anestesia veterinaria en animales de compañia

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DICIEMBRE2005 DICIEMBRE 2005 • www.colvet.es

InformaciónVeterinaria Información Veterinaria

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Revista Oficial del Consejo General de Colegios Veterinarios de España 

Anestesia Veterinaria en Animales de Compañía

 Anestesia inhalatoria en pequeños animales Monitorización anestésica avanzada en pequeños animales Principios físicos y seguridad del paciente Cardiovascular y respiratoria

Fundamentos de la anestesia regional mediante el uso de estimulación nerviosa en la especie canina Bases de la ventilación artificial en clínica de pequeños animales

Programa europeo para la formación de  Auxiliares de Clínica Veterinaria  Tarjeta verde de notificación de reacciones adversas de los medicamentos veterinarios Veterinarios Sin Fronteras en Guatemala

InformaciónVeterinaria Información Veterinaria Revista Oficial del Consejo General de Colegios Veterinarios de España 

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D. Juan José Badiola  Presidente del Consejo General  de Colegios Veterinarios de España

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odos nuestros colegas habrán podido comprobar los importantes cambios que hemos introducido en nuestra publicación durante este año. Hemos suplementado la publicación con cuatro monográficos que se han editado trimestralmente, tratando de dar difusión a los temas de mayor interés general. La lengua azul constituyó nuestro primer trabajo, contando para su desarrollo con colaboradores de primer nivel, tanto a nivel nacional como internacional. El siguiente monográfico hizo referencia a la leishmaniosis canina, en el cual nos encontramos con un nivel de colaboración envidiable donde recibimos numerosos artículos de indudable interés, lo que nos llevó a realizar dos partes con el fin de dar cabida a todos los colaboradores que tuvimos el placer de acoger en nuestra revista. En éste último mes, tratamos y desarrollamos un, bajo mi opinión, interesantísimo trabajo de recopilación sobre la Anestesia Veterinaria en Animales de Compañía, donde nuevamente ha participado un elenco de colaboradores de gran prestigio profesional dirigidos por el Dr. D. José Ignacio Cruz, de la Facultad de Veterinaria de Zaragoza. La respuesta ante esta iniciativa, el desarrollo de monografías técnicas, ha sido impresionante, obteniendo una extraordinaria valoración de todos los colegiados, lo que se ha traducido en el gran interés de participación y colaboración que durante algunos meses ha colapsado, literalmente, nuestra editorial. De la misma forma, hemos tratado de dar una especial relevancia a todos los temas de interés social que han afectado a nuestro colectivo profesional, especialmente desde la perspectiva de nuestras organizaciones colegiales. Nos hemos hecho eco de importantes acontecimientos durante este año: la entrevista que Su Majestad el Príncipe de Asturias mantuvo conmigo en representación de todo el colectivo profesional; el desarrollo del II Master en Seguridad Alimentaria realizado por el Ilustre Colegio Oficial de Veterinarios de Madrid; el Congreso Mundial Taurino celebrado en Valladolid junto con el resto de actividades desarrolladas por el Colegio Oficial de Veterinarios de dicha provincia; las importantes actividades emprendidas por León con la inauguración de su nueva sede y las importantes conferencias magistrales impartidas por el Dr. D. Miguel Cordero del Campillo; etc. Desde esta tribuna, hemos participado en los principales eventos del sector y hemos atendido a los temas de mayor interés y difusión, como el estado de la EEB, la lengua azul, la gripe aviar, etc. Nos hemos abierto a panoramas de interés social, contando con la participación de algunos de los periodistas de mayor importancia nacional como D. César Lumbreras o el Director del Centro Nacional de Estudios Económicos tratando de obtener una visión complementaria de nuestra realidad. Y como profesionales inmersos dentro de una sociedad hemos atendido temas de interés cultural como el Centenario del Quijote, obra maestra de la literatura mundial, o la historia y actividades emprendidas por el Teatro Real de Madrid. Quisiera agradecer personalmente y en nombre de todo el colectivo, la importante participación profesional con la que hemos contado y con cuya colaboración nuestra publicación se hace cada día más importante. También me gustaría dar las gracias a todas las compañías y empresas que han confiado en nuestra institución, participando en nuestra revista y desarrollando programas de colaboración que, sin duda, han sido de notable interés, y que s ientan un importante precedente para seguir colaborando y participando más estrechamente . Finalmente, no quisiera concluir estas líneas sin desearles a todos nuestros lectores una Feliz Navidad y un Próspero Año Nuevo.

Edita: Consejo General de Colegios Veterinarios de España Villanueva, 11 28001 Madrid Teléfono: 91 435 35 35 Fax: 91 578 34 68 www.colvet.es

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Director: Don Juan José Badiola Díez Consejo de Redacción Paulino Díez Gómez Rafael Laguens García Manuel Morales Doreste Enrique Moya Barrionuevo Héctor Palatsi Martínez Enrique Reus García-Bedoya Rufino Rivero Hernández Filemón Rodriguez Rodríguez Felipe Vilas Herranz Coordinador Técnico: Don Alfredo Fernández Álvarez [email protected] Redacción: [email protected] Luis Ramón González Martín Llade Colaboran en este número: Eliseo Belda Mellado A. Benítez Luis Campoy  José Ignacio Cruz Mayte Escobar Gil de Montes  Javier Farrés Wünsch Francisco Ginés Laredo Álvarez Carolina Palacios Diseño y Maquetación: Ana López Gómez-Acebo [email protected] Orfeo Ediciones, S.L. Sanchidrián, 48 B 28224 Pozuelo de Alarcón, Madrid Tel.: 91 351 02 53 Fax: 91 351 05 87 www.orfeoed.com Consejo de Dirección de Orfeo Ediciones: Alfonso Carraté Alfonso J. Fernández Director de publicidad: Santiago Mingo [email protected] Tel.: 91 351 05 20 Imprime: Ícono Imagen Gráfica, S.A. Dep. Legal: M.4.364-1986 ISSN: 1130-5436 Tirada: 25.500 ejemplares Distribución gratuita El criterio de los artículos, entrevistas, cartas y anuncios es responsabilidad exclusiva de sus autores y no refleja necesariamente la opinión de la Dirección de la revista y, por tanto, del Consejo General de Colegios Veterinarios de España. Queda prohibida la reproducción total o parcial de la presente publicación sin la autorización del editor.

ACTIVIDADES DEL CONSEJO Y DE LOS COLEGIOS ...............................6

ACTUALIDAD PROFESIONAL .....................................................................11

SECCIÓN TÉCNICA ANESTESIA VETERINARIA EN ANIMALES DE COMPAÑÍA • Anestesia inhalatoria en pequeños animales ...........................................16 • Monitorización anestésica avanzada en pequeños animales • Principios físicos y seguridad del paciente ........................................22 • Cardiovascular y respiratoria............................................................. 26 • Fundamentos de la anestesia regional mediante el uso de estimulación nerviosa en la especie canina .................................................................36 • Bases de la ventilación artificial en clínica de pequeños animales.......... 46

REPORTAJE Viaje a Guatemala como voluntario de sensibilización de Veterinarios Sin Fronteras............................................................................. 52

LEGISLACIÓN • Tarjeta verde de notificación de reacciones adversas de los medicamentos veterinarios...................................................................... 58

BIBLIOGRAFÍA............................................................................................... 60

PANORAMA • Programa europeo para la formación de Auxiliares de Clínica Veterinaria.................................................................................... 62

ÍNDICE DE COLEGIOS OFICIALES DE VETERINARIOS Y ASOCIACIONES PROFESIONALES ..........................................................65

CUANDO EL PERRO SUFRE

OSTEOARTRITIS...

...El alimento apropiado puede ayudarle a recuperar su movilidad y nivel de actividad

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El único Programa Nutricional que contiene GLM*, Omega 3 (EPA, DHA, ETA) y Omega 6. Su eficacia ha sido demostrada con 85 perros en el programa “Join Health” de Royal Canin con una mejora en la movilidad de hasta un 50% después de 50 días.

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GLM (Green-lipped mussel): extracto de mejillón verde de Nueva Zelanda de alto contenido en glicosaminoglicanos, y

NUEVO

Omega 3 (EPA,DHA,ETA)

Para perros pequeños o medianos

 www.royalcanin.es

Para perros grandes (2000 mg de glucosamina y sulfato de condroitina)

VETERINARY DIET

 Atención al Veterinario 900 32 36 32

A c t i v i d a d e s d e l C o n s e j o y d e l o s C o l e g i o s

ASPECTOS VETERINARIOS DE LA INFLUENZA AVIAR El Colegio de Veterinarios de Madrid y la Facultad de la Veterinaria de la Universidad Complutense organizaron una exitosa mesa redonda sobre el tema

De izquierda a derecha: Joaquín Goyache, Juan José Badiola, Felipe Vilas e Ignacio Arranz 

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on motivo de la candente actualidad que supone un tema como la influenza aviar, y para poder comunicar un conjunto de informaciones y opiniones por parte de expertos del más alto nivel al colectivo veterinario, tuvo lugar el pasado día 15 de noviembre una interesante mesa redonda sobre el particular en el Salón de Actos del Ilustre Colegio Oficial de Veterinarios de Madrid. Organizada por esta institución y por la Facultad de Veterinaria de la Universidad Complutense de Madrid, tuvo un excelente resultado de participación, con un elevado número de profesionales asistentes que pudieron recibir información de primera mano sobre esta patología, sus medidas de control y posibles soluciones. La apertura de la mesa redonda contó con la presencia de D. Felipe Vilas, Presidente del Colegio de Veterinarios de Madrid, D. Juan José Badiola, Presidente del Consejo General de Colegios Veterinarios, D. Joaquín Goyache, Decano de la Facultad de Veterinaria de Madrid, D. Agustín Rivero, Director General de Salud Pública y Alimentación de la Comunidad de Madrid, y D. Luis Sánchez, Director General

Intervención de D. Juan José Badiola

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de Agricultura y Desarrollo Rural de la Comunidad de Madrid. Con una excelente estructuración de los diversos aspectos de la enfermedad, se procedió a la intervención de los distintos especialistas participantes. Los temas tratados fueron: Presentación de la enfermedad, por D. Manuel Pizarro Díaz Vacunas, por D. José Manuel Sánchez-Vizcaíno Rodríguez Estado actual en el mundo, por D. Juan José Badiola Díez Diagnóstico laboratorial, por Dña. Concepción Gómez Tejedor Medidas de control de sanidad, por D. Pedro Ángel García González Medidas de control de agricultura, por D. Arnaldo Cabello Navarro Posibles repercusiones en el sector, por D. Juan Carlos Abad Moreno Se transmitió un mensaje de tranquilidad y confianza, sin menoscabo de la importancia que reviste este problema, pero haciendo hincapié en las importantes medidas de seguridad y control que existen en nuestro país, así como en los destacados esfuerzos y avances que se están realizando en todo el mundo para lograr un correcto control de la patología y de sus repercusiones. Una vez más, el destacado papel profesional del veterinario en nuestra sociedad supone un aval y una garantía que deben ser tenidos muy en cuenta en cualquier problema de salud pública. Del desarrollo de la mesa redonda se pudieron extraer una serie de CONCLUSIONES: La gripe aviar, hoy por hoy, es un problema veterinario. Es capaz de contagiarse muy rápidamente de unas aves a otras ya que el virus se excreta en gran cantidad por las heces. Para evitar el contagio de unas explotaciones a otras, se deben extremar las medidas de bioseguridad . El virus causante de la enfermedad tiene una alta capacidad mutagénica por lo que cepas de baja patogenicidad  

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De izquierda a derecha: Joaquín Goyache, Felipe Vilas y   Agustín Rivero 

A C T I VI D A D E S D E L C O N S E JO Y D E L O S CO L E G I O S

Las medidas de prevención y control desarrolladas por las administraciones públicas funcionan perfectamente, se ajustan a la normativa europea y están preparadas para dar una respuesta rápida y eficaz ante cualquier eventualidad. Las vacunas que se están investigando y desarrollando permitirán en un futuro próximo distinguir entre animales vacunados y animales infectados. Las vacunas siempre se van a utilizar como medida de control ante un brote de la enfermedad, nunca con carácter preventivo. El laboratorio nacional de referencia tiene perfectamente desarrollados los sistemas de diagnóstico del virus. El Ministerio de Sanidad tiene un Plan Nacional de Respuesta elaborado para hacer frente a la situación de una hipotética infección en humanos. Los veterinarios estamos preparados y tenemos los conocimientos necesarios para afrontar un brote de la enfermedad. La gripe aviar no afecta a la seguridad alimentaria por lo que no hay ninguna razón para disminuir el consumo de productos avícolas. Es muy importante que veterinarios y administraciones transmitamos mensajes claros a los medios para no alarmar innecesariamente a los consumidores. (Fuente: Ilustre Colegio Oficial de Veterinarios de Madrid) 

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Vista del salón de actos del Colegio, con el aforo completo 

se pueden transformar rápidamente en cepas de alta patogenicidad. Es una enfermedad que es muy difícil que se transmita al hombre si no se dan unas condiciones muy especiales de convivencia estrecha entre aves y humanos, que no es el caso de España . En España no ha habido ningún caso de infección por virus de IA de alta patogenicidad . Las aves acuáticas migratorias son reservorios naturales del virus, por lo que se han tomado medidas de control en humedales de riesgo. 

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EL COLEGIO OFICIAL DE VETERINARIOS DE LEÓN CELEBRA LA FESTIVIDAD DE SAN FRANCISCO DE ASÍS

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l pasado día 7 de octubre, el Colegio Oficial de Veterinarios de León celebró la festividad de San Francisco de Asís, Patrono de nuestra profesión, en el Parador Hostal de San Marcos. Los actos consistieron en una misa celebrada en la Iglesia de San Marcos y a continuación una cena de colegiados en la que se contó con la presencia de diversas autoridades académicas y de la administración. Durante dicha cena, además de obsequiar con un regalo a todos los asistentes, se hizo entrega del Título de Colegiado de Honor e Insignia de Oro

a los compañeros jubilados, D. Virgilio González Fernández y D. José Manuel Gonzalo Cordero. Asimismo, como homenaje a los compañeros colegiados más antiguos, se entregó el Título de Colegiado de Honor Distinguido y Placa Conmemorativa del Acto a D. Lorenzo Galache Rodríguez, D. Oscar García Prieto, D. Bernardo Miguélez Mantecón y D. Delfín Sierra Vázquez.En representación de los nuevos colegiados recibieron la Insignia de Plata Colegial Dª. Silvia Nicolás Alonso y D. Ismael Caucaca Bengui.Al final se sortearon entre todos los asistentes una serie de regalos donados por diversas empresas colaboradoras. 7

A c t i v i d a d e s d e l C o n s e j o y d e l o s C o l e g i o s

CONCLUSIONES DEL VII SYMPOSIUM DEL TORO DE LIDIA

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continuación exponemos un resumen de los resultados del VII Symposium del Toro de Lidia celebrado en Zafra, con gran éxito de asistencia, y habiendo servido para unificar criterios respecto a importantes detalles de la etología, la sanidad y la producción del ganado de lidia. 1. Si son clasificados y calificados con suficiente rigor, muchos de los caracteres de comportamiento del toro de lidia manifiestan heredabilidades que permiten seleccionarlos en el sentido deseado, aunque los resultados peden ser diferentes en función de la variabilidad genética. 2. La serotonina está claramente relacionada con el comportamiento agresivo en el toro de lidia cuando se produce a pequeños niveles, por lo que aquellos encastes o grupos de animales que presentan menores valores resultan más fieros y agresivos. 3. El toro de lidia presenta un mecanismo especial de adaptación al estrés. Los perfiles hormonales indicativos son menores que los encontrados en otras razas vacunas durante situaciones habituales de manejo. 4. Los niveles de beta-endorfinas en el toro de lidia son muy superiores a cualquier otra especie animal y el hombre, indicando mayor umbral del dolor y menor sufrimiento durante la lidia.

5. Las diarreas neonatales y clostridiosis siguen siendo un problema importante en la ganadería de lidia, necesitando actuaciones globales de higiene y manejo, e inmunoprofilaxis. 6. Los veterinarios reclaman, una vez más, que los informes resultantes de los reconocimientos previos al espectáculo de reses de lidia deben ser vinculantes. 7. Los Reglamentos autonómicos pueden suponer una adaptación de las normas de la Fiesta a la idiosincrasia de cada región. 8. La tasa de tuberculosis y brucelosis es mucho mayor en ganado de lidia respecto de la media de otros bovinos. Esto obliga a intensificar las actuaciones de saneamiento ganadero en la cabaña brava. 9. El sector ganadero del toro de lidia demanda una vacunación contra la Lengua Azul que en la actualidad no se puede ofrecer. 10. Los toreros reclaman un toro cuya morfología esté de acuerdo con su encaste. No se debería exigir por ningún estamento de la Fiesta animales fuera de tipo. 11. La universidad puede aportar una visión global de la Fiesta más adecuada a la sociedad y a los profesionales. 12. Las ganaderías de lidia tienen un gran potencial económico y social con las producciones simultáneas y el turismo.

PEDRO LICHTINGER COMIENZA SU MANDATO DE DOS AÑOS COMO PRESIDENTE DE IFAH Lichtinger ve desafíos significativos y grandes oportunidades para el crecimiento de la industria

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l hasta ahora presidente de Salud Animal de Pfizer comienza este mes su mandato de dos años como presidente de la Federación Internacional para la Sanidad Animal (IFAH), según se ha anunciado hoy. Lichtinger sucede en el cargo a Patrick James, presidente de Salud Animal de Elanco, que ha dirigido la federación los tres últimos años. IFAH representa a las compañías y entidades de todo el mundo dedicadas a la investigación, descubrimiento, desarrollo, fabricación y puesta en el mercado de medicamentos veterinarios, vacunas y otros productos para los animales de compañía y ganadería. En el 2004 esta industria generó unas ventas estimadas en 14.000 millones de dólares. En declaraciones realizadas con motivo de su nombramiento, Lichtinger ha señalado que "la industria de la salud animal puede estar orgullosa por su ayuda en las últimas décadas a los veterinarios y a los fabricantes de alimentos para animales, lo que permite satisfacer la demanda de un

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alimento seguro y saludable por parte de una población en aumento", para a continuación indicar que "al mismo tiempo también hemos actuado con éxito frente a amplias necesidades sanitarias que afectaban a la salud de nuestros animales domésticos y a su calidad de vida. Estamos seguros de que hay grandes oportunidades para avanzar en los segmentos de animales de compañía y ganadería". Lichtinger es un veterano con 25 años de experiencia en la industria de la salud animal con empresas como SmitKline Beecham y Pfizer en los Estados Unidos, Iberoamérica y Europa. Desde octubre de 2000 ha sido presidente de Salud Animal de Pfizer. Es natural de México e ingeniero por la Universidad Nacional de México DF y MBA por la Escuela Wharton de Negocios de Pennsylvania (USA). En la actualidad es miembro del Consejo de la Fundación Recursos dedicada a proyectos de desarrollo sostenible en Iberoamérica y Brasil, donde trabaja para promover cambios sociales.

A C T I VI D A D E S D E L C O N S E JO Y D E L O S CO L E G I O S

INTENSA ACTIVIDAD INSTITUCIONAL DE VETERINDUSTRIA En las últimas semanas se ha reunido con los responsables de la Dirección General de Ganadería, Medicamentos de Uso Veterinario y la Agencia Española de Seguridad Alimentaria

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epresentantes de la Asociación Empresarial Española de la Industria de Sanidad y Nutrición Animal (Veterindustria), han celebrado en las últimas semanas diferentes encuentros de trabajo con representantes de diversos organismos de la Administración. La más reciente tuvo lugar el pasado 11 de octubre, cuando una delegación de la patronal formada por el presidente, Luis Bascuñán, y el director general, Santiago de Andrés, se reunió con el nuevo presidente de la Agencia Española de Seguridad Alimentaria, (AESA), Félix Lobo, al que informaron de las actividades de la Asociación, de manera especial de aquellas relacionadas con la seguridad alimentaria. En este sentido, comentaron con Lobo el Cuaderno Informativo "Sanidad Animal, Garantía de Seguridad Alimentaria", que elaborado en colaboración con la Agencia, Veterindustria presentó el pasado mes de mayo y que ha sido acogido con un gran interés por el sector, por veterinarios, ganaderos y consumidores, ya que hace un recorrido pedagógico interesante sobre la importancia de los medicamentos de uso veterinario en la seguridad de nuestros alimentos. Otro de los encuentros mantenidos fue el llevado a cabo días antes, con la recientemente nombrada nueva subdirectora general de Medicamentos de Uso Veterinario, Consuelo Rubio. En esta ocasión el presidente de la Asociación estuvo acompañado por el vicepresidente, Juan Carlos Castillejo, y el director general, Santiago de Andrés, quienes expusieron a Rubio las preocupaciones sectoriales respecto a los procedi-

De izquierda a derecha Santiago de Andrés, director general de  Veterindustria; Félix Lobo, presidente de AESA y Luis Bascuñán,  presidente de Veterindustria 

mientos de registro para que se cumplan los plazos previstos por la normativa, la trasposición al ordenamiento jurídico interno de la nueva normativa de la Unión Europea sobre medicamentos de uso veterinario, así como la necesidad de mantener e incrementar la fluida relación entre Veterindustria y la Subdirección para la resolución de cualquier problema. Las reuniones de trabajo se cierran con la mantenida con la nueva directora general de Ganadería, Beatriz Garcés. En esta ocasión la delegación de la Asociación estuvo formada, además de por el vicepresidente y del director general, por el asesor técnico, Alfonso Las Heras.

RICARDO PÉREZ ROSÓN In Memorian

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l pasado día 26 de agosto falleció en Lugo a los 85 años de edad D. Ricardo Pérez Rosón, dejando a la Veterinaria Gallega sin uno de los veterinarios más relevantes por su trayectoria profesional, produciendo un gran impacto en toda Galicia. D. Filemón Rodríguez Rodríguez, Presidente del Consejo Gallego de Colegios Veterinarios, desea hacer presente su sentimiento por la muerte de este ilustre veterinario, al que tuvo el honor de conocer y con el que mantuvo una fuerte amistad durante bastantes años. Su dilatada carrera profesional fue intensa y fructífera, ejerciéndola con gran cariño y dedicación en Guntín como Director Técnico del Matadero Frigsa durante 22 años, donde se jubiló de la vida funcionarial. Al mismo tiempo, se dedicó por completo a la Organización Colegial, ya que fue Presidente del Colegio Oficial de Veterinarios de Lugo desde 1962 a 1986, siendo Consejero del Consejo General de Colegios Veterinarios de España desde 1980 a 1986. También ha sido uno de los Fundadores y el primer Presidente de la Federación de Colegios Veterinarios de Galicia.

Tenía una calidad humana excepcional, capacidad de trabajo, desinteresado, amigo del amigo, y con una visión especial sobre la profesión; de ahí que se le hayan concedido diversas distinciones, entre las que sobresalen: Medalla de Castelao de la Xunta de Galicia, Encomienda de la Orden Civil de Sanidad del MISACO, Comendador de la Orden Civil del Mérito Agrícola del MAPA, Caballero de la Orden de Cisneros, Lucense del año 1987 y Medalla de Oro de la Federación de Colegios Veterinarios de Galicia. Su trayectoria profesional se completa con la Presidencia de ACRUGA (Asociación Nacional de Criadores de Ganado Vacuno Selecto de la Raza Rubia Gallega), que desempeñó desde su fundación en 1968 hasta su fallecimiento, siendo responsable y cabeza visible de la transformación genética y comercial de la raza, transformándola en una de las mejores razas de carne y de gran expansión y futuro, dando un gran empuje con las jornadas de subasta y exposición de los mejores animales en el ferial de Adai (Lugo) y Silleda (Pontevedra). 9

A c t i v i d a d e s d e l C o n s e j o y d e l o s C o l e g i o s

CURSO SOBRE INSTAURACIÓN DE LOS PREREQUISITOS DEL SISTEMA APPCC EN LA INDUSTRIA ALIMENTARIA

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ste curso pretende capacitar a los participantes a diseñar y poner en práctica todas las condiciones y prácticas de higiene que requiere el sistema APPCC, con los siguientes prerequisitos: Plan de control del agua Plan de limpieza y desinfección Plan de control de plagas Plan de formación del personal en seguridad alimentaria Plan de control de proveedores Plan de trazabilidad Curso destinado a: Veterinarios técnicos de industrias alimentarias, responsables de calidad y veterinarios de control oficial.

Profesorado: Joan Cots, veterinario higienista y Mónica Saltor, Indulab 2000. Fechas: 13 y 20 de diciembre de 2005 Horario: De 16h a 20h Duración: 8 horas lectivas Precio: Socios de AVHIC: 120 euros Colegiados al Colegio de Veterinarios de Barcelona: 135 euros Otros: 150 euros Lugar: Colegio Oficial de Veterinarios de Barcelona. Avinguda República Argentina, 21-25 - 08023 Barcelona Inscripciones e información: www.avhic.com

EL AUSTRIACO BERND HALLING, NUEVO DIRECTOR DE COMUNICACIÓN DE IFAH La Federación Internacional de la Sanidad Animal (IFAH), ha nombrado nuevo responsable de Comunicación de la organización que tomará posesión del cargo el próximo mes de noviembre

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ernd Halling, próximo responsable de Comunicación de IFAH, se ocupa actualmente del Programa Oficial de Planes y Relaciones Externas del Instituto Internacional para la Democracia y la Ayuda Electoral (IDEA). Entre 1999 y 2004 fue director de Asuntos Públicos de la Asociación Europea para la Bioindustria, siendo responsable de la política de comunicación, así como de la estrategia a seguir cerca de las instituciones europeas y de desarrollar la política industrial del nuevo sector de la industria biotecnológica en Europa. Antes, entre 1994 y 1999, fue

consejero de Asuntos Institucionales del Parlamento Europeo. Halling es profesor de la Friei Universität y de la Humboldt Universität de Berlín, en Historia, Geografía y Ciencias Políticas. También fue profesor de Asuntos Públicos Europeos en el Instituto de Negocios de Bruselas. Peter G.H. Jones, director ejecutivo de IFAH, tras mostrar su satisfacción por el nombramiento de Bernd Halling, ha señalado que "Bernd trae a nuestra federación su amplia experiencia en comunicación y asuntos públicos, por lo que es la persona ideal para este puesto".

INSIGNIA DE ORO DEL COLEGIO DE CASTELLÓN A D. PASCUAL CATALÁ RUBERT

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l Colegio Oficial de Veterinarios de Castellón honró, el pasado día 11, a uno de sus más ilustres colegiados: D. PASCUAL CATALA RUBERT, distinguiéndole con la insignia de oro de la Institución, en el transcurso de una comida de hermandad que constituyó todo un homenaje a su persona. El Sr. Presidente del Colegio D. Luis Miguel Gargallo Gargallo, destacó en su breve parlamento sus más que sobrados méritos profesionales y académicos: Pascual Catalá, nacido en Vila-Real en 1.923 se licenció en 1.947 por la Facultad de Veterinaria de Zaragoza con uno de los mejores expedientes académicos de su tiempo (diez matriculas de Honor y cinco sobresalientes) y ejerció sus más de cuarenta años de profesión en diversos partidos veterinarios de la provincia hasta su jubilación en Vila-Real, su lugar natal. El cariño de sus compañeros se plasmó en las sentidas palabras de D. Vicente Dualde Pérez y D. Bernardino Vindel   Jiménez, presidentes de Honor del Colegio de Veterinarios de Castellón. Ambos destacaron su brillantez profesional,

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salpicándola de anécdotas que reflejaban su fecunda trayectoria vital: Numero uno en su promoción de las milicias universitarias; Medalla al mérito militar y excelente barítono. Ganó, en su infancia, una beca para formar parte del famoso coro del Patriarca de Valencia y, ya de mayor, interviniendo, en numerosas ocasiones, como cantante de la Sociedad Coral "Els XIII" de Vila-Real. Ha formado parte de diversas juntas directivas del Colegio de Veterinarios entre los años 1.949-52 y 1.965-71.

