Manual Farmacognosia

[MANUAL DE FARMACOGNOSIA] FARMACOGNOSIA ]

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UNIVERSIDAD SALVADOREÑA ALBERTO MASFERRER FACULTAD DE QUÍMICA Y FARMACIA MANUAL DE FARMACOGNOSIA

FACULTAD DE QUÍMICA Y FARMACIA

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MATERIAL QUE TRAERÁ EL ALUMNO EN TODAS LAS PRÁCTICAS -

2 toallas papel toalla encendedor o cerrillos detergente lavapachas tijeras cuchillo papel aluminio un rollo de tirro

Este material es por grupo de trabajo.


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MATERIAL QUE TRAERÁ EL ALUMNO EN TODAS LAS PRÁCTICAS -

2 toallas papel toalla encendedor o cerrillos detergente lavapachas tijeras cuchillo papel aluminio un rollo de tirro

Este material es por grupo de trabajo.


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PRÁCTICA No. 1 IDENTIFICACIÓN IDENTIFICA CIÓN MACRO Y MICROSCÓPICA MICROSCÓPICA DE DROGAS DROGAS VEGETALES Y CROMATOGRAFÍA DE CAPA FINA INTRODUCCIÓN Drogas de origen vegetal en estado fresco o seco, enteras, picadas o pulverizadas, se pueden identificar por medio de los siguientes métodos que hacen uso de las características específicas de cada una de las plantas: 1. 2.

3.

4.

Pruebas organolépticas organolép ticas: se refieren a las la s características que se pueden percibir con los sentidos. Son color, olor y textura. Pruebas Prueb as macroscó mac roscópicas picas : Se observa el grado de trituración de la planta, se determina la parte de la planta que se encuentra en la droga, se observa sus características morfológicas y la presencia de adulteraciones o impurezas. Pruebas microscópicas: se observan las características específicas de la planta en cuanto a tipos de estomas y tricomas, presencia de cristales, y otras estructuras típicas. La gran ventaja de estas pruebas es que microscópicamente se puede determinar la identidad o adulteración de una droga en polvo, forma en la cual se encuentra frecuentemente en productos comerciales (cápsulas para uso interno). Pruebas químicas sencillas indican la presencia de ciertas sustancias como mucílago, aceites, almidón, etc. Pruebas cromatográficas: por medio de la cromatografía se logra separar las sustancias por sus diferentes polaridades. La cromatografía de capa fina es un método sencillo por medio del cual c ual se puede comprobar la identidad iden tidad de la planta y detectar impurezas o adulteraciones. Cada planta presenta una cantidad específica de manchas de determinados colores y con diferentes distancias entre el punto de salida y el centro de la mancha.

MATERIALES Traerá cada grupo: 3 hojas de cualquiera de las siguientes plantas: tomate, chile, lavaplatos, floripundia, higuerillo o hierba mora. 3 hojas de cualquiera de estas plantas: albahaca, menta, oreganón o hierbabuena. 3 hojas de cualquiera de estas plantas: hierba de toro, mejorana, flor de muerto o girasol. 3 hojas de sen, carao o árbol de fuego. 3 hojas de lirio, grama o zacate. 3 hojas de magdalena ( Tradescandia zebrina). 3 hojas de Juanislama


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Pequeñas cantidades de : linaza, fenogreco; anís, rosa de jamaica, canela, eucalipto y una hoja de afeitar. Frasco Frasco de vidrio boca ancha de 400 mL, una penca de sábila y tres cápsulas comerciales de sábila.

Material de laboratorio: microscopio compuesto estereoscopio lupa pipeta pasteur 2 porta y cubre objetos Beaker de 250 mL Beaker de 100 mL Probeta 25 mL -

-

Probeta 100 mL Pipeta 5 mL perilla para pipeta Vidrio de relog 3 tubos capilares Agitador de vidrio

OBJETIVOS Al terminar la practica el estudiante será capaz de:     



Desarrollar habilidades para describir un espécimen vegetal, mediante observación morfológica de varios especimenes vegetales Identificar drogas vegetales mediante pruebas organolépticas Desarrollar habilidades en el uso de informaciones guías, de tejidos vegetales provenientes de drogas crudas, enteras o pulverizadas Identificar los tejidos que caracterizan a una especie determinada, mediante examen microscópico Identificar adulteraciones e impurezas presentes en una droga vegetal, mediante examen microscópico y macroscópico, en drogas enteras y pulverizadas. Desarrollar habilidades y destrezas en identificar una planta por medio de cromatografía de capa fina.

DESARROLLO DE LA PRÁCTICA 1.

Pruebas organolépticas

Determine las características organolépticas de hierbabuena, fenogreco y flor de jamaica. Seleccione 3 plantas más. Describa y anote sus observaciones.


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2.

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Pruebas macroscópicas

Observe 5 plantas de su selección y describa su morfología, ayudándose de lupa y estereoscopio.

3.

Pruebas microscópicas

Acompañe cada observación de un dibujo detallado. 3.1.

Estomas

Observe y clasifique los estomas en la hoja de una planta representante de cada una de estas familias: Asteráceae (Compositae Pro-parte), Lamiácea (LabiataePro-parte), Solanáceae, Fabáceae (Leguminosae- Pro-parte) y Myrtáceae.

Paracítico

3.2.

diacítico

anomocítico

anisocítico

Tricomas

Observe y clasifique los tricomas de la hoja de oreganón, hierbabuena, albahaca, lavaplatos o floripundia; chichicaste o pan caliente.

Tricomas sin función específica


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Tricomas glandulares

Tricomas urticantes

Células con cristales Observe un corte delgado superficial del sépalo de la flor de jamaica y de hoja de zebrina.


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Identificación macro y microscópica mediante informaciones guías

Compare la planta seleccionada con las características mencionadas en la información guía que se anexa a esta práctica. Observe similitudes y diferencias, evalúe si su planta corresponde a la identidad botánica descrita en la información.

HAGA ESQUEMAS 5. CROMATOGRAFÍA DE CAPA FINA Prepare la fase móvil (una para todos los grupos), se compone de 21 mL de agua, 26 mL de metanol y 150 mL de acetato de etilo. Coloque la fase móvil en la cámara de revelación tapándola y dejándola en reposo por unos treinta minutos para que se homogenicen los gases al interior de la cámara. El extracto de la sábila se prepara de la siguiente manera: separe las orillas y un poco de la “cáscara” de la penca de sábila. Licué con 20 mL. de metanol, luego póngala en un beaker en baño Maria, llevándola a ebullición. Déjela en ebullición durante un minuto después fíltrela con gasa, si es necesario agregándole unos mL más de metanol. Ahora utilice la misma cantidad de material vegetal, pero usando solamente el gel de sábila. Proceda de la misma forma hasta obtener el extracto metanólico. Extraiga el contenido de una cápsula comercial de sábila, diluya o dispérselo en dos mL. de metanol y decante para utilizar la parte disuelta. En la placa de silicagel se marca con lápiz y regla la línea de partida a un cm de la orilla inferior de la placa. A 10 cm de esta línea marque tres puntos con una distancia aproximada de un centímetro entre ellos en la línea de partida. Ahora coloque con un capilar una gota del extracto de la cáscara en uno de los puntos marcados, otra del extracto del gel en otro punto y la tercera del extracto de cápsula. Señale con lápiz en la placa el punto que contiene cada extracto. Seque con aire a presión, luego coloque otra gota encima de cada uno de los puntos. Coloque la placa bien seca en la cámara de revelación, cerrando, una vez montada la cámara de revelación no se debe mover ni abrir. Cuando el frente de la fase móvil llega a la línea marcada de meta, se retira la placa de la cámara y se deja secar. Luego obsérvela en luz UV de 366 nm, marque las manchas con lápiz y determine el Rf de las diferentes manchas anotando los colores. En la cámara de extracción de gases aplique en la placa una solución al 10% de hidróxido de potasio en metanol por medio de aspersión. Luego caliente cuidadosamente en un Hot plate a una T° de 100 °C durante cinco minutos y observe otra vez, comparando los cromatogramas obtenidos de los diferentes extractos.


