Trabajo práctico n°6: MITOSIS, MEIOSIS Y FECUNDACIÓN.
Alumnos: Bárbara D. Boettcher Sáez Ezequiel A. Cáceres Rojas Sección: 701 Profesores: Francisco Valdebenito Cartes Soraya Bravo Muñoz 2017 1
Introducción: Desde el descubrimiento de la célula, por el científico inglés Robert Hooke mediante el uso del microscopio en el año 1665 (1), los científicos han fijado sus estudios en esta para poder comprenderla y definirla de mejor manera. Mediante los estudios y descubrimientos realizados por varios de ellos llegaron al consenso general que define a la célula como la unidad mínima o básica de la vida, esto se deriva de la observación que afirma que todo organismo vivo está formado por una o más células (2). Gracias los estudios de la biología celular y molecular se ha logrado establecer que la célula posee diversas características que la difieren de la materia inerte, a estas características particulares se las agrupó formando la teoría celular. Una de sus características principales es la capacidad que poseen las células para reproducirse, es por esto que desde el siglo XVIII este fue uno de los más grandes e interesantes temas de estudio. Uno de los científicos involucrados fue Rudolf Virchow, quien en el año 1858 transmitía un mensaje de continuidad de la vida, en la cual proponía que todas las células son generadas a partir de otras células y que la única manera de producir otras células es por la división de las ya existentes (3). Esta afirmación se puso en duda durante mucho tiempo hasta que, en 1880 gracias a los experimentos realizados por Louis Pasteur, se pudo confirmar que los organismos no se generaban de forma espontánea (4). Luego de diversos estudios, se generalizó que los procariontes se multiplican por fisión mientras que los organismos eucariontes lo hacen mediante un proceso continuo denominado ciclo celular (5), este está dividido en dos fases sucesivas, la primera denominada interface, la cual es una etapa en que la célula se prepara para su posterior división y se subdivide en tres partes G1, S y G2; por otro lado, la segunda etapa denominada división se da de dos formas, la primera como mitosis, que permite la reproducción de un tipo celular pasando por diversas etapas tales como profase, metafase, anafase y telofase para finalmente producir dos células hijas idénticas mediante cito-diéresis; la segunda se conoce como meiosis y permite producir cuatro células hijas distintas a partir de una célula madre mediante dos divisiones nucleares sucesivas denominadas meiosis I y meiosis II con sus subprocesos similares a los de la mitosis (6). La meiosis dependiendo de las gónadas en donde se realicen forman 2 tipos de gametos, uno por ovogénesis en el ovario, generando 1 ovocito y tres corpúsculos polares, y otro por espermatogénesis en los testículos, generando 4 espermatozoides (7). Además, la unión de estos dos gametos maduros permite la fecundación, la cual finalmente culmina con la producción de organismos complejos. A continuación, mediante el presente informe, se presentarán los resultados, observaciones y conclusiones obtenidas en la realización del práctico n°6, en el cual se procederá a responder interrogantes tales como ¿Qué sucederá en el proceso de fecundación?, ¿el proceso de mitosis demora más que el de meiosis?, ¿La forma de los espermatozoides es igual a las exhibidas en los libros?, entre otras. En base a todo lo anterior, podemos denotar que los objetivos del práctico son: Realizar y observar mediante el microscopio la fecundación in vitro. Visualizar las diversas etapas de la mitosis y meiosis (gametogénesis) por el microscopio. Observar muestras de espermatozoides.
Todo esto con el fin de fortalecer los conocimientos teóricos mediante actividades prácticas que demuestran lo aprendido en clases.