Actualidad PRO-

PROFESIONAL

ACTUALIDAD PROFESIONAL 40º CONGRESO NACIONAL AVEPA EN BARCELONA Notable éxito del evento organizado en el aniversario de la veterana Asociación

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D. Juan José Badiola, Presidente del Consejo, recibe la Medalla de Oro de AVEPA

ste no era un año más para AVEPA. La veterana Asociación de Veterinarios Españoles Especialistas en Pequeños Animales celebraba este año su 40º aniversario, y el objetivo era conseguir desarrollar un evento de muy alto nivel y que proporcionase satisfacción al amplio colectivo asistente. Dicho y hecho. Este 40º Congreso, desarrollado en el Centro de Convenciones Internacional de Barcelona entre los días 21 y 23 de octubre, ha brillado a una altura pocas veces igualada, ejemplo de la vasta experiencia de la organización en este tipo de reuniones. Con una asistencia ciertamente numerosa de veterinarios clínicos, un esmerado nivel en la elección de los ponentes, numerosos actos y presentaciones paralelas, una amplia exposición comercial, así  como entretenidas y cuidadas actividades sociales conformaron un todo que satisfizo los requerimientos de todos los asistentes. Programa científico En primer lugar, es necesario resaltar el conjunto de ponencias y comunicaciones que se desarrollaron. Prácticamente todas las especialidades fueron analizadas por brillantes especialistas, en un programa de conferencias que surtió con las últimas novedades a un público ávido de conocimientos especializados. Por citarlas en orden alfabético: Analgesia, Aparato cardiorrespiratorio, Cirugía, Dermatología, Exóticos, Formación del Clínico, Hematología, Infecciones, Marketing y Gestión, Neurología, Oftalmología, Reproducción, Urgencias, Comunicaciones, Programas especiales para Auxiliares Veterinarios y para Especialistas en Équidos. Era difícil no encontrar respuesta a cualquier aspec-

to de la veterinaria de pequeños animales que fuese de interés. Además, AVEPA comprendió hace tiempo, y en ello fue pionera, que la moderna Veterinaria no debía ocuparse únicamente de aspectos clínicos y sanitarios, sino que suponía un compendio de herramientas, técnicas y actitudes que debían ofrecer un inmejorable servicio, tanto a los clientes, como al organigrama interno de la clínica. 11

Actualidad PROFESIONAL

40º CONGRESO NACIONAL AVEPA

Por ello, ya no nos sorprende (y nos alegra) el encontrar dentro de un Congreso como el que tuvimos ocasión de disfrutar, interesantes ponencias como las siguientes: "Sexo y economía: mujeres, hombres y medicina veterinaria", "Tratamiento de la imagen digital", "Interpretación de un artículo científico" o "Género, la vida y la familia". Sin duda, enfoques diferentes a los tradicionales, que completan la formación del veterinario y le ayudan a ofrecer un servicio de la máxima calidad, algo demandado por un número cada vez mayor de clientes. En cuanto a los ponentes que tomaron parte, constituyen siempre una relevante muestra de la calidad y la cantidad de la investigación y práctica veterinaria en todo el mundo. AVEPA sabe captar perfectamente los derroteros por los que avanza nuestra profesión, y nutre los deseos de los congresistas con las últimas tendencias en pequeños animales. Como muestra de la calidad de estos especialistas, y sabiendo que nos quedamos muy cortos, podemos nombrar a D. Guillermo Couto en hematología, D. Stefano Romagnoli en reproducción, D. Erick Egger en Cirugía, D. Ignasi Pulido y Dña. Itala Sunyer en urgencias o Dña. Ana Ríos en dermatología. Estos y otros muchos destacados veterinarios supieron, cada uno en su manera y forma, el transmitir sus conocimientos y experiencias a los asistentes interesados. Actos sociales Suponen un "plus" destacado que ayuda a la convivencia y buen ambiente entre todos los clínicos asistentes. El Acto Inaugural, el Cóctel de Bienvenida, la Cena de Gala y la Fiesta del Congreso suponen ya tradición en los Congresos de AVEPA, y son esperados con entusiasmo pues permiten un mejor contacto e intercambio de opiniones, lo cual sin duda es de agradecer en nuestro colectivo. Este año, punto álgido fue el excelente concierto que ofreció el grupo Presuntos Implicados, que a pesar del cansancio de las  Jornadas, hicieron levantar de sus asientos a gran parte de los asistentes, que corearon nuevas y veteranas canciones.

Dentro de estos actos, pero con un carácter más científico, también se procedió a la entrega de los Premios Miguel Luera y de Fotografía Científica en sus modalidades de Medicina y Cirugúa, y Oftalmología. Una constatación del interés participativo de los clínicos de toda España para hacer avanzar aún más nuestra profesión, y al tiempo compartirlo con los restantes profesionales. Todo un acierto.

Medalla de Oro de AVEPA a D. Juan José Badiola Parte ciertamente destacada de este Congreso fue la Medalla de Oro otorgada por AVEPA, de manos de su Presidente D. Rafael Mendieta i Fiter, a D. Juan José Badiola Díez, Presidente de los veterinarios españoles, como muestra del reconocimiento de la Asociación al apoyo que siempre ha prestado a los veterinarios clínicos de pequeñas especies. En un emotivo acto que tuvo lugar durante la Cena de Gala, desarrollada el sábado 22 de octubre en el mismo edificio del CCIB, el Dr. Mendieta hizo entrega de dicho galardón a D. Juan José Badiola, que agradeció cumplidamente el honor, y realizó una semblanza de la profesión veterinaria en el entorno de los animales de compañía.

CONSTITUIDO EL BANCO DE SANGRE ANIMAL DE LA UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE BARCELONA

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sta nueva iniciativa, llevada a cabo por el grupo de investigadores dirigido por el profesor Rafael Ruiz de Gopegui de la Facultad de Veterinaria de la Universidad Autónoma de Barcelona (UAB), es un reto que nace con la esperanza de ayudar a aquellos animales enfermos o heridos que necesitan una transfusión. Su principal interés es proporcionar a la comunidad veterinaria productos sanguíneos de alta calidad y asistencia sobre hemoterapia. El Banco de sangre animal tiene las instalaciones requeridas y el material necesario para realizar las extracciones, procesar la sangre y sus componentes y conservar estos productos adecuadamente de manera que conserven en todo momento sus propiedades. Además todos los procedimientos que sigue el Banco de sangre animal están supervisados por

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la Comisión de Ética en la Experimentación Animal y Humana de la UAB y por el Servicio de Protección de la Fauna, Flora i Animales de Compañía de la Generalitat de Cataluña. ¿Cómo pueden colaborar los veterinarios? Los veterinarios que deseen promocionar las donaciones entre sus clientes pueden contactar con el Banco de sangre animal. La selección de donantes es muy estricta y los animales candidatos deben someterse a diversas analíticas. Más información: Banco de sangre animal - Facultad de Veterinaria. Laboratorio VO-335. Universidad Autónoma de Barcelona Edificio V 08193 Bellaterra (Barcelona) Tfno: 935813108 / 639561212; Fax: 935812006 e-mail: [email protected] www.bancodesangreanimal.org

ACTUALIDAD PROFESIONAL

ANFAAC RENUEVA SU CÚPULA DIRECTIVA Carlos Argenté (Affinity Petcare S.A.) ha sido elegido Presidente de la Patronal, y Rafael López (Nestlé Petcare España), Vicepresidente

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on motivo de su reciente Asamblea General, celebrada en el marco de SIZOO 2005, la Patronal española de la industria de alimentos para animales de compañía, ANFAAC, ha renovado su cúpula directiva. Carlos Argenté (Affinity Petcare S.A.) ha sido elegido nuevo Presidente de ANFAAC, sucediendo en el cargo a Carlos Tejedor (Dibaq Diproteg S.A), que ha desempeñado brillantemente el cargo en los últimos años. Como nuevo Vicepresidente ha sido elegido Rafael López (Nestlé Petcare España). Carlos Argenté es Consejero-Delegado de Affinity Petcare S.A. Acumula 18 años en el sector y 10 dirigiendo esta compañía hasta alcanzar la posición de tercer fabricante europeo de alimentos secos para perros y gatos y primer fabricante español. Ha sido Presidente de la Asociación Europea de Alimentos para Animales de Compañía (FEDIAF). Por su parte, Rafael López es en la actualidad el Director General de Nestlé Petcare España. Con una experiencia de 10 años en el Sector, ha desarrollado su carrera profesional en el area comercial, ocupando diferentes posiciones en la organización hasta asumir la Direccion de la misma en el año 2002.

Tras su nombramiento, Carlos Argenté ha declarado: "Es un verdadero honor haber sido elegido por mis compañeros para desempeñar la Presidencia de ANFAAC. Me planteo esta demostración de confianza como un reto en unos momentos de especial importancia para la industria de alimentos para animales de compañía; un sector con un nivel altísimo de preparación y desarrollo, en la búsqueda incesante de nuevos y mejores productos que contribuyan a mejorar la vida de nuestras mascotas".

SCHERING PLOUGH, EN LA 14ª EDICIÓN DE LA FERIA SOMMET DE L'ELEVAGE

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chering Plough Animal Health España ha participado con un grupo de 20 veterinarios especialistas en medicina bovina en la 14ª edición de la Feria Sommet de l'elevage, celebrado en Clermont Ferrand (Francia), entre los dias 6 y 8 de Octubre. Esta feria, considerada por muchos como la principal feria europea de ganado vacuno de carne, reunió en esta edición a más de 70.000 visitantes junto a 750 expositores de diferentes países y estuvieron presentes más de 1500 animales de las principales razas de vacuno. Entre las razas vacunas de carne destacaron por su espectacularidad la raza Charolesa, Limousine, Blonda de Aquitania, Salers, Aubrac y Gasconne. Por primera vez en esta edición estuvo presente la raza Parthenaise originaria de la región de Poitou-Charente. El espacio bovino estuvo completado con las razas Blanc Bleu y Fernandaise. Las razas vacunas de leche estuvieron representadas por la Prim L'Holstein, Montbéliarde, Parda Francesa, Simmenthal, Abondance y Taranteise. Se desarrollaron además los concursos de raza Normanda y Flamande y la raza Jersey (ésta recién llegada a este evento). El grupo organizado por SP aprovechó para hacer varias visitas programadas tanto al stand de la raza Rubia de

Aquitania (raza patrocinada por SPAH en Francia) y a una instalación genética en los alrededores de Clermont Ferrand, donde se pudo comprobar el sistema de selección genética de la raza charolesa para terneros de engorde. Siguiendo con nuestro compromiso con la formación continuada de los veterinarios, llevamos a cabo una reunión durante el día 8 en el hotel donde se trataron en otras temas: las materias primas y nutrientes en uso en el cebo de terneros así como una mesa redonda sobre la problemática de la entrada de animales en los cebaderos desde el punto de vista sanitario y productivo. 13

Actualidad PROFESIONAL

ESTÁ DEMOSTRADO QUE LA TERAPIA CON ANIMALES DE COMPAÑÍA AYUDA A LOS NIÑOS CON RETRASOS MENTALES Y DEFICIENCIAS MOTORAS La Fundación Affinity va a implantar un nuevo programa de Terapia Asistida con Animales de Compañía en un centro para niños con síndrome de West en Madrid

El síndrome de West, o enfermedad de los espasmos infantiles, aparece en los primeros meses de vida

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a Fundación Affinity, entidad que promueve el bienes tar y la convivencia con los animales de compañía, va a implantar en Madrid un nuevo programa de terapia asistida dirigido a niños con síndrome de West (enfermedad de los espasmos infantiles). El programa se llevará a cabo conjuntamente con la Fundación Síndrome de West y cuenta con el apoyo del Ayuntamiento de Villanueva del Pardillo. En concreto, la Fundación Affinity contribuirá en el proyecto donando un Golden a los representantes de la Fundación Síndrome de West, quienes pondrán en práctica la terapia con grupos reducidos de niños y bajo la supervisión de un terapeuta en un aula que todos los viernes cede el Ayuntamiento de Villanueva del Pardillo. Ésta no es la primera experiencia de la Fundación Affinity en Terapia y Educación Asistida con Animales de Compañía (TEAAC) con población infantil, puesto que ya ha implantado programas dirigidos a niños y jóvenes autistas en el centro Mas Casadevall (Banyoles, Girona), en la Escuela Plançó (Lleida) y en el Colegio de Nuestra Señora de la Esperanza (Getafe, Madrid). La Fundación Affinity y las terapias con animales La Fundación Affinity presentó la Terapia y Educación Asistida por Animales de Compañía (TEAAC) a la profesión médica y a la sociedad en general en 1990. Desde entonces, implanta y financia por completo programas en diferentes puntos de España, facilitando instalaciones, animales y consejo profesional a cambio de estudiar los resultados y compartirlos con la comunidad científica.

Las intervenciones terapéuticas en las que han intervenido animales de compañía han propiciado la salud y la mejora de la calidad de vida de personas mayores e internos penitenciarios, así como de niños con trastornos psicológicos o emocionales. Para más información: Elisenda Estanyol/ Marta Pulgar María Azkargorta Gabinete de Prensa Fundación Affinity Tel: 934 108 263 Tel: 934 927 054 [email protected] [email protected] [email protected]

II CURSO DE CIRUGÍA DE COLUMNA Impartido por IVOT-CEU, se realizará en el CEU de Valencia del 26 al 28 de Enero de 2006  Jueves Mañana: Inauguración del curso. Anatomía del raquis. Anatomía radiología. Examen neurológico. Pruebas complementarias. LCR. Técnicas de contraste. TAC. RM. Mielografía. Cervical, Lumbar, Epidurografía. Obtención del liquido cefaloraquideo. Tarde: Lesiones discales. Protusión, Extrusión, Discoespondilitis. Inestabilidad lumbosacra. Inestabilidad cervical. Lesiones traumáticas. Manejo medico y hospitalario. Viernes Mañana: Consideraciones anestésicas en neurología. Descompresión medular. Tipos, Objetivos, Pronóstico. Estabilización vertebral. Dorsales y Ventrales. Casos clínicos. 14

Tarde: Vídeos explicativos. Mielografía lumbar. Mielografía cervical. Epdurografía. Taller radiología. Sábado Mañana: Vídeos explicativos. Laminectomía dorsal. Vídeos explicativos. Hemilaminectomía dorsal. Vídeos explicativos. Slot ventral. Tarde: Vídeos explicativos. Cementos óseos. Material fijación. Inestabilidad cervical: Wobler. Mesa redonda y clausura curso. PLAZAS LIMITADAS: 14 (Grupos de 2). CUOTA DE INSCRIPCIÓN: 1500 euros. Se incluyen las comidas, cafés, y la cena del curso. INFORMACIÓN: Tel. 93 290 68 01

ACTUALIDAD PROFESIONAL

SCHERING PLOUGH ORGANIZA LAS II JORNADAS DE NECROPSIAS EN TERNEROS

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l dia 15 de Octubre, Schering-Plough Animal Health, en colaboración con el Departamento de Medicina y Cirugía Animal de la Universidad Complutense de Madrid, organizó, con participación de veterinarios de distintos lugares de la geografía nacional, unas jornadas de formación sobre patologías respiratorias en el ternero que incluyeron prácticas de necropsias con terneros. En ocho horas lectivas, dos de teoría, cuatro de necropsia con terneros y dos con piezas de matadero, se consigue una puesta al día con un máximo aprovechamiento del tiempo Esta acción forma parte de los programas de formación en terneros que empezaron hace algunos años y que sólo el año pasado reunieron a 100 veterinarios de toda España. De esta manera se sigue ratificando el compromiso de Schering-Plough con la formación de grupos de trabajo con veterinarios especialistas en las diferentes especies. Para todos aquellos veterinarios interesados en participar en las siguientes jornadas de necropsias en terneros, por favor contactar con su delegado de Schering-Plough de la zona donde trabajan.

Anestesiainhalatoriaenpequeñosanimales

Anestesiainhalatoriaen pequeñosanimales P o r P a la ci os , C . Clínica Técnicas Veterinarias, Burjassot (Valencia). Colaboradora de la Facultad  de Veterinaria de Córdoba (Dpto. Medicina y Cirugía Animal)  B en í e z A . Centro Veterinario La Cañada, La Cañada (Valencia) 

INTRODUCCIÓN

Aparte del empleo de diferentes analgésicos y sedantes, usados desde tiempos remotos, la anestesia general como tal no se entiende hasta la aparición de los primeros agentes volátiles a mediados del siglo XIX. Desde entonces, con el desarrollo y sofisticación de aparatos y fármacos, la anestesia inhalatoria ha sufrido auténticas revoluciones. Desde la simple mascarilla empapada, hasta complejas máquinas y vaporizadores; desde el éter y el cloroformo al sevofluorano y el desfluorano. Paralelamente, se han desarrollado fármacos anestésicos fijos. Estos se han usado para anestesia puramente inyectable, y también como primer paso de un procedimiento anestésico inhalatorio. La aparición de precisas y económicas bombas de infusión y perfusores, y de fármacos sin efectos acumulativos, ha hecho de la anestesia totalmente intravenosa (TIVA) una entidad propia. Actualmente, el veterinario dispone de ambas posibilidades a la hora de diseñar un procedimiento anestésico. Ambas técnicas, deben considerarse complementarias y no excluyentes. Aún así, en muchas ocasiones, el clínico puede plantearse elegir una u otra para decidir qué equipamiento incorporar a su quirófano. Inicialmente, la anestesia inhalatoria precisa de una mayor inversión económica (máquina, circuitos, vaporizador), mientras que la en la TIVA, la inversión inicial es menor. Por el contrario, el gasto por hora de anestesia, resulta mayor con la TIVA que con la anestesia inhalatoria. 16

El objetivo de este artículo, es hacer una exposición general, clara y simple, de los medios necesarios y del procedimiento de la anestesia inhalatoria, así  como ahondar en las ventajas de la técnica de bajos flujos. MATERIAL

Máquina anestésica (esquema inferior) Es el medio que nos permite enviar oxígeno y anestésico desde una bala de gas comprimido hasta el paciente, donde llega a una presión adecuada para no producir daños en el sistema respiratorio. Para conseguir esto se necesitan una serie de componentes que son constantes en todas las máquinas anestésicas: Balas de gases. Las de oxígeno son de color blanco y las de óxido nitroso de color azul. Ambos gases sirven para transportar el anestésico hasta el paciente. Las balas deberían de estar 

fuera del quirófano puesto que los gases son muy inflamables. Manómetro y manorreductor. El primero se sitúa a la salida de la bombona e indica la presión de la misma, lo que nos da una idea de la cantidad de gas que tiene. El segundo se localiza a continuación y sirve para disminuir la presión hasta un nivel que sea aceptable para las vías respiratorias del paciente. Caudalímetro. Controla la cantidad de litros por minuto de gases que entran al circuito. Debe haber uno para cada gas que se vaya a usar durante la anestesia (aire comprimido, oxígeno u óxido nitroso). Vaporizador. Es el componente del equipo donde se produce la evaporación del anestésico (que está en estado líquido) y es arrastrado por el gas vehiculante hasta el paciente. Tiene un rotámetro que regula la cantidad de gas que entra a la cámara de 

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Esquema de máquina anestésica con circuito circular 

ANESTESIA INHALATORIA EN PEQUEÑOS ANIMALES

vaporización. Cada gas anestésico tiene su propio vaporizador y no son intercambiables, excepto en el caso del halotano y el isofluorano y bajo unas circunstancias determinadas. Pueden colocarse dentro o fuera del circuito, lo cual determina el que la llegada de gases al paciente se vea influida por la respiración, o sea de forma continua. Salida de gases frescos. Aquí acaba la máquina de anestesia y comienzan los circuitos. Válvula de emergencia. Como su nombre indica, se usa en casos de emergencia y sirve para enviar directamente oxígeno puro hasta el circuito sin pasar por el vaporizador y de forma rápida. 

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Circuitos anestésicos Son los encargados de llevar el anestésico desde la salida de gases frescos de la máquina hasta las vías respiratorias del paciente. Se clasifican en función de si permiten o no reinhalación (recirculación de los gases espirados) o no. Circuitos abiertos (no permiten reinhalación). No tienen absorbente de CO2 ni balón reservorio. 

1. Goteo. Se trata de depositar anestésico líquido sobre un sistema de filtro que se coloca sobre las fosas nasales del paciente. Un ejemplo son las mascarillas de éter. 2. Cámara anestésica. Es una caja, generalmente transparente (para ver qué ocurre en su interior) y que tiene una entrada de gases frescos y una salida de gases residuales. Necesita muy altos flujos y estresa mucho al animal. Se usa en animales pequeños y en animales exóticos. 3. Insuflación. Se trata de llevar los gases anestésicos hasta el animal mediante una mascarilla o mediante un catéter intratraqueal (en la membrana cricotiroidea) o intranasal. Se necesitan muy altos flujos de gas y sólo se deben usar en animales debilitados puesto que estresan mucho. Circuitos semicerrados sin absorbente de CO2. No tienen cal sodada, por lo que para evitar la recirculación se necesitan altos flujos de gases fres

cos. Hay algunos que tienen balón reservorio. 1. Sistema T de Ayre. Es el más usado en veterinaria. Los gases frescos entran por una pieza en forma de T que está muy próxima a la boca del paciente. Tiene muy poca resistencia y el espacio muerto es mínimo, por lo que se puede usar en animales muy pequeños (de 0 a 5 Kg). Necesita un flujo de 2-3 veces el volumen minuto (cantidad de aire que se mueve en la unidad de tiempo; se calcula multiplicando la frecuencia respiratoria por el volumen tidal -cantidad de aire que se mueve en una respiración-). Hay una modificación de este circuito en la cual se coloca en el otro extremo de la pieza en T un tubo corrugado con un balón reservorio abierto en su extremo (sistema Jackson-Rees) o una válvula de exhalación (sistema de Khun). 2. Sistema de Bain. Los gases frescos entran lejos del paciente por un tubo que va por dentro del tubo espiratorio. De esta manera, el gas espirado calienta el gas que llega al paciente. Hay balón reservorio, y tanto éste como la válvula de espiración se encuentran lejos del paciente, junto a la entrada de los gases frescos. Se usa en animales de 5 a 10 Kg. Necesita flujos de 1,5 a 2 veces el volumen minuto. 3. Sistema Lack. Es una modificación del anterior, en el que es el tubo espiratorio el que va por dentro del tubo inspiratorio. De esta forma ofrece una menor resistencia. Se usa en animales de 7 a 10 Kg. 4. Sistema Magill. Existe una válvula de espiración cerca del paciente, y un balón reservorio lejos del mismo, junto a la entrada de gases frescos. La válvula se abre al final de la expiración, dejando salir parte del gas espirado al ambiente, el resto recircula y es expulsado por los gases frescos. Necesita un flujo de 1-1,5 veces el volumen minuto y se usa en animales de 5 a 15 kg. Sistemas cerrados y semicerrados con absorbente. Son los únicos que 

permiten una verdadera recirculación y aprovechamiento de los gases espirados, pero para ello deben de tener un canister de cal sodada. 1. Sistema "to and fro" o de vaivén. Este circuito se caracteriza por tener la cal sodada muy cerca de la boca del paciente, al igual que la entrada y la salida de gases. No es muy utilizado en España por la posibilidad de inhalar partículas de la cal sodada durante la respiración y porque la cal sodada se calienta mucho al poco tiempo de iniciar la anestesia. Necesita un volumen de cal sodada similar al volumen tidal y el balón reservorio, que se encuentra al otro lado del canister, y un volumen de gases frescos de unas 8 veces el volumen tidal. 2. Sistema circular. Es el circuito más usado en veterinaria junto con la T de Ayre. Se caracteriza por tener una rama inspiratoria y otra espiratoria, cada una con una válvula unidireccional y unidas en una pieza en Y que se sitúa cerca de la boca del paciente. Por detrás de la rama espiratoria se encuentra la válvula de alivio (para evitar sobrepresión en el circuito), el canister de cal sodada y el balón reservorio. Son circuitos muy económicos y permiten anestesiar multitud de animales con solo adecuar el diámetro y la longitud de los tubos corrugados al peso del paciente (para no aumentar la resistencia y el espacio muerto). Se diferencian dos tipos de circuitos, dependiendo de la posición del vaporizador: -los sistemas VIC (vaporizador dentro del circuito) o sistema Komessarov, en los que la respiración regula la cantidad de anestésico que se volatiliza y los vaporizadores no son de precisión; -los sistemas VOC (vaporizador fuera del circuito), en los que los vaporizadores son de precisión y la vaporización es continua e independiente de la respiración. Tubos endotraqueales y mascarillas Son la conexión final entre la máquina de anestesia/circuitos y las vías respiratorias del paciente. 17

Anestesiainhalatoriaenpequeñosanimales

Las mascarillas tienen forma de tubo, y a ser posible se deben de adaptar lo más posible al hocico del animal (fotografía junto a estas líneas). Generalmente se usan sólo para la inducción y en pacientes muy deprimidos, ya que provocan mucho estrés en el animal. Los tubos endotraqueales suelen ser de caucho o de silicona y pueden llevar o no una espiral metálica (fotografía de abajo) en su interior para evitar que se colapse (muy útil punciones de cisterna magna). En su extremo distal pueden tener o no agujero de Murphy (agujero lateral que evita el taponamiento total del tubo) y manguito de pneumotaponamiento (manguito inflable que evita que los gases anestésicos se escapen entre la tráquea y el tubo). Los tubos endotraqueales se colocan mediante la maniobra de la intubación, que es sencilla en los animales domésticos. Se debe de realizar siempre en un animal previamente anestesiado para evitar el reflejo tusígeno y el posible colapso que se puede producir por excesiva irritación de la tráquea. En los gatos, se debe tener la precaución de irrigar previamente la mucosa laríngea con anestésico local ya que ésta es muy sensible y su estimulación puede provocar el cierre de la glotis. Para la intubación se puede usar el laringoscopio, que nos ayudará en la visualización de la glotis y la depresión de la lengua. El tubo endotraqueal se debe de hacer pasar suavemente entre los cartílagos aritenoides (fotografía en la otra página), y una vez colocado se debe hinchar el manguito de pneumotaponamiento para evitar fugas de gases. Por último, es importante la sujeción del tubo al hocico del animal para evitar que éste se desplace y se salga de su lugar, lo que provocaría que el animal se despertase al no inhalar los gases anestésicos. Anestésicos empleados Hay dos conceptos dentro de la anestesia inhalatoria que nos permiten clasificar estas drogas según su potencia y su velocidad de inducción. Estos conceptos son la CAM y el coeficiente de solubilidad sangre/gas. El primero hace referencia a la potencia anestésica y se define como la concentración alveolar mínima necesaria para abolir un estímulo doloroso estandarizado (presión de una falange) en el 50% de los pacientes anestesiados. El segun18

Mascarilla para pequeños animales 

do concepto hace referencia a la cinética y distribución de los gases anestésicos, ya que a mayor coeficiente de solubilidad, hay más retención a nivel sanguíneo y tarda más en llegar al SNC, por lo que las inducciones son lentas. 1. Halotano Actualmente sigue siendo el anestésico inhalatorio más utilizado. Tiene una CAM de 0,9% en el perro y del 1,01,2% en el gato. Es un agente anestésico potente, aunque para la inducción suele ser relativamente lento e incómodo, por lo que se prefiere la inducción con un anestésico intravenoso. La recuperación completa suele durar aproxi-

madamente una hora. Es un moderado relajante muscular y un mal analgésico, por lo que estas deficiencias deberán de ser suplidas mediante el empleo de otra serie de drogas. Como todos los anestésicos generales produce una depresión cardiovascular y respiratoria, siendo éstas aceptables para mantener las constantes vitales. Aún así, no tiene un margen de seguridad amplio, pudiendo provocar con facilidad depresión circulatoria con bajada brusca de presión arterial por efecto directo sobre el miocardio. Además, es arritmogénico, sensibilizando el miocardio a la acción de las catecolaminas.

Tubo endotraqueal con espiral metálica 

ANESTESIA INHALATORIA EN PEQUEÑOS ANIMALES

usa demasiado debido a su alto coste, aunque mediante el empleo de la técnica de bajos flujos el precio por anestesia se puede asimilar al del halotano.

Es hepatotóxico y, aunque la exposición aislada no presenta consecuencias, se debe evitar la exposición continua a este producto en el quirófano (teniendo un buen sistema de extracción de gases residuales) ya que en personal de quirófano se han descrito hepatitis graves. 2. Isofluorano Es menos soluble y más estable que el halotano (éste puede reaccionar con el caucho y algunos plásticos). Tiene una CAM de 1,3 en el perro y de 1,6 en el gato. Su baja solubilidad en sangre lo hace rápido y suave en la inducción y recuperación. No se le conocen efectos tóxicos en hígado o riñón. Presenta buena relajación muscular y aumenta los efectos de los bloqueantes neuromusculares tanto despolarizantes como no despolarizantes. Su analgesia es escasa e insuficiente para cirugía, por lo que se recomienda la combinación con opiáceos. En el sistema cardiovascular su efecto es leve, con una mínima depresión del miocardio, pero conservando el gasto cardíaco. Disminuye el consumo miocárdico de O2 pero mantiene el flujo sanguíneo, por lo que la seguridad a este nivel es mayor. No es arritmogénico y tiene la particularidad de ser un vasodilatador a nivel coronario. En el aparato respiratorio produce una depresión severa incluso mayor que la del halotano. También produce aumento de secreciones y reflejo de tos en los primeros momentos de anestesia,

3. Sevofluorano Su bajo coeficiente de solubilidad sangre/gas (un 0,6 frente al 2,3 del halotano) es el que lo caracteriza clínicamente como el agente de elección para inducir la anestesia por su rapidez, facilitando asimismo recuperaciones anestésicas rápidas y suaves. Tiene una CAM del 2,3-2,4% en el perro y de 2,6% en el gato. La inducción con mascarilla suele ser más fácil con este producto que con los otros debido a que no irrita las vías aéreas y su olor es más suave. Su principal característica es que proManiobra de intubación endotraqueal  porciona una alta seguridad y rapidez sobre todo si se emplea en inducción en el control de la profundidad anestésica, ya que pequeños cambios en el con mascarilla. A pesar de tener muchas ventajas vaporizador originan rápidamente sobre el halotano, en veterinaria no se cambios en la profundidad del plano.