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CUESTIONARIO 1. 2.

3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 9. 10. 11. 12.

Explique la importancia de las pruebas efectuadas en el trabajo con plantas medicinales. ¿Detecto partes extrañas como tierra, insectos o partes de ellas y partes de otras plantas, en las pruebas macroscópicas? ¿Cuál es la función biológica de los estomas? ¿En qué estructura se basa la clasificación de los estomas? Tomando en cuenta los tipos de estomas, ¿podría distinguir las hojas de floripundia y chile? ¿Cuáles son las características de las Lamiáceae en cuanto a sus tricomas? ¿Qué clase de sustancia es depositada en los tricomas glandulares? ¿Cómo actúa el tricoma urticante en la piel? ¿Qué clases de cristales se pueden encontrar en células vegetales? ¿cual es la función de los tricomas en las plantas? si le pidieran identificar una sustancia que proviene de la penca de la sábila ¿Qué sustancia de referencia utilizaría? ¿cuál es la razón de no mover o abrir la cámara de revelación? mencione otros tipos de cromatografía.


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PRACTICA No. 2 CONTROLES DE CALIDAD DE PLANTAS MEDICINALES (Prueba de hinchamiento, análisis de productos terminados, pérdida de peso al secado, humedad relativa) INTRODUCCIÓN Los controles de calidad más comunes que se aplican en las plantas medicinales son los siguientes: 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7.

Prueba de identidad y detección de adulteraciones por medio de microscopía y cromatografía de capa fina; Control microbiológico (contaminación con hongos o bacterias); Contenido de agua/humedad de la planta; Peso de residuo después de incineración; Pruebas específicas químicas; Otras pruebas específicas (índice de hinchamiento, índice de espuma, etc.); Métodos cuantitativos para determinar la cantidad de principio activo.

En la práctica se efectuarán algunos de estos controles.

MATERIALES Material que traerá cada grupo: 8 cápsulas de menta, sen, o juanislama; una fruta deshidratada; 5 g de menta; 15 g de fenogreco o de linaza, un producto terminado. Equipo de laboratorio: -

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3 crisoles 2 cápsulas de porcelana 2 portaobjetos 2 cubreobjetos 2 vidrios de reloj (pequeños) 1 desecador

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Espátula Agitador de vidrio

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1 pinza para crisoles Microscopio óptico Microscopio estereoscópico

1 agitador de vidrio 2 probetas de 25 Ml


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OBJETIVOS Al terminar la práctica el estudiante será capaz de:  

evaluar la calidad de una droga vegetal seca, entera o pulverizada, mediante pruebas de humedad, hinchamiento y humedad relativa. Evaluar la calidad de un producto proveniente de extractos vegetales, mediante el contenido expuesto en viñeta, tipo de frasco utilizado, pruebas realizadas de acuerdo a las formas farmacéuticas y solventes utilizados.


Pérdida de peso por secado

Ésta es una prueba muy común para determinar el contenido de agua en drogas secas. En esta práctica utilizaremos cápsulas comerciales que contienen planta molida (juanislama, sen o menta). Se vacían las cápsulas y se pesa 1.000 g de polvo en la balanza analítica en un crisol. Se anota el peso exacto (por ejemplo 1.004 g ó 0.992 g). Así se preparan 2 muestras y se colocan en una estufa. Se mantiene a una temperatura a 105°C durante 1 hora. Después se colocan en un desecador y se dejan enfriar durante 2 a 3 horas, y pesar no menor de 5 mg. Luego pese las 2 muestras en la balanza analítica, y calcule el porcentaje de agua en el polvo que se ha evaporado.

2.

Determinación de la humedad relativa

Por medio de la balanza para determinación de la humedad relativa se puede medir directamente. Se coloca una muestra de aproximadamente 1 g de fruta deshidratada en el plato de la balanza a 60°C por 15 minutos, de esta forma se determina la humedad relativa.

3.

Índice de hinchamiento

El hinchamiento de una droga en agua es correlativo a la cantidad de mucílago que contiene. El índice de hinchamiento es un valor específico para cada planta que sólo permite comparaciones del contenido de mucílago en plantas de la


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misma especie pero no de especies diferentes. Se obtiene midiendo el volumen de 1 g de planta después de estar por 4 horas en agua. En esta práctica comparará el hinchamiento de una planta en estado entero y molido. Se usa etanol para humedecer la droga y asegurar una mejor penetración del agua que enseguida se agrega. El agua forma una clase de gel con el mucílago y provoca un aumento de volumen de la droga. Después de 3 horas (por razones de limitaciones de tiempo en el laboratorio) se mide este volumen en mL. 15 g de fenogreco o de linaza se divide por mitad. Una mitad se tritura en la licuadora (reunir la droga de todos los grupos para que haga más volumen en la licuadora) y después se coloca 1 g en una probeta de 25 mL. En otra probeta se coloca 1 g de la misma droga en estado entero. Se agrega 1 mL de etanol 90° y se llena la probeta con agua hasta los 25 mL. tape las probetas con papel de aluminio y agite al instante. Vuelva a agitar cada 10 minutos durante 1 hora. Después deje en reposo. Después de 2 horas de reposo se observa el volumen de droga en cada una de las probetas. Este volumen es el índice de hinchamiento. De acuerdo a la Farmacopea Alemana la linaza tiene que tener un índice de hinchamiento de por lo menos 4 (en estado entero) y de por lo menos 4.5 (pulverizada). El fenogreco debe tener un índice de hinchamiento de por lo menos 6 (semilla pulverizada).

4 Análisis de un producto terminado (con el que está trabajando su grupo) Haciendo uso de los productos terminados que ha traído, efectué un análisis de la información contenida en la viñeta, el tipo de extracto, el frasco, efectué pruebas organolépticas al producto, dé recomendaciones acerca del solvente utilizado y el principio activo extraído, si la forma farmacéutica es la adecuada para la recomendación expuesta en viñeta.

CUESTIONARIO ¿Cuál es la razón de determinar la humedad en una planta deshidratada? 1. 2. ¿Cuál es el límite de humedad relativa que debe tener una planta deshidratada? 3. Explique la diferencia entre humedad relativa y absoluta. 4. ¿Cuál es la composición química de los mucílagos? 5. ¿Qué propiedades medicinales tienen los mucílagos? 6. ¿ Que controles realizaría en una bodega de almacenamiento de plantas medicinales? ¿Que opinión le merecen las cápsulas examinadas en la practica? 7. 8. ¿Cuales son las contraindicaciones de la linaza? ¿Que opina de la comercialización de la linaza molida? 9. 10. ¿Que opinión le merecen los productos terminados examinados en la


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practica?.

PRACTICA No. 3 DESHIDRATACIÓN Y EXTRACCIÓN DE DROGAS CRUDAS INTRODUCCIÓN La deshidratación de plantas se efectúa para poder guardarlas durante un período más largo que la planta fresca. Se elimina la mayor cantidad posible de agua para suprimir la descomposición de los principios activos por fermentación y el crecimiento de microorganismos. La extracción de drogas crudas en estado fresco o seco comprende aquellas operaciones que tienen por objeto la separación de los principios solubles de la planta, para lo cual se tratan estos con un disolvente. El disolvente se seleccionará de acuerdo a la polaridad de las sustancias (principios activos) que se desee obtener en el extracto. Los diferentes métodos de extracción empleados en farmacia son infusión, decocción, maceración y digestión. Se distinguen métodos continuos y discontinuos.

