BAB IV PEMBAHASAN
Pada praktikum identifikasi karbohidrat ini dilakukan beberapa uji karbohidrat secara kualitatif antara lain uji molisch, uji benedict, uji barfoed, uji iodine, uji saliwanoff sa liwanoff sedangkan uji kuantitatif yaitu analisa gula total secara spektrometeri dan isolasi karbohidrat. 4.1 Uji Molisch Prinsip percobaaan uji molisch adalah mengidentifikasi karbohidrat dengan pereaksi molisch yang terdiri terdiri dari alfa-naftol dalam alcohol yang kemudian bereaksi dengan senyawa furfural. Dimana senyawa furfural ini adalah senyawa yang didehidrasi oleh asam sulfat pekat. Kemudian membentuk senyawa kompleks berwarna ungu yang disebabkan oleh daya d aya dehidrasi asam sulfat pekat terhadap karbohidrat serta kondensasi antara senyawa furfural dengan alpa-naftol dalam pereaksi molisch. Pada percobaan uji molisch ini menggunakan tujuh sampel karbohidrat 1% jenis galaktosa, amilum, glukosa, laktosa, maltose, fruktosa, dan sukrosa. Larutan karbohidrat dimasukkan kedalam tabung reaksi yang berbeda kemudian ditambahan reagen molisch pada setiap tabung reaksi. reaksi. Reagen molisch adalah pereaksi yang terdiri dari α-naftol α-naftol dalam alcohol yang akan bereaksi dengan larutan karbohidrat membentuk senyawa kompleks yang berwara ungu. Kemudian ditambahkan larutan asam sulfat pekat melalui dinding tabung reaksi secara perlahan. Fungsi penambahan asam sulfat pekat agar polisakarida terurai menjadi monosakarida sehingga dapat mempercepat terjadinya respon perubahan warna atau pembentukkan cincin pada sampel-sampel yang diujikan. Penambahan asam sulfat dengan cara dialirkan melalui dinding tabung agar larutan H2SO4 tidak bercampur dengan larutan yang ada dalam tabung, sehingga pada akhir reaksi diperoleh suatu pembentukan cincin berwarna ungu pada batas antara kedua lapisan larutan dalam tabung selain itu juga untuk menghindari terjadinnya reaksi eksplosif. Setelah dilakukkan pengujian pada masing-masing sampel diperoleh hasil yang tertera pada tabel pengamatan bahwa pada beberapa sampel terbentuk cincin dengan variasi warna yang berbeda namun ada juga sampel yang tidak terbentuk cincin melainkan hanya mengalami perubahan warna. Pada galaktosa tidak terjadi pembentukkan cincin hanya terjadi perubahan warna antara bagian atas berwarna abu-abu dan bagian bawah berwarna hitam kebiruan dan pada amilum tidak terbentuk cincin hanya pada bagian bawah berwarna hitam dan pada bagian atas berwarna coklat, amilum yang merupakan polisakarida harus menjadi monosakarida terlebih dahulu agar dapat terdehidrasi menjadi furfural dan hal tersebut memelukan waktu yang lebih lama (Astuti, 2009) selain itu kemungkinan terdapat factor lainnya sehingga amilum tidak beraksi dengan sempurna atau menghasilkan reaksi negatif terhadap uji molisch pada percobaan ini. Pada sukrosa terbentuk cincin berwarna ungu kebiruan, cincin berwarna coklat kehitaman pada maltose, cincin berwarna hitam pada
fruktosa laktosa dan glukosa, Menurut (Irawan, 2007), glukosa yang merupakan monosakarida harus terdehidrasi terlebih dahulu menjadi furfural sehingga dapat terkondensasi antara senyawa furfural dengan alpa-naftol dalam pereaksi molisch membentuk senyawa berwarna. Menurut literatur yang ada, dengan menggunakan pereaksi molisch akan berwarna ungu dalam mengidentifikasi karbohidrat. Sedangkan dalam praktikum yang dilakukan, hasil yang didapat tidak sesuai. Hal ini dapat disebabkan oleh beberapa factor yaitu proses penetesan reaktan, reagen molisch maupun asam sulfat yang kurang teliti (volumenya menjadi kurang atau berlebih) serta caranya yang tidak sesuai, reagen yang telah lama atau mengalami kerusakan. 