Parametros fisico quimicos ecosistemas acuaticos

Guía para la utilización de las Valijas Viajeras – Alcalinidad

D eter ter mi nació nación de la Alcalinidad Total ¿Qué es la Alcalinida Alcalinidad d Tot Total y porqué rqué es imp important rtante e? Definimos la alcalinidad total como la capacidad del agua para neutralizar ácidos y representa la suma de las bases que pueden ser tituladas. Dado que la alcalinidad de aguas superficiales está determinada generalmente por el contenido de carbonatos, bicarbonatos e hidróxidos, ésta se toma como un indicador de dichas especies iónicas. No sólo representa el principal sistema amortiguador (tampón, buffer) del agua dulce, sino que también desempeña un rol principal en la productividad de cuerpos de agua naturales, sirviendo como una fuente de reserva de CO 2 para la fotosíntesis (fig. 1). Internacionalmente es aceptada una alcalinidad mínima de 20 mg de CaCO 3/L para mantener la vida acuática. Cuando las aguas tienen alcalinidades inferiores se vuelven muy sensibles a la contaminación, ya que no tienen capacidad para oponerse a las modificaciones que generen disminuciones del pH (acidificación). Se han propuesto clasificaciones de las aguas según su capacidad amortiguadora (alcalinidad), lo que permite manejar descriptores categóricos sencillos a ser utilizados en el análisis de calidad de agua (tabla 1). Tabla 1.- Clasificación de los cuerpos de agua según su alcalinidad total Descriptor Alcalinidad (mg/L) Mínimo aceptable 20 Pobremente amortiguadas <25 Moderadamente amortiguadas 25-75 Muy amortiguadas >75

Valores típicos de lagunas de agua dulce de Maldonado Valores típicos de lagunas de agua dulce de Rocha (Aguas dulces)

50-80 20-30

Met Metodologí logía a La alcalinidad se determina por titulación con una solución estándar de un ácido mineral fuerte a los puntos sucesivos de equivalencia del bicarbonato y el ácido carbónico (pH ≈ 4,5-4,3) (fig.1). Para determinar la Alcalinidad total se emplea una mezcla de reactivos indicadores (anaranjado de metilo/verde bromocresol). Se recomienda realizar la determinación en el laboratorio. No olvide utilizar recipientes bien limpios para tomar y acarrear las muestras de agua (preferentemente lávelos previamente y enjuáguelos con agua destilada). Conserve las muestras refrigeradas para su transporte. La determinación debe ser realizada preferentemente dentro de las primeras 24 horas a partir de la colecta, ya que pueden modificarse por interacción con el anhídrido carbónico atmosférico (CO 2).

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Versión 1.0 – Junio de 2007

Guía para la utilización de las Valijas Viajeras – Alcalinidad CO2 + H2O H2CO3 HCO3

H2CO3 HCO3 + -2 CO3

+

+

H +

H

Fig. 1.- Equilibrio ácido carbónico-bicarbonato-carbonato (Cárdenas Leon, J) Materiales: • • • • • • •

Reactivo Indicador acuoso: anaranjado de metilo/verde de bromocresol (4:5). Matraz aforado de 50 mL Erlenmeyer de 250 mL Bureta y soporte Solución de ácido sulfúrico 0.02 N Agua destilada Lentes de seguridad

Precauciones y consejos Seguridad

Si bien se trabajará con una solución diluida de ácido sulfúrico, debe tenerse en cuenta que la misma es corrosiva e irritante por contacto y tóxica por ingestión. El docente encargado debe planificar la actividad con el fin de disminuir los riesgos asociados a la utilización de esta sustancia. Utilícese protección para los ojos. En caso de contacto con la piel o los ojos lávese prontamente con agua en abundancia y acúdase inmediatamente al médico.

