ESTUDIO DE LAS HECES FECALES Formación y características de las heces fecales Mediante los movimientos peristálticos (contracciones intestinales involuntarias) y la digestión, los alimentos que han sido digeridos de forma parcial comienzan a adquirir las características de las heces cuando pasan del intestino delgado al intestino grueso. En un aparato digestivo sano, las heces están constituidas por productos alimenticios no digeribles y no digeridos, como secreciones mucosas y celulosa; restos de jugos intestinales procedentes del hígado, del páncreas, y de otras glándulas digestivas; enzimas no destruidas; leucocitos; células epiteliales; restos celulares procedentes de las paredes intestinales; glóbulos de grasa; productos nitrogenados procedentes de proteínas; sales minerales; agua y grandes cantidades de bacterias. La tercera parte del peso de las deyecciones humanas está constituida por desechos bacterianos; cada ser humano excreta un promedio de 100 millones de bacterias por día. En las heces se encuentran más de 75 tipos diferentes de bacterias. El olor desagradable de las heces humanas se debe sobre todo a la presencia de dos compuestos orgánicos bicíclicos, cuya fórmula es C9H9N. El tipo de dieta no determina por completo las características físicas ni la naturaleza química de las heces.
Recolección de muestras, manejo en el laboratorio y preservación La muestra de materia fecal debe recogerse espontáneamente, en algunas circunstancias, se puede obtener directamente del intestino, como rectoscopias, hisopado rectal y otras como líquido biliar, aspirado gastrointestinal o duodenal. Se debe recoger en un recipiente de boca ancha, tapa rosca, plástico, limpio y seco. Se debe evitar la contaminación con agua corriente que puede tener protozoos de vida libre y con la orina ya que esta puede destruir los protozoos móviles dentro de las heces.
Recolectar la primera deposición de la mañana, de 2 a 3 gramos aproximadamente. No mezclar con orina. No utilizar laxantes, antiparasitarios, antidiarreicos como bismuto. Si se sufre de estreñimiento, se recomienda una dieta rica en fibra 2 a 3 días antes del examen. Cada muestra debe ser identificada con el nombre completo del paciente, la fecha y hora de recolección en lo posible.
Descartar los provenientes de pacientes con fines terapéuticos con aceites, las muestras que se obtienen después de un estudio radiográfico en el cual se usó bario. Las muestras obtenidas deben enviarse rápidamente al laboratorio especialmente si son líquidas o semilíquidas ya que las formas de trofozoitos de los lo s protozoos pierden movilidad y mueren o pierden sus características morfológicas. La muestra debe ser procesada rápidamente, si es indispensable conservar la muestra se recomienda la refrigeración por algunas horas a 4°C. Máximo un día.
El tiempo máximo para procesar un coprológico después de la toma de muestras de materia fecal son de una a dos horas. Por lo cual se debe evitar todo tipo de demora, nunca incubar las muestras porque las sustancias de desecho que estas poseen pueden sufrir una descomposición.
Examen coprológico Esta prueba consiste en el análisis cualitativo del contenido y características de las heces humanas. Generalmente se analiza analiza el color, olor y forma de las evacuaciones, evacuaciones, además se realizan pruebas de detección de sangre oculta oc ulta en heces, presencia de comida no digerida, presencia de exceso de grasas fecales, presencia de glóbulos blancos (signo de inflamación), se cuantifica el grado de acidez y el contenido de agua de la evacuación y se reporta la presencia de bacterias o parásitos (existe sin embargo una prueba específica para la determinación de parásitos, denominado examen coproparasitoscópico). PH: Se emplea una tira de papel indicador universal, sobre el cual se aplica una pequeña cantidad de materia fecal, se espera unos minutos y se compara con la escala de colores. (El pH fecal puede ser útil para la determinación etiológica, pH ácidos indican EDA de tipo viral y pH alcalinos indican EDA invasivas.) 2. Azúcares Reductores: Se realiza con las pastillas Clinitest, las cuales reaccionan con una cantidad suficiente de cualquier sustancia reductora de las heces como glucosa, lactosa, sacarosa, maltosa, etc. 3. El pH y los azúcares reductores son de gran importancia en diarrea de infantes, especialmente cuando hay intolerancia de carbohidratos o una mala absorción de los mismos. 4. Recuento de leucocitos: Se debe informar en que cantidad se encuentran por campo, indican principalmente infección bacteriana. Si se observan más de 10 leucocitos por campo, se hace una lámina y se colorea con wright, se hace el recuento diferencial y si hay mayor cantidad de neutrofilos (polimorfonucleares) la infección es causada por bacterias, si hay mayor cantidad de no segmentados la infección es de tipo viral. El análisis macroscópico deberá prestar especial atención a los siguientes aspectos: 11 1º. Consistencia fecal. 2º. Presencia de elementos no fecales.
3º. Presencia de parásitos.
Las heces pueden presentar consistencia homogénea o heterogénea. Esta peculiaridad debe indicarse en el informe final, pues puede ser la justificación de un falso resultadonegativo. En efecto, unas heces líquidas, susceptibles de contener trofozoítos deprotozoos, pero remitidas al laboratorio en condiciones inadecuadas serán la causa,casi segura, del resultado negativo. En las heces pueden aparecer elementos no fecales como moco o restos de tejidoconjuntivo. La presencia de mucus es indicio de irritación compatible con la existenciade un parasitismo; la de tejido conjuntivo, en cambio, puede revelar una deficienciadigestiva independiente de la presencia o no de parásitos intestinales. Es muy importante señalar la existencia de sangre infiltrada en la muestra. De cada una de las diferentes partes, si se trata de unas heces heterogéneas en su consistencia: duras, blandas, líquidas, muco sanguinolentas, etc. deberán separarse pequeñas fracciones para realizar con ellas un examen microscópico, siguiendo laspautas que este examen exige. La investigación de parásitos macroscópicamente visibles en heces, implica lanecesidad de diluir la totalidad de la muestra recibida en suficiente cantidad de agua o solución salina fisiológica. La dilución de la masa fecal puede realizarse a mano, en un mortero adecuado, o mejor, con un agitador mecánico. Lo importante es realizar la incorporación del diluyente muy lentamente, sobre todo al principio, baste conseguir una suspensión fecal con aspecto de líquido turbio. Esta suspensión se deja reposar media hora y despuésse decanta el sobrenadante; seguidamente se añade un nuevo volumen de diluyente ytras ag itar y dejar repasar se decanta de nuevo. Estas operaciones se repiten hasta queel sobrenadante quede claro.Posteriormente, el sedimento se pasará en alícuotas3 a un recipiente, cristalizador, degran superficie y pequeña altura. Cada alícuota debe ser observada por medio de unmicroscopio estereoscópico sobre fondo claro y oscuro alternativamente, operación quese continuará hasta haber observado la totalidad de la suspensión fecal. Con esteprocedimiento se pueden detectar adultos y larvas de nematodos, adultos detrematodos y cestodos y larvas de moscas que por su tamaño son directamentevisibles. La diferenciación primaria entre estos grupos de parásitos macroscópicospuede establecerse de acuerdo con una serie de características morfológicas. Consistencia: Normalmente es pastosa-dura. Puede modificarse en distintascircunstancias. En las diarreas la consistencia es líquida, en cantidad abundantecuando se deben a patología los intestinos delgados y escasos y mucosas si procedendel intestino grueso. Las deposiciones semiblandas indican un tránsito rápido por el intestino delgado o sonpropias de las afecciones pancreáticas o biliares. En el estreñimiento son duras, en forma de grandes bolos en la atonía, y acintadas en las obstrucciones mecánicas. Las deposiciones caprinas son propias de los estados espásticos acentuados.
Moco: Su presencia en las heces es propia de los estados inflamatorios (enteritis y colitis), pero también se presenta en el síndrome de intestino irritable, en el que no hay inflamación. Pus: Se presenta en pequeñas cantidades en la enteritis y colitis de cualquier etiología. Pero la presencia brusca de pus abundante es indicio de la evacuación a la luz intestinal de un absceso próximo (perirrectales, prostáticos, piosálpinx, etc.). Sangre Macroscópica: Muy frecuente en la enteritis y la colitis, aparece en cantidades pequeñas y mezcladas con moco-pus. Si procede de las porciones altas del intestino se presenta bien mezclada con las heces y suele ser negruzca, aun cuando puede persistirroja si el tránsito intestinal ha sido muy rápido. Si la sangre va mal mezclada con las heces sugiere una procedencia baja. En ausencia de enteritis o colitis o, en general, de cualquier infección intestinal, la presencia de sangre hará sospechar una lesión de la mucosa (úlcera, tumor, angiodisplasia, etc.) o también en una enfermedad hemorrágica. Debe practicarse siempre un análisis de sangre (tiempos de hemorragia, coagulación, protrombina y tromboplastina y plaquetas). Olor: Varía con el pH de la materia fecal y depende de la fermentación y putrefacción bacteriana. Color: Normalmente el color pardo, marrón - amarillento de diferente intensidad. Otro: Examen físico para determinar consistencia, color, presencia de sangre oculta, mucus, pus, restos de huevos o parásitos etc.
Examen coproparasitario El examen coproparasitario es un conjunto de técnicas diagnósticas que constituyen la indicación metodológica para la identificación de la mayoría de las enteroparasitosis motivadas por protozoarios o helmintos. Su eficacia y sensibilidad para establecr un diagnóstico correcto dependen de la adecuada indicación y preparación de la muestra, los datos clínicos y antecedentes de interés que sean aportados al laboratorio y de su correcta y completa ejecución con examen directo microscópico, enriquecimiento y examen macroscópico final. TÉCNICA: En un extremo de un porta objetos se colocan 1 o 2 gotas de solución salina, en otro extremo del portaobjetos se colocan 1 o 2 gotas de lugol, después se colocan una pequeña muestra de materia fecal yluego se esparcen hasta dejarla semilíquida y se observa en el microscopio.Concentración o de faust:Este es el método más usado y efectivo, en este se precipitan los parásitos por centrifugación despuésde haber filtrado la muestra. TÉCNICA:
La muestra se toma de un paciente que no se haya bañado o defecado. Se toma un abatelenguas y se le coloca cinta adhesiva con el pegamento hacia fuera.
