6 meses. Sin embargo, ciertos medios, al contener sustancias inestables (antibióticos, vitaminas, sangre, etc.), no se conservan en buen estado tanto tiempo. También hay que tener presente que algunos componentes de ciertos medios pueden verse afectados por la luz, por lo que estos medios deben almacenarse en contenedores opacos. Como norma general, todos los medios deben utilizarse antes de la fecha de caducidad indicada por el fabricante y, antes de su utilización, deben atemperarse, durante unos minutos, a temperatura ambiente.

2.3.5. ELECCIÓN DE LOS MEDIOS DE CULTIVO Los medios más utilizados en el cultivo de hongos son: agar Sabouraud glucosa (AGS), habitualmente con la modificación de Emmons, con cloranfenicol y con/sin actidiona; agar infusión cerebro corazón (BHI) con o sin sangre de cordero al 5%, con o sin antibacterianos; agar


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inhibidor para mohos (MIA); y agar patata glucosa (APG). Sin embargo, los hongos también pueden crecer en medios no selectivos, incluidos la mayoría de los medios bacteriológicos, si se incuban el tiempo suficiente. La elección y el número de medios a utilizar están condicionados por el coste, la disponibilidad y las preferencias personales, pero siempre se deben incluir medios con antibacterianos y sin ellos. La incorporación de cicloheximida (actidiona), inhibidor de muchos hongos considerados contaminantes, ayuda especialmente en las micosis de la piel, aunque pueda inhibir algunos patógenos fúngicos importantes; por ello, debe utilizarse siempre en combinación con otro medio sin cicloheximida. Los medios de cultivo más empleados en micología pueden agruparse en dos categorías en función de su utilidad: aislamiento e identificación. Para el aislamiento, la utilización de 3-4 medios prácticamente cubre todas las necesidades: AGS con/sin antimicrobianos; un medio con cicloheximida y agar infusión cerebro corazón, para las micosis sistémicas endémicas. Para la identificación, puede ser necesario un número mayor de medios que dependerá del número de muestras, las etiologías más probables en la zona geográfica, las posibilidades del laboratorio y el nivel diagnóstico esperable según el tipo de centro. A. Agar Czapek Dox: se utiliza en el cultivo de hongos saprofitos, especialmente Aspergillus spp. y Penicillium spp. Es el medio de referencia para la identificación de Aspergillus spp.

B. Agar de patata glucosa (APG ): es un medio utilizado para la estimulación de la

formación de conidias, en la preparación de inóculos de hongos miceliales y en la estimulación de producción de pigmentos: rojo en Trichosporum rubrum, rosa salmón en Microsporum audouinii y amarillo en Microsporum canis. Se utiliza con frecuencia en microcultivos para observar las características morfológicas.


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C. Agar de Staib. Agar semillas de níger (G uizottia abyssinica): utilizado para aislar Cryptococcus spp. y C. neoformans. Este último es el único que posee fenol oxidasa,

que le permite la formación de un pigmento similar a la melanina a partir del ácido cafeico, un catecol, que posee la semilla. El cloranfenicol lo convierte en medio selectivo. Existen medios semisintéticos que incorporan el ácido cafeico y evitan la utilización de esta semilla. D. Agar Dixon modificado: utilizado en el cultivo de Malassezia spp. Puede modificarse

añadiendo cloranfenicol o bien cloranfenicol y cicloheximida. E . Agar glucosado de Sabouraud modificado por E mmons: es el medio estándar para el

aislamiento, esporulación y conservación de muchos hongos. Su pH y la concentración de glucosa favorecen la esporulación. F . Agar infusión de cerebro corazón: puede utilizarse como medio enriquecido para

facilitar el crecimiento de C. neoformans a partir de muestras estériles como el LCR y el mantenimiento de la fase levaduriforme de algunas micosis sistémicas, ya sea con sangre o sin ella. En general, está indicado para el aislamiento de una gran variedad de patógenos, incluyendo levaduras, mohos y bacterias como Nocardia. Enriquecido con sangre de carnero al 10%, se utiliza para el aislamiento de todos los hongos, incluyendo los hongos dimórficos. Pueden añadirse antibacterianos (cloranfenicol y/o gentamicina) para convertirlo en selectivo. En algunas ocasiones también puede completarse con cicloheximida (facilita el aislamiento de Histoplasma capsulatum y Blastomyces dermatitidis).