MATERIALES Traerá cada grupo: 1 naranja; 1 bolsita de té; 10 g de cualquiera de las siguientes plantas: anís, manzanilla, eucalipto o chichipince; 10 g de cualquiera de las siguientes plantas: valeriana, zarzaparrilla, quina o encino; 10 g de linaza o fenogreco; 1 leño de taray; 10 g de romero. 5 g de quina, 5 g de llantén, 5 g de salvia santa, 5 g de manzanilla; 15 g de semillas de bálsamo; 40 g de pimienta negra molida de marca. 100 mL de aceite de maíz, girasol, canola u oliva; 1 frasco de vidrio de boca ancha con capacidad de 125 mL; 3 hojas de periódico; 1 frasco de vidrio de boca ancha con capacidad de 250 mL; 1 tablita de madera. 2 frascos de vidrio boca ancha de 125 mL, cuchillo. Material de laboratorio por grupo: 1 mechero licuadora 1 trípode con malla de asbesto balanza granataria 2 estativos 3 pinzas de extensión 4 mangueras de hule -

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2 hot plate 3 beakers de 250 mL 1 beaker de 400 mL 1 beaker de 100 mL 2 vidrios de reloj 1 agitador de vidrio 1 embudo mediano


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1 mortero con pistilo 1 balón 500 mL 1 tapones de hule Aparato Soxhlet

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1 probeta de 100 mL 1 refrigerante vertical 2 cápsulas de porcelana

OBJETIVOS Al terminar la práctica el estudiante será capaz de: Determinar el grado de deshidratación de una droga cruda; mediante pruebas de deshidratación  Identificar la relación existente entre el tipo de solvente y el principio activo que se va a extraer de la droga vegetal; mediante la elaboración de diferentes extractos vegetales  Identificar los diferentes extractos vegetales elaborados tomando en cuenta la vía de administración; mediante practica de elaboración de extractos vegetales  Aislamiento de un principio activo; mediante la extracción Soxhlet  Identificación de las propiedades, como solvente, del agua y el alcohol; mediante la elaboración de extractos hidroalcoholicos, alcoholicos y acuosos.  Identificación de las propiedades medicinales de las especies en estudio; mediante revisión de literatura 

DESARROLLO DE LA PRACTICA 1. Deshidratación Se pela una naranja y se pesa la cáscara. Luego se somete a un proceso de deshidratación a temperatura ambiente, en un lugar ventilado, hasta que esté completamente seca. Se guarda en un lugar seco para pesarla nuevamente en la siguiente práctica. Calcule el porcentaje de pérdida de peso.

2. Extracción 2.1.

Infusión

Se lleva a ebullición 150 mL de agua. Coloque en el agua una bolsita de té, se tapa con un vidrio de reloj y se deja en reposo durante 5 minutos. El mismo procedimiento se efectúa con 1 cucharadita de manzanilla, chichipince o eucalipto (lavar las plantas antes de usarlas!). En caso del anís, se tritura el fruto


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primero y se utiliza la misma cantidad. Después del reposo se filtra con gasa y algodón.

2.2

Decocción

Lleve a ebullición 250 mL de agua, luego agregue 10 g de valeriana, zarzaparrilla, quina o encino (planta lavada!), se tapa con vidrio de reloj y se mantiene en ebullición durante 10 minutos. Después se filtra con gasa y algodón.

2.3

Maceración en agua fría

2.3.1. coloque 5 g de linaza, fenogreco o chan (planta lavada) en un beaker y agrege 150 mL de agua. Se deja en reposo durante 2 horas y observe el resultado. 2.3.2. Triture 5 g de linaza, fenogreco o chan. Después se proceda como en 2.3.1. Observe las diferencias entre los dos métodos. 2.3.3. separe secciones de un leño de taray , lávelas y coloquelas en un beaker. agrege 200 mL de agua y se deje reposar durante 2 horas. Observe el color, desde arriba y viendo por el beaker a contra luz.

2.4.

Maceración fría en aceite

Triture 10 g de romero seco (no lavar), se coloca en un frasco de vidrio con capacidad de 125 mL y se le agrega 100 mL de aceite. Tape bien y agite durante 5 minutos. Cubra el frasco con hoja de periódico, pegándole tirro de tal forma que se proteja el extracto de la luz. Dejar en reposo durante 7 días, agitándolo todos los días, luego filtré con gasa y algodón.

2.5.

Maceración fría en alcohol diluido


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Pese 5 g de cada una de las siguientes plantas: manzanilla, llantén, quina y salvia santa. Después de lavarlas, se colocan en un frasco de vidrio con capacidad de 250 mL y agregue 200 mL de etanol al 45%. tape bien y agite durante 5 minutos. Cubra el frasco con hoja de periódico, pegándolo de tal forma que se proteja el extracto de la luz. Dejarlo en reposo durante 7 días, agitándolo todos los días. En la siguiente practica de laboratorio filtre con gasa y algodón.

2.6.

Digestión

Se utiliza la semilla de bálsamo, extraiga la semilla del fruto cortándolo ( el fruto ) y posteriormente extraiga la semilla hasta completar 10 g tritúrela en mortero. Posteriormente, se coloca en un balón de 500 mL, agregándole 100 mL de etanol al 60%. Refulge cuidadosamente durante 30 minutos. Después se filtra.

2.7.

Extracción Soxhlet y aislamiento de principio activo

Coloque 40 g de pimienta negra molida en un sobre de papel filtro de una altura de aproximadamente 12 cm; éste se coloca en el extractor del aparato Soxhlet. En un balón de 500 mL agregé 300 mL de etanol 90° extrayendo por dos horas, en hot plate. Colocar el extracto obtenido en tres cápsulas de porcelana y evaporare cuidadosamente sobre un hot plate a temperatura mediana en la cámara de extracción de gases, hasta lograr una sustancia viscosa de color café oscuro. Esta sustancia se disuelve en 20 mL de solución etanólica de KOH al 10%, repartiendo la cantidad de la solución entre las tres cápsulas. Se unen las diferentes soluciones y se filtran con papel filtro. El filtrado se tapa y se pone en refrigeración. Se observa después de 1 hora y después de 1 semana al microscopio.

CUESTIONARIO 1. 2. 3. 4.

¿Para que drogas se usa el método de infusión y para cuáles el de decocción? ¿Qué clase de principios activos poseen las drogas usadas en 2.3.1. y 2.3.2.? ¿Cuáles son las cualidades del alcohol diluido como disolvente? ¿Cuáles son las ventajas del método Soxhlet?


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5. 6. 7. 8. 9.

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¿Cuáles de los métodos aplicados son continuos y cuáles son discontinuos? ¿Qué uso tiene el aceite preparado en 2.4.? Explique las indicaciones, la forma de usar y la dosis del extracto preparado en 2.5. Cuáles son las propiedades de cada una de las plantas? ¿Cuál es el nombre común del extracto de la semilla de bálsamo; Para qué se usa? ¿Cómo se llama el principio activo aislado de la pimienta?

PRÁCTICA NO. 4 ACEITES ESENCIALES INTRODUCCIÓN Los aceites esenciales son mezclas de sustancias volátiles de una consistencia parecida a la de los aceites grasos ("aceites") y con un olor fuerte ("esencia"). Estas mezclas son muy poco solubles en agua. Se obtienen de materia prima vegetal, sobre todo de plantas de las familias Pináceae, Lamiáceae (Labiatae Proparte), Asteráceae, Rutáceae, Apiáceae (Umbelíferae Pro-parte), Verbenáceae, etc.


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Métodos de obtención son: enfleurage (enfloración), destilación con agua y vapor (destilación directa), destilación por arrastre de vapor (destilación indirecta), exprimición y extracción con solventes. Se usa la planta fresca o seca. Los compuestos químicos presentes en los aceites esenciales pueden ser mono, sesqui y diterpenos, así como fenilpropanos.

MATERIALES Material que traerá el grupo: 50 g de dos de las siguientes plantas: orégano, zacate de limón, eucalipto, pimienta gorda o canela.