Se coloca al paciente en posición genupectoral, se le abre la región perianal y se le coloca el abatelenguas alrededor, se coloca la muestra en un porta objetos con lo que se recolecto hacia abajo y se observa al microscopio.
DESARROLLO DE LA PRÁCTICA Indicaciones por la docente sobre la técnica a utilizarse para la realización de la práctica.
Colocarse material de laboratorio como guantes, mascarilla y mandil. En un portaobjetos limpio y desengrasado, se colocan separadamente, una gota de solución salinay otra de lugol. Con el aplicador de madera se toma una muestra de 1 a 4 mg de heces 8 en muestras con sangre ymoco elegir esa parte para estudiar) y se mezcla con la solución, con el mismo aplicador se retiranlas fibras y otros fragmentos gruesos, procurando hacer una suspensión no un frotis. Colocar el cubreobjetos. Repetir estas operaciones en la gota de lugol. Observar al microscopio con objetivos de 10X y 40X. No es recomendable usar objetivo deinmersión (100 x), pues se puede ensuciar el microscopio. Recorrerla lamina siguiendo un sentido direccional, ejemplo: de derecha a izquierda, o de arribaabajo. Observar en el microscopio, estructuras presentes en las heces.
NOTA: Con el suero fisiológico, los trofozoitos y quistes de los protozoarios se observan en formannatural, y con lugol, las estructuras internas, núcleos y vacuolas. 3 Técnicas de Concentración La concentración de huevos, larvas y quistes en heces ha llegado a ser un procedimiento de rutina como parte de un examen completo para la detección de los parásitos intestinales y se puede realizar como complemento del examen directo. Los procedimientos de concentración permiten la detección de protozoos y/o helmintos empleándose dos métodos: de sedimentación y flotación, o una combinación de ambos, para separar los protozoos y los huevos de helmintos de las heces, utilizando las diferencias en el peso específico. Se deben emplear cuando la cantidad de muestra fuera pequeña, en un control de tratamiento o cuando se deba transportar poca cantidad de muestra a un lugar distante. 1- Concentración por Sedimentación Los parásitos se concentran por acción de la gravedad, suspendiendo las heces en agua corriente, agua destilada o solución salina y dejando que sedimenten naturalmente o por centrifugación. Estos métodos son principalmente útiles para la concentración de quistes, ooquistes y huevos. Ventajas: es fácil de realizar, no requiere observación microscópica inmediata y se puede aplicar a la concentración de la mayoría de los parásitos intestinales. Desventajas: la observación microscópica puede dificultarse por concentración de elementos no parasitarios.
Sedimentación espontánea: Método de sedimentación sencilla 1- Homogeneizar unos 10 gramos de heces en 10 veces su volumen de agua corriente. 2- Verter la materia fecal en copas de vidrio o vasos de precipitado de 250 a 500 ml 3- Dejar que sedimente durante 1 hora. 4- Eliminar por sifón los dos tercios superiores, o verterlos con cuidado, para eliminar los detritus. 5- Agregar agua hasta llenar casi el recipiente y resuspender las heces con varilla. 6- Repetir la operación 1 o 2 veces más hasta que el sobrenadante quede relativamente límpido. 7- Eliminar el líquido y con una pipeta obtener una pequeña porción del sedimento para 8- Observación microscópica. Es un método lento y de poca concentración para los protozoos intestinales. Los huevos de helmintos sedimentan en el fondo del recipiente en un estado viable y sin deformación. Sedimentación por centrifugación: Método de Charles Barthelemy modificado por Bacigalupo y Rivero 1-Mezclar 10 gramos de heces con 50 ml de solución fisiológica, o agua de la canilla. 2-Tamizar a través de un colador metálico. 3-Filtrar sobre gasa en un embudo. 4-Recoger 10 ml del filtrado en un tubo de centrífuga. 5-Centrifugar 5 minutos a 1500 rpm. Descartar el sobrenadante. 6-Repetir esta operación 3 veces o hasta que el sobrenadante quede límpido. 7-Resuspender el sedimento con solución fisiológica o agua de la canilla más 2 ml de éter sulfúrico. Tapar con tapón de goma y agitar vigorosamente para extraer las grasas. 8-Centrifugar 1 minuto a 1500 rpm. Descartar el tapón graso de un golpe seco, conservando el sedimento. 9-Examinar con microscopio el sedimento. Método de formol- éter o de Ritchie 1- Filtrar 10 ml de suspensión de heces por un embudo con una capa de gasa. 2- Recoger 10 ml del filtrado sobre un tubo de centrífuga. 3- Centrifugar 5 minutos a 2000 -2500 rpm. Descartar el sobrenadante. 4- Repetir esta operación 3 veces o hasta que el sobrenadante quede límpido. 5- Resuspender el sedimento con formol 10%. Dejar 5 a 10 minutos en reposo. 6- Agregar 3 ml de éter sulfúrico. Tapar con tapón de goma y agita r vigorosamente 30 segundos para extraer las grasas. 7- Centrifugar 1 minuto a 1500 rpm. Se forman cuatro capas: 1) capa de éter, 2) tapón de restos fecales, 3) capa de formol, 4) sedimento. Descartar las 3 capas primeras, conservando el sedimento. 8- Examinar con microscopio el sedimento.
Técnicas de Flotación El método de flotación emplea un medio líquido más pesado que los parásitos permitiendo que los
mismos suban a la superficie y puedan ser recuperados de la película superficial. Ventajas: el preparado es más límpido, facilitando la observación microscópica. Desventajas: debe hacerse la observación microscópica en menor tiempo debido a que la película superficial puede destruirse y los parásitos caer al fondo del tubo, a su vez, los parásitos de mayor peso que la solución empleada no flotarán. Existen varios métodos de flotación, el más utilizado es el método de Faust Método de Faust o de Sulfato de Zinc al 33% La concentración de sulfato de zinc para hacer flotar los elementos parasitarios tiene un peso específico de 1.180. Solución acuosa de sulfato de zinc puro: 333 g. Agua destilada c.s.p.: 1.000 ml 1-Mezclar 10 gramos de heces con 50 ml de solución fisiológica o agua de la canilla. 2-Tamizar a través de un colador metálico. 3-Filtrar sobre gasa en un embudo. 4-Recoger 10 ml del filtrado sobre un tubo de centrífuga. 5-Centrifugar 5 minutos a 1500 rpm. Descartar el sobrenadante. 6-Repetir esta operación 3 veces o hasta que el sobrenadante quede límpido. 7-Agregar al sedimento final 2 o 3 ml de solución de sulfato de zinc al 33% y homogeneizar con varilla. 8-Completar con sulfato de zinc el tubo de centrífuga sin volver a homogeneizar. 9-Centrifugar 1 o 2 minutos a 1500 rpm. Extraer con aro de alambre unas gotas de la película superficial sin retirar el tubo de la centrífuga o haciéndolo con sumo cuidado para evitar que por agitación se destruya la película.
Tinciones permanentes para protozoarios 1. Tinción de Romanowsky a) Tinción modificada rápida de Field:
Es una modificacion de la tinción de Field, que permite una tincion rápida de frotes delgados y fijados de varias muestras clínicas. Es muy útil para tinciones de frotes fecales, exudados fecales y aspirados duodenales. Una tinción permanente de Romanowsky (ej: Giemsa o tincion rápida de Field) debe ser usada para diarrea sanguinolenta y para heces semi-formadas con sangre y/o muco. Proporciona información sobre el exudado presente, presencia de trofozoítos de flagelados como Giardia lamblia. Permite determianr la presencia de protozoarios que son difíciles de detectar o no son detectados en preparaciones en fresco, como Blastocystis hominis.
Método. a. Haga un frote delgado de heces o de exudado fecales. Deje secar al aire libre. b. Fije con metanol por 1 minuto. c. Cubra el frote con 1 ml de colorante de Field (colorante B) (diluido 1:4 con agua destilada) d. Añada inmediatamente un volumen igual de colorante concentrado de Field (colorante A), mezcle bien y deje colorear por 1 minuto. e. Enjuague con agua de la llave y escurra para secar. f. Los flagelos, cilios y núcleos se tiñen de rojo, mientras que el citoplasma de azul. b). Tinción de Giemsa
El colorante de Giemsa puede ser usado para frotes de heces no-formadas, exudados fecales y aspirados duodenales.
Método a. Haga un frote delgado de exudado fecal. Deje secar al aire libre. b. Fije en metanol por 1 minuto.