Vaporizador de desfluorano 

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Anestesiainhalatoriaenpequeñosanimales

Debido a esto también se recomienda que la administración de este producto se prolongue hasta el final de la operación, porque si se deja de administrar antes (como con el halotano y el isofluorano), el paciente se despertará antes de terminar. Ofrece buena relajación muscular, deprime el centro respiratorio menos que el isofluorano y no sensibiliza el corazón frente a arritmias cardíacas causadas por las catecolaminas, pero apenas se usa en veterinaria por su elevado coste.

utilizar) y seleccionar en el vaporizador los porcentajes habituales para cada gas anestésico (1-1,5 veces la CAM). Es una técnica buena pero desperdicia mucho anestésico y oxígeno y libera muchos residuos tanto al quirófano (daños al personal), como a la atmósfera (contribuye al efecto invernadero). También reseca las vías respiratorias del paciente pudiendo crear daños en el epitelio del aparato respiratorio (pérdida de movilidad de los cilios) y no ayuda a controlar la hipotermia del paciente.

4. Desfluorano El desfluorano es el anestésico inhalatorio más nuevo y se describe como menos potente que el sevofluorano, isofluorano y halotano. Tiene una CAM de 9,8% en el gato y de 7,2% en el perro. Sin embargo, al presentar el más bajo coeficiente de solubilidad sangre/gas (de 0,4) se convierte en el agente ideal para realizar una inducción rápida y suave, originando igualmente una recuperación anestésica rápida y suave. La calidad del mantenimiento con este agente es excelente y similar a la obtenida con el sevofluorano, pero la diferencia con éste a la hora de usarlo en la clínica es que debido a su alta presión de vapor, necesita un vaporizador especial (térmico y presurizado) para su correcta administración (fotografía en la pagina anterior). El desfluorano realmente no es caro, pero debido al excesivo coste del vaporizador, el uso de este agente es prácticamente prohibitivo.

Anestesia de bajos flujos Básicamente consiste en hacer recircular el aire exhalado después de haber eliminado el dióxido de carbono. Sólo se puede conseguir mediante el uso de circuitos semicerrados y cerrados, siendo el más habitual y fácil de usar el circular. Ya en 1850, John Snow, en experimentos sobre sí mismo, demostró que una recirculación de los gases expirados resultaba en una prolongación de los efectos narcóticos, cuando se usaban suficientes absorbentes del dióxido de carbono. En 1924, las ventajas de la técnica de recirculación fueron reconocidas por While Ralph Waters e incluyeron la reducción de las pérdidas de calor y humedad, la economía de gases anestésicos, y una menor contaminación de la sala de operaciones. La introducción de gases altamente explosivos, como el acetileno y ciclopropano, estimuló la adopción de la técnica de recirculación y el uso de los sistemas de absorción de dióxido de carbono con el fin de reducir la polución en la sala de operaciones y minimizar el riesgo de explosiones. Pero pocos años después se llegó a desechar esta técnica debido a la introducción del tricloroetileno, que es incompatible con los sistemas de absorción de dióxido de carbono basados en la cal sodada, y el bajo rendimiento en aquel entonces de

TÉCNICAS

Anestesia de altos flujos Es la técnica más habitual y se puede realizar con cualquier circuito anestésico. Consiste en poner altos flujos de gas fresco (del orden de 100 mL/Kg/min en los circuitos circulares, o lo que especifique el circuito que se vaya a

los controladores del flujo de gas fresco y los vaporizadores en la gama de flujos bajos. Es una técnica fácil de realizar y que tiene unas ventajas económicas muy importantes. En una clínica rutinaria con una alta proporción de operaciones cortas permite un ahorro de un 5565% en los costes de los gases anestésicos. Cuando hay una alta proporción de cirugías largas, los beneficios pueden suponer un 75% o más. Los pasos a seguir para aplicar esta técnica son: 1) Administrar los agentes inductores e intubar al paciente. 2) Conexión del tubo traqueal al circuito aportando un flujo de oxígeno de 50-100 mL/Kg/min durante 10-15 minutos. 3) Disminuir el flujo hasta los 10 mL/Kg/min (tasa de requerimiento metabólico). 4) Ajustar el vaporizador a un porcentaje mayor que cuando se usan altos flujos (generalmente de medio a un punto por encima de lo habitual). 5) Al acabar la cirugía, cerrar el vaporizador e incrementar el flujo de oxígeno hasta los 4-5 L/min durante 5-10 minutos para lavar el circuito. Pero lo realmente ventajoso de la recuperación de esta técnica es que ha permitido incorporar a la clínica diaria agentes volátiles como el isofluorano y el sevofluorano. Estos agentes, presentan claras ventajas clínicas frente al halotano (mejor control del plano anestésico, menor toxicidad, menor depresión cardiovascular) pero su elevado coste ha impedido que su uso se extienda en veterinaria. Mediante el uso de esta técnica, el coste por hora de anestesia con isofluorano, es equiparable al del halotano; y con sevofluorano, el coste es algo mayor pero no resulta prohibitivo.

BIBLIOGRAFÍA Baum, J. Low flow anaesthesia: the theory and practice of low flow, minimal flor and closed system anaesthesia. Butterworth-Heinemann, Oxford. 1996. García, JR; Álvarez, I y col. Manual práctico de anestesia del perro y del gato. Extra Editorial S.L. Pfizer Salud Animal. 2001. Hall, LW; Clarke, KW; Trim, CM. Veterinary Anaesthesia, 10th. Ed. W.B. Saunders Co. London, Uk. 2001. Laredo, F; Gómez-Villamandos, RJ y col. Anestesia inhalatoria: base s, drogas y equipamiento. En: Consulta de difusión ve terinaria, nº 77. 2001. Muir, WW; Hubbell, JAE y col. Manual de anestesia veterinaria. Ed. Mosby. 3ª edición, Madrid. 2001. Palacios, C. Sevofluorano y anestesia inhalatoria de bajos flujos en el perro. Tesina de Licenciatura. Facultad de Veterinaria de Córdoba. 2001. 20

M o n i t o r i z a c i ó na n e s t é s i c a a v a n z a d a e n p e q u e ñ o s a n i m a l e s

Monitorizaciónanestésicaavanzadaen pequeñosanimales

Principiosfísicosyseguridad delpaciente P o D r J .I . C ru z C er tV A D EC V Hospital Clínico Veterinario. Facultad de Veterinaria  Universidad de Zaragoza 

INTRODUCCIÓN

La pérdida de un paciente en el periodo perioperatorio es una experiencia muy estresante tanto para el veterinario como para el dueño, quien puede achacar el fatal desenlace a falta de previsión o carencia de conocimientos del clínico correspondiente. Algunas de las muertes hubieran podido ser evitadas de haberse tenido en cuenta, entre otros aspectos, los relacionados con la 22

monitorización de los animales durante los procedimientos clínicos, como por ejemplo la detección de un descenso en la frecuencia respiratoria 15 min. antes de que se produjera el paro respiratorio o una hipotensión grave de consecuencias fatales. ¿Hubiéramos podido hacer algo al respecto?. La respuesta, posiblemente es afirmativa, y por lo tanto se plantea la necesidad de monitorizar adecuada-

mente los pacientes quirúrgicos antes, durante y después de la intervención. La palabra monitorizar quiere decir vigilar, observar y verificar. Aplicado este significado a la anestesia y los cuidados intensivos, la monitorización consiste en efectuar todas esas acciones sobre los signos vitales del animal. La monitorización perioperatoria puede definirse entonces como la aplicación de técnicas físicas ó instrumentales que

MONITORIZACIÓN ANESTÉSICA AVANZADA EN PEQUEÑOS ANIMALES

La monitorización anestésica hace  referencia a vigilar, observar y verificar  los signos vitales del animal.

permiten observar y vigilar la evolución de las constantes vitales de un paciente con el propósito de cubrir tres grandes objetivos: -reconocer rápidamente accidentes y complicaciones -considerar su gravedad y opciones terapéuticas -valorar la respuesta al tratamiento La monitorización debe ir acompañada de la posibilidad de "hacer algo" , de corregir las situaciones comprometidas para el animal. Cualquier aparato de monitorización, por más sofisticado que sea, es de escasa utilidad si no se está en disposición de comprender la información que nos ofrece y tomar medidas al respecto. PRINCIPIOS FÍSICOS GENERALES DE MEDICIÓN Y MONITORIZACIÓN

Para la monitorización clínica se utilizan habitualmente dispositivos capa-

ces de medir y registrar parámetros y constantes fisiológicas que están fuera del rango de percepción de nuestros sentidos, como por ejemplo el ECG, o la concentracion de carbónico espirado. Muchos sistemas consisten en una unidad sensora (sondas, thermistor, doppler..) un procesador (transductor…) y una unidad de visualización (pantallas, LEDs….). Algunos de estos sistemas más sofisticados poseen, además, alarmas y posibilidad de almacenaje de la información (software). La mayoría de los sensores convierten una forma de energía en otra, normalmente en energía eléctrica (transductores). Otros sistemas utilizan electrodos para captar pequeñas diferencias de potencial del organismo, del orden de milivoltios o microvoltios, y requieren un amplificador de señal (ECG).

Procesadores de información Actualmente estos procesadores de la señal eléctrica disponen de microordenadores que aplican principios de integración, diferenciación y escalas logarítmicas. Visualización de la señal a.- Analógica: la señal se representa mediante una salida continua de corriente que varía de acuerdo a la magnitud de la señal de entrada b.- Digital: la señal se ofrece en forma de caracteres alfanuméricos. Este método es sólo eficaz para señales relativamente estables. Grabación Los equipos ofrecen la posibilidad de imprimir en papel normal, o fotográfico. Sistemas más avanzados permiten el volcado de los datos recogidos en un ordenador y almacenarlos en el disco duro. 23

M o n i t o r i z a c i ó na n e s t é s i c a a v a n z a d a e n p e q u e ñ o s a n i m a l e s

cias, y el electrodo en contacto con ella puede polarizarse y distorsionar la señal. El hierro se puede oxidar, lo que hace disminuir la relación señal / ruido. El mejor material es la plata o el cloruro de plata. Deben evitarse electrodos de aguja porque se polarizan muy fácilmente. La causa más importante de interferencia en este sentido es la alta impedancia de los electrodos. También pueden aparecer Es importante la monitorización durante los procedimientos clínicos en el pariodo perioperatorio  ruidos externos al paciente, pro(fotografía, cortesía del Hospital Veterinario JG. Mutxamel. Alicante)  ducidos por fuentes como electrobisturíes, equipos de radioAlarmas Detección y amplificación de frecuencia y telefonía móvil. Pueden ser visuales o sonoras. Cabe señales biológicas Si un paciente no aislado a tierra se distinguir tres niveles de alarma: Estas señales pueden tener un triple encuentra próximo a un cable o a 1.- prevención: informa del proble- origen: ma 1.- potenciales generados espontáne- algún elemento conectado a la corriente eléctrica, se creará una carga de 2.- prudencia: requiere una pronta amente respuesta 2.-potenciales fisiológicos evocados superficie aunque no habrá corriente entre ellos. El paciente actúa como una 3.- advertencia: exige una respuesta por estímulos externos inmediata 3.- señales pasivas causadas por placa de un acumulador lo que origina interferencias con las señales biológiNo existe normativa común entre los corrientes eléctricas externas fabricantes de equipos para estas cateEl primer tipo de señal es quizás el cas que detectan los electrodos de gorías. más importante en el terreno de la superficie. Otra fuente de interferencia son los monitorización veterinaria. Durante la instrumentos averiados que tienen pérRequerimientos esenciales de los despolarización se genera un potencial sistemas de monitorización y de acción entre la célula y su entorno didas de corriente a lo largo de los medición que puede ser detectado por electrodos cables que los conectan al paciente. Las interferencias de radiofrecuencia Todos los sistemas de monitorización extracelulares, más sencillo, y lo que >100Hz pueden entrar al equipo de deben ser capaces de aislar señales habitualmente se realiza en la clínica. Estos electrodos extracelulares cap- medición a través del suministro elécgeneradas y no deseadas. La relación señal / ruido debe ser alta como tam- tan campos eléctricos originados por la trico y mezclarse con las frecuencias de bién es deseable una buena estabilidad despolarización espontánea de muchas 60Hz. de los electrobisturíes. También se produce radiopropagacélulas. Es lo que sucede con el ECG para el valor cero. a.- Relación señal / ruido: se mide en (señales de 1-2 mV) y con el EEG (seña- ción cuando el electrodo activo se deja al aire y se activa (pisando el pedal de decibelios y debe situarse alrededor de les de 200 microvoltios). Los potenciales evocados están sien- forma accidental, por ejemplo), actuan20dB. El ruido puede ser de origen electrostático ó electromagnético do investigados en estos momentos do éste como radiotransmisor. (interferencias), y puede ser sonoro (de como método de monitorización de la baja frecuencia) ó térmico (procede de profundidad anestésica (potencial evo- Sistemas de visualización de la señal componentes electrónicos del propio cado cortical auditivo). Habitualmente se han utilizado osciLas señales pasivas se utilizan para sistema) loscopios, a pesar de que son grandes, b.- Estabilidad del valor cero: este medir la impedancia tisular (pletismocaros y frágiles. detalle es muy importante sobre todo grafía). Hoy día disponemos de otra tecnoloen procedimientos de monitorización Señales biológicas y ruidos muy prolongados, como en cuidados Los ruidos desde el paciente pueden gía: 1.- LED (Light Emiting Diode): se intensivos. ser generados por señales musculares c.- Estabilidad de la sensibilidad: por ejemplo. La mayoría de los siste- basa en la propiedad de algunos semitambién debe mantenerse constante a mas de monitorización permiten elimi- conductores como el galio que emiten lo largo de la monitorización. Puede nar este tipo de interferencias mediante luz cuando son estimulados eléctricamente a muy bajo voltaje. ajustarse para variar la relación entre la un filtrado de frecuencias. 2.- Cristal líquido: es barato, seguro y señal de entrada y de salida (thermistor Las conexiones entre la piel y el medel "apalert"). tal también son origen de interferen- requiere muy poca potencia. Las panta24

MONITORIZACIÓN ANESTÉSICA AVANZADA EN PEQUEÑOS ANIMALES

llas están formadas por láminas de cristal líquido entre planchas de cristal y conectadas a dos electrodos. Tienen algunas desventajas como que sólo se ven si se miran de frente y el tener un tiempo de respuesta muy lento. 3.- Indicadores electrofluorescentes: funcionan mediante el mismo principio del tubo de rayos catódicos, pero sólo requieren de 12-24 V de potencia. Se pueden poner ánodos muy próximos para mostrar caracteres alfanuméricos SEGURIDAD DEL PACIENTE

Efectos de la corriente eléctrica Si nos pasa una corriente de 1 mA entre las dos manos, sentiremos un ligero cosquilleo. Si subimos a 15 mA la sensación es de dolor, con espasmos musculares y a 50 mA se produce una tetania generalizada (ms. intercostales) y asfixia. Entre 80-100mA se produce la fibrilación ventricular. Estos efectos se duplican si el área de contacto se divide por la mitad, por lo que a menudo se habla en mA/cm2. Este principio aplicado al corazón significa que una corriente de muy poco amperaje ya es capaz de producir la fibrilación, si el contacto se produce dentro del ventrículo, que a través de todo el tórax.. De la misma forma el peligro es mucho mayor si el contacto se realiza en puntos más que en superficies. El factor tiempo es otro determinante en el tipo de lesión y consecuencias, así  como también lo es la frecuencia, siendo la de 50Hz la peor. El umbral de seguridad se incrementa a frecuencias por encima y por debajo de ésta, y si la corriente viene a muy alta frecuencia (>100Hz) puede utilizarse con seguridad. Aislamiento del paciente (toma de tierra) Todos los equipos de monitorización eléctricos permanecen aislados, pero si este aislamiento se deteriora la corriente puede salir al exterior y hacer que salten los fusibles o que se funda el circuito eléctrico. Si el equipo no tiene toma de tierra, la corriente no puede salir y el fusible no saltará, quedando el equipo cargado eléctricamente, de forma que si alguien lo toca recibirá la descarga que debiera haber ido a la toma de tierra. Si la per-

sona está de pie sobre un suelo electrostático (de alta resistencia al paso de la corriente) la corriente de 220V tendrá unos 12 mA, suficiente para producir dolor. Pero si la persona tiene las manos mojadas y toca a la vez el equipo y un dispositivo que sí tenga toma de tierra, sufrirá un latigazo eléctrico de 120mA, suficiente para producirle una fibrilación cardiaca. Sólo si se desenchufa el equipo de la red, podrá solucionarse el problema. La parte del equipo que contacta con el paciente no debe trasmitir ninguna electricidad. El circuito-paciente no debe tener toma de tierra, porque, si no, la corriente pasará a través del paciente. Las mantas de aspecto plateado ("space blankets") que todos hemos visto para cubrir pacientes no deben emplearse en los quirófanos, pues si entran en contacto con equipos metálicos con toma de tierra, trasmitirán la electricidad puesto que ofrecen muy poca resistencia a la misma, al ser ellas mismas metálicas también. Tampoco debe usarse el papel de aluminio por este mismo motivo.

altamente conductoras de la electricidad, y a menudo se utilizan muy próximas a equipos eléctricos (bombas de infusión, monitores,..) Si se derraman sobre estos equipos y llegan a los circuitos eléctricos, pueden hidrolizarse y formar una mezcla explosiva de hidrógeno y oxígeno al paso de la corriente eléctrica. Podemos , a continuación, exponer las razones que justifican la adquisición de equipamiento de monitorización anestésica, utilizable igualmente en la UCI: Algunos parámetros clínicos como por ejemplo la ETCO2, sólo pueden medirse con ayuda instrumental. Los monitores son mucho más sensibles que nuestros sentidos a la hora de valorar cambios en algunas constantes. La pulsioximetría es capaz de detectar descensos de la SaO2 mucho antes de que aparezca la cianosis. En general, cuanta mayor información se posea de un paciente, mejor para poder tomar una decisión en cuanto a qué debemos hacer. La información que nos suministran los monitores es directa y lista para ser analizada. Los pacientes se pueden monitorizar a distancia. Podemos utilizar los registros de monitorización como pruebas en caso de demandas o accidentes. Los datos de la monitorización son reales, se pueden archivar y se pueden emplear para publicar los resultados, efectuar estudios estadísticos y retrospectivos, eliminando el componente subjetivo en la valoración clínica del animal. 

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Microshock Se ha visto que corrientes de 100 microamperios son capaces de producir fibrilación cardiaca si se aplican a un área muy pequeña del miocardio. Esto se sabe muy bien y se tiene muy en cuenta cuando se coloca un marcapasos transvenoso, o se introduce un catéter lleno de contraste radioopaco conductivo o se coloca una línea de PVC con suero salino. Para prevenir estos accidentes deben utilizarse guantes que aíslan al facultativo del paciente. Quemaduras eléctricas Si la placa del electrobisturí no funciona de forma efectiva, la corriente pasará a un electrodo de ECG que tenga toma de tierra, a una sonda de temperatura o a un trasductor de ultrasonidos. Las mantas eléctricas son especialmente peligrosas si los termostatos están estropeados.

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Algunas de las limitaciones que pueden afectar al uso de estos equipos son: El precio. Normalmente los equipos son caros. Ineficaces y peligrosos si se utilizan erróneamente (ver seguridad del paciente) Se precisa tiempo para preparar el monitor y calibrarlo, etc. Se precisa un nivel de conocimientos suficiente para interpretar los datos que se obtienen y actuar en consecuencia. 

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Fluidos conductivos La mayoría de las soluciones electrolíticas que se utilizan el la UCI son

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Monitorizaciónanestésicaavanzadaen pequeñosanimales

Cardiovascularyrespiratoria P o D r J .I . C ru z C er tV A D EC V Hospital Clínico Veterinario. Facultad de Veterinaria  Universidad de Zaragoza 

NIVEL DE MONITORIZACIÓN RECOMENDABLE

Existen diferentes criterios (según grupos y colectivos profesionales) en cuanto a cuál debe ser el mínimo recomendable. En anestesia humana se recomiendan de forma muy general las técnicas de pulsioximetría y capnografía junto con electrocardiografía y tensión arterial incruenta para la mayoría de los pacientes. Por supuesto que cada caso será diferente y cada procedimiento quirúrgico necesitará requerimientos de monitorización propios. En la UCI, la monitorización tiende a ser más invasiva y completa. En el ejercicio de la clínica de pequeños animales no existen acuerdos tan normalizados y depende mucho del tipo de clínica, y servicios que ofrece. A nuestro juicio los establecimientos veterinarios que deberían disponer de suficientes equipos de monitorización incluyen los hospitales de referencia, los hospitales docentes y las unidades de cuidados intensivos. En general cualquier establecimiento que oferte cirugía programada (electiva o no) ó de urgencia y hospitalización a sus clientes. En este recorrido nos centraremos en la monitorización hemodinámica, incluyendo la presión arterial invasiva y no invasiva, presión en arteria pulmonar y presión venosa central. De la monitorización respiratoria incluiremos la capnografía, pulsioximetría y gasimetría arterial. MONITORIZACIÓN HEMODINÁMICA

Presión arterial La presión arterial (PA) es el producto final de interrelacionar el gasto cardia26

co (GC), y la resistencia vascular sistémica (RVS) que a su vez está relacionada con la capacidad vascular y el volumen sanguíneo. La fórmula es: (PA= GC x RVS) Tambien puede definirse la presión arterial como la fuerza lateral por unidad de área ejercida sobre la pared de una arteria Si alguno de estos parámetros esta alterado de tal forma que decrece la PA, los otros tratarán de compensar y restaurar la PA. Cuando uno o más de estos parámetros están severamente alterados la compensación no es posible y la PA decrecerá a niveles inaceptables. ó incompatibles con la vida. La PA es importante porque es la responsable de la circulación coronaria y cerebral. La perfusión de los tejidos periféricos está regulada por el tono arteriolar precapilar. Las principales partes de la onda de presión son la presión arterial sistólica ó PAS que es la presión máxima obtenida con cada eyección cardiaca, presión arterial diastólica ó PAD que es la presión mínima antes del próximo ciclo de eyección, la presión arterial media ó PAM que es la PAD más un tercio de la diferencia entre la PAS y PAD. Por último está la presión de pulso , que es la diferencia entre la PAS y PAD. En ocasiones se piensa que la presencia de un pulso fuerte es garantía para una circulación eficiente, con valores de presión arterial elevados. No obstante, la presión y fuerza del pulso no está en relación directa a la presión arterial media (PAM), sino en relación a la diferencia entre la presión sistólica (PS) y diastólica (PD). Por tanto, el pulso

puede ser fuerte a pesar de que la presión sistólica sea baja siempre que la presión diastólica sea correlativamente mucho más baja; por contra puede ser débil si la presión sistólica es alta pero la diastólica también lo es y por ello presenta pocas diferencias con la sistólica. Incluso es posible tener un pulso bueno en un paciente hipotenso si la onda pulsátil es alta y estrecha (como durante la resucitación cardiopulmonar o en pacientes con persistencia del conducto arterioso). En estos casos la PAM está más próxima a la PAD. Pulso fuerte: PS= 75 mm Hg PD= 20 mm Hg Pulso débil: PS=140 mm Hg PD=125 mm Hg La PAS está determinada fundamentalmente por el volumen de eyección y por la elasticidad de la pared arterial. La PAD depende del discurrir de la sangre por los capilares y el sistema venoso y del ritmo cardiaco. Ritmos cardiacos lentos, vasodilatación y volúmenes de eyección pequeños provocan PAD bajas. La PAM es fisiológicamente la más importante porque representa la presión media circulante que determina la perfusión a nivel cerebral y coronario. La PA se puede medir por métodos directos o indirectos. La técnica indirecta con esfigmomanómetro implica la aplicación de un manguito oclusor sobre una arteria en un apéndice cilíndrico (extremidad). El inflado del manguito aplica presión sobre el tejido subyacente y ocluirá totalmente el flujo sanguíneo cuando la presión exceda la

MONITORIZACIÓN ANESTÉSICA AVANZADA EN PEQUEÑOS ANIMALES

PAS. A medida que la presión del manguito va decreciendo, la sangre vuelve a fluir intermitentemente cuando la presión extraluminal cae por debajo de la PAS. La PAS es aquella presión del manguito a la que se detecta, distal al manguito oclusor, flujo sanguíneo o presión arterial. El flujo sanguíneo será continuo cuando la presión extraluminal caiga por debajo de la PAD. Las técnicas indirectas requieren de una arteria que sea lo suficientemente grande y superficial para que las pulsaciones puedan ser determinadas por algún método externo. Las arterias más utilizadas en pequeños animales son la metatarsiana dorsal, metacarpiana y metatarsiana ventral. La anchura ideal del manguito debe ser un 38%-40% de la circunferencia de la extremidad Si el manguito es aplicado demasiado apretado, las medidas que se obtienen pueden ser erróneamente bajas ya que el propio manguito estará ocluyendo parcialmente la arteria y se necesitará muy poca presión adicional para ocluir totalmente la arteria. Si el manguito es colocado muy flojo las lecturas obtenidas serán erróneamente altas ya que se necesitará mucha presión adicional para ocluir la arteria. La posición de la extremidad también es fundamental para obtener medidas exactas, ya que si la extremidad está demasiado flexionada las lecturas pueden ser bajas ya que los vasos pueden encontrarse parcialmente ocluídos a la altura de las articulaciones. El método oscilométrico es, quizás, el más conveniente para la monitorización intraoperatoria por su facilidad de uso y por la razonable fiabilidad de sus resultados. Determina la presión arterial de forma intermitente y automática midiendo la magnitud de las pulsaciones arteriales por medio de un manguito inflado con aire. La PAS se toma en el momento en que las fluctuaciones de la presión dentro del manguito comienzan a incrementar su tamaño. La PAD se estima en el momento en que ya no hay más fluctuaciones. Puede dar lecturas erróneas cuando la extremidad se mueve, si hay arritmias o cuando la presión arterial media cae por debajo de 60mmHg (grave hipotensión). Los valores son ligeramente superiores a las medidas directas. En este método oscilométrico están basados los instrumentos comerciales que automáticamente inflan y desinflan el manguito, y que miden la PAS, PAM, PAD y frecuencia cardíaca. (ver gráfica)

Determinación oscilométrica de la presión arterial 

El método Doppler, que emplea ultrasonidos, también es fiable y muy sensible en animales. El sensor se coloca encima de una arteria, y mediante un amplificador de sonido se escucha el flujo sanguíneo dentro de la arteria. Este sistema permite, además, valorar la frecuencia cardiaca y la calidad del pulso.