4.2 Uji Benedict Prinsip percobaan uji benedict adalah untuk menguji karbohidrat yang memiliki gugus aldehid yang dapat dioksidasi asam karboksil atau karbohidrat yang mengadung keton bebas. Uji Benedict didasari oleh reduksi Cu2+ menjadi Cu+ oleh gugus aldehid atau keto bebas dalam suasana alkalis membentuk kuprooksida yang berwarna. Uji positif ditandai dengan terbentuknnya larutan hijau, merah, orange atau merah bata serta adanya endapan merah bata (Cu2O) variasi warna larutan hasil uji ini tergantung pada konsentrasi atau kadar gula reduksi pada setiap sampel (Irawan, 2007). Pada percobaan uji benedict ini menggunakan tujuh sampel karbohidrat 1% jenis galaktosa, sukrosa, amilum, glukosa, laktosa, maltose, dan fruktosa. Reagen benedict dimasukkan ke dalam tabung reaksi yang berbeda. Masing-masing tabung reaksi ditambahkan larutan karbohidrat. Kemudian dimasukkan kedalam penangas air mendidih tujuan dari dilakukannya pemanasan tersebut adalah untuk mempercepat reaksi hidrolisis antara logam Cu dalam pereaksi benedict dengan larutan karbohidrat atau disakarida sehingga bereaksi positif. Hasil dari uji benedict pada praktikum ini yaitu pada glukosa dihasilkan warna merah bata dan terbentuk endapan, pada sukrosa dihasilkan warna coklat, pada amilum tidak terjadi perubahan warna, pada galaktosa dihasilkan warna coklat, pada maltose lapisan pertama berwarna coklat dan lapisan kedua berwarna b erwarna hijau tosca sedangkan pada pad a fruktosa lapisan atas berwarna jingga tua, warna hijau dan coklat. Dari hasil uji benedict tersebut dapat disimpulkan bahwa hasil uji positif ditunjukan oleh glukosa, laktosa, maltose dan fruktosa sedangkan hasil negatif terhadap uji benedict ditunjukan oleh sukrosa, amilum dan galaktosa. Glukosa dan fruktosa termasuk gula pereduksi sedangkan sukrosa dan amilum bukanlah gula pereduksi. Pada amilum sekalipun terdapat glukosa rantai terbuka pada ujung rantai polimernya, namun konsentrasinya ko nsentrasinya sangatlah kecil, sehingga warna hasil reaksi tidak tampak oleh penglihatan (Rohman, 2007). Sukrosa tidak memiliki gugus aldehid dan keton bebas karena terbentuk dari glukosa yang mengikat gugus aldehid dan fruktosa yang mengikat
2+
+
gugus keton sehingga sukar dapat mereduks ion Cu menjadi ion Cu . Laktosa sebagai gula pereduksi memberikan respon warna coklat muda dan endapan hasil reaksi antara gula pereduksi dengan reagen benedict Sebaliknya galaktosa yang merupakan gula pereduksi tidak memberikan respon positif. Hal ini dikarenakan beberapa factor yaitu pemanasan larutan, cara mereaksikan larutan dll. 4.3 Uji Barfoed Uji barfoed adalah uji untuk memisahkan antara monosakarida dan disakarida yang dapat 2+ + mereduksi ion kupri. Prinsipnya berdasarkan reduksi Cu menjadi Cu . Reagen barfoed bereaksi dengan monosakarida untuk menghasilkan kupri oksida lebih cepat dibanding disakarida. Pereaksi Barfoed dibuat dari larutan coper asetat dan asam asetat dalam air. Pereaksi ini digunakan untuk membedakan monosakarida dan disakarida dengan jalan mengontrol kondisi – kondisi – kondisi, kondisi, seperti seperti pH dan waktu pemanasan. (Eaton, 1980). Uji barfoed ini bertujuan untuk memisahkan antara monosakarida dan disakarida. 2+ Pereaksi barfoed bersifat asam lemah dan hanya direduksi oleh monosakarida. Ion Cu (dari pereaksi barfoed) dalam suasana asam akan direduksi lebih cepat oleh gula reduksi monosakarida daripada disakarida dan menghasilkan endapan Cu2O berwarna merah bata. Disakarida (sukrosa dan laktosa) sebenarnya dapat bereaksi. Dimana disakarida tersebut akan dapat dihidrolisis sehingga bereaksi positif tetapi hal tersebut hanya dapat terjadi dengan pemanasan yang lebih lama. Jika disakarida tersebut lebih lama pemanasannya, pemanasann ya, maka kedua larutan disakarida disakarida tersebut juga juga akan dapat bereaksi. Dengan kata lain, untuk membedakan