Escurra y deje secar. a. Cubra el frote con colorante Giemsa diluido 1:10 con agua destilada. Cada vez debe prepararse el colorante. b. Deje colorear por 20-25 minutos. c. Lave con agua de la llave y no deje precipitar el colorante en el frote. Deje secar al aire libre. d. Examine el frote a 100 X. e) Los Flagelos, cilios y núcleos se tiñen de rojo y el citoplasma azul. Colorante de Giemsa: 1 g de polvo de Giemsa + 66 mL de glicerina calentado a 50 grados durante 2 horas, añadir 66 mL de actohol metílico absoluto, dejar a temperatura ambiente 7-14 días (maduración). Filtrar antes de su empleo. 2. Tinción de Tricromo El método de tricromo para teñir protozoarios es recomendado especialmente para identificar características de quistes y trofozoitos de amibas Solucion A: fijador de Schaudinn . Solucion B: Yodo-alcohol. Para preparar la solución concentrada, añada cristales de yodo al 70% en etanol para hacer una solución oscura. Para preparar la solución de trabajo, diluya la solución concentrada, adicionando etanol 70% (la solución debe quedar del color del té poco cargado). No es importante la concentración exacta. Solución C: Etanol Acido. Acido acetico glacial 0.5 ml Etanol 90% 100 mL
Metodo a. Haga un frote delgado de material fecal en un portaobjetos. b. Mientras el frote aun esta húmedo sumerja el portaobjetos en un vaso de Coplin conteniendo fijador de Schaudin (solucion A.) durante 5 minutos a 50° C o a temperatura ambiente 1 hora. Tinción. c. Yodo-alcohol (solución B) 10 minutos. d. Etanol de 70% por 3-5 minutos. e. Etanol de 80% por 3-5 minutos. f. Colorante Trichromo Parapak por 10 minutes. g. Alcohol Acido (solucion C) 2 sumergidas rapidas h. etanol de 95% sumergir dos veces, 5 minutos cada vez. i. etanol 100% por 3 minutos. l. Xileno 5 minutos. m. Monte con un cubreobjetos con DPX – no permita que el xileno se seque en el portaobjetos. Se tiñen de rojo los nucleos, las barras cromaticas, la cromatina, los eritrocitos y las bacterias, el citoplasma se tine de azul-verde. El fondo y las levaduras se tinen ded verde. 4. Fierro-Hematoxilina
Esta tinción es útil para demostrar la cromatina nuclear y las inclusiones citoplásmicas de quistes de protozoarios. Reactivo 1: Fijador de Schaudinn Reactivo 2 : Yodo 2g, mas etanol 95% 100mL Disolver el yodo en el etanol y se almacena en una botella ambar, y se conserva varios meses. Reactivo 3: solucion concentrada de alumina de fierro: Mordente alumina Sulfato ferrico de Amonio 4g Agua destilada 100mL
Para usar anada 1 parte de la solución concentrada a 10 partes de etanol 50%. Esta solucion solo permanence estable varias semanas. Reactivo 4: hematoxilina de Heidenhain Haematoxilina 1g Etanol de 70% 100g Este reactivo mejora después de un período de maduración exponiendo el colorante a la luz directa del sol por 4 – 6 semanas o añadiendo 10 mL de peroxido de hidrogeno. Reactivo 5 Solucion acuosa de ácido pícrico o mordente alúmina de fierro para decolorar.
Metodo Coloque frotes fecales recién preparados en un vaso de coplin con fijador de Schaudinn. a. Fijador de Schaudinn 20 minutos b. etanol 10 minutos c. Yodo al 95% en etanol 10 minutos d. etanol 10 minutos e. mordente Alumina de fierro 50% en etanol 12 –24 horas f. etanol 10 minutos g. Lave en agua de la llave 15 minutos h. Tina en etanol-hematoxilina 12-24 hours i. Lave con agua de la llave 15 minutos j. Diferenciar en mordente alumina de fierrro o en solucion de acido picrico (es un decolorante mas rapido ). Este proceso se controla bajo el microscopio, hasta que la cromatina se vea clara y bien definida. k. Lavar con agua de la llave 5 minutos l. Lavar en etanol de 70% con 3 cambios de etanol 1 hora m. etanol 5 minutos n. Alcohol absoluto 5 minutos o. Xileno 5 minutos p. Montar en permount La cromatina nuclear y el cariosoma son negros. El resto se observa con variaciones de gris/negro.
Análisis clínicos Comprende el análisis de las características generales de las heces: color, consistencia, pH, enzimas...Se trata del estudio básico de las heces. 1º) pH: Valores normales: neutro, ligeramente alcalino o ácido. SIGNIFICADO CLÍNICO: 1) pH alcalino a) Degradación de proteínas b) Colitis c) Adenoma Velloso d) Uso de antibióticos 2) pH ácido a) Mala absorción de carbohidratos b) Mala absorción de grasas c) Deficiencia de disacaridasa INTERFERENCIAS:
a) Sulfato de barioLaxantes
2º) Grasas en heces Valores normales: Las grasas en heces constituyen el 20% de los sólidos totales y los lípidos se miden en forma de ácidos grasos. TÉCNICA DE SAATHOFF (Sudan III) Reactivos Sudan III ................................ 2 gr. Alcohol 96º .............................10ml Ácido acético glacial .................90ml Las grasas se tiñen de color rojo sin distinción. Para hacer la diferenciación de las grasas, colocamos a la preparación una gota de solución de Lorish (sulfato de azul de Nilo al 1%). Grasas neutras Ácidos grasos Jabones color rosado color azul color gris azulado 3º) Sangre oculta en heces o prueba de guayacol: Análisis de una pequeña muestra de heces realizado en el laboratorio o en ocasiones en la consulta del médico, permite detectar la presencia de pequeñas cantidades de sangre mezclada con las heces (hematoquecia) habitualmente no visibles por el ojo humano.
· Sangre oculta en heces mediante el uso de reactivos desechables: Disponible en algunos países de venta libre en farmacias, se trata de tiras reactivas que en contacto con las heces permiten detectar la presencia de sangre oculta en las heces en el propio domicilio del paciente. Se utiliza como test de screening. SIGNIFICADO CLÍNICO: 1) Carcinoma de colon 2) Colitis ulcerativas 3) Adenoma 4) Hernia diafragmática 5) Carcinoma gástrico 6) Diverticulitis 7) Úlceras
INTERFERENCIAS: 1) Algunos fármacos: salicilatos, esteroides, indometacina, NSAID, anticoagulantes, colquicina, hierro. 2) Otros medicamentos que producen resultados falsos positivos: ácido bórico, bromuros, colquicina,
yodo, hierro inorgánico, sustancias oxidantes. 3) Alimentos que pueden producir resultados falsos positivos: carne, vegetales con actividad de peroxidasa (rábanos), vitamina C (produce falsos negativos).Otros factores que alteran las pruebas: hemorroides hemorrágicas, recolección de la muestra durante la menstruación, maratonistas de grandes distancias tienen resultados falsos positivos (23%).
Técnicas de concentración: Existen varias técnicas de concentración, las más aplicadas generalmente son las de flotación
por diferencia de densidades entre la solución y los huevos o quistes que son más livianos y terminan flotando en la solución preparada(técnica de Willis) y la técn ica de Ritchie, consistente en la centrifugación y aplicación de soluciones de diferentes densidades que buscan concentrar a las formas parasitarias, esta técnica toma más tiempo pero tiene mayor sensibilidad y especificidad que la anterior.
La técnica de sedimentación espontánea en tubo, demostró que puede mejorar el rendimiento de estas pruebas hasta en un 50% comparadas con el método directo (23%) y el de flotación
(25%), por lo que puede solicitarse al laboratorio cuando uno desea que se realicen pruebas por concentración. Tiene como gran ventaja que su costo es mucho menor y con menos riesgo para el personal de laboratorio una vez que no utilizan éter o formol.
Tinciones permanentes: Son utilizadas cuando existen dudas diagnósticas y es necesario identificar las características morfológicas del parásito, caso típico de las semejanzas entre la Entamoeba histolytica y la Entamoeba coli; las más utilizadas son la tricrómica y la hematoxilina férrica.
Pruebas misceláneas Azucares reductores Esta prueba es útil para detectar deficiencia de enzimas disacaridasas del epitelio intestinal y de enzimas pancreáticas que son las encargadas del metabolismo de dichas sustancias, así si los carbohidratos no son digeridos quedan en la luz intestinal reteniendo agua e induciendo a la diarrea. La deficiencia más común es la carencia de la lactosa sobre todo en niños alimentados con leche materna. Otra causa de la deficiencia a los carbohidratos es el aumento de las bacterias ya que interfieren en la absorción de azucares especialmente la lactosa. Uno de los agentes más comunes en este fenómeno son los rotavirus que daña el borde en cepillo de las vellosidades intestinales que son las que producen y almacenan las disacaridasas. Para la determinación de los azucares reductores se emplea las pastillas Clinitest (en materia fecal liquida o en suspensión con solución salina), las cuales reaccionan con una cantidad suficiente de cualquier sustancia reductora de las heces como la glucosa, lactosa, sacarosa, maltosa, etc. Si los azucares reductores dan positivo con clinitest se puede utilizar diastix para detección de glucosa y cuando este da negativo lo más probable es que l azúcar presente sea lactosa. La lectura se realiza por el cambio de color producido en la reacción, la interpretación de la siguiente manera:
Azul: Negativo Verde: Huellas Verde con precipitad Amarillo: + Amarillo a verde oscuro: ++ Castaño: +++ Amarillo a rojo ladrillo: ++++ El pH de los azucares reductores son de gran importancia en diarrea de infantes, especialmente cuando hay intolerancia de carbohidratos o una mala absorción de los mismos.
Sangre oculta en materia fecal Su utilidad está dada por la detección de sangre cuando no es posible observarla macroscópicamente. Algunas causas de sangrado pueden ser de origen bacteriano como Salmonelosis que invade mucosas y produce ulceración, otras como algunas parasitosis, colitis ulcerativas idiopáticas, tumores, hemorroides y fisuras, etc. La prueba se basa en la determinación de la actividad de la peroxidasa en los eritrocitos incluyendo la hemoglobina que reacciona con el peróxido de hidrogeno de los indicadores produciendo una quinona de color azul. El procedimiento es el siguiente: Se coloca la materia fecal sobre el papel filtro que trae el kit, luego se deposita encima de la muestra el reactivo y se hace presión para que reaccione, se espera dos minutos y se procede a leer el resultado. Este se interpretad e la siguiente forma: Aparición de un color azul: Positivo No se observa cambio de color: Negativo Se recomienda para esta prueba una preparación previa del paciente la cual consiste en una dieta tres días antes a la recolección de la muestra que esté libre de carnes rojas, espinacas, remolacha, lenteja y frijoles, esto con el fin de evitar falsos positivos.
