Guia de Farmacognosia y Fitoquímica

UNIVERSIDAD CATÓLICA LOS ANGELES DE CHIMBOTE

Guía de Práctica de FARMACOGNOSIA Y FITOQUIMICA

FARMACIA Y BIOQUIMICA

MG. Q.F. MARIA ISABEL PALACIOS PALACIOS

UNIVERSIDAD CATÓLICA LOS ÁNGELES DE CHIMBOTE DEPARTAMENTO DE QUIMICA Y FARMACIA

GUÍA DE PRÁCTICAS FARMACOGNOSIA Y FITOQUIMICA

DOCENTE: MG. Q.F. MARIA ISABEL PALACIOS PALACIOS Telefax: 043-3

Erythoxylon coca

1





PRESENTACION El presente Manual de Prácticas, está dirigido a los estudiantes de pregrado de Farmacia y Bioquímica que cursan la asignatura de Farmacognosia y Fitoquímica de la Universidad Los Angeles de Chimbote.

Tiene

como

objetivo facilitar

el aprendizaje

del

curso,

integrando

los

conocimientos teóricos con los prácticos, siendo una herramienta adecuada de trabajo, que le permitirá desarrollar sus prácticas de laboratorio de manera adecuada y ordenada, esta dividido en dos grandes grupos.

Espero que el presente Manual de Prácticas sea de utilidad para el estudiante de Farmacia y Bioquímica de la ULADECH, asimismo se espera las valiosas sugerencias de colegas y estudiantes para mejorar ediciones futuras.

Finalmente quisiera hacer un reconocimiento a mi familia por el apoyo constante que me brindan en mi desarrollo personal y profesional.

MG. Q.F. María Isabel Palacios Palacios

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INDICE 1. PRACTICA Nº 01: Control de calidad macroscópico y microscópico de una droga natural pruebas histológicas:.. ………………………………………………………..

01

2. PRACTICA Nº 02: Determinación de humedad y cenizas de una droga natural, tamizaje fitoquímico de un extracto vegetal: …………………………………

11

3. PRACTICA Nº 03: Ensayos de solubilidad, preparación y análisis de un extracto vegetal……

19

4. PRACTICA Nº 04: Determinación de azúcares, polisacáridos homogéneos y heterogéneos: Almidones, gomas, mucílagos y pectinas:. ……………….

25

5. PRACTICA Nº 05: Determinación de glicósidos cardiotónicos y fenólicos..……………………..

37

6. PRACTICA Nº 06: Determinación de glicósidos antraquinónicos y cianogenéticos…………….

44

7. PRACTICA Nº 07: Determinación de Saponinas:…………………………………………………

51

8. PRACTICA Nº 08: Determinación de flavonoides:…………………………………………………..

57

9. PRACTICA Nº 09: Determinación de e cumarinas iridoides y métodos de extracción:………… 64 10. PRACTICA Nº 10: Determinación de drogas con taninos gálicos y catéquicos:………………..

70

11. PRACTICA Nº 11: Determinación de drogas con aceites esenciales y resinas:…………..…….

77

12. PRACTICA Nº 12: Determinación de alcaloides y métodos de extracción:……………………..

3

84





PRÁCTICA Nº 01 CONTROL DE CALIDAD MACROSCÓPICO Y MICROSCÓPICO DE UNA DROGA NATURAL - PRUEBAS HISTOQUIMICAS 1.1.

OBJETIVOS: 

Caracterizar

una

especie

medicinal

realizando

observaciones

macroscópicas y microscópicas.

1.2.



Determinar la presencia de impurezas y agentes contaminantes



Realizar pruebas histoquímicas para identificar principios activos.

FUNDAMENTO: En el mundo, las drogas y preparados fitoterapéuticos obtenidos a partir de plastas medicinales, ocupan un lugar importante en el comercio mundial de medicamentos, y debido a ello, se ha enfatizado en la necesidad de garantizar su control de calidad con la aplicación de técnicas modernas, uso de parámetros y patrones adecuados. Evaluar o valorar las drogas vegetales significa, identificar y determinar su calidad y pureza, que se va a traducir en su valor intrínseco, es decir en su contenido de principios activos responsable de su acción farmacológica. Las impurezas o materias extrañas son aquellas partes de la droga que no corresponden a las exigencias que señala la monografía en cuanto a color, tamaño, estado y grado de pulverización, mezclas con otras partes de la planta, polvo, arena, piedras y otras sustancias minerales. Las drogas deben estar libres de organismos patógenos y de microorganismos insectos y cualquier otra contaminación animal, incluyendo excretas. No deben de presentar olores anormales, decoloraciones o algún signo de deterioro. Las pruebas para contaminación microbiana, se desarrollan bajo condiciones diseñadas para evitar la contaminación durante la prueba.

1.3

MUESTRAS: Planta Medicinal o mezcla de plantas medicinales de venta en mercados o centros naturistas, también algunos preparados o formas farmacéuticas de productos naturales.

4




1.4

MATERIALES Y REACTIVOS:     

1.5.


    

Placas Petri Balanza Analítica Microscopio, estereoscópico Pipetas de 5y l0 ml. Reactivos para histoquímica

Agua Destilada Pinza Laminas Posta y Cubre objetos Mortero Beaker de 250 ml.

PROCEDIMIENTO:

1.5.1 EVALUACION MACROSCOPICA Y MICROSCOPICA DE LAS DROGAS: Como primer aspecto antes de comenzar las descripciones morfológicas, se debe conocer las drogas a evaluar con la siguiente información:  Nombre científico  Nombre vulgar  Familia Botánica  Uso tradicional o reconocido  Planta endémica o aclimatada  Se describirá las siguientes características morfológicas:

Órgano Vegetal

Órganos Subterráneos

Corteza y leños

Características Botánicas  Tamaño, color, olor, forma y consistencia.  Caracteres de Superficie:  Sección transversal  Fractura  Otras particularidades  Forma  Superficie externa  Superficie interna

Hojas

 Forma, textura, superficie, color, olor, dimensiones y condición.

Flores

 Estado de desarrollo: Color, Olor y peculiaridades

Frutos

 Pericarpio, forma, dimensiones, color y olor

Semillas

 Caracteres Físicos: Color, olor y otros.

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1.5.2


DETERMINACION DE MATERIAS EXTRÁÑAS: Pesar 5 gramos de muestra y colocarla sobre una lámina de vidrio de 10 x 20 cm. ó una placa petri y con la ayuda de una pinza hacer un reconocimiento organoléptico de la droga de acuerdo a su morfología: hojas, raíz, tallo, flores, frutos, etc. haciendo un esquema del mismo. Se puede apoyar con un estereoscopio para realizar una mejor observación. Seguidamente homogenizar una porción en un mortero y añadirle unas gotas de agua destilada y observar al microscopio, describiendo y esquematizando la presencia de partes de la droga.

1.5.3. PRUEBAS HISTOQUIMICAS: Tomar un poco de muestra en una lámina portaobjeto ó en un tubo de ensayo y hacer las siguientes pruebas histoquímica: Contenido celular

1.6.

Reacción histoquímica

 Oxalato y Carbonato de Calcio

 Ácido acético ( desprende CO2)

 almidón

 Solución de Lugol

 Alcaloides

 Reactivo de Mayer (pp. blanco)

 Flavonoides

 Reacción de Shinoda

 Taninos

 Cloruro férrico ( coloración negruzca)

RESULTADOS

6





7




1.7.

DISCUSION:

1.8.

CONCLUSIONES:

1.9.

CUESTIONARIO:


 ¿Qué otras pruebas se pueden hacer para determinar las impurezas de las drogas vegetales?  ¿Cuáles

son los riesgos para la salud el uso de plantas medicinales

adulteradas o en mal estado?  ¿Una planta medicinal puede estar contaminada con microorganismos?  ¿Cuáles son los factores de riesgo de contaminación microbiana?  ¿Cómo determinaría la presencia de materia fecal en una planta medicinal?

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9




1.10.


BIBLIOGRAFIA:

10





PRÀCTICA Nº 02 DETERMINACION DE CENIZAS, HUMEDAD Y TAMIZAJE FITOQUIMICO DE UNA PLANTA MEDICINAL 1. OBJETIVO GENERAL:  Determinar el contenido de humedad de una droga al estado fresco y seco  Establecer el contenido de cenizas de una droga  Determinar la composición química de una material vegetal  Correlacionar los parámetros físico – químico con la calidad de la droga. 2. DETERMINACION DE CENIZAS: Se entiende por cenizas el residuo que queda después de la ignición de una droga. Su importancia radica en que por el uso inadecuado de insecticidas, la polución del medio ambiente por los contaminantes, que contienen sustancias difícilmente biodegradables, como son algunos metales pesados; y también la presencia de adulterantes como tierra y arcilla, tanto en las plantas medicinales o alimenticias hacen que se manifieste un porcentaje elevado de cenizas respecto de la muestra de referencia. 2.1.

OBJETIVOS:  Capacitar en la técnica de determinación de cenizas  Determinar los porcentajes de cenizas de las drogas vegetales  Relacionar el grado de contaminación con el porcentaje de cenizas

2.2.

FUNDAMENTO: Las cenizas son el residuo inorgánico que queda después de la destrucción de la materia orgánica, quedando los cationes como carbonatos, sulfatos, fosfatos respectivamente

2.3.

CENIZAS TOTALES: Permite determinar la cantidad de material remanente después de la ignición: “cenizas fisiológicas”, derivados de los tejidos de las plantas y “cenizas no fisiológicas” que son el residuo que queda después de la ignición de la materia extraña (polvo, arena, tierra, etc.) adheridos a la superficie de la droga.

2.3.1. PARTE EXPERIMENTAL. MATERIALES Y REACTIVOS:

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   

Crisol de porcelana Ácido clorhídrico al 10% Agua destilada Papel de filtro libre de cenizas


   

Pinza Desecadora Balanza analítica Mufla

PROCEDIMIENTO: Pesar de 2g a 3g la muestra pulverizada y tamizada con una desviación permisible de 0.5mg en un crisol de porcelana, previamente tarada. Caliente suavemente la porción de ensayo aumentando la temperatura hasta carbonizar y posteriormente incinerar en un horno mufla a una temperatura de 700 a 750ºC, sino señala otra temperatura en la norma específica durante 2 horas. Enfriar el crisol en una desecadora y se pesa, repitiéndose el proceso hasta que dos pesadas sucesivas no difieran en más de 0.5mg (masa constante). RESULTADOS:

Mceniza  Mcrisol %C  x100 Mmuestra  Mcrisol 2.4.

