Manual Parasitologia

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MANUAL DE PRÁCTICAS DE PARASITOLOGÍA ANIMAL

María Villanueva SantosCustodio Nélida Murga Gutiérrez http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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Título:


Autores:

María Custodio Villanueva Santos Nélida Murga Gutiérrez

Editado por:

María Custodio Villanueva Bióloga Magíster Scientiae en Biotecnología http//www.parasitologiaanimalz.blogspot.com Calle Urpi Mz. C. Lt. 21, Urb. Las Margaritas Huancayo - Perú

Primera edición: octubre 2010 Tiraje:

100

ISBN: 978-612-00-0416-6 Hecho el Depósito Legal en la Biblioteca Nacional del Perú Nº 2010-14340 Imprenta:

Edición Gráfica Industrial EIRL Jr. Cusco Nº 421, Huancayo - Perú


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ÍNDICE

Introducción Técnicas de diagnóstico coproparasitológico Detección de protozoarios parásitos del sistema digestivo de rumiantes y porcinos Identificación de Eimeria en rumiantes, porcinos, aves y conejos Identificación de Cryptosporidium en rumiantes y aves Identificación de Tritrichomonas foetus en bovinos Identificación de monogeneos en peces de agua dulce Identificación de formas evolutivas de Fasciola hepatica Recuento de huevos de Fasciola hepatica Examen de vísceras Cestodos parásitos de los rumiantes y del hombre Nematodos parásitos del sistema digestivo de los porcinos, rumiantes y equinos Recuento de huevos e identificación de larvas de tercer estado de nematodos gastrointestinales Nematodos parásitos del sistema respiratorio de los rumiantes Artrópodos parásitos de animales domésticos y del hombre Bibliografía


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PRÓLOGO

El presente Manual de prácticas de parasitología animal fue concebido, ante la necesidad de los estudiantes de zootecnia y de especialidades afines de contar con una guía que oriente sus trabajos prácticos y de investigación en parasitología animal, los cuales se sumarán a los conocimientos teóricos que van adquiriendo. Este manual también será fuente importante a todo profesional e interesado en aplicar algunas de las técnicas descritas para estudios parasitológicos veterinarios. Este manual constituye una herramienta y complemento descriptivo de los procedimientos parasitológicos de uso más común y confiable para el estudio de los parásitos de animales. Se espera que los usuarios encuentren en él, respuesta a sus necesidades de aplicar alguna de las técnicas descritas, para alcanzar sustrascienda objetivos académicos, científicos el mismo los propósitos quey técnicos, motivarony que su elaboración. Las diferentes técnicas y procedimientos descritos en este documento, serán útiles y eficaces a quienes estén motivados a investigar y reconocer parásitos que afectan a los animales. Las autoras describen procedimientos parasitológicos simples y seguros para detectar parásitos, diagnosticar enfermedades parasitarias y realizar investigaciones específicas. Serán los usuarios quienes darán permanencia a esta obra, en tanto el contenido cubra sus necesidades prácticas.

Santos Nélida Murga Gutiérrez


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INTRODUCCIÓN

La identificación de parásitos y el diagnóstico de las enfermedades que ocasionan en el hombre, en los animales y en los vegetales, se realizan fundamentalmente por estudios morfológicos de los organismos adultos o de sus formas evolutivas, estudios inmunológicos y estudios moleculares. Para ello, es necesaria la aplicación de técnicas que faciliten la detección y el aislamiento de las formas parasitarias de los hospedadores o de las muestras en las que se encuentran; así como, procedimientos que permitan la observación de su estructura externa e interna. En estudios biológicos de los parásitos, también es necesario el empleo de procedimientos que permitan el desarrollo y la conservación de los parásitos. En el presente manual de prácticas se describen las principales técnicas utilizadas en en estudios taxonómicos biológicos de parásitos, así como el diagnóstico de lasy enfermedades que producen. Estas técnicas, estandarizadas en su mayoría, han sido desarrolladas por investigadores de diferentes partes del mundo; aunque algunas de ellas han sido modificadas por las autoras con el propósito de hacerlas más sencillas y útiles. Se presentan técnicas útiles para obtener huevos, quistes y larvas a partir de las muestras biológicas, así como figuras en las que se muestra la morfología de los parásitos adultos de los principales grupos taxonómicos. Este manual de prácticas fue elaborado con el objetivo de brindar una guía útil a los estudiantes de Zootecnia y a los estudiantes de especialidades afines, así como a profesionales y técnicos interesados, para cubrir sus necesidades en el diagnóstico de las enfermedades parasitarias de animales, en los trabajos prácticos y de investigación en parasitología animal.


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PRÁCTICA 01 TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO COPROPARASITOLÓGICO 1. OBJETIVOS - Conocer las técnicas adecuadas para la toma, conservación y envío de la muestra. - Conocer las técnicas de diagnóstico parasitológico e identificar los métodos directos simples y de enriquecimiento que permitan detectar los distintos tipos de parásitos que infectan a los animales domésticos y al hombre. 2. GENERALIDADES 2.1 OBTENCIÓN, CONSERVACIÓN Y ENVÍO DE MUESTRAS FECALES

Los parásitos pueden afectar a diversos hospedadores así como, a diversos órganos y sistemas; es por ello que la búsqueda de estos organismos puede realizarse a partir de diversas muestras o materiales biológicos, según sea el caso. Toma de muestra

En un diagnóstico coproparasitológico, las heces frescas y muy especialmente aquellas que se obtienen del recto del animal son las más recomendadas, por no presentar elementos extraños que dificulten la identificación del parásito y la interpretación de los resultados. Para obtener la materia fecal del recto del animal se deben utilizarlasguantes látex opodrían bolsas de polipropileno de pared delgada; cuales de también servir como medio para envasar el contenido de la muestra, invirtiendo la bolsa directamente sobre sí misma. Se recomienda que antes de introducir la mano con la bolsa en el recto (en hospedadores grandes) o los dedos (en hospedadores pequeños), se debe humedecer la bolsa o el guante con agua potable, al igual que la región anal, con la finalidad de no dañar dicha región. Las muestras obtenidas deben colocarse en un depósito http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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nuevo, o limpio y seco, de material plástico con tapa, se rotularán con los datos completos (identificación del animal, nombre del propietario, fecha de obtención de la muestra, etc.), y se remiten al laboratorio acompañadas de un registro de información en el que debe constar: código, nombre del propietario, establecimiento, profesional actuante, lugar, zona, número de animales afectados, incidencia de morbi mortalidad, especie, raza, edad, sexo, estado nutricional y de manejo, alimentación, medio, resumen de la historia clínica, síntomas, diagnóstico presuntivo, datos previos de laboratorio, desparasitaciones previas, enfermedades concomitantes, etc. El volumen de la muestra fecal que se enviará al laboratorio debe estar relaciónycon el tamaño del animal estudio. Así, en de bovinos equinos son necesarios unosmotivo 100 g; de de ovejas, cabras y cerdos serán suficientes unos 50 g. Sin embargo, para el examen de muestras de conejos se requieren unos 10 bolos de heces y finalmente de aves se envía una defecación completa o el intestino completo si se ha realizado una necropsia. Si una muestra resulta negativa, se recomienda repetir el examen unos días después con el fin de descartar una posible parasitosis una vez transcurrido el periodo prepatente. Conservación de las muestras

Las muestras que no serán procesadas inmediatamente, se deben mantener en refrigeración; aunque dependiente de lo que se investigará, se podría agregar formol al 10% en agua o solución fisiológica. Si se desea investigar presencia no de larvas ensalina materia fecal mediante la técnica de laBaermann, debe agregarse preservativo alguno, debido a que esta técnica se basa en la migración larvaria; por ello, deben permanecer vivas Envío de muestras

Las muestras biológicas son potencialmente infecciosas, y se recomienda que las muestras fecales sean transportadas por personal capacitado. Si esto no es posible, las muestras se http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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enviarán al laboratorio, en refrigeración (conservación ideal), con hielo natural, hielo seco o gel refrigerante (existen excepciones). También puede emplearse el hielo seco envuelto en papel corriente evitando el contacto directo con la muestra. La totalidad de las muestras deben enviarse en doble caja: la caja interna, debe ser de un material aislante de temperatura externa, siendo las más recomendadas las cajas de espumaflex (tecnopor) por su bajo peso y fácil manipulación. La información adjunta a las muestras se envía protegida, dentro de un sobre y en funda plástica, entre las dos cajas. La caja externa se cierra de tal manera que todas las esquinas y tapas queden selladas con cinta adhesiva. En lo posible, envolver la caja externa con papel empaque, sellar con cinta adhesiva y escribir con letra grande y clara. 2.2 EXAMEN MACROSCÓPICO DE HECES Luego de obtener las muestras fecales, se deben examinar macroscópicamente con la finalidad de apreciar la consistencia, color, olor, etc., así como para detectar la presencia de moco, sangre o coágulos en las heces, que con frecuencia se manifiesta en la coccidiosis bovina y aviar. Este examen también permite encontrar helmintos macroscópicos, tales como nematodos adultos, larvas y segmentos de cestodos. 2.3 EXAMEN MICROSCÓPICO DE HECES 2.3.1 MÉTODOS CUALITATIVOS

Estos métodos se usan para determinar la presencia de las diferentes evolutivas, son huevos y larvas de parásitos enformas la materia fecal de como los hospedadores. MÉTODOS DIRECTOS SIMPLES

Son procedimientos sencillos y fáciles de realizar, cuyos resultados positivos son válidos, aunque los negativos no son concluyentes. Este método permite obtener resultados únicamente cualitativos y sólo muestra eficacia cuando la concentración de huevos, quistes, larvas y trofozoítos, es alta. Entre estos métodos tenemos: método del frotis directo de http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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heces, método de Graham y el de preparado en fresco. Preparado en fresco

- Colocar en un extremo de la lámina portaobjetos dos gotas de solución salina fisiológica (SSF) y en el otro, dos de lugol parasitológico. - Con la ayuda de un asa de platino o de un mondadiente, coger una pequeña cantidad de heces y mezclar con cada solución mediante movimientos circulares hasta conseguir una suspensión uniforme. - Colocar una laminilla cubreobjetos y observar en el microscopio a 100X y 400X. Las muestras suspendidas en SSF permiten observar trofozoítos y larvas en movimiento; en lugol se observan mejor los quistes y los huevos, cuyas estructuras aparecen coloreadas. En los quistes, el citoplasma se observa de color pardo amarillento y la cromatina nuclear de un color pardo oscuro. MÉTODOS DE CONCENTRACIÓN

Estos métodos son útiles cuando los parásitos en estudio son escasos en la muestra y no son detectados por el método directo. Los métodos de concentración más utilizados son: por flotación y por sedimentación. POR FLOTACIÓN

Este método se fundamenta la separación de los productos parasitarios mediante elen empleo de soluciones de densidad intermedia, que permite la flotación de los huevos y/o quistes y la sedimentación de los restos fecales. Este método no es conveniente para la obtención de trofozoítos de protozoarios y larvas de nematodos, cuyas estructuras se alteran por las soluciones que emplean. La obtención de huevos y quistes por flotación se puede conseguir ejecutando las técnicas siguientes:


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Técnica de Willis

- Desmenuzar 1 ó 2 g de heces en un tubo de ensayo de 2,5cm de diámetro que contenga 4 ml de solución saturada de cloruro de sodio, disgregar la materia fecal y adicionar la misma solución hasta formar un menisco sobre los bordes del tubo. - Cubrir el tubo con una laminilla evitando la formación de burbujas. Dejar reposar por 15 ó 20 minutos para que los huevos y quistes de los parásitos floten y se adhieran por viscosidad a la laminilla. - Depositar una gota de lugol parasitológico en una lámina portaobjetos y sobre ella colocar la laminilla tomada de la boca del tubo. Observar a 400X. Técnica de Parodi y Alcaraz La solución se prepara disolviendo en un litro de agua caliente 1 280 g de azúcar blanca, luego se filtra y se agrega 10 ml de fenol licuado. - Colocar en un mortero una pequeña cantidad de heces y añadir varias gotas de agua con el objeto de humedecer y macerar. - Agregar 15 a 20 ml de solución saturada de azúcar y mezclar con el pilón hasta lograr una suspensión de las heces. - Filtrar a través de un embudo con malla metálica y el filtrado centrifugar por 5 minutos a 1 500 rpm. Eliminar el sobrenadante y conservar el sedimento. - Golpear suavemente el fondo del tubo para desprender el sedimento de las paredes del tubo y agregar la solución saturada de azúcar. tubomenisco vigorosamente. Agregar más solución hasta Agitar formarel un convexo. Dejar reposar durante 20 minutos. - Tomar una gota de la superficie y colocarla en una lámina portaobjetos. Cubrir el preparado con una laminilla y observar a menor y mayor aumento. POR SEDIMENTACIÓN

Los procedimientos de sedimentación concentran las heces y huevos en el fondo de un medio líquido, generalmente agua. La http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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sedimentación detecta la mayoría de huevos de parásitos, pero no es tan buena como la flotación para suministrar una muestra adecuada para su examen microscópico. La sedimentación se utiliza, fundamentalmente, para huevos o quistes que presentan una densidad demasiada elevada para poder flotar o que se distorsionan gravemente con las soluciones de flotación. La sedimentación puede utilizarse para los huevos de nematelmintos y de platelmintos, –por lo general- existe demasiado material fecal donde se esconden los huevos y ello dificulta el proceso. Por este motivo, este procedimiento no se realiza habitualmente; sólo se emplea ante la sospecha de infecciones por trematodos. Los huevos de los trematodos son más densos y, en ocasiones, más grandes que los huevos de los nematodos. Técnica de Baermann

- Envolver 4 a 6 g de muestra fecal en una gasa doblada cuatro veces; atar a los extremos formando un saquito y colocarlo dentro de una copa o tubo cónico, sujetándolo de la borde superior con un alambre. - Llenar la copa con agua a 40°C de tal manera que el saquito quede semisumergido en el agua y dejar reposar 12 horas. - Retirar las heces de la copa. Eliminar el sobrenadante. Con una pipeta colectar una gota de sedimento y colocarla entre lámina y laminilla, añadir una gota de lugol y examinar al microcopio. Observar varias láminas. 2.3.2 MÉTODOS CUANTITATIVOS

Estos métodos se utilizan para determinar la cantidad de las diferentes formas evolutivas, como son huevos o larvas de parásitos por gramo de materia fecal. Entre los que destacan los siguientes métodos: de Dennis, McMaster modificado y Stoll modificado, etc., que se describirán más adelante.