Es fácil de usar, aunque requiere una persona para poder hacer mediciones cada 5 minutos. Comercialmente existen distintos modelos: - unos que detectan el flujo sanguíneo (Transcutaneous Doppler Blood Flow Detector, Parks Electronics, Beaverton, Ore.) que nos permiten medir la PAS. - otros que detectan el movimiento de las paredes de las arterias (Doppler Ultrasonic Blood Pressure Instruments, Roche Medical Electronics, Cranbury, N.Y) que nos permiten medir la PAS, PAM y PAD. La medida directa o invasiva de la presión arterial permite una medición continua y más exacta de la presión sanguínea pero requiere la cateterización de una arteria por un procedimiento de punción percutánea o abordaje quirúrgico. En el perro despierto las arterias más accesibles para la cateterización percutánea son la femoral, metatarsiana dorsal, radial y braquial (CUIDADO: rodeadas de muchos nervios) En el perro anestesiado se puede cateterizar la arteria lingual o se puede realizar un abordaje quirúrgico a cualquier otra arteria. En el gato se suelen abordar quirúrgicamente la femoral o la carótida. El sistema se compone por el catéter-tubo de baja compliance-trasductor, y debe ser capaz de responder adecuadamente incluso cuando la onda de presión arterial tenga su máxima amplitud. Para minimizar los errores de lectura el tubo de baja compliance (inelástico) debe ser lo más corto posible y el trasductor debe colocarse al nivel de la válvula tricúspide (entre el esternón y el hombro con el animal en decúbito lateral). Debe validarse a cero (calibrarse) antes de su uso. Muchos equipos permiten la calibración automática. Debe saber interpretarse la forma de la onda de presión arterial, pues la información que ofrece, independientemente de los valores de PAS, PAD y PAM, es mucha. El ritmo de ascenso indica la contractilidad, el de descenso la resistencia periférica y los cambios exagerados de tamaño durante la respiración sugieren hipovolemia. La PAM se calcula integrando el área bajo la curva. (ver gráfica).

mmHg PAS PAD PAM

PERRO 110-160 70-90 85-120

GATO 110-160 70-90 85-120

Valores considerados normales en pequeños animales  (Grosenbaugh, D.A.; Muir, W.W. 1998) 

Limitaciones técnicas Los métodos no invasivos han sido estudiados en los animales, a fondo y por diferentes autores a lo largo de esta 27

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última década, para comprobar su sensibilidad, precisión y exactitud de los mismos en relación a los métodos cruentos. La sensibilidad es la capacidad de detectar cambios cuando éstos ocurren. La precisión indica qué cerca se encuentra el valor obtenido con el real. La exactitud es un indicador de la repetibilidad de la medición y es el más importante de los tres. El desarrollo de los sistemas doppler mejoró la sensibilidad de estas técnicas y permitió su uso en animales, y los estudios hechos hasta ahora indican que, en perros, los valores de PAS obtenidos con el doppler se correlacionan bien con los obtenidos de forma simultánea por métodos cruentos en un amplio margen de valores. Hay un estudio de Binns, S.H. en 1995 (JVet Intern Med 9:405-414) que indica que los datos de PAS con doppler fueron más precisos que los obtenidos por el método oscilométrico, en gatos. Los valores, como media, se aproximaron un 72 % más a los valores directos. La explicación pudiera ser debido al tamaño del gato, que hace difícil detectar las pulsaciones arteriales. Otros estudios indican que debe añadirse un factor de corrección de 17 mmHg a las lecturas obtenidas de PAS en gatos por el método doppler. Hay que tener en cuenta que estos estudios se hicieron en condiciones de experimentación. En el perro y en situación ideal (normotensión, animal sano,....) los valores obtenidos con el método oscilométrico se encuentran dentro de un rango de 10 mmHg con relación al método cruento. La tendencia, sin embargo es a infraestimar los valores de PA en los rangos más altos y a sobreestimarla en los rangos más bajos. Los valores oscilométricos en el perro, para la PAS tienden a ser 10-15 mmHg por debajo de los directos. Situaciones extremas La vasoconstricción periférica por hipovolemia, hipotensión, shock, excitación o el empleo de drogas vasoactivas pueden originar la imposibilidad de registrar la PA por métodos indirectos, o en su caso la determinación se enlentece o es muy inexacta. En estos casos parece que el doppler ofrece las mejores respuestas. El método oscilométrico infraestima la PAS en perros hipertensos, según Muir. WW, Grosenbaugh, D.A en 1996. PRESIÓN ARTERIAL EN CUIDADOS INTENSIVOS

Los animales que precisan cuidados intensivos se encuentran a menudo hipotensos (hipovolemia, deshidratación, hemorragia). Otras causas incluyen un bajo gasto cardiaco por lesión del corazón, o shock séptico. Si la hipotensión es muy grave, puede dar signos clínicos muy claros (palidez, frialdad de extremidades,...), pero puede haber una hipotensión en el límite evidenciable clínicamente que sólo mediante una adecuada monitorización de la misma podremos descubrir. recordamos que la PAM mínima para una adecuada perfusión renal y cerebral es de 55 - 60 mmHg. Los métodos no invasivos para la monitorización de la PA en cuidados intensivos pueden proporcionar una información intermitente, que permite iniciar una terapia correctora del problema de forma temprana. Además pue28

den emplearse también para evaluar la respuesta a la fluidoterapia, y a otras drogas que se precise administrar al animal. El método invasivo, sin embargo, es indudablemente mejor en estos casos, aunque sus limitaciones pueden hacerlo impracticable. Técnica

VENTAJAS

LIMITACIONES

INVASIVA

valores "verdaderos" continua precisa

cruenta técnicamente difícil problemas a medio plazo

DOPPLER

incruenta, sensible, precisa cualquier tamaño calidad del pulso

intermitente ¿diastólica?, ¿media? requiere atención

OSCILOMÉTRICA

incruenta proporciona la PAM útil en animales despiertos

intermitente inexacta en animales muy pequeños arritmias, ¿¿movimientos??

PLETISMOGRAFÍA

incruenta ofrece la onda de presión no afecta el movimiento

poca experiencia en animales sólo en pesos < 10kg

Ventajas y limitaciones de los distintos métodos de monitorizar la   presión sanguínea 

Presión venosa central (adaptado de Cons. Difus. Vet. 2001 (9) 77: 114) La presión venosa central (PVC) es la presión interna de la vena cava anterior intratorácica o de la aurícula derecha. Mide la habilidad del corazón para bombear los fluidos que llegan hasta él y es una estimación de la relación entre el volumen sanguíneo y la capacidad sanguínea. Debería ser medida siempre que se sospechase de un fallo cardiaco o cuando se espera que se produzca un cambio rápido en el volumen sanguíneo (fluidoterapia de reemplazo). La PVC tiende a aumentar cuando la bomba cardiaca comienza a fallar, en situaciones de venoconstricción (existe una disminución en la capacidad) y en hipervolemias. La PVC decrecerá con la vasodilatación (se incrementa la capacidad) y con la hipovolemia (decrece el retorno venoso). La PVC va a estar afectada por los cambios en la presión intrapleural durante la ventilación espontánea (causa decrecimiento rítmicos) o a presión positiva (causa un incremento). Las toracotomías causan un incremento en la PVC de 2-6 cm de H 20. Si se obstruye el retorno venoso periférico durante cirugía abdominal alta o cirugía torácica puede hacer descender la PVC. Ya que la PVC está afectada por muchas variables, todas las medidas deben de correlacionarse con la historia reciente del paciente, con otras medidas previamente realizadas y con la medida de otros parámetros cardiovasculares antes de realizar una interpretación. El catéter se posiciona, habitualmente en la vena yugular evitando llegar a la aurícula derecha ya que podríamos estimular la aparición de arritmias (esto se hace mejor con ayuda del ECG) Se verifica la correcta colocación del catéter por las fluctuaciones que se observan en el menisco del fluido, que se corresponden con los latidos cardiacos y otras oscilaciones más grandes que se corresponden con la ventilación. El catéter debe de ser de un calibre superior a 20 G (tipo drum o similar) Una vez que el catéter es insertado se conecta a un tubo de extensión, y mediante una llave de tres vías a una columna (manómetro) y a una botella de SSF. El "cero" debe buscarse a la altura del manubrio esternal. Para lograr una medición se cierra primero la llave hacia el paciente y se llena la columna con fluido de la botella.

MONITORIZACIÓN ANESTÉSICA AVANZADA EN PEQUEÑOS ANIMALES

Luego se cierra la llave hacia la botella y se abre hacia el paciente, de forma que el fluido de la columna se equilibre con la PVC al final del catéter. Siempre sobrellenar la columna para que el fluido entre en el paciente durante la equilibración. La presión venosa central normalmente está entre 0 y 10 cm de H20. Sin embargo, lo más común es obtener medidas entre 0 y 5 cm de H20. Medidas entre 15 y 20 cm de H20 son muy altas y se debería conocer la causa para tratar de corregirla. La presencia de una PVC alta no contraindica la administración de fluidos cuando otros parámetros cardiovasculares indican hipovolemia. De hecho, en ocasiones la PVC decrece tras la fluidoterapia debido a que se elimina la vasoconstricción simpática. Electrocardiografía Los monitores de ECG que se emplean en anestesia pos een tres o cuatro electrodos y una pantalla, a modo de osciloscopio, donde aparece el recorrido del electrocardiograma. También suelen ofrecer la cifra de FC. Van equipados con alarmas que avisan cuando la FC es mayor o menor que la cifra programada. La mayoría de equipos diseñados para uso en el hombre son válidos para uso en pequeños animales, aunque pueden existir limitaciones para captar frecuencias cardiacas por encima de 250 /min. La mayoría de ellos no dispone de registro escrito, aunque cabe la posibilidad, como en el "Sylogic", especialmente diseñado para uso en veterinaria, de conectar una impresora de papel continuo. Esta misma firma comercializa un monitor de FC con posibilidad de conexión a un ordenador personal a través de una inteface y almacenar de esta forma los registros. La utilidad del ECG como monitor anestésico y en cuidados intensivos se centra en la posibilidad de detectar arritmias, que pueden comprometer el gasto cardíaco. Las más comúnmente observadas son las bradiarritmias, extrasístoles ventriculares, complejos ventriculares prematuros, taquicardia supraventricular, taquicardia auricular, taquicardia ventricular y bloqueos AV. Si los equipos son obsoletos pueden que no dispongan de filtros suficientes y las interferencias pueden ser importantes. Conviene disponer también de posibilidad para el registro escrito. En otro apartado más extenso de estas jornadas se tratan los problemas cardiacos y electrocardiográficos con mayor profundidad. Gasto cardíaco Es el volumen de sangre que bombea el ventrículo por unidad de tiempo (l/min), según la formula GC=VSxFC donde VS es el volumen sistólico y FC la frecuencia cardiaca. El equipamiento que se precisa para medir el GC es muy caro y no es práctica habitual en la clínica, ni como monitor anestésico, ni en cuidados intensivos. La utilidad de disponer de la cifra de GC es que a partir de ella se pueden calcular matemáticamente muchas constantes hemodinámicas como el índice cardiaco, resistencias vasculares sistémicas, pre y postcarga ventriculares, índices ventriculares y volumen de eyección ventricular. Además permite ajustar el tratamiento encaminado a estabilizar hemodiná-

micamente al paciente (precarga, postcarga, y contractibilidad cardíaca). Para medir el gasto cardiaco se coloca un catéter de Swan-Ganz en la arteria pulmonar a través de la yugular (ver figura). La técnica más común es la de termodilución, que consiste en inyectar un bolo de dextrosa al 5% a 4º C en la aurícula derecha y luego se mide la temperatura de la sangre que fluye a través de la arteria pulmonar. A partir de ahí  se calcula el volumen de eyección y el gasto cardíaco. El GC también se puede medir con un sistema doppler. La sonda se colocan en el esternón o intraesofágica y mide la velocidad de la sangre en la aorta. Conociendo el diámetro de la aorta se calcula el gasto cardíaco.

Catéter de Swan-Gantz para mediciones de hemodinamia 

Forma de las ondas que se observan con un catéter de  Swan-Gantz, dependiendo de su situación 

Enfermedad cardíaca

coronaria, valvular, cardiomiopatía

Enfermedad pulmonar

síndrome de distres respiratorio COPD

Fluidoterapia compleja

shock, sepsis, quemados IRA, pancreatitis hemorrágica

Cirugías específicas

bypass coronario, valvuloplastias pericardiectomía shunt portosistémico

Indicaciones clínicas para colocar un Swan-Gantz en el hombre 

MONITORIZACIÓN RESPIRATORIA

Siempre existe la necesidad de disponer de un monitor que indique el estado ventilatorio del animal, pues de la adecuada oxigenación de los tejidos dependerá el resto de funciones vitales. Pulsioximetría (SpO2) La medición incruenta de la saturación arterial de oxígeno (SpO2) ha sido quizás la técnica de monitorización más revolucionaria de los últimos años. Ello se ha debido al desarrollo de la oximetría de pulso, también llamada pulsioximetría y de los pulsioxímetros, que son los aparatos que se emplean para medirla. Estos equipos estiman el porcentaje de saturación de oxígeno de la Hb de la sangre arterial. El principio de la oximetría se basa en la ley de Lambert-Beer sobre absorbancia de luz de un soluto (Hb) disuelto en otro soluto (plasma) El pulsioxímetro posee un fotoemisor, que produce dos longitudes de onda en el espectro rojo e infrarrojo (660 y 29

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940 nm). El fotodetector, colocado enfrente del emisor y atravesando una porción de tejido (lengua, pabellón auricular, labio.) detecta la diferencia de absorbancia de cada tipo de Hb (oxigenada y reducida) en cada onda de pulso. En el apartado de gasimetría se explica con más detalle todo lo relacionado con la SpO2 y con la SaO2 que es la medición efectuada a partir de una técnica invasiva (muestra de sangre arterial).

el hombre es de 7,36 - 7,44).Variaciones de 0.1 unidad por encima o por debajo son ya causa de cambios fisiológicos y metabólicos importantes, que pueden reflejarse incluso en alteraciones del SNC El descenso del pH se llama acidosis y puede llevar a la muerte por coma. La elevación del pH se llama alcalosis y puede llevar a la muerte por tetania o convulsiones. En el organismo hay tres sistemas que controlan el pH y actúan frente a modificaciones de éste. Estos mecanismos de control son: - físico - químico o sistema tampón - respiratorio - renal El sistema tampón es de actuación inmediata. Tarda unas 4 - 5 horas en alcanzar su máxima eficacia. Consiste en la relación entre una sal (básica) de un ácido débil y el ácido débil. El sistema más importante es el sistema bicarbonato: NaHCO3 ( sal ) H2CO3 (ác. débil)

Esquema de funcionamiento de la sonda del pulsioxímetro 

Curvas de absorbancia de la luz roja e infrarroja, como base para  la medición de la SpO2 

GASIMETRÍA ARTERIAL

Es una técnica invasiva, que complementa a la anterior y ayuda a establecer el estatus ventilatorio del animal, además de informar del equilibrio ácido-básico y de su evolución. Consiste en la medición de las presiones parciales de O2 y CO2 (PaO2 y PaCO2) en sangre arterial. También se podría hacer el análisis en sangre venosa, pero los valores son menos fiables porque están influidos por la función cardiaca y la circulación periférica. Parámetros implicados y su definición I. pH Es la concentración de hidrogeniones (H+). Define el equilibrio ácido - básico. El intervalo de pH oscila entre 1 (ácido) y 14 (básico), siendo 7 el neutro (hay la misma cantidad de H+ que de OH- o hidroxilos)(7). El pH normal en perro es de 7,35 - 7, 45, que corresponde a una concentración de H+ de 45 - 35 nmol / L (en

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El sistema respiratorio es de actuación rápida y dura hasta el paro respiratorio o la fatiga muscular. El centro respiratorio del bulbo raquídeo (SNC), mediante receptores específicos sensibles a las variaciones de CO2 , regula la ventilación. El sistema respiratorio regula el pH reteniendo CO2 (hipoventilación) o eliminándolo (hiperventilación). Hipoventilación  retención alveolar de CO2 y H2CO3 plasmático  incremento de PaCO2 (>45 mmHg)  disminuye pH  acidosis respiratoria. Hiperventilación  eliminación alveolar de CO2 y H2CO3 plasmático  disminución de PaCO2 (< 35 mmHg)  incremento pH  alcalosis respiratoria. (Recordad que en el capilar pulmonar el H 2CO3 es catalizado por la anhidrasa carbónica a H 2O y CO2). El sistema renal alcanza su efectividad máxima en 4 a 5 días. El riñón controla el descenso del pH excretando ácidos que contengan H+ (HCl, NH4Cl) y reteniendo bases que contengan OH- (NaHCO3); y controla el incremento del pH excretando bases que contengan OH- (KHCO3) y reteniendo ácidos que contengan H+ (HCl). II. Presión Arterial de Oxígeno (PaO2) Se refiere a las moléculas de oxígeno libres en el plasma. No tiene en cuenta el oxígeno de la hemoglobina (Hb), por lo tanto, la PaO2 no nos dice cuánto oxígeno hay en la sangre. Para conocer este dato necesitamos conocer la saturación de oxígeno (SaO2 ó SpO2) y el contenido de Hb. La cantidad de O2 (CaO2) disuelto en el plasma viene determinada por la presión de oxígeno alveolar (PAO2) y la estructura pulmonar (membrana alvéolo-capilar, es decir, influye la relación ventilación-perfusión). No influye la Hb, ni su cantidad ni su forma; por eso un paciente con anemia o metahemoglobinemia tiene una PaO2 normal. III. Saturación arterial de Oxígeno (SaO2) Se refiere al porcentaje de grupos hemo de la Hb que están ocupados por oxígeno, medido en sangre arterial.

MONITORIZACIÓN ANESTÉSICA AVANZADA EN PEQUEÑOS ANIMALES

Por ejemplo, una SaO2 del 97% quiere decir que de 100 sitios de unión de la Hb, 97 están ocupados por moléculas de oxígeno. Cada molécula de Hb tiene cuatro grupos hemo donde se une el oxígeno. La SaO2 por sí sola no nos dice cuánto oxígeno hay en la sangre, para eso necesitamos conocer el contenido de Hb. La SaO2 viene determinada principalmente por la PaO 2. Ambas se relacionan por la curva de disociación de la oxihemoglobina, la cual tiene la siguiente forma:

De esta curva cabe destacar los siguientes aspectos: - Por encima de una PaO2 de 70 mmHg la curva de disociación tiende a aplanarse. - Por debajo de una PaO 2 de 60 mmHg la curva presenta una pendiente muy prolongada (desaturación). - Estos dos valores (60 - 70 mmHg) corresponden a la franja de PaO2 a partir de la cual el oxígeno pasa a los tejidos. - Entre una PaO 2 de 100 mmHg y 60 mmHg, la cantidad de oxígeno liberada por cada mmHg que disminuye la PaO2 es muy reducida. - Por debajo de 60 mmHg, pequeños descensos de PaO2 hacen que se liberen cantidades importantes de oxígeno (se corresponde con la pendiente brusca de la curva, que está dentro de los valores de PaO2 que existen en los tejidos, lo que indica que la cantidad de O 2 liberado es muy sensible a pequeñas variaciones de PaO2 causadas por la demanda metabólica tisular). - A una PaO2 de 40 mmHg, que es el valor medio tisular, la Hb pierde el 25% del oxígeno, cantidad que puede ser mayor en tejidos metabólicamente más activos. Los parámetros que producen cambios en la curva de disociación de la oxihemoglobina, tanto hacia la izquierda (disminución de la liberación de oxígeno) como hacia la derecha (aumento de la liberación de oxígeno), influyen en la SaO2. Estos parámetros son pH, PCO2, To y el 2,3 - difosfoglicerato (2,3 DPG) y modifican la curva de la siguiente manera: - aumento de la PCO2 y descenso del pH  desplazan la curva hacia la derecha (incremento de la liberación de oxígeno) - descenso de la PCO2 y aumento del pH  desplazan la curva hacia la izquierda (descenso de la liberación del oxígeno)

- aumento de la T a  disminuye el grado de saturación de la Hb ' desplaza la curva hacia la derecha - descenso de la T a  aumenta el grado de saturación de la Hb ' desplaza la curva hacia la izquierda - el 2,3 DPG se encuentra en altas concentraciones en los eritrocitos, sobre todo en estados de hipoxia. Se fija a la Hb y produce una disminución de su afinidad por el oxígeno, liberándolo. Por lo tanto un incremento de la concentración de 2,3 DPG desplaza la curva hacia la derecha. La SaO2 es independiente del contenido de Hb, por lo tanto la anemia no modifica la SaO2. A más Hb, más moléculas de oxígeno encontraremos en un volumen de sangre, pero el porcentaje de grupos hemo de la Hb ocupados por el oxígeno (SaO2) dependerá solo de la PaO 2 y de los factores que modifican la curva de disociación anteriormente comentados. De esta forma, un paciente puede tener una PaO2 y una SaO2 normal pero tener un contenido en oxígeno (CaO2) bajo, como ocurre en las anemias. El porcentaje de saturación de O2 es de suma importancia, pues a partir del mismo pueden calcularse otras constantes relativas a la oxigenación del animal. Tomando en consideración la curva de disociación de la Hb, un descenso en la SpO 2 ó en la PaO2 producirá un descenso muy marcado de la CaO 2. (ver figura) El significado clínico de la SpO2 es que cualquiera que sea el desplazamiento en la curva de disociación de la Hb, una SpO2 por encima del 90%, asegura una adecuada oxigenación de la sangre arterial. Sin embargo una PaO 2 (presión parcial de O2 arterial) por encima de 60 mmHg, indica que la SpO2 es de un 90%. IV. Contenido en oxígeno (CaO2) La cantidad de oxígeno contenido en la sangre se puede medir directamente o calcular con la siguiente fórmula: CaO2 = Hb (mg/dl) x 1,34 (ml O 2 / mg Hb) x SaO2 + PaO2 x 0.003 (ml O 2 /mmHg/dl)

Siendo: 1,34 = son los ml de O2 por mg de Hb (cantidad de O2 que puede cargar la Hb). 0,003 = solubilidad del O2 en plasma. Se mide en ml O 2  / dl de plasma / mmHg. PaO2 = FiO2 x Presión barométrica (FiO2 es la fracción inspirada de oxígeno, que es 0,21 para el aire ambiental). SaO2 = para conocerla tenemos que saber la PaO2 y mirar en la curva de disociación qué valor le corresponde. También se puede sustituir la SaO2 por la SpO2 obtenida con el pulsioxímetro. Por ejemplo, un paciente con Hb = 15 gr/dl, SaO 2 = 100% y PaO 2= 100 mmHg, tendrá una CaO 2 de : (1.34 x 15 x 100) + (0.003 x 100 ) = 20.4 ml de oxígeno por dl (cifra normal, fisiológica) Esta ecuación indica que el oxígeno en disolución física influye muy poco para el resultado final de la misma, a valores normales de la PaO2. Una vez se ha estimado la CaO2, se puede saber cuál es la cantidad de oxígeno que se liberará en los tejidos, de acuerdo con la fórmula O2 = CaO2 x Gasto cardíaco. Para dejar claros los conceptos de PaO2, SaO2 y CaO2, pongamos un ejemplo:

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M o n i t o r i z a c i ó na n e s t é s i c a a v a n z a d a e n p e q u e ñ o s a n i m a l e s

Tenemos dos pacientes con los siguientes datos: Paciente A: PaO2 85 mmHg; SaO2 95%; Hb 7 mg / dl Paciente B: PaO2 55 mmHg; SaO2 85%; Hb 15 mg/dl ¿Cuál de ellos está más hipoxémico? Paciente A: CaO2=(7x1,34x95) + (0,003x85)=891ml O2 /dl Paciente B: CaO2=(15x1,34x55) + (0,003x55)=1.105,6ml O2 /dl El paciente A está más hipoxémico. V. HCO3- (ión bicarbonato) El HCO3- es un metabolito importante en el control de los desequilibrios ácido - básicos. El HCO3- plasmático está formado por un componente menor respiratorio (CO2 + H2O  H2CO3  H+ + HCO3-) y otro mayor metabólico controlado por el riñón. Se encuentra en continuo equilibrio con el CO 2 a través de la enzima anhidrasa carbónica. Una variación del pH en 0,10 unidades es igual a una variación de bases (HCO3-) de 7 mEq/L. Nos interesa conocer la variación de pH para calcular el exceso de base (EB) y con este dato poder calcular la dosis de NaHCO 3 que tenemos que administrar para corregir una acidosis metabólica. La variación de pH se calcula de la siguiente forma: Variación de pH = pH medido - pH calculado El pH calculado se refiere a los valores de esta tabla (teóricos), que indica el pH que debería existir a una determinada PaCO2: PaCO2 (mmHg) pH (calculado) 30 7,50 40 7,40 50 7,30 60 7,20 Por ejemplo, en un paciente medimos una PaCO2 de 60 mmHg y un pH de 7,30. En este caso, con ese valor de PaCO2 le correspondería un pH de 7,20, por lo tanto la variación de pH es: 7,30 - 7,20 = + 0,10 (variación debida al aumento de base). Si medimos una PaCO2 de 30 mmHg y un pH de 7,40, en este caso el valor de pH que le correspondería sería de 7,50 mmHg, y la variación de pH es: 7,40 - 7,50 = - 0,10 (variación debida a la disminución de base). Una vez obtenida la variación de pH podemos calcular EB con la siguiente fórmula: EB = Variación de pH 0,10

x 7 (mEq/L)

Siguiendo con los ejemplos anteriores, en el primer caso EB = + 1,0 x 7 = + 7 mEq/L; y en el segundo caso EB = 1,0 x 7 = - 7 mEq/L (exceso de base negativo, es lo que ocurre en caso de acidosis metabólica). Existen equipos clínicos que, a la vez que miden PaO2 y SaO2 también nos dan el valor de EB y no es necesario realizar todos estos cálculos. Como ya conocemos el valor de EB (negativo), podemos calcular la dosis de bicarbonato sódico a administrar en caso de acidosis con la siguiente fórmula: Dosis de NaHCO3 =

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- EB x peso (kg) 4

VALORES NORMALES EN EL PERRO pH 7,35 - 7,45 SaO2 97 % PaO2 96 mmHg PaCO2 40 mmHg HCO3 24 mEq / L CASO CLÍNICO: Nuestro paciente se llama "TOM", un Pastor Alemán, macho, de 15 meses de edad. El 18 / 10 / 2000 es atropellado a las 11:00 h. A las 11:45 horas llega a nuestra consulta. Se realiza una exploración general: el golpe ha sido recibido en la zona torácica; el animal presenta disnea, taquicardia y mucosas pálidas, pero no presenta hemorragias externas. A las 12:00 h. se instaura tratamiento de Shock. En la analítica realizada obtenemos un Hto. del 60% y unas proteínas de 7,4 g/dl. Se realiza una radiografía de la zona torácica en la que se observa neumotórax y derrame pleural. Se coloca un drenaje torácico por el cual se extrae aire. Al mover al animal para realizar una radiografía de control, por el drenaje torácico comienza a salir sangre. La cantidad obtenida es muy grande por lo que se realiza una autotransfusión, llegándose a transfundir hasta 400 ml. Como la hemorragia no se detiene se decide entrar a quirófano a las 15:00 h. Se realiza toracotomía lateral y se observa rotura del lóbulo apical del pulmón derecho. Se intenta suturar pero el tejido se rasga por lo que se opta por realizar una lobectomía de dicho lóbulo. La cirugía resulta exitosa. En las gasometrías realizadas obtuvimos los siguientes datos: Valores normales 18/10/00 13:57 h. 19/10/00 13:06 h. pH

7,35 - 7,45

7,22

7,42

SaO2

97%

85

99

PaO2

96 mmHg

58

174

HCO3-

24 mEq/l

16

24

PCO2

40 mmHg

40

38

Como se puede observar, el día del atropello TOM presentaba una acidosis (pH 7,22). Esto se explica porque el hemotórax producía una hipoventilación, lo que conlleva un acumulo de CO2, y por lo tanto de H 2CO3, produciéndose una acidosis respiratoria. Los datos obtenidos el día 18/10/00 son muy alarmantes y los del día siguiente sugieren una recuperación muy rápida, pero si calculamos el contenido de oxígeno (CaO 2) podemos observar que, no hay tanta diferencia de un día a otro. Veámoslo: CaO2 = Hb x 1,34 x SaO2 + PaO2 x 0,003 18/10/00 CaO2=12,5 x 1,34 x 0,85 + 58 x 0,003 = 14,40 ml O2 /dl de sangre 19/10/00 CaO2=10,7 x 1,34 x 0,99 + 174 x 0,003 = 14,71 ml O2 / l de sangre Como podemos observar, el contenido de oxígeno (por debajo de los limites normales, es decir, hipoxemia) no es muy diferente de un día a otro, y es que no debemos olvi-

MONITORIZACIÓN ANESTÉSICA AVANZADA EN PEQUEÑOS ANIMALES

dar que esta cifra está influenciada por el contenido de hemoglobina, y TOM sufrió una grave hemorragia. Este ejemplo nos sirve para recordar que un paciente anémico puede tener los valores de saturación y presión arterial de oxígeno normales, pero no tener suficiente cantidad de oxígeno en sangre, siendo en último extremo éste el dato más importante. Volumen tidal y volumen minuto Se emplea para medir estos parámetros, el clásico respirómetro de Wright. Existen versiones similares, eléctricas o electrónicas, pero basadas en el mismo principio de la rotación de una pequeña turbina que se coloca conectada al tubo endotraqueal ó al circuito de anestesia. Los neumotacógrafos son más caros. FiO2(fracción inspirada de oxígeno) Es la concentración final inspirada de oxígeno. Imprescindible cuando se emplean circuitos con reinhalación (cerrados) o si se administra N 2O. Estos equipos disponen de un electrodo llamado de Clarke, que mide la concentración media de O 2 al final del tubo endotraqueal. Además de monitorizar al paciente, monitorizan la propia máquina anestésica para comprobar que la mezcla que se está suministrando no es hipóxica. Analizadores de agentes anestésicos Miden la concentración (múltiplos de la CAM) de Halotano, Isoflurano,... que se administra al paciente. Pueden resultar útiles para revisar el vaporizador y comprobar que no se ha descalibrado. Son menos necesarios si se emplean circuitos sin reinhalación y vaporizadores de precisión. Analizadores de CO2 capnometría y capnografía (adaptado de : Veterinary International vol 6 nº 3 1994 pp 18-26) Se denominan capnógrafos, y la técnica, capnometría. Consiste en medir la concentración final espiratoria de CO2 (ETCO2), para conocer cómo se desarrolla el intercambio gaseoso y cual es el estado de la mecánica ventilatoria. La ETCO2 es, normalmente, casi igual a la PaCO2 y por lo tanto cualquier modificación en la forma del capnograma indicará cambios en dichos parámetros. La frecuencia respiratoria se puede calcular de forma indirecta a partir del capnograma y la mayoría de los capnógrafos incorporan esta posibilidad. ESTUDIO DEL CAPNOGRAMA NORMAL

