UNIVERSIDAD COLEGIO MAYOR DE CUNDINAMARCA 70 Años VICERRECTORÍA ACADÉMICA FACULTAD CIENCIAS DE LA SALUD PROGRAMA DE BACTERIOLOGÍA Y LABORATORIO CLÍNICO
GUÍA DE LABORATORIO
Área: BASICA Campo de Formación: PROFESIONAL Núcleo Temático: PREVENCIÓN Y Código: 1013111604 DIAGNÓSTICO CLÍNICO DE LAS ENFERMEDADES INFECCIOSAS EN ORGANISMOS VIVOS, PROCESOS FISICO, BIOQUÍMICOS DE LOS ORGANISMOS VIVOS, PREVENCIÓN Y DIAGNÓSTICO CLÍNICO DE ENFERMEDADES HEMATOLÓGICAS E INMUNOLÓGICAS EN ORGANISMOS VIVOS. Componente Temático: DIAGNÓSTICO Créditos Académicos: 2 DE LABORATORIO CLINICO VETERINARIO
Elaborado por
RUTH PÁEZ DÍAZ
BOGOTÁ, D.C. Julio de 2016
TODOS LOS DERECHOS RESERVADOS
Ni esta guía, ni parte de ella puede ser reproducida o transmitida de alguna forma o por algún medio mecánico o electrónico, Incluyendo fotocopia o grabación, o por cualquier otro sistema de memoria o archivo, sin permiso escrito de la Universidad Colegio Mayor de Cundinamarca
2. MISIÓN INSTITUCIONAL
Ofrecer diversas oportunidades de formación en educación superior a través de procesos académicos tendientes a fortalecer los valores humanos, patrios y ciudadanos: justicia, mística, lealtad, honestidad, responsabilidad, respeto, solidaridad y paz, entre otros. Mediante el desarrollo de actividades docentes e investigativas con proyección social, se aspira a un continuo perfeccionamiento personal, profesional y colectivo orientado hacia la formación integral de profesionales con decidida voluntad de servicio a la comunidad, capaces de generar dinámicas culturales, científicas y tecnológicas que promuevan la dignidad de las personas, las implicaciones éticas del conocimiento y el compromiso con el mejoramiento del medio ambiente y las exigencias del entorno social para elevar la calidad de vida del ser humano.
3. MISIÓN DEL PROGRAMA
La misión del Programa de Bacteriología y Laboratorio Clínico, se centra en la formación de profesionales integrales y competentes en los aspectos científico, tecnológico, ético, cultural y de valores, con capacidad de trabajo interdisciplinario, así como, de adaptación al entorno laboral. Ésta se logra mediante la vivencia de un currículo pertinente, flexible y dinámico que responda a las necesidades actuales de formación del profesional de la Bacteriología. Así mismo, se privilegian estrategias pedagógicas y didácticas universitarias basadas en las nuevas tecnologías de la información, fundamentales para la enseñanza de calidad; todos estos procesos se encuentran permeados por la investigación científica y formativa a través del desarrollo de proyectos en el área de la Biotecnología, Biomedicina y Desarrollo sostenible entre otros, encaminada a contribuir a la solución de problemas del entorno. Fortalece, además, una docencia privilegiadora de la producción de conocimiento y de la formación de profesionales de la salud, que participen activamente en los procesos de promoción de la salud, prevención y diagnóstico de la enfermedad, proyección y transformación social, así como en la responsabilidad que tienen con el medio ambiente y la conservación de la biodiversidad.
4. DESCRIPCIÓN DEL NÚCLEO TEMÁTICO PREVENCIÓN Y DIAGNÓSTICO CLÍNICO DE LAS ENFERMEDADES INFECCIOSAS EN ORGANISMOS VIVOS Este núcleo temático permite la formación de profesionales capaces de identificar situaciones problémicas en el área de la microbiología: agrícola, ambiental, veterinaria, industrial, y humana; desarrollar procesos de investigación interdisciplinar y solucionar problemas relacionados con la salud de los organismos vivos y su entorno. La prevención y diagnóstico de las enfermedades infecciosas son una preocupación sanitaria que se genera de la relación medio ambiente y organismos vivos, por lo tanto, la transmisión de estas enfermedades, el aislamiento e identificación de los microorganismos presentes en los focos infecciosos para prevenir el riesgo epidemiológico, hace necesario implementar mecanismos de prevención y profilaxis derivados de las campañas de promoción de la salud. El patrón de las enfermedades infecciosas, caracteriza la evolución epidemiológica de las mismas, genera nuevas interrelaciones entre los diferentes componentes de la microbiología y sus aplicaciones, las cuales están estrechamente asociadas con la transición demográfica y económica que constituyen las sociedades. El riesgo biológico infeccioso que genera la relación entre el medio ambiente y los organismos vivos, hace necesario que los estados implementen medidas sanitarias de control de orden ambiental, que contribuyan al mejoramiento de la calidad de vida de los seres vivos y sus ecosistemas bióticos y abióticos y propongan proyectos de investigación que den respuesta a las necesidades de la comunidad. 5. DESCRIPCIÓN DEL NÚCLEO TEMÁTICO PROCESOS FISICO, BIOQUÍMICOS DE LOS ORGANISMOS VIVOS. Este núcleo desde una perspectiva contemporánea explica la lógica del estado viviente a través de los procesos fisicoquímicos, bioquímicos, genéticos que tienen lugar en los seres vivos y entre estos y su entorno, teniendo en cuenta el carácter dinámico y funcional de dichos procesos y las leyes que los rigen, la variabilidad estadística poblacional, las variaciones fisiológicas, los mecanismos moleculares que los controlan, su repercusión en el estado y calidad de vida del individuo, y su relación con el proceso salud enfermedad en los individuos. Ofrece una perspectiva de conjunto de tal forma que explica la coordinación e integración de todos los procesos vitales para dar lugar a un ser vivo individualizado capaz de interaccionar con sus semejantes y con su entorno animado o inerte. 6. PREVENCIÓN Y DIAGNÓSTICO CLÍNICO DE ENFERMEDADES HEMATOLÓGICAS E INMUNOLÓGICAS EN ORGANISMOS VIVOS Este núcleo desde una perspectiva integradora analiza, explica y correlaciona la lógica de la cinética, la fisiología, las interacciones, las variaciones fisiológicas, la variabilidad poblacional del sistema sanguíneo e inmune y las manifestaciones asociadas a los trastornos del sistema, de manera que el recurso humano en salud en proceso de formación previamente sensibilizado frente al desempeño, la obligación y el compromiso adquirido con la comunidad, contribuya eficazmente en la prevención, el diagnóstico diferencial y el control de diversos estados hematológicos e inmunes para disminuir el elevado índice de morbilidad y mortalidad en la población y por ende mejorar la calidad de vida. Así mismo, permite el abordaje interdisciplinario de los procesos técnico administrativos realizados en el banco de sangre y/o en los servicios de transfusión
con el propósito de optimizar la clínica transfusional y el funcionamiento de los centros médicos de medicina transfusional. 7. DESCRIPCIÓN DEL COMPONENTE LABORATORIO CLÍNICO VETERINARIO
TEMÁTICO
DIAGNÓSTICO
DE