monosakarida, disakarida, polisakarida tergantung berapa lama pemanasan. Setelah dilakukan pemanasan semua bahan tidak bereaksi secara bersamaan. Artinya hal ini disebabkan karena monosakarida dapat mereduksi lebih cepat daripada disakarida dan polisakrida. Hal ini yang kemudian menunjukkan bahwa pereaksi barfoed digunakan untuk membedakan antara monosakarida, disakarida dan polisakarida. Dimana yang cepat mereduksi atau bereaksi adalah monosakarida. Sementara yang membutuhkan waktu lama dalam pemanasannya sampai bisa bereaksi adalah disakarida. Pada uji barfoed, larutan karbohidrat 1% jenis fruktosa, laktosa, galaktosa, glukosa,sukrosa dan amilum. Reagen barfoed dimasukkan kedalam tujuh tabung reaksi yang berbeda sebanyak 2 ml. Kemudian ditambahkan larutan karbohidrat pada masing-masing tabung reaksi sebanyak 1 mL. Ketujuh tabung reaksi kemudian dimasukkan ke dalam penangas air dan dipanaskan selama 1 menit. Tujuan dari pemanasan ini adalah untuk mempercepat dan menyempurnakan reaksi, sehingga reaksi berjalan cepat dan sempurna. Pemanasan yang terlalu lama harus dihindari karena disakarida seperti maltose dan laktosa akan terhidrolisis. Oleh karena itu pemanasan pada uji barfoed hanya 1 menit agar didapatkan hasil positif terhadap monosakarida saja. Komposisi reagen barfoed adalah kupri asetat dan asam asetat glasial dalam air. Reagen ini berwarna biru dan berfungsi sebagai
oksidator dan pengompleks. Setelah dilakukan pemanasan tabung reaksi diangkat dan dinginkan dengan air mengalir dan diamati perubahan yang terjadi. Hasil dari uji barfoed diantara semua larutan karbohidrat tersebut tidak ada yang bereaksi dan semua menghasilkan hasil yang negatif. Begitupula pada saat dilakukan duplo pada pemanasan yang lebih lama yaitu 3 menit juga tidak memberikan respon positif. Pada glukosa secara teori, glukosa yang merupakan merupakan gula pereduksi memiliki gugus aldehid, dimana gugus aldehid ini akan mereduksi ion Cu menjadi Cu2O yang berupa endapan merah bata. Karena glukosa ini merupakan monosakarida dan strukturnya yang sederhana sehingga bila diuji dengan pereaksi barfoed langsung akan bereaksi b ereaksi membentuk endapan Cu2O, Cu 2O, Akan tetapi berdasarkan percobaan yang dilakukan larutan glukosa tidak menunjukan hasil yang positif, sedangkan seharusnya secara teori uji barfoed pada p ada glukosa seharusnya seharusn ya menunjukan menun jukan reaksi positif. Pada uji barfoed pada sukrosa sebelum hidrolisis ini secara teori, sukrosa tidak memiliki gula pereduksi. Pada sukrosa walupun tersusun oleh glukosa dan fruktosa, namun atom karbon anomerik keduanya saling terikat,sehingga pada setiap unit monosakarida tidak lagi terdapat gugus aldehid atau keton yang dapat bermutarotasi menjadi rantai terbuka. Hal ini menyebabkan sukrosa tak dapat mereduksi ion Cu menjadi Cu2O. Berdasarkan percobaan uji barfoed pada sukrosa menunjukan hasil positif, hal ini sesuai teori bahwa sukrosa memang tidak dapat mereduksi pereaksi barfoed. Pada sukrosa secara teori, sukrosa tidak memiliki gula pereduksi. Pada sukrosa walupun tersusun oleh glukosa dan fruktosa, namun atom karbon anomerik keduanya saling terikat,sehingga pada setiap unit monosakarida tidak lagi terdapat gugus aldehid atau keton yang dapat bermutarotasi menjadi rantai terbuka. Hal ini menyebabkan sukrosa tak dapat mereduksi ion Cu menjadi Cu2O. Berdasarkan percobaan uji barfoed pada sukrosa menunjukan hasil negatif, hal ini sesuai teori bahwa sukrosa memang tidak dapat mereduksi pereaksi barfoed. Pada amilum sekalipun terdapat glukosa rantai terbuka pada ujung rantai polimer, namun konsentrasinya sangatlah kecil, sehingga warna hasil uji barfoed tidak tampak oleh penglihatan. Sementara amilum termasuk dalam polisakarida dimana pada amilum tersebut tidak terjadi endapan karena tidak adannya sifat mereduksi pada amilum. Hal ini menyebabkan amilum tak dapat mereduksi ion Cu menjadi Cu2O. Berdasarkan percobaan uji barfoed pada amilum menunjukan hasil negatif, hal ini sesuai teori bahwa amilum memang tidak dapat mereduksi pereaksi b arfoed. Hasil yang tidak sesuai dengan teori ini dapat disebabkan oleh beberapa factor yaitu karena reagen barfoed mengalami kerusakan, kesalahan pada saat mereaksikan larutan Pada saat pemanasan larutan ataupun pada saat pengukuran larutan. 