DETERMINACION DE HUMEDAD: Un exceso de agua en una droga puede provocar el crecimiento microbiano, la presencia de hongos o insectos y el deterioro, seguido de la hidrólisis de los principios activos. Este ensayo es especialmente importante para drogas que absorben humedad fácilmente o se deterioran rápidamente en presencia de humedad.

2.4.1. OBJETIVOS:  Determinar el porcentaje de humedad de las drogas vegetales  Relacionar humedad con contaminación microbiana. 2.4.2. FUNDAMENTO: El agua contenido en los vegetales se determina por evaporación, a una temperatura apropiada, para que difunda por los tejidos vegetales desde los más interiores hasta la superficie, luego por pesada simple se determina el peso seco y por diferencia se determina la humedad. 2.4.3. METODO DE DESECACION:

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El cual determina el agua y las sustancias volátiles ya que el método plantea el calentamiento de la droga a 100 a 105ºC. Este método no es recomendable, cuando la planta contiene aceites esenciales u otras sustancias volátiles, para evitar el error que introducirían estas en el resultado final. 2.4.4. PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL: MATERIALES Y EQUIPOS:  Balanza Analítica

 Estufa de Calentamiento

 Cápsula de Porcelana

 Desecador

PROCEDIMIENTO: De la muestra de laboratorio, con el grado de trituración que determina la norma específica, pesar 2g con desviación permisible de 0.5mg y se transfieren a una cápsula de porcelana previamente tarada y secada, se calienta y se deseca a 105ºC durante 2 horas. La cápsula se coloca en una desecadora donde se enfría a temperatura ambiental y se pesa, colocándose nuevamente en la estufa durante 1 hora, volviéndose a pesar hasta obtener una masa constante. RESULTADOS: Mmuestra desecada Mcápsula %H  x 100 Mmuestra  Mcápsula

2.5.

TAMIZAJE FITOQUIMICO: FUNDAMENTO: Se fundamenta en la extracción selectiva de los principios activos contenidos en un material vegetal, aprovechando su solubilidad en diferentes solventes, empezando la extracción en solventes de menor polaridad como el éter etílico, un solvente de mediana polaridad como es el alcohol etílico y finalmente con un solvente de alta polaridad como es el agua. Cada uno de los extractos ayudados por la microquímica permite identificarlos mediante la formación de precipitados, coloración, etc. Estas reacciones se caracterizan por ser selectivas para las clases o grupos de compuestos que se investigan, son simples y rápidas, detectan la mínima cantidad posible y utilizan un mínimo de equipo de laboratorio.

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2.5.1. OBJETIVOS:  Determinar mediante el tamizaje fitoquímico la presencia de metabolitos secundarios  Verificar la presencia de sustancias conocidas en especies medicinales conocidas. 2.5.2. MATERIALES Y REACTIVOS:  Éter etílico

 Papel de filtro

 Alcohol etílico

 Espátula pequeña

 Agua destilada

 Embudo

 Tubos de ensayo

 Reactivos para Tamizaje fitoquímico

 Gradillas

2.5.3. PROCEDIMIENTO:

10-20g MP+ Et2O

EXTRACTO ETEREO

RESIDUO +EtOH

EXTRACTO ETANOLICO

RESIDUO + H2O

EXTRACTO ACUOSO

RESIDUO

2.5.4. EXTRACTO ETEREO:  Ensayo de Dragendorff y Mayer ara alcaloides  Ensayo de Baljet, para lactonas y/o cumarinas 

Ensayo de Lieberman-Buchard, para triterpenos y/o estereoides

2.5.5. EXTRACTO ETANOLICO:  Ensayo de Fehling para azúcares reductores  Ensayo de Cl3Fe para fenoles y taninos

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 Ensayo de Shinoda para flavonoides  Ensayo de Dragendorff y Mayer para alcaloides 2.5.6. EXTRACTO ACUOSO:  Ensayo de Dragendorff y Mayer para alcaloides  Ensayo de Cl3Fe para fenoles y taninos  Ensayo de Shinoda para flavonoides  Ensayo de Fehling para azúcares reductores 2.6.

RESULTADOS:

15




2.7.


DISCUSION:

16




2.8.

CONCLUSIONES:

2.9.

CUESTIONARIO:


 ¿Esquematice otra marcha fitoquímica, ventajas y desventajas con respecto a la efectuada en práctica?  ¿Qué indica la presencia elevada de cenizas en una droga vegetal?  ¿Qué importancia tiene la determinación de la composición química de una droga vegetal?  ¿Qué importancia tiene la determinación de humedad en una droga vegetal?  ¿Qué otros ensayos físicos se pueden hacer a una droga vegetal?

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2.10.


BIBLIOGRAFIA:

PRAÁCTICA Nº 03

ENSAYOS DE SOLUBILIDAD, PREPARACION Y ANALISIS DE UN EXTRACTO VEGETAL

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3.1.


OBJETIVOS:  Obtener un extracto vegetal utilizando un percolador  Caracterizar física y químicamente el extracto  Optimizar los parámetros para obtener un mejor extracto

3.2.

FUNDAMENTO: La lixiviación o percolación es un método de extracción muy relacionado al desarrollo de la Farmacia en cuanto a la extracción se refiere en el siglo XIX. La importancia de éste método se evidencia pues la Farmacopea de los Estados Unidos lo acepta como procedimiento oficial desde 1840. Se utiliza para la preparación de uno de los extractos más difundidos en preparaciones galénicas: los extractos fluidos. Los extractos fluidos son extractos líquidos obtenidos a partir de un material vegetal utilizando como solventes soluciones hidroalcohólicas.

3.3.

MUESTRA: Se utilizará como muestra una planta medicinal previamente desecada y pulverizada.

3.4.

3.5.

MATERIALES Y REACTIVOS:  Percolador de plástico

 Reactivos de Tamizaje fitoquímico

 Alcohol etílico de 40º, 50º, 60º y 70º

 Silicagel G

 Papel Indicador

 Acetato de Etilo

 Refractómetro

 Ácido clorhídrico

 Picnómetro

 Ácido acético glacial

 Papel de filtro

 Lámpara ultravioleta

PROCEDIMIENTO:

3.5.1. OBTENCION DEL EXTRACTO: Preparar 4 percoladores para cada concentración de alcohol, en cada uno de ellos, colocar 100 a 250g de muestra previamente humedecida con alcohol respectivo y luego cubrirlo con alcohol para cada una de las concentraciones de 40º, 50º, 60º y 70º respectivamente. Taparlo para evitar la contaminación. Obtener el percolado, cada 24 a 48 horas, anotando el tiempo de recolección. Se debe tomar como mínimo 3 muestras de cada percolado.

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3.5.2. ANALISIS DE LOS EXTRACTOS: Una vez obtenido los diferentes tipos de extractos, deben establecerse los parámetros que definan la calidad de los mismos.  Determinación de requisitos organolépticos:  Determinación de olor: Tomar una tira de papel filtro y humedecer por un extremo y determinar las características odoríferas del extracto.  Determinación del color: Se toma un tubo de ensayo limpio y seco y se llena hasta las tres cuartas partes con la muestra y se observa el color, transparencia, la presencia de partículas y la separación de capas.  Determinación de la densidad relativa: Se entiende por densidad relativa a la relación entre la masa de un volumen de la sustancia a ensayar a 25ºC y la masa de un volumen igual de agua destilada a la misma temperatura. Este término equivale a peso específico.  Ppicnómetr o 25 º c Pmp D  H O 2 P  Picnómetro H O 2

 Determinación del Índice de refracción: Es una constante característica de cada sustancia, la cual representa la relación del seno del ángulo de incidencia de la luz y el seno del ángulo de refracción cuando la luz pasa oblicuamente a través del medio. El refractómetro

permite la lectura de índice de refracción como de sólidos

totales presentes.  Determinación de pH: La acidez o alcalinidad de las soluciones se caracterizan por el valor del índice de hidrógeno o pH.  Análisis capilar: Es un método ingenioso e interesante para la caracterización de extractos y tinturas. Este método se basa en los fenómenos de absorción y repartición de sustancias en materiales colorantes a través de los espacios capilares del material inerte que constituye el papel de filtro. Para el análisis e interpretación de la imagen se tienen en cuenta los aspectos siguientes:  Color

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 Altura  Descripción de las diferentes partes  Cambios de coloración con amoníaco  Examen bajo la luz ultravioleta  Tamizaje fitoquímico: Comprobar la composición química del extracto realizando reacciones químicas específicas.  Identificación General: Caracterizar mediante una cromatografía la huella digital de la muestra.

3.6.

RESULTADOS:

21





22




3.7

DISCUSION:

3.8

CONCLUSIONES:

3.9

CUESTIONARIO:


 Con que tipo de concentración alcohólica se obtuvo los mejores resultados  Pueden producirse errores en la determinación de algunos de los parámetros  Qué dificultades tuvo Ud. en la realización de la presente práctica  Qué aporte significativo se obtiene con esta práctica para el mejor estudio de nuestros recursos medicinales.

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3.10


BIBLIOGRAFIA

PRÁCTICA Nº 04

DETERMINACIÓN DE AZÚCARES, POLISACÁRIDOS HOMOGÉNEOS Y HETEROGÉNEOS: ALMIDONES, GOMAS, MUCÍLAGOS Y PECTINAS.

4.1

DETERMINACIÓN DE AZÚCARES:

4.1.1

PRUEBAS QUIMICAS:  Determinación cualitativa de azucares: Reacciones generales:

4.1.2 OBJETIVOS:  Determinar la presencia de carbohidratos o azúcares en drogas naturales 4.1.3

MUESTRA: Miel de Apis mellífera “Abeja “

4.1.4

FUNDAMENTO:

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Se fundamenta en la deshidratación de un azúcar por la acción de un ácido mineral fuerte, formando compuestos cíclicos derivados del furfural, que reaccionan con compuestos fenólicos (α-naftol, orcinol, antrona), dando origen a compuestos coloreados. 4.1.5

MATERIALES Y REACTIVOS:  Tubos de ensayo



 Reactivo de Antrona

 Gradilla

H2SO4

 Reactivo de Molish

4.1.6

PROCEDIMIENTO: En un matraz preparar una solución al 2% de “Miel de Abeja” y tomar una alícuota en un tubo de ensayo limpio y seco, añadir 1 ml del reactivo de Molish o de Antrona, agitar, deslizar por las paredes del tubo II gotas de H 2SO4 concentrado. En la zona de contacto se observará la formación de un anillo coloreado que indicará reacción positiva.

4.2

REACCIONES GENERALES PARA AZUCARES REDUCTORES

4.2.1

OBJETIVO.  Determinar el poder reductor de los azúcares contenidos en drogas naturales.