Al convertirse los animales en soporte nutricional del hombre, los profesionales de la rama de la medicina veterinaria y su mejor aliado el profesional Bacteriólogo, deben ser los garantes de la salud pública mediante el diagnóstico de técnicas de laboratorio de algunas enfermedades zoonoticas entre el hombre y los animales de compañía, e igualmente la seguridad alimentaria en el campo pecuario, asegurando la inocuidad de los alimentos de origen animal a través de pruebas de laboratorio; adicionalmente, los fuertes nexos sentimentales alcanzados por los animales de compañía, hacen al sector pecuario uno de los de mayor importancia para el mundo. Por otra parte un elemento de apoyo para garantizar la calidad sanitaria de los productos agropecuarios que exige el comercio internacional, son los servicios ofrecidos por los laboratorios de diagnóstico veterinario, indispensables para garantizar la integridad sanitaria de los recursos ganaderos y la salud pública veterinaria a la que tiene derecho la sociedad. Por lo tanto, el papel del Bacteriólogo es decisivo en la industria pecuaria, ya que interviene en la elaboración de pruebas que son determinantes de la calidad de un producto, implementando sistemas de seguridad, vigilancia y control a través del Análisis de Riesgos y Puntos Críticos, para proporcionar al consumidor seguridad y garantía de calidad en los productos de origen animal. Así mismo, ejerce sus funciones con acierto en el área de la salud animal, en los diferentes campos que abarca el diagnóstico veterinario, como apoyo esencial en el control, prevención y erradicación de enfermedades en las diferentes especies animales. El estudiante podrá realizar correctamente un examen coprológico identificando huevos, larvas mediantes técnicas directas y coproparasitarias y en algunos casos particulares adultos de parásitos de importancia clínica, económica y de salud pública, así como identificar los ectoparásitos más importantes en clínica veterinaria y poder así entender su papel como vector. Podrá también reconocer parásitos sanguíneos y células sanguíneas de diferentes especies animales, teniendo la posibilidad de realizar correctamente un recuento diferencial y por consiguiente ejercicios de interpretación de resultados de cuadros hemáticos de las enfermedades más comunes en los animales domésticos. Tendrá la capacidad de realizar un Uro análisis. Los contenidos básicos esenciales del componente temático tienen la intencionalidad de desarrollar en el estudiante competencias: cognitivas, comunicativas, sociales, axiológicas, interpretativas, argumentativas, indagativas y propositivas, con el fin de lograr profesionales de la salud integrales, capaces de vencer la incertidumbre, enfrentarse a las vicisitudes que les plantea la comunidad y la sociedad, y adaptarse a los nuevos escenarios de salud del nuevo milenio. Por todo lo anterior, este módulo contempla algunos conceptos relevantes, para Colombia y el ámbito internacional relacionados con el diagnóstico y el laboratorio clínico veterinario y su influencia en las Ciencias Veterinarias.
6. INTRODUCCIÓN En la guía de laboratorio de Diagnóstico de Laboratorio Clínico Veterinario, se presentan las experiencias de tipo práctico que se desarrollarán en el componente temático. La realización de estas prácticas dará una mayor seguridad, destreza y afianzamiento de los conocimientos teóricos, ya que el estudiante podrá comprobar por sí mismo los principales parásitos que afectan la salud animal, la producción pecuaria y los de importancia en salud pública e igualmente interpretación de casos clínicos que podrán desarrollar los estudiantes por formación con componentes previos cursados. Esta guía facilitará su trabajo en el laboratorio mediante procesamiento en técnicas directas de identificación de parásitos adultos y técnicas coproparasitarias, la realización de las pruebas de desempeño de tipo hematológico con el fin de establecer el estado de salud o evolución de alguna enfermedad que se haya diagnosticado.
7. COMPETENCIAS A DESARROLLAR
7.1 Genéricas:
Mediante la práctica de la indagación bibliográfica en textos en la lengua nativa, en portugués, en inglés y en ambientes virtuales, la socialización y argumentación de conceptos relacionados con el tema tratado en las sesiones de teoría y de laboratorio, la elaboración de mapas conceptuales, el desarrollo de talleres para análisis y trabajo en equipo, la presentación de subtemas en clase, el desarrollo de un atlas de parasitología con los parásitos y ciclos de estos más relevantes en sanidad animal y zoonosis, desarrollando las capacidades de comunicación oral, a y escrita, en cuanto a la expresión oral y escrita y el saber escuchar e interpretar.
Con la realización de talleres, análisis de casos, construcción de mapas conceptuales, diagramas de flujo, árboles de representación y presentación de artículos científicos entre otros, desarrollar capacidades para utilizar la información, obtener datos, sistematizarlos y relacionarlos con el contexto.
Mediante estudios de caso y el procesamiento de muestras, realizar la identificación de patógenos como parásitos y bacterias sanguíneas, para poder realizar diagnósticos diferenciales con otras patologías que manifiestan síntomas similares, anemias, cojeras principalmente en equinos, enteritis gastrointestinales entre otros.
Con la planeación y programación de actividades a realizar en el tiempo independiente, desarrollar el compromiso y la responsabilidad, de manera que se identifiquen los límites del actuar y las consecuencias del mismo.
Con el trabajo en equipo en el aula de clase, en el laboratorio y en el tiempo independiente desarrollar capacidades de sociabilidad, integrar grupos y equipos de trabajo, percibir y entender diferentes formas de trabajo, interacción de acuerdo a las normas y reconocer los compromisos.
Mediante el análisis y correlación en la interpretación de resultados de laboratorio como cuadros hemáticos y parciales de orina, analiza sus posible causas identificando o descartando diagnósticos diferenciales, para llegar a un diagnóstico definitivo que afecte la salud animal, en detrimento del sector pecuario, con posible riesgo zoonótico y de salud pública que están implicados en estudios epidemiológico.
7. 2 Específicas:
Realiza el diagnóstico de los principales agentes parasitarios y algunos bacterianos principalmente los que se diagnostican por extendido sanguíneo, implicadas en procesos infecciosos y patógenos en animales domésticos y en la salud humana, con la aplicación de los protocolos establecidos y los recursos científicos y tecnológicos en el laboratorio.
Conoce y visualiza las aplicaciones que tienen los parásitos en los ámbitos veterinarios, biotecnológico, industrial, ambiental y humano, con miras al mejoramiento de la calidad de vida de los animales de compañía, del hombre y su alimentación a través de productos inocuos de origen animal, libres de parásitos.
