INTRODUCCION
Después de la obtención de y recolección de la respectiva planta uncaria tomentosa se realizó el estudio fotoquímico de los extractos secos con el propósito de dar mayor conocimiento con base científico, de los metabolitos secundarios presentes en la planta. Para la obtención de las muestras se realizamos extracciones siguiendo los estándares y empleando solventes de distintas polaridades, además empleando técnicas aprendidas en clase, clase, asimismo asimismo se empleó los diferentes equipo del laboratorio N 2.
OBJETIVO GENERAL
OBJETIVOS ESPECIFICOS
Detectar las diferentes clases de metabolitos presentes en las plantas como son los alcaloides, los flavonoides, las quinonas, las saponinas, los taninos, compuestos fenólicos, compuestos triterpenoides, los esteroides, cardiotónicos y los leucoantocianidinas. leucoantocianidinas.
1. MARCO TEORICO 1.1.REPARACION 1.1.REPARACION DE MUESTRA PARA EL TAMIZAJE FITOQUIMICO Hasta comienzos del siglo pasado, la farmacognosia se había desarrollado principalmente en su aspecto botánico, refiriéndose particularmente a la descripción e identificación de las drogas, tanto enteras como pulverizadas, así como a su historia, comercio, recolección, preparación preparación y almacenamiento.(1)
Farmacoergasia Se encarga del estudio del cultivo, recolección, secado y almacenamiento de las plantas. Estos son los denominados factores implicados en la producción de
Cultivo: Plantas silvestres y cultivadas : Las drogas vegetales se obtienen de plantas medicinales que pueden ser silvestres (crecen espontáneamente) o cultivadas (controlando todo el proceso de producción). producción). Para nuestra nuestra practica practica hemos hemos car ia tomentos tomentosa a (Wil l) D C. utilizado trozos de Un car No obstante, la recolección de estas plantas silvestres precisa de una planificación y un control para evitar, en cualquier caso, la recolección indiscriminada e inadecuada que impida el posterior desarrollo de la especie o que altere a otras especies.
El clima: Diversos factores extrínsecos relacionados con el clima, pueden afectar el cultivo de las plantas medicinales. El crecimiento y desarrollo de las plantas y generalmente, la naturaleza y cantidad de sus metabolitos secundarios se ven afectados por la temperatura, lluvia, orientación, duración del día (incluyendo la calidad de la luz) y altitud.
Temperatura: La temperatura es un factor de gran importancia en el control del desarrollo y metabolismo de las plantas. En general la formación de esencias parece elevarse con temperaturas altas, aunque en días muy cálidos puede producirse una excesiva pérdida. Lluvias: La importancia de los efectos de la lluvia en la vegetación debe ser considerada ya que su efecto con las propiedades de retención del agua del suelo puede llegar a una pérdida de sustancias hidrosolubles de las hojas y de las raíces por maceración, hecho conocido y aplicado a algunas plantas productoras de alcaloides (especialmente de Solanáceas), heterósidos e incluso esencias. Duración del día y características de las radiaciones: Las plantas varían mucho en sus necesidades, tanto respecto a la cantidad como a la intensidad de la luz requerida. En ciertos casos, las investigaciones han demostrado que la luz es un factor que influye en la cantidad de heterósidos o de alcaloides producidos.
Altitud: Para el éxito del cultivo de las plantas medicinales es necesario estudiar las condiciones en las cuales florece la planta en estado salvaje o espontáneo y reproducir esas condiciones o mejorarlas. Recolección: La recolección de especies vegetales depende de las características de cada especie. Se puede hacer de forma manual o mecanizada. Las cortezas se recolectan generalmente tras un periodo húmedo, pues de esta forma se separan más fácilmente del leño. Para la recolección de gomas, gomorresinas, etc.
Conservación: Los vegetales al ser arrancados de su medio natural, ven alterado su equilibrio metabólico y proliferan reacciones y fenómenos que degradan la droga vegetal recolectada. Las causas de alteración pueden ser internas o externas.
: Causas de alteración i nterna Principalmente, son las reacciones enzimáticas por medio de las enzimas propias de la planta que catalizan reacciones que llevan a la degradación de la especie vegetal siendo las más comunes: hidrólisis de glúcidos (hidratos de carbono), de
esteres, de heterósidos; oxidaciones; condensaciones y polimerizaciones; isomerizaciones y racemizaciones. Causas de alteración extern a :
El calor, las radiaciones, la humedad, el ataque de parásitos, microorganismos, insectos, entre otros. Todas estas causas potenciales de alteración deben ser tenidas en cuenta, sobre todo en el proceso de almacenamiento de la muestra. Hay dos procesos fundamentales para evitar la acción enzimática y conservar las drogas vegetales.