Equipo de laboratorio: -

1 balón de 500 mL de fondo plano Embudos de separación Embudo tallo corto Beaker 250 mL 3 beaker 40 mL 1 refrigerante 1 probeta de 100 Ml Varilla de vidrio en L 2 tapones de hule 2 tubos de ensayo Pinza para tubos Agitador de vidrio Capsula de porcelana Pipetas Pasteur 3 tubos capilares 1 erlenmeyer de 50 mL 2 erlenmeyer de 50 mL OBJETIVOS

-

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2 pipetas graduadas de 1 mL Vidrio de reloj 1 mechero 1 trípode con malla de asbesto 2 soportes 3 pinzas de sostén y extensión 2 mangueras de hule 1 perilla para pipetas 1 balanza granataria Licuadora Mechero Microscopio óptico 2 Soportes 2 pinzas de extensión y sostén 2 mangueras de hule Hot plate Lámpara de luz UV

Al concluir la practica el estudiante será capaz de:   

Identificar las cualidades físico-químicas de los aceites esenciales; por experiencia practica y revisión bibliografica. Identificar las familias de plantas medicinales que se caracterizan por poseer aceites esenciales; mediante revisión de literatura Determinar la presencia de aceites esenciales en una planta cualquiera; mediante pruebas preliminares


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Montar un aparato de destilación de aceites esenciales; mediante trabajo practico Cuantificar la cantidad de aceites esenciales en una droga cualquiera; mediante trabajo practico Identificar la importancia de los aceites esenciales en farmacia; mediante revisión de literatura. Identificar mentol y timol presente en droga cruda y producto terminado mediante cromatografía de capa fina.

DESARROLLO 1.

Pruebas preliminares

La presencia de aceites esenciales en una droga se determina de la siguiente manera: al triturar un órgano vegetal, que se presume contiene aceite esencial, se percibe un fuerte olor producto de la liberación de este. sí colocamos 2-3 g de la materia vegetal en un tubo de ensayo, agregamos agua y al llevar a ebullición, debe percibirse un aumento del olor y observarse la formación de gotas aceitosas encima del agua.

2.

Destilación por arrastre de vapor

Coloque 25 g de la droga en un balón y agregue agua hasta llegar a un volumen de un poco más de la mitad del balón. Instale el equipo de destilación de acuerdo al esquema. Lleve a ebullición y mantenga el proceso de destilación durante 1.5 horas. Para acelerar el calentamiento, envuelva el balón con papel aluminio. Después de la destilación se unen los destilados de todos los grupos en un embudo de separación y se deja en reposo hasta que se dé una separación clara

3.

Determinación del contenido de aceites esenciales

Esta prueba se realiza en un aparato graduado de destilación. Las farmacopeas exigen de las plantas aromáticas un contenido mínimo de aceite esencial, definido para cada planta. Para uniformizar el método de destilación, las farmacopeas contienen información detallada acerca del aparato que recomiendan. El aparato que se usará en el laboratorio, es el recomendado por la Farmacopea Alemana (DAB 9).


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Para aumentar el volumen del aceite esencial y facilitar la determinación del volumen en la escala, se le agrega una pequeña cantidad de xilol debido a sus propiedades de solubilidad en aceite esencial. 20 g de eucalipto recién pulverizado se coloca en un balón del aparato de destilación y se adiciona 200 mL de agua. Después instalar el aparato de destilación. Agregar agua en el cilindro de entrada hasta que se llene el tubo transversal. Pipetear 0.5 mL de xilol en la entrada con tapón. Encienda el hot plate. Se lleva el agua a ebullición y se destila durante 2 horas a una velocidad de 2 a 3 mL por minuto. Luego se apaga el hot plate. Después de no menos de 10 minutos de haber terminado la destilación se lee el volumen de la mezcla xilenoaceite esencial y se le resta el volumen del xilol para obtener el contenido de aceite esencial en relación a la cantidad de planta utilizada.

4 Cromatografía de capa fina para identificar Mentol Prepare la fase móvil (una para todos los grupos), se compone de 190 mL de tolueno y 10 mL de acetato de etilo. tape la cámara. Prepare el extracto de Mentha de la siguiente manera: micronice las hojas de menta en la licuadora, luego coloque la planta molida en un tubo de ensayo, llenándolo en una tercera parte. Agregue 5 mL diclorometano y agite el tubo durante 3 minutos. Filtre el extracto y evapore el solvente a baja temperatura, 40°C (cápsula de porcelana, hot plate, cámara de extracción de gases), hasta sequedad. Disuelva el residuo en tres gotas de tolueno, proceda de la misma manera con el contenido de tres cápsulas de menta. En la placa de silicagel se marca con lápiz y regla la línea de partida a un centímetro de la orilla inferior de la placa, a 15 cm de esta línea marque otra línea que será la meta. Marque dos líneas de dos centímetros cada una y coloque con pipeta los dos extractos en las líneas marcadas de acuerdo a las indicaciones que le dará el instructor. Coloque la solución de referencia que contienen mentol y timol, señale en la placa con lápiz la mancha que lleva el extracto. Seque con aire a presión, introduzca la placa en la cámara de revelación (una vez colocada la placa se cierra y ya no se mueve, ni se abre). Cuando el frente de la fase móvil llega a la línea de meta se retira la placa de la cámara y se deja secar. Luego obsérvela en luz UV de 256 nm, marque las manchas con lápiz, determine el Rf de las diferentes manchas y anote los colores. En la cámara de extracción de gases aplique por medio de aspersión, a la placa, una solución al 1% de vainillina en ácido sulfúrico 96%. Luego caliente cuidadosamente en un hot plate a baja temperatura hasta que


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aparezcan manchas de color morado. Anote su observaciones y determine el Rf. Compare los cromatogramas obtenidos de los diferentes extractos.

CUESTIONARIO 1. 2. 3.

4. 5. 6. 7. 8. 9.

Describa un equipo industrial de destilación. Explique el método de enfleurage. ¿En cuáles plantas se utiliza el método de enfleurage? ¿Qué cantidad de aceite esencial suelen contener las plantas aromáticas? ¿ Cual es la función de los aceites esenciales en las plantas y en el ser humano? ¿ Que características físicas y químicas de los aceites esenciales pudo observar en la practica? ¿Cuál es el contenido porcentual de aceite esencial presente en la planta? ¿por qué utilizo cristales de timol y mentol en esta practica? El timol y el mentol ¿son los únicos componentes del aceite esencial de Mentha?


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PRÁCTICA NO. 5 GLICÓSIDOS SAPONÍNICOS INTRODUCCIÓN Los glicósidos saponínicos se disuelven en agua y disminuyen la tensión superficial de ésta. Por lo tanto al sacudir sus soluciones, se forma una espuma. Otra característica típica es su efecto hemolítico: las saponinas pr ovocan que la hemoglobina salga de los eritrocitos. La parte aglicónica puede tener estructura triterpénica o esteroidal. Saponinas triterpénicas se encuentran en las familias Cariofiláceae, Sapindáceae, Fabáceae (Caesalpiniáceae, Mimosáceae, Leguminosae), etc. Saponinas esteroidales contienen representantes de las familias Liliáceae, Amariliáceae, Dioscoreácea y Agaváceae.

MATERIALES Material que traerá el grupo: Una de las siguientes drogas: fruto de conacaste, de carao, de pacún, corteza de copinol, hojas de maguey, tallo de barbasco, rizoma de zarzaparrilla; Tallo de izote. Cápsulas o raíz de ginseng, un limón, regla.