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MATERIALES Y MÉTODOS Se comenzó el práctico realizando la actividad número dos expuesta en la guía, por lo que se debió preparar el microscopio para su posterior uso de la siguiente manera; primero se desenfundo, se enchufo y finalmente se posiciono de forma cómoda. Posteriormente se observó la muestra permanente de Allium cepa con tinción de hematoxilina eosina , mediante el microscopio óptico utilizando el objetivo 100x, para lo cual se le agrego una gota de aceite de inmersión sobre el cubreobjetos, no sin antes haber enfocado progresivamente con los objetivos hasta llegar al 40x, para luego aplicar el aceite con el fin de poder pasar de manera más segura a utilizar el objetivo100x. Todo esto a fin de poder visualizar las distintas etapas de la mitosis gracias a ala tinción. Luego, se prosiguió con la realización de la actividad número tres, en la cual utilizamos nuevamente el microscopio óptico para observar dos muestras preparadas con anterioridad correspondientes a tejido ovárico y testicular de Rattus norvegicus teñidos con hematoxilina eosina, mediante los objetivos 10x y 40x correspondientemente , con el fin de ver las distintas etapas de la meiosis tanto en espermatogénesis como en ovogénesis. En la actividad siguiente procedimos a observar mediante el objetivo 40x del microscopio óptico la morfología de las células espermatozoides de Homo sapiens mediante una muestra permanente, la cual presentaba tinción de azul de metileno. Finalmente, para concluir el último práctico del semestre, se procedió a realizar la actividad número uno, en la cual se nos facilitó una muestra de óvulos y espermatozoides provenientes de moluscos pertenecientes a la clase Bibalva. Ambas muestras fueron entregadas en un mismo portaobjetos el cual tenía una forma especial que permitía colocar hasta tres muestras, de estos tres espacios solo ocupamos dos, uno con los óvulos y otro con los espermatozoides, luego se procedió a observarlos en el microscopio óptico aumentando progresivamente los objetivos hasta alcanzar uno final de 40x. Posterior a esto, con la finalidad de observar alguna etapa de la fecundación, nuestro profesor tutor, utilizando un microscopio conectado al proyector nos mostró una muestra que contenía la mezcla de las dos anteriormente nombradas, la que presentaba algunos ovocitos fecundados.
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RESULTADOS Burbuja
Actividad N°1 Título: Muestra de gametos femeninos. Tipo de muestra: Temporal. Tinción: Ninguna. Aumento del objetivo: 40x. Aumento Total: 400x. Observaciones 1) Se observan protozoos con aumentos 4x y 10x. 2) Movimiento pasivo de los ovocitos. 3) Fotografía tomada del lente del microscopio. 4) Ovocito roto.
A
BB
A: Óvulo roto. B: Óvulo bien conformado.
Burbuja
Título: Muestra de gametos masculinos. Tipo de muestra: Temporal. Tinción: Ninguna. Aumento del objetivo: 40x. Aumento Total: 400x Observaciones 1) Movimiento frenético. 2) Fotografía tomada del lente del microscopio. 3) Presencia de burbujas, se distinguen debido a que reflejan luz. A: Espermatozoides
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A
Título: Fecundación in vitro. Tipo de muestra: Temporal. Tinción: Ninguna. Aumento del objetivo: 40x. Aumento Total: 400x. Observaciones 1) Se observa el inicio de la morulación. 2) Se observa detritus. 3) Fotografía sacada de la proyección del microscopio.
Espermatozoide
A Anillo contráctil
A: Cigoto -
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Actividad N°2: Observación microscópica de preparaciones permanentes de tejidos vegetales en distintas etapas de la mitosis. Título: Mitosis vegetal. Tipo de muestra: Permanente. Tinción: Hematoxilina eosina. Aumento del objetivo: 100x. Aumento Total: 1000x. Observaciones 1) A menor aumento se evidencian los núcleos. 2) Las células no están sincronizadas en su ciclo celular. 3) La muestra es de Allium cepa. A: Profase -
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A
Telofase
Anafase Metafase
Actividad N°3: Observación microscópica de una preparación permanente de tejidos en meiosis. Título: Testículo de ratón. Tipo de muestra: Permanente. Tinción: Hematoxilina eosina. Aumento del objetivo: 40x. Aumento Total: 400x. Observaciones 1) Presentan sectores vacíos en el medio. 2) Color algo rojizo. 3) Fotografía tomada del lente del microscopio
L TT
L
T: Túbulos seminíferos L: Células de Leydig -
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Lumen del túbulo seminífero