El capnograma es la gráfica de la concentración de CO 2, en forma de onda, que se obtiene por medio del capnógrafo y que ha sido medida por un capnómetro El capnograma se puede obtener de forma continua en pantalla o sobre papel milimetrado y termosensible. Las divisiones del papel sobre las que se puede medir y valorar la gráfica son las siguientes: *Ancho: 8 divisiones de 0,5 cm. de lado. Cada división corresponde a 1% en volumen de ETCO2. Es decir, se puede saber en cada onda cuál ha sido, para ese movimiento respiratorio, la tasa final de CO 2 espirado. *Largo: Se mantienen las mismas divisiones de 0,5 cm. de lado. En este caso es preciso puntualizar las 2 velocidades

a las que puede obtenerse el capnograma: rápida o en tiempo real: 12,5 mm./segundo y lenta: 25 mm./minuto. Es decir que midiendo la onda en su longitud podemos conocer la frecuencia respiratoria del animal del que se obtuvo dicho capnograma, en un momento determinado. En la onda del capnograma pueden ser analizadas las siguientes características: 1.Altura: Depende directamente de la ETCO2. Este valor puede expresarse en mmHg o en porcentaje de volumen. En el perro anestesiado el valor normal es de 30-40 mm Hg 3,9 % - 5,2 % 2.Amplitud: Depende directamente de la frecuencia respiratoria. A mayor amplitud, menor frecuencia respiratoria y viceversa. 3.Ritmo: Depende del estado del centro respiratorio, o del ventilador mecánico cuando esté empleándose. En la onda del capnograma y de forma rápida, pueden apreciarse ritmos anormales que pueden estar indicando una profundización excesiva del plano anestésico, o estados metabólicos anormales (Cheyne-Stokes, Biot, Kussmaul). 4.Línea basal: En el capnograma normal debe descender a nivel 0; eso quiere decir que no existe reinhalación de CO2 y que la mecánica respiratoria del animal, el circuito anestésico y los parámetros fijados en el ventilador (si se utiliza I.P.P.V.) son correctos. 5.Forma: Sólo existe una onda normal de capnograma. La forma del capnograma es virtualmente idéntica en todos los pacientes sanos. Cualquier cambio en la misma deberá ser investigado y valorado. y

ORIGEN DE LAS DIFERENTES PARTES DE LA ONDA DE CO2 (CAPNOGRAMA)

A. La primera porción de gas que se exhala procede del espacio muerto anatómico y del equipo y circuito anestésico. No contiene CO2 puesto que no ha llegado a los alvéolos y no ha sufrido intercambio gaseoso. B. Comienza la espiración de la última porción de aire del espacio muerto y del aire alveolar. Por lo tanto, la concentración de CO2 va aumentando. C. Es el plateau de la onda. Esta parte de gas espirado es enteramente alveolar, con abundante carga de CO2. Al final del plateau se obtiene el punto E, correspondiente precisamente a la ETCO2 (concentración final espirada de CO2). La ETCO2 se aproxima mucho a la PaCO2, puesto que se mide cuando el animal exhala gas alveolar puro. D. Corresponde a la inspiración siguiente. La tasa de CO2 cae rápidamente y debe llegar a nivel 0, indicando que TODO el CO 2 ha sido eliminado. Nota: En realidad la ETCO2 no es exactamente la misma que la PaCO2 (presión arterial de CO2) y puede haber una diferen33

M o n i t o r i z a c i ó na n e s t é s i c a a v a n z a d a e n p e q u e ñ o s a n i m a l e s

cia de 3-4 mm Hg menos en la primera. En animales con patología pulmonar (edemas, enfisemas, ...) la diferencia puede ser mucho mayor. Para explicar y entender por qué existe esa pequeña diferencia debemos considerar cómo se realiza el intercambio gaseoso en las diferentes partes del pulmón, considerando el índice ventilación/perfusión. Si existe una zona pulmonar que durante el mantenimiento anestésico se mantiene ventilada pero no bien perfundida, no habrá intercambio gaseoso en ella y, por lo tanto, cuando el animal exhale el aire procedente de esa zona (que será muy pobre en CO 2), se producirá una dilución del aire rico en CO2 procedente de zonas mejor perfundidas; en consecuencia, la ETCO2 será menor. Esta diferencia se acentúa en casos de hipoperfusión pulmonar, embolia pulmonar y, sobre todo, en decúbitos supinos muy prolongados (cirugía de cólico, por ejemplo). Puede darse la situación contraria, en que partes del pulmón estén muy bien perfundidas pero mal ventiladas. Es lo que se conoce como shunt alveolar. Aunque este hecho produce un incremento en la PaCO2, no habrá una diferencia muy importante con la ETCO2, puesto que también esta cifra aumentará. Esta situación es muy grave y puede impedir una adecuada oxigenación sanguínea (hipoxia). Los decúbitos prolongados en équidos, sobre todo en posición supina, y la obstrucción bronquial son las causas más frecuentes en la producción de este shunt (18, 28, 32, 33).

6-7% (45-53 mm Hg) El resto de características son normales.

Causas: Durante el mantenimiento anestésico, la causa más frecuente que origina este capnograma es un volumenminuto demasiado bajo, debido a un inadecuado volumen tidal o frecuencia respiratoria, por manejo defectuoso del equipo de anestesia o por depresión excesiva del centro respiratorio. Además de estos dos problemas ventilatorios, la capnografía puede detectar otros hechos durante el mantenimiento anestésico, que de forma gráfica pueden aparecer según los siguientes ejemplos-patrón: III. Desaparición brusca de la onda de CO2

ALGUNOS EJEMPLOS PATRON DE CAPNOGRAMAS ANORMALES

A continuación ofrecemos unos modelos de ondas de capnogramas que reflejan situaciones en las que la mecánica ventilatoria está alterada, o existe algún problema circulatorio grave. Estos ejemplos deben ser considerados como tales y pueden tomarse como patrones en la interpretación posterior de capnogramas reales. Pensamos que estos ejemplos ayudarán a comprender mejor el uso clínico de la capnografía en la monitorización anestésica. I. Capnograma de Hipocapnia-Hiperventilación

Características Siendo normales todas las partes de las ondas, se aprecia una brusca desaparición de la onda siguiente. Causas: La más común es la desconexión del animal del circuito anestésico o del ventilador. Esto puede suceder en cirugía de cabeza y cuello, con el campo operatorio cubierto por los paños quirúrgicos, y tras una maniobra brusca que haya podido desituar la cabeza del animal. Otras posibilidades incluyen una obstrucción completa de la vía aérea, que será preciso investigar y un paro cardiaco. IV. Capnograma de falta de relajación muscular

Características: El punto E del capnograma no alcanza la altura correcta, quedándose por debajo de la tasa normal de eliminación de CO 2. El resto de características son normales. Causas: Durante el mantenimiento anestésico, este capnograma es consecuencia de un volumen-minuto demasiado elevado. También puede presentarse en casos de dolor o shock (fracaso periférico). II. Capnograma de Hipercapnia-Hipoventilación Características: El punto E del capnograma supera el valor normal de ETCO2 situándose en cifras por encima del 34

Características: Se observa una muesca en la rama espiratoria de la onda, que alcanza tasas de CO2 más altas, correspondiente a un movimiento respiratorio del animal insuficientemente relajado. Causas: La falta de relajación muscular hace que la respiración del animal sea asincrónica con la frecuencia res-

MONITORIZACIÓN ANESTÉSICA AVANZADA EN PEQUEÑOS ANIMALES

piratoria del ventilador y, por lo tanto, hay movimientos respiratorios espontáneos junto con los que produce el respirador, que se reflejan como muescas en la rama espiratoria de la onda del capnograma. V. Reinhalación de CO2

Se puede tomar la temperatura bien rectal o, mejor aún, intraesofágica (core temperature). Para ello son más útiles los termómetros electrónicos de lectura digital continua, con una sonda que se introduce vía rectal o esofágica. Algunos modelos que existen en el mercado son el Aacomonitor ® y el Digithermo®. Diuresis Mediante la cateterización de la vejiga se recoge y mide en una bolsa plástica el volumen de orina producida. La producción de orina es en perros y gatos de 1-2ml/kg/hora. Este parámetro es también indicativo del grado de perfusión renal, que a su vez depende del gasto cardiaco y de la presión arterial media

Características: Lo más significativo de estos casos es que la línea basal de la onda no llega al 0%, que es su valor normal, sino que permanece por encima, señalando un cierto porcentaje de CO2 en el comienzo de la inspiración. A velocidad de 25 mm./min. es muy evidente y fácil de observar. Causas: Un capnograma de estas características se produce cuando el animal reinhala parte del CO 2 espirado. Lo más razonable en estos casos es comprobar el circuito anestésico, válvulas y flujo de gases frescos, así como la cal sodada cuando se emplee circuito cerrado, puesto que la acumulación del CO2 se produce por un mal funcionamiento de estos elementos del equipo de anestesia. VI Oscilaciones cardiogénicas

Características: Se observan muescas en número variable en la rama espiratoria de la onda. El resto de la onda es normal. Causas: El corazón, al golpear contra los pulmones durante el latido cardíaco, origina un flujo de aire al final del tubo endotraqueal. Es más frecuente con frecuencias respiratorias bajas, y cuando el volumen tidal es bajo también. En los équidos se observa al final de espiraciones muy largas (1). Es siempre posible que puedan aparecer combinaciones de estas ondas-patrón, dependiendo del estado clínico del animal anestesiado y del funcionamiento de los diferentes componentes de la máquina anestésica. OTRAS CONSTANTES A MONITORIZAR

Temperatura El termómetro es la pieza más barata de todo el equipo de monitorización. La hipotermia es una de las principales causas, si no la más importante, de morbilidad y mortalidad anestésica en pequeños animales. Es especialmente importante su control en la unidad de cuidados intensivos.

Profundidad Anestésica Se suele monitorizar mediante la atenta observación y comprobación de los reflejos palpebral, podal y anal. También es preciso valorar la posición del globo ocular (rotación ventro medial) En algunas circunstancias estos signos no son fiables, como por ejemplo cuando se emplean relajantes musculares. En estos casos hay que fiarse de otros cambios como frecuencia cardiaca, tensión arterial, lagrimeo o salivación excesivos. Actualmente se está investigando el campo de la EEG (electroencefalografía), pero es todavía muy pronto para poder emplear esta técnica en la clínica diaria, y está reservada únicamente a protocolos experimentales. Recordamos que ningún aparato o máquina debe sustituir los sentidos del propio anestesista. La atenta observación del paciente evitará la mayoría de accidentes. Tres palabras deben recordarse con relación a los sistemas cardiovascular y respiratoria: SECO, SONROSADO y CALIENTE. NORMAS DE MONITORIZACIÓN INTRAOPERATORIA BÁSICA DE LA SOCIEDAD AMERICANA DE ANESTESISTAS Norma I. Personal cualificado de anestesia. Personal cualificado de anestesia debe de estar presente en los quirófanos para la realización de anestesias generales, regionales y vigilancia anestésica monitorizada durante todo el procedimiento. Norma II. La oxigenación, ventilación, circulación y temperatura deberán ser evaluadas continuamente. Oxigenación 

1. Analizador de oxígeno para gases inspirados 2. Observación del paciente Ventilación 1. Auscultación 2. Observación del paciente 3. Observación de la bolsa de reserva Circulación 

1. ECG contínuo 2. Frec cardíaca y presión arterial (cada 5 minutos) 3. Auscultación cardíaca 4. Palpación del pulso 5. Plestimografía del pulso 6. Pulsioximetria 7. Trazo de presión intraarterial 35

F u n d a m e n t o sd e l a a n e s t e s i a r e g i o n a l m e d i a n t e e l u s o . . .

Fundamentosdelaanestesia regionalmedianteelusode estimulaciónnerviosaenla especiecanina P o L ui s C a mp o L V C er tV A D ip lE CV A M R CV S Cornell University Hospital for Animals. Ithaca, USA

L

a primera demostración de la estimulación eléctrica del nervio fue realizada y descrita, utilizando una rana, por Liugi Galvani en 1780. Galvani estimulaba los nervios de la espina dorsal de la rana con un electrodo y se observaban, como respuesta, contracciones de los músculos de la pierna. Más tarde, Von Perthes en 1912 y Pearson en 1955, demostraron que los nervios podían ser identificados por electroestimulación por medio de su respuesta motora, pero serían Greenblatt y Denson en 1962 los Estudios controlados realizados en medicina humana comparando la admistración sistémica de opiáceos con las técnicas regionales sugieren que estas últimas producen mayor analgesia, acortan el tiempo de la recuperación postoperatoria y reducen la estancia hospitalaria (Syngelyn et al. 1998, Capdevila et al. 1999). Hasta fecha muy reciente, las técnicas regionales se han centrado en las técnicas neuroaxiales. De cualquier forma, el bloqueo de nervios periféricos ha demostrado tener la misma capacidad para obtener analgesia pero con una potencialmente menor morbilidad comparada con las técnicas neuroaxiales (Davies et al. 2004). Numerosos estudios han demostrado que la anestesia regional reduce la respuesta fisiológica perioperatoria a los estímulos dolorosos. A pesar de la demostrada habilidad para inhibir el incremento de algunos mediadores de la respuesta al stress quirúrgico, el efecto de la anestesia regional sobre la morbilidad postoperatoria permanece en

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que introdujesen la estimulación nerviosa en la práctica clínica. Durante los años 80, se estudiaron y definieron las características ideales del estimulador nervioso (Raj et al. 1980, Pither et al. 1985). La gran ventaja de la técnica de neuroestimulación es que permite localizar perfectamente el nervio sin necesidad de provocar parestesia (Riegler, 1992), técnica, esta última, que se realizaba en el pasado pero que conllevaba un mayor riesgo de daño nervioso.

controversia. Desde luego, en estudios que comparan la anestesia regional y general, más esfuerzos e intervenciones suelen requerirse durante la anestesia general para obtener los mismos resultados. De cualquier forma, no se han visto diferencias en mortalidad ni morbilidad entre ambas técnicas cuando son manejadas correctamente y se proporciona un buen cuidado postoperatorio. Quizá una mayor concienciación en la calidad del periodo perioperatorio del paciente junto con la aparición de intervenciones menos invasivas (artroscopia vs artrotomia) puede ser un valor añadido para estas técnicas, especialmente para ciertos pacientes o cirugías. PRINCIPALES EFECTOS DE LA ANESTESIA REGIONAL

Mejor control del dolor, descendiendo el riesgo de desarrollo del dolor crónico Movilización mas rápida, mejorando la rehabilitación Menor alteración hemodinámica (comparada con el bloqueo neuroaxial) 

Reducción de la duración del íleo paralítico Mejora del flujo sanguíneo Reducción de la pérdida de sangre perioperatoria 

 

RELEVANCIA CLÍNICA DE LA ANESTESIA REGIONAL

La cuestión importante es saber si los beneficios asociados a la anestesia regional conducen directamente a una mejora clínica cuantificable, esto es, a un descenso de la mortalidad y morbilidad y a un mejor resultado de la cirugía. Posiblemente, las características de la anestesia regional, combinadas con las nuevas técnicas quirúrgicas y los cuidados postoperatorios ( p.e. alimentar lo antes posible al paciente incrementa la movilidad), hacen posible reducir la incidencia y severidad de las complicaciones, el retraso en la recuperación y puede reducir la estancia hospitalaria del paciente.





COMPLICACIONES

La incidencia reportada de daño neurológico tras la utilización de los blo-

FUNDAMENTOS DE LA ANESTESIA REGIONAL MEDIANTE EL USO DE ESTIMULACIÓN NERVIOSA EN LA ESPECIE CANINA

queos de los nervios periféricos en medicina humana ronda entre 1/10.000 (0,01%) y 1/30.000 (0,003%) (Fisher, 2004) El daño del nervio periférico no es tan dramático o potencialmente catastrófico como el daño neuronal más central que puede estar asociado a técnicas neuroaxiales (Chambers, 1992) Hay una enorme disparidad en la incidencia reportada de daño nervioso tras el bloqueo periférico. Falta de sensibilidad temporal, molestias localizadas y hematomas están consideradas como complicaciones leves y de corta duración. De cualquier forma, los beneficios como estabilidad hemodinámica, aumento del control del dolor y una rápida recuperación son importantes razones para aumentar el interés en las técnicas regionales periféricas Las complicaciones neurológicas que pueden surgir tras un bloqueo de un nervio periférico pueden estar causadas por uno o más de los siguientes factores: 1. Trauma mecánico (contacto directo de la aguja con el nervio) 2. Inyección intraneuronal (intrafascicular) 3. Isquemia neuronal 4. Posicionamiento inadvertido de la aguja en una localización no deseada 5. Neurotoxicidad de los anestésicos locales 6. Droga errónea (inyección de una sustancia equivocada) 7. Infección El trauma o contacto directo entre la aguja y el nervio sigue siendo un factor importante. Este trauma puede dañar vasos sanguíneos asociados al nervio, causando un hematoma extra o intraneuronal o un edema, y conducir todo ello a cambios degenerativos o alteraciones de las fibras (Chambers, 1992) El uso de agujas de biseles cortos (p.e. angulos de 30º) puede ayudar a identificar los planos tisulares y, con ello, es menos probable pinchar y lesionar un nervio (Chambers, 1992). Adicionalmente, el uso del neuroestimulador ayuda a valorar objetivamente la proximidad entre la aguja y el nervio. Los anestésicos locales, a las concentraciones clínicamente usadas, no son neurotóxicos si se aplican extraneuralmente (Chambers, 1992). El desarrollo de infección tras la inyección de anestésicos locales, en conocimiento de los autores, es muy poco común y no ha sido implicada como daño en un nervio periférico hasta la fecha. La neuropatía post-bloqueo también puede estar asociada con otros factores como la isquemia producida por el torniquete, neuropatía por la posición del paciente o daño nervioso por la cirugía. En un estudio realizado por Fanelli et al. en 1999 que incluía 3996 pacientes, ningún paciente había padecido daño neurológico permanente atribuido a la anestesia. Más interesante fue el siguiente hecho; la única variable que mostró una asociación significativa con el daño nervioso postoperatorio fue la utilización de presiones superiores de 400 mmHg en el torniquete. Los síntomas de lesión nerviosa tras un bloqueo de nervio periférico suelen manifestarse dentro de las primeras 48 horas. La intensidad y duración de los síntomas también pueden variar con la severidad del daño. En humanos, estos sín-

tomas pueden variar desde un ligero e intermitente hormigueo y falta de sensibilidad ( que puede durar de pocas semanas o llegar a ser permanente), al desarrollo de una parestesia dolorosa, un dolor neuropático, o una pérdida sensitiva y/o debilidad motora, que dure varios meses o años.

EFECTOS SECUNDARIOS FISIOLÓGICOS

FISIOLOGÍA DE LA ESTIMULACIÓN ELÉCTRICA DEL NERVIO

Los impulsos eléctricos que alcanzan un nervio son trasmitidos a lo largo de las fibras nerviosas. Si el nervio contiene fibras motoras, la corriente eléctrica inducirá una depolarización de la membrana del axón y se observará la contracción de su músculo efector. Básicamente, este es el principio fundamental de la estimulación eléctrica del nervio que se utiliza para la anestesia regional periférica. La intensidad de la corriente necesitada para producir una respuesta motora es inversamente proporcional al cuadrado de la distancia entre la punta de la aguja y el nervio. Cuando el bloqueo nervioso es realizado con un neuroestimulador, una respuesta motora,obtenida con una baja intensidad, nos indica la proximidad del nervio. Todo esto se traduce en una mayor tasa de éxito de la técnica local utilizada (De Andres et al. 2001). Los factores que determinan el umbral de estímulo del nervio son: 1.Reobase Es la INTENSIDAD mínima de corriente continua necesaria para excitar la célula si se aplica durante un tiempo suficientemente prolongado.

Tutorial from the Ulm Rehabilitation Hospital (RKU) 

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2.Cronaxia Es la DURACIÓN del estímulo requerida para estimular una fibra nerviosa con una corriente que sea dos veces la reobase. La cronaxia mide la excitabilidad de los diferentes tejidos nerviosos, p.e. la duración de un estímulo eléctrico efectivo requerido para producir una respuesta. La estimulación de fibras selectivas motoras y/o sensitivas ocurre cuando la duración del estímulo (duración del pulso) está dentro de la cronaxia.

TÉCNICAS

Varios factores pueden afectar de forma importante el tiempo de acción del bloqueo del nervio periférico. Estos factores incluyen la concentración y el volumen del anestésico inyectado (Casati et al. 1999), el uso de aditivos (Bernard et al. 1997), la técnica de doble inyección (Bailey et al. 1994), el tipo de respuesta motor evocada obtenida p.e. dorsi o ventroflexión del pié cuando se realiza un bloqueo del nervio ciático (Sukhani et al. 2003) y la intens idad de la corriente a la cual se ha realizado el bloqueo (Vloka et al. 1998). BLOQUEOS DE LA EXTREMIDAD ANTERIOR

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3. Polaridad de los electrodos Los nervios necesitan dos veces la corriente para responder a un estímulo eléctrico cuando el electrodo adyacente es el ánodo ( electrodo positivo/rojo), que cuando es el cátodo (electrodo negativo/negro) 4. Densidad de la corriente en los tejidos biológicos Está influenciado por dos factores: Distancia del electrodo (aguja) al nervio: A mayor distancia entre ambos, mayor es la corriente necesaria para estimular al nervio (Ley de Culombio). La aguja debe ser reposicionada hasta conseguir un estímulo nervioso, utilizándose una baja intensidad. Entonces puede asumirse que el electrodo está cerca del nervio. El área del electrodo que trasmite la corriente: Las agujas de estimulación están completamente revestidas con una cubierta aislante salvo en la punta. Contra menor sea la zona sin aislar, mayor densidad de corriente se produce. Esta mayor densidad de corriente en la punta de la aguja incrementa la exactitud en la localización del nervio.

Bloqueo del plexo braquial: Anatomía El plexo braquial está formado por las ramas ventrales de los nervios espinales cervicales (C6, C7, C8) y el primer torácico (T1). Después de atravesar el agujero intervertebral y la musculatura intertrasversa, emergen a través y cruzando el borde ventral del músculo escaleno, momento en el que se despliegan sobre una amplia área y penetran a la extremidad torácica por el espacio axilar. Los nervios específicos salen del plexo. Estos nervios incluyen el radial, cubital, mediano, musculocutáneo, toracodorsal, supraclavicular, infraclavicular y axilar. La arteria y vena axilar discurren ventromedial a la porción caudal del plexo braquial.

Miller  Tutorial from the Ulm Rehabilitation Hospital (RKU) 

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ricamente vascularizada y para evitar una inyección intravenosa, se debe inyectar el anestésico lentamente y realizar aspiraciones frecuentemente. Es importante no notar ninguna presión durante la inyección del anestésico.

Popesko

Ashdown

Elección del anestésico local En medicina veterinaria, el volumen óptimo de anestésico local no ha sido todavía establecido. La elección del tipo y concentración del anestésico local debe basarse en si el bloqueo es planificado para un acto quirúrgico o para control del dolor perioperatorio. Algunos ejemplos publicados en medicina   veterinaria y humana incluyen,

DISTRIBUCIÓN DE LA ANESTESIA

Técnica El paciente debe posicionarse en decúbito lateral, con el miembro que va a ser bloqueado en la parte superior. Las marcas anatómicas que nos ayudaran a encontrar el punto de inyección incluyen la articulación escapulohumeral, la tráquea, la vena yugular y la arteria axilar. El punto de punción se localiza al nivel de la articulación escapulohumeral, en un plano medial a la escápula. Debe tenerse la precaución de proteger la vena yugular externa que suele encontrarse en esta región. La dirección de inserción de la aguja de estimulación debe ser caudal, con una discreta orientación dorsal respecto el eje del cuerpo. Después de unos pocos centímetros, nos aproximamos al nervio musculocutáneo que y llega a ser evidente por las contracciones del músculo bíceps braquial. Se aprecia la flexión del coso. Adicionalmente, una dosis de prueba, de 1 ml de la solución utilizada, es inyectado, verificando el cese de la respuesta motora después de su administración ( este fenómeno se produce por un desplazamiento del nervio respecto a la aguja por acción de la solución inyectada). Esta técnica nos ayuda a descartar la posibilidad de tener la aguja en una posición intraneural. Al ser esta área

Volumen recomendado para inyectar: 0.25-0.3ml/kg Complicaciones Inyección intravascular, hemorragia, neumotórax, laceración pulmonar, bloqueo cervicotorácico o del ganglio estrellado (síndrome de Horner). Adicionalmente, un bloqueo unilateral del nervio frénico también puede ocurrir, aunque de cualquier manera, este hecho no parece comprometer la función pulmonar en perros ni conscientes ni anestesiados (Lemke et al. 2000). Hay datos que muestran el efecto sobre la ventilación de la parálisis aguda de diafragma causada por bloqueo bilateral del nervio frénico. Stradling et al. (1987) mostraron que una parálisis aguda del diafragma en perros des39

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piertos no alteraba la ventilación ya que se observaba un marcado incremento en la expansión de la caja torácica, debido, sin duda, a una actividad de la musculatura intercostal y accesoria.

tebras lumbares, así que tan pronto como las raíces del plexo lumbar emergen del foramen intervertebral, estas se introducen directamente en el músculo psoas mayor.

BLOQUEOS DE LA EXTREMIDAD INFERIOR

Bloqueo del compartimento del psoas (plexo lumbar) Anatomía El plexo lumbar está situado dentro del músculo psoas. Está formado por el nervio ilioinguinal, femoral cutáneo lateral, genitofemoral, femoral, safeno y obturador. Dichos nervios emergen entre la cuarta y la sexta vértebra lumbar. Este compartimento está limitado ventralmente por la continuación de la aponeurosis de la fascia ilíaca, así produciendo una verdadera cubierta que permite la difusión del anestésico local dentro de ella. El músculo psoas está unido a los procesos transversos y superficies laterales de las vér40

Miller's Anatomy of the Dog 

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El nervio femoral nace de la parte craneal del plexo lumbar (L4-L6) y sigue un curso a través del músculo psoas. A continuación, fuera de la cavidad abdominal y a través del canal femoral, se dirige hacia el músculo cuadriceps femoral. El nervio femoral está acompañado por la arteria y vena ilíaca externa y al entrar al muslo, discurre en una posición entre el músculo sartorio y el pectíneo.

Elección del anestésico local En medicina veterinaria, el volumen óptimo de anestésico local no ha sido todavía establecido. La elección del tipo y concentración del anestésico local debe basarse en si el bloqueo es planificado para un acto quirúrgico o para control del dolor perioperatorio.

DISTRIBUCIÓN DE LA ANESTESIA

La hemipelvis, el fémur y la rodilla (debe ser complementado con un bloqueo del nervio ciático). Allen et al. (1998) reportaron que la unión del bloqueo del nervio ciático al bloqueo del nervio femoral no mejoró la eficacia en la analgesia en procedimientos desarrollados en la rodilla en humanos. De cualquier manera, Ben-David et al. (2004) demostraron que el bloqueo del nervio ciático era necesario para producir una completa analgesia después de una artoplastia total de rodilla. En un estudio realizado por Farny et al. (1994) y usando una combinación del bloqueo del compartimento del psoas y del nervio ciático para anestesias del miembro inferior en personas, se obtuvo un bloqueo sensorial completo en 40 de los 45 pacientes seleccionados (89%). La anestesia de únicamente la zona quirúrgica, además de permitirle una mayor movilidad e independencia, puede alentar al paciente a elegir esta técnica anestésica. Técnica Las marcas anatómicas que nos orientan incluyen los procesos espinosos de las vértebras L4-L5 y el proceso transverso de L5. La aguja de estimulación es avanzada en un plano estrictamente sagital. Cuando contactamos directamente con el proceso transverso de la L5, la aguja es redirigida en una dirección craneal y se profundiza en la musculatura lumbar, buscando la contracción de músculo cuádriceps femoral (movimiento anterior del fémur). Cuando esta respuesta es obtenida con una intensidad de 1 mA, avanzamos la aguja lentamente y descendemos la intensidad a 0,5 mA, La intensidad debe reducirse a 0,2 mA antes de inyectar el anestésico local y chequear la ausencia de respuesta para evitar la administración de la solución dentro de las capas durales y la consiguiente distribución espinal o epidural. Además de esto, una pequeña dosis de 1 ml se administrará para verificar el cese de la respuesta motora tras la inyección (esto se produce por un alejamiento del nervio respecto a la aguja) y por tanto descartar que la aguja esté situada en una posición intraneural. No debe notarse ninguna resistencia al inyectarse el anestésico. Si no se aprecian efectos secundarios después de un minuto, se administra el resto de la dosis de forma lenta.