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Equipo de laboratorio: 10 tubos de ensayo y gradilla 2 beakers de 250 mL, 1 beaker de 100 mL 1 beaker de 50 mL 3 cápsulas de porcelana 1 agitador de vidrio 1 probeta de 25 mL 1 probeta de 100 mL 1 probeta de 10 mL 2 tapones de hule horadados 1 vidrio de reloj 1 embudo mediano 1 embudo de separación de 250 mL 2 pipetas graduadas de 10 mL

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Pipetas Pasteur 1 balón de 500 mL de fondo plano 1 refrigerante vertical licuadora 2 hot plate balanza granataria 1 perilla para pipetas 1 mechero, trípode con malla de asbesto 4 mangueras 1 soporte 4 pinzas de soporte y extensión 1 anillo pequeño de metal

OBJETIVOS Al terminar la práctica el estudiante será capaz de:        

Realizar pruebas preliminares para identificar la posible presencia de glicosidos saponinicos; mediante trabajo practico Determinar el índice de espuma en una droga vegetal que contiene glicosidos saponinicos; mediante trabajo practico Realizar pruebas químicas para clasificar saponinas esteroidales de las triterpénicas; mediante trabajo practico Realizar la prueba de adulteración de ginseng; mediante trabajo practico Relacionar el tipo de saponina presente en la planta con la clase taxonómica del vegetal, mediante lo expuesto en clase Determinar el uso de los glicosidos saponicos en farmacia; mediante la revisión de literatura Determinar las familias de plantas que se caracterizan por poseer glicosidos saponinicos; mediante revisión de literatura Determinar las características de toxicidad de los glicosidos saponinicos; de acuerdo a la revisión de literatura


Prueba preliminar de espuma

Coloque 1 g de droga pulverizada en un tubo de ensayo seco, añádele 5 mL de agua destilada, agite por 30 segundos. Deje reposar, si la espuma es mayor de 3 FACULTAD DE QUÍMICA Y FARMACIA

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mm arriba de la superficie del líquido y persiste más de 15 minutos, se presume la presencia de saponinas.

2.

Determinación del índice de espuma

El índice de espuma es un valor correlativo a la cantidad de saponinas en la droga. Se determina a partir de soluciones acuosas de diferentes concentraciones de droga. Pulverizar 1 g de droga, llevarla a ebullición con 100 mL de agua destilada durante 30 minutos, filtrar y después de enfriarla completar con agua hasta un volumen de 100 mL. De esta solución se mide 1, 2, 3, ...10 mL y se transfiere a diferentes tubos de ensayo bien lavados. En cada tubo se lleva a un volumen de 10 mL con agua destilada, se agita durante 1 minuto y se deja reposar. Después de 15 minutos medir la altura de la espuma. Si ella es inferior a 1 cm en todos los tubos, el índice es inferior a 100. Si es igual o mayor de 1 cm en uno o varios tubos, el índice de espuma se determina a base de la concentración del tubo de mayor dilución. Si la altura de la espuma es superior a 1 cm en todos los tubos, el índice es superior a 1000 y es necesario diluir la solución patrón para hacer una nueva determinación.

Cálculo:

volumen en el tubo (mL) x altura de espuma (cm) Concentración de droga en el tubo (g)

Ejemplo:

La espuma llegó a una altura de 1 cm en el tubo que contiene 4 mL de solución patrón al 1%. La concentración de droga es de 0.04 g. (10 mL x 1 cm) ÷ (0.04g) = 250


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3.

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Pruebas químicas

Preparación del extracto concentrado Coloque 10 g de conacaste, pacún, aguacate, carao, copinol, maguey, barbasco o zarzaparrilla (droga molida) en un balón de 500 mL, agregue 100 mL de etanol al 80%, instale el refrigerante y lleve a ebullición sobre un hot plate. Refluje durante 30 minutos, luego filtre el extracto obtenido en caliente y concentre el filtrado en tres cápsulas de porcelana sobre el hot plate hasta tener un volumen de 20 mL. Proceda de la misma forma con 5 g de izote. Con cada uno de los concentrados efectué la siguiente prueba:

3.1.

Prueba de Liebermann-Burchard

Esta es una prueba de identificación de saponinas esteroidales. Tome 10 mL de extracto concentrado, agréguele 5 mL de ácido sulfúrico diluido. Hierva cuidadosamente durante 10 minutos, enfríe y colóquelo en un embudo de separación. Adicione 20 mL de cloroformo y agite. Deje reposar, luego separe el extracto clorofórmico amarillento y concéntrelo en un beaker de 50 mL hasta 2 mL (hot plate, cámara extractora de gases). Añada al concentrado 1 gota de ácido sulfúrico concentrado y 1 mL de anhídrido acético, observe el color.

4.

Prueba de adulteración del ginseng

Por medio de esta prueba sencilla se puede distinguir el ginseng oficinal ( Panax ginseng ) de otras especies de Panax (por ejemplo Panax quinquefolium) . Esta prueba es específica para Panax ginseng , las otras especies de Panax no dan positiva al reaccionar con el ácido sulfúrico concentrado. Agregue 0.5 g de droga pulverizada (o el contenido de una cápsula comercial) mezcle en un vidrio de reloj con 1 mL de ácido sulfúrico concentrado. Después de 1 a 2 minutos aparece una coloración café rojizo que después de 15 a 20 minutos cambia a color fucsia.

CUESTIONARIO 1.

2. 3.

¿Que características, en la estructura química, son las responsables por el efecto tenso activo de un compuesto? ¿Cómo se forma la espuma? Explique el efecto hemolítico.


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4. 5. 6.

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Explique la reacción que se da en la prueba de Liebermann-Burchard. Investigue sobre el uso de plantas con saponinas en la pesca. Cual es el mecanismo por el cual las saponinas matan a los peces

PRÁCTICA No.6 GLICÓSIDOS ANTRAQUINÓNICOS INTRODUCCIÓN Las antraquinonas, antracenos o antranoides son compuestos que en las plantas se encuentran como glicósidos, y cuyo efecto es laxante. El aglicón tiene una estructura tricíclica que puede presentar diferentes grados de oxidación. Las antraquinonas se encuentran en las familias Aspholadaceae (sábila), Caesalpiniáceae (sen, cañafístula, carao), Rhamnáceae (cáscara sagrada), y otras.

MATERIALES Materiales que traerá el grupo: Cualquiera de las siguientes drogas: 25 g de sen o de cáscara sagrada, ó 3 frutos de cañafístula, 20 gramos de hojas secas de cualquiera de estas plantas: flor barbona, barajo, campanilla de árbol, cuchillo.


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Equipo de laboratorio: 1 embudo mediano 1 embudo tallo corto 1 vidrio de reloj 2 balón de fondo plano de 500 mL, Balón volumétrico 100 mL Balón volumétrico 10 mL

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probeta de 25 mL probeta de 50 mL probeta de 100 mL 1 matraz volumétrico de 100.0 mL

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1 ampolla de separación 1 beaker de 40 mL, 2 beakers de 250 mL 2 refrigerantes 1 balanza granataria balanzas analíticas 1 espectrofotómetro de luz UVVIS 1 licuadora OBJETIVOS -

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1 matraz volumétrico de 10.0 mL 1 pipeta de Pasteur 1 pipeta graduada de 1 mL, 1 pipeta graduada de 5 mL 1 agitador de vidrio 3 cápsulas de porcelana 1 pipeta volumétrica de 10.0 mL 1 pipeta volumétrica de 20.0 mL 1 perilla para pipetas 2 hot plate Espátula 1 mechero, 1 trípode, malla, 1 baño María, 2 soportes 1 aro metálico pequeño 4 mangueras de hule 4 pinzas de extensión y de soporte

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Al terminar la práctica el estudiante será capaz de:  

 

Identificación de la presencia de glicosidos antraquinonicos por medio de pruebas químicas Cuantificar la presencia de senósido B en hojas de Cassia senna (sen) mediante pruebas cuantitativas Identificar las familias taxonómicas que se caracterizan por la presencia de glicosidos antraquinonicos, mediante revisión de literatura Identificar los procesos de toxicidad provocados por los glicosidos antraquinonicos, mediante revisión de literatura


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DESARROLLO DE LA PRÁCTICA Esta práctica consiste de dos pruebas químicas de identificación de antraquinonas (Bornträger), y un análisis cuantitativo del senósido B en hojas de sen.