Inhibición enzimática: Es un proceso reversible que consiste básicamente en eliminar el agua de la especie hasta valores inferiores al 10 %. Al descender la cantidad de agua, las enzimas detienen su actividad, quedan inhibidas y la planta se conserva. Al tratar la droga conservada con agua, las enzimas pueden recuperar su actividad, por lo que es un proceso reversible. Los procedimientos utilizados para eliminar el agua son:
Desecación natural: Es el procedimiento más lento y económico, pero generalmente menos efectivo. Tenemos la desecación al aire libre y al sol, la desecación al aire libre y a la sombra. Desecación artificial: El secado con calor artificial es generalmente más adecuado ya que permite un control de la temperatura, de la humedad ambiental y del tiempo que dura la operación. Tenemos los túneles de secado, las torres de secado, las estufas al vacío, la radiación infrarroja. Liofilización o criodesecación al vació: Es el método que más reduce la cantidad de agua de una droga. Consiste en congelar rápidamente la droga a temperaturas muy bajas, entre -40oC y -80oC, y luego sublimar el agua aplicando vació y calentando. El agua pasa directamente del sólido a vapor, y la droga queda con una cantidad de agua muy baja y adquiere una consistencia esponjosa. Inactivación enzimática: Es un proceso irreversible que consiste en la destrucción las enzimas que pierden así su capacidad catalizadora y al inactivarse no progresa la degradación de la droga. También recibe el nombre de estabilización de una droga. Hay varios métodos para inactivar las enzimas:
Con alcoholes a ebullición: es un método que está claramente en desuso ya que muchos principios activos se solubilizan en el alcohol, lo cual destruye la droga. Ésta se sumerge solo unos instantes en alcohol hirviendo.
Con vapores líquidos: Por ejemplo con vapor de agua, se introducen las drogas, colocadas en bandejas, dentro de una autoclave a 100-120oC. La temperatura necesaria en vegetales es superior a la requerida para estabilizar otros materiales, donde suelen bastar unos 60oC. Con vapores alcohólicos, el cual es un método muy utilizado en la industria, permite trabajar a temperaturas más bajas que cuando se trabaja con vapor de agua.
Métodos de desinfección: muchas drogas deben de ser sometidas a un tratamiento específico para evitar la proliferación de microorganismos, insectos y otras especies animales.
Almacenamiento: Las drogas almacenadas en sacos, cajones de madera, cajas de cartón y bolsas de papel absorben aproximadamente de 10 a 12% o más de humedad. La farmacopea europea señala el contenido de humedad permisible para la fécula, la goma arábiga y otras drogas. Deben de ponerse en un envase hermético con un deshidratante. Para grandes cantidades pueden emplearse cajones con cal viva en el fondo y una rejilla o arpillera para separar la droga de la cal. Las condiciones de almacenamiento de las drogas vegetales que se enuncian a continuación:
Almacenar en lugar fresco La temperatura es un factor importante en la conservación de la droga, ya que el calor produce perdida de los principios activos, sobre todo de las esencias. • Preservar de la luz provoca la decoloración de la mayoría de las drogas. • Aislar de la atmósfera, porque el contac to
los principios activos.
con el aire facilita la oxidación de
• Si son cortezas tres o cuatro años, las raíces se pueden guardar 2 -3
años y las que tienen sustancias volátiles se pueden almacenar generalmente menos de 1 año. Las drogas aromáticas deberían ser anuales. Para el almacenamiento de las drogas desecadas se prefieren cajas metálicas a las de plástico. • El aspecto de la droga (entera, fraccionada, pulverizada) también condiciona el
tiempo de almacenamiento.(1)
RECONOCIMIENTO DE METABOLITOS SECUNDARIOS • Metabolitos secundarios
Es el producto de un metabolismo específico, originados a partir de un metabolismo primario, de distribución restringida, con una función metabólica específica, se encuentran almacenados en el interior de las vacuolas. (4) Los metabolitos secundarios, tienen funciones ecológicas específicas como atrayentes o repelentes de animales. Muchos son pigmentos que proporcionan color a flores y frutos, jugando un papel esencial en la reproducción atrayendo a insectos polinizadores, o atrayendo a animales que van a utilizar los frutos como fuente de alimento, contribuyendo de esta forma a la dispersión de semillas. (5) Otros compuestos tienen función protectora frente a predadores, actuando como repelentes, proporcionando a la planta sabores amargos, haciéndolas indigestas o venenosas. También intervienen en los mecanismos de defensa de las plantas frente a diferentes patógenos, actuando como pesticidas naturales. (5)
Por otro lado, si tenemos en cuenta que la biosíntesis de muchos de ellos comparten numerosos intermediarios que derivan de las mismas rutas metabólicas. Sin embargo, la diferenciación entre metabolitos primarios y secundarios puede no ser del todo adecuada. (5) Las principales rutas de biosíntesis de metabolitos secundarios derivan del metabolismo primario del carbono. (5)
Es importante destacar que también reciben la denominación de productos naturales y tienen un importante y significativo valor medicinal y económico, derivado éste último de su uso en la industria cosmética, alimentaria, farmacéutica. Un gran número de estos productos naturales, que ya se usaban en la medicina antigua como remedios para combatir enfermedades, se utilizan en la actualidad como medicamentos, resinas, gomas, potenciadores de sabor, aromas, colorantes, etc. (5)
Se agrupan en cuatro clases principales. 1. Terpenos . Entre los que se encuentran hormonas, pigmentos o aceites esenciales. 2. Compuestos fenólicos . Cumarinas, flavonoides, lignina y taninos. 3. Glicósidos. Saponinas, glicósidos cardiacos, glicósidos cianogénicos y glucosinolatos.