Aplica los protocolos establecidos por los organismos gubernamentales y entes internacionales para la identificación, diagnóstico y control de parásitos implicadas en la salud animal en pro de la salud humana.
Participa en los procesos cotidianos de construcción del saber y en el programa de educación a la comunidad en la prevención de la enfermedad y promoción de la salud, a través del conocimiento de algunas formas parasitarias que se trasmiten por contacto directo y/o vectores.
Desarrolla actitudes y aptitudes frente al trabajo cotidiano, con procesos de garantía de calidad y de riesgo biológico.
8. NORMAS DE BIOSEGURIDAD EN BACTERIOLOGÍA En el Laboratorio de Microbiología se consideran cuatro niveles de seguridad biológica, según los microorganismos con los que se trabaja :▪ Nivel 1 : Microorganismos no patógenos y patógenos oportunistas▪ Nivel 2 : Microorganismos o muestras con un potencial de riesgo moderado▪ Nivel 3 : Microorganismos y muestras de alto riesgo; los trabajos se realizan en cabinas de seguridad , nunca en las mesas.▪ Nivel 4 : Microorganismos de altísimo riesgo , solo se hacen en laboratorios de experimentación y no en laboratorios de microbiología clínica . Se requiere este nivel cuando se maneja microorganismos de riesgo, especialmente virus, también con algunas bacterias y hongos. El laboratorio de microbiología más moderno se divide en tres zonas : Zona 1 (área limpia): Esta área comprende la oficina de personal, biblioteca, comedor, depósito y mantenimiento. Además se encuentran las áreas de preparación de medios y Reactivos, a los cuales tendrá acceso únicamente el personal autorizado. Zona 2 (área moderadamente peligrosa): Estas áreas están generalmente restringidas al trabajo con agentes biológicos de baja patogenicidad o actividades que implican riesgos que puedan controlarse. De acuerdo al trabajo que aquí se realiza no se permite el paso a personas extrañas. Zona 3 (área peligrosa): Se investigan los agentes patógenos o transmisibles. Además de las actividades de diagnóstico o investigación, estas áreas incluyen: el crematorio de animales o el incinerador para los desechos contaminados. El laboratorio debe estar diseñado en forma tal que ningún material infectado tenga que estar en el área limpia o pasar por ella. Las normas de Bioseguridad que el estudiante debe tener en cuenta para la realización de sus prácticas son las siguientes: No pipetear con la boca. En la zona de trabajo del laboratorio no se permitirá al personal comer, beber, fumar, guardar alimentos ni aplicar cosméticos. El laboratorio debe permanecer limpio y aseado, retirando del mismo cualquier material que no tenga relación con la práctica. Las superficies de trabajo se descontaminarán con decol y toallas desechables antes y después de cada práctica y en caso de derramamiento de sustancias potencialmente peligrosas. El personal se lavará las manos antes y después de manipular el material biológico. Todos los procesos técnicos se practicarán de manera que se evite en lo posible la formación de aerosoles. Todos los líquidos o sólidos contaminados se descontaminarán antes de eliminarlos o de volver a utilizarlos; los materiales contaminados que se vayan a esterilizar en autoclave o incinerar fuera del laboratorio deberán introducirse en recipientes resistentes e impermeables, que se cerrarán antes de sacarlos del laboratorio.
En el laboratorio se utilizará bata, gorro, tapabocas y guantes. Las prendas contaminadas se desinfectarán por procedimientos adecuados. Siempre proteger los ojos y la cara de salpicaduras o impactos se utilizarán gafas de seguridad, viseras o pantallas faciales u otros dispositivos de protección. Solo tendrán acceso al laboratorio las personas conocedoras de los riesgos y que cumplan con los requisitos exigidos para entrar. Durante la práctica se mantendrán cerradas las puertas del laboratorio. No se permitirá la entrada al laboratorio de animales que no tengan relación con los trabajos que se estén realizando. Los guantes se utilizarán en todos los trabajos que entrañen contacto directo con muestras biológicas Todos los accidentes con material potencialmente infeccioso se notificarán inmediatamente al director del laboratorio. Se llevará un protocolo escrito de estos episodios junto con una vigilancia y tratamiento médico adecuado. El director del laboratorio se ocupará de que el personal reciba una información apropiada sobre Bioseguridad. Las estudiantes deberán adquirir y portar un manual de Bioseguridad (Manual de tratamiento, manejo, envío, transporte y desecho de muestras biológicas), en el que se indican los riesgos y procedimientos adecuados para reducir o eliminar tales riesgos. Las estudiantes deberán leer las instrucciones en cada práctica para evitar los accidentes y la contaminación en el laboratorio.
9. CONTROL DE CALIDAD EN BACTERIOLOGÍA
La responsabilidad del profesional de la bacteriología para asegurar la calidad de su trabajo, va más allá de la exactitud y la perfección con que pueda analizar y reportar el contenido bacteriológico de la muestra. Esta responsabilidad debe incluir un buen criterio para determinar cuándo se ha realizado una apropiada colección y transporte de la muestra, utilizando métodos estandarizados que aseguren un buen procesamiento de la misma. Evaluación de la Calidad de la Muestra: A pesar de los esfuerzos para estandarizar y controlar la colección adecuada de muestras clínicas, algunas son recibidas en el laboratorio presentando contaminación con flora normal y colonización de bacterias no relacionadas con la infección. Esta contaminación se podrá detectar mediante una coloración de Gram. Medios de Cultivo y Cultivos Patrones: En la preparación de los medios se deben seguir las instrucciones que vienen en la etiqueta de los frascos. Los medios se deben almacenar teniendo en cuenta la vida media de los mismos y no dejarlos mucho tiempo en la nevera porque se van deshidratando. Se deben mantener cultivos de bacterias conocidas con características bioquímicas positivas y negativas para realizar el control de calidad de viabilidad de los medios de cultivo. Cepas control: diferentes casas comerciales proveen las cepas control, existen las cepas de colección como las ATCC (American Type Culture Collection), las cepas aisladas en el laboratorio y confirmadas en un centro de referencia y las cepas obtenidas de las pruebas de idoneidad. Colorantes: Se debe realizar control de calidad de los colorantes por lo menos una vez por semana y cada vez que se prepara nuevo lote. Cuando las preparaciones son excesivamente delgadas o gruesas interfieren en la calidad de la coloración. Antibióticos: Se prueban con cepas control para ver si presentan la reacción correspondiente.