1.

Pruebas químicas

1.1.

Reacción de Bornträger

Preparación del extracto concentrado En los diferentes grupos de trabajo, preparen el extracto con diferentes plantas (flor barbona, barajo, caña fistola o campañilla de árbol). Luego intercambien muestra para que cada grupo pueda realizar la prueba con varias drogas y comparar los resultados. Pesar 20 g de droga pulverizada/licuada y reflujarla en un balón de 500 mL con 300 mL de etanol 80% durante 1 hora. Luego concentrar el extracto (hot plate, cápsulas de porcelana) hasta 15 mL aproximadamente. Evapore 5 mL del extracto concentrado en baño María. Disuelva el residuo en 30 mL de agua destilada y filtre. En una ampolla de separación pequeña agite el filtrado con 10 mL de benceno. Deje que la mezcla se separe. Luego transfiera la capa bencénica a un beaker de 20 mL y añádale 5 mL de amoníaco. Observe cambios de color.

2.

Análisis cuantitativo de senósido B en hojas de sen

Pese 0.250 g de hoja pulverizada de sen en la balanza analítica (anote el peso exacto). Transfiera este polvo a un balón de 100 mL y agréguele 30 mL de agua. Refluje en baño María durante 15 minutos exactos (tomando el tiempo a partir de la ebullición). Filtre el extracto, recíbalo en una probe ta de 50 mL, lave el filtro con agua hasta llegar a un volumen de 30 mL en la probeta. 20.0 mL (2x10.0 mL con pipeta volumétrica) del extracto se pone en una ampolla de separación pequeña y se le agrega 0.1 mL de ácido clorhídrico al 7%. Se agita y se extrae/separa 3 veces con 15 mL de cloroformo cada vez. Después de la separación descarte la fase clorofórmica. A la fase acuosa en la ampolla de separación agréguele 0.10 g de bicarbonato de sodio, agite durante 3 minutos y filtre. Mezcle 10.0 mL (pipeta volumétrica) del filtrado en un balón de 100 mL con 20 mL de solución de cloruro de Fe-III al 10.5%. Caliente durante 20 min en baño María con reflujo, el balón debe estar bien metido en el agua de tal forma que la superficie del agua esté encima de la superficie de la solución en el interior del balón.


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Luego agregue 1 mL de ácido clorhídrico concentrado y caliente suavemente (baño María) con reflujo durante 20 min, agitándolo seguido hasta que esté disuelto el precipitado. Deje enfriar y después extraiga 3 veces en una ampolla de separación con 25 mL de éter etílico cada vez (cuidado con la presión de la fase gaseosa dentro de la ampolla). La primera vez lave el balón con el éter para sacar cuantitativamente su contenido. Los 3 extractos etéricos se unen y se lavan 2 veces con 15 mL de agua cada vez. Los extractos etéricos se transfieren a un matraz volumétrico de 100.0 mL y se lleva a volumen con éter etílico. 10.0 mL de esta solución (pipeta volumétrica o matraz volumétrico) se evapora cuidadosamente hasta la sequía (hot plate, cápsulas de porcelana, cámara de extracción de gases). El residuo se disuelve en 10.0 mL (pipeta volumétrica.) de una solución al 0.5% de acetato de magnesio en metanol. En un espectrofotómetro UV-VIS medir la absorción de la solución a 515 nm. Líquido de compensación (referencia) es metanol. Para calcular el porcentaje de senósido B en la droga, se usa la siguiente fórmula: Absorción x 1.25 %= peso de droga [g]

Esquema de marcha para el análisis cuantitativo g 0.2500.250 g de sen + 30 mL de agua

Reflujar (15 min), enfriar, filtrar Residuo (descartar)

Filtrado + HCl 7% extraer con cloroformo, separar, 3 veces

Fase acuosa

fase clorofórmica (descartar)


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+ bicarbonato de sodio filtrar Filtrado

Residuo (descartar)

+ cloruro de hierro reflujar 20 min + HCl concentrado reflujar 20 min extraer/separar con eter etílico (3 veces) Fase acuosa (descartar)

Fase etérica Lavar con agua 2 veces

Fase etérica

Fase acuosa (descartar)

llevar a 100.0 mL con eter

Solución de prueba para espectrografía

disolver con

evaporar

10.0 mL de solución

acetato de Mg

CUESTIONARIO 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7.

En la reacción de Bornträger: ¿que compuestos quedan en la fase acuosa y cuáles en la bencénica? ¿Qué factores de error podrían haber influido en un posible resultado inexacto en el análisis cuantitativo del senosido b? Explique cada paso de la marcha químicamente. ¿Cuáles son las funciones de cada uno de los reactivos subrayados? ¿Que tipo de prueba es la lectura del senosido b? ¿ Que es el senosido b ? Explique los efectos fisiológicos de las antraquinonas ¿ Por que no se recomiendan las antraquinonas como medicamento habitual?


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PRÁCTICA No. 7 FLAVONOIDES Y TANINOS INTRODUCCIÓN Flavonoides El término flavonoides se deriva de la palabra latina "flavus" = amarillo, y se refiere a la coloración de la mayoría de estos compuestos. Flavonoides se encuentran en casi todas las plantas, por ejemplo para darles color a sus flores. Plantas cuyo efecto medicinal se debe única o principalmente a estos compuestos, presentan un contenido del 0.5 al 3% (cítricos: 5 - 25%). Su estructura química consiste de 3 anillos, los diferentes flavonoides se distinguen en su grado de oxidación, su sustitución y características estructurales. Los flavonoides se encuentran en forma glicosídica o libre.


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Plantas ricas en flavonoides se encuentran en las familias Fabáceae, Rutáceae, Asteráceae y otras. Ejemplo de plantas con alto contenido de flavonoides son, los cítricos, ruda, passiflora, manzanilla, sauco, tilo y cola de caballo.

Taninos Los taninos son sustancias fenólicas que reaccionan con las proteinas de la piel y que, en mayores concentraciones, pueden convertir la piel en cuero. En menores concentraciones poseen propiedades medicinales. Se encuentran sobre todo en corteza, raíces, hojas y frutos inmaduros de las plantas. Plantas ricas en taninos son guayabo, nance, mangollano, etc. A partir de su estructura química y sus propiedades se dividen en taninos hidrolizables, taninos condensados y seudotaninos.

MATERIALES Material que traerá cada grupo: 100 g de una o varias de las siguientes plantas: flores de San Andrés, San José, crisantemo, narciso, girasol o jamaica; u hoja y tallo de ruda o de perejil. Además una pequeña cantidad de flores de colores diferentes. 50 g de cualquiera de las siguientes plantas: corteza de nance, mangollano, guayabo, mangle o encino.


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Equipo de laboratorio: 3 cápsulas de porcelana 1 pipeta pasteur 2 beakers de 100 mL 1 beaker de 400 mL 1 agitador de vidrio 10 tubos de ensayo gradilla para tubos de ensayo 1 vidrio de reloj 1 ampolla de separación de 250 mL 2 pipetas de 5 mL balón para pipeta 1 probeta de 25 mL 1 probeta de 100 mL Pipeta Pasteur perilla para pipeta 1 embudo mediano

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2 refrigerante vertical 4 mangueras de hule 2 balón de fondo plano de 500 mL 2 hot plate 1 mechero trípode malla baño María 2 soporte 1 aro metálico 4 pinza de sostén y extensión 1 balanza granataria Licuadora 2 tapones de hule horadados

OBJETIVOS Al terminar la practica el estudiante será capaz de:    

Realizar pruebas preliminares para determinar la presencia de glicosidos flavonolicos, mediante trabajo practico Identificar flavonoides de acuerdo al grado de polaridad, mediante la prueba de Shinoda Identificar la presencia de taninos; mediante pruebas químicas Identificar los beneficios terapéuticos que presentan flavonoides y taninos, y la presencia de estos compuestos en medicamentos; mediante revisión de literatura


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DESARROLLO DE LA PRÁCTICA A.