4. Alcaloides.
LOS ALCALOIDES: En cuanto a su estado natural, los alcaloides son esencialmente sustancias presentes en todos los órganos de la planta, pueden encontrarse mayoritariamente en hojas (cocaina, nicotina, pilocarpina), en flores (escopolamina, atropina), en frutos (alcaloides del opio, peletiarina, coniina), en semilla (piperina, arecolina), en corteza (quinina, tubocurarina), en la raiz (emetina y cefalina). (6) Dentro del análisis de la composición química de la corteza de Uncaria tomentosa ha revelado la presencia de alcaloides, heterósidos del ácido quinovico, triterpenos, esteroles y compuestos fenólicos. (6) Por lo tanto, aun no existe una definición exacta para los alcaloides, pero se puede considerar como: “Un compuesto orgánico de origen natural con propiedades farmacológicas importantes a dosis bajas y que responden a reacciones comunes de precipitación” (6)
FUNCIÓN DE LOS ALCALOIDES EN LAS PLANTAS
La función de los alcaloides en las plantas no es aun clara, existen algunas sugerencias sobre el “rol” que juegan estas sustancias en los vegetales como: • Sirven como productos de desecho o almacenamiento del nitrógeno sobrante,
esta función es equivalente a la del ácido úrico o de la urea en los animales.
• Debido a que en su mayoría, los alcaloides son asociados con ácidos orgánicos
que le facilita el transporte en la planta, pueden servir como productos de almacenamiento del nitrógeno no metabolizado o para transporte del mismo. Por lo general, los alcaloides son localizados en los tejidos periféricos de los diferentes órganos de la planta, es decir en el recubrimiento de las semillas, corteza del tallo, raíz o fruto y en la epidermis de la hoja; esto nos permite pensar que los alcaloides cumplen una importante función como es la de proteger a la planta, por su sabor amargo de estos, del ataque de insectos. •
Los alcaloides pueden servir de reguladores del crecimiento, durante la germinación de algunas plantas como la cebada, cuando se encuentran en suelos deficientes de potasio (6) •
RECONOCIMIENTO DE LOS ALCALOIDES
Las técnicas de reconocimiento son basadas en la capacidad que tienen los alcaloides en estado de sal (extractos ácidos), de combinarse con el yodo y metales pesados como bismuto, mercurio, tugsteno formando precipitados; estos ensayos preliminares se pueden realizar en el laboratorio. (6)
En la práctica, se utilizan reactivos generales para detectar alcaloides como:
La solución de yodo-yoduro de potasio (Reactivo de Wagner) Mercurio tetrayoduro de potasio (reactivo de Mayer) Tetrayodo bismuto de potasio (reactivo de Dragendorff ) Solución de ácido pícrico (reactivo de Hager) Ácido sílico túngtico (reactivo de Bertrand)
PREPARACIÓN DE ALGUNOS REACTIVOS PARA ALCALOIDES El reactivo de Mayer: Se prepara disolviendo 1.3 g de bicloruro de mercurio en 60 ml de agua y 5 g de yoduro de potasio y se afora a 100 ml. Los alcaloides se detectan como un precipitado blanco o de color crema soluble en ácido acético y etanol.
El reactivo de Dragendorff : Se prepara mezclando 8 g de nitrato de bismuto pentahidratado en 20 ml de ácido nítrico al 30% con una solución de 27.2 g de yoduro de potasio en 50 ml de agua. Se deja en reposo por 24 horas, se decanta y se afora a 100 ml. La presencia de alcaloides se detecta por la formación de un precipitado naranja rojizo cuando se le adiciona esta reactivo a una solución ácida de alcaloides. De los precipitados lavados se puede recuperar los alcaloides con una solución saturada de carbonato de sodio. Algunas sustancias oxigenadas con alta densidad electrónica como es el caso de las cumarinas, etc. pueden dar falsos alcaloides con el reactivo de Dragendorff.