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PRÁCTICA 02 DETECCIÓN DE PROTOZOARIOS PARÁSITOS DEL SISTEMA DIGESTIVO DE RUMIANTES Y PORCINOS 1. OBJETIVO

- Ejecutar los métodos directos simple y de concentración por flotación para detectar protozoarios parásitos del sistema digestivo de los rumiantes y porcinos. 2. GENERALIDADES

Los organismos que parasitan a losa los animales silvestres,y domésticos y al ser humano pertenecen reinos Animalia Protista. Este último reino está formado por organismos unicelulares, conocidos como protozoos. La mayoría de éstos viven libremente y algunos de ellos son considerados como indicadores de contaminación; sin embargo, los protozoos parásitos pueden ocasionar enfermedades importantes en los diversos hospedadores. Este reino comprende varios phyla; de los cuales, Sarcomastigophorea, Sporozoa y Ciliophora, comprenden especies que pueden producir enfermedad en el hombre y en los animales. En el phylum Sarcomastigophorea, orden Amoebida, el género más importante es Entamoeba , que incluye a dos especies de gran interés en veterinaria: E. histolytica y E. coli . La primera es sumamente patógena, sus trofozoitos se eliminan en las heces diarreicas del animal enfermo; la segunda es inocua, por lo que, su diferenciación, merecemás unaimportante atención especial. En, el orden Diplomonadida, el género es Giardia un protozoo flagelado de la porción alta del intestino delgado del hombre. La forma vegetativa es piriforme cuando se observa de frente y lateralmente es semejante a una coma, con una cara cóncava y otra convexa. Mide entre 10 y 20 µm de largo por 5 a 15 µm de ancho y 2 a 4 µm de espesor. Posee simetría bilateral y su cuerpo aparece dividido en mitades por el axostilo, que actúa como esqueleto axial. En su extremo anterior presenta dos núcleos relativamente grandes y vesiculares. De la superficie celular emergen cuatro pares de flagelos que le dan movilidad. http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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La concavidad que forma su cara ventral en sus dos tercios anteriores, constituye el disco suctorio. Las formas de resistencia (quistes) son ovaladas y miden de 8 a 12 y de 7 a 10 µm en sus diámetros mayor y menor respectivamente. En refringentes, con preparados en una fresco, membrana se observan quística de como doblecuerpos pared y, en muy su interior presenta cuatro núcleos y una serie de filamentos que constituyen los restos flagelares y cuerpos parabasales. En el phylum Ciliophora, orden Trichostomatida, el género más importante es Balantidium , cuya especie representativa es B. coli , protozoario causante de balantidiasis en cerdos y potencialmente patógeno en humanos. El trofozoíto es ovoide o piriforme, un tamaño que varía entre 50tiene y 200 de largoypor 40 a 70 dede ancho; en el extremo estrecho unµm citostoma en el extremo posterior está el citopigio. Presenta un macronúcleo y un micronúcleo; el primero es de forma arriñonada con localización lateral y el segundo de forma esferoide y ubicación central. La superficie está cubierta de por hileras de cilios. El quiste es redondeado y mide la mitad del tamaño del trofozoíto. 3. MATERIAL Y MÉTODO 3.1 MATERIAL

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muestra fecal de rumiante y porcino solución saturada de cloruro de sodio solución salina fisiológica (SSF) lugol parasitológico tubos de prueba láminas portaobjetos y laminillas mondadientes o asa de platino cubreobjetos microscopio compuesto

3.2 MÉTODO DIRECTO SIMPLE

y solamente Este método permite muestra obtener eficacia resultados cuandoúnicamente la concentración cualitativos de huevos, quistes, larvas y trofozoítos, es alta. http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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- Colocar en un extremo de la lámina portaobjetos dos gotas de solución salina fisiológica y en el otro, dos de lugol. - Con la ayuda de un asa de platino o de un mondadiente, coger una pequeña cantidad de heces y mezclar con cada solución mediante movimientos circulares hasta conseguir una suspensión uniforme. - Colocar una laminilla cubreobjetos y observar a 100X y luego a 400X. DE CONCENTRACIÓN O ENRIQUECIMIENTO Técnica de Willis

- Desmenuzar o diámetro dos gramos de heces 4en tubo de ensayo de 2,5uno cm de que contenga ml un de solución saturada de cloruro de sodio. - Disgregar la materia fecal y adicionar la misma solución hasta formar un menisco sobre los bordes del tubo. - Cubrir el borde del tubo con una laminilla evitando la formación de burbujas. - Dejar reposar por 15 ó 20 minutos para que los huevos y quistes de los parásitos floten y se adhieran por viscosidad a la laminilla. - Depositar una gota de lugol parasitológico en una lámina portaobjetos y sobre ella colocar la laminilla tomada de la boca del tubo. - Observar con la ayuda del microscopio a 100X y 400X.


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PRÁCTICA 03 IDENTIFICACIÓN DE Eimeria EN RUMIANTES, PORCINOS, AVES Y CONEJOS 1. OBJETIVOS

- Conseguir la esporulación de ooquistes de Eimeria sp. mediante el coprocultivo e incubación de heces. - Identificar ooquistes de Eimeria sp. obtenidos mediante el método de enriquecimiento por flotación en solución saturada de cloruro de sodio. 2. GENERALIDADES Los rumiantes sirven como hospedadores a numerosas especies del phylum Apicomplexa, destacando entre ellas Eimeria sp. En muchas ocasiones, resulta difícil identificar la especie concreta de Eimeria , ya que sus ooquistes tienen tamaños y formas muy similares. Las dos especies más frecuentes de coccidios en el ganado bovino son E. bovis y E. zuernii ; pueden diferenciarse realizando la prueba de flotación fecal (Fig. 1). Los ooquistes de E. bovis son ovales, tiene un micrópilo y miden de 20 a 28 µm; los ooquistes de E. zuernii son esféricos, sin micrópilo, y miden 15 a 22 por 13 a 18 µm. Sin embargo, el método de diagnóstico más adecuado lo constituye el examen post mortem mediante raspados de la mucosa intestinal para observar las distintas fases del ciclo del parásito.

a

b

c

Fig. 1. Microfotografías de especies de eimerias en bovinos. a) Eimeria ellipsoidalis , b) Eimeria bovis 2006). y c) Eimeria canadensis (Custodio y Chanamé,


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En caprinos, ninguna de las manifestaciones clínicas es patognomónica, de manera que deben valorarse conjuntamente los resultados de la anamnesia, la clínica, los análisis coprológicos y la necropsia. En el mismo sentido, ha de considerarse la situación general del rebaño, más que analizar al individuo aislado. Asimismo, puede sospecharse la eimeriosis en ausencia de helmintosis, cuando hay diarrea en corderos de 4 a 6 semanas, o en los de 3 a 5 meses concentrados en instalaciones de cebo, si van acompañadas de eliminación de grandes cantidades de ooquistes, generalmente con predominio de una de las especies patógenas. En aves, la infección por estos coccidios son muy poco frecuentes aunque. Las se han descrito casos de infecciones por Isospora y Eimeria especies de Eimeria capaces de afectar a las gallinas son las siguientes: Eimeria acervulina, E. brunetti, E. hagani, E. maxima, E. mitis, E. necatrix, E. praecox, E. tenella y E. imbatí . Todas estas especies se localizan en determinados lugares del tracto intestinal, y todas tienen un ciclo evolutivo similar, pero con diferencias en cuanto al tiempo de duración. La patogenia es variable y está relacionada con la especie de Eimeria. Otros hospedadores que pueden ser afectados por Eimeria son los conejos. Siendo numerosas las especies de este parásito que se localizan a nivel del intestino (E. irresidua, E. magna, E. media y E. perforans ), y sólo por una especie, E. stiedae , a nivel de los conductos biliares intrahepáticos. Además, E. media también puede afectar el intestino grueso. 3. MATERIAL Y MÉTODO 3.1 MATERIAL

- materia fecal de rumiantes y porcinos (200 g) - dicromato de potasio al 2%, alcohol absoluto o metanol, fucsina fenicada, alcohol ácido, azul de metileno, lugol parasitológico, aceite de cedro, solución saturada de cloruro de sodio - placas de Petri, tubos de prueba, láminas portaobjetos, laminillas cubreobjetos, mechero, asa de platino y http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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mondadientes - microscopio compuesto 3.2 MÉTODO CULTIVO E INCUBACIÓN DE HECES

- Colocar 10 ó 20 g de la muestra fecal en una placa de Petri y agregar 60 ml de dicromato de potasio al 2%. Mezclar e incubar a 25ºC durante 3 a 5 días. - Abrir la placa diariamente y remover el contenido con suavidad, para que el aire llegue a los ooquistes que están desarrollándose. - Transcurridas las 72dehoras, se examinará a diario hasta obtener el desarrollo los esporozoítos, mediante la técnica de Willis (Fig. 2). Dicromato de potasio al 2% Incubación Materia fecal

24ºC X 24h

Ventilar por 1h

Ventilar por 1h e incubar. Repetir el Incubación paso anterior. Evaluar la esporulación por flotación. 24ºC X 24h

Fig. 2. Esquema del proceso de obtención de ooquistes esporulados.


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PRÁCTICA 04 IDENTIFICACIÓN DE Cryptosporidium EN RUMIANTES Y AVES 1. OBJETIVO

- Identificar ooquistes de Cryptosporidium sp. mediante tinción por las técnicas de Heine, Zielh – Neelsen modificado y Kinyoun modificado. 2. GENERALIDADES

Las especies de delgado Cryptosporidium son animales, coccidias como que parasitan el intestino de diversos vacas, ovejas, cabras y aves. Los ooquistes esporulados que se encuentran en las heces son incoloros y transparentes, y miden de 4,5 a 6 µm. El diagnóstico se efectúa mediante la prueba estándar de flotación fecal y por análisis de un frotis de las heces. Dado que el hombre puede infectarse con Cryptosporidium , las heces sospechosas de albergar este protozoario deben manipularse con muchas precauciones. Estos ooquistes pueden aislarse utilizando la solución azucarada de Sheather. Asimismo, es frecuente encontrar estos coccidios en pichones y aves de corral. Se han comunicado casos de Cryptosporidium en cacatúas. Este pequeño parásito es difícil de visualizar en muestras de heces y suele diagnosticarse mediante el estudio histopatológico del intestino delgado. Actualmente, en base a la especificidad de hospedador, morfología de los ooquistes y lugar de infección, se considera seis especies dentro del género: C. nasorum (peces), C. serpentis (reptiles), C. meleagridis (intestino de aves), C. baileyi (tráquea, bolsa de Fabrizio y cloaca de aves), C. muris (estómago de mamíferos) y C. parvum (intestino de mamíferos). El hospedador se infecta al ingerir ooquistes de Cryptosporidium . Éstos son liberados y penetran en los enterocitos de toda la vellosidad. Después de esta invasión el http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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parásito se instala dentro de una vacuola parasitófora entre la membrana plasmática y el citoplasma. Esta vacuola, que engloba al esporozoíto en un nicho protector especial, intracelular pero extracitoplásmico, presenta una región electrodensa en la base, denominada organelo de alimentación. El desarrollo ulterior comprende la transformación del esporozoíto en trofozoíto y la reproducción de manera asexual, por merogonia que da lugar a merontes de dos tipos: merontes I con 8 merozoítos, que invaden otras células, con repetición del ciclo y formación de merontes I, nuevamente, o merontes II, con 4 merozoítos; un vez liberados, estos aparentemente dan origen a estadios sexuales y la reproducción sexual ocurre por gametogonia, con micro y macrogametos, fertilización de los últimos. Los cigotos resultantes pasan poryuna última fase de desarrollo (esporogonia), que culmina con la producción de ooquistes infectantes con 4 esporozoítos (sin esporoquistes), de pared gruesa o delgada. 3. MATERIAL Y MÉTODO 3.1 MATERIAL - materia fecal de rumiantes y aves - colorantes: fucsina básica fenicada y azul de metileno - alcohol absoluto, metanol y alcohol ácido - láminas portaobjetos - asa de platino y mondadientes - mechero - microscopio compuesto 3.2 MÉTODO Técnica de Heine

- Realizar una extensión fina de heces en una lámina portaobjetos. - Dejar secar y fijar a la llama del mechero durante unos 6 segundos. - Fijar con alcohol absoluto o metanol durante 5 minutos. Dejar secar. - Teñir con fucsina básica fenicada durante 60 segundos. http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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- Luego lavar, secar y observar al microscopio óptico con el objetivo de inmersión. Técnica de Zielh-Neelsen modificado

- Realizar una extensión fina de heces en una lámina portaobjetos. - Dejar secar y fijar a la llama del mechero durante unos 6 segundos. - Fijar con alcohol absoluto o metanol durante 5 minutos. Dejar secar. - Teñir con fucsina básica fenicada durante 10 minutos y luego lavar. - extensión Decolorarsea contransparente alcohol ácido(10 hasta que la parte más fina de la segundos). - Lavar con agua para arrastrar el exceso de colorante. - Teñir con una solución de azul de metileno al 5% durante 30 segundos. - Lavar, dejar secar y observar al microscopio óptico con el objetivo de inmersión. Técnica de Kinyoun modificado

- Realizar una extensión fina de heces en una lámina portaobjetos. - Dejar secar y fijar a la llama del mechero durante unos 6 segundos. - Fijar con metanol durante 5 minutos. Dejar secar. · Teñir con fucsina básica fenicada durante 10 minutos y luego lavar. - de Decolorar con alcohol clorhídrico(10 hasta que la parte más fina la extensión sea transparente segundos). - Lavar con agua para arrastrar el exceso de colorante. - Teñir con una solución de verde de malaquita al 5% durante 30 segundos. - Lavar, dejar secar y observar al microscopio óptico con el objetivo de inmersión.