FLAVONOIDES

1.

Prueba preliminar

Se comprueba la presencia de flavonoides en flores por medio del cambio de su color cuando se exponen los pétalos a vapores de amoníaco. Exponer los pétalos de flores de diferentes colores a 5 mL de amoníaco concentrado en una cápsula de porcelana. Observe y anote el cambio de color. Flavonas y/o flavonoles viran de blanco a amarillo, chalconas y auronas de amarillo a rojo, y antocianinas de rojo intenso a azul o violeta.

2.

Reacción de Shinoda

Preparación del extracto concentrado Reflujar 100 g de flores (San Andrés, San José, narciso, crisantemo, jamaica o girasol) o tallos y hojas de perejil con 300 mL de etanol 80% durante una hora. Filtrar el extracto obtenido y concentrar hasta un volumen de 15 mL (cápsulas de porcelana, hot plate). Agregar 60 mL de agua a 100°C, filtrar en caliente (para separar la clorofila: los flavonoides son solubles en agua caliente, mientras la clorofila es insoluble). Extraer el filtrado en una ampolla de separación de la siguiente manera: 1. extracción/separación con 40 mL de éter de petróleo 2. extracción/separación con 40 mL de cloroformo 3. extracción/separación con 40 mL de acetato de etilo. Cada uno de los extractos orgánicos se concentra (hot plate, cámara de extracción de gases) hasta 5 mL y se realiza la prueba de Shinoda: Los 5 mL del extracto concentrado se coloca en un tubo de ensayo marcado con el nombre del extracto, se agrega 1 mL de metanol, unas granallas de Mg metálico y unas gotas de HCl concentrado. Deje en reposo de 2 a 20 min. ¿Qué observa?, ¿Que extractos muestran coloración, cuáles son esos colores? Color amarillo-anaranjado significa presencia de flavones, rojo chalconas y azul antocianidinas. Flavones y flavonoles pueden dar colores verdes o azules.


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B.

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TANINOS

Preparación del extracto concentrado Reflujar 50 g de droga pulverizada (corteza de nance, mangollano o guayabo, u hojas de guayabo) durante 1.5 horas con 200 mL de etanol 45°. Filtrar y concentrar el filtrado hasta un volumen de 15 mL. Realizar las siguientes pruebas: 1. 2. 3. 4. 5.

A 2 mL de solución agregar 3 gotas de solución de tricloruro de hierro. A 2 mL de solución agregar 2 mL de solución de subacetato de plomo. A 2 mL de solución agregar 1 mL de bicromato de potasio. A 2 mL de solución agregar 2 mL de solución de gelatina. A 2 mL de solución agregar 3 gotas de agua de bromo.

CUESTIONARIO 1. 2.

Mencione diferentes propiedades medicinales de los flavonoides. En la extracción de flavonoides: ¿Qué clase de flavonoides se encuentra en el éter de petróleo, en el acetato de etilo? ¿A qué se debe estructuralmente la solubilidad de los flavonoides? 3. ¿Porqué se observan burbujas en la prueba de Shinoda? 4. ¿Cuál es la diferencia entre el efecto curtidor y el efecto astringente de los taninos? Explique la reacción con las proteínas. 5. ¿Porqué se utilizan soluciones de taninos como antídoto en caso de envenenamiento por alcaloides? Explique los resultados obtenidos en las pruebas para determinar la presencia de taninos.

PRÁCTICA No. 8 ALCALOIDES INTRODUCCIÓN Los alcaloides constituyen un grupo heterogéneo de bases vegetales que en su estructura contienen nitrógeno, sobre todo en forma heterocíclica. Estas sustancias ejercen efectos farmacológicos (terapéuticos y tóxicos) característicos sobre el organismo humano y animal, sobre todo sobre el sistema nervioso central. Familias caracterizadas por la presencia de alcaloides son: Berberidáceae, Menispermáceae, Papaveráceae, Rubiáceae, Loganiáceae, Solanáceae, etc.


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Los alcaloides se pueden clasificar por familias de plantas o por tipos de estructura básica. Dependiendo de su estructura, se pueden identificar con pruebas generales y específicas.

MATERIALES Material que traerá el grupo: 30 g de cualquiera de las siguientes plantas secas: quina, café, belladona, floripundia, amatillo, cardo santo o tabaco. 3-5 hojas secas de estramonio o floripundia, o extracto de belladona. 2 g de quina. Equipo de laboratorio: espátula aro metálico soporte 1 embudo mediano 1 embudo pequeño 3 pipetas pasteur 1 balón de fondo plano de 500 mL 1 ampolla de separación de 125 mL 1 probeta de 25 mL 1 probeta de 100 mL 1 pipeta graduada de 1 mL 1 pipeta graduada de 5 mL Perilla para pipeta 1 balón para pipetas 1 beaker de 100 mL cámara de revelación para cromatografía soporte

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1 refrigerante vertical 4 mangueras 3 cápsulas de porcelana 1 agitador de vidrio 5 tubos de ensayo gradilla para tubos de ensayo pinza para tubos balanza granataria 2 hot plate 1 mechero 1 trípode Malla baño María licuadora lámpara UV de 366 nm 1 tapón de hule 2 pinzas para extensión y soporte Beaker 250 mL Vidrio de relog

OBJETIVOS Al terminar la practica el estudiante será capaz de:   

Identificar alcaloides por medio de pruebas generales Identificar la presencia de alcaloides tropánicos; mediante la prueba de vitali Identificar la presencia de quinolina en corteza de quina; por medio de la prueba de Grade.


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 

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Identificar los efectos secundarios provocados por el abuso de los alcaloides; mediante la revisión de literatura Identificar los usos terapéuticos de los alcaloides y la incorporación de estos en medicamentos; mediante revisión de literatura


Pruebas generales (preliminares)

Preparación del extracto concentrado: Reflujar 10 g de la droga seca pulverizada con etanol 80% (cantidad suficiente para cubrir la droga), luego filtrar. Concentrar (hot plate, cápsulas de porcelana) hasta un volumen de 5 a 10 mL. Agregar HCl 10% hasta un pH de 1 ó 2 (controlar con papel pH), luego realizar las siguientes pruebas: 1. 2. 3.

A 1 mL de la solución agregar 3 gotas de reactivo de Mayer. A 1 mL de la solución agregar 3 gotas de reactivo de Wagner. A 1 mL de la solución agregar 3 gotas de reactivo de Dragendorff.

Observe el color de la solución y/o precipitado.

2.

Prueba de Vitali

Esta reacción comprueba la presencia de alcaloides tropánicos, compuestos que se encuentran en muchas solanáceas. 1 g de droga pulverizada (hoja de estramonio o de floripundia) o 2 mL de un extracto concentrado de belladona se agita durante 2 minutos con 10 mL de ácido sulfúrico 0.1N, luego se filtra. Agregue al filtrado 1 mL de amoníaco al 26% y 5 mL de agua. Agite cuidadosamente en una ampolla de separación con 15 mL de cloroformo, evitando emulsificación. Seque la fase clorofórmica sobre sulfato de sodio y filtre con algodón. Evapore el cloroformo en una cápsula de porcelana


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(cámara de extracción de gases, hot plate). Mezcle el residuo con 0.5 mL de ácido nítrico concentrado y evapore hasta sequedad en baño María. Agregue 10 mL de acetona al residuo y luego, gota por gota, una solución de KOH al 3% en etanol. Observe la coloración.

3.

Pruebas de identidad de quina

3.1.