4.2.2

FUNDAMENTO: Debido a la presencia de grupos funcionales aldehídos y cetonas en las moléculas de los azúcares, éstos poseen un poder reductor que se manifiesta sobre ciertas sales metálicas (Cu++, Ag+, Bi+++) y sustancias orgánicas oxidadas como el ácido pícrico, teniendo como condición el medio alcalino y el calor.

4.2.3

4.2.4

MATERIALES Y REACTIVOS:  Reactivo de Fehling

 Reactivo de Brown

 Reactivo de Benedict

 Tubos de Ensayo

 Reactivo de Tollens

 NaOH 10%

 Reactivo de Nylander

 Baño María

PROCEDIMIENTO:

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Tomar una batería de tubos de ensayo, adicionarle a todos 1mL de MP y 1mL de la solución reactiva. En la prueba de Brown, primero adicionarle 1mL de NaOH 10% y calentarlo hasta obtener una coloración amarilla, luego adicionarle 1mL del reactivo de Brown y colocarlo en BM y observar los resultados. 4.2.5

REACCIONDE DIFERENCIACION ENTRE CETOSAS Y ALDOSAS: PRUEBA DE SELIWANOFF: En un tubo de ensayo colocar 1 ml. de la muestra problema más 1 ml. del reactivo de Seliwanoff, llevar a Baño María hasta la aparición de una coloración rosada, que indicará la presencia de cetosas

4.2.6

DETERMINACION DE CONSTANTES FISICAS: DETERMINACION DEL INDICE DE REFRACCION: El Índice de Refracción es una constante característica de cada sustancia. MATERIALES Y REACTIVOS:  Refractómetro de Abbé  Varilla de vidrio  Muestra Problema  Solución de EtOH:Et2O (1:1) para la limpieza del equipo PROCEDIMIENTO: Se coloca sobre el prisma de medición una gota de agua destilada utilizando para ello una varilla de vidrio, se ajusta el equipo seleccionando la zona del espectro visible que aparece en la línea límite del campo visual, moviendo el compensador cromático y colocando la intersección del retículo sobre la línea de los campos claros y oscuros. Después de hacer el ajuste del refractómetro, se coloca una gota de la muestra de ensayo sobre el prisma de medición, se cierra el termoprisma y se enfoca la luz por medio del espejo, de modo tal que la misma incida sobre la apertura de entrada del prisma de medición y se proceda de la misma forma que con el agua. Con el refractómetro se mide el índice de refracción y el porcentaje de solutos.

4.3

ALMIDON: Principal sustancia de reserva de los vegetales, el almidón es una fuente energética indispensable en la alimentación del hombre y de gran número de animales. Presente en todos los órganos vegetales. Químicamente esta formado

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-(1----4) que forma la amilasa, formando con el agua soluciones de elevada viscosidad. La amilopectina, principal constituyente de la mayoría de los almidones, de estructura ramificada con -(1----4), unidas -(1----6). 4.3.1

OBJETIVOS:  Caracterizar el almidón por reacciones químicas y observación microscópica  Identificar la amilopectina y la amilasa  Hidrolizar en medio ácido el almidón

4.3.2

FUNDAMENTO: El almidón se identifica con el I2 por una reacción de pseudoadición dando una coloración característica y al microscopio, se observa el hilio y las estrías típicas de cada tipo de almidón. La hidrólisis del almidón permite identificar la amilasa y la amilopectina; dando coloración azul y rojo respectivamente a medida que se va hidrolizando.

4.3.3

MUESTRA: Almidón de papa, maíz ó arroz.

4.3.4

MATERIALES Y REACTIVOS

4.3.5

 Matraz de 250 ml


 Pipetas de 2,5 y 10 ml

 Refrigerante de reflujo

 Reactivo de Lugol

 Pinzas

 Microscopio

 Soporte Universal

 Lamino portaobjeto

 Tubos de ensayo

 HCl concentrado

 Reactivo de Azúcares reductores

EXTRACCION Rallar el tubérculo sobre abundante agua, luego decantar el líquido de lavado en recipiente apropiado. Dejar sedimentar y lavar por decantación varias veces. Secar si es necesario.

4.3.6

REACCIONES DE IDENTIFICACION:  Solubilidad: en agua fría insoluble y soluble en agua caliente, formando una masa semitransparente (engrudo de almidón)

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 Con la solución de I2 al 2.5% da azul violeta, que desaparece con el calor y reaparece al enfriarse.  Observación directa al microscopio, colocando en una lámina portaobjeto una muestra, añadirle agua destilada y observar la forma del hilio y de las estrías.  Reacciones de caracterización con lugol observados al microscopio, también observar al microscopio sin reactivo y dibujar las características de los gránulos de almidón.  Controlar las fases de la hidrólisis cada hora con S.R. de Lugol en placa de toques y observar las siguientes coloraciones: Violeta Roja

: :

Incolora : 4.4

Amilodextrina

Eritrodextrina Acrodextrina

INULINA: La inulina, es un oligofructano, es un compuesto del almacenamiento principal en muchas plantas de la familia de las Compositae. Sin embargo, en el yacon la inulina parece ser el componente principal. Los Oligosacaridos del yacon han sido -(2—1)-fructooligosaccharides con la sacarosa terminal.

4.4.1

OBJETIVOS:  Determinar la presencia de inulina en una muestra vegetal  Diferenciar la inulina del almidón  Determinar la presencia de fructosa

4.4.2

FUNDAMENTO: La raíz de Polymnia sonchifolia “yacon” contiene inulina que es un polisacárido formado por unidades de fructosa, además contiene fructosa libre y por oligofructanos u oligosacárdios formados por fructosa.

4.4.3

MUESTRA: raíz de Polymnia sonchifolia “yacon”

4.4.4

MATERIALES Y REACTIVOS:  Vaso de precipitados

 Fenol

 Pipetas

 Reactivo de Seliwanoff

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4.4.5


 Cocina eléctrica

 Reactivo de Lugol

 Alcohol absoluto


 Fructosa


EXTRACCION: Tomar una cantidad apropiada de raíz de “yacon”, lavarlo adecuadamente, retirar la cáscara y licuarlo, trabajar con el licuado y con el jugo.

4.4.6

REACCIONES DE IDENTIFICACION:  Tomar una alícuota en un tubo de ensayo y añadirle el Reactivo de Molish  Tomar una alícuota en un tubo de ensayo y añadirle el Reactivo de Lugol  Tomar una alícuota en un tubo de ensayo y añadirle el Reactivo de Benedict  Tomar una alícuota en un tubo de ensayo y añadirle el Reactivo de Seliwanoff  Tomar una alícuota en un tubo de ensayo, precipitar con alcohol absoluto y observar al microscopio.

4.5

GOMAS Son sustancias que exudas de los órganos vegetales, después de un traumatismo la secreción tiende a taponar la herida, es posible también que esta secreción se relaciona con las condiciones climáticas: sería en tal caso una manifestación de adaptación a la sequedad. Químicamente es un polisacárido ácido, fuertemente acetilado, por hidrólisis parcial se obtiene ramnosa, ácido D-galacturónico, galactosa, ácidos aldobiurónicos y un trisacárido ácido que lleva glucosa.

4.5.1

OBJETIVO  Caracterizar gomas de interés farmacéutico  Diferenciar goma de un mucílago.

4.5.2

FUNDAMENTO. Las gomas se solubilizan en agua, se bincha rápidamente y da un gel viscoso. Al calentar la viscosidad disminuye y se obtiene una dispersión translúcida. Por hidrólisis ácida, produce azúcares reductores.

4.5.3

MUESTRA: Polvo de Acacia senegal “Goma arábiga”

4.5.4


29




4.5.5


 Tubos de ensayo

 Balanza

 HCl concentrado

 Acetato Neutro de Plomo 5%

 Beaker de 100mL.

 Reactivo de Fehling, Benedict.

REACCIONES DE IDENTIFICACION  Preparar una solución de goma arábiga al 1%, suadir 0.1 ml de HCI concentrado. Llevar al BM por 15’, neutralizar y realizar la prueba para azúcares reductores( Fehling, Benedict)  A unos 2 ml de la solución de gomosa trátelo con la SR. Acetato Neutro de Plomo al 5%, se verá la formación de un precipitado.

4.6

MUCILAGOS Los mucílagos se les consideran como constituyentes celulares normales, preexistentes en formaciones histológicas, especializadas, frecuentes en el tegumento externo de las semillas.

4.6.1

OBJETIVOS.  Caracterizar mucílagos de interés farmacéutico  Identificar los mucílagos por sus reacciones características.

4.6.2

FUNDAMENTO. Los mucílagos se caracterizan por extraérseles con agua caliente, a partir de semillas de “Linaza”, y se le caracteriza mediante reacciones de identificación propias de los mucílagos.

4.6.3

MUESTRA: Semillas de Linum usitatissimun “Linaza’

4.6.4


4.6.5

 Beaker de 100 ml

 Ácido Tánico 5%

 Tubos de ensayo


 Gradilla

 Acetona

 Acetato Neutro de Plomo 5%

 Ácido Oxálico 10%

EXTRACIÒN

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A unos g de semillas de “Linaza”, añadirle cantidad suficiente de agua destilada y someterlo al BM hasta que exude el mucílago, que se manifiesta como un líquido viscoso. 4.6.6

REACCIONES DE IDENTIFICACIÒN  A 3 ml de la sol. trátelos con gotas de la SR. de acetato neutro de plomo 5% y observar la formación de un precipitado.  Tratar iguales volúmenes de mucílago con la SR. de ácido tánico y observar la formación de un precipitado gelatinoso.  Tratar iguales volúmenes de mucílago con alcohol de 95º y observar la formación de un precipitado.  Tratar iguales volúmenes de mucílago con acetona Q.P. y observar la formación de un precipitado.  Tratar iguales volúmenes de mucílago con ácido oxálico al 10% y observar la formación de un precipitado.

4.7

PECTINAS Son macromoléculas glucídicas constituyentes de la laminilla media de la pared de las células vegetales, las sustancias pécticas forman un cemento que une las células unas con otras. Las pectinas son abundantes en los frutos; su naturaleza evoluciona con la edad de los tejidos: en principio insolubles, y asegurando la rigidez de estos tejidos, se degradan durante la maduración en azúcares y ácidos.

4.7.1

OBJETIVOS  Extraer pectinas de interés farmacéutico  Identificar mediante reacciones químicas a las pectinas.