Volumen recomendado para inyectar: 0.3-0.4 ml/Kg. El músculo psoas tiene la característica de ser un músculo bastante laxo, por ello son necesarios grandes volúmenes para rellenar este espacio y conseguir un buen bloqueo. Así, grandes volúmenes dan como resultado un bloqueo mas rápido y efectivo. Por otra parte, este hecho puede conllevar a un mayor riesgo de toxicidad. Complicaciones La principal complicación de este abordaje es el potencial riesgo a una inyección epidural inadvertida. Farny et al. (1994) reportaron una incidencia de un 9%. Adicionalmente, también se puede observar punción de los grandes vasos (aorta y vena cava).

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BLOQUEO DEL NERVIO CIÁTICO

Anatomía El nervio ciático está formado por las raíces nerviosas de L6,L7 y S1 y se divide en dos componentes: el nervio tibial (medialmente) y el nervio peroneo común (lateralmente). La separación anatómica de ambos componentes es variable. Ocasionalmente, esta división se localiza proximalmente ( a nivel de la cadera), mientras que otras veces es más distal, y se produce en el espacio poplíteo (Miller, 1972). El nervio ciático pasa entre el músculo glúteo superficial y el profundo. Sale por la pelvis a través del foramen ciático mayor y desciende protegido por el trocánter mayor del 41

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Ashdown 

Popesko 

fémur. Entonces desciende lateralmente al bíceps femoral y medialmente al semitendinoso. En su porción proximal, situada caudalmente al nervio, se acompaña de la arteria y vena glútea caudal. DISTRIBUCIÓN DE LA ANESTESIA

Se distribuye por el miembro pélvico, distal a la rodilla. Es importante señalar que un bloqueo del nervio ciático a nivel proximal (abordaje parasacral), bloquea también el nervio cutáneo posterior del muslo, por lo tanto, una combinación entre este bloqueo y el bloqueo lumbar proporcionará una completa analgesia de toda la pierna.

Técnica Las marcas anatómicas incluyen la tuberosidad isquiática y el trocánter mayor del fémur. El paciente se coloca en decúbito lateral, con la extremidad que va a ser bloqueada en la parte superior. En esta posición, el trocánter mayor y la tuberosidad isquiática se deben identificar mediante palpación, y crearemos una línea recta que una ambos puntos. El sitio de punción está en el primer tercio de esa línea, mas próximo al trocánter mayor. La aguja de estimulación es insertada perpendicular a la piel. En el primer avance de la aguja podemos apreciar la contracción de los músculos glúteos, pero este hecho es 42

por estimulación directa de ellos. Si tocamos hueso, la aguja debe redirigirse y volver a buscar en planos más superficiales. La respuesta positiva que debemos buscar es una dorsiflexión del corvejón a una intensidad de 0,5 mA. Como en las otras ocasiones, debemos inyectar 1 ml de la solución para verificar el cese de la respuesta motora y así  descartar una posición intraneural de la aguja. Igualmente, no debemos apreciar resistencia al administrar la solución y si no vemos ningún efecto secundario después del primer minuto, inyectaremos el resto de la dosis lentamente. Selección del anestésico local No se ha definido todavía el volumen óptimo del anestésico local inyectado en medicina veterinaria. De cualquier manera, el bloqueo del ciático requiere un relativamente pequeño volumen de anestésico local para provocar la anestesia del tronco completo (del componente tibial y peroneo). La toxicidad sistémica tras el bloqueo del ciático puede ser más común que en el bloqueo del plexo lumbar, debido a la proximidad de grandes y ricamente vascularizardos músculos.

Volumen recomendado para inyectar: 0.1-0.2ml/kg

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Complicaciones

BLOQUEOS TORACICOS PARAVERTEBRALES

Los nervios torácicos espinales que emergen desde el foramen intervertebral son bloqueados produciéndose un bloqueo ipsilateral simpático y somático. Anatomía El espacio paravertebral torácico es una área con forma de puente que descansa a ambos lados de la columna vertebral. El espacio esta delimitado ventral y lateralmente por la pleura parietal, dorsalmente por el ligamento costotransverso, medialmente por las vértebras y los espacios intervertebrales y cranealmente y caudalmente por las cabezas de las costillas. El espacio paravertebral torácico se continúa con el espacio intercostal lateralmente, espacio epidural medialmente y el espacio paravertebral contralateral mediante la fascia prevertebral.

Selección del anestésico local No se ha definido todavía el volumen óptimo del anestésico local inyectado en medicina veterinaria. El bloqueo depende de la dispersión dentro del espacio para alcanzar las raíces individuales en el nivel de la inyección. Anestésicos locales de mayor duración (p.e. bupivacaina 0,5%) pueden utilizarse sin problemas de producir alteración motora de las extremidades.

Volumen recomendado para inyectar: 0.15-0.3ml/kg Complicaciones

BLOQUEOS TORACOLUMBARES PARAVERTEBRALES

Anatomía El espacio paravertebral es una región formada lateralmente por la pleura parietal (al menos en las porciones torácicas), ventralmente se sitúa el músculo iliopsoas (en la parte abdominal) y medialmente por los cuerpos vertebrales, discos intervertebrales y los agujeros intervertebrales. El espacio paravertebral se continúa con el espacio epidural medialmente y con el espacio paravertebral contralateral mediante la fascia prevertebral. DISTRIBUCIÓN DE LA ANESTESIA

Popesko 

DISTRIBUCIÓN DE LA ANESTESIA

El resultado se traducirá en una anestesia de los dermatomas de forma ipsilateral, que será dependiente del volumen del anestésico local infiltrado y del nivel o niveles bloqueados. Técnica La aguja es insertada a través de la piel utilizando el neuroestimulador con unos parámetros de 2,5 mA, 2 Hz y 0,15 ms. La aguja aislada se avanza ventralmente en una dirección parasagital hasta que contacta con el proceso transverso. En este punto la aguja se va resbalando hasta que se percibe una pérdida de resistencia y una contracción del músculo intercostal correspondiente a la zona a bloquear. La intensidad es poco a poco disminuida hasta que vemos la respuesta intercostal/abdominal correspondiente a una intensidad de 0,5 mA ( Naja et al. 2004). En este punto, debemos inyectar 1 ml de la solución para verificar el cese de la respuesta motora y así descartar una posición intraneural de la aguja. Igualmente, no debemos apreciar resistencia al administrar la solución y si no vemos ningún efecto secundario después del primer minuto, inyectaremos el resto de la dosis lentamente.

No se ha definido todavía el volumen óptimo del anestésico local inyectado en medicina veterinaria. El resultado se traducirá en una anestesia de los dermatomas de manera ipsilateral, que será dependiente del volumen del anestésico local infiltrado y del nivel o niveles bloqueados. Técnica Similar a la descrita para el bloqueo paravertebral torácico.

Selección del anestésico local La capacidad para andar del paciente no se verá afectada a menos que el bloqueo llegue al nivel del plexo lumbar (por debajo de L4-L5). Por esta razón, se puede utilizar de forma rutinaria anestésicos locales de acción prolongada (p.e. bupivacaina 0,5%).

Volumen recomendado para inyectar: 0.15-0.3 ml/kg Complicaciones

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mantenimiento de anestesia general en équidos, perros,gatos, aves ornamentales incluyendo palomas mensajeras, reptiles y pequeños mamíferos (rata, ratón, hámster, chinchilla,  jerbo, cobaya y hurón). Contraindicaciones: Este producto no debe ser utilizado en animales con sensibilidad conocida al isoflurano o con una susceptibilidad conocida a hipertermia maligna.No usar en yeguas que produzcan leche para consumo humano.Precauciones: El isoflurano tiene pequeñas o nulas propiedades analgésicas. Siempre se debe proporcionar una adecuada analgesia antes de la cirugía. Los requisitos de analgesia del paciente deben ser considerados antes de que se termine la anestesia general. Cuando no se mencionan valores de CMA/DE50 para las diferentes especies,el uso de isoflurano debe considerarse sólo tras realizar una evaluación riesgo/beneficio por el veterinario clínico. El metabolismo en pequeños mamíferos puede verse afectado por la disminución en la temperatura corporal, debido a la elevada proporción existente entre el área de superficie frente al peso corporal. Por tanto la temperatura corporal debe ser monitorizada y mantenida estable. Aunque el isoflurano ha sido utilizado de forma segura en cesáreas en perras y gatas, no hay datos completos disponibles sobre su utilización durante la gestación y lactación en las especies de destino. El uso en animales gestantes y lactantes debe, por tanto, ser considerado sólo tras una evaluación riesgo/beneficio del veterinario clínico.No inhalar el vapor.Los usuarios deben consultar a sus Autoridades Nacionales competentes para consejo sobre la fijación de los niveles de Exposición Ocupacional para el isoflurano. Los quirófanos y las áreas de recuperación deben estar equipadas con sistemas adecuados de ventilación o limpieza para prevenir

la acumulación de vapor anestésico. Todos los sistemas de limpieza/extracción deben ser mantenidos adecuadamente. Las mujeres embarazadas y las que estén dando el pecho no deben tener ningún contacto con el producto y deben evitar los quirófanos y las áreas de recuperación animal. Evitar utilizar procedimientos con mascarillas para inducción y mantenimiento prolongado de anestesia general.Utilizar entubación endotraqueal cuando sea posible para la administración de Isoba® vet durante el mantenimiento de la anestesia general. Para proteger el medio ambiente se considera una buena práctica utilizar filtros de carbón con equipo de limpieza. Cuando se dispense isoflurano se debe tener cuidado con cualquier vertido retirándolo de forma inmediata utilizando un material absorbente e inerte, ejem.serrín. Lavar cualquier salpicadura de piel y ojos y evitar el contacto con la boca. Si se produce una exposición accidental importante retirar al operario de la fuente de exposición, buscar asistencia médica urgente y enseñar esta etiqueta. Los agentes anestésicos halogenados pueden inducir daño hepático.En el caso del isoflurano esto es una respuesta idiosincrásica vista muy raramente tras una exposición repetida. Consejo a los médicos: Asegurar una vía aérea y administrar tratamiento sintomático y de apoyo. Recuerde que la adrenalina y las catecolaminas pueden causar arritmias cardiacas. Tiempo de espera: Équidos: carne: 2 días. No usar en palomas destinadas al consumo humano. No usar en yeguas que produzcan leche para consumo humano. Presentación: Frasco de 250 ml. Administración exclusiva por veterinario clínico. Para uso veterinario. Manténgase fuera del alcance de los niños. Instrucciones completas en el prospecto. Reg Nº: 1510 ESP. Schering-Plough, S.A. Km 36, Carretera Nacional I.28750 San Agustín de Guadalix. Madrid.

Km 36, Carretera Nacional I - 28750 San Agustín de Guadalix (Madrid) Tel.: 91 848 85 00 - Fax: 91 848 85 96 - www.sp-animalhealth.com

B a s e sd e l a v e n t i l a c i ó na r t i f i c i a l e n c l í n i c ad e p e q u e ñ o s a n i m a l e s

Basesdelaventilación artificialenclínicade pequeñosanimales P o r F ra n ci sc o G i né s L ar ed o Á l va re z E li se o B el d M e ll ad o M a y E sc ob a G i d e M o n e s Servicio de Anestesia. Hospital Clínico Veterinario. Facultad de Veterinaria. Universidad de Murcia. Campus de Espinardo. Espinardo (Murcia) 

L

a ventilación artificial durante la anestesia tiene como objetivo sustituir (modo controlado) o complementar (modo asistido) a la ventilación espontánea, cuando ésta se considere ineficaz debido a enfermedades concurrentes, obesidad o a la depresión respiratoria propia del empleo de anestésicos y analgésicos potentes. Las situaciones de hipoventilación deben corregirse ya que si se mantienen conducen a incrementos de la presión arterial de CO2 (PaCO2) acompañadas de caídas de la presión arterial de O2 (PaO2), sobre todo si el paciente respira aire ambiental (fracción inspirada de oxígeno (FiO2) 21 %). En condiciones de ventilación normal y asumiendo niveles de FiO2 de 21%, la PaO2 debe situarse en torno a 105 mmHg (5 x FiO2,); valores inferiores a 60 mmHg producen hipoxemia grave, y por debajo de 55 mmHg shock anoxico. Por su parte, la PaCO2 oscila entre 30-45 mmHg (25-35 mmHg en gatos); si se

Causas de insuficiencia ventilatoria Depresión respiratoria/Apnea: Inducida por fármacos anestésicos, analgésicos, etc. De origen metabólico: acidosis, endotoxemia, coma, hipotermia, etc De origen físico: traumatismo craneal o torácico, edema cerebral o de nervios periféricos que participen de la dinámica respiratoria Inadecuada expansión de la caja torácica: Inducida por bloqueantes neuromusculares Obesidad Fractura de costillas Dolor tras traumatismos torácicos 

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superan niveles de 60-65 mmHg se instauran cuadros de acidosis respiratoria que fácilmente desembocan en arritmias e incrementos de la perfusión y presión intracraneal. En general, las técnicas de ventilación artificial se basan en la entrada forzada de gas (normalmente enriquecido con O2, FiO2 > 30 %) a los pulmones, mediante la generación (manual o más frecuentemente mecánica) de una onda de presión positiva. La técnica de ventilación artificial más comúnmente empleada es la ventilación a presión positiva intermitente (VPPI). Esta técnica difiere de otras técnicas de ventilación artificial menos convencionales en el área quirúrgica, como la que utiliza cámaras herméticas donde se introduce el tórax o tronco del paciente ("pulmón de acero") para generar ondas de presión negativa que expandirán el tórax permitiendo así la entrada de aire a los pulmones.

Distensión abdominal Posiciones que favorecen compresión del diafragma por parte del tracto gastrointestinal Incoordinación movimientos respiratorios por peritonitis, rotura diafragmática, etc. Inadecuada expansión de los pulmones: Neumotórax (los neumotórax cerrados deben drenarse y la VPPI está absolutamente contraindicada antes de su drenaje) Efusión pleural Hernia o rotura diafragmática Atelectasias, neumonías Tumores Edema de pulmón 

INDICACIONES DE LA VPPI

Los principales usos de la ventilación a presión positiva intermitente durante la anestesia general, son la reversión de situaciones de insuficiencia ventilatoria y de apneas intraoperatorias. Además, en pacientes críticos permite que las escasas reservas energéticas no se malgasten en el mantenimiento de la ventilación espontánea, que suele ser ineficaz durante la cirugía. También se indica en procedimientos quirúrgicos largos donde los pulmones pueden sufrir atelectasias, así como durante toracotomías e intervenciones de ortopedia u oftalmología donde se empleen bloqueantes neuromusculares. En resumen, cualquier situación donde se

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detecte hipoxia e hipercapnia será indicación de VPPI, tal y como se indica en el siguiente listado: Situaciones de hipoventilación, hipoxia, hipercapnia, cianosis. Anestesias de más de 120 minutos. Cirugía torácica: La VPPI permite regular de forma rítmica y predecible los movimientos del tórax lo que evita interferencias con la cirugía. Tras abrir el tórax el pulmón sufre un colapso completo pulmonar por abolición de la presión negativa intratorácica, lo que imposibilita la ventilación espontánea. Cirugías que requieran el empleo de bloqueantes neuromusculares para procurar la relajación muscular completa: Procedimientos intraoculares, por ej. cataratas Cirugía ortopédica. Cirugía intratorácica, etc. Traumatismos: Rotura de un cuadrante costal completo "flail chest" Hernia/rotura diafragmática Traumatismos craneoencefálicos Sobredosis con fármacos que causen depresión respiratoria o apnea, por ej. fentanilo. La monitorización de gases respiratorios mediante capnografía y/o gasometría resulta útil de cara a la detección de problemas ventilatorios, y posteriormente, para valorar la eficacia de la VPPI que se ha instaurado. 

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Gráfico 1. Complianza o adaptabilidad pulmonar 

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MECANISMOS FISIOLÓGICOS DE LA VPPI

En condiciones fisiológicas, la ventilación pulmonar se adapta a las necesidades metabólicas mediante cambios del volumen inspirado y de las presiones en la vía aérea, alvéolos y espacio interpleural que se generan por los movimientos de expansiónretracción de la caja torácica. La inspiración se efectúa gracias al establecimiento de un ligero gradiente de presión negativa alveolar (realmente se trata de una presión positiva subatmosférica), que posibilita la entrada de aire. La espiración se produce por la instauración de una presión positiva intralveolar (que supera a la presión atmosférica) que permite la salida de aire. Las porciones periféricas pulmonares son las que mejor se insuflan al estar en contacto directo con el tórax. La complianza o adaptabilidad pulmonar (Gráfico. 1), relaciona las variaciones del volumen pulmonar con los cambios de presión transpulmonar (C = ∆V/ ∆P), y sirve para valorar la distensibilidad pulmonar. En caso de edema, atelectasias o fibrosis, los pulmones se tornan más rígidos, por lo que hará falta más presión para llenarlos con un volumen dado de aire. Es fácil comprender que en estos casos se reduce la complianza y los movimientos respiratorios se tornan forzados. Durante VPPI, el mecanismo de presiones que regula la entrada y salida de aire se invierte, dado que será una presión positiva la que forzará la entrada de gas (Gráfico. 2). La fase espiratoria se considera neutra ya que la salida de gas se realiza mediante la retracción pasiva pulmonar producto de sus propiedades elásticas. En condiciones de VPPI, se produce una la insu-

Gráfico 2. Presiones determinadas en boca y tórax durante  ventilación espontánea y VPPI 

flación más selectiva de las áreas peribronquiales y mediastínicas, y los segmentos periféricos permanecen relativamente hipoventilados. La presión positiva generada incrementa el diámetro de las vías aéreas y aumenta el espacio anatómico muerto. Además, a largo plazo produce una reducción marcada y progresiva de la complianza pulmonar, que educe el volumen pulmonar conduciendo a atelectasias e hipoxemias. Por ello, durante anestesias largas y también si se realiza VPPI, se aconseja forzar una inspiración profunda (equivalente a 3-4 veces el volumen corriente) que permita alcanzar presiones de 30-35 cm de H2O cada 30 minutos. Esta maniobra se denomina ventilación mandatoria intermitente (VMI). 47

B a s e sd e l a v e n t i l a c i ó na r t i f i c i a l e n c l í n i c ad e p e q u e ñ o s a n i m a l e s

VPPI: PARÁMETROS VENTILATORIOS BÁSICOS

Cuando se realiza VPPI se deben controlar al menos los siguientes parámetros ventilatorios (Tabla. 1): 

Volumen corriente o tidal (VT) Volumen tidal o corriente

10-20 ml/kg

Presión máxima inspiratoria  6-15 cmH2O Ratio I:E 

1:2 - 1:3.5

Volumen minuto 

150-250 ml/Kg/min

Tiempo inspiratorio 

0,5-1,5 s

Frecuencia respiratoria 

5-15 rpm

Tabla 1. Parámetros ventilatorios durante VPPI 

El volumen corriente es la cantidad de aire que normalmente entra y sale de los pulmones en condiciones de reposo. En pequeños animales se estima multiplicando su peso (Kg) por 15, ó 10 en pacientes obesos. El volumen respiratorio minuto (VRM) es el producto del volumen corriente y de la frecuencia respiratoria (VRM= VT x FR). En pequeños animales se estima en 150-250 ml/Kg/min. Cuando se realiza VPPI parte del volumen de gas insuflado no alcanza los alvéolos ya que se amortigua en procesos mecánicos como son la distensión de los tubos corrugados del circuito anestésico y vías aéreas, por lo que puede incrementarse el VT en 2-4 ml/Kg sobre el valor inicialmente estimado. El volumen tidal puede medirse mediante técnicas de espirometría, aunque la experiencia clínica permite comprobar que el volumen insuflado resulta efectivo, observando la expansión del tórax así como la presión alcanzada en la vía aérea mediante manómetros conectados al tubo orotraqueal. En relación a esta presión, hay que considerar que los valores registrados en las vías aéreas superiores son más elevados que los que se alcanzan a nivel alveolar ya que la resistencia friccional que opone la vía aérea al flujo de gas contribuye a una reducción de la presión conforme se desciende a través del árbol bronquioalveolar. Presión positiva inspiratoria La presión máxima inspiratoria en un pulmón sano debe situarse en torno a 10-20 cm de H 2O para que el pulmón se insufle de manera adecuada. En la práctica, se seleccionan presiones de 6-10 cm de H2O en gatos y perros pequeños, y de 10-15 cm de H 2O en perros de mayor tamaño. En procedimientos que impliquen la apertura del tórax, enfermedades que reduzcan la distensibilidad pulmonar (fibrosis pulmonar), o en laparoscopias (donde se insufla gas a presión dentro del abdomen) se precisarán presiones más elevadas. Una vez más, y si se decide ventilar a un paciente atendiendo a criterios de por presión inspiratoria, será importante valorar el grado de distensión de la caja torácica cuando el paciente se conecta al ventilador, ya que los valores seleccionados de volumen o presión no dejan de 

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ser estimaciones que deben de comprobarse mediante la observación clínica, y técnicas de monitorización como la capnometría/grafía. Durante la fase espiratoria la presión de las vías aéreas cae y la retracción pulmonar contribuye a la salida de aire. No obstante, puede recurrirse en esta fase a técnicas de presión positiva al final de la espiración (PPFE, más conocida por las siglas PEEP "positive end expiratory pressure") basadas en la aplicación de una pequeña resistencia al final de la espiración para producir una ligera presión positiva (en torno a 2-5 cm de H 2O). La PEEP o presión positiva teleespiratoria resulta interesante para reexpandir bronquiolos terminales y alvéolos, lo que es muy útil en casos de traumatismo/edema pulmonar y para prevenir el desarrollo de atelectasias durante anestesias muy largas. La mayoría de ventiladores mecánicos disponen de esta función. Tiempo de inspiración/espiración (Ratio I:E) Durante el empleo de técnicas de VPPI, la fase inspiratoria interfiere con la función cardiocirculatoria, ya que la presión positiva intratorácica dificulta el retorno venoso al corazón, así como el drenaje linfático, lo que disminuye el gasto cardíaco. Esta fase debe ser lo más corta posible para minimizar éstos efectos, pero lo suficientemente larga para permitir el llenado homogéneo de los pulmones mediante un flujo de gas de tipo laminar. Para conseguir una ventilación uniforme, los alvéolos no deben llenarse de forma rápida y deben tener tiempo suficiente para su vaciado; ya que insuflaciones muy rápidas crean un flujo turbulento que produce hipoventilación, llenado alveolar irregular y aumentos innecesarios de presión. Se considera que el tiempo inspiratorio debe oscilar entre 1-1.5 sg en pequeños animales (0.5 sg en gatos y razas caninas miniatura) con una relación tiempo inspiratorio/espiratorio (ratio I:E) de 1:2-1:3.5. Tiempo inspiratorio: Tiempo transcurrido entre el inicio y el final de la inspiración. Tiempo espiratorio. Tiempo transcurrido entre el inicio de la espiración y el inicio de la siguiente inspiración (incluye pues la pausa respiratoria). Dado que la VPPI es más eficiente que la ventilación espontánea la frecuencia respiratoria puede situarse en 515 respiraciones por minuto según las razas y/o el tamaño del paciente. 

EFECTOS ADVERSOS DE LA VPPI

Efectos respiratorios La presión positiva generada durante la VPPI incrementa el diámetro de las vías aéreas y aumenta el espacio anatómico muerto. Además, produce una reducción marcada y progresiva de la complianza pulmonar, que reduce el volumen pulmonar conduciendo a atelectasias e hipoxemias a la larga. Pueden aparecer otros efectos muy graves, si se aplica presión positiva excesiva o si se prolonga el tiempo inspiratorio origen de barotrauma pulmonar que podrá desencadenar neumotórax (por rotura alveolar), neumomediastino, embolismo, y enfisemas subcutáneos sobre todo si

BASES DE LA VENTILACIÓN ARTIFICIAL EN CLÍNICA DE PEQUEÑOS ANIMALES

se superan presiones superiores a 50-60 cmH2O. En general, los ventiladores disponen de válvulas de sobrepresión que se abren si por error o descuido se alcanzan presiones superiores a 60 cmH2O, así mismo, muchos circuitos respiratorios incorporan válvulas de descarga o expiratorias tipo APL (de presión autolimitante), que se abren automáticamente si se rebasan éstas presiones. La hiperventilación iatrogénica es frecuente y provoca alcalosis respiratoria que reduce la perfusión cerebral, esta reducción permite controlar edemas cerebrales tras traumatismos craneoencefálicos graves. Efectos cardiovasculares Durante VPPI, la onda de presión positiva inspiratoria se transmite dentro de la cavidad torácica ocasionando disminución del retorno venoso y linfático hacia el corazón, caída del gasto cardíaco (ley de Frank-Sterling), disminución de la presión arterial, disminución del flujo de sangre pulmonar y aumento del tono vagal. Estos efectos son más graves en pacientes hipovolémicos y/o anémicos o si se mantiene de forma continua una presión en las vías aéreas muy elevada. Estos efectos deben analizarse valorando la calidad del pulso durante la fase inspiratoria y midiendo la presión arterial. En pacientes hipovolémicos, la administración rápida de fluidos cristaloides (20-40 ml/kg), coloides (10-20 ml/kg) y/o drogas de soporte cardiovascular (dopamina, dobutamina, etc) resulta beneficiosa para contrarrestar estos efectos. TÉCNICAS DE VPPI

La ventilación a presión positiva intermitente puede realizarse tras la intubación orotraqueal de forma manual. Esta técnica es útil tras accidentes o emergencias mientras el paciente se transfiere a la zona de anestesia o a la UCI para su resucitación. No obstante, durante la anestesia resulta más habitual recurrir al empleo de ventiladores mecánicos que de forma automática realizan esta labor.

mo distal, siempre que ésta no se alargue demasiado en el tiempo lo que resultaría tedioso. Ventilación mecánica Esencialmente los ventiladores mecánicos funcionan automáticamente, comprimiendo una bolsa respiratoria en forma de fuelle (concertina) que sustituye al balón de acumulación del circuito respiratorio. En el mercado hay una gran variedad de aparatos, más o menos complejos, que oscilan entre los ventiladores más simples que pueden incorporarse al circuito respiratorio de un aparato de anestesia (más típicos en la clínica veterinaria), hasta unidades anestésico-ventilatorias que pueden generar diversos tipos de ondas de presión, y diversos modos de ventilación más adaptados al mundo de la UCI en hospitales de medicina humana. Cuando se conecta un ventilador a un circuito respiratorio de anestesia hay que observar los siguientes puntos: Debe cerrarse la válvula de descarga de circuito, para permitir la entrada del gas a presión al pulmón del paciente. Los ventiladores tienen su propia válvula de descarga, donde puede conectarse un sistema de evacuación de gases anestésicos residuales. La salida de gases anestésicos del ventilador debe conectarse mediante un tubo corrugado, al circuito de anestesia en la conexión del balón de reserva, ya que la concertina sustituirá a dicha bolsa. El trabajo de la respiración lo realiza el ventilador y no el paciente. Por ello, éstos suelen conectarse a circuitos circulares con cal sodada incluso en pacientes de poco peso. No obstante, también puede conectarse un ventilador a circuitos sin cal sodada. En estos casos los circuitos de tipo Mapleson D (circuito Bain) son los más apropiados para realizar VPPI. Además, sus necesidades de gas fresco resultan inferiores (en torno a 150-250 ml/Kg/min) a las que se requieren cuando el paciente ventila de forma espontánea. Según el tipo y características del ventilador encontraremos más o menos parámetros que se pueden ajustar en su panel de control: Frecuencia respiratoria, volumen tidal, flujo inspiratorio, presión inspiratoria, ratio I:E, etc. Los ventiladores pueden estar alimentados por energía eléctrica y/o por gases comprimidos a alta presión. El gas compresor puede ser aire comprimido, aire medicinal u oxígeno. Estos últimos son los más habituales en veterinaria, y conviene recordar que un ventilador requiere presiones de gas superiores a las que suelen utilizarse para la máquina de anestesia (en torno a 5-7 bares). 

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Ventilación manual La presión positiva se genera mediante la compresión manual de la bolsa de reserva del circuito respiratorio de anestesia, o, de un balón de resucitación con válvula tipo AMBU (sistema mucho más cómodo ya que la válvula unidireccional tipo AMBU se abre automáticamente en la espiración permitiendo la salida de gas hacia la atmósfera). Si se utiliza un circuito respiratorio, se cerrará la válvula de descarga/espiratoria durante la inspiración para que el aire se dirija a los pulmones y no sea vertido a la atmósfera. La espiración se produce soltando la bolsa de reserva tras abrir la válvula de descarga (siempre que no se trate de un sistema AMBU). Cuando se intenta controlar manualmente la ventilación, en un paciente que respira espontáneamente, hay que aumentar inicialmente la frecuencia respiratoria y el volumen corriente hasta abolir los movimientos respiratorios del animal si no se utilizan bloqueantes neuromusculares. En gatos y razas canina miniatura el circuito T de Ayre permite una ventilación sencilla, ocluyendo su extre-

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VENTILADORES MECÁNICOS

Los ventiladores pueden clasificarse según el mecanismo que genera la presión positiva en: Mecánico-neumático: Tiene partes móviles ya sea una concertina o un pistón. Los más habituales en veterinaria son los que disponen de concertina (Gráfico. 3). En estos la concertina se comporta como una bolsa reservorio que al ser comprimida insufla con gas anestésico al pulmón. 