PARASITOS SANGUINEOS Toma de muestra de sangre para análisis parasitológicos MATERIAL: -Bandeja. -Algodón. -Antiséptico. -Jeringa (según cantidad de muestra), mariposa o sistema Vacutainer.
-Aguja I.V. -Ligadura. -Esparadrapo. -Guantes. -Tubos de recogida de muestras. -Impreso de petición de analítica. -Etiquetas identificativas. -Resguardo informativo. -Hoja de registro de enfermería. -Contenedor de objetos punzantes. PROCEDIMIENTO: Antes de acceder a puncionar se debe considerar una serie de parámetros relevantes para el éxito de la punción, tales como: Las condiciones físicas y psicológicas que trae el paciente. Considerar un tiempo adecuado para explicar el procedimiento (lo que es esencial para disminuir la ansiedad). Considerar las condiciones en que será tomada la muestra, sentado o en camilla. Necesidad de pedir ayuda antes de iniciar el procedimiento. Verificar que en el sitio a puncionar se encuentra indemne y lejos de focos de infección.Así estaremos en condiciones de realizar la actividad. Los tipos de técnicas a usar son mariposa, jeringa y sistema al vacío y su uso depende de varios factores tales como los recursos, habilidad del manipulador, tipo de examen a realizar, edad del paciente (el sistema de vacio no se recomienda en niños, ni ancianos por su fragilidad capilar) Ahora pasaremos a describir la técnica: -Identificación positiva del paciente. Se le preguntará ¿cómo se llama? -Revisar la petición de analítica y comprobar, tipo (urgente o normal) , cantidad (una o más peticiones), determinaciones, datos del paciente, datos médicos como diagnóstico o tratamiento, servicio solicitante, servicio de destino, CNP y firma del facultativo. -Explicar el procedimiento al paciente. -Sentar o tumbar al paciente. -Preguntar si viene en ayunas o cualquier otro dato necesario previo a la extracción. -Reunir todo el material necesario en la bandeja y llevarlo al lado del paciente. -Lavado de manos. -Colocarse los guantes.
-Colocar la ligadura entre 7,5 cm o 10 cm por encima del punto de punción. Forma de hacer el torniquete: se coloca la ligadura alrededor del brazo con los dos extremos hacia nosotros; se cruza el extremo izquierdo sobre el derecho y tire del extremo izquierdo hacia el hombro, manteniendo la tensión mientras que se hace un lazo en la sección del torniquete que rodea el brazo; esta forma de asegurarlo permite soltarlo con una sóla mano. Tensión del torniquete: el torniquete debe asegurarse con la tensión suficiente para que ponga las venas prominentes pero que no comprometa la circulación. Si está muy apretado la piel se pondrá blanca alrededor y si está muy flojo se escurrirá, suéltelo y asegúralo otra vez. El uso prolongado de la ligadura obstruye el flujo de la sangre y causa la acumulación anormal de fluidos y elementos de la sangre que puede afectar el resultado del análisis. También puede pedirle al paciente que cierre la mano, esto hace que la vena sea más prominente. Tiempo del torniquete: la ligadura no debe ponerse más de 1 minuto y si en ese tiempo no se localiza la vena, suéltelo y póngalo de nuevo pasados 3 minutos. En caso de trastorno de la piel o excesivo vello la ligadura se puede poner encima de la manga. -Colocar el brazo hiperextendido, de manera que la mano esté más baja que el codo; si es necesario ayudarse con una toalla o rodillo. -Seleccionar la vena por palpación cuidadosamente. Recordar que las venas más utilizadas para la venopunción se localizan en el área antecubital: a) vena cubital: es la más larga y gruesa de todas y es la preferida por bordear la musculatura del brazo. b) vena cefálica: tiene iguales características que la anterior, pero es un poco menos gruesa.
c) Vena basílica: es más pequeña que las anteriores. Esta vena está cerca de la arteria braquial, por lo que su punción supone más riesgo y su área es más sensible y dolorosa para el paciente. La palpación se hará con el dedo índice, palpando con suavidad y firmeza. Las venas tienen una consistencia esponjosa y rebotará bajo la presión del dedo. Las arterias se encuentran a mayor profundidad y palpitan; los tendones están duros, son como cuerdas, resistentes a la presión. Las venas trombosadas sobresalen como vasos normales pero no poseen elasticidad. Antes de elegir una vena hay que ver su tamaño, dirección y profundidad. Con la experiencia se desarrolla un buen sentido del tacto para escoger la más adecuada. Nunca asuma que una línea azul es una vena que le dará sangre. -Desinfectar la zona elegida: Limpieza con alcohol u otro antiséptico para evitar la contaminación bacteriana o química. Debe hacerse con una torunda en forma circular, desde dentro hacia fuera. Dejar secar el alcohol o secarlo antes de puncionar; ya que si se deja húmeda el paciente sentirá quemazón durante la punción y si el alcohol penetra en el sistema de extracción de sangre se producirá
una hemólisis que alterará los resultados. Si tiene que volver a palpar la vena, limpie su dedo con alcohol pero no toque la zona de punción. -Rompa el sello de la funda de la aguja e insértela con un giro en el receptáculo hasta el tope si usa sistema vacutainer. Si usa jeringa, encaje la aguja firmemente. En ambos casos compruebe que la aguja no contenga bordes ásperos o toscos, pero nunca la toque. -Inmovilice la vena seleccionada colocando el pulgar debajo de la zona de punción y tense la piel; así se impide que la vena se escurra en el momento de la punción, el resto de los dedos se ponen detrás del codo para evitar que éste se doble o prevenir cualquier movimiento. -Con el bisel hacia arriba puncione la piel con un suave y rápido movimiento. La pared superior de la vena debe ser puncionada y el bisel debe quedar en el interior de la vena; cuando la aguja está asegurada se conecta el primer tubo o se aspira para que la sangre fluya; una vez que empiece a salir soltar el torniquete. -Si se usa sistema de vacío se encajará el tubo en el extremo y éste se llenará inmediatamente de sangre con un volumen hasta agotar el vacío del tubo .El tubo no se llenará nunca en su totalidad. Mientras se llena el tubo coloque el conjunto del receptáculo entre su dedo pulgar e índice para, apoyando sus dedos libres en el brazo del paciente para evitar que se movilice. El orden a la hora de extraer las muestras es el siguiente: 1º muestras esterilizadas (hemocultivos). 2ª muestras puras sin aditivos. 3º muestras con aditivos. Todos los tubos con anticoagulante hay que agitarlos suavemente invirtiendo los tubos 4 veces. Si se hace muy fuerte o muchas veces se puede producir hemólisis y si no lo hacemos suficientemente producirá coagulación -Una vez llenado todos los tubos (sistema de vacío) retiraremos la aguja, con un movimiento rápido y suave hacia atrás y se aprieta la zona con el fin de evitar la formación de un hematoma. La presión en la zona se hará durante más de cinco minutos o el tiempo necesario según el tipo de paciente, manteniendo recto el brazo. -Se retira todo el material, colocando cada uno en el contenedor correspondiente. -Se despide al paciente. Exámenes parasitológicos en sangre. La sangre se examina en busca de los siguientes parásitos: - Protozoos apicomplejos (especies de Plasmodium, Leucocytozoon, Haemoproteus, Babesia, Theileria) - Protozoos hemoflagelados (especies de Trypanosoma, Leishmania) - Microfilarias TÉCNICAS UTILIZADAS
Para la detección de microfilarias y tripanosomas suelen utilizarse preparaciones húmedas de sangre entera fresca o sangre centrifugada. Esto sólo consigue demostrar la existencia de infección y es preciso examinar extensiones teñidas para confirmar la especie de que se trata. Examen de sangre en fresco Es la manera más fácil y económica de revelar parásitos en sangre, pero es también la prueba menos sensible. Se la utiliza cuando se quiere detectar parásitos móviles ( Trypanosomaspp., microfilarias). Procedimiento: Colocar una gota de sangre sobre un portaobjetos y añadir una gota de igual tamaño de solución salina. Mezclar con una esquina del cubreobjetos y tapar con este último la preparación. Examinar todo el preparado al microscopio. El primer signo de presencia de trypanosomas o microfilarias vivos es un movimiento rápido entre los glóbulos rojos. Los trypanosomas pueden visualizarse mejor con 400X totales y para las microfilarias es suficiente con 100X totales. Este método es útil en el caso de alta concentración de parásitos en sangre pero no permite la diferenciación de caracteres morfológicos. Examen de sangre en preparados fijos Material necesario: portaobjetos (limpios y desengrasados en alco hol-éter), algodón, lancetas estériles, guantes. - Preparaciones de gota gruesa
Procedimiento: -Poner 2-3 gotas grandes de sangre (recién tomada) sobre un portaobjetos. -Unir estas gotas y extenderlas en un diámetro de 1 cm, con la esquina de otro portaobjetos (este procedimiento permite la desfibrinación del material). -Secar a 37°C durante 1-2 horas o a temperatura ambiente al menos 8-10 horas al abrigo del polvo e insectos. - Extendido o frotis en capa fina
Procedimiento: -Colocar una gota pequeña de sangre recién tomada en un extremo del portaobjetos. -Apoyar en un ángulo de 45° por delante de la gota otro portaobjetos y dejar que la sangre se extienda a lo ancho del mismo -Deslizar hacia adelante el segundo portaobjeto a lo largo del primero con un movimiento suave y firme, sin levantarlo y manteniendo una inclinación de 45º. Esto arrastrará la sangre en una capa fina quedando así listo el extendido. -Dejar secar al aire. Para el examen microscópico rutinario del paludismo ( Plasmodiumspp.), se hace una extensión fina y otra de gota gruesa en el mismo portaobjetos. Ambos tipos de preparados deben ser teñidos. Tinción de los preparados El colorante más comúnmente utilizado es el colorante de Giemsa (1) Material necesario: Alcohol metílico, solución de Giemsa, cubetas de tinción, soportes para los portaobjetos. Fijación previa: Debe fijarse sólo la extensión fina, añadiendo 2-3 gotas de metanol o sumergiéndola en metanol durante algunos segundos. La preparación de gota gruesa no debe fijarse, para poder permitir la deshemoglobinización durante el proceso de tinción. Se debe entonces evitar que esta parte del preparado entre en contacto con el metanol o con sus vapores. Coloración: - Método normal:
-Colocar los portaobjetos en la cubeta de tinción. -Cubrirlos con una solución de Giemsa al 3% en agua amortiguada, destilada o desionizada, pH 7,2 y dejar actuar el colorante 30-45 min.