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EVALÚE SUS CONOCIMIENTOS Inferir, identificar y explicar

1. En los vacunos de un hato que habían comenzado con diarrea hace dos semanas los síntomas que presentaron fueron dolor abdominal, heces mucosas y, a veces, con estrías de sangre, número de deposiciones elevado y deshidratación. En esta fase, los enfermos eliminan trofozoítos en las heces. Además, cuando estos parásitos invaden el epitelio se multiplican y forman pequeñas colonias; después penetran y llegan a la submucosa, produciendo úlceras. Los exámenes de laboratorio reportaron: protozoarios esporulados = negativo; protozoarios con proyecciones temporales del citoplasma = positivo a) ¿A qué parásito corresponde el caso? _____________________________________________ b) ¿Qué factores contribuyeron para adquirir la enfermedad? _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ c) Si las heces contenían sangre ¿Qué otros parásitos se deberían considerar? _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ d) ¿Qué método se empleó para el diagnóstico de esta infección? _____________________________________________ _____________________________________________


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2. Identificar los parásitos y sus respectivas formas evolutivas que se muestran en la Tabla 1. Tabla 1. Formas evolutivas parasitarias PARÁSITO

FORMA EVOLUTIVA

3. Identificar las estructuras de los ooquistes esporulados que se muestran en las microfotografías a y b. a

b

4. Explicar por qué los ooquistes de Cryptosporidium son difíciles de identificar. _______________________________________________ _______________________________________________ _______________________________________________ _______________________________________________ _______________________________________________ _______________________________________________


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PRÁCTICA 05 IDENTIFICACIÓN DE Tritr ichomonas foetus EN BOVINOS 1. OBJETIVOS

- Identificar trofozoítos de Tritrichomonas foetus en preparados en fresco. - Ejecutar métodos tintoriales supravitales para la detección de T. foetus. 2. GENERALIDADES

T. foetus del es ganado. un protozoo parásito se que resideenenel prepucio el tracto reproductor Este protozoo localiza de toros infectados y en la vagina, cuello uterino y útero de las vacas parasitadas. T. foetus adopta forma de pera y mide aproximadamente de 10 a 25 µm de longitud; posee una membrana ondulante con aspecto de vela y tres flagelos anteriores (Fig. 3). En muestras frescas se mueven rápidamente, con movimientos bruscos. El diagnóstico se efectúa al encontrar estos protozoos en líquido recientemente recogido del estómago de un feto abortado, del flujo uterino o de los lavados vaginales o prepuciales.

Flagelos anteriores Blefaroplasto

Citostoma

Capítulo

Cuerpo parabasal Núcleo Costa

Vacuola

Membrana ondultante

Flagelo posterior

Axostilo

Fig. 3. Esquema de Tritrichomonas foetus (Núñez, 1987) http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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La transmisión en condiciones naturales es durante el coito, de toros infectados a hembras sanas o viceversa. La transmisión mecánica durante la inseminación artificial es rara; aunque existen casos en los que se ha producido por medio de fomites durante la exploración vaginal. Hay que tener en cuenta que el parásito resiste la refrigeración y que según el tipo y concentración del diluyente, resiste la criopreservación. El primer aviso de la existencia de la tricomonosis en el rebaño es el descenso en la fertilidad. En la realización de la anamnesis habrá que tener en cuenta la existencia de algunos de los siguientes hechos: disminución en el número de gestaciones, aumento de vacas repetidoras, espaciamiento entre de partos y prolongación entre partos. La presencia abortos ocasionales del y elperíodo desarrollo de piómetra en algunos animales también son orientativos. 3. MATERIAL Y MÉTODO 3.1 MATERIAL

- Muestras de secreción vaginal o prepucio-uretral 3.2 MÉTODO Muestras de secreción vaginal Con hisopo

-

Lavar la vulva con solución salina fisiológica. Introducir un hisopo cuyoextremo mango sea 25 cm de largo por 4 mm de diámetro, en cuyo llevadegasa esterilizada. Realizar movimientos de rotación y luego lavar la gasa con 15 ml de solución salina fisiológica. - Centrifugar durante 10 minutos a 1 500 rpm y examinar el sedimento a 400X. Con pipeta con pera de goma

- Lavar y desinfectar la vulva. - Introducir en la vagina la pipeta con pera de goma http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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conteniendo 100 ml de solución salina fisiológica estéril. Insuflar la solución en la vagina y luego recuperarlo con la misma perilla. Depositar el líquido obtenido en un frasco estéril. Tomar mediante una pipeta un determinado volumen del líquido y transferirlo a un tubo de centrífuga. Centrifugar durante 10 minutos a 1 500 rpm y examinar el sedimento a 400X.

Muestras de secreción prepucio-uretral Con hisopo

--

Lavar y desinfectar prepucio. Introducir el hisopo el y realizar movimientos rotatorios. Lavar la gasa con 15 ml de solución salina fisiológica. Centrifugar y examinar el sedimento a 400X.

Con pipeta con pera de goma

- Lavar y desinfectar el prepucio. - Introducir la pipeta, cerrar el orificio prepucial con la mano e insuflar 200 ml de solución salina fisiológica estéril. - Luego efectuar un ligero masaje vía rectal. - Recuperar el líquido con la misma perilla y transferirlo a un frasco. - Centrifugar durante 10 minutos a 1 500 rpm y examinar el sedimento a 400X. COLORACION SUPRAVITAL DE Tritr icho monas foetus Técnica rápido con hematoxilina férrica

- Hacer varias preparaciones en láminas portaobjetos (frotis de la muestra húmeda). Dejar secar la lámina al ambiente y fijar con líquido de Schaudinn frío, durante 10 minutos. - Escurrir el líquido y luego sumergir el preparado en alcohol de 70%, durante 2 minutos. - Escurrir y sumergir en alcohol de 70% y luego pasar al alcohol de 50%, durante 2 minutos cada vez. Lavar y pasar a una solución de alumbre férrico al 2% durante 10 minutos. Lavar y http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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colorear con hematoxilina durante 10 minutos. - Lavar y luego pasar por los alcoholes de 50%, 70%, 95% y el absoluto, 2 minutos cada vez. - Pasar varias veces por xilol para luego realizar el montaje con bálsamo de Canadá. EVALÚE SUS CONOCIMIENTOS Identificar y explicar

1. Observar el esquema e identificar las estructuras que se indican.

A. _________________ B. _________________ C. _________________ D. _________________

E. _________________ F. _________________ G. _________________ H. _________________

2. Dibujar y explicar el ciclo biológico de Tritrichomonas foetus . _______________________________________________ _______________________________________________ _______________________________________________ 3. Explicar las acciones de T. foetus en bovinos infectados. _______________________________________________ 4. En relación a la trichomonosis bovina, explicar las medidas profilácticas que se deberían tomar en cuenta. _______________________________________________ _______________________________________________ _______________________________________________ _______________________________________________ _______________________________________________


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PRÁCTICA 06 IDENTIFICACIÓN DE MONOGENEOS EN PECES DE AGUA DULCE 1. OBJETIVO

- Identificar formas evolutivas de monogeneos en branquias de peces de agua dulce. 2. GENERALIDADES

Los monogeneos son platelmintos parásitos que habitan, típicamente, branquias, piel ytienen escamas de pecesmundial marinosy yson de agua dulce. Estos parásitos distribución patógenos muy importantes en los cultivos de dichos peces, sobre todo para los alevinos, en los que la presencia de relativamente pocos parásitos puede causar daños graves. Sin embargo, algunas especies viven como endoparásitos en anfibios y quelonios, y otras como ectoparásitos en crustáceos y cefalópodos. En los peces, están descritas alrededor de 1 500 especies de monogeneos, la mayoría de las cuales son muy específicas de hospedador en el medio natural. Según la morfología del órgano de fijación posterior (opisthaptor), hay dos grupos de monogeneos. En los monopistocotileos, el opisthaptor es un órgano sencillo, armado con ganchos de forma y tamaño variable; en los poliopistocotileos está constituido por una serie de pequeñas ventosas musculares o pinzas sostenidas por escleritos cuticulares. Su ciclo biológico es directo. La larva ciliada (oncomiracidio) que eclosiona del huevo es libre y constituye la forma infectante. Cuando el oncomiracidio se ha fijado al hospedador (piel o branquias), pierde su revestimiento ciliado y crece hasta desarrollarse en adulto (Fig. 4).


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Fig. 4. Esquema de formas adultas de monogeneos (Custodio et al., 2000)

Los monogeneos, fuertemente adheridos al hospedador, se alimentan de células epiteliales de la piel y las branquias. Este modo de alimentación resulta irritante y causa enrojecimiento y excesiva producción mucus, Enhiperplasia epitelial se o hemorragias en las zonasdeafectadas. infecciones intensas puede producir la muerte de los peces más pequeños. 3. MATERIAL Y MÉTODO 3.1. MATERIAL

-

material biológico: branquias de peces de agua dulce frascos de vidrio de boca ancha agua estéril alcohol etílico copas de sedimentación placas de vidrio de 6 cm de diámetro láminas portaobjetos y laminillas cubreobjetos goteros microscopio compuesto

3.2. MÉTODO

- Extraer las branquias de los peces de agua dulce y depositarlas en frascos de boca ancha que contengan agua estéril. - Agitar fuertemente durante unos 10 minutos. Luego dejar sedimentar espontáneamente durante 60 minutos. - Eliminar el sobrenadante y al sedimento agregar alcohol caliente, con la finalidad de fijar a los parásitos. - Realizar preparados microscópicos en fresco y observar a 100X y 400X. http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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PRÁCTICA 07 IDENTIFICACIÓN DE FORMAS EVOLUTIVAS DE Fasciola hepatica

1. OBJETIVOS

- Identificar formas evolutivas de Fasciola hepatica . - Reconocer la morfología interna de la forma adulta de F. hepatica . 2. GENERALIDADES

F. hepatica esrumiantes un trematodo hepático del ganado ovino, bovino y de otros e inclusive el hombre. Es quizá, el trematodo más importante en medicina veterinaria desde el punto de vista económico, debido a que produce degeneración hepática en su fase migrante, observada en el momento del sacrificio. Los trematodos adultos se encuentran en los conductos biliares del hígado y vesícula biliar, presentan un aspecto típico. Son aplanados y en forma de hoja, y miden 30 mm de longitud por 13 mm de ancho (Fig. 5).

Fig. 5. Esquema del estado adulto de Fasciola hepatica .


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El ciclo evolutivo es indirecto, es decir necesita de un hospedador intermediario que es un caracol (Lymnaea viatrix y L. diaphana ). F. hepatica produce huevos los cuales son llevados a través del conducto colédoco al intestino, y de éste eliminados al exterior junto con las heces, los que en presencia de temperatura (10 - 26 ºC) y humedad (precipitación fluvial) adecuadas incuban (3 - 12 semanas), dejando salir a los embriones ciliados o miracidios (150 µm), los cuales nadan libremente hasta encontrar al caracol apropiado; si no lo

encuentran entre 8 y 24 horas mueren. En el caracol se transforman en esporoquistes, los que dan lugar a las redias madres, redias hijas y éstas a las cercarias, las cuales lo abandonan y el caracol muere. Por cada miracidio que ingresa se forman de 500 a 600 cercarias. Las cercarias (200 - 300 µm) tienen una cola que les permite nadar, hasta que se fijan en los pastos transform ándose en metacercarias, que son quistes de 0,25 µm, opacos, de color gris blanquecino, muy resistentes, y constituyen las formas infectantes, las que al ser ingeridas por los hospedadores definitivos atraviesan la pared intestinal, caen a la cavidad peritoneal avanzan hasta la cápsula de Glisson para penetrar en el hígado. Migran a través del parénquima hepático y se localizan en los conductos biliares, allí maduran sexualmente y comienzan la ovipostura (un parásito elimina 20 000 huevos diarios); los huevos llegan al intestino con la bilis y son eliminados con las heces. 3. MATERIAL Y MÉTODO 3.1. MATERIAL - material coloreado y en montaje - material conservado en formol - placas de Petri y pinzas - microscopio compuesto 3.2. MÉTODO

- Examinar macroscópicamente a F. hepatica . Observar la forma de hoja lanceolada que presenta con un cono cefálico http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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bien diferenciado y medir el largo y ancho del parásito. En la parte anterior del parásito observar una prolongación cónica en cuyo extremo se puede notar la ventosa oral que es redondeada, a unos 3 a 5 mm por detrás de ésta se encuentra la ventosa ventral, de forma triangular de base anterior. El tubo digestivo se bifurca a poca distancia de la ventosa oral, formando ramas primarias y secundarias que se extienden hacia la parte posterior del cuerpo. En especímenes coloreados de F. hepatica , observar en el extremo anterior del cuerpo del parásito la ventosa oral que se continúa con la faringe y un esófago corto, el que se bifurca para formar los ciegos intestinales en número de dos y en forma ramificada. F. hepatica es hermafrodita por tanto, aparatos sexuales masculinos y femeninos; asíobservar como el los poro genital común que se encuentra entre ambas ventosas. En los dos tercios posteriores del cuerpo, identificar los dos testículos ramificados, los conductos eferentes, que corren casi paralelos que, luego se unirán para formar el conducto deferente que penetra en la bolsa del cirro situado delante de la ventosa ventral. Dentro de la bolsa del cirro, visualizar un ensanchamiento que corresponde a la vesícula seminal, rodeada por la glándula prostática, que termina en el órgano copulador o cirro el cual desemboca en el poro genital. En el tercio anterior, observar las flexuosidades del útero en forma de roseta y repleto de huevos que le da un color amarillento. Detrás de las flexuosidades uterinas, observar una estructura redondeada, que corresponde al ootipo recubierto por las glándulas de Mehlis. En la parte inferior y derecha de las ramas uterinas, localizar el de forma ramificada queel seútero continúa cony el ovario oviducto y ésteglobulosa a su vezycon el ootipo, largo flexuoso que se dirige hacia delante para terminar en el poro genital a través de la vagina. En las áreas laterales, observar las glándulas vitelógenas y conductos vitelógenos.