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Guía para la utilización de las Valijas Viajeras – Alcalinidad Procedimiento: Paso 1) Mida 50 mL de muestra en el matraz aforado. Para esto, añada la muestra hasta que falte aproximadamente un centímetro para el aforo (marca de enrase) y complete con un gotero. El enrase se considera bien realizado cuando el menisco que forma el líquido queda tangente, por encima, al aforo (fig.1).

a)

b)

Fig. 1.- a) Matraz aforado. b) La marca de aforo sobre el vidrio se representa con una línea naranja. El menisco cóncavo representa la superficie del líquido. Imagen b modificada de http://mazinger.sisib.uchile.cl/repositorio/ap/ciencias_quimicas_y_farmaceuticas/ap-teclabquim-2/06.html

Paso 2) Vierta los 50 mL en el erlenmeyer de 250 mL (fig.2.a) y agregue agitando unas pocas gotas de reactivo indicador, hasta que note una coloración leve (el color exacto dependerá del pH de la muestra y el color aparente del agua). Paso 3) Titular bajo bureta con solución de ácido sulfúrico, agitando y añadiendo gota a gota hasta el viraje a color púrpura. Determine el volumen de ácido gastado (fig. 2). Paso 4) La alcalinidad de la muestra se calcula multiplicando por 20 el gasto en mL de la solución de ácido (fig. 2.b). Esto permite expresar la suma de las bases presentes en la muestra como si fueran solamente carbonato de calcio. Debe expresarse entonces como alcalinidad total equivalente a “x” mg de CaCO 3 por litro (mg CaCO 3/L) o su equivalente, partes por millón (ppm).

Alternativamente la variación de pH puede monitorearse con un pHmetro si este está disponible en la institución participante. ¡No olvide registrar los resultados en la planilla! Referencias APHA. 1998. Standard methods for the examination of water and wastewater. American Public Health Association, Washington. 1265 pp. Bain, M.B. & N.J. Stevenson (ed.). 1999. Aquatic habitat assessment: common methods. American Fisheries Society, Bethesda, Maryland. EPA. 1997. Volunteer Stream Monitoring: A Methods Manual. http://www.epa.gov/owow/monitoring/volunteer/stream/ . DINAMA-laboratorio. 1996. Manual de procedimientos Analíticos para Aguas y Efluentes. MVOTMA/ http://www.dinama.gub.uy/descargas/doc_tecnicos/principal.pdf Jorge Cárdenas Leon. Documentos sobre calidad de aguas-Alcalinidad http://atenea.udistrital.edu.co/grupos/fluoreciencia/capitulos_fluoreciencia/calaguas_cap10.pdf

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Guía para la utilización de las Valijas Viajeras – Alcalinidad

a)

b) Fig. 2.- a) El cambio de color indica el punto final de la titulación. b) Determinación del gasto de ácido sulfúrico en la titulación.

Esta cartilla es parte integral de la Guía para la utilización de las Valijas Viajeras Red de Monitoreo Ambiental Participativo de Sistemas Acuáticos RED MAPSA Versión 1.0 – Junio de 2007 Autor: Guillermo Goyenola [email protected] http://imasd.fcien.edu.uy/difusion/educamb/

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Guía para la utilización de las Valijas Viajeras - Conductividad

Conductividad ¿Qué es y cual es su importancia? Al determinar la conductividad se evalúa la capacidad del agua para conducir la corriente eléctrica, es una medida indirecta la cantidad de iones en solución (fundamentalmente cloruro, nitrato, sulfato, fosfato, sodio, magnesio y calcio). La conductividad en los cuerpos de agua dulce se encuentra primariamente determinada por la geología del área a través de la cual fluye el agua (cuenca). Por ejemplo, aguas que corren en sustrato graníticos tienden a tener menor conductividad, ya que ese sustrato esta compuesto por materiales que no se ionizan. Descargas de aguas residuales suelen aumentar la conductividad debido al aumento de la concentración de Cl , NO 3 y -2 SO4 , u otros iones. Debe tenerse en cuenta que derrames de hidrocarburos (aceites, petróleo), compuestos orgánicos como aceites, fenol, alcohol, azúcar y otros compuestos no ionizables (aunque contaminantes), no modifican mayormente la conductividad. La unidad básica para medir la conductividad es el siemens por centímetro. El agua destilada tiene una conductividad en el rango de 0,5 a 3 µ Siemens/cm (un µS 1 es la millonésima parte de un Siemens). La conductividad de nuestros sistemas continentales generalmente es baja, variando entre 50 y 1.500 µ S /cm. En sistemas dulceacuícolas, conductividades por fuera de este rango pueden indicar que el agua no es adecuada para la vida de ciertas especies de peces o invertebrados. Algunos efluentes industriales pueden llegar a tener más de 10.000 µ S /cm. Es por esto que la conductividad es una medida generalmente útil como indicador de la calidad de aguas dulces. Cada cuerpo de agua tiene un rango relativamente constante de conductividad, que una vez conocido, puede ser utilizado como línea de base para comparaciones con otras determinaciones puntuales. Cambios significativos pueden ser indicadores eventos puntuales de contaminación.