G. Agar inhibidor de mohos: es un medio enriquecido que contiene cloranfenicol o

gentamicina, pero no actidiona. Se utiliza en el aislamiento de hongos sensibles a la


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cicloheximida (Cryptococcus, zigomicetos, etc.) a partir de muestras contaminadas. Permite el desarrollo de la mayoría de los mohos y de las levaduras. H . Agar Leeming y Notman (AL N): utilizado en el cultivo de Malassezia spp. Puede

modificarse añadiendo cloranfenicol o bien cloranfenicol y cicloheximida. I . Agar Sabouraud con cicloheximida y cloranfenicol: es un medio selectivo utilizado

para el aislamiento de hongos patógenos a partir de muestras muy contaminadas con hongos saprofitos y bacterias. Se utiliza fundamentalmente en el aislamiento de dermatofitos y hongos dimórficos. Inhibe algunas especies de hongos de interés médico (Candida no albicans, Aspergillus, zigomicetos, C. neoformans, etc.). J. Agar Trichophyton (1 a 7): son siete medios que se utilizan en la identificación de

especies de Trichophyton basándose en sus requerimientos nutricionales. K. Agar urea de Christensen: se utiliza en la identificación de algunos dermatofitos,

especialmente Trichophyton rubrum de Trichophyton mentagrophytes y de algunas levaduras (C. neoformans). L. Medios cromogénicos para levaduras: contienen diversos sustratos enzimáticos que

están unidos a compuestos cromogénicos. Muy útil para el estudio de levaduras. M. Dermatophyte test medium: medio utilizado para el aislamiento de dermatofitos en

muestras muy contaminadas, proporcionando una identificación presuntiva. Los dermatofitos producen alcalinización, virando el medio de amarillo a rojo. Algunas bacterias y algunos hongos también pueden producir alcalinización. Debido a que se trata de un medio coloreado, no es un medio útil para la caracterización de los pigmentos producidos por los dermatofitos. La cicloheximida inhibe muchos de los hongos saprofitos.


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N. Agar harina de maíz con/sin Tween 80: se utiliza en el cultivo y diferenciación de

especies de Candida basándose en las características miceliales. El Tween 80 se incorpora para demostrar la formación de clamidoconidias. Si se le añaden 10 g de glucosa puede utilizarse en la diferenciación de T. rubrum y T. mentagrop

2.3.6. INCUBACIÓN La temperatura óptima de crecimiento de la mayoría de los hongos patógenos es 30 ºC. Sin embargo, Sporothrix schenckii es una excepción, crece más rápido a 27 – 28 ºC. Hay laboratorios que utilizan la temperatura ambiente en lugar de 30ºC, pero no es recomendable, ya que los cambios de temperatura son notables entre el día y la noche en la mayoría de los laboratorios. La temperatura de 37ºC no se recomienda por dos razones principales: 1) muchas muestras contienen abundantes bacterias que crecen muy bien a esta temperatura; 2) algunos hongos crecen mal a esta temperatura o no crecen, especialmente los hongos que infectan la piel. No hay ventaja en incubar simultáneamente a 30°C y a 37°C. La temperatura de 37°C debe reservarse para hongos dimórficos o algún hongo que se desarrolle mejor a esta temperatura. No obstante, también es necesaria una estufa a 37°C para verificar la tolerancia a esta temperatura. Sin embargo, utilizar 37°C para el aislamiento del estadio levaduriforme de Histoplasma o Blastomyces no aporta ventajas y, además, son morfológicamente indistinguibles de otras levaduras. Los cultivos de hongos deben incubarse durante 3-4 semanas antes de ser desechados, y no deben desecharse cuando se aísla un hongo, sino que debe completarse el periodo de incubación. Sin embargo, hay muestras que se pueden eliminar antes (por ejemplo, exudado vaginal), a los 7 días, cuando se realizan cultivos habituales.