-Lavar suavemente con agua corriente o sumergir la cubeta en un recipiente con agua limpia, hasta que no quede más colorante. -Retirar los portaobjetos, colocarlos en un soporte con la extensión hacia abajo y dejar secar al aire. - Método rápido:
-Preparar una solución de Giemsa al 10% en agua amortiguada, destilada o desionizada, pH 7,2 (3 gotas de colorante/ml de agua). Cada portaobjetos necesitará aprox. unos 3 ml. de colorante preparado. -Verter suavemente con una pipeta el colorante sobre el portaobjetos, cubrirlo y dejar actuar el colorante 5-10 min. -Eliminar completamente el colorante del portaobjetos añadiendo agua gota a gota, suavemente y sin inclinar el preparado para que no queden depósitos de colorante. -Colocar los portaobjetos en un soporte con la extensión hacia abajo y dejar secar al aire. Existen otros métodos de tinción para las extensiones sanguíneas como el colorante de Field, especial para Plasmodiumspp. o la hematoxilina de Delafield (2), especial para microfilarias. Conservación de los preparados Los extendidos sin fijar no deben permanecer al aire libre. Cuando están coloreados deben guardarse en cajas. El aceite de cedro que se usa para la observación por inmersión, debe eliminarse con el pulpejo del dedo antes de guardarse (no debe usar gasa ni algodón). Puede usarse una gota de xilol, si el aceite de cedro está extendido. Las preparaciones mal teñidas o decoloradas pueden decolorarse con alcohol metílico y teñirse nuevamente. Técnicas especiales para Plasmodiumspp. Recuento de parásitos
Por qué puede ser necesario establecer el número de parásitos? - Para saber cuál es el grado de severidad de la malaria. - Para saber si un tratamiento antimalárico que está siendo administrado está dando el resultado esperado. - Los recuentos de parásitos son especialmente importantes en infecciones por P. falciparumque son potencialmente fatales. Existen dos métodos para el recuento de parásitos en extensiones de gota gruesa. Método 1: parásitos por ml de sangre. El número de parásitos presentes en una extensión de gota gruesa se cuenta en relación a un número estandarizado de leucocitos (8000). Se necesitan dos contadores, uno para los parásitos y otro para los leucocitos. Si al cabo de 200 leucocitos contados se identificaron y contaron 10 o más parásitos, los resultados se registran como “número de parásitos por 200 leucocitos”.
Si al cabo de 200 leucocitos contados se identificaron y contaron 9 o menos parásitos, se continúa hasta contar 500 leucocitos y los resultados se registran como “número de parásitos por 500 leucocitos”.
En cada caso, el número de parásitos relativo al recuento de leucocitos puede convertirse a parásitos /ml de sangre a través de esta fórmula: nº de parásitos x 8000 /nº de leucocitos = parásitos /ml de sangre Es decir que, si se contaron 200 leucocitos, el nº de parásitos se multiplica por 40 y si se contaron 500 leucocitos, el nº de parásitos se multiplica por 16. Deben contarse todas las especies presentes. Método 2: el método + Es menos satisfactorio. Debería utilizarse sólo cuando no es posible realizar el otro tipo de recuento.
Utiliza un código de signos +, como sigue: + =1-10 parásitos cada 100 campos examinados ++ =11-100 parásitos cada 100 campos examinados +++ =1-10 parásitos por 1 solo campo examinado ++++ = más de 10 parásitos por 1 solo campo examinado Técnicas especiales para microfilarias Debe recordarse que, cuando se sospecha una filariasis, es muy importante la hora del día a la que se toma la muestra de sangre, ya que algunas especies de filarias presentan una “periodicidad”. Esto significa que las mi crofilarias estarán presentes en la sangre periférica sólo a ciertas horas del día, de modo que para detectar su presencia debe recogerse la sangre en el momento apropiado. Para detectar microfilarias en sangre periférica se utilizan principalmente 3 métodos: (1) Gota gruesa. Los procedimiento de preparación, y tinción, con ligeras variantes son los vistos más arriba. (2) Examen de sangre capilar en fresco (ya explicado) (3) Examen de sangre venosa hemolizada (1) Antes de colorear el preparado totalmente seco se debe deshemoglobinar sumergiéndolo en agua corriente o destilada 3- 5 min. Se deja secar nuevamente y se fija en metanol 30-60 segundos. Dejar secar al aire y proceder a la tinción con Giemsa o hematoxilina de Delafield. Si las microfilarias presentes en la sangre son escasas no serán observables en exámenes directos, por ello se utilizan técnicas de concentración o enriquecimiento como (3). Al centrifugar la sangre, también sedimentan los eritrocitos, por ello se debe producir primero la hemólisis. Examen de sangre venosa hemolizada (método de Knott)
Material necesario: Sangre venosa, formol al 2%, tubos de centrífuga, centrífuga. Procedimiento: -Colocar en un tubo de centrífuga 1 ml de sangre venosa y 10-12 ml de formol al 2%, agitando enérgicamente. El formol lisa los hematíes. -Centrifugar 2’ a aprox. 3000 rpm. -Volcar el sobrenadante. -Colocar una gota de sedimento en un portaobjetos, tapar con un cubreobjetos y examinar al microscopio. Se puede también con parte del sedimento realizar un extendido en capa gruesa que, una vez completamente seco, se colorea con Giemsa o con hematoxilina. Otro método de concentración es la Centrifugación de sangre citratada: Se mezclan 10 ml de sangre venosa con 1 ml de solución fisiológica con ci trato de sodio al 10%. Se centrifuga durante 30 min a 3000 rpm, se decanta el plasma y se separa la capa de leucocitos formada sobre los hematíes. Con este material también se preparan extendidos que se colorean con Giemsa. Método para observar las microfilarias inmóviles y teñidas:
Se prepara una solución con: Formol al 5% 95ml Acido acético 5ml Solución alcohólica concentrada de violeta de genciana (3) 2ml A 10 ml de esta solución se agregan 3 a 5 ml de sangre venosa y se centrifuga. En el sedimento se hallarán las microfilarias teñidas y los leucocitos. Recuento de microfilarias
Se puede hacer un recuento preciso de las microfilarias a partir de extensiones en capa gruesa teñidas de volúmenes de sangre determinados. Se debe hacer un cuidadoso barrido de la extensión de sangre con el objetivo de bajo aumento del microscopio. Técnicas especiales para Leishmania Aunque a veces pueden detectarse amastigotes en los leucocitos mononucleares de la sangre periférica, el examen microscópico de material aspirado de bazo, médula ósea y ganglios
linfáticos es más sensible. Cualquiera de estas técnicas es de alto riesgo y debe hacerse con sumo cuidado por personal especializado. Con el material resultante del aspirado se hacen extensiones que se colorean con Giemsa. MUESTRAS CUTÁNEAS Usualmente la piel se examina en busca de microfilariasen los casos de oncocercosis, una filariosis presente en Africa, América Central y del Sur y algunas partes de la región mediterránea oriental. También se puede examinar la piel en las lesiones sospechosas de leishmaniasis cutánea. Procedimiento para la búsqueda de microfilarias: -Colocar una gota de solución salina en el portaobjetos -Depositar el fragmento de piel en la gota y tapar con un cubreobjetos, sin ejercer presión. -Dejar reposar 30 min. -Examinar al microscopio con el objetivo 10X. Si hay microfilarias, se las verá en movimiento. Si no hay, dejar el fragmento de piel en solución salina una noche en estufa de incubación a 37ºC o a temperatura ambiente y examinar nuevamente. Si se quiere obtener preparaciones permanentes, eliminar los trozos de piel, dejar que se evapore el líquido en el portaobjetos y cuando éste está seco, fijar las microfilarias en metanol y teñir con Giemsa o con hematoxilina. La muestra no debe estar manchada con sangre para evitar la posible contaminación de la biopsia por parásitos sanguíneos. Si el paciente presenta nódulos (usualmente en el tórax, cadera, pantorrillas y región escapular), se toma la muestra del centro de uno de estos nódulos. Si no los presentara, se toma la muestra de la parte alta de las nalgas, la pantorrilla o en el centro de la región escapular. Leishmaniasis cutánea: Se raspa con un bisturí el borde de la lesión y se realiza un extendido con el material obtenido.