4.4 Uji Iodine Pada percobaan uji iodine, larutan karbohidrat 1% jenis selulosa, glikogen amilum dan inulin yang merupakan karbohidrat jenis polisakarida yang akan bereaksi positif terhadap uji iodine. Larutan karbohidrat sebanyak 1 mL dimasukkan ke dalam tabung reaksi
menggunakan pipet tetes dimana tabung reaksi berfungsi sebagai wadah dalam menguji reaksi yang terjadi antara larutan karbohidrat dengan larutan iodine sedangkan pipet tetes untuk mempermudah memindahkan larutan dalam jumlah kecil. Kemudian pada masingmasing tabung ditambahkan larutan iodine sebanyak 2 tetes, larutan iodine berfungsi sebagai pendeteksi adanya polisakarida dengan memberikan warna spesifik tergantung pada jenis karbohidratnya. Setelah penambahan larutan iodine kemudian diamati. Hasil uji iodine menunjukan bahwa pada larutan selulosa saat direaksikan dengan iodine menghasilkan warna kuning cerah, pada glikogen warna berubah menjadi kuning cerah, dan pada inulin dihasilkan warna kuning cerah sedangkan pada amilum dihasilkan warna biru tua. Menurut literatur, amilum ditambah dengan iodium akan menghasilkan warna biru hal ini sesuai dengan hasil percobaan. Warna biru tua yang dihasilkan akibat adanya reaksi iodium yang merupakan hasil pembentukan rantai poliiodida dari reaksi amilum dan yodium. Pada amilosa atau bagian rantai lurus dari pati, bentuk heliks terdapat iodium yang menyusunnya menyebabkan warna menjadi ungu kemerahan atau ungu pekat. Pada glikogen, menurut literature bila direaksikan dengan iodine akan menghasilkan warna merah coklat, hal ini tidak sesuai sesuai dengan hasil percobaan. Sedangkan pada selulosa dan inulin inulin menghasilkan warna kuning hal ini disebabkan karena reaksi iodium yang merupakan hasil pembentukan rantai poliiodida dari dari reaksi inulin atau atau polisakarida dengan yodium, pada amilopektin atau atau bagian bercabang pada inulin atau polisakarida, bentuk heliksnya lebih pendek dan molekul yodium tidak dapat menyusunnya dan menyebabkan warna menjadi kuning atau oranye. (Sumardjo 2006). Hasil yang tidak sesuai dengan literature seperti halnya inulin dan glikogen bila direaksikan dengan iodine seharusnya menghasilkan warna merah bata dapat disebabkan oleh beberapa factor anatara lain, alat yang digunakan di gunakan tidak steril, bahan yang digunakan kurang stabil dan telah rusak, dan pereaksi yang digunakan sudah terkontaminasi. 4.5 Uji Saliwanoff Uji saliwanoff adalah uji spesifik lainnya untuk karbohidrat tertentu yaitu membuktikan adanya ketosa (gugus keton pada karbohidrat) misalnya fruktosa yang dilihat dari perubahan warna menjadi merah. Pereaksi Selliwanoff adalah resorsinol dalam asam klorida encer. Pendidihan fruktosa dengan pereaksi Selliwanoff menghasilkan larutan berwarna merah. Dua tahap reaksi terjadi dalam pendidihan tersebut, yaitu dehidrasi fruktosa oleh HCl yang ada dalam pereaksi Selliwanoff membentuk hidroksimetilfurfural dan kondensasi hidroksimetilfurfural yang terbentuk dengan resorsinol membentuk senyawa berwarna merah. Sukrosa juga memberikan hasil yang positif pada uji Selliwanoff sebab sukrosa mengalami hidrolisis menjadi glukosa dan fruktosa. Fruktosa yang terbentuk tersebut menyebabkan larutan berwarna merah ( Sumardjo 2006).