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PRÁCTICA 08 RECUENTO DE HUEVOS DE Fasciola hepatica 1. OBJETIVO

- Ejecutar el método de Dennis modificado para detectar y contar el número de huevos de Fasciola hepatica . 2. GENERALIDADES

La detección de huevos de F. hepatica en las heces de los animales sospechosos es útil para diagnosticar la fasciolosis crónica, muchas veces que, sólo en caracterizada por de una reducida productividad. Mientras la primera fase la infección hepática los análisis coprológicos son negativos; sin embargo, el hallazgo de 300 a 600 h/g de heces en ovinos y entre 100 y 200 en vacunos, indican enfermedad clínica, que requiere la aplicación de un fasciolicida. Se han descrito numerosos técnicas, desde simples extensiones hasta laboriosas técnicas cuantitativas. El propósito de estas últimas es concentrar los huevos a partir de una muestra de heces, mediante técnicas de sedimentación. Los métodos de sedimentación se basan en la mayor densidad de los huevos que el detritus que se hallan en las heces, lo que permite concentrarlos en el sedimento tras repetidos lavados. 3. MATERIAL Y MÉTODO 3.1. MATERIAL

- solución de detergente: 1 g de detergente en 1 litro de agua ó 5 cm3 de detergente en 995 cm3 de agua más 8 gotas de alumbre de hierro. - lugol parasitológico - metálico embudo metálico de 3,5 pulgadas de diámetro, con filtro - vaso cónico de precipitación de 100 cm3 y baguetas de vidrio http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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tubos graduados para centrifugar de 50 cm3 placas de Petri con fondo rayado de 0,5 cm de distancia mortero y gradilla microscopio compuesto

3.2. MÉTODO Técnica de Dennis modificado - De una muestra de 100 g bien mezcladas, tomar en un mortero 3 g de heces. Homogenizar las heces en 50 cm3 de solución detergente. - Tamizar a un tubo de prueba o copa de precipitación. Dejar sedimentar por 15 minutos y luego eliminar las 2/3 partes del sobrenadante. - Resuspender el sedimento con solución de detergente, dejar sedimentar y eliminar el sobrenadante. - Agregar al sedimento 2 - 3 gotas de lugol y verterlo en una placa de Petri y observar a 30X y 100X. - El resultado se puede expresar en Nº de huevos/g de heces. EVALÚE SUS CONOCIMIENTOS Inferir, analizar, identificar y explicar

1. En un centro de producción piscícola, algunos peces empezaron a presentar intranquilidad y movimientos muy rápidos, otros un incremento en la producción cuticular, aletas deshilachadas, quebradizas y, a veces, hemorragias. Las lesiones en las branquias dieron lugar a zonas de necrosis lo que facilitó las invasiones secundarias por bacterias,focal, hongos o ambos. Los exámenes microscópicos reportaron la forma adulta siguiente:


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a) ¿A qué parásito corresponde el caso? _____________________________________________ b) ¿Cuál es el ciclo biológico del parásito mostrado? _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ c) ¿Cómo se denomina la parasitosis y qué factores epidemiológicos contribuyeron para adquirir la enfermedad? _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ d) ¿Qué técnica empleó para el diagnóstico de esta parasitosis?. _____________________________________________ _____________________________________________ 2. Cuando el hombre y algunos animales domésticos y salvajes ingieren cangrejos de río mal cocido o crudo, las metacercarias se desenquistan en el intestino, con una corta migración atraviesan la pared intestinal cayendo en la cavidad peritoneal, después pasan a través del diagrama de la cavidad pleural, para ir a colocarse en el parénquima pulmonar donde se desarrollan y alcanzan la madurez sexual. Los exámenes de laboratorio del esputo, mostraron huevos con un opérculo muy visible. a) ¿A qué parásito corresponden los huevos encontrados? b) _____________________________________________ ¿Cuál es el ciclo biológico del parásito? _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ c) ¿Cómo se denomina la parasitosis y qué factores epidemiológicos contribuyeron para adquirir la enfermedad? _____________________________________________ _____________________________________________ http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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_____________________________________________ _____________________________________________ d) ¿Qué técnica se empleó para el diagnóstico de esta infección. _____________________________________________ _____________________________________________ 3. Analizar la verdad (V) o falsedad (F) de las proposiciones siguientes: ( ) Fasciola hepatica es un parásito heteroxeno porque afecta a los rumiante, animales menores y al hombre. ( ) Fasciola hepatica presenta testículos preováricos. ( ) Fasciola es hepatica es uny colagofaga. parásito aberrante porque su alimentación hematófaga ( ) Fasciola hepatica afecta más a los porcinos que a los ovinos. 4. Identificar las formas evolutivas de F. hepatica que se muestran a continuación.


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5. Explicar las acciones de F. hepatica en sus hospedadores y la respuesta de éstos. _______________________________________________ _______________________________________________ _______________________________________________ _______________________________________________ _______________________________________________ _______________________________________________ _______________________________________________


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PRÁCTICA 09 EXAMEN DE VÍSCERAS 1. OBJETIVO

- Investigar y aislar parásitos en hígado y pulmón de ovinos y bovinos. 2. GENERALIDADES

Dicrocoelium dendriticum se conoce habitualmente como trematodo en lanceta de ovejas, cabras y vacas. Este parásito minúsculo, enmm forma de hojaEste mideparásito entre 6se y 10 mm de largo y entreplano 1,5 y y2,5 de ancho. encuentra en los conductos biliares y puede producir hiperplasia en el epitelio glandular de estos conductos. F. hepatica es un parásito del hígado de ovino, bovino y de otros rumiantes. Es el trematodo más importante en medicina veterinaria desde el punto de vista económico, debido a que produce degeneración hepática en su fase migrante, observada en el momento del sacrificio. Los trematodos adultos se encuentran en los conductos biliares del hígado y vesícula biliar, presentan un aspecto típico. Son aplanados y en forma de hoja, y miden 30 mm de longitud por 13 mm de ancho. Quiste hidatídico, pueden observarse en el hígado, pulmón, bazo, corazón y en cualquier otro órgano. Cuando estos quistes son pequeños, pueden ser detectados por palpación del órgano yeselnecesario corte respectivo lasquiste áreasessospechosas. Muchas conoceren si el fértil o no. Para conocerveces ello, se extrae líquido hidatídico o también se realiza un raspado de la capa germinativa y mediante un preparado en fresco se observa al microscopio. Un quiste se considera fértil si en él existen escólices con ventosas y corona de ganchos. Thysanosoma actiniodes es el cestodo festonado que se encuentra en el conducto colédoco y erráticamente en el intestino delgado de los rumiantes. Los cestodos adultos miden de 15 a 30 cm por 8 mm, los proglótidos son muy cortos; sin http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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embargo, poseen una característica única; unos festones muy prominentes situados en la parte posterior de cada proglótido. 3. MATERIAL Y MÉTODO 3.1.MATERIAL

- vísceras: hígado y pulmón - equipo de disección, fuentes y guantes de látex 3.2.MÉTODO

- Realizar cortes longitudinales de los conductos biliares y tambiéneldelhígado conducto en el caso dede Thysanosoma. - Cortar en colédoco trozos transversales 5 a 6 mm y colocarlos en 500 ml de solución salina fisiológica (37 - 38 ºC), para colectar formas juveniles de F. hepatica .


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PRÁCTICA 10 CESTODOS PARÁSITOS DE LOS RUMIANTES Y DEL HOMBRE 1. OBJETIVO

- Identificar cestodos parásitos de los rumiantes y del hombre. 2. GENERALIDADES

Los miembros del phylum Platyhelminthes, clase Cestoda, suelen denominarse cestodos o gusanos planos. Generalmente, su cuerpo es largo, segmentado y aplanado, y tiene forma de cinta. Las especies de Moniezia están constituidas por cestodos largos (hasta 6 m) que parasitan el intestino delgado del ganado bovino, ovino y caprino. Son gusanos planos grandes, que pueden llegar a medir hasta 1,6 cm de ancho. El escólex de Moniezia está desprovisto de ganchos y de rostelo armado. Los diversos proglótidos son muy cortos y anchos. Cada uno de ellos contiene dos grupos de órganos genitales en la parte lateral con poros asociados. Estos cestodos producen huevos de forma cuadrangular o triangular característica. Existen dos especies M. benedeni y M. expansa . Los huevos de ambas especies poseen un aparato piriforme y pueden identificarse fácilmente mediante el método de flotación fecal. Los huevos de M. expansa tienen forma triangular o piramidal y su diámetro mide entre 56 y 67 µm. Los huevos de M. benedeni tienen forma cuadrada o cúbica y miden alrededor de 75 µm de diámetro (Fig. 6).


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Fig. 6. Proglótidos maduros y huevos de Moniezia .

Thysanosoma actiniodes es el cestodo festonado que se encuentra en el conducto colédoco y erráticamente en el intestino delgado de los rumiantes. Los cestodos adultos miden de 15 a 30 cmson por 8muy mm. Al igual que la especie poseen Moniezia ,una los proglótidos cortos; sinenembargo, característica única; unos festones muy prominentes situados en la parte posterior de cada proglótido. Los huevos de este cestodo se eliminan en paquetes de 6 a 12 huevos, cada uno de los cuales mide 19 por 27 µm. Metacestodos

- Cysticercus bovis , es un cisticerco o verme vesiculoso, estadio larvario de Taenia saginata . En el ganado vacuno, esta infección se conoce como cisticercosis bovina. Estos metacestodos infecciosos se localizan en la musculatura (esquelética y cardiaca) del ganado vacuno. - Cysticercus cellulosae , fase larvaria de Taenia solium tiene como hospedadores intermediarios a los cerdos. La infección se denomina cisticercosis porcina. Estos metacestodos se localizan en la musculatura esquelética y cardiaca, así como en el encéfalo. - El metacestodo de Taenia pisiformis, T. hydatigena y T. ovis http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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corresponde a Cysticercus pisiformis, C. tenuicollis y C. ovis , respectivamente, el cual puede encontrarse en el interior de los hospedadores intermediarios (conejos y rumiantes). - Coenurus cerebralis , fase larvaria de Multiceps multiceps , tiene como hospedadores intermediarios a los ovinos. Está formado por una gran vesícula única, con diversos escólex invaginados en su pared interna. Los cenuros se encuentran en el interior de los tejidos de los hospedadores intermediarios. Por cada cenuro que ingiere el perro, se desarrollan diversas tenias adultas; una por cada escólex invaginado ingerido. - El quiste hidatídico, forma larvaria de Echinococcus granulosus , se desarrolla con mayor frecuencia en hígado y pulmones de los hospedadores intermediarios. Se le conoce vulgarmente como “bolsa de agua”, “machu tallu”, “sonco bola”, tallu quipu”, “Q' ochoa” y “cáncer blanco”. 3. MATERIAL Y MÉTODO 3.1. MATERIAL

-

material coloreado y conservado en formol al 10% placas de Petri y fuentes láminas portaobjetos y laminillas cubreobjetos hilo pabilo, jeringa desechable y aguja Nº 16 microscopio compuesto

3.2. MÉTODO Echinococcus granulosus

- Observar el escólex globular, provisto de cuatro ventosas ovoides y un rostro prominente con una doble corona de ganchos. El cuello es delgado y corto. El estróbilo es monozoico, está compuesto de tres proglótidos. El primero, inmaduro, está cerca del cuello; el segundo, maduro, es más largo que ancho y muestra bien desarrollados los dos aparatos genitales masculino y femenino y el tercero, grávido, mide unos 2 mm, es decir, la mitad del largo total del parásito. El útero repleto de huevos, se enrollan en espiral con cortas ramificaciones y al distenderse sus paredes puede http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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estallar y dejar escapar los huevos antes o después de desprenderse el proglótido grávido. - Para la observación de la arenilla hidatídica, extraer líquido vesicular con una jeringa desechable y aguja hipodérmica Nº 16, dejar sedimentar y examinar en microscopio a 100X y 400X. Moniezia expansa

- Colocar proglótidos de este cestodo entre dos láminas, presionar y observar su tamaño y ancho e identificar algunas características diferenciales por transparencia. Asimismo, en espécimenes coloreados observar que el escólex está provisto de ventosas prominentes, - En un proglótido maduro observar sin los ganchos. dos grupos de órganos reproductores; los ovarios y las glándulas vitelógenas forman un anillo en torno a cada par. Los testículos ocupan los espacios centrales del proglótido o hacia los lados. El borde posterior de cada proglótido tiene una serie de glándulas interproglotidiales formadas por pequeños puntos en forma continua. - En un proglótido grávido de M. expansa , observar el útero sacciforme repleto de huevos. También observar que estos huevos son de forma triangular en cuyo centro contienen un aparato piriforme bien desarrollado con una larva hexacanto. Thysanosoma actin iodes

- Examinar especímenes de T. actinioides fijados en formol, y observar el grosor de los proglótidos, en los que se aprecia la apariencia En voluminosas, especímenes observar quefestoneada. las ventosas son concoloreados un reborde posterior triangular característico. - En un proglótido maduro observar los dos grupos de órganos genitales, los ovarios, la vagina, el conducto deferente y el saco del cirro. El útero se observa como un tubo transversal en la parte anterior del proglótido y los testículos en la parte posterior. Carece de glándulas vitelógenas y de ootipo. En el proglótido grávido el útero forma órganos parauterinos y ocupa casi toda esta estructura.


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EVALÚE SUS CONOCIMIENTOS Inferir, analizar y explicar

1. Escribir el nombre científico y el tipo de estróbilo de los parásitos mostrados a continuación.

2. En una explotación ovina, se observa que algunos animales presentan cisticercos en la lengua y otros en los que se practicó la inspección post mortem, presentaron a estas formas larvarias en el diafragma, corazón y en los músculos del cuello; además de los que se observaron en la lengua. En tanto que, en otros animales se observaron a estos metacestodos en localizaciones como el hígado, pulmón, riñón, esófago, pared abdominal y cerebro. a) ¿A qué parásito corresponde el caso? _____________________________________________ b) ¿Cuál es su ciclo biológico del cestodo? explicar mediante un esquema. _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________


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c) ¿Quienes son los hospedadores definitivos e intermediarios y qué factores epidemiológicos contribuyeron para adquirir la enfermedad? _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ d) ¿Qué métodos permitirían hacer el diagnóstico de esta infección? _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ 3. Analizar la verdad (V) o falsedad (F) de las proposiciones siguientes: ( ) Thysanosoma actiniodes es un parásito eurixeno porque afecta a los rumiante, animales menores y al hombre. ( ) Echinococcus granulosus presenta estróbilo monozoico porque tiene un solo tipo de proglótidos. ( ) Moniezia expansa es un heteroxeno por presentar alternancia de generaciones. ( ) Cysticercus cellulosae afecta más a los porcinos que a los ovinos. 4. Explicar el establecimiento en el hospedador del metacestodo de Echinococcus granulosus . _______________________________________________ _______________________________________________ _______________________________________________ _______________________________________________ _______________________________________________ _______________________________________________ _______________________________________________


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PRÁCTICA 11 NEMATODOS PARÁSITOS DEL SISTEMA DIGESTIVO DE LOS PORCINOS, RUMIANTES Y EQUINOS 1. OBJETIVO

- Identificar nematodos parásitos del sistema digestivo de los porcinos, rumiantes y equinos. 2. GENERALIDADES