Protozoarios Los protozoos, también llamados protozoarios, son organismos microscópicos, unicelulares eucariotas; heterótrofos, fagótrofos, depredadores odetritívoros, a veces mixótrofos (parcialmente autótrofos); que viven en ambientes húmedos o directamente en medios acuáticos, ya sean aguas saladas o aguas dulces; la reproducción puede ser asexual por bipartición y también sexual por isogametos o por conjugación intercambiando material genético. En este grupo encajan taxones muy diversos con una relación de parentesco remota, que se encuadran en muchos filos distintos del reinoProtista, definiendo un grupo parafilético, sin valor en la clasificación de acuerdo con los criterios actuales. El protozoólogo Thomas Cavalier-Smith ha recuperado la versión latina de este nombre para denominar a un reino eucariótico, el reino Protozoa, cuyos límites no coinciden con el concepto tradicional. os protozoos se extienden generalmente desde los 10-50 μm, pero pueden crecer hasta 1 milímetro, y pueden fácilmente ser vistos a través de un microscopio. Se mueven con unas colas en forma de látigo llamadas flagelos. Son de la familia de los protista. Se han encontrado cerca de 30.000 diversos tipos. Los protozoos existen en ambientes acuosos y en el suelo, ocupando una gama de niveles tróficos. Como depredadores, cazan algas, bacterias, y microhongos unicelulares o filamentosos. Los protozoos desempeñan un papel como los herbívoros y como consumidores en el acoplamiento del proceso de descomposición de la
cadena alimentaria. Los protozoos también desempeñan un papel vital en poblaciones y biomasa de las bacterias que controlan. Pueden absorber el alimento a través de sus membranas celulares. Todos los protozoos digieren su alimento en el estómago -tienen gusto de los compartimientos llamados las vacuolas. [2] Como componentes del micro- y del meiofauna, los protozoos son una fuente importante del alimento para los microinvertebrados. Así, el papel ecológico de protozoos en la transferencia de la producción bacteriana y algácea a los niveles tróficos sucesivos es importante. Los protozoos tales como los parásitos de malaria (Plasmodiumspp.), trypanosomes y leishmania son también importantes como parásitos y symbionts de animales multicelulares. Algunos protozoos tienen etapas de la vida el alternar entre las etapas proliferativas (e.g. trophozoites) y los quistes inactivos. Como quistes, los protozoos pueden sobrevivir condiciones ásperas, tales como exposición a las temperaturas extremas y a los productos químicos dañosos, o largos periodos sin el acceso a los alimentos, al agua, o al oxígeno por un período. El ser un quiste permite a especie parásita sobrevivir fuera del anfitrión, y permite su transmisión a partir de un anfitrión a otro. Cuando los protozoos están bajo la forma de trophozoites (el Griego, trophé = alimentar), alimentan y crecen activamente. El proceso por el cual los protozoos toman su forma del quiste se llama encystation, mientras que el proceso de la transformación nuevamente dentro del trophozoite se llama excystation. Los protozoos pueden reproducirse por la fisión binaria o la fisión múltiple. Algunos protozoos se reproducen sexual, algunos asexual, mientras que algunos utilizan una combinación, (eg. Coccidios). Un protozoo individual es hermafrodita. Otro nombre para los protozoos es Acrita (R. Owen, 1861). Pueden causar malaria o disentería amébica.
Historia El primero en observar protozoos fue Leeuwenhoek, que en 1674 los descubrió al utilizar microscopios de fabricación propia. Al reportarlos a la Royal Society se les denominó animálculos. Este descubrimiento lo efectuó en un lago de su ciudad natal Delft, donde observó especialmente ciliados como Vorticella y algas unicelulares como Euglena y Volvox . La clasificación de Honigberg& col. (1964)5 , dominante en los textos de Zoología, trata a los protozoos como un sólo filo dividido en cuatro clases basadas sobre todo en el modo de locomoción. Debido a que todas estas formas se desarrollan por evolución convergente, las clases son en realidad complejos grupos polifiléticos:
Rizópodos o sarcodinos (Rhizopoda). Estos protozoos, como las amebas, se desplazan por medio de pseudópodos, es decir, formando apéndices temporales desde su superficie y como proyección del citoplasma. Los pseudópodos son deformaciones del citoplasma y de la membrana plasmática que se producen en la dirección el desplazamiento y que arrastran tras de sí al resto de la célula. Los pseudópodos también son utilizados para capturar el alimento, que engloban en el interior, en el proceso llamado fagocitosis. Según los pseudópodos sean muy gruesos o muy delgados, son de dos tipos: con lobopodios (gruesos) como Lobosea (Amoebozoa) y con filopodios diversos generalmente acompañados de un exoesqueleto con microtúbulos y son tales como: radiolarios, foraminíferos, nuclearias, heliozoos y otros.
Ciliados (Ciliophora). Éste es el grupo tradicional que más se identifica como grupo natural en las clasificaciones modernas con la categoría de filo; aunque las opalinatas que son cromistastambién encuadran dentro de este concepto. Aparecen rodeados de cilios y presentan una estructura interna compleja pero análoga a los flagelos, los cuales también se relacionan concitoesqueleto y centriolos. El paramecio (género Paramecium) es un representante muy popular del grupo. Además, los cilios son filamentos cortos y muy numerosos que con su movimiento provocan el desplazamiento de la célula. Flagelados o mastigóforos (Mastigophora). Se distinguen por la posesión de uno o más flagelos. Los flagelos son filamentos más largos que los cilios cuyo movimiento impulsa a la célula. Suelen presentarse en un número reducido. Las formas unicelulares desnudas (sin pared celular), dotadas de sólo uno o dos flagelos, representan la forma original de la que derivan todos loseucariontes. Por eso son tantos y tan variados los protistas diferentes que encajan en este concepto. Las plantas por ejemplo derivan ancestralmente de protozoos biflagelados que adquirieron los plastos por endosimbiosis con una Cyanobacteria. Varios protozoos portan plastos y son por lo tanto autótrofos o mixótrofos como los dinoflagelados y euglenas. LosMetamonada tienen dos o múltiples flagelos, son anaerobios y en su mayoría simbiontes o parásitos de animales. Entre los uniflagelados están los coanoflagelados, ancestrales de los animales y los quitridios, ancestrales de los hongos. Esporozoos o Apicomplexa. Parásitos con una fase de esporulación (división múltiple) y sin mayor movilidad. Hay varios grupos distintos sin mayor relación y no son todos protistas, sino que también hay animales y hongos. El ejemplo más conocido es el plasmodio (género Plasmodium), causante de la malaria y que pertenece al grupo de los apicomplejos, grupo más conocido que suele reservar para sí el nombre de Sporozoa. Los Haplosporidios se les considera parte de Cercozoa. A estos dos grupos se les ha reunido durante mucho tiempo bajo el nombre de Cnidosporidios. Los Ichthiosporea son un grupo más reciente y están dentro de Choanozoa. Los microsporidios están ahora adscritos al reino Fungi y los mixosporidios o mixozoos al reino Animal .
Helmintos El término helminto, que significa gusano, se usa sobre todo en parasitología, para referirse a especies animales de cuerpo largo o blando que infestan el organismo de otras especies. De helminto derivan helmintología, especialidad de la parasitología que se centra en los helmintos, helmintiasis, que quiere decir infestación por helmintos, y antihelmíntico, adjetivo que se aplica a los fármacos y otros tratamientos con que se combaten las helmintiasis. Los helmintos son unos microorganismos pluricelulares complejos que tienen forma alargada y simetría bilateral. Su tamaño es mucho mayor que el de los parásitos protozoarios y habitualmente son macroscópicos, con un tamaño que oscila de menos de 1 mm a l m o más. La superficie externa de algunos helmintos se recubre de una cutícula protectora acelular y que puede ser lisa o bien presentar crestas, espinas o tubérculos. La cubierta protectora de los platelmintos recibe el nombre de «tegumento». Los helmintos poseen con frecuencia unas elaboradas estructuras de fijación (p. ej., ganchos, ventosas, dientes o placas). Por regla general, estas estructuras se localizan en la región anterior y pueden resultar de utilidad para
clasificar e identificar a los distintos organismos (véase tabla 8-3). Los helmintos poseen unos sistemas excretor y nervioso primitivos. Asimismo, algunos helmintos poseen un tubo digestivo, aunque ninguno de ellos presenta un sistema circulatorio. Los helmintos se dividen en dos tipos: Nematoda y Platyhelminthes. Diferencias entre los principales grupos de helmintos Los principales grupos de helmintos son los trematodos, cestodos y nematodos; los dos primeros pertenecen al filo de los platelmintos, mientras que el segundo forma un filo propio sin ninguna relación con los anteriores.