Prueba de Grahe

En un tubo de ensayo caliente cuidadosamente 0.5 g de quina pulverizada. En la pared del tubo aparecen gotitas rojas. Después de enfriar, se disuelven estas gotitas en 10 mL de etanol 70%. La solución muestra fluorescencia celeste en luz ultravioleta de 366 nm. 3.2. Se agita 0.1 g de quina pulverizada durante 1 min con una mezcla de 2.5 mL de ácido sulfúrico 20% y 2.5 mL de agua. Luego filtrar. A 1 mL del filtrado agregar 0.2 mL de reactivo de Mayer, hay precipitación. El resto del filtrado se diluye en 10 mL de agua y se observa en luz UV de 366 nm. La solución muestra fluorescencia celeste, que desaparece al agregar HCl concentrado.

CUESTIONARIO 1. 2. 3. 4. 5.

¿Porqué se acidifica el extracto que se utiliza para las pruebas generales de alcaloides? ¿Que compuestos de la droga que Usted utilizó se comprueban con la reacción de Vitali? ¿Que compuesto, de la quina, es el responsable por la fluorescencia? ¿Que haría usted en caso de intoxicación por alcaloides? Cite ejemplos de medicamentos que tengan como principio activo alcaloides


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PRÁCTICA No. 6 A GLICÓSIDOS CARDIOTÓNICOS INTRODUCCIÓN Los glicósidos cardiotónicos ejercen un efecto fortificante sobre el corazón debilitado. El rango de la dosis terapéutica es estrecho y por su efecto tóxico en dosis mayores de la terapéutica, las plantas con cardiotónicos se han usado como venenos de flecha. Los diferentes glicósidos cardiotónicos no se distinguen en su forma de actuar pero sí en la fuerza de su efecto y en el tiempo de eliminación. Como droga medicinal se usa sobre todo el digital en forma de medicamentos estandarizados. Entre las familias que contienen plantas con glicósidos cardiotónicos se encuentran: Scrophulariáceas (digital), Apocynáceas (narciso), Liliáceas (escila, convalaria) y Asclepiadáceas (señorita).

MATERIALES Material que traerá el grupo:


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100 g de hojas secas de narciso o de señorita.

Equipo de laboratorio: -

1 Refrigerante vertical, 2 mangueras de hule 1 balón de 500 mL de fondo plano 1 embudo mediano 4 tubos de ensayo, gradilla para tubos, pinza para tubos de ensayo 1 beaker de 600 mL, 1 beaker de 100 mL, 1 beaker de 250 mL 1 ampolla de separación de 500 mL 1 probeta de 100 mL, 1 probeta de 25 mL 3 cápsulas de porcelana 1 agitador de vidrio, 3 pipetas pasteur 1 pipeta de 10 mL, balón para pipetas 1 mechero, 1 trípode,1 baño María 1 hot plate 1 licuadora 1 soporte, 2 pinzas de extensión y sostén, 1 aro grande de metal 75 mL de acetato de plomo al 10 % 80 mL de acetato de etilo gasa, algodón, papel filtro 1 mL de nitroprusiato de sodio al 0.5% 1 mL de NaOH 2N 1 mL de piridina 2 mL de reactivo de Keller (ácido acético glacial con trozos de cloruro de Fe-III) 2 mL de reactivo de Kiliani (ácido sulfúrico con trozos de sulfato ferroso) 3 mL de etanol al 50% 300 mL de etanol 90° 2 mL de solución al 2% de ácido dinitrobenzóico en etanol al 96% 1 mL de solución 1N de NaOH en agua 1 mL de cloroformo 1 mL de anhídrido acético 1 mL de ácido sulfúrico concentrado

DESARROLLO DE LA PRÁCTICA Todas las pruebas son reacciones químicas con el fin de identificar los glicósidos cardiotónicos, sea por su aglicón o por su parte glicosídica. Se prepara primero el extracto concentrado que se utilizará para las pruebas. Preparación del extracto concentrado


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2,011]

Reflujar durante una hora 75 g de hojas secas y pulverizadas de narciso o señorita con 300 mL de etanol 90° en un balón de 500 mL, luego filtrar con gasa. En un beaker de 600 mL, agregar al filtrado 75 mL de acetato de plomo al 10% y agitar. Dejar en reposo durante 15 min, luego filtrar. Colocar el filtrado en una ampolla de separación y extraer/separar 2 veces con 40 mL de acetato de etilo cada vez. Reunir ambas porciones de actato de etilo y concentrarlos hasta unos 10 mL en cápsulas de porcelana sobre hot plate. Este extracto se utilizará para las pruebas.

PRÁCTICA Nº 6 B GLICOSIDOS CARDIOTONICOS

1.

Prueba de Legal

Lleve 2 mL del extracto concentrado a sequedad (baño María), agregar 3 gotas de piridina (cámara de extracción de gases!), 2 gotas de solución de nitroprusiato de sodio al 0.5%, 3 gotas de NaOH 2N, succesivamente. Observe la coloración.

2.

Prueba de Keller-Kiliani

Colocar 2 mL del extracto concentrado en un tubo de ensayo y llevar a sequedad en baño María. Disolver el residuo en 2 mL de reactivo de Keller (ácido acético glacial con trozos de cloruro de Fe-III), luego añadir cuidadosamente gotas de reactivo de Kiliani (ácido sulfúrico con trozos de sulfato ferroso). Observe el color en la capa del ácido acético y en la interfase.

3.

Prueba de Kedde

Evaporar 5 mL del extracto concentrado a sequedad (cápsula de porcelana, hot plate a temperatura baja). Disolver la sustancia en 2 mL de solución al 2% de ácido dinitrobenzóico y agregar 1 mL de solución 1 N de NaOH en agua. Observe el color.

4.

Prueba de Liebermann-Burchard

A 2 mL del extracto concentrado llevar a sequedad (baño María), luego agregar 1 mL de cloroformo y agitar suavemente. Añadir 1 mL de anhídrido acético y 3 gotas de ácido sulfúrico concentrado. Mezcle y observe el color después de 1 min y después de 30 min.

CUESTIONARIO FACULTAD DE QUÍMICA Y FARMACIA

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1. 2. 3. 4. 5.

6.

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2,011]

¿Cuál estructura se identifica con cada una de las pruebas? Anote el mecanismo de las reacciones químicas hasta donde se han podido descubrir. ¿Porqué se puede identificar con la prueba de Liebermann-Burchard a los cardiotónicos como a las saponinas? ¿Porque casi no se utilizan plantas con glicósidos cardiotónicos en la medicina tradicional? Investigue cuales medicamentos comerciales contienen digital. ¿Qué función tiene el acetato de plomo en la preparación del extracto?

Coenzima A (CoA) Ácido pantoténico Tioetanolamina Ácido esteárico Ácido oléico ∆9 α-Ácido linoléíco ∆ 9,12


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2,011]

A nivel de laboratorio Sin agitación Con movimiento externo Con agitador

Nivel industrial Disolvente con partículas de drogas Agitador eléctrico Filtro-prensa

Métodos de extracción de drogas Maceración Percolación Diluyente Papel filtro Droga Filtro de cerámica Algodón

Extracción de contracorriente Entrada de droga Droga

Extractor con agitación ultrarrápida

Diluyente

Entrada de diluyente Salida de extracto por medio de fugas Rotor en forma de propulsor

Entrada de diluyente con planta

Activación de glucosa Glucosa-1-fosfato

Uridina-trifosfato

Uridina-difosfato-glucosa (UDP-glucosa)

pirofosfato

D - Xilosa

L - Rhamnosa

Monosacáridos D - Glucosa

D - Galactosa

D - Fructosa

α− y β- D -

D - Manosa

L - Arabinosa

Fructofuranosa α− y β- D -

Fructopiranosa

Maltosa

Lactosa

Sacarosa


42

Manual Farmacognosia

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