Toma de Muestra: El personal del laboratorio de bacteriología deberá proporcionar las indicaciones para la colección de cualquier tipo de muestra especialmente de tracto respiratorio bajo, tracto genitourinario, fístulas abdominales, etc., recalcando la importancia de evitar la contaminación con flora microbiana normal en las mismas. Cuando se trata de muestras procedentes de sitios estériles del organismo que puedan contaminarse con flora normal, se tendrá un cuidado especial y se recomendará descontaminar la piel con alcohol y compuestos orgánicos de yodo antes de la colección de las mismas. Los tubos o viales de colección deben ser siempre estériles, como también debe implantarse el uso de sulfato sódico de poliatenol y/o heparina para evitar la coagulación de algunos líquidos orgánicos. Para el aislamiento de cualquier tipo de microorganismo presente en abscesos y/o fluidos orgánicos las muestras deben ser colectadas preferiblemente por punción aspirativa con jeringas estériles y en tubos adecuados. Las muestras de tejido deben ser enviadas en envases o frascos estériles, en condiciones óptimas de humedad, sin exceso de agua, solución salina o solución anticoagulante, siempre estériles. En la toma de muestras para cultivo de bacterias anaerobias se requiere el uso de tubos libres de oxígeno, jeringas bien selladas o sistemas comerciales específicos. Todas las preparaciones directas se deben tomar en el momento de colectar la muestra, nunca deben hacerse a partir de muestras enviadas en un medio de transporte, debido a que se altera el número de microorganismos y la morfología característica.
PRÁCTICA 1 GUÍA No. 1 Helmintos (Nematodos): Diagnóstico de Gastrointestinales y pulmonares
OBJETIVOS
Identificar los parásitos para un diagnóstico preciso sobre la causa perdida de la ganancia de peso e incluso muerte o enfermedad parasitaria de la población animal afectada. Familiarizar al estudiante con los principales Helmintos que afectan el tracto digestivo y las vías respiratorias del animal.
MARCO TEÓRICO Los animales de campo son los más susceptibles a las infecciones por endoparásitos, especialmente los animales jóvenes, aunque su presencia no siempre representa un peligro inminente. La patogenicidad de estos endoparásitos está directamente relacionados con:
La susceptibilidad del animal La edad del animal La inmunidad del animal La clase de helminto Las condiciones ambientales
Se necesita algo más que los síntomas causados por las diferentes especies de helmintos, y que en la mayoría de las veces se pueden confundir con síntomas semejantes por otras enfermedades. Diarreas de color blanco en terneros de 2 a tres meses de edad, una dictiocaulosis con manifestaciones de tos frecuente. Anemias producidas por hemoncosis. Diarrea negra por trichostrongilosis. Es común encontrar infecciones en el tracto gastrointestinal causadas por diferentes géneros y especies de nematodos. El diagnóstico clínico es relativo comparado con el del laboratorio, porque en este último el agente etiológico es identificado.
Desde el punto de vista práctico existen diferentes formas parasitarias dentro de los helmintos:
Nemathelmintos: parásitos redondos encontrados en las diferentes especies de animales domésticos, silvestres y las que son compartidas con los humanos.
http://trabajonematodos.blogspot.com/2007/01/nematodos.html
Los nematodos se pueden caracterizar morfológicamente mediante taxonomía así:
Parásitos de sistema gastrointestinales: naturales, sintéticos y semisintéticos Parásitos de sistema respiratorio: bacteriostático y bactericida. Parásitos renales: amplio, intermedio y reducido. Parásitos de sistema cutáneo
“Anatomía interna El aparato digestivo y el reproductor son los sistemas más importantes, y no poseen sistema circulatorio ni respiratorio. Anatomía externa Pared del cuerpo -Cutícula gruesa y estratificada compuesta por colágeno (no es celular). Función de protección. -Epidermis mono estratificada, puede ser celular o sincitial. Presenta 4 entrantes hacia el pseudoceloma llamados CORDONES EPIDÉRMICOS (o hipodérmicos). Recorren longitudinalmente el cuerpo y hay varios tipos: . Ventral y dorsal, donde se encuentran los núcleos de la epidermis sincitial y tambien cordones nerviosos. . Lateral (dos), que se localizan en los conductos excretores. -Membrana basal -Musculatura situada por debajo de la hipodermis y solo se contrae longitudinalmente. Los músculos estan dispuestos en cuatro bandas, o cuadrantes, marcados por los cuatro cordones epidérmicos. El músculo es de contracción voluntaria. Las células musculares conectan con el sistema nervioso por unas proyecciones citoplasmáticas a los cordones ventral y dorsal (brazos musculares) -Pseudoceloma fluido más organos reproductores. Funciona como un esqueleto hidrostático y su movimiento es sepenteante.”
http://trabajonematodos.blogspot.com/2007/01/nematodos.html
Los nematodos pueden producir: gastritis, gastroenteritis, enteritis, bronquitis, obstrucciones intestinales, anemias, atrofia renal, dermatitis, produciendo toxicidad y los efectos colaterales adversos para el huésped, así como el costos en tratamientos y la disminución en la comercialización de animales de producción y sus subproductos.
PRELABORATORIO Realice el esquema de clasificación de los nematodos de las familias y generos mas importantes por especie y localización en los organos. Identifique y dibuje las características morfológicas de los diferentes tipos de nematodos que consideras mas importantes por su afectación en los animales. A qué se refiere el término parasitosis, parasitoide y antihelmíntico? Dé ejemplo de cada uno. Describa los mecanismos de acción de los parásitos?, de un ejemplo de cada uno Defina las siglas OIE, OMS, HPG. Qué condiciones fisicoquímicas se tienen en cuenta en al momento tomar contenido gastrointestinal o parásitos, para procesar y aplicar técnicas de observación directa macro y microscópica coproparasitarias como identificación de estadios parasitarios macroscópicos y microscópicos (bibliografía) para que cumpla los requerimientos para la identificación de parásitos en las diferentes pruebas aplicadas según la muestra recibida. MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Muestra: parasitos adultos preservados Preservante: formol al 10%. Frascos caldo. Reactivos: Aceite de inmersión. Materiales: aplicadores de madera con algodón hidrófilo estériles, pinzas estériles, regla graduada en mm, asa recta y curva, elementos de protección personal, cajas de petri, láminas portaobjetos, encendedor, microscopio, papel Japón, frasco para desecho de materiales, toallas de papel, jabón líquido, marcador para vidrio, marcador negro. Equipos, estereoscopio y microscopios.
PROCEDIMIENTO Métodos de observacion directa para la identificación de parasitos Existen métodos macroscopicos y microscopicos, según el tamaño del parásito: 1.- Técnica directa macroscopica. (observación directa en caja de petri) 2.- Técnica directa micoscopica (observación en caja de petri y con estereoscopio). 3.- Técnica directa micoscopica (observación entre lámina y laminilla y con microscopio).