Plano segmentado
Plano no segmentado
Cilíndrico
Ausente (cuerpo macizo)
Ausente (cuerpo macizo) Pseudoceloma
Forma
Cavidad general
Tubo digestivo Ausente
Sin ano; termina en Completo: boca y ano ciego
Reproducción Hermafroditas
Hermafroditas (excepto Shistosoma)
Dioicos
Ventosas
Labios, dientes, extremo filariforme, placas dentarias
Órganos fijación
de Ventosas, botridios y doble corona de ganchos
Parásitos extra intestinales:
Leishmaniadonovani: Leishmania es
un género de protistas responsable de la enfermedad conocida como leishmaniasis, o leishmaniosis. El principal vector de infección son los mosquitos de los géneros Phlebotomus (en eurasia y africa) y Lutzomyia (en América). Sus víctimas son vertebrados: la leishmaniosis afecta a marsupiales, cánidos, roedores y primates. Se estima que unos 12 millones de personas padecen leishmaniosis hoy en día. 1
Historia
Los orígenes de la Leishmania no son claros.2 3 Una posible teoría propone un origen en África, con migración a las Américas desde el Viejo Mundo unos 15 millones de años a través del estrecho de Bering. Otra teoría propone un origen paleártico.4 Dichas migraciones incluirían migraciones de los vectores o adaptaciones sucesivas. Una migración más reciente es la de L. infantum desde el Mediterráneo hasta paíseslatinoamericanos, llamados desde entonces L. chagasi , desde la colonización europea del Nuevo Mundo, donde los parásitos recogieron su nuevo vector en sus respectivas ecologías. La primera descripción de leishmaniosis fue hecha por El-Razy de Iraq, alrededor del año 1500 d. C. En 1898, Browosky descubrió el agente etiológico, pero su publicación hecha en ruso, pasó prácticamente inadvertida para los científicos occidentales. En 1901,WilliamBoogLeishman, durante el examen de muestras patológicas del bazo de un paciente que había muerto de leishmania (kala azar) se observaron cuerpos ovales y publicó acerca de ellos en 1903. Charles Donovan del Indial Medical ServiceIndependent encontró que dichas entidades se encontraron en otros pacientes de kala azar, y que ahora se conocen como cuerpos de Leishman-Donovan , y lo identificaron como el protozoo que causa el kala azar, Leishmaniadonovani. Sinónimos para el kala azar incluyen ahora la leishmaniasis. Nombre de Leishman fue grabado en la historia de la parasitología por Sir Ronald Ross , quien quedó impresionado por el trabajo de Leishman y clasificó el agente etiológico de kala azar diferenciándolo en género Leishmania. Los organismos parasitarios de este género fueron descritos anteriormente por Pedro Borovsky en 1892. Morfología
Formas celulares de los Trypanosomatida. Los especímenes de Leishmania muestran dos morfologías durante su ciclo vital:
Promastigote,5 alargada con un cilio o flagelo anterior, en el intestino del invertebrado vector. Amastigote, esférica y con un cilio muy corto, que no sobresale de la bolsa flagelar, de modo que sólo es apreciable en el microscopio eléctrónico, que se reproduce dentro de macrófagos y células del sistema retículoendotelial del huésped vertebrado. Las
infecciones se producen en la piel (cutáneas), piel y mucosas(mucocutáneas) o en los órganos (viscerales). Ciclo vital
Ciclo vital de Leishmania.
Etapas en el ser humano. La leishmaniasis es transmitida por la picadura de un insecto hematófago. El insecto inyecta en la sangre la forma infecciosa, los promastigotes (1 en la figura). Los promastigotes son fagocitados por los macrófagos (2) y se transforman en amastigotes(3). Estos se multiplican en las células infectadas y afectan a distintos tejidos, dependiendo en parte de la especie de Leishmania (4). Esto origina las manifestaciones clínicas de la leishmaniasis.
Etapas en el insecto. El insecto se infecta al ingerir sangre con macrófagos infectados por amastigotes (5, 6). En el intestino del insecto, los parásitos se diferencias en promastigotes (7), que se multiplican y migran a la probóscide (8). Si el insecto realiza otra picadura, los promastigotes pasan a la sangre del huésped ( 1), completándose el ciclo. Epidemiología
Artículo principal: Leishmaniasis.
Las infecciones se consideran cutáneas, mucocutáneas o viscerales. Las infecciones cutáneas, localizadas y difusas, son claras infecciones de la piel. La más común es el botón de oriente(causada por las especies del Viejo Mundo L. major , L. tropica, y L. aethiopica). En el Nuevo Mundo, los culpables más comunes son la L. mexicana y L. (Viannia) Las infecciones cutáneas son más frecuentes braziliensis. en Afganistán, Brasil, Irán, Perú, Arabia Saudita y Siria. La versión mucocutánea (espundia) son infecciones que comienzan como una reacción a la picadura y luego dispersan a las membranas mucosas y pueden llegar a ser mortales. Las infecciones mucocutáneas son frecuentes enBolivia, Brasil y Perú.
Las infecciones viscerales se reconocen por la fiebre, hepato-esplenomegalia y anemia. Se conocen por varios nombres, el más común de los cuales es Kala azar ,6 7 y es causada exclusivamente por el complejo L. donovani (L. donovani , L. infantum, L. chagasi ).1 Se halla en áreas tropicales y subtropicales en todos los continentes, con la excepción de Australia, especialmente en Bangladesh, Brasil, India, Nepal y Sudán.
Trypanosomacruzi Trypanosomacruzi es un protista de la clase Zoomastigophora, familia Trypanosomatidae,
caracterizado por la presencia de un solo flagelo y una sola mitocondria, cuyo genoma se encuentra ordenado en una compleja y compacta región (dentro de la propia mitocondria, y cerca de la base del flagelo), denominada cinetoplasto. Es un parásito intracelular con un ciclo de vida que involucra vertebrados e invertebrados. Es el agente etiológico de la enfermedad de Chagas. Morfología
Formas celulares de losTrypanosomatida. Presenta tres formas distintas: amastigota, epimastigota y tripomastigota. Amastigota: esférico u ovalado, es la forma reproductiva en el interior de las células mamíferas (principalmente en células musculares y nerviosas). Epimastigota: alargado y con el cinetoplasto localizado anteriormente al núcleo, es la forma reproductiva en el tracto digestivo de los invertebrados y en medios de cultivo. Tripomastigota: también alargado, pero con el cinetoplasto localizado posteriormente al núcleo. Se encuentra en la sangre de los mamíferos y es la forma infectante de ellos. Esta forma no se divide.1 Ciclo vital
Etapas en el ser humano. El ciclo se inicia cuando un insecto hematófago infectado pica a un ser humano y defeca. Los tripomastigotasmetacíclicos se transmiten en las heces (1 en la figura). Entran en el huésped a través de la herida o por el cruce de las membranas mucosas. Cuando entran en una célula humana, se convierten en amastigotas (2). Esta es una etapa reproductiva a través de la mitosis. Después de la reproducción, una gran cantidad de amastigotas se encuentran en la célula infectada, formándose pseudoquistes
(3). El amastigota se convierte de nuevo en tripomastigota y la célula se rompe. El tripomastigota vuelve a infectar otra célula repitiéndose el ciclo de multiplicación (4).
Etapas en el insecto. Cuando el insecto pica a un huésped infectado, algunos tripomastigotas pasan a él a través de la sangre ( 5). En el intestino del insecto, se transforman en epimastigotas (6), los cuales constituyen una segunda etapa reproductiva (7). Después de la reproducción a través de mitosis, los epimastigotas pasan al recto. Allí se convierten en tripomastigotasmetacíclicos (8) y se evacúan a través de las heces. Las heces pueden infectar a un nuevo huésped ( 1), repitiéndose el ciclo.
Ciclo vital de Trypanosomacruzi . Genética T. cruzi se divide en dos grandes grupos: T. cruzi I y T. cruzi II. Este último a su vez se divide en cinco grupos menores: T. cruzi IIa, IIb, IIc, IId y IIe. T. cruzi II está mucho más asociado a los
casos crónicos de la enfermedad de chagas, al menos en el cono sur de sudamérica.2 Patogenicidad Produce la llamada enfermedad de Chagas en América. La diseminación del T. cruzi se da por el contacto con las heces de insectos del tipo hemípteros (chipo) entrando los parásitos por la herida causada por su picadura; llegan al del torrente sanguíneo (forma tripomastigotametaciclico) viajando hacia los diferentes órganos y tejidos, replicándose principalmente en tejidos musculares y nervioso (forma amastigota). Pueden producir cardiopatiachagasica daños irreparables en los plexos mientéricos del tracto gastrointestinal, haciendo que la persona presente megaesófago, megacolon y que eventualmente muera, además de todo esto la persona puede no presentar síntomas lo que beneficia al parásito ya que a través del tiempo sea más patógeno.
Trichomonasvaginalis Trichomonasvaginalis es
un protozoo patógeno flagelado perteneciente al orden Trichomonadida que parasita el tracto urogenital tanto de hombres como de mujeres, pero únicamente en humanos. Produce una patología denominada tricomoniasis urogenital. Fue descrito por primera vez por Donné en 1836. Años más tarde, en 1916, Hoehne demostró que este parásito era el responsable de un tipo de infección vaginalespecífica. Características generales Únicamente tiene un hospedador (monoxeno), es cosmopolita y tiene una única forma de vida en su ciclo vital, el trofozoito, ya que no formaquistes. Trofozoíto: presenta un tamaño 10-20 μm de longitud y una morfología piriforme. Posee 5 flagelos: cuatro son anteriores y libres, y el quinto se dirige hacia la parte posterior del cuerpo celular asociado a la superficie celular formando una membrana ondulante que no tiene porción libre del flagelo. Paralelo a dicha membrana se dispone, en el interior de la célula, un haz de microtúbulos denominado costa. Posee un aparato de Golgi asociado a microfilamentos (los filamentos parabasales) que, en conjunto, forman el denominado cuerpo parabasal. Atravesando el citoplasma como un eje y sobresaliendo por el extremo posterior, presenta una estructura formada también por microtúbulos denominada axostilo. Este axostilo, en su parte anterior, se ensancha y recubre parcialmente el núcleo. Como continuación del axostilo hacia la parte anterior hay otra estructura de microtúbulos, la pelta, que recubre parcialmente las estructuras basales de los flagelos. El núcleo, que posee un endosoma, está dispuesto en la zona anterior, cerca del punto de inserción de los flagelos. En las tinciones, el conjunto núcleo-cuerpo parabasal-axostilo (parte anterior)-pelta se suele teñir como una masa única. Carece de mitocondrias y posee en su lugar unos orgánulos denominados cuerpos paracostales (por estar cerca de la costa) y paraxostilares (por estar cerca del axostilo) que sonhidrogenosomas, cuya función es producir energía (ATP) en condiciones anaeróbicas. El trofozoito es la forma vegetativa que se alimenta, se reproduce e infecta. Alimentación por fagocitosis y pinocitosis de bacterias, descamaciones celulares y leucocitos, pudiendo producir leucopenia. Reproducción por división binaria longitudinal, pudiendo alcanzar millones de individuos en poco tiempo. No presentan reproducción sexual. Ciclo vital e infección
Tinción de Papanicolau de una muestra infectada por Trichomonasvaginalis.