1

µ = micro = 10 -6

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Guía para la utilización de las Valijas Viajeras - Conductividad Metodología

La determinación puede realizarse en el campo o en el laboratorio. No olvide utilizar recipientes bien limpios para acarrear las muestras de agua (preferentemente lávelos previamente y enjuáguelos con agua destilada). Las muestras que sean llevadas al laboratorio para la determinación de la conductividad, deben conservarse refrigeradas y ser analizadas antes del primer mes desde su colecta. La conductividad será determinada mediante la utilización de un conductímetro electrónico (fig.1), el que genera una diferencia de voltaje entre dos electrodos sumergidos en agua. La caída en el voltaje debida a la resistencia del agua es utilizada para calcular la conductividad por centímetro.

Fig.1. Izquierda: Conductímetro, tapa (negra) y destornillador para calibrarlo. Centro: ubicación del tornillo de calibración. Derecha: utilización del conductímetro.

Si está disponible, utilice la solución estándar ([KCl] (ac)=0,01M) para calibrar el conductímetro. Sin exceder el máximo nivel de inmersión marcado en el reverso del equipo (MAX LEVEL), sumerja el sensor en el recipiente con la solución y espere que la lectura se estabilice. Si la lectura es diferente a 1.413, utilizando el pequeño destornillador ajuste el valor a 1.413 µ S /cm (fig. 1). Lave con abundante agua destilada el sensor, antes de utilizarlo para realizar la determinación. Tome el recipiente con la muestra y sumerja el sensor sin exceder el máximo nivel de inmersión marcado en el reverso del equipo ( MAX LEVEL). Agite suavemente y espere que la lectura se estabilice. ¡No olvide registrar los resultados en la planilla!

Este conductímetro compensa automáticamente las variaciones de temperatura (que afectan la conductividad). Difícilmente la conductividad de la muestra supere el rango del instrumento, pero si esto sucede puede diluirse la muestra en agua destilada. Mezclando un volumen de muestra y uno de agua destilada, la conductividad debería disminuir aproximadamente a la mitad (multiplique por 2 para obtener la lectura). Si se

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Guía para la utilización de las Valijas Viajeras - Conductividad diluye a ¼ (un volumen de la muestra y 3 de agua destilada) la conductividad final debería ser ¼ de la inicial (multiplique por 4).

Referencias APHA. 1998. Standard methods for the examination of water and wastewater. American Public Health Association, Washington. 1265 pp. EPA. 1997. Volunteer Stream Monitoring: A Methods Manual. Hanna instruments DIST 3, HI98.303 manual. http://www.epa.gov/owow/monitoring/volunteer/stream/ .


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Guía para la utilización de las Valijas Viajeras - Determinación del pH

Determinación del pH ¿Qué es el pH y por qué es importante? Desde una aproximación simplificada, el pH puede definirse como una medida que expresa el grado de acidez o basicidad de una solución en una escala que varía entre 0 y 14 (fig.1). La acidez aumenta cuando el pH disminuye. Una solución con un pH menor a 7 se dice que es ácida, mientras que si es mayor a 7 se clasifica como básica. Una solución con pH 7 será neutra. El valor de pH representa el menos logaritmo en base diez de la concentración + (actividad) de iones hidrógeno [H ]. Como la escala es logarítmica, la caída en una + unidad de pH es equivalente a un aumento de 10 veces en la concentración de H . + Entonces, una muestra de agua con un pH de 5 tiene 10 veces más H que una de pH 6 y 100 veces más que una de pH 7.