El reactivo de Dragendorff modificado Comprende dos soluciones: Solución a: 0.85 g de subnitrato de bismuto disueltos en una mezcla de 10 ml de ácido acético y 40 ml de agua. Solución b: 8 g de yoduro de potasio disueltos en 20 ml de agua.Se mezclan 5 ml de solución a con 5 ml de solución b y 20 ml de ácido acético para luego completar a 100 ml con agua. El reactivo de Hager: Consiste en una solución saturada de ácido pícrico en agua, este reactivo precipita la mayoría de los alcaloides, los picratos se pueden cristalizar y ello permite por medio de resinas intercambiadoras, separar los alcaloides. El reactivo de Bertrand : Se disuelve 12.0 g de ácido sílico túngstico en agua y se afora a 100 ml, se ensaya con solución de alcaloides sales (en HCl 1%). (6)
1.2.TAMIZAJE FITOQUIMICO En el análisis de los metabolitos secundarios presentes en una planta, existen una serie de métodos utilizados para su detección que pueden ser histológicos, biológicos, fisicoquímicos y químicos. El tamizaje fotoquímico o screening químico es una de las etapas iniciales de la investigación fotoquímica, que permite determinar cualitativamente los principales grupos de constituyentes químicos presentes en una planta y a partir de allí, orientar la extracción y/o fraccionamiento de los extractos para el aislamiento de los grupos de mayor interés. El tamizaje fotoquímico consiste en la extracción de la planta con solventes apropiados y la aplicación de reacciones de coloración, además debe permitir la evaluación rápida con reacciones sensibles, reproducibles y de bajo costo. Los resultados del tamizaje fotoquímico constituyen únicamente una orientación y deben interpretarse en conjunto con los resultados del screening farmacológico. Si hay presencia de flavonoides en el “screening” fotoquímico y una acción anti-inflamatoria en el “screning” farmacológico, entonces se podrá asociar a la fracción de flavonoides. Entonces esta fracción puede ser aislada y sometida a pruebas más específicos. (2).
1.3.EXTRACCION La extracción es un proceso de transferencia de materia. Los métodos de extracción implica el tratamiento del material vegetal con el disolvente adecuado, que solubilice dentro de lo posible, y únicamente con el principio deseado.(3)
Puesto que los alcaloides son compuestos de carácter básico, su solubilidad en los diferentes solventes varía en función del pH, es decir según se encuentre en estado de base o de sal:
En forma de base, son solubles en solventes orgánicos no polares como benceno, éter etílico, cloroformo, diclorometano, acetato de etilo. En forma de sales, son solubles en solventes polares agua, soluciones ácidas e hidroalcohólicas.(3)
El fundamento de la extracción se basa en el carácter básico de los alcaloides y en el hecho de su existencia en las plantas como sales de ácidos orgánicos o como combinaciones solubles de otras sustancias entre los principales se encuentran: los ácidos tíglico, 3 metil butírico, benzoico, cinámico, hidroxifenil propiónico, trópico y tricarboxílicos, y además con otro tipo de sustancias como taninos y fenoles.(3)
Los vegetales contienen generalmente cantidades apreciables de materia grasa que impide el buen desarrollo en los procesos extractivos, produciendo emulsiones, por lo tanto, es útil proceder a una delipidación o desengrase de la planta seca y molida con solventes como hexano o éter de petróleo; es excepcional, pero puede ocurrir que se extraiga en estos solventes y en medio neutro alcaloides (3)
EXTRACCIÓN DE ALCALOIDES
Par a la extr acci ón exi sten dos mé todos generales:
La extracción en medio alcalino (por un solvente orgánico) y la extracción en medio ácido (con agua, alcohol o solución hidroalcohólica).