PREPARACIÓN DEL PARASITO PARA SU OBSERVACIÓN Existen dos métodos para la obtención del parásito: el método directo al incidir el órgano donde se encuentra y se toma el parásito, y el método de recolección de parásitos de menor tamaño, mediante lavado con chorro de agua en la parte interna del órgano y su posterior tamizado para recolectar las muestras, suspensión en un frasco de recolección de dichas muestras. LECTURA En la fase pre analítica, después de ser recolectados de necropsias o de secreciones corporales, se transportan en un medio de conservación adecuado (formol al 10%) para ser analizadas e identificadas en el laboratorio. Este método es recomendado para la identificación de parásitos por caracterización morfológicas de nematodos como Asacaris, Trichostrongylus, Dyctiocaulus spp, Syngamus spp entre otros, en diferentes especie animales, siempre comparado con la parasitología humana. Su identificación hasta familia y en algunos casos la especie. La identificación se realiza, dependiendo el parásito de cada especie animal y su localización en el organismo, previa información del lugar de recolección. La caracterización morfológica depende de su localización, tamaño, forma y estadio. Igualmente se tendrá en cuenta los ciclos de vida y la afectación directa e indirecta como parásito en los animales domésticos. Algunos parásitos más representativos, se indican en la Tabla No. 1 Tabla 1. Clasificación de nematodos de pequeño a gran tamaño, que se pueden identificar mediante estereoscopio, microscopio o por observación directa por su tamaño. http://cal.vet.upenn.edu/projects/merialsp/nems_msp/nm_1sp.htm
Especies:
Toxocara canis
Dirofilaria immitis
Trichostrogylus axei
Superfami Ascaridoidea lia:
filaroidea
Trichostrongyloidea
Spirurida
Strongylida
Lugar Intestino Delgado preferido:
Lado derecho del corazón, arterias pulmonares
Abomaso/estómago
hospedado Perros res:
Perros, gatos, hurones
Rumiantes, caballos, cerdos
23 - 30 cm
0.7 cm
Orden:
Ascaridida
Tamaño:
10 - 18 cm
Especies:
Parascaris equorum
Superfam Ascaridoidea ilia:
Cooperia sp
Strongyloidea
Trichostrongyloidea
Strongylida
Strongylida
Lugar Intestino delgado preferido:
Tráquea
Intestino delgado
hospedad ores:
Caballos, burros
Aves
Rumiantes
Tamaño:
15 - 40cm
0.5 - 2 cm
0.45 - 0.9 cm
Orden:
Ascaridida
Syngamus trachea
http://cal.vet.upenn.edu/projects/merialsp/nems_msp/nm_1sp.htm POSLABORATORIO 1. Realice un cuadro de los principales parásitos vistos en clase con su clasificación taxonómica.
2. Identifique y dibuje las principales características morfológicas de los helmintos y ciclos biológicos de : Ancylostoma caninum Toxocara canis Haemonchus contortus Strongylus vulgaris Dyctiocaulus vuviparus Ostertagia ostertagi
Nemathelminto
Plathelminto
3. Vocabulario Helminto: Nematodo: Celoma: Seudoceloma: Endoparásito: Ectoparásito: Embrioforo: Eclosión: Hospedero definitivo: Hospedero intermediario: Infección: Infestación: Larva: Nematodo: Oviparo: Ovoviviparo: Parasitemia: Parasitosis: Reservorio: Seudocelomado: Verminosis: Vector biológico: Vector mecánico: Viviparo: Zoonosis:
Bibliografía
CARTER, G. Fundamentos de Bacteriología, Microbiología Veterinaria. Zaragoza. Editorial Acribia. 1989.
CORDERO DEL CAMPILLO, M Y Rojo Vázquez, F.A Parasitología Veterinaria. Ed. McGraw-Hill Interamericana, Madrid, España. 1999. 968 0pp
CARTER, G. R. Fundamentos de Bacteriología y Micología Veterinaria. Ed. Acribia, S.A. Zaragoza, España. 1988.
MADRUGA, CLAUDIO ROBERTO Y COL, Inmunodiagnóstico en Medicina Veterinaria. Embrapa. Brasilia, noviembre de 2001.
www.colfound.to.it/html/atlas.htm http://Cimpat.uniandes.edu.co
http://www.memo.com.co www.ucm.es/info/parasito/enlaces.html www.felmeds.org www.perso.wanadoo.fr/h3d/las%20garrapatas..htm www.freemedicaljournals http://comunidad.veterinaria.org/registrarse.cfm
AUTOEVALUACIÓN
LOGRO DE LOS OBJETIVOS SI
NO
FORTALEZAS
DEBILIDADES
SUGERENCIAS A CADA DEBILIDAD
PRÁCTICA No 2 GUIA No. 2 Métodos Analíticos: Identificación de Trematodos y Cestodos OBJETIVOS Identificar los parásitos para un diagnóstico preciso sobre la causa de la muerte o enfermedad parasitaria de la población animal afectada. Familiarizar al estudiante con los principales Plathelmintos a los animales de producción y domésticos o de compañía. Reconocer las características principales de cada grupo. Utilizar los términos científicos relativos a la nomenclatura de los diferentes tipos de parásitos y utilizar la etimología para mejorar la comprensión de su significado. MARCO TEORICO Trematodos: Son platelmintos cuyos adultos son aplanados dorsoventralmente y tienen un aspecto ovalado o foliáceo. Todos los parásitos presentan una ventosa muscular peribucal y una ventosa ventral o acetábulo. Casi todos son hermafroditas excepto los esquistosomas que presentan sexos separados. Fasciolidae: Fasciola hepática (dístoma hepático, gran duela del hígado, mariposa, saguapé, coscoja, palomilla o cucaracha). Ovinos y bovinos. Fasciola gigantica: Camellos, ovinos, caprinos, búfalos, cerdos, cebras e incluso en el hombre. Fasciola Buski: Cerdo y hobre y puede trasmitirse al perro y al conejo. Fasciola magna: ovejas, cabras, equinos, renos, venado, alces y visontes. Parafasciolopsis fasciolaemorpha: ciervos. Cestodos: Son helmintos exclusivamente parásitos. Aplanados dorsoventralmente, semejan cintas y por ello se les denomina tenias; son te tamaño variable, pero de constitución semejante, en la cual se puede diferenciar el escólex, el cuello y la estróbila. Anoplocephalidae: proglótides rectangulares, poros genitales marginales: Ej: Moniezia expansa y Moniezia benedeni.(Rumiantes) Davaineidae: Davainea proglottina (Aves)y Davainea meleagridis (pavos) Dilepididae o Dipylididae: Dipylidium caninum Paramphistomatidae: Paramphistomun cervi (bovina) Los animales de campo son los más susceptibles a las infecciones por endoparásitos, especialmente los animales jóvenes, aunque su presencia no siempre representa un peligro inminente. La patogenicidad de estos endoparásitos está directamente relacionados con: La susceptibilidad del animal La edad del animal La inmunidad del animal La clase de helminto Las condiciones ambientales PROCEDIMIENTO Fase preanalítica: Colecta de las muestras
Heces: deben ser colectadas preferiblemente en la mañana, directamente del recto del animal y no del suelo (debido a un gran poder de contaminación con nematodos de vida libre). Necropsia: Por la dificultad de recolectar muestras en la necropsia, es recomendable enviar el animal o los órganos al laboratorio para que sean identificados. Se pueden recolectar del hígado las formas inmaduras y maduras de Fasciola. Parte 2. Manejo de las muestras Heces: Se debe colectar la muestra en frascos limpios, de boca ancha y con una tapa que mantenga herméticamente sellados, y la muestra debe ser fresca. Para coproparasitarios se puede refrigerar la muestra e indicando que deberá por más tiempo de colocarle formol. Para coprocultivo se pueden enviar a medio ambiente. Necropsia: Guarde los órganos en sacos de polietileno, con formol al 5% refrigerados. Se envía cada órgano anudado en los dos extremos, para que el contenido no se disperse.