Fig.1: escala de pH. El rojo simboliza pHs ácidos, mientras el azul básicos. Imagen tomada de Aquatox 2000 http://archive.idrc.ca/aquatox/sp/whatsnu/check.html

Los cambios en la acidez pueden ser causados por la actividad propia de los organismos, deposición atmosférica (lluvia ácida), características geológicas de la cuenca y descargas de aguas de desecho. El pH afecta procesos químicos y biológicos en el agua. La mayor parte de los organismos acuáticos prefieren un rango entre 6,5 y 8,5. pHs por fuera de este rango suele determinar disminución en la diversidad, debido al estrés generado en los organismos no adaptados. Bajos pHs también pueden hacer que sustancias tóxicas se movilicen o hagan disponibles para los animales.

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Guía para la utilización de las Valijas Viajeras - Determinación del pH

Metodología El pH puede ser analizado en el campo o en el laboratorio. No olvide utilizar recipientes bien limpios para tomar y acarrear las muestras de agua (preferentemente lávelos previamente y enjuáguelos con agua destilada). Si la muestra es llevada al laboratorio, la determinación debe ser realizada preferentemente dentro de las 2 primeras horas a partir de la colecta, ya que puede cambiar por interacción con el anhídrido carbónico (CO2) atmosférico. Conserve las muestras refrigeradas para su transporte. La determinación será realizada con tirillas indicadoras. Estas simplemente se sumergen por un instante en la muestra de agua, lo que provoca un cambio de color. Posteriormente se comparan con el patrón de coloración impreso en la caja para asignarles un pH (fig. 2).

1 2

3

Fig. 2.- Determinación del pH de una solución utilizando tirillas indicadoras. Las tirillas se sumergen en la solución y se comparan con el patrón de coloración impreso en la caja para asignarles un pH. 1) coloración correspondiente a una solución con pH ácido cercano a 2 unidades de pH. 2) coloración correspondiente a una solución con pH levemente ácido. 3) coloración correspondiente a una solución con pH básico.

Puede utilizarse equipamiento alternativo (como pHmetros digitales). ¡No olvide registrar los resultados en la planilla! Registre también la temperatura. Referencias APHA. 1998. Standard methods for the examination of water and wastewater. American Public Health Association, Washington. 1265 pp. EPA. 1997. Volunteer Stream Monitoring: A Methods Manual. http://www.epa.gov/owow/monitoring/volunteer/stream/ .


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Guía para la utilización de las Valijas Viajeras – Nitratos/Nitritos

Determinación de Nitrógeno en forma de Nitratos/Nitritos ¿Qué es el Ni trato y el Ni tri to y por qué son importantes? -

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Nitrato (NO3 ) y nitrito (NO2 ) son compuestos nitrogenados. El Nitrógeno es un nutriente fundamental para los organismos fotosintetizadores, pero si está en exceso puede determinar graves problemas en la calidad de agua. El nitrógeno en conjunto con el fósforo, es causante del proceso de eutrofización, la problemática más seria y 1 extendida de los sistemas acuáticos tanto a nivel nacional como mundial .

El nitrato en concentraciones mayores a los 10mg/L, puede ser tóxico para muchos organismos. El nivel natural de nitrato en aguas superficiales es típicamente bajo (menor a 1mg/L), pero en efluentes contaminados puede llegar a 30 mg/L. Las fuentes de nitrato incluyen pérdidas en las cámaras sépticas, uso de fertilizantes, actividad ganadera y algunas descargas industriales. Debido a su gran solubilidad en agua, el nitrato es perdido más rápidamente de los suelos que otros nutrientes (como el fósforo en forma fosfato). Como consecuencia el nitrato es mejor indicador de posibles fuentes contaminantes. Aguas que estén contaminadas con materia orgánica rica en nitrógeno puede tener bajas concentraciones de nitratos. La descomposición de la materia orgánica disminuye el nivel de oxígeno disuelto, lo cual disminuye la velocidad a la cual el amoníaco (NH3, una forma más reducida del Nitrógeno), es oxidado a nitrito (el que es considerablemente más tóxico que el nitrato) y luego a nitrato. Por esto es útil monitorear también la concentración de nitritos.