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B a s e sd e l a v e n t i l a c i ó na r t i f i c i a l e n c l í n i c ad e p e q u e ñ o s a n i m a l e s

Gráfico 3. La presión positiva inspiratoria se genera en la  mayoría de ventiladores de uso veterinario por la compresión  de la concertina que contiene gas anestésico  

Fluídico-neumático: No tienen partes móviles.

Gráfico 4. En ventilación ciclada por volumen pueden  alcanzarse presiones elevadas durante la administración del  volumen de gas seleccionado 

No obstante, la clasificación más común en veterinaria usa como criterio cómo se controla el inicio y el fin de la inspiración: Ventilador de volumen ciclado. Ventilador de presión ciclada. Ventilador de tiempo ciclado. No obstante, esta clasificación es algo confusa al parecer excluyente, ya que la mayoría de equipos regulan estos cambios por mecanismos de tiempo combinados con el volumen o la presión administrada.   

Volumen ciclado Los ventiladores de volumen ciclado tienen la ventaja de que administran el volumen de gas seleccionado por el anestesista, independientemente de la presión alcanzada en la vía aérea (Gráfico. 4). Por ello, están dotados de válvulas de seguridad que evitan que se alcancen presiones intrapulmonares superiores a 60 cm H2O; además, la presencia de alarmas de presión conectadas con el manómetro conectado a las vías aéreas permite la detección inmediata de estos problemas. En cualquier caso, su mayor riesgo radica en que en casos de enfermedad pulmonar restrictiva (ej. fibrosis) pueden provocar presiones intrapulmonares elevadas, y en que no permite compensar fugas en los equipos. Presión ciclada Los ventiladores de este tipo controlan la fase inspiratoria de forma independiente al volumen tidal de gas que se 50

Gráfico 5. En ventilación ciclada por presión pueden  administrarse volúmenes de gas insuficientes con la presión  inspiratoria seleccionada 

BASES DE LA VENTILACIÓN ARTIFICIAL EN CLÍNICA DE PEQUEÑOS ANIMALES

Los ventiladores pueden presentar concertinas de tipo ascendente o descendente. Las de tipo ascendente son las preferidas en la actualidad, dado que permiten la detección rápida de fugas, al quedar aplastadas impidiendo que el ventilador siga funcionando. Por el contrario las de tipo descendente pueden retraerse, por efecto de la gravedad durante la espiración, y permiten que el respirador siga trabajando a pesar de fugas o desconexiones en el sistema. La mayoría de ventiladores de uso habitual (Fotografía. 1) en veterinaria montan concertinas ascendentes ej. Hallowell EMC 2000, Drager SAV, Penlon AV 600S, McKinley, etc. Las concertinas de uso pediátrico (interesantes en gatos y razas caninas miniatura) tienen un volumen de 300 ml, mientras que las de uso en adultos oscilan entre los 1,5-2 litros. MODOS DE VENTILACIÓN

En general se describen tres modos ventilatorios (no siempre posibles según el tipo de aparato con el que se cuente): Modo asistido: El paciente pone en marcha el sistema al iniciar un movimiento inspiratorio, que el ventilador detecta como una onda de presión negativa (subatmosférica). Posteriormente el ventilador asiste la ventilación del paciente administrando un volumen de gas fijado por el anestesista. En resumen, el paciente determina la frecuencia respiratoria y el volumen respiratorio minuto, y él administra un volumen tidal pre-establecido. Modo controlado: El ventilador controla por completo la ventilación en función de la frecuencia respiratoria, volumen tidal y/o presión inspiratoria que se ajuste. 

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Fotografía 1. Ventilador mecánico provisto de concertina pediátri-  ca ascendente. Los controles de este equipo permiten ajustar  volumen tidal, frecuencia respiratoria, ratio I:E, y modo adulto y   pediátrico. Dispone de manómetro y de válvula de alarma de  sobrepresión ajustable de forma manual.

administra al paciente (Gráfico. 5). Son seguros ya que es imposible que desarrollen presiones intrapulmonares peligrosas y compensan fugas menores en el sistema. No obstante, pueden insuflar volúmenes de gas muy bajos si aumenta la resistencia de la vía aérea por ej. broncoconstricción o si se reduce la complianza pulmonar. En caso de grandes fugas, y al no alcanzarse la presión seleccionada, el respirador queda bloqueado en una "inacabable" inspiración. En algunos de estos ventiladores (cuyo mecanismo compresor es de tipo de pistón eléctrico), puede ser difícil de controlar el volumen administrado ya que no disponen de concertina ni de espirómetro. En general, el VT se determina por la combinación de la presión y el flujo de gas seleccionados en los mandos de control. Los ventiladores ciclados por presión son muy útiles en animales muy pequeños.

Modo asistido-controlado: Se fija en el ventilador un ritmo mínimo de respiraciones. En cualquier momento el paciente puede anularlo si inicia movimientos respiratorios a un ritmo más alto. Este modo es útil durante la transición entre ventilación mecánica y espontánea al finalizar la cirugía. Este modo es muy similar a la ventilación obligatoria intermitente sincronizada (SIMV "synchronized intermittent mandatory ventilation"), que aporta un volumen extra de gas coincidiendo con la inspiración del paciente varias veces por minuto. 

RECUPERACIÓN DE LA VENTILACIÓN ESPONTÁNEA

La recuperación de la ventilación espontánea del paciente después de un periodo de VPPI, puede verse favorecida realizando alguna de las siguientes maniobras: Reduciendo la frecuencia respiratoria y el VT para estimular el centro respiratorio y la restauración de una ventilación espontánea. Reduciendo la profundidad anestésica. Revirtiendo con antídotos específicos el bloqueo neuromuscular producido por drogas no-despolarizantes. Estimulación física del paciente. Uso de estimulantes respiratorios como el doxapram (debe ser de última elección). 

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Tiempo ciclado Son ajustados para limitar el volumen de gas insuflado al paciente mediante la selección de parámetros de tiempo (ej ratio I:E, frecuencia respiratoria) y del flujo de gas inspiratorio.

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V i a j e a G u a t e m a l ac o m o v o l u n t a r i od e V e t er i n a r i o s S i n F r o n t e r a s

ViajeaGuatemalacomo voluntariodesensibilización deVeterinariosSinFronteras P o r J av ie r F ar ré s W ü ns c Delegado de VSF en las Illes Balears (www.veterinariossinfronteras.org) 

Willy, Xavier, Ade y el picup del Govern Balear 

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olaborar con una ONG que realiza proyectos de cooperación para el desarrollo requiere de un esfuerzo para poder entender las necesidades y las maneras de trabajar en los países donde se llevan en cabo estas acciones. La visión de los proyectos que percibimos desde nuestro entorno, puede acercarse poco a la realidad. Conocer sobre el terreno este trabajo y la realidad social, cultural y de desarrollo en estos países motiva para poder seguir adelante con las tareas de colaboración y sensibilización en las que trabajamos los/as voluntarios/as y miembros en general de las ONG. Como consecuencia, en Veterinarios Sin Fronteras se crea la figura del voluntario de sensibilización, que es la persona que difunde el trabajo que desarrolla la organización aquí en España y recibe un refuerzo en su impulso para tirar adelante esta tarea visitando el terreno para contar después su experiencia.

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l Consejo General de Colegios de Veterinarios ha subvencionado este año cuatro becas para voluntariado de sensibilización. De esta manera cuatro voluntarios/as hemos podido conocer "in situ" los proyectos que VSF lleva en cabo en las principales zonas del planeta en donde trabaja. El Govern de les Illes Balears a través de la Dirección General de Cooperación de la Conselleria de Presidència financia, tradicionalmente, proyectos de cooperación de VSF en Guatemala.

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Con estos antecedentes, como delegado de VSF en las Illes Balears y con la ilusión de poder conocer el trabajo de VSF en Guatemala, pude optar y conseguir la beca de voluntario de sensibilización para visitar aquel país. Salvadas las dificultades referidas a familia y trabajo, partí hacia Guatemala durante 20 días, desde finales de junio hasta mediados de julio. El trabajo de VSF en Guatemala consiste básicamente en: Seleccionar los proyectos más interesantes a partir de la multitud de propuestas que llegan desde las asociaciones locales. 

V I A J E A G U A T E M A L A C O M O V O L U N T A RI O D E S E N S I B I L I Z A C I ÓN D E V E T E R I N A R I O S S I N F R O N T E R A S

Semillas para el intercambio 

Seleccionar la contraparte local que es la asociación con la que trabajaremos y que administrará los recursos con garantías y criterio. Formar a los/as capacitadores/as que son las personas que expandirán sus conocimientos sobre producción animal sostenible en cada comunidad. Asesorar técnicamente para el desarrollo de los proyectos. Velar por el cumplimiento de los objetivos de los proyectos y la adecuada administración de los recursos. Informar a los financiadores del correcto desarrollo del proyecto. VSF en Guatemala es un referente en Etnoveterinaria , que es el compendio de toda la cultura popular tradicional aplicada al uso de los recursos naturales para la alimenta

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Nuestra contraparte 

ción y el tratamiento de enfermedades del ganado, con una gran tarea de investigación y de formación que ha quedado plasmada en el libro Etnoveterinaria en Guatemala y sus  orígenes . También trabaja activamente en la difusión del concepto de soberanía alimentaria y en la formación teórico-práctica de todos nuestros conocimientos como veterinarios que podemos transmitir. Las oficinas de VSF están en Quetzaltenango, también conocida como Xela o Xela-ju, ciudad situada a 2.350 metros de altitud en el medio del altiplano. Es la segunda ciudad más poblada del país y mucho más tranquila y seg ura que Guatemala capital. El equipo humano de VSF lo integran dos cooperantes españolas, Anna Isern que es la coordinadora regional y Adelaida como técnica. También contamos con un técnico agrónomo "Chapín" (Guatemalteco), Willy, que fue quien hizo de guía y acompañante durante toda mi estancia, junto a Claudia que es quien lleva el peso del trabajo administrativo. Guatemala no deja indiferente, es rica en recursos: agua abundante, tierra fértil, clima generoso..., pero pobre en su distribución. Su población es mayoritariamente indígena y la pobreza también se concentra en esta población mayoritaria. Desde la colonización española del pasado hasta la colonización "gringa" actual, la riqueza pasa de largo y sale del país a gran velocidad. Unos pocos privilegiados se benefician y la mayoría indígena sufre deficiencias alimenticias, educativas, sociales y culturales. Es el país de los colores, de la diversidad (clima, vegetación, población, lengua, cultura...), país de los desequilibrios, de la violencia, país sin leyes, pero país que engancha. 53

V i a j e a G u a t e m a l ac a c o m o v o l u n t a r i od o d e V e t er i n a r i o s S i n F r o n t e r a s

Participantes de CADISOGUA

He conocido las comunidades más alejadas de las rutas turísticas, accediendo a través de caminos escarpados montado en los picups, vehículos todo terreno idóneos para rodar por ese territorio. En la comunidad comunida d de Tojalic Tojalic trabajan mujeres indígenas adquiriendo conocimientos sobre cultivos de hortalizas en invernaderos familiares. Forman parte del programa de promoción de las mujeres. Los hombres practican el monocultivo de la milpa o maíz, originario y característico de este lugar. En Los Duraznales promocionamos la producción familiar de pollo criollo en jaulas construidas con materiales propios del terreno. En la comunidad Maria Tecún, zona de cafetales cercana al Océano Pacífico, el clima cambia. Aumentan la temperatura y la humedad. La vegetación pasa al bosque tropical, húmedo. La comunidad está formada por pequeños propietarios del terreno menos productivo, procedente de los antiguos grandes cafetales. Lo consiguieron como indemnización por los años trabajados después de la crisis del café del año 2002. Fincas donde trabajaban en semi-esclavitud hasta hace poco, con moneda propia acuñada allí mismo para proveerse de los productos básicos. Al abandonar la finca sólo sabían cultivar café. Ahora tienen que aprender nuevas técnicas de cultivo sostenible para sobrevivir en el medio rural y no pasar a engrosar el colectivo de emigrantes hacia la capital. Nosotros colaboramos en su formación agropecuaria. Edgar, coordinador de la comunidad y sacerdote Maya es el anfitrión. En ese lugar, como en el resto del 54

país, conviven los cultos católico, evangelista y maya en armonía. La ley estatal apenas llega. Rige la ley indígena, a menudo más sabia, y que es aceptada como natural por toda la comunidad. He participado en la clausura de la ECA o Escuela de Capacitación Agraria dedicada a la producción sostenible de pollo criollo. Una hora de picup desde Purulhá, pequeña aldea del departamento de Alta Verapaz, a un día en coche de Xela y situada en la zona más lluviosa del país. Tres Tres días de agua, estamos en plena época de lluvias,

Corral con Chompipes 

V I A J E A G U A T E M A L A C O M O V O L U N T A RI RI O D E S E N S I B I L I Z A C I ÓN ÓN D E V E T E R I N A R I O S S I N F R O N T E R A S

Equipo de Veterinarios Sin Fronteras con Xavier 

y de un sol que surge de repente y deslumbra. Entramos en la comunidad de El Jute donde nos juntamos todos los participantes, técnicos/as y promotores/as pecuarios/as llegados/as de todo el país. Cada uno/a tiene una historia detrás y muchos ansían contarla. Ex-refugiados/as de la época de la guerra, madres de familia numerosa que acuden con los hijos más pequeños después de un día de viaje de penurias. Mujeres y hombres valientes, algunos analfabetos que sólo conocen su lengua indígena, mam, k'iche´,´q'eqchi, kaqchikel, u otra de las 22 reconocidas

Corral con Chompipes 

en todo el territorio guatemalteco y que se esfuerzan por entender y aprender con una ilusión de muchachos de pre-escolar. He admirado a D. Mauricio, campesino y coordinador de El Jute que confía ciegamente en nuestros técnicos y cultiva un huerto ecológico, a pesar de los prejuicios iniciales de todos sus vecinos y de técnicos del gobierno, con 165 especies vegetales todas conocidas, estimadas y conservadas por él, cada una con una función específica: alimentación familiar, o animal, medicinal, productoras de abono vegetal, sustentadoras del terreno, aromáticas, ornamentales... Sostenibilidad necesaria por falta de recursos, útil y práctica, envidia de otros campesinos escépticos y no tan trabajadores y de algún que otro ecologista de salón. D. Mauricio ha mejorado la calidad de la alimentación y de la vida de su familia, mujer y ocho hijos. En su discurso insiste en no confundir pobreza con pereza. He asistido a la 1ª Feria Nacional Na cional de las Semillas, en Chimaltenango donde ponentes sabios fueron capaces de explicar, con éxito, lo que son barreras biológicas, genes, ingeniería genética, semillas transgénicas, patentes y organismos genéticamente modificados, ante un auditorio diverso y con la presencia mayoritaria de campesinos y campesinas sencillos/as pero muy concienciados de la importancia de la conservación de su territorio y de su rico patrimonio genético, de libre comercialización y de intercambio gratuito. 55

V i a j e a G u a t e m a l ac a c o m o v o l u n t a r i od o d e V e t er i n a r i o s S i n F r o n t e r a s

Hacia Tojalic 

“Ha valido la pena el placer de conocer el trabajo de VSF, comprobad su utilidad práctica, la mejora en las condiciones de vida que proporciona a un colectivo de gente que aprovecha los conocimientos adquiridos y, al mismo tiempo, nos aporta la sabiduría de su cultura milenaria y nos ofrece la maravilla de su tierra” He gozado de la belleza incomparable del lago Atitlàn y sus alrededores, arropados por tres volcanes majestuosos, con la climatología más cambiante que nunca he vivido y que han sido testigos de tanta violencia muerte y represión, durante los treinta años de guerra previos a los acuerdos de Paz de 1995. He conocido los luminosos rincones de Antigua, vieja capital colonial devastada por los terremotos y reconstruida y conservada como patrimonio cultural de la humanidad. He quedado fascinado por los colores de su rica y diversa artesanía y que ahora alegran mi hogar. He lamentado no tener más tiempo para poder gozar de todas las personas y los parajes maravillosos que no he podido visitar v isitar.. 56

He compartido el tiempo de trabajo y de ocio con los cooperantes de muchas ONG y todavía admiro su dedicación ausente de horarios y su amor hacia una gente y un territorio convulso, en ocasiones violento pero siempre cautivador. Ha valido la pena el placer de conocer el e l trabajo de VSF, comprobad su utilidad práctica, la mejora en las condiciones de vida que proporciona a un colectivo de gente que aprovecha los conocimientos adquiridos y, al mismo tiempo, nos aporta la sabiduría de su cultura milenaria y nos ofrece la maravilla de su tierra que, como ya comenté, me dejan enganchado para el resto de mi vida. Que siga la brillante iniciativa de las becas del Consejo. ¡Enhorabuena! Seguiremos trabajando. Vale la pena.

CONSEJO GENERAL DE COLEGIOS VETERINARIOS DE ESPAÑA: SERVICIOS QUE OFRECE

1.- Todo colegiado tiene derecho a realizar el ejercicio profesional veterinario dentro de la legalidad vigente, recibiendo protección y defensa de la organización colegial española.

2.- Derecho a la persecución del intrusismo profesional así como de la competencia desleal en el ámbito de las competencias del Consejo General.

3.- Disponer del adecuado asesoramiento jurídico-profesional, merced a los servicios jurídicos, fiscales y administrativos que mantiene el Consejo General.

4.- Recibir defensa profesional a través de la acción colegial cerca de las Instituciones estatales e internacionales.

5.- En caso de reclamación o denuncia el Consejo pone a su disposición de su defensa un perito.

6.- Poder beneficiarse de la influencia de la organización colegial a nivel nacional e internacional sobre la toma de postura de la administración sanitaria y de agricultura a través de la emisión de informes, documentos y actos emanados del propio Consejo.

7.- Recibir formación continuada para una adecuada actualización profesional, a través de cursos y actividades de este tipo que anualmente organiza del Consejo General, tanto en Madrid como en otras provincias del territorio nacional.

8.- Disponibilidad de seguros de vida. 9.- Seguros de responsabilidad civil profesional. 10.- Seguros, voluntarios, de accidentes. 11.- Beneficios a recibir a través de las prestaciones sociales que proporciona el Consejo General (huérfanos, viudas, etc).

12.- Derecho a recibir la revista “Información Veterinaria”, relativa a la actualidad de la organización colegial española, donde se incluyen contenidos diversos de interés profesional, información jurídica y legislativa, contenidos científicos-veterinarios, etc

13.- Derecho a poder ser incluido (currículum vitae) en la bolsa de trabajo que ha creado el Consejo General.

14.- Información actualizada de todas aquellas ofertas relacionadas con la profesión veterinaria que conozca la Institución.

15.- Tarjetas de créditos en condiciones particulares dentro del colectivo profesional veterinario.

Legislación

TARJETA VERDE DE NOTIFICACIÓN DE REACCIONES ADVERSAS DE LOS MEDICAMENTOS VETERINARIOS (Fuente: Ministerio de Sanida

L

Consumo)

a Agencia Española de Medicamentos y Productos Sanitarios (AEMPS), dependiente del Ministerio de Sanidad y Consumo, acaba de poner en marcha en nuestro país el nuevo formulario para la notificación de las sospechas de reacciones adversas a medicamentos veterinarios, bautizado como “tarjeta verde”. El formulario, sencillo de cumplimentar por parte de los profesionales, está disponible en papel y también se puede remitir de forma electrónica. Incrementar la seguridad de los medicamentos, tanto de uso humano como veterinario, es uno de los objetivos principales de la política farmacéutica desarrollada por el Ministerio de Sanidad, tanto en el Plan Estratégico como en la nueva Ley del Medicamento.

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Esta tarjeta materializa en España el formulario aprobado a nivel comunitario por parte del Comité de Medicamentos Veterinarios de la Agencia Europea de Medicamentos tras meses de trabajo, y supone un hito en el seguimiento de la eficacia y seguridad de los medicamentos veterinarios. Esta “tarjeta verde” debe ser usada por parte de los profesionales sanitarios, especialmente los veterinarios, pero también por los farmacéuticos, médicos y personal de enfermería, para comunicar dichas reacciones adversas. Este nuevo formulario se ha consensuado entre los 25 Estados miembros de la Unión Europea y sustituye a los procedimientos de notificación nacionales. La protección de la salud animal exige que se profundice en el conoci-

miento del perfil de seguridad de los medicamentos veterinarios. Su repercusión en nuestra sociedad se entiende mejor si se toma como ejemplo el coste económico que puede suponer la aparición de determinados efectos adversos en la producción ganadera. Asimismo, en el caso de animales de compañía, es muy relevante el determinar adecuadamente el perfil de beneficio/riesgo de cada medicamento nuevo, por sus repercusiones en el bienestar animal. INCREMENTAR LA SEGURIDAD DE LOS MEDICAMENTOS VETERINARIOS Esta actuación se enmarca en la política que está llevando a cabo el Ministerio de Sanidad y Consumo desde el inicio de la legislatura para incrementar la

Además de editarla en papel, la “tarjeta verde” se ha colgado en la página web de la Agencia (www.agemed.es) y se incluirá igualmente en la base de datos de Farmacov i g i l a n c i a Ve t e r i n a r i a ( “ V I G Í A - V E T ” ) q u e , c o m o y a s e h a indicado en otras ocasiones, permite su cumplimentación y envío de manera electrónica, simplificando y agilizando todos los trámites. seguridad de los medicamentos, tanto de uso humano como veterinario, un aspecto en el que se incide en el Plan Estratégico de Política Farmacéutica y en la nueva Ley del Medicamento. En ésta última, y en el terreno concreto de la seguridad de los medicamentos veterinarios, se establece la creación del sistema español de farmacovigilancia veterinaria. Esto significa que, por primera vez, los fármacos veterinarios se equipararán en su regulación y exigencias a los de uso humano. Como regla general, se exigirá la prescripción veterinaria previa a la dispensación de medicamentos para los animales destinados a la producción de alimentos. FACILITAR LA CUMPLIMENTACIÓN DE LA TARJETA VERDE Uno de los principales objetivos que se marcó el grupo de trabajo de Farmacovigilancia Veterinaria de la EMEA con respecto a la puesta en marcha de un nuevo instrumento de notificación fue elaborar un formulario sencillo, comprensible, que reuniese la información

básica obviando otros datos de menor interés para, de esta forma, simplificar al máximo las labores de notificación. Además, un objetivo a nivel nacional fue preparar el formulario de tal manera que requiriese el menor esfuerzo del profesional a la hora de remitirlo a la Agencia Española del Medicamento. Así, se ha editado la “tarjeta verde”, fácilmente identificable, sencilla de cumplimentar y de remitir a las autoridades, ya que es autoadhesiva y con el franqueo pagado. Además de editarla en papel, la “tarjeta verde” se ha colgado en la página web de la Agencia (www.agemed.es) y se incluirá igualmente en la base de datos de Farmacovigilancia Veterinaria (“VIGÍA-VET”) que, como ya se ha indicado en otras ocasiones, permite su cumplimentación y envío de manera electrónica, simplificando y agilizando todos los trámites. Por este motivo, desde la Agencia se quiere animar a los profesionales a que participen activamente en la notificación electrónica.

IMPLICACIÓN DE LOS PROFESIONALES Desde la AEMPS, se quiere hacer un llamamiento a los profesionales sanitarios en general, y más en particular a los veterinarios, para que se impliquen activamente en este proceso notificando todas las sospechas de reacción adversa que observen, independientemente de su gravedad y de que sean más o menos habituales o conocidas en la práctica profesional. La notificación puede efectuarse directamente a la AEMPS o también al laboratorio propietario del medicamento sospechoso, quien tiene la obligación de comunicarlo a la Agencia. Desde el Ministerio de Sanidad y Consumo se ha realizado un ofrecimiento a los Consejos Generales de Colegios Veterinarios, Farmacéuticos y Médicos, así como a los Colegios Oficiales Provinciales, de participar en aquellas jornadas técnicas que organicen, con el fin de informar a los colegiados sobre este tema y abrir un debate que sea del máximo interés para todos y, con ello, poder avanzar en el mejor uso de este tipo de medicamentos.

Desde la AEMPS, se quiere hacer un llamamiento a los profesionales sanitarios en general, y más en particular a los veterinarios, para que se impliquen activamente en este proceso notificando todas las sospechas de reacción adversa que observen, independientemente de su gravedad y de que sean más o menos habituales o conocidas en la práctica profesional. 59

Bibliografía NOVEDADES

CUIDADOS Q UIRÚ RGICOS DE PEQ UEÑ OS ANIMALES Autor: TRACY , D. L. B .A., Ed.M. Practice Manager NatickAnimal Clinic Natick, Massachusetts Número de páginas:4 4 1 Edición:Primera 3 02 Dimensiones:17 x4 2 ISB N:84 -0 2 -9 0 -7 Precio:38euros Contenido: Prefacio - Principios de la asepsia - Aplicaciones prácticas de la técnica aséptica - El área quirúrgica - Cirugía de pequeños animales - Emergencias quirúrgicas - Índice alfabético.

OOTECNIA INTENSIVA Z Autor:B LOUNT, .WP. TD, PhD, FRCVS, FPH , FRSE Número de páginas:6 4 2 Dimensiones:17 x4 2 ISB N:84 -0 2 -4 2 0 -0 Precio:38 ,9 0euros I. Parte general. Ganado vacuno: Tendencias en la producción de terneros. Producción intensiva de leche. Producción de vacuno para carne. Estudio bianual de una explotación intensiva en gran escala de ganado vacuno de carne. Ganado lanar: Explotación del ganado lanar. Comienzo y modificación de la época de cría en las ovejas. Un avance en explotación ovina moderna. Cerdos: Explotación intensiva de cerdos. Nutrición de los cerdos en explotaciones intensivas. Aspectos científicos y prácticos de los métodos de mejora porcina. Aves: Costes de la empresa avícola. Integración de las empresas ganaderas. Sistemas de alojamiento y ambientes controlados para las aves. Producción de huevos en batería. Nutrición de las aves, alimentos y alimentación. Diagnóstico y tratamiento de las enfermedades de las aves. Enfermedades de las aves y otros problemas de etiología dudosa que se han relacionado con la nutrición. Una selección de problemas de producción avícola dependientes de factores de manejo. Conejos: Producción de conejos. Peces: Producción moderna de peces. II. Parte especial. Estadísticas. Economía. Mercado Común. Computadoras. Contratación y costos. Problemas sanitarios. El dolor en los animales. Los problemas de la alimentación mundial.

CONTINÚ A DISPONIB LE EL LIB RO "ESCUELA GRÁ FICA DE TOROS" Editado por el Ilustre Colegio Oficial de Veterinarios de Valladolid D. Luis Alberto Calvo Suárez, Secretario del Ilustre Colegio Oficial de Veterinarios de Valladolid, ha realizado un destacado y gráfico manual sobre el mundo del toro bravo. Partiendo de las aptitudes y morfología de esta noble raza, hace un recorrido por la nomenclatura, las capas, la panorámica anatómica y las distintas castas fundacionales. En la pasada edición de julio-agosto de Información Veterinaria se encuentra disponible el cupón de solicitud para todos los interesados en adquirir un ejemplar de dicho libro. Para mayor información, contactar con el Colegio de Veterinarios de Valladolid. Tfno.: 983 33 46 38 Fax: 983 34 44 99 E-mail: [email protected] 60

Panorama P R OG RA MA

E UR OP EO P AR A L A F OR MA CI ÓN D E

A U X I LI A R ES

DE

CLÍNICA VETERINARIA

Programaeuropeoparala formacióndeAuxiliaresde ClínicaVeterinaria

El Consejo General de Colegios Veterinarios de España participa en el Programa Focus-Leonardo Da Vinci

D

entro de lo que supone la práctica veterinaria diaria, la figura del auxiliar veterinario constituye un pilar fundamental. Profesión de gran responsabilidad y múltiples enfoques, es importante que porte en su bagaje una formación adecuada y una serie de condiciones de trabajo que aún no están perfectamente asentadas en el mundo laboral europeo.

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La profesión de auxiliares de la clínica veterinaria no tiene las mismas atribuciones de un país a otro de la Unión Europea. Las materias y prerrogativas, la reglamentación veterinaria, la formación y los títulos, el enfoque de los veterinarios como empresarios, son muy diferentes en cada país. Por ello, la armonización de las cualificaciones para esta función se ha convertido en un tema difícil.