Aldosa dan ketosa ketosa merupakan monosakarida (gula sederhana) yang yang dibedakan berdasarkan gugus yang dimilikinya. Suatu monosakarida dikatakan aldosa apabila memiliki gugus aldehida, dan dikatakan ketosa apabila memiliki gugus keton. Aldehida dan keton sama-sama terdiri atas ikatan rangkap C=O. Pada aldehida ikatan C=O memiliki satu atom hidrogen yang terikat padanya, sedangkan keton ikatan C=O memiliki dua gugus hidrokarbon (C-H-O) yang terikat padanya. Uji Saliwanoff adalah sebuah uji kimia yang membedakan gula aldosa dan ketosa. ketosa. Uji saliwanoff bereaksi positif terhadap ketosa dikarenakan aldosa sebelum dihidrasi mengalami transformasi dahulu menjadi ketosa sehingga membutuhkan waktu yang lebih lama. Ketosa akan didehidrasi lebih cepat dari aldose. Furfural akan berkondensasi dengan resolsinol yang memberikan warna merah kompleks. Fungsi penambahan HCl dan larutan resolsinol pada uji saliwanoff adalah HCl berguna untuk menghidrolisisi poligosakarida dan oligosakarida menjadi gula lebih sederhana, sedangkan resolsinol berguna untuk membantu ketosa menghasilkan warna merah tua. Ketosa yang terhidrasi kemudian bereaksi dengan resorsinol, dengan resorsinol, menghasilkan menghasilkan zat berwarna merah tua. Aldosa dapat sedikit bereaksi dan menghasilkan zat berwarna merah muda. Fruktosa dan sukrosa merupakan dua jenis gula yang memberikan uji positif. Sukrosa menghasilkan uji positif karena ia adalah disakarida yang terdiri dari furktosa dan glukosa. Hasil uji saliwanoff pada percobaan ini, setelah mencampurkan larutan karbohidat 1% jenis glukosa, fruktosa, galaktosa, maltose, sukrosa, amilum dan laktosa dengan reagen saliwanoff dan dilanjutkan dengan pemanasan selama 1 menit. Fruktosa dan sukrosa merupakan dua jenis gula yang memberikan uji positif. Sukrosa menghasilkan uji positif karena merupakan disakarida yang terdiri dari fruktosa dan glukosa dengan perubahan warna menjadi merah. Sedangkan menurut literature fruktosa dengan saliwanoff akan menghasilkan larutan yang spesifik yaitu warna merah yang mengidentifikasi adanya kandungan ketosa dalam karbohidrat jenis monosakarida itu. Hal ini sesuai dengan hasil percobaan bahwa fruktosa setelah pemanasan berwarna merah. Sedangkan glukosa, laktosa, maltosa, galaktosa dan amilum tidak menghasilkan uji positif setelah pemanasan selama 1 menit. Hal ini dikarenakan uji seliwanoff hanya positif pada karbohidarat yang mengandung monosakarida dengan jumlah enam atom C (karbon) yang disebut dengan heksosa dan mengandung gugus keton, sehingga lebih cepat bereaksi dari glukosa yang mengandung gugus aldehid karena gugus keton langsung di dehidrasi menjadi furfural sedangkan gugus aldehid mengalami transformasi dahulu menjadi ketosa kemudian di dehidrasi menjadi furfural sehingga memerlukan waktu yang cukup lama. Glukosa merupakan aldosa atau ketosa, laktosa terurai menjadi glukosa dan galaktosa, maltosa terurai menjadi dua molekul glukosa, serta amilum merupakan polisakarida sehingga pada uji Selliwanoff dihasilkan uji yang negatif.