4.7.2

FUNDAMENTO. La extracción de pectinas se realiza, primero inactivando las enzimas por ebullición y luego se solubilizan en caliente en soluciones acuosas ácidas. Las pectinas al hidrolizares dejan en libertad a sus componentes

H+ Ácido Péctico

4.7.3

Galactosa + Arabinosa

MUESTRA: Corteza de Limón o Naranja previamente rallada

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4.7.4

4.7.5


MATERIALES Y REACTIVOS.  Alcohol etílico

 NaOH 3N

 HCl diluido

 Acetona Q.P.

 Equipo de BM

 Tubos de ensayo


 Vaso de precipitado

EXTRACCION Pesar algunos gramos de corteza de limón o naranja previamente rallada, desecar en la estufa a 105ºC por 15’. Purificar esta corteza desecada con tres porciones de alcohol etílico de 25mL., cada una, el residuo tratarlo con 10mL de HCl diluido en BM hasta pequeño volumen.

4.7.6

REACCIONES DE IDENTIFICACION  Un ml de la solución con gotas de NaOH 3N formación de un pp  Un ml de la solución con 5 ml de acetona, formación de un gel incoloro  Un ml de la solución con 5 ml de alcohol, formación de un gel.

4.8

RESULTADOS :

32





33




4.9

DISCUSION:

4.10

CONCLUSIONES:

4.11

CUESTIONARIO


34





 ¿Mediante reacciones químicas, fundamente Ud. las reacciones generales y de azúcares reductores?  ¿Qué es el Índice de Refracción?  ¿Qué métodos de cuantificación de azúcares reductores conoce?  ¿La miel de abeja que se utilizó en práctica, ¿es adulterada?  ¿Cuales son los valores de azúcares de una miel de abeja?  ¿Qué usos farmacéuticos tienen las gomas, mucilagos y pectinas?  ¿Cuál es el almidón aprobado por Ia USP XXIII?  ¿A que se debe la formación de pp. en las reacciones de las pectinas?  ¿Cuál es la importancia de los almidones modificados?  ¿Importancia medicinal y económica del yacon?

35




4.12


BIBLIOGRAFIA:

PRÁCTICA Nº 5 GLICOSIDOS CARDIOTONICOS Y FENOLICOS

5.1

GLICOSIDOS CARDIOTONICOS Los glucósidos cardiotónicos constituyen un grupo perfectamente individualizado y de gran homogeneidad estructural y farmacológica. Todos de origen vegetal, son medicamentos de elección en la insuficiencia cardíaca, a pesar de su reducido margen terapéutico. La estructura de estos compuestos es muy homogénea, consta de una genina de naturaleza esteroídica y un resto azúcarado que generalmente es un oligosacárido formado por desoxiazúcares.

5.1.1

OBJETIVOS:  Identificar las drogas vegetales con aglicón esteroide

36





 Reconocer a los compuestos con glicósidos cardiotónicos 5.1.2

FUNDAMENTO: Los glicósidos cardiotónicos, se caracterizan por tener un aglicón esteroide y un resto azucarado, formado por tres azúcares llamados digitoxosas. Las reacciones químicas buscan identificar el aglicón esteroide, formando acetatos con el grupo hidroxilo que une al aglicón, con el resto azucarado, al núcleo lactónico y a las digitoxosas mediante pruebas específicas.

5.1.3

MUESTRA: Hojas de Neríum oleander “laurel rosa” y tableta de dígoxina

5.1.4

MATERIALES Y REACTIVOS:  Pipeta de 10 ml.

 Acetato de Plomo 5%

 Beaker de 250 ml

 Cloroformo

 Embudo de vidrio

 Anhídrido acético

 Tubos de ensayo

 H2SO4 concentrado

 Papel de Filtro

 Reactivo de Kedde

5.1.5 EXTRACCION: A unos 2g de polvo de hojas, agregarle 10mL de alcohol de 70º y calentar suavemente, dejándolo en contacto por 3, filtrar y a 5mL del filtrado adicionarle 10mL de agua; precipitar con V gotas de acetato de plomo 5%, agitar y filtrar. El líquido filtrado se agita con cloroformo, decantar, separar y evaporar el solvente con las precauciones debidas. 5.1.6

REACCIONES DE IDENTIFICACION  Ensayo de Kedde: Una alícuota de un extracto etanólico se mezcla con 1mL del reactivo y se deja reposar durante 5 a 10 minutos. Un ensayo positivo es en el que se desarrolla una coloración violácea, persistente durante 1-2 horas.  Reacción de Lieberman-Bouchard: A una alícuota del extracto etanólico evaporar a sequedad y redisolverlo en cloroformo, añadirle anhídrido acético y por las paredes dejar caer ácido sulfúrico concentrado. Observar la formación de un anillo o coloración.

5.2

GLICOSIDOS FENOLICOS: Los compuestos fenólicos sencillos son bastantes raros; probablemente, provienen de la descarboxilación oxidativa o no de los ácidos benzoicos: así el arbutósído, podría ser el producto de la descarboxilación de un glucósido del

37





ácido gentísico, o de la descarboxilación de un ácido para-hidroxi-benzoico peroxidado. Arbutina

5.2.1

Populina

Salicina

OBJETIVO:  Dar a conocer la presencia de grupos fenólicos en Plantas Medicinales  Conocerlas reacciones de identificación para grupos fenólicos.

5.2.2

FUNDAMENTO: Los glicósidos fenólicos se solubilizan en agua por su resto azucarado, facilitando su extracción en medio acuoso. La presencia de grupos fenólicos se pone en evidencia con el F+3, por la formación de un complejo y previa hidrólisis se detecta los azúcares reductores por la formación de un precipitado rojo de Cu 20.

5.2.3

MUESTRA: Corteza desecada y pulverizada de Salix humboltiana “Sauce”

5.2.4

MATERIALES Y REACTIVOS:  Beaker de 200 ml

 FeC13 1% en agua

 Tubos de ensayo

 FeCl3 1% en EtOH para cromatografía

 Papel Filtro


 Embudo

 Placas cromatográficas

 H2S04 concentrado

5.2.5 EXTRACCION DE LA SALICINA: A unos 2 g de corteza de “Sauce” pulverizada o picada, agregarle unos 100mL de agua y hervir una hora, filtrar y concentrar hasta una consistencia siruposa. Al enfriar, la salicina se separa, decantar. Al residuo agregarle el doble de su volumen de agua hirviendo y dejar que cristalice. 5.2.6

REACCIONES DE IDENTIFICACION.  Tratar mg del pp. con H2S04 concentrado y observar la formación de color.  Tratar la muestra con FeCI3, dando una coloración pardo violeta, pero después de la hidrólisis la salicina se descompone y se libera la saligenina, la cual con el FeCl3, da una coloración azul, por la presencia de grupo fenólico libre.

38





 Con el líquido acuoso hidrolizado, verificar la presencia de restos azucarados.  CCF:

5.3

o

Solvente : CHCI3 : MeOH (1:3)

o

Soporte

o

Standard : Acido Salicílico Q.P. ó Ácido acetil salicílico

o

Revelador : FeCl3 1% en EtOH

: Silicagel G 60

RESULTADOS:

39




5.4

DISCUSION:

5.5

CONCLUSIONES:


40




5.6


CUESTIONARIO:  Importancia terapéutica de los glicósidos cardiotónicos  Esquema de la placa cromátografica de la salicina y explique el resultado  ¿Por qué se utiliza como standard el ácido salícilico?  ¿Por qué se determina azúcares reductores en la solución hidrolizada?  Se puede determinar por cromatografía un glicósido cardiotónico. Si es afirmativa la respuesta. ¿Cuál sería el procedimiento y que reactivos emplearla?  ¿Qué otras especies contienen glicósidos cardiotónicos?

41




5.7


BIBLIOGRAFIA:

42





PRÁCTICA Nº 06

GLICOSIDOS ANTRAQUINONICOS Y CIANOGENETICOS

6.1.

GLICOSIDOS CIANOGENETICOS La cianogénesis es la facultad que tienen ciertos vegetales de producir ácido cianhídrico. Las sustancias cianógenas vegetales, son siempre heterosidos de 2hidroxinitrilos: los heterosidos cianogenéticos.

6.1.1 OBJETIVOS:  Conocer la presencia de HCN en Plantas Medicinales 6.1.2 FUNDAMENTO: La prunasina es el glicósido cianogénetico que se encuentra en especies del género Prunas y que se evidencia por la reacción de Grignard o del papel picrosodado y el resto azucarado del glicósido se identifica por la reacción de Benedict. 6.1.3 MUESTRA: Hojas de Pranus serotina “Capulí” o Pranus cerasus “Guinda” 6.1.4 MATERIALES Y REACTIVOS:  Matraz con tapa esmerilada de 250 ml

 Embudo

 Tubos de ensayo

 Papel Picrosodado

 Papel filtro


6.1.5 DETERMINACION CUALITATIVA  Reacción de Grignard: Colocar unos 5 g de hojas groseramente trituradas en un matraz con tapa esmerilada y añadirle unos 30 ml. de agua y suspender en interior del matraz una tira de papel pícrosodado y tapar sin agitar. Calentar en BM por 15 a 20 minutos, del cual se observará que el papel se tiñe de rojo, indicando la presencia de HCN por formación de isopurpurato de sodio.  Determinación de azúcares: Un mL del líquido de la reacción de Grignard, se coloca en un tubo y se le agrega 1mL de la S.R. de Benedict, luego calentar en

43





BM hasta observar la formación de un pp. rojo ladrillo que nos indica la presencia de azúcares reductores. 6.1.6 DETERMINACION CUANTITATIVA Del HCN en una especie vegetal, después de su extracción FUNDAMENTO. Consiste en liberar el HCN, que se fijará en medio alcalino. Después se cuantificará con Ag+ hasta la formación de un complejo de dicianoplata y el fin de la reacción es un precipitado opalescente de yoduro de plata. Muestra: Hojas frescas de Prunus laurocerasus “Laurel cerezo” Materiales y Reactivos:  Balón de 250mL

 KI 10%

 Erlenmeyer de 200mL

 Bureta de 10mL

 Refrigerante

 Pipetas de 1mL

 AgNO3 0.03N

 Soporte Universal

 NaOH 10%

 Probeta graduada

Procedimiento Pesar unos 5 g de laurel cerezo, colocarlas en un balón, añadirle 25mL de agua caliente (50ºC). Tapar herméticamente y someterlo a BM por 10’. Destapar y unirlo al dispositivo de destilación, con el extremo del refrigerante sumergido en un erlenmeyer que contiene 10mL. de NaOH 10% y 1mL Kl 10%. Empezar la destilación con cuidado sin necesidad de una ebullición fuerte, a fin de recoger unos 20mL de destilado. Terminada la destilación, el extremo del refrigerante lavarlo con agua destilada. Valorar con NO 3Ag 0.03N hasta ligera opalescencia. Cada ml de AgNO3 equivale a 1.62 mg de HCN. 6.2