POSLABORATORIO 1. Anexe los dibujos realizados en cada actividad del laboratorio para elaborar un Atlas 2. Complemente su atlas con los dibujos realizados anteriormente, junto con el ciclo de vida 3. Realice un cuadro indicando la localización de los endoparásitos en los diferentes órganos de las diferentes especies a quienes afecta. 4. Dibujar las diferentes características de los Platelmintos por género. Dibujar las características morfológica 5. Realice la lectura Sobre Aspectos generales sobre Fasciola hepática , elaborar un mapa conceptual sobre la patogénesis y las manifestaciones clínicas. 6. GLOSARIO Trematodo: Cestodo: Adolectaria: Miracidio: Esporocisto: Redia: Cercaria: Metacercaria: Metazoario: Duela: Digenea: Monogenea: Cirro: Glandulas vitelinicas: Glandulas de mehli: Escolex: Estrobilo:
Proglotide: Rostelo: Oncosfera: Cisticerco:
Bibliografía
Aspectos Generales sobre Fasciola hepática. Jesús Alfredo Cortés y Jimmy J. Vargas. Instructores de Parasitología UN.
CARTER, G. Fundamentos de Bacteriología, Microbiología Veterinaria. Zaragoza. Editorial Acribia. 1989.
CORDERO DEL CAMPILLO, M Y Rojo Vázquez, F.A Parasitología Veterinaria. Ed. McGraw-Hill Interamericana, Madrid, España. 1999. 968 0pp
CARTER, G. R. Fundamentos de Bacteriología y Micología Veterinaria. Ed. Acribia, S.A. Zaragoza, España. 1988.
www.colfound.to.it/html/atlas.htm http://Cimpat.uniandes.edu.co http://www.memo.com.co www.ucm.es/info/parasito/enlaces.html www.felmeds.org www.perso.wanadoo.fr/h3d/las%20garrapatas..htm www.freemedicaljournals http://comunidad.veterinaria.org/registrarse.cfm
AUTOEVALUACIÓN LOGRO DE LOS OBJETIVOS SI
NO
FORTALEZAS
DEBILIDADES
SUGERENCIAS A CADA DEBILIDAD
PRÁCTICA No 3 GUÍA No. 3 Métodos Analíticos: Flotación y Sedimentación de huevos y Migración de larvas TECNICA DE McMaster OBJETIVO Diagnosticar enfermedades parasitarias por medio del método analítico de McMaster. Hallar, identificar y hacer un conteo de huevos por gramo de materia fecal. GENERALIDADES A veces es conveniente conocer la carga parasitaria. Para ello se realizan determinaciones cuantitativas que proporcionan la intensidad del parasitismo, expresada en número de huevos por gramo. Postura de huevos diaria por hembra Haemonchus y Oesophagostomum 5.000 -10.000 Ostertagia y Tríchostrongylus 100-200 Cooperia 500-1000 Nematodirus 50-100 MATERIALES EQUIPOS Y REACTIVOS Materiales Beaker (250-500ml) Solución de McMaster Tamiz de 80 o 90 mallas por pulgada Baja lenguas o mezclador de vidrio Balanza simple para pesar heces Probeta de 50 ml Pipeta de Paster Cámara de McMaster Reactivos Fenol Glucosa Equipos Microscopio Contador mecánico PROCEDIMIENTO Utilizar una porción de muestra de heces, extraída directamente del recto del animal (bovino, equino, ovino, caprino, canino) o heces frescas recolectadas inmediatamente después de su eliminación para impedir su contaminación con heces de otros animales o con sustancias extrañas. Procesar las muestras inmediatamente después de su recolecta o en 48 horas conservadas con medio de transporte hasta su procesamiento. a- Pesar 2 g de heces colectadas directamente del recto. Para bovinos adultos pesar 4 g de heces. b- Colocar las heces en un tamiz, llevar a 58ml con la solución de McMaster. Para bovinos adicionar 56ml de solución hipersaturada de NaCl. c- Triturar las heces con un bajalenguas d- Homogenizar la suspensión fecal con una pipeta
e- Retirar una pequeña cantidad de muestra y llenar por capilaridad dos celdas de la cámara. f- Esperar 1-2 minutos, para realizar el conteo de huevos. g- Para la observación microscópica, usar ocular de 5x o 8x y objetivo 10x. h- Contar los huevos encontrados en las dos áreas de la cámara, 1 cm2 a la izquierda y un cm2 a la derecha. RESULTADOS El total de huevos encontrados en el área izquierda y el total de huevos del área derecha, multiplicados por 100, da el resultado de huevos por g (h.p.g) de nematodos gastrointestinales, que se encuentran en las dos áreas de la cámara de McMaster, deben ser calculados separadamente, por ejemplo, Strongyloides, excepto los huevos que pueden identificarse por la forma, como Strongyloides, Nematodirus, Capillaria, Trichuris y Neoascaris. El total de cada grupo, se multiplica por 100. ANALISIS La observación de uno o más huevos por gramo se reporta, e indica la presencia de parasito(s) en la muestra de analizada. TECNICA DE DENNIS OBJETIVO Diagnosticar la presencia de trematodos a través de la identificación de huevos encontrados en la materia fecal por este método. GENERALIDADES Esta técnica sirve para comprobar la presencia de formas parasitarias cuyo peso específico es superior al de las soluciones utilizadas en las técnicas de flotación y a consecuencia de su densidad no lleguen a la superficie, sino que sedimentan en el fondo. Método que se aplica principalmente para identificar huevos de trematodos, sobre todo de Fasciola hepática, paramfistomidos y acantocéfalos. MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales Cajas de petri Beaker Tamiz No. 90 Baja lenguas o mezclador de vidrio Balanza Tubos cónicos de 50 ml Probeta de 50 ml Solución de Dennis (Anexo 1) Reactivos Lugol Agua destilada Sulfato de Aluminio y Potasio al 1% Equipos Estereoscopio
PROCEDIMIENTO abcdefghijklmnopqr-
Tomar una porción de la muestra de heces Pesar 2 gramos Depositar en un beaker Agregar solución de Dennis hasta 50 ml Homogenizar Tamizar en otro beaker Colocar el contenido en un tubo de 50 ml Dejar en reposo durante 45 minutos Eliminar las ¾ partes del sobrenadante Colocar hasta 45 ml de solución de Dennis Dejar en reposo durante 10 minutos Eliminar el sobrenadante y dejar solo menos de 5 ml en el tubo Homogenizar el sedimento Agregar 2 gotas de lugol Dejar en reposo 5 minutos Verter el contenido en una caja de petri Juagar el tubo con 5 ml de agua de grifo y verter en La caja de petri Observar al estereoscopio