Los nematodos que infectan el tracto gastrointestinal de porcinos y rumiantes pertenecen a varias especies. Hyostrongylus rubidus , conocido como gusano gástrico porcino, muestra en la cutícula estrías transversales y longitudinales, más una dilatación cefálica, seguida de un leve estrangulamiento. El macho mide 4 – 7 mm por 86 – 100 µm, tienen un par de papilas prebursales, dos espículas iguales, un gubernáculo y una membrana bursal accesoria. El lóbulo dorsal de la bolsa copuladora es poco desarrollado. Las hembras tienen 5 – 11 mm por 1 mm, con la vulva situada en el último quinto corporal. Ascaris suum , es un nematodo de considerable tamaño; los machos miden 15 – 25 cm x 3 – 4 mm y las hembras 20 – 40 cm x 5 – 6 mm; son de color blancoamarillento a rojo pálido, y se localizan en el intestino delgado. Gongylonema habitalosencerdos el esófago de ovejas, cabras, vacas y, pulchrum en ocasiones, y caballos. Este parásito se encuentra embebido en la submucosa o en la mucosa de esófago y posee un aspecto típico, dispuesto en zigzag. Sus huevos miden 50-70 por 25 a 37 µm. Los tricostrongílidos comprenden diversos géneros de nematodos del interior del abomaso y del intestino delgado y grueso de los rumiantes. Los géneros que pueden clasificarse como productores de huevos de tipo tricostrongílidos o estróngilo son las especies: Bunostomum, Chavertia, http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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Cooperia, Haemonchus, Oesophagostomum, Ostertagia, y Trichostrongylus . Estos siete géneros producen huevos ovalados de cubierta delgada; los cuales contiene una mórula con 4 células o más, y miden entre 70 y 120 µm de longitud. Algunos de estos huevos pueden identificarse; sin embargo, la identificación suele ser difícil, debido a que las infecciones mixtas son muy frecuentes. Respecto a la identificación de los huevos característicos, debe registrarse como huevos tipo tricostrongílidos o estrongilo. La identificación del género y especie suele realizarse mediante cultivo e identificación de larvas. Los huevos deestróngilo; las especies Nematodirus y Marshallagia también son tipo sinde embargo, los huevos de estos nematodos son mucho más grandes que los de los géneros mencionados en el párrafo anterior y son los más grandes de la superfamilia Trichostrongyloidea. Mediante el método de flotación fecal, se observa los huevos de la especie Nematodirus , que miden 150 - 230 por 80 - 100 µm; poseen extremos afilados y una mórula con 4 a 8 células. Los huevos de la especie Marshallagia también son grandes; miden 1 560 - 200 por 75 - 100 µm, poseen lados paralelos, un extremo redondeado y contiene una mórula de 16 a 32 células. Strongyloides papillosus es el nematodo intestinal del ganado vacuno. Estos nematodos se caracterizan porque tan sólo una hembra partenogenética es parásita en el hospedador bovino. No existen parásitos machos de este nematodo. La hembra produce huevos larvados, que miden 40-60 por 20 - 25 µm. Estos huevos suelen obtenerse mediante el método de flotación de heces recientes. Trichuris ovis suele denominarse verme látigo, infecta el ciego y el colon de los rumiantes. Los huevos de este parásito se describen como trichineloides o trichuroideos y poseen una gruesa cubierta simétrica de color marrón amarillento, con tapones en ambos extremos. Los huevos liberados no están embrionados y miden 50 - 60 por 21 - 25 µm.


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3. MATERIAL Y MÉTODO 3.1 MATERIAL

- material coloreado y conservado en formol al 10% - placas de Petri y láminas portaobjetos - microscopio compuesto 3.2 MÉTODO Ascaris suum

- Observar que la cubierta externa es quitinosa y resistente, con estrías transversales y dos bandas laterales en toda su longitud. - Los adultos presentan en la parte anterior una abertura bucal rodeada por tres labios grandes; dos ventrolaterales y un dorsal, provistos de papilas y bordes denticulados. - La extremidad caudal del macho está incurvada y posee dos espículas fuertes de 2 mm de largo y varias papilas pre y postcloacales. La hembra termina en forma recta y cónica. La abertura vulvar se encuentra en el tercio anterior y medio del cuerpo. - Observar que la cloaca es subterminal, de donde emergen dos espículas. Toxocara canis

- Reconocer los adultos macho y hembra por examen macroscópico de la extremidad posterior de especímenes fijados. Eldigitiforme macho termina sin bolsa copulatriz con apéndice y con incurvado dos espículas ligeramente iguales y aladas. - Al examen microscópico de la extremidad anterior, observar la boca poco desarrollada con 3 labios, y a los lados, 2 dilataciones cuticulares a manera de aletas. Chabertia ovi na

- Examinar especímenes machos y hembras de C. ovina determinar las dimensiones y observe que la extremidad http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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anterior está ligeramente incurvada. - Al examen microscópico, observar que la curvatura de la extremidad anterior es ventral. Así como, la cápsula bucal que es grande y globosa, estando la abertura rodeada de doble fila de finos elementos. - En el tercio anterior de la región esofágica, observar la presencia de un surco cervical ventral, delante del cual se logra observar una dilatación cuticular que presenta la vesícula cefálica

A._______________

B._______________

Oesophagostomum columbianum

- Examinar especímenes fijados en alcohol glicerinado y observar que el macho mide 12 a 16 mm. y la hembra 15 a 21 mm. - Al examen microscópico, observar la presencia de una cápsula bucal corta, cilíndrica o anular, con dos coronas foliáceas; la externa con menor número de elementos que la interna. Así como, la presencia de un surco cervical delante del cual se encuentra la vesícula cefálica poco desarrollada y detrás se por notadosgrandes cervicales están perforadas papilas aletas cervicales situadas que detrás del surco cervical. En la extremidad posterior de la hembra observar que la vulva desemboca en una protuberancia arriñonada. Oesophagosto mum venulosum

- Esta especie posee dimensiones parecidas a O. columbianum , de modo que su diferenciación morfológica se hará microscópicamente. http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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- En la extremidad anterior observar la vesícula cefálica dilatada, no tiene aletas cervicales y las papilas cervicales se encuentran situadas detrás de la terminación del esófago.

Bunostomum trigonocephalum

- Observar especímenes fijados y notar que el macho mide 12 a 17 mm y la hembra 19 a 26 mm de longitud. - Microscópicamente, observar que la cápsula bucal se abre anterodorsalmente, presentando en su extremidad anterior dos láminas quitinosas y en su base, un diente dorsal grande y dos subventrales pequeñas. - En la lancetas extremidad posterior del macho, observar la presencia de una bolsa copulatriz asimétrica debido a la posición del lóbulo dorsal y sus costillas. Las espículas son delgadas y aladas. Haemonchus

- Examinar especímenes de Haemonchus y determinar las dimensiones de cada sexo. - Al examen microscópico, observar la presencia de una cavidad bucal pequeña con un diente inclinado y dos papilas cervicales grandes. - En la extremidad posterior del macho, observar que la bolsa copulatriz es bien desarrollada, con dos grandes lóbulos laterales y un pequeño lóbulo dorsal asimétrico con espículas en forma de “Y”. Gubernáculo presente. - En la hembra, observar que layvulva se encuentra situada en la parte posterior del cuerpo recubierta de un apéndice o reborde vulvar característico. http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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Nematodirus

- Examinar especímenes machos y hembras de Nematodirus y trate de determinar las dimensiones de cada uno según el sexo. - En los especímenes hembras, observar que la parte anterior es más delgada que la posterior. - En el microcopio, observar que en la extremidad anterior existe una dilatación cuticular que forma una especie de vesícula cefálica con estriaciones transversales; a lo largo de todo el cuerpo posee líneas longitudinales y carece de papilas cervicales. La extremidad posterior del macho presenta la bolsa copulatriz amplia con dos grandes lóbulos laterales y un lóbulo dividido dos ramas una de las se adhieredorsal a un lóbuloenlateral. Lascada espículas soncuales largas, filiformes y unidas en su extremidad distal por una membrana de diferente forma de acuerdo a la especie. Carecen de gubernáculo. La extremidad posterior de la hembra suele terminar en forma de cono truncado con una espina. La vulva se ubica en el tercio posterior. Trichuris

- Examinar especímenes machos y hembras de Trichuris y determinar la longitud de cada uno. Observar que la porción anterior es más delgada y larga que la porción posterior. - Al examen microscópico, notar que la porción delgada está ocupada por la región esofágica, formada por una sola hilera de células y la porción posterior gruesa, contiene los órganos reproductores y el intestino. Observar que la vulva se encuentra a laobservar altura delque límite entre el esófago el intestino. - En el macho, el extremo posterioryes incurvado. No tiene bolsa copulatriz. Posee una sola espícula larga cubierta por una vaina espinosa susceptible de evaginarse. En la hembra, la vulva se encuentra donde inicia el ensanchamiento del cuerpo. Oxyuris equi

- El macho mide de 9 a 12 mm y la hembra de 4 a 15 cm; el cuerpo es más ancho en los dos tercios anteriores. http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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- A la observación microscópica, la extremidad anterior presenta tres labios grandes que rodean la boca. El esófago es musculoso con un estrechamiento medio y un bulbo posterior bien pronunciado. La extremidad posterior del macho es truncada, teniendo dos aletas caudales, sostenidas pos las papilas subventrales, y una aleta dorsal situada detrás del cono genital sostenida por las papilas dorsales. Posee una sola espícula delgada. - En la hembra, la vulva está situada en el cuarto anterior del cuerpo. En las hembras grávidas la extremidad caudal es extremadamente larga y delgada, y podría ser 5 veces más larga que en la parte anterior voluminosa. Strongylus equinus

- Examinar especímenes de S. equinus fijados en alcohol glicerinado y observar que el macho mide de 25 a 35 mm. y la hembra de 38 a 47 mm. Se localizan en el intestino grueso de equinos. - A la observación microscópica presenta una gran cápsula bucal, es más estrecha que el resto del cuerpo, rodeada anteriormente por coronas foliáceas de elementos. En la base de esta cápsula notar la presencia de tres dientes, uno dorsal bífido de bordes agudos y dos pequeños de posición subventral. La extremidad posterior del macho tiene dos espículas delgadas y simétricas. Strongylu s edentatus

- A la observación macroscópica, es muy parecido al S. equinus , diferenciándose por la cápsula bucal que es más ancha que el resto del cuerpo. - Al examen microscópico, carece de dientes en la base de la cápsula bucal.


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EVALÚE SUS CONOCIMIENTOS Inferir, analizar, identificar y explicar

1. Observar y escribir el nombre científico (N. C) y las estructuras que indican las flechas.

N. C: _____________ __________________

N C:______________ __________________

2. En las explotaciones bovinas bajo condiciones de pastoreo, las infecciones usualmente observadas son las producidas por los nematodos, dando lugar a consecuencias como: - Disminución del apetito: las causas de éste efecto varían entre dolor local, tránsito digestivo y nivelesy aumentados de reducción hormonasdel digestivas como gastrina colecistoquinina. - Alteración de la digestibilidad del alimento: las profundas modificaciones producidas a nivel estructural y funcional del aparato digestivo, afectan la digestibilidad de los alimentos y el metabolismo del calcio, fósforo, agua y balance electrolito. a) ¿A qué parásitos corresponde el párrafo? _____________________________________________ b) ¿Cuál es su ciclo biológico del nematodo que se localiza habitualmente en el abomaso? _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________


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c) ¿Cómo se denomina la parasitosis y qué factores epidemiológicos contribuyen para la presentación de la enfermedad? _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ d) ¿Qué medidas profilácticas recomendaría? _____________________________________________ _____________________________________________ 3. Escribir el nombre científico del nematodo que tiene como una de sus formas evolutivas, al huevo que se muestra en la siguiente microfotografía.

N. C: _____________

4. Identificar losbovinos nematodos de neumonías verminosas en y ovinos,causantes respectivamente: a) Haemonchus contortus b) Metastrongylus apri c) Dictyocaulus filaria d) Dictyocaulus viviparus e) Chavertia ovina 6. Identificar los parásitos causantes de triquinosis en porcinos y bronquitis verminosa en caprinos, respectivamente: a) Dictyocaulus filaria b) Necator americanus c) Trichinella spiralis d) Dictyocaulus viviparus e) Metastrongylus apri


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PRÁCTICA 12 RECUENTO DE HUEVOS E IDENTIFICACION DE LARVAS DE TERCER ESTADIO DE NEMATODOS GASTROINTESTINALES 1. OBJETIVO

- Calcular el número de huevos por gramo de heces mediante el método de McMaster modificado. - Identificar nematodos gastrointestinales mediante el método de Corticelli y Lai. 2. GENERALIDADES

El método de McMaster permite conocer el número de huevos de nematodos gastrointestinales eliminados con las heces de los animales. Si bien, mediante especulaciones teóricas, se podría conocer la carga de parásitos que presenta un animal, en la práctica no existe una correlación entre los vermes presentes en el hospedador y el nivel de oviposición. Varios son los factores que determinan que los recuentos se interpreten con precaución, sobre todo cuando se utiliza este método como herramienta de diagnóstico, ya que los mismos influyen directa e indirectamente sobre el resultado final del recuento. Actualmente, se dispone de técnicas de diagnóstico que pueden utilizarse en animales vivos o que condicionan su sacrificio. A) condicionan el sacrificio deylos animales - Técnicas Conteo deque parásitos en el tubo digestivo pulmón - Recuperación de formas inmaduras de parásitos. B) Técnicas que no condicionan el sacrificio de los animales - Conteo de huevos por gramo de materia fecal (hpg) - Coprocultivo para la determinación de los géneros actuantes - Estimulación de la infectividad de la pastura - Medición de las diferencias de engorde.


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3. MATERIAL Y MÉTODO 3.1 MATERIAL

- materia fecal de ovinos - solución saturada de cloruro de sodio o solución saturada de azúcar - lugol parasitológico - mortero, colador, probeta y vaso de precipitación - matraz y gotero - cámara de McMaster - láminas portaobjetos y laminillas cubreobjetos - placas de Petri de 10 y 15 cm de diámetro - microscopio compuesto 3.2 MÉTODO Técnica de McMaster. Este método se utiliza para conocer la cantidad de huevos presentes en un gramo de materia fecal. - Colocar en un tubo 2 g de heces y agregar 28 ml de solución saturada de cloruro de sodio. - Colocar en el mortero y triturar bien, si las heces tienen formas de “pellets” y requieren desmenuzarse. Si las heces son pastosas, será suficiente cualquier recipiente y una bagueta para desmenuzarlas. - Filtrar la suspensión y recoger en el mismo tubo. - Homogenizar muy bien y retirar con el gotero del medio del tubo para cargar la primera celda de la cámara de Mc Master (Fig. 7). -- Homogenizar la segunda celda. Dejar reposar nuevamente la cámara de y2cargar a 3 minutos para que los huevos y/o quistes floten y se ubiquen en la cara inferior de la lámina superior de la cámara. - Observar a menor aumento y contar los huevos y/o quistes, ubicados dentro del recuadro de lectura, presentes en cada celda.