GLICOSIDOS ANTRAQUINONICOS: Las quinonas son compuestos oxigenados que corresponden a la oxidación de compuestos aromáticos. Las diferentes drogas de este grupo, se caracterizan por la presencia de compuestos fenólicos, más o menos oxidados (antronas, antranoles y antraquinonas), relacionados con el antraceno. El núcleo básico,

44





constituido en 1 y 8 por dos grupos fenólicos, generalmente, está formando parte de una combinación heterosídica (antracenósidos). Senosido

Antraquinonas

6.2.1 OBJETIVOS:  Determinar la presencia de antraquinonas en Plantas Medicinales  Determinar la presencia de antraquinonas en la cochinilla  Cuantificar antraquinonas por espectrofotometría 6.2.2 FUNDAMENTO Las antraquinonas se caracterizas por sublimar, dando cristales cuya coloración varía en medio alcalino y por extraérseles por cambio de solvente, de orgánico a un medio alcalino dando coloración roja rosada. 8.2.3 MUESTRA: Hojas y flores Coccus cacti “Cochinilla” 8.2.4. MATERIÁLES Y REACTIVOS:

6.2.5

 Cápsula de porcelana

 NaOH diluido

 Luna de Reloj

 HCl diluido

 Tubos de ensayo

 NH4OH diluido

 Vaso de 250 ml

 Alcohol etílico

 Papel de Filtro



 Erlenmeyer de 250 ml

 Acido Bórico

 Potenciómetro

 Acido Nítrico

 Pera de separación

 KOH alcohólica

H2SO4

REACCIONES DE IDENTIFICACION

 Microsublimación.- Un poco de polvo seco de “Cochinilla” se calienta en una cápsula de porcelana y los vapores se reciben en una luna de reloj, en el cuál se observa un sublimado amarillo de agujas cristalinas de color amarillo, solubles en potasa alcohólica al 5% dando coloración roja.

45





 Reacción de Börntrager.- Hervir con 10 ml de agua y III gotas de NaOH diluido 1 g de polvo seco. Filtrar el líquido y enfriar, agregar HCl diluido en exceso y agitar con 10 ml de éter, el cuál se colorea de amarillo, Separar la capa etérea y agitarla luego con 5 ml de amoniaco diluido. Debe colorearse de rojo cereza, quedando el éter de color amarillo.  Reacción de Schönteten.- A 5 ml de sol. de reacción de Börntrager añadirle 5mL de sol. saturada do borato de sodio y observar al trasluz una fluorescencia verde. 6.3

RESULTADOS:

46




6.4

DISCUSION:

8.4

CONCLUSION:

6.5

CUESTIONARIO


 ¿Cuáles son las propiedades medicinales de las antraquinonas?

47





 ¿En que se fundamenta Ia reacción de Börntrager?  Represente estructuras químicas de algunas antraquinonas, señalando la especie vegetal que lo contiene  ¿Por qué es tan importante el ácido carmínico?  ¿Fundamente con una reacción química la cuantificación del HCN?  ¿Justifique el uso del NaOH y el KI en la cuantificación del HCN?

48




6.6


BIBLIOGRAFIA:

PRÁCTICA Nº 07 DETERMINACION DE SAPONINAS

49




7.1


Drogas con saponina: Son compuestos de naturaleza vegetal que se caracteriza por que sus soluciones acuosas producen abundante y permanente espuma cuando son agitadas y cuyo

aglicón es un esteroide o un triterpenoide. Además se

caracterizan por que producen hemólisis a los glóbulos rojos. Saponina Triterpenoide

7.2

7.3

Saponina Esteroide

OBJETIVO: 

Determinar la presencia de saponinas



Diferenciarlas saponinas esteroides y triterpenoides



Cuantificar las saponinas por sus Indices Afrosimétrico y Hemólitico

FUNDAMENTO: Las saponinas se extraen en medio alcohólico y se precipitan por cambio de solventes utilizando éter y se cuantifica teniendo en cuenta sus propiedades de disminuir la tensión superficial de los líquidos y formar ésteres de colesterina con los glóbulos rojos produciendo su rompimiento y liberación de la hemoglobina.

7.4

7.5

MUESTRA: Raíz de Colletia spinossisima Gmel “Taqsana”

MATERIALES Y REACTIVOS 



Matraz de 250 ml

50

Cocina eléctrica




7.6




Pipetas de 1 y de 5 ml



Estufa



Eter de Petróleo



Embudo



Eter Etílico



Papel de Filtro



Alcohol absoluto



Tubos de ensayo



Refrigrante



H2SO4



Acido tricloroacético al 10%



Anhídrido acético

METODO DE EXTRACCION Utilizar unos 100 g de droga desecada y pulverizada y hacer una lixiviación primero con éter de petróleo, con el objeto de eliminar las materias grasas. Después desecar el material y tratar con unos 300 ml de alcohol absoluto, calentar a ebullición al BM en un matraz con refrigerante a reflujo por 4 horas. Filtrar el líquido extractivo y concentrarlo hasta unos 50 ml. A estos 50 ml agregar 3 volúmenes de éter etílico (150 mL) con el objeto de precipitar las saponinas extraídas por cambio de solvente.

7.7


 Prueba de la espuma: tomar unos mg de muestra y añadirle agua y agitar por un minuto hasta la formación de espuma persistente.  Reacción de Lieberman: consiste en añadir sobre 1 ml de una solución clorofórmica de la muestra I gota de anhídrido acético y I ó II gotas de ácido sulfúrico concentrado, con lo que se consigue coloraciones rojiza, violeta, azul ó verde  Ensayo de Rosenheim.- Una solución clorofórmica de la muestra se trata con ácido trícloroacético al 10%, obteniéndose una coloración rosada  CCF  Soporte

: Silicagel G

 Sistema de solvente: n-hexano: Acetato de etilo (1:1)  Revelador : Reactivo de Lieberman (Calentar a 90º x 15’)  Standard

7.8

: Colesterol Q.P.

DETERMINACION DEL INDICE DE ESPUMA O AFROSIMETRICO

51





Definición: Se le define como el número de ml. en el que se halla disuelto un gramo de saponinas capaz de producir 1 cm de espuma estable por 30’ en tubos que contiene 10 ml de la solución. Reactivos: Sol. de saponinas al 1% Materiales: tubos de ensayo, Pipetas de 1 y 10 mL, gradillas. Procedimiento: Colocar en cada tubo de 1 a 10 ml de la solución de saponinas y completar la diferencia con agua destilada hasta 10 ml. Agitar fuertemente por 1’ y dejar en reposo. A los 30’ hacer la lectura y anotar cuál de ellos tiene 1 cm de espuma y hacer los cálculos.

7.9

RESULTADOS:

52




7.10

DISCUSION

7.11

CONCLUSION:

7.12

CUESTIONARIO


53







Con los resultados obtenidos calcular el Indice de Espuma de la “Taqsana’



¿Qué otras drogas vegetales contienen saponinas triterpenoides?



Importancia terapéutica de las saponinas triterpenoides y esteroidales



¿Qué coloraciones debe dar la reacción de Lieberman con saponinas esteroides y tríterpenoides?



¿Qué cuidados se deben tener cuando se hace la reacción de Lieberman?

54




7.13


BLIOGRAFIA

PRACTICA Nº 08

55





DETERMINACION DE FLAVONOIDES

8.1

FLAVONOIDES: Los flavonoides, son compuesto fenólicos y son en su mayoría pigmentos responsables de la coloración de numerosas flores y de algunos frutos. El elemento común de estos compuestos se han descrito varios millares de los mismos, esta relacionado con un núcleo básico: el 2-fenil cromano. Los flavonoides se encuentras ampliamente distribuidos en el reino vegetal, generalmente en la forma soluble de glicósidos. Sus propiedades farmacológicas estén asociadas con la reducción de la permeabilidad capilar. Entre estos tenemos a la rutina, la hesperidina y la quercetina.

OBJETIVOS:  Determinar la presencia del flavonoide rutina y hesperidína  Conocer las reacciones químicas de identificación para flavonoides 8.2

DETERMINACION DE LA RUTINA:

8.2.1

FUNDAMENTO: La rutina es un flavonoide que tiene una mejor solubilidad en medio alcohólico, que se caracteriza por dar positiva la prueba de Shinoda con una variación de color que depende del tipo de estructura, asimismo se determina sus grupos fenólicos con el F+3 y por dar fluorescencia frente a la luz UV.

8.2.2

MUESTRA: Hojas de Ruta graveolans “Ruda”

8.2.3

MATERIALES Y REACTIVOS:  Éter etílico  Equipo soxhlet

 HCl concentrado  FeCI3 1% y EtOH

56




    


   

Beaker de 100 y 250mL Mg metálico Tubos de ensayo Alcohol etílico H2SO4 concentrado

Lámpara de Luz UV Alcohol amílico Placas cromatográficas Acetato de Plomo 5%

8.2.4 EXTRACCION Fraccionar las hojas y proceder a un desengrasado en soxhlet con éter, con el fin de eliminar las grasas, resinas y otros constituyentes. Al residuo tratarlo posteriormente con agua caliente y decantar el líquido sobrenadante. Concentrar el extracto acuoso y dejar en reposo por 5 días, tiempo en el cual cristalizará la rutina. Si se desea purificar, efectuar cristalizaciones empleando alcohol y por último desecar. 8.2.5


 Reacción de Shinoda o Cianidina: Caracteriza compuestos de estructura benzopirona Si la alícuota del extracto se encuentra en alcohol, se diluye con 1mL de HCI concentrado y un pedacito de cinta de Mgº. Después de la reacción se espera 5 minutos, se añade 1mL de alcohol amílico, se mezclan fases y se deja reposar hasta que se separen. o

Si la alícuota del extracto os encuentra en agua, se procede de la misma manera, a partir de la adición del HCI concentrado.

o

El Ensayo se considera positivo, cuando el alcohol amílico se colorea de amarillo, naranja, carmelita o rojo. Intensos en todos los casos.

 Reacción con el FeCl3 1%: Utilizar una solución acuosa de rutina, añadirle gotas del reactivo de FeCl3 1%.  Observar a la Luz UV con y sin vapores amoníaco en un cromatograma 8.3

DETERMINACION DE LA HESPERIDINA: La hesperidina es un complejo cítroflavonoIde que se encuentra en la porción blanca y coloreada de la cáscara de naranja.