Extracción por un solvente orgánico en medio alcalino: a) La droga pulverizada y desengrasada se mezcla con una solución alcalina que desplaza los alcaloides de sus combinaciones salinas (aproximadamente 1 Kg de droga con un litro de solución de hidroxido de amonio al 5% durante aproximadamente 4 horas); las bases liberadas son en seguida solubilizadas en un solvente orgánico de polaridad media. b) El solvente orgánico conteniendo los alcaloides bases es separado y concentrado a presión reducida, luego se agita con una solución acuosa ácida, donde los alcaloides se solubilizan en su forma de sales, mientras que otras sustancias que se encuentren en el extracto como pigmentos, esteroles y otras impurezas restan en la fase orgánica. c) Las soluciones acuosas de las sales de alcaloide son nuevamente alcalinizadas y extraídas con un solvente orgánico no miscible; el solvente orgánico es deshidratado sobre una sal anhidra, filtrado y concentrado a presión reducida, el residuo que queda son los alcaloides totales (AT).(3)
Extracción de alcaloides en medio ácido: Hay que recordar que en su estado natural, los alcaloides se encuentran en forma de sales solubles en soluciones acuosas o hidroalcohólicas. La droga seca, pulverizada y desengrasada es extraída con agua acidulada o con alcohol o solución hidroalcohólica acidulada, tendremos extractos de alcaloides en forma de sales. En estos casos los extractos pueden ser tratados de diferentes formas: • Alcalinización y extracción de los alcaloides base con un solvente
orgánico no miscible.(3)
los alcaloides sobre resinas intercambiadoras de iones para luego separarlas por elución con ácidos fuertes. • Fijación de
• Precipitación de los alcaloides en forma de yodomercuriatos con el
reactivo de Mayer concentrado; el complejo formado es recuperado por filtración o centrifugación, luego se redisuelve en una mezcla de aguaalcohol-acetona y se separan los alcaloides haciéndolos pasar sobre resinas intercambiadoras de iones. (Esta técnica es particularmente útil para alcaloides amonio cuaternarios).(3)
1.4.FRACCIONAMIENTO 1.5.
PURIFICACION La cromatografía (chromo= color y graphie=escritura, escribir en colores) fue inventada el 1903 por el botánico ruso Mikhail Tswe tt. Ismailov y Scraiber utilizaron láminas de vidrio para colocar capas muy delgadas de alúmina y luego aplicaron extractos vegetales, dando así la primera forma de cromatografía de capa fina. Egon Stahl (1956) dió el nombre de cromatografía de capa fina, estandarizó los procedimientos, equipos y adsorbentes dando un auge a esta técnica simple, económica y eficiente. TERMINOLOGÍA Fase Estacionaria (Adsorbente)
Es una de las dos fases que forman un sistema cromatográfico. Puede ser un sólido, un gel o un líquido. Si es un líquido, puede estar distribuido en un sólido, el cual puede o no contribuir al proceso de separación. El líquido puede también estar químicamente unido al sólido (Fase Ligada) o inmovilizado sobre él (Fase Inmovilizada). Los adsorbentes más s utilizados son: · Silicagel (se utiliza en el 80% de las separaciones) · Óxido de Aluminio ó Alúmina (ácida, neutra ó básica) · Tierra Silícea ó Kieselguhr · Celulosa (Nativa o micro -cristalina) · Poliamidas. Estos sorbentes varian en tamaño de partícula, día metro del poro, homogeneidad y pureza. ·Fase Móvil (eluente)
Es el fluido (solvente o mezcla de solventes) que se filtra a través o a lo largo del lecho estacionario (fase estacionaria), en una dirección definida. Puede ser un líquido (Cromatografía Líquid a), un gas (Cromatografía de Gases) o un fluido supercrítico (Cromatografía con Fluido Supercrítico). Cuando se utiliza un líquido como fase móvil mediante una serie eluotrópica (Tabla 1) se escoge la mejor combinación de solventes miscibles para una buena separación cromatográfica de una muestra en sus componentes. El principio de las técnicas cromatográficas se basan en la separación de las sustancias presentes en una mezcla dada, entre dos fases: Fase Estacionaria, que puede ser sólida o líquida Fase Móvil, que eluye a través de la primera y que puede ser un líquido, un gas o la combinación de ambos - Esto permite distinguir entre dos sistemas cromatográficos:
Cromatografía de adsorción Cromatografía de partición Cromatografía de papel (CP) Cromatografía en capa fina (CCF) Cromatografía en columna (CC): Cromatografía de gas (CG) y Cromatografía liquida de alta resolución (CLAR O HPLC)
1.6.ELUCIDACION ESTRUCTURAL
2. METODO EXPERIMENTAL 2.2.
TAMIZAJE FITOQUIMICO
MATERIALES
Matraz Erlenmeyer Matraz probetas Pipetas graduadas Tubos de ensayos Baguetas Gradillas de tubos de ensayo Luna de reloj Pinza para tubo de ensayo Pizeta
REACTIVOS
Etanol Limadura de magnesio Ácido clorhídrico Dragendorff Mayer Wagner H2O FeCl3 NaCl 5% Gelatina 1% Gel-sal Tolueno.