Metodología La metodología para la determinación de nitratos y nitritos es similar a la utilizada para el pH, mediante la utilización de tirillas reactivas específicas Recomendamos realizar la determinación en el campo. No olvide utilizar recipientes bien limpios para tomar las muestras de agua (preferentemente lávelos previamente y enjuáguelos con agua destilada). Debe evitarse la exposición de las tiras a la luz del sol y la humedad. Sacar únicamente el número de tiras de test necesarias y cerrar inmediatamente el envase. No debe tocarse con los dedos las zonas de test. Se sumerge brevemente la tira (1 segundo) en la solución problema. Espere manteniendo las zonas reactivas hacia arriba. Al cabo de 1 minuto se compara las zonas de test de la tira con la escala coloreada del frasco. En presencia de iones nitrato, el papel de test (en el extremo de la tira) se colorea de rojo-violeta. La segunda zona reactiva de la tira muestra la concentración de nitrito (fig. 2).

1

Ver la cartilla sobre eutrofización.

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Guía para la utilización de las Valijas Viajeras – Nitratos/Nitritos

a)

b)

c)

Fig. 1.- Determinación de nitrato/nitrito utilizando tirillas reactivas . a) Las tirillas se sumergen brevemente en la solución y se comparan luego de un minuto con el patrón de coloración impreso en el recipiente. El indicador del extremo de la tirilla informa sobre la concentración de nitrato, mientras el restante la de nitrito. b y c) No existe correspondencias necesaria entre las concentraciones de nitrato y nitrito, por lo que una elevada concentración de nitrato (rojo intenso en el primer indicador) puede estar asociada a la inexistencia de nitrito (no desarrolla color el segundo indicador).

Pueden ser utilizados otros métodos más sensibles, pero que demandan equipamientos y reactivos costosos. ¡No olvide registrar los resultados en la planilla!

Referencias APHA. 1998. Standard methods for the examination of water and wastewater. American Public Health Association, Washington. 1265 pp. EPA. 1997. Volunteer Stream Monitoring: A Methods Manual. http://www.epa.gov/owow/monitoring/volunteer/stream/ .


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Guía para la utilización de las Valijas Viajeras – Oxígeno Disuelto

Oxígeno Disuelto ¿Qué es y por qué es importante? En un cuerpo de agua se produce y a la vez se consume oxígeno. La producción de oxígeno está relacionada con la fotosíntesis, mientras el consumo dependerá de la respiración, descomposición de sustancias orgánicas y otras reacciones químicas. También puede intercambiarse oxígeno con la atmósfera por difusión o mezcla turbulenta. La concentración total de oxígeno disuelto ([OD]) dependerá del balance entre todos estos fenómenos. Si es consumido más oxígeno que el que se produce y capta en el sistema, el tenor de O2 caerá, pudiendo alcanzar niveles por debajo de los necesarios para la vida de muchos organismos. Los peces son particularmente sensibles a la h ipoxia (bajas [OD], tabla 1).

Tabla 1.- Rangos de concentración de oxígeno disuelto y consecuencias ecosistémicas frecuentes. [OD] mg/L 0 0-5 5-8 8-12 >12

Condición Anoxia Hipoxia Aceptable Buena Sobresaturada

Consecuencias Muerte masiva de organismos aerobios Desaparición de organismos y especies sensibles [OD] adecuadas para la vida de la gran mayoría de especies de peces y otros organismos acuáticos. Sistemas en plena producción fotosintética.