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Fig. 7. Esquema de la cámara de McMaster (Gordon y Whitlock, 1939).

Interpretación

Si en 30 ml había 2 g de heces, entonces en 15 ml habrá 1 g. Si de los 15 ml se usa solamente 0,15 ml, que es el volumen de cada área de lectura de la cámara de McMaster; se estará utilizando la centésima multiplicación será 100. parte de 15 ml; luego el factor de Cálculo

Nº dehuevos enC1+ Nº dehuevos en C2

Nº de huevos/g de heces =

x 100 2

Donde: C1 = celda 1; C2 = celda 2 Cultivo de larvas El coprocultivo se fundamenta en permitir el desarrollo de los huevos hasta larvas de tercer estadio las cuales poseen características morfológicas que sirven para identificar a los distintos géneros actuantes e inclusive a las especies, en algunos casos. Esto es de gran valor teniendo en cuenta la diferente patogenicidad de los géneros y su desigual sensibilidad frente a la acción dediversos los distintos antihelmínticos. Técnica de Corticelli y Lai

- Colocar la materia fecal dentro de la placa de Petri pequeña y luego colocar ésta en la placa grande. - En la placa de 15 cm, agregar agua hasta una altura de 1 cm aproximadamente. - Dejar la placa chica destapada y tapar la placa grande (Fig. 8). http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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Fig. 8. Esquema del coprocultivo para la obtención de larvas de tercer estadio de nematodos gastrointestinales (Custodio, 2000).

- Incubar la muestra fecal en una placa de Petri, en cámara oscura a 25 ºC durante 8 días, o a 15 ºC durante 12 días. - Destapar el cultivo durante 1 a 2 horas diariamente para airearlo. - Invertir la caja chica (con el cultivo) dentro del agua de la caja grande. - Dejar en esta posición de 12 a 24 horas para que las larvas migren al agua. - Recuperar el agua con las larvas y concentrar el material por decantación obteniendo un sedimento no mayory/o de 2centrifugación, ml. - Homogenizar el producto del cultivo mediante una pipeta o gotero. - Obtener una muestra del mismo, agregar una pequeña gota de lugol parasitológico y observar a menor y mayor aumento. Identificación de las larvas de tercer estadio (L-3)

- Evaluar el material obtenido y añadir una gota de lugol para inmovilizar a las L-3. - Observar sus características morfológicas para diferenciarlas de L-1 y L-2 y de los nematodos de vida libre. - Diferenciar entre ellas las L-3 desarrolladas; para lo cual se tiene en cuenta la estructura del extremo anterior, el número de células intestinales, la forma del extremo posterior de la el larva (cola larval) la distancia entre anopropiamente y la punta de dicha la vaina larval (colayde la vaina larval) (Fig. 9). http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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- Contar el total de larvas, si el cultivo fuese pobre, ó 200 si es abundante. - Establecer el porcentaje para cada género o especie hallados (Fig. 10) y el mismo se relaciona con la cantidad total de huevos obtenidos en el recuento (excluyendo los de Nematodirus, Strongyloides papillosus y Trichuris ).

Fig. 9. Esquema de larvas de primer, segundo y tercer estadio de nematodos gastrointestinales (Nuñez, 1987).

Fig. 10. Esquema de larvas de tercer estadio de nematodos gastrointestinales (Nuñez, 1987). http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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1. Terneros de 2 meses que habían comenzado con intensa diarrea a fines de invierno y comienzos de primavera, presentaron enflaquecimiento progresivo y mal aspecto general, con el pelo opaco. Las heces eran líquidas, verdosas, luego oscuras, fétidas e irritantes. Los terneros caminaban con el dorso encorvado y sus mucosas aparecían pálidas, debido a la anemia intensa. El diagnóstico de laboratorio informó: - Recuento de huevos, según el método de McMaster modificado: 2 000 huevos por gramo de heces; tal como se muestra en la microfotografía. De los cuales, 320 correspondieron a Nematodirus (60), Strongyloides papillosus (230) y Trichuris (30).

- Cultivo de larvas, según el método de Corticelli y Lai (porcentaje de cada género): Haemonchus (60%), Cooperia (5%), Trichostrongylus (10%), Ostertagia (10%) y Oesophagostomum (15%). a) ¿Calcular el número de huevos no identificables? _____________________________________________


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b) ¿Calcular el número de huevos eliminados por cada especie de nematodo encontrado? _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ c) ¿Por qué es necesario conocer el número y tipo de nematodos? ¿Qué parámetros debe tenerse en cuenta para hacer la interpretación de los resultados? _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________


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PRÁCTICA 13 NEMATODOS PARÁSITOS DEL SISTEMA RESPIRATORIO DE LOS RUMIANTES 1. OBJETIVOS

- Identificar nematodos que parasitan el sistema respiratorio de los rumiantes. - Ejecutar el método de Baermann para aislar larvas de primer estadio. 2. GENERALIDADES

En los rumiantes, la dicticulosis está ocasionada por diferentes especies del género Dictyocaulus . Las especies de este género son vermes pulmonares que afectan al ganado vacuno (D. viviparus ), ovino y caprino (D. filaria ). Los parásitos adultos se encuentran en los bronquios de los hospedadores infectados. El período prepatente varía según la especie, aunque, por lo general es de 28 días. Habitualmente, los huevos son expulsados con la tos, se degluten y eclosionan en el intestino y producen larvas que pueden obtenerse a partir de las heces. Las larvas de D. filaria poseen gránulos alimentarios marrones en sus células intestinales, presentan una cola roma y una prominencia cuticular anterior. Estas larvas miden entre 550 y 580 µm de longitud. Las larvas de D. viviparus también poseen gránulos alimentarios marrones en sus células intestinales, pero su cola es recta. Su longitud es de 300 a 360 µm, pero no poseen prominencia cuticular anterior. Existen otras especies de menor importancia que pertenecen a la subfamilia Protostrongylinae denominadas lombrices pulmonares pequeñas que ataca a ovejas y cabras.


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3. MATERIAL Y MÉTODO 3.1. MATERIAL

-

materia fecal de rumiantes colorante azul de metileno, lugol parasitológico placa de Petri, aparato de Baermann gasa, hilo pabilo y microscopio compuesto

3.2. METODO

Dictyocaulus filaria - que Examine especimenes alcohol 5glicerinado y note el macho mide 3 a fijados 8 cm y en la hembra a 11 cm, siendo relativamente delgados. - Al examen microscópico, en la extremidad anterior observe la boca rodeada de cuatro pequeños labios, la cápsula bucal es muy pequeña. En la extremidad posterior del macho observe la bolsa copulatriz y las dos espículas gruesas de color marrón oscuro, dando el aspecto de calcetín (Fig. 11). - Observe huevos de D. filaria y note que son grandes y contienen una larva completamente formada.

Fig. 11. Esquema del extremo posterior de un nematodo del Orden Strongylida.

Técnica de Baermann

- Preparar el sistema de Baerman. El embudo se llena con agua templada y sobre ésta se deposita la muestra (sobre gasa y tamiz) de manera que se produzca un contacto suave http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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entre las heces y el agua. Las larvas son muy activas y penetran por hidrotropismo positivo, migrando de las heces y sedimentándose en el fondo del tubo de goma conectado al embudo. - Obtener el sedimento luego de 3 a 6 horas (tiempo máximo necesario de 24 horas) y depositar sobre un vidrio de reloj. Examinar al estereomicroscopio. - Recoger algunas larvas con una pipeta y depositarlas entre porta y cubreobjetos, y examinar al microscopio. - Añadir una o dos gotas de lugol a la muestra, para hacer más fácil su identificación.


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PRÁCTICA 14 ARTROPODOS PARÁSITOS DE ANIMALES DOMÉSTICOS Y DEL HOMBRE 1. OBJETIVOS

- Identificar artrópodos que infectan e infestan a los animales domésticos. - Diagnosticar mediante técnicas parasitológicos la sarna sarcóptica y psoróptica. 2. GENERALIDADES

Los artrópodos del phylum Arthropoda, son importantes en parasitología animal, por varias razones: 1. Constituyen agentes causales de enfermedades en los animales domésticos y salvajes. 2. Sirven como hospedadores intermediarios de helmintos, nematodos y protozoos que infectan a los animales domésticos o salvajes. 3. Podrían ser vectores de bacterias, virus, espriroquetas, clamidias y otros patógenos que producen enfermedades en animales domésticos y salvajes, y en el hombre. 4. Producen venenos y sustancias de otra naturaleza que pueden ser tóxicas para los anteriores. CLASE INSECTA

El orden Diptera de los insectos es muy extenso y complejo. En su calidad de ectoparásitos, los dípteros provocan dos tipos de patología. Las formas adultas se alimentan intermitentemente de sangre, lágrimas y moco animales vertebrados; las larvassaliva, pueden desarrollarse en de el tejido subcutáneo u órganos internos del hospedador. Cuando el adulto visita de forma frecuente al hospedador vertebrado y se alimenta intermitentemente de su sangre, se denomina parásito periódico. Cuando la forma larvaria se desarrolla en los tejidos u órganos de vertebrados, provoca una enfermedad denominada miasis.


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Parásitos periódicos con hembras adultas hematófagas de vertebrados

Chrysops (mosca del ciervo) y Tabanus (mosca del caballo), son especies grandes (de hasta 3,5 cm de longitud), de cuerpo robusto y ancho, alas potentes y ojos grandes. Las moscas de estos géneros son las más grandes de los dípteros y solamente las hembras son hematófagas. Las moscas del caballo son mucho más grandes que la del ciervo. Parásitos periódicos con hembra y macho hematófagos de vertebrados

Stomoxys frecuentemente, calcitrans (mosca del doméstica establo), picadora. también denominada, mosca Tiene el tamaño aproximado de la mosca doméstica, pero en lugar de presentar un aparato bucal espongiforme, presenta una proboscis que se eleva hacia delante desde la cabeza. Generalmente ataca las patas y la zona ventral del abdomen, pero también puede atacar las orejas. Le gusta alimentarse de las puntas de las orejas de animales con orejas puntiagudas, como el pastor alemán. S. calcitrans también ataca al caballo, el hospedador preferido, y al ganado vacuno. La mosca se posa sobre el hospedador con la cabeza levantada, e introduce su probóscide, que atraviesa la piel y provoca sangrado. La mosca del establo permanece en el hospedador durante períodos cortos, durante los cuales obtiene su alimento. Se trata de unay mosca se encuentra al aire entrar libre, pero finales deu otoño duranteque épocas lluviosas puede en losa establos otros espacios cerrados. La mosca del establo es un vector mecánico del ántrax en el ganado y de la anemia equina infecciosa. Haematobia irritans (mosca de los cuernos), es una mosca de color oscuro, de aproximadamente 3 a 6 mm de longitud (la mitad que S. calcitrans ). También presenta una probóscide en forma de bayoneta, que se eleva hacia delante desde la cabeza.


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Cuando la temperatura es inferior a 20 ºC, esta mosca se agrupa alrededor de la base de los cuernos; de aquí su nombre. En los días soleados y calurosos, las moscas se agrupan en la zona ventral del abdomen del animal. La identificación se basa en el color oscuro y su tamaño. Melophagus ovinus es un díptero carente de alas. Su apariencia es extraña; es peluda, con aspecto de piel curtida, y mide de 4 a 7 mm de longitud. La cabeza es corta y ancha. El tórax es de color marrón y el abdomen es ancho y de color gris pardo. Las patas son fuertes y están equipadas con ganchos fuertes. La inspección cuidadosa del pelaje y la piel subyacente muestra la infestación por estos dípteros sin alas. La lana infestada presenta un color marrón oscuro, producido por las heces del insecto. Parásitos periódicos que se alimentan de moco, lágrimas y saliva

Musca autumnalis (mosca de la cara), se denomina así porque pulula alrededor de los ojos y del hocico del ganado. También puede encontrarse en la cruz, el cuello, la falda y los flancos. Se alimenta fundamentalmente de saliva, lágrimas y moco. En el microscopio, la cara de esta mosca es morfológicamente similar a la de la mosca doméstica. Estas dos especies pueden distinguirse únicamente por pequeñas diferencias en la posición de los ojos y el color del abdomen. Moscas causantes de miasis

Las larvas deyalosque dípteros pueden desempeñarenel el papel de ectoparásitos, pueden desarrollarse tejido subcutáneo de la piel de muchos animales domésticos. Cuando las larvas de los dípteros se desarrollan en los tejidos u órganos de hospedadores vertebrados producen una patología conocida como miasis. Según el grado de dependencia del hospedador, se diferencian dos tipos de miasis: Miasis facultativa, en la que la larva de la mosca es independiente, y miasis obligatoria. En la primera, las larvas que son normalmente independientes se adaptan, en calidad de http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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parásitos, a un hospedador. En la miasis obligatoria, las larvas de la mosca son completamente parásitos, es decir, dependen del hospedador durante el desarrollo del ciclo vital. Dicho de otra forma, sin el hospedador, el parásito obligatorio no puede sobrevivir. Larvas de dípteros que infestan la piel Miasis facultativas

Las larvas de dípteros capaces de producir una miasis facultativa en la piel son: Musca domestica , las especies Calliphora, Phaenicia, Lucilia y Phormia , las moscas botella, y la especie o mosca de lageneralmente, carne. Los estadios de estasSarcophaga moscas se asocian, con larvarios heridas cutáneas contaminadas con bacterias o con pelaje rizado contaminado por heces. El diagnóstico específico se realiza examinando la placa espiraliforme en el extremo posterior de la larva. Cada especie de larva presenta una placa diferente, como si se tratara de una huella digital. Cuando se ha llegado al diagnóstico de miasis facultativa, se debe descartar la posibilidad de una miasis obligatoria producida por Cochliomyia hominivorax . Miasis obligatorias