8.3.1

OBJETIVOS:

 Determinar la presencia de hesperidina 8.3.2 FUNDAMENTO:

57





La Hesperidina, se caracteriza por ser soluble en alcohol diluido y como todo flavonoide tiene fluorescencia frente a la Luz UV que se acentúa en medio alcalino. 8.3.3

MUESTRA: Cáscara de Citrus sinensis “Naranja”

8.3.4

MATERIALES Y REACTIVOS:        

       

Alcohol diluido NaOH 1º% Beaker de 100 y 250Ml HCI 10% Pipetas de 5Ml Tubos de Ensayo Lámpara UV ClFe3

Embudo H2SO4 concentrado Papel Filtro HNO3 concentrado HCl concentrado NaOH 30% NH3 QP Placas Cromatográficas

8.3.4 EXTRACCION: Tratar 5 g de la parte blanca de la cáscara de naranja con una mezcla de 20 mL de alcohol diluido y 5mL de una solución de NaOH 10%, dejar en reposo 24 h y añadirle HCl al 10% hasta pH 5, con lo que se consigue precipitar la hesperidina. Dejar en reposo y filtrar, el líquido filtrado se vuelve a dejar en reposo, filtrar nuevamente sobre el anterior y lavar el pp. hasta reacción neutra. Posteriormente secar el residuo, con lo que se consigue que cristalice la hesperidina. 8.3.5 REACCIONES DE IDENTIFICACION:  Tratar mg del pp. más gotas de H. 2S04 concentrado, inicialmente da coloración amarillo rojizo, que por calentamiento pasa a rojo.  Tratar mg del pp. más gotas de HCI concentrado, da coloración amarillo intenso.  Tratar mg del pp. más gotas de NaOH 30 %, da coloración amarillo naranja.  Reacción de Shinoda similar a la Rutina  Observar la Fluorescencia a la lámpara UV con y sin vapores de NH 3 en un cromatograma 8.4

RESULTADOS:

58





59




8.5

DISCUSION:

8.6

CONCLUSIONES:

8.7

CUESTIONARIO:


 Color de la fluorescencia de la rutina y la hesperidina  Qué color se observa con la rutina y la hesperidina después de hacer la reacción de Shinoda.

60





 Mencione otros tipos de flavonoides que existan y esquematice su estructura química.  De las reacciones de identificación del (1) al (4) explique por se producen los cambios y/o aparición de las coloraciones.  A que cree que se deba que los flavonoides presenten fluorescencia.  Propiedades farmacológicas de los flavonoides.

61




8.8


BIBLIOGRAFIA:

PRÁCTICA Nº 9 DROGAS CON CUMARINAS E IRIDOIDES 9.1

DROGAS CON CUMARINAS

62





-benzopirona, es una láctona cíclica que se caracteriza por que dan fluorescencia frente a la Luz UV y que se acentúa en medio alcalino. El nombre de cumarina proviene de “coumarou’ nombre vernácula del “haba tonka” (Dipteryx odorata willd.), del que se aisló en 1820. Casi todas las cumarinas se encuentran sustituidas en 7 por un hidroxilo. Cumarina

Fraxino

9.1.1 OBJETIVO:  Determinar la presencia de cumarinas en Plantas Medicinales  Observar la Fluorescencia a la Luz UV 9.1.1

FUNDAMENTO: Las cumarinas se extraen con acetona ó también en medio alcohólico dando soluciones coloreadas. La Reacción de Baljet es para detectar grupos lactónicos y la reacción del hidroxamato es por el grupo carbonilo y la amina formándose un compuesto condensado.

9.1.2

MUESTRA: Cichorium intybus “Achicoria” y Taraxacum offinacinale “Diente de León”

9.1.3

MATERIALES Y REACTIVOS:

     

Matraz de 250 ml Refrigerante Embudo Tubos de ensayo NaOH 5% NO3Ag 1N en acetona FeCl3   Acido Pícrico 1% en EtOH

   

NaOH 5% HCl 0.5 mol/L NaOH 2N Ácido acético glacial NH3   Clorhidrato de hidroxilamina en EtOH al 10%  KOH 10%

9.1.4 OBTENCION: Se toman 5 g de raíz, fresca o desecada, triturada y pulverizada y se le adiciona 50 mL de acetona ó éter de petróleo, se le somete a una extracción por reflujo por 30 minutos, obteniéndose una solución de color amarillo. Filtrar. 9.1.5

REACCIONES DE IDENTIFICACION:

63





 Reacción de Baljet: Si la alícuota no se encuentra en alcohol, debe evaporaras el solvente en un baño de agua y redisolverse en la menor cantidad de alcohol (1 ml) se le adiciona 1 ml del reactivo de Baijet, formado por cantidades iguales de NaOH 10% y de Acido pícrico 1% en EtOH que se deben mezclar en el momento del ensayo y llevar a BM hasta la aparición de una coloración 6 precipitado rojo (++ y ++++) respectivamente.  Ensayo de Hidroxamato férrico: Una alícuota se coloca en un tubo y se añade 1 gota de clorhidrato de hidroxilamina en EtOH al 10%. Se añaden gotas de KOH 10% en etanol y se calienta hasta burbujeo, se añaden unas gotas de ácido clorhídrico 0.5 mol/L y una gota de FeC1 3 1%. El desarrollo de una coloración violeta (+), claro (++), intenso(+-H-) indica presencia de cumarinas.  Del extracto tomar unos 5 ml y añadirle 2 ml de una solución de NaOH 5%, se acentúa la coloración amarilla y se ve un tenue precipitado.  CCF. o

Sistema de solvente : CHCI3: AcOH:H20 (4:1:1)

o

Soporte

: Silicagel G

o

Revelador

: Luz UV, Sol. de NO3Ag 1N en Acetona, NaOH 2N y EtOH(5:15) y AcOH glacial.

9.2

DROGAS CON IRIDOIDES: Son

monoterpenos

que

se

caracterizan

por

un

esqueleto

biciclico

ciclopentapiránico, los iridoides toman su nombre de unas hormigas australianas: el iridodial, es el compuesto más sencillo del grupo, se aisló a partir de Iridomirmex y en estos insectos desempeña un papel de defensa.

Iridoide

Valepotriato

64

Loganina




9.2.1


OBJETIVO

 Determinar la presencia de iridoides en Plantas Medicinales  Detectar por cromatografía la presencia de iridoides 9.2.2

FUNDAMENTO: Se fundamenta en una extracción del iridoide en una especie vegetal fresca y su posterior determinación con vainillina en medio ácido.

9.2.3

MUESTRA: Plantago major “Llantén” - Valeriana officinalis “Valeriana”

9.2.4


9.2.5

 Matraz de 250 ml

 Metanol ó etanol Q.P.

 Capilar de vidrio

 Vainillina

 Papel de filtro

 HCl

 Alcohol de 70º


 H2SO4 concentrado

 Anís aldehído

 Ácido acético glacial

 Lámpara UV

EXTRACCION Macerar algunos gramos de hojas de Plantago major « llantén” o raíz de Valeriana 0ff valeriana”, recién recolectados y finamente triturados en cantidad suficiente de alcohol de 70’ para cubrir y dejar en reposo por espacio de 48 horas a temperatura ambiente. Filtrar.

9.2.6


 Tomar del extracto con un capilar y puntear en un papel de filtro unas 5 a 10 veces, dejando secar después de cada adición. Colocar en la mancha 1 ó II gotas de la solución reactivo de vainillina clorhídrica, calentar suavemente por 5 minutos

65





y observar la coloración persistente que oscila entre la gama del rosado al rojo en caso positivo.  CCF

9.3

o

Sistema de solvente: BuOH:AcOH:H20 (63:10:27)

o

Soporte:

o

Revelador: Vainillina Clorhídrica al 2%

Silicagel G 

Anisaldehído en medio clorhídrico



AcOH:HCl (2:8)



Lámpara UV

RESULTADOS:

66




9.4

DISCUSION:

9.5

CONCLUSION:

9.6

CUESTIONARIO: 


Qué color de fluorescencia tiene la cumarina y cuando se añade vapores de amoníaco que cambios se observa.

67




9.7




Qué otras especies vegetales contienen glicósidos cumarinicos e iridoides.



Importancia terapéutica de las cumarinas y los iridoides

BIBLIOGRAFIA:

PRÁCTICA Nº 10

DROGAS CON TANINOS GALICOS Y CATEQUICOS

68





OH

OG

COOH

OH

OG

OG OG

HO

OH Ácido gálico 10.1

G

OH

O

HO

O

A

O

Tanino gálico

G

B

C

OH OH Catequina

OBJETIVOS:

 Extraer los taninos de una droga vegetal  Caracterizar a los taninos mediante reacciones químicas de identificación y diferenciación  Cuantificar espectrofotometricamente los taninos en plantas medicinales

10.2

FUNDAMENTO: Los taninos son sustancias de composición química compleja, que al degradarse o hidrolizarse se obtienen polifenoles relativamente simples. En general son polímeros de alto peso molecular que forman soluciones coloidales en medio acuoso. Por su naturaleza fenólica reaccionan con las sales de fierro dando coloraciones azules o verdes, tienen capacidad de reducir al permanganato, forman complejos con cationes divalentes como el Pb +2 , Hg+2.