Durante el día suelen encontrarse concentraciones mayores de OD cuando la fotosíntesis llega a sus mayores niveles luego del mediodía, mientras más bajas se registran durante la noche. También es posible observar variaciones estacionales. Así mismo la [OD] será dependiente de la temperatura (tabla 2). Aguas más cálidas son capaces de disolver menores cantidades de oxígeno. Por esto, una descarga de agua caliente puede significar la disminución del OD a niveles por debajo del límite necesario para algunas formas de vida. Los animales acuáticos suelen ser más vulnerables a bajas [OD] por la mañana en días cálidos de verano, ya que las plantas acuáticas no producen oxígeno desde el atardecer anterior. Por otra parte, en los lagos el nivel de OD varía fundamentalmente con la profundidad, mientras en los ríos y arroyos los cambios suelen estar más vinculados a la dimensión horizontal. El OD se puede expresar en miligramos por litro (mg/L) o en porcentaje de saturación (%). La primera de las opciones expresa directamente la masa de oxígeno por litro de agua, mientras la segunda se expresa como el porcentaje de la concentración de saturación para determinada temperatura (tabla 2). Como ejemplo a 14ºC el agua disuelve aproximadamente 10 mg/L de O2. Si se determina que a esa temperatura la [OD] es de 5 mg/L el porcentaje de saturación será de 50%.

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Tabla 2.Dependencia de la concentración de oxígeno disuelto respecto a la temperatura del agua (Bain y Stevenson 1999) Temperatura ( °C )

OD (mg/L)

0

14.16

1

13.77

2

13.40

3

13.05

4

12.70

5

12.37

6

12.06

7

11.76

8

11.47

9

11.19

10

10.92

11

10.67

12

10.43

13

10.20

14

9.98

15

9.76

16

9.56

17

9.37

18

9.18

19

9.01

20

8.84

21

8.68

22

8.53

23

8.38

24

8.25

25

8.11

26

7.99

27

7.86

28

7.75

29

7.64

30

7.53

31

7.42

32

7.32

33

7.22

34

7.13

35

7.04

Guía para la utilización de las Valijas Viajeras – Oxígeno Disuelto

Metodología El OD puede determinarse en el campo utilizando sensores específicos. Sin embargo, debido al elevadísimo costo de los mismos, se utilizará la metodología propuesta por Winkler . De acuerdo a este método, la muestra será fijada en el campo y conducida al laboratorio donde se realizará la titulación y cálculos finales.

Paso 1) Las muestras de oxígeno se toman utilizando una botella de DBO (fig.1). Etiquete la botella utilizando la cinta de papel y lápiz o marcador indeleble. La muestra debe ser tomada eliminando absolutamente el burbujeo, ya que el mismo modificaría la [OD]. Con este fin se ha construido un dispositivo muestreador.

Figura 1.- Frasco DBO, luego de agregados los reactivos I y II de Winkler. Observe el precipitado marrón sobre el fondo.

Permita desbordar varias veces el frasco de DBO para eliminar la interacción con el O2 atmosférico. Tape la botella antes de sacarla del agua y controle que no quede ninguna burbuja de aire. Ya que la [OD] será la del sitio exacto donde fue tomada la muestra, registre por escrito exactamente el lugar donde fue tomada, profundidad y temperatura.

Paso 2) Los reactivos a utilizar son cáusticos, utilice protección y lávese bien las manos si se moja con los mismos. El OD se fijará agregando 1 mL del reactivo I introduciendo la punta de la pipeta por debajo de la superficie. Tape siempre cuidando que no queden burbujas atrapadas y agite. De forma equivalente, agregue 1mL del reactivo II. Tape y mezcle cuidadosa pero vigorosamente. Se formará un precipitado marrón en cantidad proporcional al OD que contuviese la muestra. El OD fijado no se verá afectado por el oxígeno atmosférico. Conduzca las muestras al laboratorio de ser posible en posición vertical y cubriendo el tapón con agua de la misma muestra.