RESULTADOS Verificar la presencia o ausencia de huevos de trematodos en la muestra analizada ANÁLISIS La presencia de al menos un huevo observado, indica la presencia del parásito. TECNICA DE BAERMANN OBJETIVO Identificar directamente la presencia de larvas de ciertos nematodos, tejidos y pastos. GENERALIDADES Esta técnica sirve especialmente para la concentración de larvas de helmintos. Se utiliza la incapacidad de las larvas de nematodos para nadar contra la gravedad; el calor del agua tibia estimula la movilidad y salida de las larvas de las heces y de los tejidos procesados de donde se desprenden y descienden al fondo del tubo. MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales: a. Aparato de Baermann b. Caja de petri c. Tubos de ensayo d. Tamiz No. 90 e. Laminas f. Laminillas Reactivos:
a. Pepsina de 2000 U7G FIP (1:10000 NF) b. Ácido Clorhídrico 25% c. Cloruro de sodio Equipos: Microscopio
PROCEDIMIENTO 1. Extracción de la muestra de heces ijklmnopqrstu-
Montar el aparato de Baermann Llenar con agua el tubo, la manguera y parte del embudo sin que queden burbujas Colocar el tamiz sobre el embudo Pesar 5 gramos de la muestra Colocar sobre el tamiz Recubrir con agua la muestra depositada en el tamiz Dejar en reposo durante 24 horas Extraer el tubo de ensayo del aparato de Baermann Centrifugar a 3000 rpm durante 10 minutos Eliminar el sobrenadante Agitar el sedimento y colocarlo en una lámina Cubrir con una laminilla Observar en el microscopio con el objetivo 10X
2. Extracción de muestra de tejido a. Montar el aparato de Baermann b. Llenar con solución digestiva artificial (Anexo 1) el tubo, la manguera y parte del embudo sin que queden burbujas c. Colocar el tamiz sobre el embudo d. Pesar 5 gramos de tejido (músculo) e. Colocar sobre el tamiz f. Recubrir con agua la muestra depositada en el tamiz g. Dejar en reposo durante 24 horas h. Extraer el tubo de ensayo del aparato de Baermann i. Centrifugar a 3000 rpm durante 10 minutos j. Eliminar el sobrenadante k. Agitar el sedimento y colocarlo en una lámina l. Cubrir con una laminilla m. Observar en el microscopio con el objetivo 10X 3. Extracción de muestra de pasto a. Montar el aparato de Baermann b. Llenar con agua el tubo, la manguera y parte del embudo sin que queden burbujas c. Colocar el tamiz sobre el embudo d. Pesa 300 gramos de pasto (a partir de 5 cm por encima del suelo) e. Colocar sobre el tamiz f. Recubrir con agua la muestra depositada en el tamiz g. Dejar en reposo durante 24 horas h. Extraer el tubo de ensayo del aparato de Baermann i. Centrifugar a 3000 rpm durante 10 minutos j. Eliminar el sobrenadante
k. Agitar el sedimento y colocarlo en una lámina l. Cubrir con una laminilla m. Observar en el microscopio con el objetivo 10X RESULTADO Observación de larvas móviles, con características morfológicas compatibles a parásitos pulmonares, de tejido o de pastos. ANÁLISIS La observación de al menos una larva indica la presencia de parásitos y será reportado como positivo para el género observado. CONCENTRACIÓN DE MICROFILARIAS POR ACETONA 1. Materiales Aguja para colecta de sangre Centrífuga Tubo de centrífuga Pipeta paster Solución de acetona preparada. Anexo 1 2. Método Tomar 9 ml de solución de acetona preparada Agregar 1 ml de sangre fresca Mezclar Centrifugar por 10 minutos a 1.500 rpm Remover el sobrenadante, dejando 0,1 ml del sedimento Retirar una gota del sedimento con una piteta paster Colocar en una lámina y cubrir con una laminilla Examinar al microscopio, las microfilarias encontradas.
3. RESULTADOS Y ANÁLISIS La detección de al menos una forma de microfilaria en el extendido y en el sedimento se reporta como positivo a estas. Solución de Acetona preparada: Azul de metileno a 5%...................5ml Acetona…………………………….5ml Citrato de sodio………………….0,2ml Agua destilada…….......................90ml LOGRO DE LOS OBJETIVOS SI
NO
FORTALEZAS
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SUGERENCIAS A CADA DEBILIDAD
PRÁCTICA No 4 GUÍA No. 4 Artrópodos (garrapatas): Diagnóstico taxonómico por identificación directa OBJETIVOS Enseñar la morfología propia de los artrópodos. Familiarizar al estudiante con los principales artrópodos que afectan directa e indirectamente la salud de los animales y la producción y calidad de los productos pecuarios. MARCO TEORICO La garrapata figura como uno de los ectoparásitos de mayor importancia económica a escala mundial, por la disminución que ocasiona en la producción del ganado bovino, caprino, ovino y caballar. La garrapata figura como uno de los ectoparásitos de mayor importancia Consecuencia directa de la parasitación por garrapatas son la menor cantidad de alimentos ingeridos por el ganado, las pérdidas de peso por toxinas e irritación, las anemias producidas por pérdidas de sangre y transmisión de hemoparásitos y la considerable depreciación de las pieles a causa de las perforaciones producidas por los piquetes. Además, estas perforaciones permiten el acceso de bacterias, micosis dermales y larvas de moscas (miasis). Al lesionar la piel para chupar sangre, muchas especies de garrapatas pueden transmitir también los más diversos agentes patógenos; como virus, bacterias, Ricketssias y protozoos. Esto puede conducir a enfermedades agudas, crónicas o incluso, a la muerte. Procedimiento Parte 1. Identificación general de la garrapata.http://start.funmoods.com/results.php?q=garrapata+macho+o+hembra&cate gory=video&a=down&f=1&cd=2XzuyEtN2Y1L1Qzu0Ezzzy0DzzyByB0C0EyCtB0FzzyB yC0BtN0D0Tzu0CtByEtAtN1L2XzutBtFtCtFtCtFtAtCtB&cr=2070271461&start=1. http://www.youtube.com/watch?v=gcg-Fooe4LM. http://www.youtube.com/watch?feature=endscreen&NR=1&v=Na_dcF1bztg PREANALÍTICO Colecta de garrapatas en praderas Se usa el método propuesto por Wilkinson (1961) para la recolección de las larvas (no parasíticas) de la garrapata, localizadas en las praderas. Se utiliza una franela blanca de 1 m2 que se arrastre horizontalmente en potreros con pasturas de alimentación para el ganado, con un patrón de recorrido aleatorio sobre una superficie de 1 m x 70 m (Zimmerman y Garris, 1985). En el área seleccionada, principalmente en horas de la mañana, se realizan cuatro recorridos lineales, en forma de cruz ‘+’, uno de ida y otro de regreso, por trayecto, en un tiempo de 7 minutos por recorrido, para un total de 28 minutos . Preservación e identificación de las muestras Las garrapatas colectadas son preservadas en alcohol etílico al 70% y transportadas en recipientes rotulados al Laboratorio para su posterior identificación taxonómica.