ENSAYOS REALIZADOS:
1. El Ensayo de Shinoda, permite reconocer la presencia de Flavonoides en un extracto vegetal. El ensayo se considera positivo cuando el alcohol amílico se colorea de amarillo, naranja o rojo intenso en todos los casos. (II). 2. El ensayo de Mayer y el de Wagner, permite identificar alcaloides, se produce de la forma descrita para los ensayos de Dragendorff, hasta obtener la solución acida. si al añadir 2 o 3 gotas de la solución reactiva de Mayer o Wagner respectivamente, se observa opalescencia, turbidez definida, precipitado coposo, entonces se considera positiva la presencia de este tipo de metabolito secundario. (II) 3. El ensayo de espuma permite reconocer la presencia de Saponinas tanto del tipo esteroidal como triterpenica. (II) 4. Para la identificación de los TANINOS, se somete a sequedad y luego se agrega Tricloruro Férrico al 10%. También se practica la precipitación con gelatina: sobre el extracto acuoso se añade solución de gelatina 1% que contiene además NaCl 10%. De esta forma precipitan todos los taninos los pseudotaninos de alta concentración. 5. Para la identificación de los NAFTOQUINONAS se emplean el ensayo de BORNTRANGER. Si la fase acuosa alcalina se colorea de rosado a rojo, el ensayo se considera positivo.(II)
ENSAYOS Y REACTIVOS USADOS PRUEBA DE SHINODA PARA FLAVONOIDES
Los flavonoides al ser tratados con ácido clorhídrico y magnesio dan complejos coloreados de pálido a oscuro. Al añadir un poco de alcohol isoamilico y agitar, el color pasa a la capa isoamilica. (III) REACTIVO DE KEDDE PARA G-GLUCOSA Y GLICOSIDOS CARDIACOS
En medio alcano se forma un intermedio de ion cardenolico, que se adiciona nucleofilicamente en la posición orto a los grupos nitro del aromático; se forma un anión de color rojo violeta estabilizado por isomería. (III) REACTIVO
DE
LIEBERMANN-BURCHARD
PARA
ESTEROIDES
Y
GLICOSIDOS
TRITRERPENICOS.
Ocurre una deshidratación con formación de un doble enlace conjugado a un segundo doble enlace, lo que da un producto coloreado. (III)
REACTIVO DE DRAGENDORFF PARA ALCALOIDES AMINAS TERCIARIAS
Formación de Yoduro doble colorido y en algunos casos insolubles, de formula general Bil3.B.Hi donde B es la molécula de alcaloide.(III) REACTIVO WAGNER Yoduro-Yoduro de potasio para alcaloide
Formación de Yoduro de doble alcaloide precitado café. (III) REACTIVO DE MAYER PARA ALCALOIDES.
Precipitación con un ion grande formación de un yoduro Doble, de formula general Hgi2-B.HI, donde B es la molécula alcaloide precipitado blanco.(III). REACTIVO GELATINA-SAL PARA TANINOS
Ocurre la hidrolisis del tanino dando un compuesto fenólico y sin azúcar. (III). REACTIVO DE ROSENHEIM PARA FLAVONOIDES
Las sales de oxonio de todas las antocianinas y antocianinas se disocian hidroliticamente cuando están en solución diluidas, formándose la base de oxonio (II) que se isomería formando la pseudo-incolora (I) (III).
(A) PROCEDIMIENTO DE TAMIZAJE FITOQUIMICO
Identificar presencia Flavonoide
Identificar presencia Alcaloides
Identificar presencia Saponinas
Identificar presencia Taninos
Identificar presencia Naftoquinonas
Identificar presencia Flavonoide
Para identificar flavonoides se aplicó el ensayo de shinoda que consiste en Mg· + 2 o 3 gotas de HCl conc. En 3 mL de la alícuota separada, y que es reconocido por los colores característicos.
Identificar presencia Flavonoide
Para identificar flavonoides se aplicó el ensayo de shinoda que consiste en Mg· + 2 o 3 gotas de HCl conc. En 3 mL de la alícuota separada, y que es reconocido por los colores característicos.
1 mL+ 5 gotas de
1 mL+ 5 gotas de
1 mL+ 5 gotas de
Rvo. de Dragendorff
Rvo. de Mayer
Rvo. de Wagner
Identificar presencia de taninos
4 mL se llevó a sequedad
3 mL se llevo a sequedad y se disolvió con 3 mL de agua destilada y se repartió en tres
1mL se llevo a sequedad y se disolvió
tubos de ensayo en partes equivalentes
1 mL + 0.5 mL NaCl
1 mL+ 0.5 mL rtvo. Gelatina
con 0.5 mL de FeCl3 10%
1 mL0.5 mL gel -sal
Identificar presencia de Naftoquinonas
3 mL se llevó a sequedad y luego se disolvió con tolueno y 1 mL y 1mL. De NaOH 10%
Identificar presencia de saponinas
2 mL. Se llevo a sequedad y luego se disolvió con 2 mL de agua y luego se agito durante un minuto.