Paso 3) En el laboratorio se titularán esos compuestos formados por fijación del OD. La titulación involucra la adición gota a gota de un reactivo titulante (tiosulfato de sodio) que causa un cambio de color en la solución. El punto en el que el color desaparece se denomina punto final, y el gasto necesario del reactivo titulante para lograr este punto es proporcional a la [OD]. a) La titulación se realizará bajo bureta. Complete y enrase (ver cartilla de alcalinidad) la bureta con la solución de tiosulfato de sodio 0,01N. b) Destape el frasco de DBO de la muestra y agregue 1ml de ácido sulfúrico concentrado lentamente y por la pared de la botella. ¡Tome todas las precauciones necesarias para la manipulación del ácido sulfúrico! Tape nuevamente y agite. Si no logra disolver todo el precipitado, agregue un poco más de ácido. c) Mida lo más exactamente posible 100mL en matraz aforado y transfiéralo a un erlenmeyer. d) Titule con el tiosulfato de sodio agitando constantemente hasta obtener un color amarillo pálido.

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Guía para la utilización de las Valijas Viajeras – Oxígeno Disuelto e) Añada unas gotas (ej. 3) de reactivo indicador (almidón), la solución tomará una coloración azul-violácea. f) Continúe lentamente la titulación hasta que desaparezca el color y permanezca incoloro al menos 20 segundos. g) Calcule la concentración de oxígeno disuelto en mg/L g .0,8.V DBO [OD] (V DBO 2) =

−

Siendo g el gasto del tiosulfato de sodio y V DBO el volumen de la botella de DBO (escrito en la propia botella) h) Calcule el porcentaje de saturación utilizando la tabla 1.

Seguridad: Manipule todas las sustancias con máximo cuidado. Particularmente el ÁCIDO SULFÚRICO es corrosivo pudiendo generar quemaduras graves y tóxico por ingestión. El docente encargado debe planificar la actividad con el fin de disminuir los riesgos asociados a la utilización de esta sustancia. Utilícese protección para los ojos. En caso de contacto con la piel o los ojos lávese prontamente con agua en abundancia y acúdase inmediatamente al médico. Se adjunta ficha de datos de seguridad.

Referencias Arocena, R. & D. Conde (ed.). 1999. Métodos en Ecología de Aguas Continentales, con Ejemplos de Limnología en Uruguay. DIRAC/FC/UDELAR, Montevideo. 233 pp. EPA. 1997. Volunteer Stream Monitoring: A Methods Manual. http://www.epa.gov/owow/monitoring/volunteer/stream/. Bain, M.B. & N.J. Stevenson (ed.). 1999. Aquatic habitat assessment: common methods. American Fisheries Society, Bethesda, Maryland.


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Guía para la utilización de las Valijas Viajeras - Transparencia, etc.

Transparencia, color y turbidez ¿Qué son y por qué son importantes? Transparencia

Al propagarse en un medio acuoso, la luz se extingue por fenómenos de absorción y dispersión. Ya el agua pura interacciona con la luz y contribuye a su extinción, pero si consideramos además las sustancias que se encuentren disueltas y las partículas en suspensión, podemos imaginarnos que los sistemas acuáticos presentaran una zona iluminada en su superficie, tornándose cada vez más oscura en función del aumento de la profundidad, el color y turbidez del agua (fig.1).

transparencia

Fig.1.- Relaciones entre turbidez, transparencia y color.

Aguas con aspecto barroso (achocolatado) obtiene esa coloración por la suspensión de sedimentos por acción del viento, corriente, o por aportes externos. Entre los últimos, la erosión en la cuenca de drenaje o la descarga de efluentes, pueden aumentar el nivel normal de sedimentos en suspensión disminuyendo la penetración de la luz en el agua, y a su vez afectando o limitando la capacidad de vida de algunas comunidades biológicas. Para los lagos, determinar la profundidad a la que penetra la luz define la extensión de la zona litoral, e informa sobre cual es la porción de la columna de agua en la que podría realizarse fotosíntesis y por lo tanto, vivir plantas. En algunos sistemas es frecuente encontrar sistemas con sus aguas turbias verdosas, dominadas por organismos fotosintéticos microscópicos (fitoplancton, ver cartilla sobre eutrofización). En general, en las aguas naturales traslúcidas pero con colores amarilloamarronados predominan sustancias húmicas disueltas provenientes de la descomposición de biomasa vegetal (sistemas denominados distróficos).