PROGRAMA EUROPEO PARA LA FORMACIÓN DE AUXILIARES DE CLÍNICA VETERINARIA

La emergencia de profesiones como ésta, y la formación que conduce a ellas, es fruto de procesos complejos con frecuencia dependientes de diversos factores, entre los que destacan los siguientes: Estructuración de la profesión y enseñanza veterinarias Deseos de la Administración y de los Ministerios implicados Reglamentación del país para el ejercicio de la Veterinaria Derecho del trabajo Por ello, a través del Centro de Peritaje Europeo del Empleo y de la Cualificación, y con la colaboración de importantes instituciones de la mayoría de los países europeos, entre ellas el Consejo General de Colegios Veterinarios español, se ha puesto en marcha el denominado "Programa FOCUS". Se ha realizado un estudio que supone una fotografía instantánea de la situación en los diferentes países, para elaborar una base de síntesis que permita establecer un programa general y coherente de formación de Auxiliares Veterinarios. España, Francia, Finlandia, Bélgica, Dinamarca, Hungría, Portugal, Rumanía, Eslovaquia, Reino Unido,... Gran parte de los países europeos han aportado sus datos para formar un todo coherente que permita una correcta visión de conjunto. Los puntos principales serían: Contextos nacionales y profesionales del ejercicio de la profesión de los Auxiliares. Niveles de cualificación requeridos, reconocidos oficialmente por las instituciones Expectativas de los empresarios veterinarios sobre la profesión y la evolución de sus funciones Expectativas de los propios Auxiliares en su profesión Este estudio permite comprender mejor la correspondencia empleo/formación, favoreciendo así la movilidad del personal. Promoverá la formación profesional y ofrecerá mejores servicios a una clientela cada vez más exigente. Finalmente, este trabajo compara los aparatos de formación, poniendo las bases de una armonización europea de las cualificaciones y desarrollará la cooperación internacional entre organismos de formación y organizaciones profesionales veterinarias. La creación de esta base de datos es el primer paso para una colaboración europea en nuevos retos: En formación, por las grandes diferencias entre los distintos países y las diferentes necesidades. En profesionalización de la formación y en consolidación de los conocimientos, por la juventud de la profesión Por promoción profesional y social de los Auxiliares, para ofrecer perspectivas de carrera Racionalización de las funciones asumidas por los Auxiliares. Según los resultados, se ha constatado que los auxiliares piden formación continuada; siendo una profesión muy motivada y abierta ante su futuro, será preciso ofrecerles unas buenas expectativas. Aspectos como el salario, los horarios, o el acceso a funciones especializadas deben ser ampliamente revisados y mejorados. La dificultad de estandarizar esta profesión será, sin duda, transitoria. La globali

zación y la construcción de Europa aportarán respuestas al reto, de forma que podamos construir una armonización y un reconocimiento para el futuro. A continuación exponemos una serie de resultados fruto de este amplio estudio.

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EDAD DE LOS AUXILIARES VETERINARIOS Los auxiliares son personas jóvenes. Cerca de los dos tercios de los auxiliares entrevistados tienen menos de 30 años. Menos del 10 % de ellos tienen más de 40 años. El carácter joven de la población de auxiliares se explica por la profesionalización reciente de la materia y de la cua lificación de los auxiliares en los países de estudio.

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ANTIGÜEDAD Tenemos un reparto bastante homogéneo de los auxiliares entrevistados por franja de antigüedad, incluso si se puede constatar una disminución de los efectivos a medida que aumenta la antigüedad. De forma general, los auxiliares entrevistados tienen menos de 10 años de antigüedad en el ejercicio de su profesión. 63

Panorama P R OG RA MA

E UR OP EO P AR A L A F OR MA CI ÓN D E

A U X IL I AR E S

DE

CLÍNICA VETERINARIA

Duración del ejercicio  de la profesión 

Antigüedad 

EXPECTATIVAS EN RELACIÓN A SU PROFESIÓN Una amplia mayoría de los auxiliares entrevistados opina que la profesión responde a sus expectativas. Se puede concluir razonablemente que hay un cierto éxito en las expectativas de los auxiliares respecto a su profesión. Esto está relacionado sin duda con el trabajo en contacto con los animales, que es para muchos de los auxiliares una auténtica vocación.

RESPUESTA A LAS NECESIDADES Los auxiliares veterinarios no presentan una misma opinión sobre la adaptación de su formación a las necesidades. Mientras una corta mayoría estima que su formación a respondido correctamente a las necesidades, cerca de un tercio estiman que no ha sido apropiada. Esto nos revela los esfuerzos necesarios todavía en cuanto a la adecuación de la formación a las necesidades profesionales, pero esto es comprensible por el carácter reciente de la formación de los auxiliares veterinarios.

DURACIÓN DEL EJERCICIO DE LA PROFESIÓN Globalmente, los auxiliares esperan practicar su profesión toda la vida. Esto ocurres en unas tres cuartas partes del total de los entrevistados. Cerca de un tercio no desean, en cambio, hacer de esta profesión su vida. 64

NECESIDAD DE FORMACIÓN CONTINUA La casi totalidad de los auxiliares entrevistados declaran tener necesidad de formación continua. Esto no tiene nada de sorprendente cuando se sabe que sólo una pequeña mayoría de ellos estimada su formación adaptada a sus necesidades.

Esto se comprende también porque la profesión de auxiliar demanda tareas especializadas en contacto con actos veterinarios. En efecto, sus prácticas profesionales evolucionan con los progresos de la medicina veterinaria. Se puede establecer un nexo interesante entre la necesidad enunciada de formación continuada y la ausencia de ella en varios países del estudio, o bien una formación aún poco desarrollada en otros países donde sí existe. PERSPECTIVAS DE EVOLUCIÓN DE CARRERA Cerca de los dos tercios de los auxiliares entrevistados declaran tener perspectivas de evolución de carrera. Este resultado nos muestra que los auxiliares son profesionales motivados. Esto sin duda está ligado con la juventud de la población de auxiliares y las características de su materia.

Este elemento debe ser seriamente tomado en cuenta por los empleadores. Esta noción de perspectivas está estrechamente correlacionada con la motivación del personal. Las herramientas de evolución de las carreras son la formación profesional, la responsabilidad, la diversificación de tareas y el salario.

Directorio COLEGIOS OFICIALES

A CORUÑA D. Xose Uxio Rey Fernández  Mª Puga Cerdido, s/n Ed. Lugris Vadillo, 1º Polígono Matogrande 15009 A Coruña Tel.: 981 13 91 71 Fax: 981 13 91 72 [email protected] www.colvet.es/LaCorunia ÁLAVA D. Carlos Estévez Sánchez  Postas, 19 01004 Vitoria Tel.: 945 23 28 42 Fax: 945 23 28 42 [email protected] www.colvet.es/Alava ALBACETE D. José Ángel Gómez García Martínez Villena, 12 02001 Albacete Tel.: 967 21 70 65 Fax: 967 24 77 00 [email protected] www.colvet.es/Albacete ALICANTE D. Carlos Mª Ávila Alexandre Rambla de Méndez Núñez, 38 03002 Alicante Tel.: 965 21 41 11 Fax: 965 20 19 33 [email protected] www.cvcv.org/alicante.htm

CANTABRIA D. Juan José Sánchez Asensio Castilla, 39 39009 Santander  Tel.: 942 22 99 04 Fax: 942 36 04 56 [email protected] www.colvet.es/Cantabria

JAÉN D. Antonio Gallego Polo Cruz Roja, 6 23007 Jaén Tel.: 953 25 51 18 Fax: 953 21 51 18 [email protected] www.colvet.es/Jaen

RIOJA, LA D. Francisco Javier Lamata Hernández  Avda. Portugal, 7 26001 Logroño Tel.: 941 22 90 18 Fax: 941 22 90 18 [email protected] www.colvet.es/LaRioja

CASTELLÓN D. Luis Miguel Gargallo Gargallo (en funciones)  Asensi, 12-1º 12002 Castellón Tel.: 964 22 59 83 Fax: 964 72 48 77 [email protected] www.cvcv.org/castellon.htm

LEÓN D. José Luis Teresa Heredia Fotógrafo Pepe Gracia, bajo s/n 24005 León Tel.: 987 25 23 22 Fax: 987 20 23 99 [email protected] www.colvet.es/Leon

SALAMANCA D. Fernando Alonso Vaz Romero Pza. de la Constitución, 6 37001 Salamanca Tel.: 923 21 34 33 Fax: 923 26 33 15 [email protected] www.colvet.es/Salamanca

CEUTA D. Arturo Murcia Orozco Velarde, 1-6º B 51001 Ceuta Tel.: 956 51 37 42 Fax: 956 51 37 10 www.colvet.es/Ceuta

LLEIDA D. Jordi Ricart Pifarre Canónigo Brugular, 7 25003 Lleida Tel.: 973 27 95 18 Fax: 973 27 82 16 [email protected] www.colvet.es/Lerida

SANTA CRUZ DE TENERIFE D. Jorge de Miguel García Benito Pérez Armas, 4 38007 Santa Cruz de Tenerife Tel.: 922 22 62 03 Fax: 922 20 39 49 [email protected] www.vetcan.org

LUGO D. Jesús Rodríguez Franco Ramón y Cajal, 2 27001 Lugo Tel.: 982 24 11 93 Fax: 982 24 26 15 [email protected] www.colvet.es/Lugo

SEGOVIA D. Francisco Pastor Herrero Pza. de la Tierra, 5 40001 Segovia Tel.: 921 46 38 55 Fax: 921 46 38 56 [email protected] www.colvetsegovia.es

CIUDAD REAL Dª Ceila-Esther Cámara Gasanz  Plaza Provincia, 2 - 2º 13001 Ciudad Real Tel.: 926 21 10 14 Fax: 926 21 63 34 [email protected] www.colegiodeveterinarios.com

ALMERÍA D. Emilio Gómez-Lama López  Rambla Obispo Orberá, 42 04004 Almería Tel.: 950 25 06 66 Fax: 950 23 51 00 [email protected] www.colvet.es/Almeria

CÓRDOBA D. Julio Tomás Díaz de la Cuesta Dirección: Ronda de los Tejares, 32 “Edf. Preciados” 14001 Córdoba Tel.: 957 47 59 30 Fax: 957 47 47 13 [email protected] www.colvet.es/Cordoba

MADRID D. Felipe Vilas Herranz  Maestro Ripoll, 8 28009 Madrid Tel.: 91 411 20 33 Fax: 91 561 05 65 [email protected] www.colvema.org

SEVILLA D. Ignacio Oroquieta Menéndez  Virgen de la Oliva, nº 7 Portal B -1º 41011 Sevilla Tel.: 95 441 03 58 Fax: 95 441 35 60 [email protected] www.interbook.net/colectivo/cvetse

ASTURIAS D. Armando Solís Vázquez de Prada Pza. de América, 10, 2º 33005 Oviedo Tel.: 985 21 29 07 Fax: 985 22 98 22 [email protected] www.colegioveterinarios.net

CUENCA D. Vicente García García Pza. Hispanidad, 3 16001 Cuenca Tel.: 969 21 17 37 Fax: 969 21 25 08 [email protected] www.colvet.es/Cuenca

MÁLAGA D. Enrique Moya Barrionuevo Pasaje Esperanto, 1 29007 Málaga Tel.: 952 39 17 90 Fax: 952 39 17 99 [email protected] colvetma.veterinaria.org

SORIA D. Rafael Laguens García  Avda. Navarra, 6 42003 Soria Tel.: 975 23 22 00 Fax: 975 23 13 55 [email protected] www.colvet.es/Soria

ÁVILA D. Rufino Rivera Hernández  San Juan de la Cruz, 26 05001 Ávila Tel.: 920 22 17 82 Fax: 920 22 54 72 [email protected] www.colvet.es/Avila

GIRONA D. Bernat Serdá Bertrán Corazón de María, 10 17002 Girona Tel.: 972 20 00 62 Fax: 972 20 05 30 [email protected] www.colvet.es/Gerona

MELILLA D. Francisco Javier Olmo Gómez Marqués de Montemar, 29 A - 1º A 52006 Melilla Tel.: 651 82 11 07 Fax: 952 67 05 13 [email protected] www.colvet.es/Melilla

TARRAGONA D. Ángel Guerrero López  San Antonio Mª Claret, 10 43002 Tarragona Tel.: 977 21 11 89 Fax: 977 21 37 21 [email protected] www.veterinaris.org

BADAJOZ D. Julio López Gimón  Avda. Santa Marina, 9 06005 Badajoz Tel.: 924 23 07 39 Fax: 924 23 07 39 [email protected] www.colvet.es/Badajoz

GRANADA D. Francisco Muñoz Collado Rector Martín Ocete, 10 18014 Granada Tel.: 958 27 84 74 Fax: 958 29 02 86 [email protected] www.colvet.es/Granada

MURCIA D. Fulgencio Fernández Buendía  Avda. Constitución, 13 30008 Murcia Tel.: 968 23 64 58 Fax: 968 24 46 65 [email protected] www.colvet.es/Murcia

TERUEL D. Héctor Palatsi Martínez  Pza. San Sebastián 6-8, bajo 44001 Teruel Tel.: 978 60 13 06 Fax: 978 61 16 48 [email protected] www.colvete.org

BARCELONA D. Francesc Monné i Orga  Avda. República Argentina, 25 08023 Barcelona Tel.: 93 211 24 66 Fax: 93 212 12 08 [email protected] www.covb.es

GUADALAJARA D. Enrique Reus García-Bedoya Cardenal Glez. de Mendoza, 23 19004 Guadalajara Tel.: 949 21 17 94 Fax: 949 21 17 94 [email protected] www.colvet.es/Guadalajara

BIZKAIA D. Francisco Luis Dehesa Santisteban Ibáñez de Bilbao, 8 48001 Bilbao Tel.: 944 23 59 48 Fax: 944 24 29 79 [email protected] www.colvet.es/Vizcaya

GIPUZKOA D. José Manuel Etxaniz Makazaga Zabaleta, 40 20002 Donostia-San Sebastián Tel.: 943 32 18 52 Fax: 943 29 76 91 [email protected] www.colvet.es/Guipuzcoa

OURENSE D. Filemón Rodríguez Rodríguez  Ramón Cabanilla, 2 32004 Ourense Tel.: 988 22 22 02 Fax: 988 24 23 24 [email protected]; [email protected] www.colvet.es/Orense

VALENCIA D. José Rosendo Sanz Bou  Avda. del Cid, 62 46018 Valencia Tel.: 96 399 03 30 Fax: 96 350 00 07 [email protected] www.cvcv.org/valencia.htm

BURGOS D. Tomás Fisac de Frías  Alfonso X El Sabio, 42, 1º 09005 Burgos Tel.: 947 22 96 63 Fax: 947 22 85 06 [email protected] www.colvet.es/burgos

HUELVA D. Fidel Astudillo Navarro  Arcipreste Manuel Glez. García, 11 21003 Huelva Tel.: 959 24 11 94 Fax: 959 28 34 47 [email protected] www.colvet.es/Huelva

PALENCIA D. Juan José Cuevas Rodríguez  Muro, 2 34001 Palencia Tel.: 979 74 33 37 Fax: 979 17 02 54 [email protected] www.colvet.es/Palencia

VALLADOLID D. Paulino Díez Gómez  Pío de Río Ortega, 11 47014 Valladolid Tel.: 983 33 46 38 Fax: 983 34 44 99 [email protected] www.colvet.es/Valladolid

CÁCERES D. D. Juan Antonio Vicente Baez   Avda. Virgen de la Montaña, 28 10004 Cáceres Tel.: 927 22 44 25 Fax: 927 21 32 99 [email protected] www.colvet.es/Caceres

HUESCA D. José Ramón Sanjulián Calvo  Avda. Pirineos, 10 22004 Huesca Tel.: 974 24 20 22 Fax: 974 22 40 57 [email protected] www.colvet.es/Huesca

PALMAS, LAS D. Manuel Morales Doreste Luis Doreste Silva, 30-bis 35004 Las Palmas Tel.: 928 29 69 59 Fax: 928 29 69 58 [email protected] www.veterinarioscanarias.org

ZAMORA D. Victorio Lobo Carnero  Avda. Príncipe de Asturias, 9 49012 Zamora Tel.: 980 52 22 42 Fax: 980 52 22 42 [email protected] www.colvet.es/Zamora

CÁDIZ D. Federico Vilaplana Valverde  Avda. Ana de Viya, 5 11009 Cádiz Tel.: 956 25 49 51 Fax: 956 25 51 58 [email protected] www.colvet.es/Cadiz

ILLES BALEARS D. Ramón García Janer  Cecilio Metelo, 14 07003 Illes Balears Tel.: 971 71 30 49 Fax: 971 71 27 26 [email protected] personal1.iddeo.es/balearvet

PONTEVEDRA D. Manuel Lajos Guillán (en funciones) Echegaray, 10 - 2º Izda. 36002 Pontevedra Tel.: 986 85 23 23 Fax: 986 86 51 31 [email protected] www.colvet.es/Pontevedra

ZARAGOZA D. José Rómulo Silva Torres Parque Roma, I-7 local 50010 Zaragoza Tel.: 976 31 85 33 Fax: 976 31 85 33 [email protected] www.vetaragon.net

NAVARRA D. Ángel Garde Lecumberri   Avda. Baja Navarra, 47 31002 Pamplona Tel.: 948 22 00 72 Fax: 948 22 84 39 [email protected] www.covetna.org

TOLEDO D. Luis Alberto García Alia Quintanar, 8 45004 Toledo Tel.: 925 22 39 52 Fax: 925 22 10 29 [email protected] www.colveto.org

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Directorio ASOCIACIONES

A.A.V.E.E.  Asociación Andaluza de Veterinarios Especialistas en Équidos Infante don Carlos, 13 41004 Sevilla Tel.: 954 41 03 58/609 51 13 20 [email protected] ACNV  Asociación del Cuerpo Nacional  Veterinario Carranza, 3 28004 Madrid Tel.: 91 446 57 25/91 594 15 54 [email protected] ACVEACH  Asociación de Veterinarios de Animales de Huesca Obispo Pintado, 6, bj 22005 Huesca Tel.: 974 24 30 83 Fax: 974 21 82 93 ACVPZ  Asociación Centros Veterinarios de la  provincia de Zaragoza Parque de Roma, Blq I-7, bajos 50010 Zaragoza Tel.: 976 31 85 33 ACVEAC  Asociación Clínicas Veterinarias Especializadas en Animales de Compañía Parque de Roma, Blq I-7, bajos 50010 Zaragoza Tel.: 976 31 85 33 ADSLEON  Asociación de Veterinarios de ADS de León  Alcalde Francisco Crespo, 2, 4º C 24005 León Tel.: 659 97 60 80 [email protected] ASOCIACIÓN ESPAÑOLA DE CIENCIA AVÍCOLA Sección Española de la WRSA Ctra. Castellvell, s/n 43206 Reus (Tarragona) Tel.: 977 33 12 84 Fax: 977 33 12 94 [email protected] AEHV  Asociación Española de Historia de la Veterinaria Cátedra de Cirugía. Avda. de la Universidad, s/n 10071 Cáceres Tel.: 927 25 71 66 [email protected] AEPVET  Asociación Española de Peritos Veterinarios Parque de Roma, Blq I-7, 1º of. 6 50010 Zaragoza Tel.: 650 44 42 86 AEVA  Asociación Española de Veterinarios  Acupuntores  Advocat Cirera, 17 08201 Sabadell (Barcelona) Tel.: 93 726 94 91 [email protected] AEVEE  Asociación Española de Veterinarios Especialistas en Équidos C/ Maestro Ripoll, 8 28006 Madrid Tel.: 91 411 20 33 - ext.117 Fax: 91 561 05 65 e-mail: [email protected] Pág. web: www.aevee.org AEVEDI  Asociación Española de Veterinarios Especialistas en Diagnóstico por Imagen Colegio Oficial Veterinario de Málaga. Pasaje Esperanto, 1, 1º E 29007 Málaga [email protected] www.veterinaria.org/asociaciones/aevedi/index.cfm

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AMURVAC  Asociación Murciana de Veterinarios de  Animales de Compañía  Avda. Constitución, 13, 1º 30008 Murcia Tel.: 968 24 82 97 [email protected] www.amurvac.com AMVAC  Asociación Madrileña de Veterinarios de  Animales de Compañía Maestro Ripoll, 8, 1º 28006 Madrid Tel.: 91 563 95 79 Fax: 91 745 02 33 [email protected] www.amvac.es ANAPORC  Asociación Nacional de Porcinocultura Científica Maestro Ripoll, 8, 1º 28006 Madrid Tel.: 91 411 20 33 Fax: 91 561 05 65 ANEMBE  Asociación Nacional de Especialistas en Medicina Bovina de España  Avda. Fundación Príncipe de Asturias, 7, 5º D 33004 Oviedo Tel.: 985 20 83 16 Fax: 985 96 45 69 [email protected] www.anembe.com ASESCU  Asociación Española de Cunicultura Rama Española de la WRSA Castañer, 12 08350 Canet de Mar (Barcelona) Tel.: 93 794 20 32 Fax: 93 794 20 32 [email protected] www.asescu.com ASOCIACIÓN EXTREMEÑA DE HISTORIA DE LA VETERINARIA  Avda. Santa Marina, 9 06005 Badajoz Tel.: 924 23 07 39 Fax: 924 23 07 39 AVAPA  Asociación de Veterinarios Asturianos de Pequeños Animales Pza. de América, 10, 2º 33005 Oviedo Tel.: 985 23 27 84 [email protected] AVAVEPA   Asociación Vallisoletana de Veterinarios de Pequeños Animales Pío de Río Ortega, 11, 1º C 47014 Valladolid Tel.: 983 33 46 38 Fax: 983 34 44 99 [email protected] ASOCIACIÓN DE VETERINARIOS ESPECIALISTAS EN BROMATOLOGÍA, SANIDAD Y TECNOLOGÍA DE LOS ALIMENTOS Parque de Roma, Blq I-7, bajos 50010 Zaragoza Tel.: 976 31 85 33 AVEBU   Asociación de Veterinarios Españoles Especialistas en Buiatría Facultad de Veterinaria. Campus Universitario s/n 27002 Lugo Tel.: 982 25 23 61 ext. 22618 Fax: 982 28 59 40 AVECAE  Asociación de Veterinarios Especialistas en Cirugía y Anestesia Equina Facultad Veterinaria de Cáceres. Ctra. Trujillo, s/n 10071 Cáceres Tel.: 927 25 71 66 Fax: 927 25 71 10

AGAVEPOR  Asociación Gallega de Veterinarios de Porcino Gaiteira, 49, 3º dcha. 15009 A Coruña

AVEDILA  Asociación de Veterinarios Especialistas en Disagnótico Laboratorial  CRESA. Campus de la Universidad  Autónoma de Barcelona 08193 Bellaterra (Barcelona) Tel.: 93 581 32 84 Fax: 93 581 31 42 [email protected] www.avedila.com

ALVELE  Asociación Leonesa de Veterinarios Clínicos y de Empresa  Alcalde Francisco Crespo, 2, 4º C 24005 León Tel.: 659 97 60 80 [email protected]

AVEEC  Associació de Veterinaris Especialistes en Iquids de Catalunya  Avda. República Argentina, 25 08023 Barcelona Tel.: 93 211 24 66 Fax: 93 212 12 08

AVEGAPE  Asociación de Veterinarios Especialistas de Galicia en Pequeñas Especies  Aragón, 56, bajo 36206 Vigo (Pontevedra) Tel.: 986 26 15 41 [email protected]; [email protected] www.avegape.com AVEPA   Asociación de Veterinarios Españoles Especialistas en Pequeños Animales Pza. San Gervasio, 46-48 08022 Barcelona Tel.: 93 253 15 22 Fax: 93 418 39 79 [email protected] www.avepa.org AVESA  Asociación de Veterinarios Especialistas en Seguridad Alimentaria Maestro Ripoll, 8 28006 Madrid Tel.: 91 411 20 33 Fax: 91 561 05 65 AVET  Asociación de Veterinarios de Espectáculos Taurinos Maestro Ripoll, 8 28006 Madrid Tel.: 91 411 20 33 Fax: 91 561 05 65 [email protected] www.colvema.org AVHIC  Associació de Veterinaris Higienistes de Catalunya  Avda. República Argentina, 21-25 08023 Barcelona Tel.: 93 211 24 66 Fax: 93 212 12 08 [email protected] www.avhic.com AVPA  Asociación de Veterinarios de Porcino de Aragón Parque de Roma, Blq I-7, bajos 50010 Zaragoza Tel.: 976 31 85 33 Fax: 976 31 85 33 www.avparagon.com [email protected] AVVC  Asociación Valenciana de Veterinarios de Caballos Pza. Clavé, 25 12001 Castellón Tel.: 964 32 00 26 Fax: 964 32 04 00 [email protected] AVYSA  Asociación de Veterinaria y Salud  de Andalucía Maestro Rodrigo, 2, L 8 y 9 11520 Rota (Cádiz) Tel.: 645 99 82 00 [email protected] CAAE Comité Andaluz de Agricultura Ecológica Cortijo de Cuarto s/n 41014 Sevilla Tel.: 954 689 390 Fax: 954 514 644 www.caae.es FAVAC Federación Andaluza de Asociaciones de Veterinarios de Animales de Compañía Infante don Carlos, 13, bajo 41004 Sevilla Tel.: 954 40 36 44 IRTA Centre de Control Porci  Veïnat de sies, s/n 17121 Monells (Girona) Tel.: 972 63 02 36 Fax: 972 63 05 33 SECAL Sociedad Española para las Ciencias del   Animal de Laboratorio Facultad de Medicina de la UAM (Gabinete Veterinario)  Arzobispo Morcillo, 4 28029 Madrid Tel.: 91 497 54 76 Fax: 91 497 53 53 [email protected] www.secal.es SEPE Sociedad Española para la Protección de los Équidos  Apdo. 60 29130 Alhaurín de la Torre (Málaga) Tel.: 952 41 43 74 Fax: 952 41 43 74 SERGA Sociedad Española para los Recursos Genéticos Animales Campus Rabanales, Edf. "Gregor  Mendel" 14071 Córdoba Tel.: 957 21 87 06 Fax: 957 21 87 06 [email protected] www.uco.es/organiza/departamentos/gen etica.serga SEOC Sociedad Española de Ovitecnia y Caprinotecnia Miguel Servet, 177 50013 Zaragoza Tel.: 976 76 15 88 Fax: 976 76 15 90 [email protected] www.seoc.es

SEOVE Sociedad Española de OdontologíaCirugía Maxilofacial Veterinaria y  Experimental   Avda. Puerta de Hierro, s/n 28040 Madrid Tel.: 91 394 37 32 Fax: 91 394 37 32 [email protected] SETOV Sociedad Española de Traumatología y Ortopedia Veterinaria Narciso Serra, 18 28008 Madrid Nueva, 167 15404 Ferrol (A Coruña) Tel.: 981 33 00 67 Fax: 981 37 08 07 [email protected] SIVEX Sindicato Independiente Veterinario de Extremadura  Avda. Juan Carlos I, 2, local 4 06005 Badajoz Tel./Fax: 924 24 83 21 06005-Badajoz  Avda. Virgen de Guadalupe, 20, sótano 1º, dcho: 3 Tel./Fax: 927 21 12 44 10001 Cáceres  Apdo. 534 10600 Plasencia (Cáceres) SVC Sindicat de Veterinaris de Catalunya  Avda. República Argentina, 21-25 08006 Barcelona Tel.: 666 77 66 04 SYMPOSIUM DEL TORO DE LIDIA Pabellón Banesto. Recinto Ferial. Apdo. 297 06300 Zafra (Badajoz) Tel.: 924 55 07 81 Fax: 924 55 36 13 [email protected] www.simposiotorozafra.org UVET-ANDALUCÍA Unión de Profesionales Veterinarios de Plazas de Toros de Andalucía Periodista Luis Seco de Lucena, 5 18014 Granada VAPAV Veterinarios Asociados de Pequeños  Animales de Vizcaya Calixto Leguina, 3 48007 Bilbao Tel.: 94 445 05 46 [email protected] VETERINDUSTRIA  Asociación Empresarial Española de la Industria de Sanidad y Nutrición Animal  San Agustín, 15, 1º derecha 28014 Madrid Tel.: 91 369 21 34 Fax: 91 369 39 67 [email protected] www.veterindustria.com V.P.S. Veterinarios para la Salud  Pasaje Esperanto, 1-E 29007 Málaga Tel.: 952 39 17 90 Fax: 952 39 17 99 VSF Veterinarios Sin Fronteras Floridablanca, 66-72, local 5 08015 Barcelona Tel.: 93 423 70 31 Fax: 93 423 18 95 [email protected] vsf.pangea.org W.R.S.A.-ASESCU  Asociación Científica Mundial de Cunicultura. Delegación Española Castañer, 12 08360 Canet de Mar (Barcelona) Tel.: 93 794 17 76 Fax: 93 795 60 66 [email protected]

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