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Título: Ovario de rata Tipo de muestra: Permanente Tinción: Hematoxilina eosina Aumento del objetivo: 40x Aumento Total: 400x Observaciones 1) Se diferencian con claridad las etapas de maduración de la ovogénesis 2) Presencia del folículo de graaf 3) Fotografía sacada del lente del microscopio
A
A: Folículo de graaf B: Folículo primordial C: Folículo secundario D: Folículo primario E: Folículo primario multilaminar -
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D C E
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B
Actividad N°4: Observación microscópica de preparaciones permanentes de gametos masculinos. Título: Espermatozoides azules. Tipo de muestra: Permanente. Tinción: Azul de metileno. Aumento del objetivo: 40x. Aumento Total: 400x. Observaciones 1) Se observa la estructura de los espermatozoides. 2) Se visualizan espermatozoides agrupados. 3) Fotografía tomada desde el lente del microscopio. A: Espermatozoide b: Cabeza c: Segmento medio y cuello d: Segmento principal y terminal -
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A A b
c d
DISCUSIÓN A fin de optimizar el tiempo empleado en el práctico se procedió a realizar, en primer lugar, la segunda actividad mencionada en la guía, en la que se logró observar nítidamente las distintas etapas de la mitosis en una célula vegetal, esto se debió a que la muestra presentaba una tinción denominada hematoxilina eosina, la cual se utiliza para teñir estructuras tisulares, hematoxilina para estructuras ácidas como el núcleo y eosina para el citoplasma y estructuras extracelulares (8); además el aumento total utilizado para visualizar la muestra (1000x) permitió observar con mayor claridad los cromosomas condensados, debido a que este aumento posee un límite resolutivo de 250nm con luz blanca (9) la que permite distinguir entre cromosoma y cromosoma. La segunda actividad que se realizó correspondía realmente a la actividad número tres de la guía, en la cual, se logró apreciar las diferentes etapas de la gametogénesis, tanto masculina como femenina, esto fue permitido, al igual que en actividad anterior, por la tinción que presentaban las muestras (hematoxilina eosina) que, como se mencionó en el párrafo anterior, permite teñir estructuras tisulares (8), es decir, posibilita teñir los distintos tipos de tejidos de los organismos (10) En la actividad número tres realizada, correspondiente a la actividad número cuatro de la guía, deberíamos haber observado tanto espermatozoides de Rattus norvegicus como de Bos Taurus, sin embargo, por limitaciones de material se trabajó con una muestra de esperma de Homo sapiens. La visualización de la morfología de los espermatozoides se logró gracias a la tinción de azul de metileno presente en la muestra, la cual permite teñir la carioteca (11) . Por otro lado, el aumento utilizado poseía un límite de resolución de 0.5mm (9) la cual permite visualizar el tamaño de los espermatozoides que es aproximadamente de 65um (12). Finalmente, procedimos a realizar la actividad número uno de la guía, en la que, en discordancia con lo que se pensaba, la obtención de la muestra de líquidos seminales y ováricos se realizó sin la necesidad de presionar las gónadas de los moluscos, este líquido se desprendía con gran facilidad e incluso sin necesidad de interactuar de alguna manera con la especie derivada de los bivalva. Por otro lado, durante la visualización de la muestra de espermatozoides se logró apreciar en un principio, con un objetivo de 4x y 10x, microorganismos, esto encuentra explicación en que los moluscos estaban suspendidos, para su plena conservación, en agua de mar. Sin embargo, al aumentar en un objetivo se logró visualizar correctamente a los espermatozoides, los cuales se movían frenéticamente gracias a sus flagelos (13).
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Luego, al visualizar la muestra que contenía los ovocitos se observó, para nuestra sorpresa, movimiento, lo cual posteriormente se explicó como consecuencia de las vibraciones que se producían debido al movimiento del entorno, dichas vibraciones afectaban en gran magnitud a la muestra, la que solo manifestaba un movimiento pasivo. Otro punto llamativo fue la cantidad de ovocitos que presentaba la muestra, lo cual tiene directa relación y coherencia con la abundancia abismal de estos especímenes en el océano (14).
Finalmente, se logró visualizar el inicio de la morulación cigótica gracias a la fecundación in vitro realizada con anterioridad.