2.4.IDENTIFICACIÓN 2.4.1. HONGOS FILAMENTOSOS Cuando el crecimiento detectado corresponda a un hongo filamentoso, la identificación se hará:


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1. examen macroscópico de la colonia: forma, color, textura, velocidad de crecimiento y reverso. 2. Si el hongo tiene abundantes formas de reproducción se emplea la técnica del scotch o papel de celofán, que consiste en tocar la superficie de la colonia con la cinta adhesiva y colocarla sobre un porta, en el que se ha depositado una gota de azul de lactofenol y observar al microscopio. Mejora ostensiblemente la visión microscópica si se añade, además, una gota de azul de lactofenol sobre el celofán y se deposita un cubre sobre ella. Cuando no se puede conseguir una buena observación de las formas de reproducción por las técnicas anteriores, es necesario hacer un microcultivo. Esta técnica consiste en depositar sobre un porta un trozo de agar de Sabouraud, o del medio recomendado según el género de hongo filamentoso que se presume, de 1 cm2 de superficie aproximadamente, en cuyos extremos se inocula el hongo problema (en profundidad). Posteriormente se le coloca un cubre encima y se incuba en cámara húmeda a 25ºC hasta observar crecimiento; entonces se toma el cubre, que es donde se han depositado las formas de reproducción, y se coloca sobre un porta que lleva una gota de azul de lactofenol y se observa al microscopio. Los criterios de identificación son fundamentalmente morfológicos basados en la presencia de estructuras de reproducción sexual, estructuras de reproducción asexual y características especiales de las hifas, cuya descripción excede los propósitos de este documento y que pueden ser consultados en atlas micológicos. En ocasiones, la identificación se complementa con pruebas bioquímicas, como la investigación de la ureasa, que diferencia T. mentagrophytes (positivo) de T. rubrum (negativo). Todavía limitada a determinados laboratorios


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especializados, pero en continuo desarrollo, está la identificación molecular de los aislamientos fúngicos, basada en los mapas de restricción de fragmentos del operón ribosomal, digeridos con un panel de enzimas de restricción, que permite la elaboración de árboles filogenéticos.

2.4.2. LEVADURAS La identificación de la especie de toda levadura aislada en sangre o en cualquier otro líquido corporal estéril está plenamente justificada. También es conveniente la identificación de las levaduras de otras procedencias, sobre todo cuando ocurre de forma reiterada en diferentes muestras clínicas del mismo paciente, y siempre que se asuma que se trata de un organismo responsable de patología. La mayoría de los organismos levaduriformes crecen fácilmente en un gran número de medios de cultivo usados rutinariamente en el laboratorio de microbiología (agar sangre, agar chocolate, agar Cled, etc.). Sin embargo, el AGS, con o sin antibióticos añadidos, es el medio de aislamiento por excelencia para la identificación de levaduras. En el medio AGS las colonias de levaduras suelen ser completas, ligeramente abombadas o planas, de consistencia mantecosa, lisa o rugosa, con olor dulzón agradable, volviéndose más pastosas a medida que la colonia envejece. Por lo general, las colonias de levaduras no desarrollan micelio aéreo, aunque en ocasiones pueden aparecer prolongaciones aracneiformes en la periferia de las colonias.

2.5.DIFERENCIACIÓN DE ESTRUCTURAS DE LOS DIFERENTES GENEROS MICOTICOS CON RELACION A SU TIPO DE PATOGENISIDAD Y/O LESIÓN


2.5.1. MICOSIS SUPERFICIALES 2.5.1.1.HONGOS AMBIENTALES

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2.5.1.2.HONGOS OPORTUNISTAS

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2.5.1.3.DERMATOFITOS

2.5.2. MICOSIS SUBCUTANEA

Sporothix schenckii

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III.

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CONCLUSIÓN

Los hongos adquieren interés en medicina humana y en el área de la medicina veterinaria ya que existen microrganismos fúngicos causantes de enfermedades micoticas tales como las micosis; existiendo así hongos que producen daño en la piel a nivel superficial, subcutáneo y otras causantes de daño sistémico. Es por ello la importancia de haberlos podido identificar en el laboratorio de microbiología teniendo en cuenta sus estructuras (morfología y características). Para ello se sigue procesos como: Desde la toma de muestra (micosis), cultivo, tinción y finamente la observación tanto microscópica y macroscópica.

Monografia de Identificacion de Estructuras Micoticas en medicina veterinaria

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