Estas miasis son producidas por las larvas del díptero C. hominivorax y especies de los géneros Cuterebra e Hypoderma . En la miasis obligatoria, la larva del díptero lleva una existencia parasitaria. C. hominivorax , es la mosca que invade heridas cutáneas recientes, no contaminadas, en los animales domésticos. La hembra puede poner varios miles de huevos durante su etapa adulta. Los huevos son de color crema y de aspecto elongado. Eclosionan en 24 horas. Las larvas entran en la herida, donde se alimentan 4 - 7 días antes de alcanzar la tercera etapa. Pueden tener una longitud de hasta 1,5 cm; en esta fase parece un barrenador, de ahí el nombre de “gusano barrenador”. La larva desarrollada cae al suelo, donde se convierte en la mosca http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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adulta. Las moscas adultas son brillantes, de color verdoso-azul y con una cabeza rojo-naranja; miden 8 - 15 mm de longitud. Las larvas se identifican, frecuentemente, por su forma de barrenador y por poseer dos tubos traqueales intensamente pigmentados en el borde dorsal del extremo caudal, en la tercera etapa larvaria. Cuterebra (reznos, cucas). La larva de este género infesta la piel de conejos, ardillas, ratones y, ocasionalmente, perro y gatos. En la segunda etapa, son como gusanos, de 5 - 10 mm de longitud, de color crema a gris; en esta fase las larvas a menudo están por finas espinas color negro. En lacon tercera etapa,cubiertas son grandes, robustas y de de color negro intenso, gran cantidad de espinas; miden hasta 3 cm de longitud. Las fases larvarias, generalmente, se encuentran localizadas en zonas subcutáneas edematosas y presentan una fístula que se comunica con el medio exterior. La larva respira por este poro. Las larvas se descubren en la piel durante la exploración física. Por lo general, se extirpan quirúrgicamente aumentado de tamaño el poro cutáneo y sacando la larva con una pinza. Debe tenerse cuidado de no aplastar la larva durante la extracción porque puede provocar una anafilaxia. Hypoderma (cuca del ganado). Existen dos especies de moscas Hypoderma cuyas larvas infestan el ganado vacuno. H. lineatum y H. bovis . La especie adulta de Hypoderma es similar a una abeja y está cubierta por pelos de color amarillo naranja. Las larvas maduras tienen una longitud de 25 - 30 mm, son de color crema a marrón y están por espinas Las lesiones queoscuro producen son cubiertas grandes quistes en el pequeñas. dorso, con un poro central para respirar. Larvas de dípteros que infectan el tracto respiratorio

Oestrus ovis (rezno nasal). Produce una miasis respiratoria en la oveja. Las formas adultas son moscas molestas, similares a las abejas y, como las especies de Hypoderma , bastante molestas para las ovejas. La hembra adulta penetra por los orificios nasales, donde deposita una larva pequeña en primera http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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etapa. Esta larva asciende hacia adentro, hasta llegar a las cavidades nasales y a los senos nasales de la oveja, lo que provoca frecuentemente una rinitis o sinusitis. La larva crece rápidamente y se transforma en un ejemplar de 3 cm, de color marrón oscuro, con grandes ganchos orales negros. Cuando se ha desarrollado completamente, sale por el orificio nasal y adquiere la forma de pupa en el suelo; el adulto emerge de la pupa. Mallophaga y Anoplura

Los piojos son los parásitos más prolíficos de los animales domésticos y los salvajes. Se dividen en dos órdenes: Mallophaga (piojos masticadores mordedores) Anoplura (piojos chupadores). Se trata o de insectos yaplanados dorsoventralmente, sin alas. Como todos los insectos, el cuerpo se divide en tres partes: 1. La cabeza con el aparato bucal y las antenas. 2. El tórax con tres pares de patas y la ausencia de alas. 3. El abdomen, donde se encuentran los órganos reproductores. En el diagnóstico, las diferentes partes corporales de los insectos y sus interrelaciones son importantes. Los miembros del orden Mallophaga son, generalmente, más pequeños que los del orden Anoplura. Estos artrópodos normalmente son de color amarillo y presentan una cabeza grande y redonda. El aparato bucal está compuesto por mandíbulas adaptadas para masticar o morder. De forma característica, la cabeza es más ancha que el tórax. En el tórax existen tres pares de patas, que pueden adaptarse para agarrarse o moverse con rapidez entre plumas y pelo. Pueden infestarse perros, gatos, ganado vacuno, ovino, cabras (Damaliniaaves, bovis, Goniocotes gallinae y Menacanthus stramineus , piojos masticadores del ganado vacuno y las aves). Los miembros del orden Anoplura son más grandes que los anteriores. Su color varía entre el rojo y el gris; ello depende, generalmente, de la cantidad de sangre del hospedador que ha ingerido. A diferencia de la macrocefalia del orden Mallophaga su cabeza es más estrecha que la zona más ancha del tórax. El aparato bucal es tipo cortante y está adaptado para chupar. Las patas tienen forma de garra o tenaza y están adaptadas para http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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sujetarse al pelo del hospedador. Es importante resaltar que, aunque se encuentran en muchas especies de animales domésticos, los piojos chupadores no parasitan a las aves ni a los gatos (Solenopotes capillatus, Haematopinus suis, Pedicinus obtusus y Linognathus setosus , piojos chupadores de las ovejas, cerdos, monos y perros, respectivamente). La infestación por piojos se denomina pediculosis. Los piojos chupadores pueden ingerir gran cantidad de sangre y provocar una anemia grave en un hospedador parasitado; puede acabar con la vida del animal, especialmente si se trata de ejemplares jóvenes. Un animal muy infestado puede albergar hasta un millón de piojos. El animal se vuelve más susceptible a otras enfermedades parásitos y puede sucumbir ante situaciones de estrés que, en ycondiciones normales, no resultan patológicas. En las situaciones de malnutrición y hacinamiento, generalmente, se observan infestaciones graves por piojos que dejan al animal anémico y consumido en muy poco tiempo. El examen cuidadoso del pelaje o las plumas del animal infestado revela fácilmente la presencia de piojos adultos y las liendres acompañantes. El peinado del pelo también es una buena forma de recoger piojos. Cuando se aíslan liendres o piojos, éstos deben recogerse con unas pinzas pequeñas y colocarse en una gota de parafina líquida en un portaobjetos y cubrir con una laminilla; el organismo se examinará a pequeño y mediano aumento. Piojos del cobayo

Gliricola porcelli y ovalis sony alos cobayo. Ambos pertenecen al Gyropus orden Mallophaga la piojos familiadel Gyropidae, caracterizados por presentar una garra o ninguna en el segundo y tercer par de patas G. porcelli mide 1 - 1,5 mm por 0,4 mm. G. ovalis , como su nombre indica, tiene un aspecto más ovalado que el anterior y mide 1 - 1,2 mm por 0,5 mm. La cabeza de G. ovalis es mucho más ancha que la de G. porcelli . Este último es más frecuente que el primero.


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Los piojos del cobayo pueden detectarse in vivo con la inspección cuidadosa del pelaje, a simple vista o con una lupa. Post mortem, puede ser útil cualquier método parecido al utilizado para detectar piojos en otras especies animales: se coloca una muestra de pellejo del animal muerto en una placa de Petri, bajo una fuente de calor leve, como puede ser una lámpara. En poco tiempo, a medida que el pellejo se enfría, los piojos emigran; se dirigen al calor de la luz, hacia la punta del pelo. En ese momento, puede observarse fácilmente, a simple vista o con una lupa. Piojos del conejo

Hemodipsus ventricosus no se encuentra con frecuencia en el conejo; sin embargo, su infestación es especialmente nociva. Es un piojo del orden Anoplura, con la cabeza más estrecha que el tórax. El aparato bucal está especialmente diseñado para chupar la sangre del hospedador. El adulto mide 1,2 - 2,5 mm y puede observarse in vivo mediante una inspección visual cuidadosa del pelaje del animal, sobre todo en el dorso y en los flancos. En el examen post mortem del animal se coloca pelos de éste en una placa de Petri y bajo una lámpara, para su examen microscópico o con una lupa. La forma adulta emigra, por efecto del calor, hacia el extremo del pelo. Las liendres ovales miden 0,5 - 0,7 mm de longitud y se observan enganchadas en la base del pelo, en el examen microscópico. Los signos clínicos de infestación por este piojo incluyen alopecia y pelaje rizado. Los piojos del conejo son ávidos hematófagos y podría presentarse anemia en los casos graves. Siphonaptera

Las pulgas son insectos no alados, de tamaño pequeño (4 - 9 mm de longitud), comprimidos lateralmente y con potentes patas retráctiles, que utilizan para saltar al hospedador. Las pulgas adultas presentan un aparato bucal adaptado para aguijonear, chupar la sangre del hospedador. Las formas adultas son siempre parasitarias y se alimentan tanto de mamíferos como de aves. Comparativamente, el perro y el gato son hospedadores de pocas especies de pulgas. http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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Ctenocephalides felis o pulga del gato es la más frecuente entre los perros y gatos. La pulga del perro o C. canis no es frecuente y aparece mucho menos en los perros que la pulga del gato. Cuando se sospecha una infestación por pulgas en el conejo doméstico, debe realizarse una exploración física completa de su pelaje, ya que las diferentes especies de pulgas prefieren diferentes zonas corporales. Cediopsylla simplex , o pulga común del conejo, se localiza alrededor de la cara y el cuello del animal. Odontopsylla multispinosus , o pulga gigante del conejo, se localiza sobre la región del origen de la cola. Echinophaga gallinacea o característico. pulga de la gallina. Estainserta pulga presenta un hábito alimentario La hembra su aparato bucal en la piel del hospedador y permanece de esta forma. En una primera inspección, estos insectos parecen garrapatas enganchadas, pero se trata de pulgas. El diagnóstico definitivo de la infestación por pulgas requiere la presencia del ejemplar adulto y/o sus residuos (suciedad, heces o cutícula). El detritus de la pulga puede utilizarse para el diagnóstico de infestación actual o reciente por pulgas. Éstas pueden recogerse fácilmente rociando al animal doméstico con un insecticida. Después de unos minutos, las pulgas muertas caen del animal. De forma alternativa, pueden recogerse las pulgas con un peine fino. Tunga penetrans , conocida comúnmente como nigua, carece de especificidad por el huésped; es decir afecta a todos los animales e inclusodel al ganado hombre.porcino. Sin embargo, tienepenetra preferencia por los ejemplares La hembra en la piel causando nodulaciones. Examinar microscópicamente especímenes adultos y observar que la forma de la cabeza es triangular, el tórax es pequeño y posee una estructura metatorácica denominada terguito metatorácico.


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CLASE ACARINA Subclase Acariformes

El orden Acariformes, comprende la familia Sarcoptidae, cuyos miembros excavan túneles dentro de la epidermis del hospedador definitivo. Las cuatro etapas del ciclo vital del ácaro tienen lugar dentro del hospedador. Hembra y macho copulan en la superficie cutánea. La hembra penetra en las capas queratinizadas de la piel y excava túneles a lo largo de la epidermis. Durante un período de 10 a 15 días, deposita entre 40 y 50 huevos dentro del túnel y muere. De los huevos salen larvas con tres patas en 3 a 10 días, que salen del túnel para deambular por superficie cutánea. Estas larvas la fase de ninfa con la ocho patas en pequeñas bolsas quemudan formana en la epidermis. Las ninfas se convierten en adultos sexualmente activos a los 12 - 17 días y el ciclo vital se inicia nuevamente. Sarcoptes scabie i, ocasiona la enfermedad denominada sarna sarcóptica o escabiosis. Esta sarna es extremadamente pruriginosa. En relación a la especificidad del hospedador de las especies de Sarcoptes , existen varios tipos que infestan a hospedadores específicos. Por ejemplo, S. scabiei variedad canis afecta solamente a perros, variedad suis a cerdos, variedad felis a gatos, variedad bovis al bovino y variedad equi a los equinos. Familia Psoroptidae

Los miembros de la familia Psoroptidae residen en la superficie cutánea o dentro del conducto auditivodeutoninfa externo. Elo ciclo vital de cinco etapas (huevo, larva, protoninfa, hembra púber y hembra adulta ovígera) transcurre enteramente en el hospedador. El macho y la hembra copulan en la superficie cutánea. La hembra produce entre 14 y 24 huevos de color blanco brillante y aspecto elíptico, que eclosionan al cabo de 1 a 3 días. Los ácaros de seis patas son pequeños, ovales, blandos y de color gris-marrón. Las ninfas de ocho patas son ligeramente mayores que las larvas. Las fases de larva y ninfa duran entre 7 y 10 días. El ciclo vital se completa en, aproximadamente 10 a 18 días. En condiciones favorables, los ácaros pueden vivir fuera http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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del hospedador durante 2 a 3 semanas, o incluso más tiempo. Psoroptes cuniculi aparece especialmente en el conducto auditivo externo del conejo. Estos ácaros no excavadores residen en la superficie de la piel y se alimentan del hospedador agujereando la epidermis para obtener líquidos tisulares. En el conducto auditivo externo del hospedador infestado se observa las típicas costras secas de suero coagulado. Los animales infectados mueven la cabeza y se rascan las orejas. Puede aislarse fácilmente el ácaro a partir del detritus de las lesiones en copos de maíz de la oreja. La hembra, de color marrón-blanco, es grande, con un tamaño de 409 - 749 por 351 - 499 µm; el macho mide 431 - 457 por 322 - 462 µm. Los ácaros muestran pedículos largos y articulados, con ventosas en el extremocaracterísticos, de algunas de las patas. El ano se encuentra en una hendidura terminal. P. ovis, P. bovis y P. equi son los ácaros que forman costras en los grandes animales; se encuentran en el ganado ovino, bovino y equino, respectivamente. Chorioptes equi, C. bovis, C. caprae y C. ovis son los ácaros de los pies y cola de los grandes animales, que afectan a caballos, bovinos, cabras y ovinos, respectivamente. Demodex , pertenece a la familia Demodecidae del orden Acariformes; ácaros son alargados, con patas muy cortas y rechonchas; los adultos y las ninfas poseen ocho patas, y las larvas seis. Los adultos miden, aproximadamente, 250 µm de longitud. Los huevos tienen forma de huso o presentan los extremos ácaros localizan enlaelmayoría folículo piloso y enestrechados. las glándulasEstos sebáceas delsehombre y de de animales domésticos. En muchas especies, los ácaros de este género se consideran fauna normal, no patógena de la piel. Estos ácaros son específicos del hospedador y no se transmiten de una especie a otra. La patología ocasionada por estos ácaros se denomina demodicosis. El ganado bovino y las cabras son afectados en forma no muy frecuente. En el ganado bovino, D. bovis provoca grandes nódulos o abscesos en los hombros, el tronco y las zonas http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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laterales del cuello. En las cabras, D. caprae aparecen en pequeñas lesiones nodulares o papulares en los hombros, el tronco y las zonas laterales del cuello. En raras ocasiones, D. ovis produce pústulas y costras alrededor de la corona, la nariz, el extremo de las orejas y las áreas periorbitales de la oveja. En los cerdos, D. phylloides raramente produce pústulas y nódulos en la cara, el abdomen y la zona ventral del cuello. En los caballos, D. equi aparece alrededor de la cara y los ojos; pocas veces produce enfermedad clínica. La demodicosis puede detectarse en el examen post mortem, mediante el estudio histopatológico de los cortes cutáneos. Subclase Parasitiformes Garrapatas argásidas importantes en veterinaria