10.3

MUESTRAS: Vainas de Caesalpinea spinosa “tara” Raíz de Krameria triandra “ratania del Perú” Hojas de Piper elongatum “matico”

10.4

MATERIALES Y REACTIVOS:  Tubos de Prueba

 FeCl3 1%

 Matraz de 250 mL

 KMnO4 1%

 Refrigerante

 Acetato de Pb 5%


 Acetato de Hg 5%

69




10.5


 Papel de Filtro

 Solución de gelatina

 Embudo

 Solución de alcaloides

EXTRACCION: Preparar extractos etanólicos al 50 % de las muestras con 48 horas de anticipación, con agitación permanente con la finalidad de extraer los taninos de las muestras y puedan ser utilizadas en las determinaciones cualitativas, de diferenciación y de cuantificación. REACIONES CUALITATIVAS DE IDENTIFICACIÓN: Filtrar los extractos y concentrar para reducir el volumen y preparar una batería de tubos de prueba y realizar las siguientes reacciones: REACCION DE COLORACION CON EL CLORURO FERRICO: Tomar una alícuota de las muestras y añadirle gotas del reactivo de FeCl 3 1%; observar el color que se forman: 

Color azul-negruzco: Taninos gálicos



Color verde-azulado: Taninos catéquicos

REACCION DE OXIDO REDUCCION: Tomar una alícuota de las muestras y añadirle gotas del reactivo de KMno 4 1%. La reacción es positiva si desaparece el color violeta del permanganato REACCION DE PRECIPITACION: Tomar una alícuota de las muestras y añadirle gotas de los reactivos de Acetato de Plomo 5%, Acetato de Mercurio 5%, Acetato de Cu 5%. Observar la formación de precipitados por la formación de complejos metálicos o tanatos de Pb, Hg y Cu; respectivamente. REACCION DE DIFERENCIACION: REACCION DEL FORMOL CLORHIDRICO O REACCION DE STIASNY Los taninos gálicos o catéquicos se hidrolizan en medio ácido y de formol. Los taninos gálicos permanecen en solución, mientras que los taninos catéquicos se polimerizan formando una sustancia insoluble de color rojo llamado flobafeno o tanino rojo. 10.6

MATERIALES Y REACTIVOS:

70




10.7


 Matraz de 250 mL

 Embudo

 Beaker

 HCl concentrado

 Refrigerante

 Formol al 38-40%


 Pipetas de 5, 10 mL

 Papel de Filtro



FeCl3

PROCEDIMIENTO: Tomar unos 50 mL de la muestra problema al 40%, añadir unos 5 mL de HCl concentrado y 10 mL de Formol al 38-40% y llevar a ebullición por unos 30 minutos en un sistema de reflujo. Los taninos gálicos no forman precipitados. Los taninos catéquicos forman precipitados insolubles de color rojo. Enfriar y filtrar la solución, tomar una alícuota del filtrado y añadirle gotas del reactivo de FeCl 3 en presencia de acetato de sodio al 5%. Si se forma una coloración azul oscura, indica la presencia de taninos gálicos o elágicos.

10.8

CUANTIFICACION DE TANINOS POR ESPECTROFOTOMETRIA: METODO DEL ACIDO FOSFOMOLIBDICO Se fundamenta en la capacidad reductora del tanino sobre el ácido fosfomolíbdico que en medio alcalino da una coloración azul que puede ser leído al espectrofotometro a 700 nm.

10.8.1 MATERIALES Y REACTIVOS:  Etanol

 Equipo de reflujo

 Balanza Analítica

 Tungstato de sodio

 Erlenmeyer

 Acido fosfomolíbidico



 Embudo

Na2CO3

 Ácido tánico

 Papel de Filtro

 Pipeta de 5mL, 1 mL y 2 mL

 Fiola de 50 mL

10.8.2 PROCEDIMIENTO Pesar 10g de la droga en polvo, se lleva a un frasco cónico de 1000 mL con 500 mL de alcohol al 50%. Mantener en agitación durante 6 horas en un agitador magnético, dejar en reposo por 8 horas, luego volver a agitar por 30 minutos y filtrar. Se transfieren 3 mL del filtrado a un matraz aforado y se diluye con agua destilada hasta enrase (SOLUCION MUESTRA).

71





Se prepara un juego de 4 matraces aforados de 50 mL cada uno y se rotula como B (blanco), S (referencia), M1 y M2 (muestra problema) y se procede de la siguiente manera: REACTIVOS

B

P

M1 y M 2

Solución Muestra

-

-

1.0 mL

Solución de Referencia

-

3.0 mL

-

Agua destilada

5.0 mL

2.0 mL

4.0 mL

Reactivo para taninos

2.0 mL

2.0 mL

2.0 mL

1.0 mL

1.0 mL

Se agita, se deja en reposo por 5 minutos Solución de Na2CO3 20%

1.0 mL

Se completa con agua destilada hasta enrase y se mezcla bien.

Leer la absorbancia de la solución de referencia y las muestras a 700 nm en un término no mayor de 2 minutos. 10.8.3 CALCULOS:

AmpxStx 1000 % Taninos  x 100 AstxMpx ( 100  % H )

10.9

Amp

= absorbancia de la muestra problema

Ast

= Absorbancia del estándar

St

= masa del estándar (g)

Mp

= masa de la muestra problema (g)

%H

= porcentaje de humedad de la droga

RESULTADOS:

72





10.10 DISCUSION:

73





10.11 CONCLUSIONES:

10.12 CUESTIONARIO: 

Reacciones químicas de las pruebas de identificación para los taninos.



Mencione otros métodos de cuantificación de los taninos



¿Cuáles son las propiedades medicinales de los taninos?



¿Cuáles son las especies medicinales que poseen taninos?



¿Propiedades medicinales del Piper angustifolium “matico”?

74





10.13 BIBLIOGRAFIA:

PRACTICA Nº 11

DROGAS CON ACEITES ESENCIALES Y RESINAS

11.1

OBJETIVO GENERAL:

75







Identificar drogas que contienen resinas de interés farmacéutico



Caracterizar el material vegetal de especies que contienen aceites esenciales



Extraer aceites esenciales por arrastre de vapor



Caracterizar las propiedades físico – químicas de los aceites esenciales.

11.2

DROGAS CON RESINAS Las resinas son sustancias amorfas o semisólidas, de composición química compleja y generalmente obtenido de exudados vegetales. Están localizados en casi todos los órganos de la planta. Abundan especialmente en las familias de las Pináceas, Umbeliferas, Leguminosas, Euforbiáceas, Convolvuláceas.

11.2.1 OBJETIVOS:  Extraer resinas de un material vegetal  Caracterizar las resinas mediante reacciones químicas 11.2.2

FUNDAMENTO: Siendo las resinas compuestos complejos formados por resenos, alcoholes resínicos, ácidos resínicos, resinotanoles, se aprovecha su solubilidad en solventes orgánicos como el alcohol etílico para su extracción y posterior identificación

de

sus

componentes

mediante

reacciones

químicas

de

identificación. 11.2.3 DROGA : Resinas de Schinus molle “molle” 11.2.4 MATERIALES Y REACTIVOS:  Etanol 70%

 Equipo de reflujo

 Erlenmeyer

 Éter

 Acetato de Cu 5%

 Anhídrido acético

 Ácido sulfúrico Q.P.


 Cápsula de porcelana

11.2.5 EXTRACCION: Tomar unos gramos de Schinus molle “Molle” y hacer una extracción alcohólica utilizando un sistema de reflujo por unos 30 minutos, luego filtrar el extracto y dividirlo en tubos de ensayo para las reacciones de identificación características y cromatografía en capa fina. 11.2.6 REACCIONES GENERALES DE IDENTIFICACION

76







Reacción del Acetato de Cobre 5%: A unos 2 mL de la solución alcohólica de la resina, adicionarle 1 ml de la solución reactivo de acetato de cobre, dando una coloración verde esmeralda correspondiente a las sales resinosas de cobre.



Reacción de Lieberman : A unos 2 ml de la solución alcohólica de la resinas, adicionarle anhídrido acético y por las paredes del tubo de ensayo dejar caer gotas de ácido sulfúrico concentrado y observar la formación del anillo correspondientes



Reacción de Morawsky: Disolver unos gramos de resina pulverizada en 5 mL de éter etílico, colocar 1 mL de esta solución etérea en una cápsula de porcelana y agregar 3 gotas de ácido sulfúrico concentrado. La solución debe de tomar una coloración parda.



11.3

Cromatografía en Capa fina: 

Muestra : extracto alcohólico de la resina



Soporte : Silicagel G



Solvente: Acetona : Metanol (3:1)



Revelador: Reactivo de Lieberman y Luz Ultravioleta

DROGAS CON ACEITES ESENCIALES: Los aceites esenciales son compuestos volátiles y aromáticos, de composición química compleja y son considerados como productos metabólicos de los monoterpenso, sesquiterpenos y fenilpropanos. Las esencias son volátiles por eso son aromáticas, susceptibles de ser arrastrados por el vapor de agua, por su elevada tensión de vapor. Son insolubles en agua y solubles en solventes orgánicos.

CH3

CH3

CH 3

OH H 3C CH 3 (-)-Mentol

OH H3C CH3 (+)-Isomentol

77

OH H3C CH3 (+)-Neoisomentol





11.3.1 OBJETIVOS: 

Extraer aceites esenciales por arrastre de vapor



Caracterizar física – químicamente a los aceites



Realizar cromatografías con el material vegetal que contiene aceite esencial

11.3.2 FUNDAMENTO: Los aceites esenciales son sustancias que pueden ser extraídos por arrastre del vapor de agua, aprovechando su volatilidad al calor y ser separados por su densidad y solubilidad en medio oleoso, ser identificados por su olor característico y porque impregnan de sustancia oleosa el papel de filtro. 11.3.3 DROGAS: 

Hojas de Mentha piperita “menta”



Hojas de Schinus molle “molle”

11.3.4 MATERIALES Y REACTIVOS:  Equipo de arrastre de vapor

 Lámina portaobjeto

 Alcohol

 Agua destilada

 Cloroformo

 Luz UV

 Vainillina clorhídrica

 Diclorometano

 Tolueno

 Acetato de etilo

 Mentol



11.3.5 PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL: Armar el equipo de destilación por arrastre de vapor y colocar la muestra respectiva dentro del balón y comenzar a destilar la esencia recibiéndolo dentro de un matracito, y observar las características de la esencia mediante el olor. Pesar 100 g de la droga seca y molida, se transfieren a un balón de destilación de 1 L, se añaden 400 mL de una solución de cloruro de sodio 1% m/v y se conecta el equipo de destilación de aceite esencial. Se calienta el balón a ebullición y se ajusta la destilación a 2-3 mL./min. Mantener la destilación por 2 horas o más. Finalizada la destilación, dejar enfriar y añadir por el condensador pequeñas porciones de éter dietílico. Transferir el contenido a un embudo separador, añadir de 2 – 3 mL más de éter, agite y decante la fase acuosa. Al extracto etéreo, añadir 0.5 g de sulfato de sodio anhidro y lavar el residuo con varias porciones de éter

78





dietílico, eliminar el solvente cuidadosamente en baño de agua a temperatura no mayor de 40 ºC y determine la masa del aceite volátil por la diferencia de pesada del pesafiltro vacío y con el aceite esencia. El aceite esencial obtenido se reserva para su análisis correspondiente, dentro de los que se encuentran: 

Solubilidad en alcohol



Poder rotatorio



Índice de refracción



Densidad relativa

CROMATOGRAFIA EN CAPA FINA:  Sistema de solventes: Benceno-Acetato de Etilo (95:5)  Soporte: Silicagel G  Revelador : Anisaldehído clorhídrico  Vainillina sulfúrica  Reactivo fosfomolíbdico 11.4

RESULTADOS:

79




11.5

DISCUSION:

11.6

CONCLUSIONES:


80




11.7 


CUESTIONARIO: Cómo se extraen los aceites esenciales por compresión y utilizando solventes volátiles



Especies vegetales que contienen aceites esenciales. Señalar su principal componente.