PROCEDIMIENTO 1. Antes de tomar la garrapata, cubra totalmente la canica con plastilina limpia tipos con una capa delgada de esta.
2. Coloque el estereoscopio sobre la mesa e identifique sus partes (ocular, ajuste de dioptría, cabezal, botón de ajuste del aumento, ajuste del enfoque, lentes auxiliares, brazo, platina, base) 3. Coloque la canica ya lista sobre la platina del estereoscopio. 4. Tome la garrapata y colóquela sobre la plastilina, asegurándose que la garrapata a observar quede fija en la plastilina. 5 Gire la canica mientras está observando por el ocular, para poder ver las diferentes estructuras que caracterizan morfológicamente a las garrapatas (vista ventral y vista dorsal). POSLABORATORIO 1. Dibuje la parte ventral y dorsal del macho y la hembra de las garrapatas 2. Indique sus partes (Rostro, capitulum, espiráculo. poro genital, poro anal, surco anal entre las estructuras más comunes). 3. Anexe los dibujos realizados en cada actividad del laboratorio para elaborar un Atlas 4. Complemente su atlas con los dibujos realizados anteriormente, junto con el ciclo de vida 5. Realice un cuadro indicando enfermedades animales trasmitidas por garrapatas e indique el género que las trasmite. 6. Examine y anexe un artículo del año 2005 en adelante, en la cual refiera un agente patógeno trasmitido a animales por garrapatas. 7 No olvidar adjuntar la bibliografía.
PRÁCTICA No 5 GUIA No. 5 Métodos Analíticos: Examen directo de estadios de Moscas Productoras de Miasis OBJETIVO Identificar el estadio de las moscas, para el diagnóstico de enfermedades parasitarias productoras de miasis. Familiarizar al estudiante con los principales insectos productores de miasis. Igualmente hacer conocer su importancia en zoonosis y Salud Publica. Utilizar los términos científicos relativos a la nomenclatura de los diferentes tipos de parásitos y utilizar la etimología para mejorar la comprensión de su significado. MARCO TEORICO Las miasis, bichera o gusanera, es de distribución mundial principalmente en las regiones tropicales y subtropicales . Según el grado de parasitismo , las moscas que producen miasis se clasifican en tres categorías: Miasis Obligatoria: Las larvas son parásitos obligados que necesitan de un hospedador para llevar adelante el desarrollo de sus larvas. Se alimentan exclusivamente de tejido vivo. Miasis facultativa: causada por dípteros, parásitos facultativos u oportunistas. Las hembras adultas depositan los huevos generalmente en excrementos, cadáveres o materia orgánica en descomposición. Pero esta larva normalmente de vida libre. Miasis accidentales: Causadas por dípteros de vida libre pero que por ciertas circunstancias puede ser ingerido por el hospedador y desarrollarse en el de forma accidental. ORDEN DIPTERA Familia: Cuterebridae Género: Dermatobia Especie: hominis Familia: Oestridae Género: Oestrus Especie: ovis Familia: Faniidae Género: Fannia Especie: canicularis Familia: Culicidae Género: Culex Especie: pipiens Género: Anopheles spp Género: Aedes spp. MATERIALES EQUIPOS Y REACTIVOS Materiales Caja de Petri Pinza metálica o plástica Reactivos
Alcohol o etanol al 70% Equipos Estereoscopio PROCEDIMIENTO Parte 1. Colecta de las muestras Tomar de la muestra (larvas de heridas) recolectada en etanol al 70 %, para ser identificadas de acuerdo a su estadio. . Colocar de larva en larva sobre una caja de Petri. Llevar a un estereoscopio Observar sus características morfológicas Relacionar de acuerdo a las características morfológicas su similitud con los diferentes estadios de moscas. Examinar al microscopio o estereoscopio e identificar según las características propias de cada familia, género e incluso especie. Parte 2. Manejo de las muestras Colectar las muestras en frascos limpios e irrompibles, de boca ancha y con una tapa que mantenga herméticamente sellados. Parte 3. Resultados de la actividades 1. Anexe los dibujos realizados en cada actividad del laboratorio para el Atlas 2. Dibujar las características morfológicas, principalmente del estadio larval, de los diferentes tipos de larvas causantes de miasis. 3. Realice un cuadro indicando y relacionando las diferentes clases de miasis por su localización dentro del hospedero. 5. Dibuje la mosca del GBG (Cochliomyia hominivorax), con sus características morfológicas
BIBLIOGRAFIA http://www.youtube.com/watch?v=eTiLDLp032I http://www.rlc.fao.org/es/prioridades/transfron/miasis/pdf/doc1.pdf http://www.youtube.com/watch?v=IDterXoVFWQ CORDERO DEL CAMPILLO, M Y Rojo Vázquez, F.A Parasitología Veterinaria. Ed. McGraw-Hill Interamericana, Madrid, España. 1999. 968 0pp
CARTER, G. R. Fundamentos de Bacteriología y Micología Veterinaria. Ed. Acribia, S.A. Zaragoza, España. 1988.
BRISOLA, MARCONDES CARLOS. Entomología Médica e Veterinaria. Editorial Atheneu, Sao Paulo, Río de Janeiro, Bello Horizonte 2001
RODRIGUEZ, DE CARDONA HELIA. Epidemiología de las Enfermedades parasitarias. Fondo Nacional Universitario. Primera Edición, Santafé de Bogotá, D.C., 1993.