Otobius megnini (garrapata espinosa de la oreja). Es una garrapata blanda, en la que solamente las fases de larva y ninfa son parásitos. La etapa adulta no lo es; vive al aire libre y se encuentra en el entorno del hospedador definitivo, generalmente en lugares protegidos y secos, como las grietas y bajo troncos. Las fases de larva y ninfa se alimentan de caballos, ganado bovino, ovino, cabras y perros. Al igual que la mayoría de garrapatas blandas, el aparato bucal no es visible desde la cara dorsal. La fase de ninfa tiene una forma similar a un violín, y es más ancha en la zona media. Esta cubierta por delgadas espinas que se proyectan hacia atrás; de aquí su nombre de espinosa. Las formas de larva y ninfa se encuentran, generalmente, dentro de las orejas del hospedador, por lo que también recibe el nombre de garrapata de la oreja. Argas persicus (garrapata de las gallinas). Es una garrapata blanda que afecta a gallinas y pavos. Son parásitos periódicos, que se esconden en grietas durante el día y son activos durante la noche; se alimentan intermitentemente del hospedador avícola. Los adultos miden 7 por 5 mm. En la fase no ingurgitada, son de color rojo-marrón, pero después de llenarse de sangre adquieren un color azul pizarra. Son garrapatas planas y con aspecto coriáceo, con el tegumento cubierto por pequeñas protuberancias. Carecen de escudo. El aparato bucal no es http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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visible cuando el ejemplar adulto se observa desde su cara dorsal. Estas garrapatas son peligrosas para las aves, especialmente durante la noche. La actividad que realizan las garrapatas para alimentarse puede producir una disminución en la puesta de huevos por parte de las aves, e incluso su supresión. Garrapatas ixódidas de importancia en veterinaria

Rhipicephalus sanguineus (garrapata parda del perro). Su nombre común se debe a que presenta un escudo de color rojomarrón y que se alimenta exclusivamente del perro. R.uniforme sanguineus también presentacasi como rasgo morfológico distintivo unas extensiones laterales en la base del capítulo (o cabeza), lo que le confiere una estructura marcadamente hexagonal. La hembra ingurgitada presenta, frecuentemente, un color gris pizarra. Las picaduras de esta garrapata pueden ser muy irritantes para el perro. En las infestaciones graves puede observarse una pérdida sanguínea importante. Esta garrapata también constituye un hospedador intermediario de Babesia canis , agente etiológico de la piroplasmosis canina. Amblyomma americanum (garrapata de la estrella solitaria). Su nombre común se debe a que presenta una mancha blanca característica en el borde posterior del escudo. Esta mancha es más visible en el macho que en la hembra. Es una garrapata de tres hospedadores; aparece con más frecuencia durante los meses de primavera y verano, parasitando la cabeza, el vientre y los flancos de los hospedadores. También se alimenta del hombre y se dice que su picadura es dolorosa. Puede provocar una anemia y se ha incriminado como vector de la fiebre maculosa de las montañas rocosas. Se diagnostica fácilmente por su mancha blanca en el escudo. Boophilus microplus . Garrapata de un solo hospedador. Esta http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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garrapata en la parte anterior del cuerpo presenta el capítulo, que está conformado por los quelíceros, palpos y el hipostoma. Los quelíceros terminan en un par de ganchos que sirven para cortar y perforar la piel. El hipostoma cumple función de fijación; se trata de una estructura conformada de dos piezas unidas entre sí (tienen dientes en hileras que varían en cantidad según el estado evolutivo). Los palpos, situados a los costados del hipostoma, tienen funciones táctiles determinando la resistencia de los tejidos, y se hallan formados por cuatro artículos. La forma de la base del capítulo y las características de los palpos se utilizan para identificar géneros y especies, ya que son diferentes en particular. Debido a que se trata de una garrapata de un solo hospedador, la larva, la ninfa y el adulto pueden encontrarse en el ganado bovino. No abandonan el hospedador hasta haber finalizado el ciclo vital. Los animales con infestación grave aparecen inquietos e irritados. Para librarse de las garrapatas, se frotan, se lamen, se muerden y se rascan ellos mismos. Las zonas irritadas pueden lesionarse y sufrir una infección secundaria. Puede aparecer una anemia en casos de infestación grave. 3. MATERIAL Y MÉTODO 3.1.MATERIAL - raspado de piel - placas de Petri, láminas portaobjetos, laminillas cubreobjetos

-- navajas centrífuga, microscopio compuesto soluciónnuevas, aclarante 3.2.METODO Diagnóstico de la sarna sarcóptica y psoróptica Técnica

- Realizar un raspado de las áreas periféricas de la lesión. Cuando éstas son costrosas, para facilitar su extracción http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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deberán humedecerse o ablandarse con agua o aceite mineral. - Depositar el raspado en una lámina portaobjetos y desintegrar la muestra agregando solución aclarante. Observar al microscopio a 30X y 100X. - En el caso de costras secas y duras éstas se maceran en un tubo de prueba con hidróxido de sodio o potasio al 2% por 24 horas o a fuego lento por 3 minutos. - Dejar en reposo por 15 minutos o centrifugar a 1000 rpm durante 3 minutos. Examinar el sedimento a 30X y 100X. ORDEN ASTIGMATA Tabla 1. Características morfológicas y géneros de las familias Psoroptidae y Sarcoptidae. Familia Sarcoptidae Familia Psoroptidae Macho Con ventosas en todos los tarsos 1, 2 y 4

Psoroptes Chorioptes

Hembra

Macho

Con ventosas en tarsos

Con ventosas en tarsos 1, 2 y 4

1y2

Ano dorsal no terminal.

Otodectes

Dorso sólo con cerdas cortas y agudas. Notoedres

Hembra Con ventosas en tarsos 1y2 Ano dorsoterminal. Con escamas agudas y espinas cortas. Sarcoptes

ORDEN PROSTIGMATA FAMILIA DEMODECIDAE

Demodex canis. Es un ácaro blanquecino y alargado. Se localiza en los folículos pilosos de los canes afectados. La hembra mide 300 µm y el macho 250 µm. En especímenes coloreados, observe que el adulto tiene forma de cigarro. El capítulo tiene forma de herradura. El aparato bucal consta de un par de palpos y quelíceros y un hipostoma. En el tórax note que se insertan cuatro pares de patas rudimentarias que terminan en dos garras. Observe el abdomen elongado con estrías transversales en la superficie dorsal y ventral. http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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CLASE INSECTA ORDEN SIPHONAPTERA FAMILIA TUNGIDAE

Tunga penetrans. Se le conoce vulgarmente como nigua, carece de especificidad por el hospedador; es decir afecta a todos los animales e incluso al hombre; sin embargo, tiene preferencia por los especimenes del ganado porcino. La hembra penetra en la piel causando nodulaciones. Examinar microscópicamente especímenes adultos y observar formauna de estructura la cabeza metatorácica es triangular,denominada el tórax es pequeño que y posee terguito metatorácico. FAMILIA PULICIDAE

Ctenocephalides canis . Se encuentra en perros, gatos, el hombre y otros animales. Mide de 2 a 5 mm de longitud. En especimenes adultos observar, mediante el microscopio, que la cabeza es redondeada anteriormente, pero de perfil es angulosa. En el margen posterior del primer segmento torácico presenta unas estructuras dispuestos a manera de peine denominadas ctenidios. Observar que aunque carecen de alas, tiene el tercer par de patas bien desarrolladas. El margen dorsal de la tibia tiene ocho sedas. ORDEN DIPTERA FAMILIA OESTRIDAE

Oestrus ovis. Agente causal de la oestrosis en los ovinos y caprinos. El parásito adulto, mide de 10 a 12 mm, es una mosca de color gris oscuro con pequeños puntos prominentes especialmente en el tórax. La larva 1 mide 1,5 mm de longitud y presenta espiráculos en http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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el extremo anterior. La larva 2 mide de 3,5 a 12 mm. En la cara dorsal tiene pocos y débiles dentículos en el segundo segmento. Los espiráculos posteriores son más o menos circulares. La larva 3 llega a medir 20 mm de largo. El segundo segmento presenta un número variable de dentículos. Los espiráculos posteriores son circulares. La pupa es de color negro y mide de 16 a 26 mm de largo. COLECTA DE ARTRÓPODOS ECTOPARÁSITOS

Ácaros productores de sarna. Raspado profundo de piel o serosidad del oído. Pulgas, malófagos, del animal con piojos, ayuda de un pincellinguatúlidos. humedecido oColecta pinzasdirecta de puntas finas protegidas con algodón. Garrapatas. Removerlas individualmente con tracción cuidadosa. Hemípteros, moscas y mosquitos. Redes, trampas, cebos o en frascos con o sin aspirador, cianuro, éter, acetato de etilo o cloroformo. Larvas de Gasterophilus sp. Mediante los pelos retirados de la región mandibular y labial. Larvas de Oestrus ovis . Secreciones nasales. Otras miasis. Las larvas son retiradas directamente de las lesiones después de su muerte. MUERTE Y FIJACIÓN DE ARTRÓPODOS Se puede usar: agua, alcohol, éter, cloroformo, humo de tabaco. CONSERVACIÓN Conservación de ejemplares secos

Fijar el artrópodo con un alfiler entomológico, de níquel o http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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acero inoxidable, introducido en el tórax o esqueleto, y colocar en caja entomológica tratada periódicamente con naftalina en polvo, o en tubo de vidrio, colocando la punta del alfiler en una tapa de goma, o cubrir la tapa con parafina. Conservación de ejemplares en medios líquidos

En alcohol 70% o formol 10%. Colocar al artrópodo sin preparación previa. En líquido de Faure. Esta solución conserva, mata, fija, deshidrata, aclara, y sirve de medio de montaje de insectos pequeños, larvas de dípteros y huevos de helmintos. Se puede colorear con fucsina de Ziehl, y el montaje entre lámina y laminilla. Conservación de ejemplares en preparaciones montadas

Colocar el artrópodo en un vidrio de reloj y aclarar con hidróxido de potasio al 10% caliente. Transportar en tira de papel a otro vidrio de reloj con agua destilada por unos minutos. Colocar con tira de papel en ácido acético al 10% por 5 a 10 minutos Deshidratar en alcohol de 60°, 70°, 80°, 90°, 95°, por 5 minutos en cada alcohol. Colocar en creosota, por unos minutos, o por tiempo indefinido. Colocar al artrópodo en unas gotas de cresota sobre una lámina portaobjetos. Retirar el exceso de creosota con papel de filtro Añadir una gota de bálsamo de Canadá y cubrir con una laminilla. http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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Líquido de Faure Agua destilada Hidrato de coral Glicerina Goma arábica

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50 ml 50 g 20 ml 30 g

Disolver la goma arábica, calentando en baño-maría. Disolver el cloral en frío y adicionar la glicerina y la goma arábica. No filtrar. Reconocimiento de artrópodos y diagnóstico

reconocimiento de los morfológicas artrópodos se realizará por estudio de Elsus características en observaciones microscópicas y estereoscópicas, sea en ejemplares en seco, en medio líquido, y en montajes en creosota o en bálsamo de Canadá.


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1. Un rebaño de ovinos presenta una fuerte infestación que desmejora la condición de los animales. La picadura causa escozor, que propicia el restregamiento y mordisqueo de la piel, que luego desmejora la calidad y producción de lana. Los exámenes de laboratorio informaron: presencia de insectos ápteros, coriáceos aplanados dorsoventralmente y con aparato bucal picador chupador. a) _____________________________________________ ¿A qué parasitosis corresponde el cuadro clínico? b) ¿Cuáles fueron los mecanismos de contagio y qué medidas profilácticas adoptaría en este caso? _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ c) ¿Cuál es el ciclo evolutivo del agente etiológico? _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ d) ¿Qué método se empleó para el diagnóstico de esta infestación? _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ 2. En un sistema de producción bovina, algunos animales resultaron afectados por ectoparásitos que deambulan constantemente por el cuerpo del animal, causándole irritación, molestias y prurito persistente; por el cual el animal se muerde o frota contra objetos duros lo que le produce alopecia y heridas. Muchos de estos parásitos dificultan la alimentación y reposo normales, disminuyendo la producción láctea y cárnea. http://slidepdf.com/reader/full/manual-parasitologia

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Los exámenes de laboratorio informaron: presencia de huevos adheridos al pelo. a) ¿A qué parasitosis corresponde el cuadro clínico? _____________________________________________ b) ¿Cuáles fueron los factores epidemiológicos que contribuyeron para adquirir la enfermedad? _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ c) ¿Cuál sería la profilaxis que recomendaría? _____________________________________________ _____________________________________________ d) _____________________________________________ ¿Cuál sería el tratamiento a seguir en esta parasitosis? _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ _____________________________________________ 3. Identificar la localización del ácaro continuación.

que se muestra a

I. Superficialmente II. Intraepitelialmente III. Profundamente IV. A nivel del folículo piloso

a) I y III d) IV y I

b) II y III e) IV y II


c) III y IV

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1. Identificar los artrópodos parásitos de roedores y aves, respectivamente, que carecen de dimorfismo sexual y no tienen estricta especificidad por el hospedador. I. Argas II. Otobius III. Rhipicephalus IV. Haematopinus V. Dermanyssus a) I y III b) II y III c) II y IV d) IV y I e) V y I 2. Observar y escribir el nombre de la Clase y las estructuras que indican las flechas.

C: __________________________ ____________________________

C: __________________________ ____________________________


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Hombres y mujeres de ciencia, nuestros coetáneos se dirigen cada vez más a vosotros. Esperan de vosotros y de vuestras investigaciones una mayor protección del hombre y de la naturaleza, la transformación de las propias condiciones de vida, el mejoramiento de la sociedad, la construcción y salvaguarda de la paz. JUAN PABLO II

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Manual Parasitologia

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