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CONCLUSIÓN En resumidas cuentas; refiriéndonos a los objetivos que fueron planteados al inicio del práctico de laboratorio, podemos señalar que mediante la realización del este se pudieron cumplir en su total cabalidad. Además, los resultados obtenidos fueron muy interesantes y se apegaron bastante a los resultados esperados. Finalmente, el trabajo que se logró desempeñar en el laboratorio fue propicio para la situación y efectivo desde punto de vista práctico, ya que pudimos responder las preguntas planteadas al inicio, como por ejemplo ¿la forma de los espermatozoides es igual a las exhibidas en los libros? a la cual podemos responder con gran satisfacción que sí.
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BIBLIOGRAFÍA 1.- Bruce Alberts, Dennis Bray, Karen Hopkin, Alexander Johnson, Julian Lewis, Martin Raff, Keith Roberts, Peter Walter. Introducción a la biología Celular (2011). EDITORIAL MEDICA panamericana, 3°edición. Buenos Aires, Bogotá, Caracas, Madrid, México, Porto Alegre. pp. 6. 2.- Alberts, Bray, Lewis, Raff, Roberts, Watson, Biología Molecular de la Celula (2002), Editorial OMEGA, S.A., tercera edición, Barcelona España. pp. 3. 3.- Bruce Alberts, Dennis Bray, Karen Hopkin, Alexander Johnson, Julian Lewis, Martin Raff, Keith Roberts, Keith Roberts, Peter Walter. Introducción a la biología Celular (2011). EDITORIAL MEDICA panamericana, 3°edición. Buenos Aires, Bogotá, Caracas, Madrid, México, Porto Alegre. pp. 609. 4.- Alberts, Bray, Hopkin, Johnson, Lewis, Raff, Roberts, Walter. Introducción a la biología Celular (2011). EDITORIAL MEDICA panamericana, 3°edición. Buenos Aires, Bogotá, Caracas, Madrid, México, Porto Alegre. pp. 7. 5.- Pérez, M. A., García, S. D., & Kopp, S. (2013). Biología celular en las ciencias agropecuarias. Córdoba, AR: Editorial Brujas. pp. 239 . 6.- Pérez, M. A., García, S. D., & Kopp, S. (2013). Biología celular en las ciencias agropecuarias. Córdoba, AR: Editorial Brujas. pp. 243-249. 7.- Pérez, M. A., García, S. D., & Kopp, S. (2013). Biología celular en las ciencias agropecuarias. Córdoba, AR: Editorial Brujas. pp 257-258. 8.- Luis Montuenga Badía, Francisco J. Esteban Ruiz, Alfonso Calvo Gonzáles. TECNICAS EN HISTOLOGÍA Y BIOLOGÍA CELULAR (2009). ELSERVIER MASSON, 1° edición. Barcelona, España. pp 75-77. 9.- Robertis Eduardo, Fundamentos de biología celular y molecular de robertis (2004), editorial el ateneo sa., 4ta edición, Buenos Aires. Pp 45 10.- Mabel Pachón Rojas, Martin Moreno Ángel, Henrri riberas, Alejandra Gáforo Reyes, Mltidiccionario Enciclopédico norma (2008). Editorial Norma S. A., edición MMVI, Colombia. Pp. 463. 11.- Alan Stevens, James Lowe, Histología humana (2007). Elsevier Mosby, tercera edición, Madrid España. Pp 18. 12.- Leslie P. Gartner, James L. Hiatt, Texto Atlas de Histología (2008).Mc GRAW- HILL interamericana editories S.A., tercera edición, México. pp. 493. 13.- Alan Stevens, James Lowe, Histología humana (2007). Elsevier Mosby, tercera edición, Madrid España. Pp 333. 14.- Martinell, Jordi. Moluscos. I. Generalidades (2009). En Martínez Chacón, M.L. y Rivas, P. (eds.). Paleontología de invertebrados. Sociedad Española de Paleontología, Instituto Geológico y Minero de España, Universidad de Oviedo, Universidad de Granada. pp. 228-235. 15.- Leslie P. Gartner, James L. Hiatt, Texto Atlas de Histología (2008).Mc GRAW- HILL interamericana editories S.A., tercera edición, México. pp. 481 16.- Alan Stevens, James Lowe, Histología humana (2007). Elsevier Mosby, tercera edición, Madrid España. Pp 31, 330,358-359. 12