Uso de los aceites esenciales en la práctica farmacéutica



Los aceites esenciales pueden ser sustancias tóxicas



Qué especies medicinales de la región pueden ser materia prima potencial para la extracción de aceites esenciales de interés económico y farmacéutico.

81




11.8


BIBLIOGRAFIA:

PRÀCTICA Nº 12 METODOS DE EXTRACCION DE LOS ALCALOIDES 12.1

FUNDAMENTODE EXTRACCION DE LOS ALCALOIDES: Al enfrentar el trabajo extractivo con alcaloides, debe tenerse en consideración que los mismo aparecen en la especie a investigar, juntos a otros compuestos (terpenos, flavonoides, esteroides, lípidos, pigmentos, etc.) por ello cualquier estrategia particular debe ir dirigida a obtener una mezcla cruda de alcaloides, enriquecida en aquel o aquellos componentes que sean de interés ( y eventualmente a todos los alcaloides presentes en el material vegetal ) y de la que estén ausentes los demás metabolitos indeseables.

82





CH3 N CH3

O

H3C

N

N

HO 12.2

O

O Morfina

OH

H

N

CH3

Cafeina

OBJETIVOS:

 Obtener alcaloides a partir de las especies vegetales  Verificar la validez del proceso de extracción, haciendo reacciones de identificación de los alcaloides.  Cuantificar el contenido de alcaloides en un material vegetal 12.3

FUNDAMENTO: Se aprovecha la capacidad de los alcaloides para modificar sustancialmente su solubilidad en agua o solventes inmiscibles, al variar la naturaleza ácido – base del medio.

12.4

MUESTRA: Hojas de Uncaria tomentosa “Uña de Gato”

12.4.1 MATERIALES Y REACTIVOS: 

Matraz de 250 mL





Cloroformo



Solución de HCl o H2SO4



Amoniaco



Reactivos para alcaloides



Oxido de calcio

Pera

de

decantación

12.4.2 PROCEDIMIENTO: 12.4.3 Extracción ácida: A Unos 2 g de polvo de una droga que contiene alcaloides, tratarla con 4 mL de una solución de HCl 10% o H2SO4; luego filtrar. El líquido filtrado tratarlo con NH4OH hasta pH 10; adicionarle un solvente orgánico como éter o cloroformo y

83





evaporar en baño María hasta sequedad. El residuo se disuelve en una solución de HCl 10%, verificar la presencia de alcaloides con los reactivos de identificación  Solución reactivo de Dragendorff  Solución reactivo de Mayer  Solución reactivo de Hager  Solución reactivo de Wagner 12.4.4 Extracción alcalina: En un mortero colocar unos 2 g de droga en polvo, adicionar igual cantidad de CaO, mezclar bien y adicionar gotas de amoníaco concentrado hasta formar una papilla, desecar sobre un papel, colocar dentro de un erlenmeyer y adicionarle 4 mL de cloroformo y agitar evitando la emulsificación. Decantar la capa clorofórmica y evaporar en baño María hasta sequedad. El residuo obtenido se disuelve en agua acidulada y en esta se verifica la presencia de alcaloides con los reactivos generales de precipitación. 12.5

CUANTIFICACIÓN DE ALCALOIDES:

12.5.1 Fundamento: Los alcaloides se extraen cuantitativamente mediante una extracción alcalina. Se recuperan como sulfatos y se cuantifica con NaOH 0.1N por retroceso el exceso de ácido sulfúrico. 12.5.2 Materiales y Reactivos: 

Equipo de Soxhlet



Embudo de separación



H2SO4 0.1 N



NaOH 0.1N



Éter de Petróleo



Éter etílico



H2SO4 2 N



Hexano



Sulfato de Sodio anhidro



Indicador Rojo de metilo

12.5.3 Procedimiento: Se pesa 10 g de muestra seca y pulverizada, se humedece con una solución saturada de Na2CO3 y se extrae en un soxhlet con una mezcla de EP:Et 2O (1:1), durante 8 horas. El extracto resultante se extrae con H 2SO4 2 N (1 x 40 mL; 1 x 30

84





mL; 1 x 20 mL). Los extractos ácidos se reúnen y se alcalinizan con una solución saturada de Na2CO3 y se extraen con Hexano (1 x 40; 1 x 30; 1 x 25 mL). Los extractos hexánicos que contienen los alcaloides, se reúnen y se secan con sulfato de sodio anhidro y se concentran a sequedad. La mezcla sólida de alcaloides se disuelve en 30 mL de H 2SO4 0.1 N, se agrega indicador rojo de metilo y se titula con NaOH 0.1N. 12.5.4 Cálculo

Donde:

12.6

meq- ácido

= 30 mL de H2SO4 0.1N

meq-base

= gasto de NaOH 0.1N

PM

= del estándar

g

= gramos de muestra

ALCALOIDES DE NUCLEO TROPANICO Los alcaloides de este grupo tienen como base el sistema bicíclico con puente de tropano que en ocasiones se considera originado por la hipotética condensación de un anillo N-metil pirrolídinico y N-metil piperídinico.

( meqAcido  meqBase ) % AT  xPM / 1000 g

85





H3C N

H3C N

O O CH3

O

OCH3

H CH2OH

O

O O

O

O

OCH3

Cocaína

H3C N

O

O

Escopolamina

(-)-Hiosciamina

H CH2OH O

12.6.1 OBJETIVOS: 

Extraer alcaloides de núcleo tropánico



Caracterizar los alcaloides de núcleo tropánico mediante reacciones químicas

12.6.2 FUNDAMENTO: Se extraen los alcaloides tropánicos por medio de una extracción ácida y se caracterizan mediante reacciones químicas generales, reacciones características y por cromatografía en capa fina 12.6.3 MUESTRA: 

Hojas de Erythroxylum coca “coca”



Hojas desecadas de Datura stramonium “chamico”

12.6.4 MATERIALES Y REACTIVOS: 

Matraz de 250 mL.



Tubos de Prueba



Solución de HCl 10%



Pera de decantación



Amoníaco



Cloroformo



Reactivos generales para alcaloides



Estándar de Cocaína



HNO3 concentrado



Estándar de Atropina



Solución de Tiocianato de cobalto



Placas de cromatografías



Pulverizador



Capilares

12.6.5 EXTRACCION: Pesar aproximadamente 10 g de droga seca y pulverizada, colocarla en un matraz de 250 mL., añadir 100 mL. de HCl 10% y someter al calor en BM por 30 minutos, agitando con frecuencia, enfriar y filtrar. Trasvasarlo a una pera de decantación, alcalinizar hasta pH 10 con amoníaco y extraer con 5 mL. de cloroformo por 3

86





veces. Los extractos clorofórmicos obtenidos se concentran a un tercio de su volumen total. Con este extracto realizar las reacciones generales de identificación. 12.6.6 REACCIONES ESPECIFICAS PARA CARACTERIZAR ATROPINA  Reacción de Vitaly: Tratar mg. de muestra problema con HNO 3 concentrado, calentar en Baño María hasta residuo amarillo, enfriar y agregar gotas de KOH alcohólica, dando una coloración violeta.  Reacción de Arnold: Colocar en una cápsula de porcelana mg. de la muestra problema más gotas de H2SO4 concentrado, más cristales de NaNO 2 de color amarillo, más KOH alcohólica al 10%, pasa a un color violeta rojizo (fugaz) 12.6.7 REACCIONES ESPECIFICAS PARA CARACTERIZAR COCAINA 

Reacción de Young: Tratar mg de la muestra problema con una solución de tiocianato de cobalto, dando una coloración azul turquesa.

12.6.8 IDENTIFICACION

CROMATOGRAFICA

DE

ALCALOIDES

TROPANICO 

Muestra

: extractos concentrados de “coca” y “chamico”



Estándar

: Solución de cocaína y atropina



Solvente

: Cloroformo: Metanol: Amoníaco (63:36:1)



Revelador : S.R. de Dragendorff y S.R. de Young



Soporte

12.7

: Silicagel G

RESULTADOS

87

DE

NUCLEO





88




12.8


DISCUSION:

89




12.9


CONCLUSIONES:

12.10 CUESTIONARIO 

¿Qué otros métodos existen para extraer alcaloides?



Fundamento de la extracción ácida y alcalina de los alcaloides



Fundamento de las reacciones generales de identificación



Clasificación de los alcaloides. Ejemplos.



Rol fisiológico de los alcaloides en los vegetales

90







Esquematice las estructuras tropánicas conocidas



Propiedades terapéuticas de los alcaloides tropánicos



Especies vegetales que contienen alcaloides tropánicos



Fundamento de las reacciones de identificación de los alcaloides tropánicos.



Las pruebas cualitativas son suficientes para identificar a este tipo de alcaloides

91





13.13 BIBLIOGRAFIA:

BIBLIOGRAFIA

1.

BRUNETON, J.

“Elementos de Fitoquímica y Farmacognosia”. Edit. Acribia

SA. Zaragoza-Espafta. 1991. 2.

CACERES, A.

“Plantas medicinales de Guatemala”. Editorial Universitaria.

Universidad San Carlos. Guatemala. 1996.

92




3.

CARRASCO, E.


“Determinación de Sapogeninas de Colletia spinosissirna

Gmel “taqsana”. Trabajo de Aptitud Profesional para Optar el Título de Químico Farmacéutico. FFB-UNMSM.1985. Lima-Perú. 4.

FONT QUER, P.

“Plantas Medicinales: El Dioscórides Renovado” 7ª edición.

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GIBAJA, S. “Pigmentos Naturales Quinónicos”. Fondo Editorial de la UNMSM. 1ª Edición. 1998.

6.

LOCK DE UGAZ, O. “Investigación Fitoquímica: Métodos de Estudio de los Productos Naturales” Fondo Editorial de la PUC: 1994.

7.

MIRANDA, M.

“Métodos de Análisis de Drogas y extractos“. Instituto de

Farmacia y Alimentos. Universidad de La Habana. Ciudad La Habana— Cuba. 1996. 8.

SHARAPIN, N.

“Fundamentos

de

Tecnología

de

productos

Fitoterapéuticos”. Programa Iberoamericano de Ciencia y Tecnología para el Desarrollo. CYTED. Santa fe de Bogotá. Colombia. 2000. 9.

VALENCIA, C.

“Fundamentos de Fitoquímica”. Edil. Trillas. México. 1995.

1ª edición. 10. WAGNER Y BLADT “Plant Drug Analysis: A thin Layer Chromatography Atlas”. Second Edition. Springer-Verlag. 1996.

93

Guia de Farmacognosia y Fitoquímica

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