Gambar 1 reaksi saliwanoff 4.6 Analisa Gula Total Secara Spektrofotometri S pektrofotometri Analisa gula total secara spektrometri adalah suatu analisa dengan metode spektrofotometri untuk menganalisa glukosa dalam suatu bahan untuk dijadikan dasar penetapan kadar gula total. Pada prinsipnya analisa gula total secara spektrofotometri di dasarkan pada senyawa karbohidrat apabila direaksikan dengan fenol dan asam sulfat pekat akan menghasilkan senyawa kompleks yang berwarna jingga. Serapan warna tersebut mempunyai λ maksimum 490 mμ. Pada mμ. Pada percobaan analisa gula total menggunakan sampel buah apel untuk diambil sari buahnya kemudian dilakukkan pengencerkan sebanyak dua kali dimana pengenceran ini dilakukkan untuk memperoleh larutan sari buah dengan konsentrasi yang kecil sehinnga absorbansinya dapat terukur oleh spektronik-20, kemudian dipipet ke dalam tabung reaksi dan ditambahkan larutan fenol 5%, fungsi penambahan fenol 5% adalah untuk mengubah senyawa karbohidrat dalam bentuk kompleks menjadi senyawa karbohidrat yang lebih sederhana, lalu ditambahkan asam sulfat pekat yang bertujuan untuk menghasilkan warna jingga yang stabil. Larutan dibiarkan dingin kemudian diukur nilai absorbansinya pada spektronik-20 dengan panjang gelombang maksimum 490 mμ. mμ. Spektrofotometri merupakan suatu metode analisa yang didasarkan pada pengukuran serapan sinar monokromatis oleh suatu lajur larutan berwarna pada panjang gelombang monokromator prisma/ difraksi dengan detektor fototube. Spektrofotometer adalah alat untuk mengukur absorban suatu sampel fungsi panjang gelombang. Spektrofotometri dapat digunakan sebagai perluasan suatu pemeriksaan visual dengan studi yang lebih dalam dari absorpsi energi. Absorpsi radiasi suatu sampel diukur pada berbagai pannjang gelombang dan didirikan oleh suatu perkam untuk menghasilkan spektrum tertentu yang khas untuk komponen yang berbeda. Prinsip spektronik 20 adalah untuk mencari “nilai sebenarnya” dari suatu parameter kuantitas kimiawi. Nilai sebenarnya adalah nilai yang mengkarakterisasi suatu kuantitas secara benar dan didefinisikan pada kondisi tertentu yang eksis pada saat kuantitas tersebut diukur, beberapa contoh parameter yang dapat ditentukan secara analitik adalah konsentrasi,
pH, temperatur, titik didih, kecepatan reaksi, dan lain lain. Pada dasarnya prinsip kerja alat ini yaitu sinar dari sumber masuk melalui celah sempit, pada celah sempit ini akan diterima oleh filter (prisma) kemudia dari filter akan dihamburkan ke dalam sampel dalam bentuk cahaya monokromatik, selanjutnya akan ditangkap oleh layer yaitu cahaya monokromatik yang berbentuk cahaya komplementer sehingga hasil absorbansi akan tertera pada layar (Beran, 1996). Gula total adalah kandungan senyawa gula dalam setiap bahan atau buah-buahan yang merupakan campuran antara gula pereduksi dan gula non pereduksi yang dapat diperoleh dari hasil hidrolisa pati atau amilum. Hasil yang diperoleh dari percobaan analisa gula total secara spektrofotometri adalah nilai absorbansi dari sari buah apel adalah 0,548 ppm. Dari nilai absorbansi maka dapat dihitung konsentrasi glukosa pada buah apel yaitu 103,4 ppm. Konsentrasi yang diperoleh cukup besar hal ini menunjukan bahwa banyaknya zat glukosa yang tergantung dalam buah apel cukup besar. Maka kadar atau persen glukosa dalam buah apel dapat dihitung dan diperoleh sebsar 20,68% menunjukan bahwa kandungan atau kadar glukosa dalam 1 gram sampel buah apel adalah 20,68%. Nilai persentase yang diperoleh kurang dari 100% hal ini karena gula total itu sendri terdiri dari gula pereduksi dan non pereduksi, sehingga kadar tersebut merupakan kadar glukosa sebagai gula pereduksi. 