ESTRACTO CON DIFERENTES DISOLVENTES DICLOROMETANICO
Lieberman – Burchard
Realiza el ensayo directo
Borntranger
Llevar a sequedad y re disolver en tolueno o benceno. Realizar el ensayo Llevar a sequedad y re disolver en etanol. Realizar el ensayo
Kedde
EXTRACTO METANOLICO
Lieberman – Burchard Shinoda
Llevar r a sequedad y re disolver en diclorometano. Realizar el ensayo Realiza el ensayo directo
Gelatina, sal, gelatina-sal
Llevar a sequedad y re disolver en agua.. Realizar el ensayo
Dragendorff
Llevar a sequedad y re disolver en HCl.. Realizar el ensayo Llevar a sequedad y re disolver en HCl.. Realizar el ensayo
Mayer Kedde Rosenheim
Llevar a sequedad y re disolver en etanol. Realizar el ensayo Llevar a sequedad y re disolver en agua.. Realizar el ensayo
EXTRACTO ACUOSO ACIDO (H2O/H+)
Dragendorff
Realiza el ensayo directo
Mayer
Realiza el ensayo directo
Wagner
Realiza el ensayo directo
EXTRACTO ACUOSO (H2O)
Shinoda
Llevar a sequedad y re disolver en MeOH; Realizar el ensayo
Rosenheim
Llevar a sequedad y Realizar el ensayo
Espuma
Realiza el ensayo directo
Gelatina, sal, gelatina-sal
Realiza el ensayo directo
2.3.
EXTRACCION PERCOLACION MATERIALES
-Na2SO4 -Na2CO3 -pera de decantación -acetato de etilo
PROCEDIMIENTO
1.-Se procede a alcalinizar el concentrado de uña de gato obtenido por percolación (30 ml) hasta un pH 8.5
30 ml obtenidos de la percolación de la uña de gato
En el bicker en el cual se encontraba el percolado se le agrego 10g. de Na2CO3 para asi poder alcalinizarlo.
Se agito con una bagueta el percolado y los 10g de Na 2CO3
Se procedió a registrar el pH obtenido
pH final =8.5
pH inicial = 3.5
2.-Procediendo a lo indicado, se colocó el percolado ya alcalinizado en una pera de decantación para asi poder extraer la fase acuosa de este.
Se colocó el percolado alcalinizado en la pera de decantación para poder extraer la fase acuosa.
Se utilizó como disolvente acetato de etilo
Se colocó el disolvente en la pera de decantación, para así poder extraer la fase acuosa
2.4.
Procedimos a separar la fase acuosa del preparado
CROMATOGRAFIA EN CAPA FINA (CCF)
PARTE EXPERIMENTAL: IDENTIFICACIÓN DEL ANETOL POR CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA: NA:
El extracto obtenido y pesado, redisolverlo en el disolvente elegido
Fase Móvil: cloroformo y metanol
Preparación de la fase móvil
y sembrar en una cromatoplaca de silica gel GF – 254
Adelgazamiento de capilares para el sembrado
Revelado: 254nm 365nm PRIMERO:
Las placas deben estar activadas para evitar que tengan adsorbidas moléculas de agua que disminuirían su actividad. una vez activadas se marca con lápiz la zona de siembra a 1,5 cm del borde inferior de la placa se aguzan los capilares, se toma la muestra y se siembra con cuidado. La siembra debe ser puntual, lo más pequeña posible para que luego en la corrida se resuelva mejor. Para lograr la concentración se debe testear previamente la concentración adecuada: si siembro mucho se observa una especie de "volcán" porque la muestra bloquea el paso del solvente, no dando a basto para que ocurra una
competencia entre FE , FM y Muestra, si siembro poco, no veré al revelar las sustancias sembradas.
SEGUNDO:
Una vez sembradas y secas, las placas se colocan en las cubas, que debieron ser previamente saturadas por media hora con la FM. La cantidad de FM que se coloca en la cuba es pequeña, ya que esta no bebe tocar el punto de siembra.
TERCERO:
El desarrollo, transcurre hasta que la FM llegue aproximadamente a 1 cm del borde superior En ese momento se sacan las placas con la pinza y se marca con lápiz, el frente del solvente
CUARTO:
Una vez marcado el frente se seca con cuidado con corriente de aire caliente forzada, hasta que se evapore completamente los restos de FM. Las placas están listas para revelar En el caso de la placa de la foto , se observa que la corrida de la derecha tiene mucha cantidad de muestra porque se aprecia la f orma de "volcán"
retirar la placa luego de desarrollo, dejarla secar en un extractor de vapores y analizar con una lámpara UV.