T. vaginalis vive exclusivamente en el tracto urogenital de los seres humanos. En las mujeres
puede encontrarse en la vagina y en la uretra, mientras que en los hombres puede hallarse en la uretra, la próstata y el epidídimo. No se puede encontrar en ningún otro órgano o medio, a excepción de uncultivo de laboratorio. T. vaginalis necesita para su desarrollo óptimo un pH de 5,5, por lo que no va a ser capaz de sobrevivir en una vagina sana, cuyo pH será de 4-4,5). Sin embargo, una vez que prospera la infección el propio parásito producirá un aumento de la alcalinidad del medio para favorecer su crecimiento. Desde este momento, los trofozoitos se dividirán incrementando su número. En el momento en el que se produzca un contacto sexual los trofozoitos estarán en disposición de infectar al nuevo hospedador. Diagnóstico
Se ha de tomar una pequeña muestra del flujo sospechoso colocándose en una gota de suero fisiológico sobre un portaobjetos (cristal) y se cubre con una delgada lámina de cristal. Se observa bajo el microscopio a 60 aumentos. Si existen estos parásitos se les verá moverse ágilmente de un lado para otro. También se observará que parasitan algunas células epiteliales, usualmente en grupos.
En la preparación citológica con la tinción de Papanicolau. Se observan estos parásitos de forma alargada, ya sea aisladamente ó agrupados en forma de corona parasitando las células epiteliales, tal como se muestra en la siguiente imagen. En este caso, además de las tricomonas, se puede apreciar una infección por Gardnerellasvaginalis. ("cluecells" sobre las superficies celulares). Tratamiento
Las irrigaciones vaginales de agua con sal las destruye rápidamente (Aprox. 4 cucharadas de sal por litro). Pero, desgraciadamente, la solución salina no llega a los reservorios de las glándulas de moco del cérvix. Estas irrigaciones deben hacerse todos los días durante unos 14 días, al mismo tiempo que se administra la medicación sistémica. Metronidazol.
Esta medicación no debe usarse en los primeros meses de gestación por la posibilidad de producir malformaciones. No se debe tomar alcohol, durante el tratamiento por el efecto antabus del medicamento.
Dosis recomendadas: 500 mg dos veces por día durante 14 días, es la más adecuada.
Dosis recomendada: 1.000 mg día durante 7 días.
La dosis única de 2.000 mg es menos efectiva y tiene muchas recidivas. Siempre debe tratarse a la pareja
Algunas veces el parásito es resistente a las dosis habituales de Metronidazol, por lo que debe comprobarse la eficacia del tratamiento a la semana de terminar las dosis recomendadas. Patología La principal causa de la afección producida por T. vaginalis se encuentra en la acción mecánica del parásito sobre las mucosas genitales, que deriva en procesos inflamatorios, y en la acción tóxico-alérgica producida por las alteraciones citoplásmicas y nucleares de las células de las mucosas.
En la mujer Presenta un período de incubación de 5 a 25 días que desemboca en una vulvovaginitis con leucorrea, prurito vulvar y ardor vaginal. Aparecen petequias y se producen secreciones amarillentas en la fase aguda y blanquecinas en la fase crónica, donde abundan trofozoitos, glóbulos blancos y células muertas de las mucosas. Si la infección alcanza la uretra podrá producirse una uretritis. Los principales factores que van a determinar el curso de la infección son el pH y la flora bacteriana de la vagina. En el varón En este caso, el parásito no encuentra unas condiciones óptimas para su desarrollo por lo que la infección cursa en el hombre casi siempre de forma asintomática, por lo que es considerado portador. En los excepcionales casos que presentan síntomas, éstos son producidos por una uretritis, una prostatitis o una epididimitis, que cursan con ardor al miccionar, secreciones uretrales y edema prepucial. En estos casos, el parásito se ve favorecido cuando existe estrechez uretral. Epidemiología T. vaginalis solo afecta a humanos, por lo que éstos son sus reservorios. Se considera que el
varón es en la mayoría de los casos un portador asintomático causante de la propagación de la infección. Se estima que unos 250 millones de individuos son infectados cada año. La prevalencia de la tricomoniasis varía mucho de unas regiones a otras dependiendo de factores como la edad, el estado de salud, la promiscuidad sexual, la higiene y las condiciones socioeconómicas. En cualquier caso, la mayor prevalencia la presentan las mujeres de edades comprendidas entre los 16 y los 35 años y especialmente aquellas dedicadas a la prostitución (prevalencia ≈ 50-70%). Aunque la transmisión es exclusivamente venérea, ha habido casos de mujeres infectadas por el uso de esponjas o toallas húmedas infectadas, solo explicables por la capacidad de T. vaginalis de sobrevivir algunas horas en ambientes cálidos e hidratados. La aparición del sida ha fomentado el uso de medidas profilácticas y esto ha generado un descenso lógico de los casos de tricomoniasis.
Otras muestras para la investigación de parásitos Muestras urogenitales Se toma muestra del área genital por su proximidad con el ano, ya que los parásitos pueden desplazarse. Esputo y lavado bronco-alveolar Se le pide al paciente que proporcione una muestra de esputo para analizarla al microscopio y descartar la presencia de parásitos. Aspirados Se analizan los aspirados nasofaríngeos para observar la presencia de parásitos. Úlceras de piel
Se analizan las úlceras de piel para descartar la presencia de parásitos.
ENFERMEDADES PARASITARIAS ¿Qué son los parásitos? Los parásitos son organismos que se nutren de los nutrientes y de la protección de otros organismos conocidos como huéspedes. Éstos pueden ser transmitidos de animales a humanos, de humanos a humanos o de humanos a animales. Muchos parásitos han emergido como causantes de enfermedades transmitidas por alimentos y por agua. Estos organismos viven y se reproducen dentro de los tejidos y de los órganos de humanos infectados y de animales huéspedes y son frecuentemente excretados en las heces. ¿Cómo son transmitidos? Los parásitos pueden ser transmitidos de un huésped a otro huésped a través del consumo de alimentos y de agua contaminados o al poner cualquier cosa en su boca que haya estado en contacto con heces fecales de una persona o animal infectado. ¿Cómo varían? Los parásitos pueden ser de diferentes tipos y varían en tamaño desde organismos microscópicos diminutos, de una sola célula (protozoarios) a gusanos multicelulares grandes (helmintos) que pueden ser vistos sin microscopio. El tamaño fluctúa de 1 a 2 úm (micrómetros) a 2 metros de largo. ¿Cuáles son algunos de los parásitos más comunes? Ejemplos de parásitos son Giardia duodenalis, Cryptosporidium parvum, Cyclospora cayetanensis, Toxoplasma gondii, Trichinella spiralis, Taenia saginata (gusano plano de carne de res), and Taenia solium (gusano plano de carne de cerdo
Estudio macroscópico Examen físico o macroscópico Consistencia: Normalmente las heces son blandas aunque moldeadas. Dura o semidura: Se observan heces extremadamente duras en el estreñimiento Líquidas o semilíquidas: por acción de purgantes, o por causas de origen diarreica.
Color: Normalmente las heces son de color pardo de diferente intensidad, este color se debe a la presencia de urobilina, varía de acuerdo a la ingestión de alimentos y medicamentos. En el adulto normalmente son de color café por el metabolismo de la hemoglobina estercobilina, en los niños de color amarillo por el régimen alimenticio de la leche. Negro: melenas (sangre) o tratamientos con hierro. Verde: aumento de glóbulos blancos, debido a un aumento de vegetales en la dieta
Amarillo: esteatorrea, aumento de grasas. Blanco: acolia, ausencia de color por la no producción de la estercobilina.
Olor: las sustancias aromáticas provenientes de la desanimación y descarboxilación del triptófano por las bacterias son las que le dan a la materia fecal el olor característico. Moco: una cantidad significativa de este, es indicativo de la destrucción de la mucosa intestinal, bien sea por amebas u otros microorganismos. Medición del pH: El pH normal de las heces es de 7, en recién nacidos entre 1 y 7 días es común encontrar pH más altos. Dependiendo del origen de la enfermedad diarreica varían encontrándose alterado en las siguientes situaciones. PH acido: menores de 6 por bacterias invasivas o por deficiencia de disacaridosa. PH neutro: Diarrea de origen toxico. PH básico: Diarrea de origen viral
Esta prueba no es válida en pacientes en tratamientos con antibióticos. Se emplea una tira de papel universal, sobre el cual se aplica una pequeña cantidad de materia fecal (una suspensión de materia fecal y solución salina aproximadamente un ml), espera unos minutos y se compara con la escala de colores. Examen microscópico:
En una lámina portaobjetos se colocan dos gotas separadas de una solución salina y otra de lugol, luego se toma con un palillo la muestra de materia fecal, se debe escoger la parte que tenga elementos anormales como sangre, como, etc. y de otra parte par que así quede una muestra representativa, se homogeniza en la lámina en la solución salina y luego en el lugol, se le colocan los cubre objetos. La suspensión no debe quedar muy gruesa pero tampoco muy delgada. Los parásitos móviles se observan en solución salina. El lugol hace resaltar algunas estructuras como núcleos de protozoos y da una coloración café a los huevos y larvas. Se debe observar elementos de origen animal y vegetal que pueden semejar parásitos.
Tabla de parasitos NOMBRE FASE INFECTANTE Trypanosom a
Tripomastigote
FASE DIAGNOSTICA
Amastigote
Leishmania
Promastigote Trichomona s vaginalis
Trofozoito Ascaris lumbricoide s
Huevo embrionado Trichuris trichiuria
Huevo larvado
Amastigote