4.7 Isolasi Karbohidat Pada percobaan isolasi karbohidrat, bahan yang mengandung karbohidrat yang digunakan adalah kentang. Pertama kentang dikupas, dicuci dan dipotong-potong, lalu ditimbang sebanyak 100 gram dan dimasukkan ke dalam blender, ditambahkan 200 ml akuades sebagai pelarut dan dihomogenkan selama 30 detik, kemudian disaring dengan kain untuk memisahkan filtrat dari endapan ( residu). Lalu filtrate ditampung dalam beaker glas dan didiamkan selama 15 menit hingga terbentuk endapan pati, kemudian didekantasi untuk memisahkan endapan dari fase airnya. Endapan lalu disuspensikan dengan 50 ml etanol 95% kemudian suspensi pati disaring dengan kertas saring dan endapan pati yang diperoleh dikeringkan dalam oven pada suhu 45⁰C. pati kering ditimbang dan dihitung kadarnya. Dari percobaan yang dilakukkan diperoleh hasil bahwa berat pati pada sampel kentang adalah 5,9 gram. Maka kadar atau rendemen rendemen dapat dihitung yaitu yaitu 5,9%. Dari hasil yang diperoleh menunjukan bahwa kadar pati pada 100 gram sampel kentang. Pati merupakan komponen utama pada bebijian, kentang, jagung, dan beras sebagai cadangan glukosa.
BAB V PENUTUP 5.1 Kesimpulan Dari praktikum ini dapat disimpulkan bahwa, karbohidrat dapat diuji baik secara kualitatif maupun kuantitatif. Uji karbohidrat secara kualitatif dilakukan dengan metode uji molisch, uji benedict untuk menentukan gula pereduksi, uji barfoed untuk membedakan antara karbohidrat monosakarida dan disakarida, uji iodine untuk membedakan karbohidrat polisakarida dengan respon warna warna yang spesifik untuk jenis polisakarida tertentu, serta uji saliwanoff untuk menguji adanya ketosa (gugus keton p ada karbohidrat). Sementara itu uji karbohidrat secara kuantitatif dilakukan melalui metode analisis gula total secara spektofotometri dan isolasi karbohidrat. Senyawa karbohidrat yang termasuk golongan monosakarida antara lain glukosa, fruktosa dan galaktosa, golongan oligosakarida yaitu sukrosa, laktosa dan maltose sedangkan golongan polisakarida adalah selulosa, glikogen dan amilum. Pada uji molisch glukosa, maltose, fruktosa, laktosa dan sukrosa memberikan uji positif sedangkan galaktosa dan amilum memberikan hasil yang negative yang menunjukan tidak terdapat karbohidrat. Pada uji benedict glukosa, fruktosa, maltose, laktosa menunjukan hasil uji positif karena merupakan gula pereduksi sedangkan galaktosa, selulosa selulosa dan amilum bereaksi bereaksi negative. negative. Pada uji barfoed semua larutan larutan karbohidrat menghasilkan reaksi negative hal ini menunjukan bukan sebagai monosakarida. Pada uji iodine hanya larutan amilum yang bereaksi positif sedangkan selulosa, glikogen dan inulin memberikan hasil yang negative. Pada uji saliwanoff fruktosa dan sukrosa memberikan hasil yang positif hal ini menunjukan sebagai gula ketosa. Pada analisa gula total secara spektrofotometri, kadar glukosa dalam sampel sari buah apel adalah 20,68 20 ,68 % dan pada isolasi karbohidrat rendemen yang diperoleh adalah 5,9 %. 5.2 Saran Sebelum melakukan praktikum sebaiknya praktikan harus menguasai materi dan memahami langkah kerja dengan baik sehingga hasil praktikum tidak berbeda jauh dengan teori.