RESULTADOS
Al realizar los ensayos químicos preliminares con el extracto etanólico obtenido de las hojas de la planta en estudio se obtuvo como resultado la presencia de alcaloides. El extracto etéreo de las hojas de uncaria tomentosa se corrió por cromatografía en placa delgada (placas de sílica gel IB2 –), usando como solvente cloroformo y metanol BIBLIOGRAFIA. Read more: http://profe-farmacognosia.blogspot.com/#ixzz2X3WhQsjN
3. RESULTADOS Y DISCUSIONES 3.1.
TAMIZAJE FITOQUIMICO MUESTRA: Uncaria Tomentosa (uña de gato)
METABOLITOS SECUNDARIOA
ENSAYO
MUESTRA DE UÑA GATO
Flavonoides
Shinoda
+
alcaloides
Dragendorff Mayer Wagner
+++ + ++
Saponinas
Espuma
+
NaCl Gelatina Gelatina-Sal FeCl3
+
olueno + NaOH 10
-
Taninos
Naftoquinonas
o
o
o
La presencia de los flavonoides en la uña de gato es debido a que el Mg· es reducido por el HCl dando como productos H que en liberado en forma de gas y MgCl formado complejos dando coloración naranja claro de naranja oscuro. Los alcaloides se encuentran presentes y el resultado más notorio es con el reactivo Dragendorff. La presencia de saponinas es debido a la polaridad y la solubilidad que tiene con el agua que por su poder afrogeno forma espuma persistente en promedio de 30 segundos.
o
o
Los taninos frente a la solución tricloruro férrico dan una coloración azul y el cual nos indica compuestos fenólicos. Lo positivo del porque se forma una fase toluenica rosado que da presencia de naftoquinonas.
3.2.
EXTRACCION
El extracto obtenido se le agregó el agente desecante, en este caso Na 2SO4, y luego se dejó reposar durante toda una noche para después proceder a filtrar, el residuo ya filtrado se llevó a concentrar a sequedad y el producto obtenido se utilizara en la práctica de cromatografía. 3.3. FRACCIONAMIENTO 3.4. PURIFICACION
4. CONCLUSIONES 4.1.
TAMIZAJE FITOQUIMICO A. En el extracto diclorometanico no se evidencia la presencia de triterpenos-esteroides y quinonas porque resulto negativa. B. El extracto metabólico nos evidencia la presencia de triterpenosesteroides y alcaloides en nuestra muestra. C. El extracto acuoso acido nos muestra la presencia de alcaloides D. El extracto acuoso al ser de alta polaridad nos evidencia mucha presencia de saponinas, dudosa presencia de taninos. E. No se aprecia presencia de naftoquinona según el cuadro del tamizaje realizado.
VI REFERENCIAS 1. UNIVERSIDAD DE ANTIOQUIA, ASPECTOS BÁSICOS DE
FARMACONOGSÍA PROFESOR EDISON JAVIER OSORIO DURANGO. QF., MSC., PHD. FACULTAD DE QUÍMICA FARMACÉUTICA. SEPTIEMBRE 2009 PAG. N° 8-20
2. Nikolai Sharapin. Fundamentos de Tecnología de Productos Terapéuticos. Colombia, 2000; p. 198. 3. 1.- UNIVERSIDAD DE ANTOQUIA, ALCALOIDES Y COMPUESTOS
NITROGENADOS; Profesor, Gabriel Jaime Arango Acosta PhD, Facultad de Química Farmacéutica M edellín, ju ni o de 2008.
4. UNIVERSIDAD DE ANTIOQUIA, INTRODUCCIÓN AL METABOLISMO SECUNDARIO COMPUESTOS DERIVADOS DEL ÁCIDO SHIKIMICO Profesor Gabriel Jaime Arango Acosta Dr. Sc. Pharm. Facultad de Química Farmacéutica Medellín, mayo de 2010 5. Metabolismo secundario de plantas Adolfo Ávalos García. Elena Pérez-Urria Carril. Departamento de Biología Vegetal I (Fisiología Vegetal). Facultad de Biología. Universidad Complutense. Madrid. Reduca (Biología). Serie Fisiología Vegetal. 2 (3): 119-145, 2009 ISSN: 1989-3620 6. 3.- UNIVERSIDAD DE ANTOQUIA, ALCALOIDES Y COMPUESTOS NITROGENADOS; Profesor, Gabriel Jaime Arango Acosta PhD, Facultad de Química Farmacéutica M edellín, ju ni o de 2008 7.
I.
Lic. Sonia Pereira Cabrera, Ing. Dávila Vega Torres, Dr. Manuel Dalmeida Saavedra, Dra. Galina Morales Torres. Tamizaje fotoquímico de los Extractos alcolicos, éteres y acuoso. Cuba, 2009.Revista Química Viva. Vol.8, número 3/2009.