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Metodología para la determinación de la transparencia

La metodología más común involucra la utilización del disco de Secchi, un círculo de 20 cm de diámetro, dividido en cuadrantes pintados alternadamente de negro y blanco, atado a una cuerda graduada (fig.2). El disco se sumerge del lado sombreado de la embarcación hasta que deja de verse, se registra la profundidad y vuelve a subirse hasta que nuevamente se haga visible. Luego se promedian estas dos medidas (desaparición con disco descendiendo y aparición en ascenso) para obtener una medida dependiente de la transparencia del agua. Se clasifica como sistemas de aguas claras a los que presentan lecturas de Secchi mayores o iguales a un metro. Para este trabajo, el disco de Secchi presenta dos grandes limitaciones: 1) debe ser utilizado desde una embarcación o un muelle cercano a la superficie del agua y 2) en zonas con extensa cobertura de plantas acuáticas sumergidas, seguramente deje de observarse el disco al taparse con las plantas y no porque la transparencia del agua sea baja. Como la Valija de Monitoreo Participativo se ha diseñado de forma que las muestras puedan realizarse con seguridad desde la costa, propondremos la utilización de una metodología alternativa.

Fig. 2.- disco de Secchi. A) Utilización del disco, b) Visibilidad del disco en aguas muy claras, c) disco de Secchi en aguas con elevados cantidades de sedimentos en suspensión (aguas barrosas). 1 Minidisco de Secchi

El minidisco es equivalente a un disco de Secchi de 5 cm de diámetro posicionado sobre una varilla graduada y un tubo pintado de negro en su interior. Se utiliza de la siguiente forma: 1) se llena de agua el tubo con cuidado de no resuspender sedimentos, 2) se ubica a la sombra de nuestro cuerpo y se introduce la varilla con el disco, 3) se determina la profundidad a la que el disco desaparece de nuestra vista (medir desde la superficie del agua), 4) se sube suavemente, registrando la profundidad a la que reaparece el disco, 5) se calcula el promedio aritmético de las dos lecturas tomadas, tomando dicho promedio como el límite de visibilidad en la columna de agua. Es aconsejable que se anoten las lecturas de minidisco, realizadas siempre la misma persona o se promedien las medidas realizadas por el mismo grupo de personas (3 por ejemplo). 1

Imágenes

tomadas

de:

http://scene.asu.edu/habitat/equipment.html, http://www.biology.wustl.edu/~lososlab/langerhans/bahphotos.html

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http://www.ag.auburn.edu/fish/image_gallery/details.php?image_id=1223 ,



Color

E l color del agua dependerá tanto de las sustancias que se encuentren disueltas, como de las partículas que se encuentren en suspensión. Se clasifica como “color verdadero” al que depende solamente el agua y sustancias disueltas, mientras el “aparente” es el que incluye las partículas en suspensión (que a su vez generan turbidez). El color aparente es entonces el de la muestra tal como la obtenemos en el sistema a estudiar. Para determinar el color verdadero, sería necesario filtrarla para eliminar todas las partículas suspendidas. Metodología para la determinación del color

Se propone una metodología subjetiva para la determinación del color de una muestra de agua. Es necesario disponer de un frasco preferentemente de vidrio transparente y bien limpio. El fundamento de la técnica es tomar una muestra de agua y observarla contra un fondo blanco en un sitio con luz natural pero a la sombra. Se recomienda que la determinación sea realizada por varias personas, de forma de disminuir la subjetividad de la determinación. De color, intente describirlo con pocas palabras (ej.: verdosa, marrón, amarillenta). Turbidez

La turbidez depende de los materiales en suspensión en la columna de agua (como sedimentos, microorganismos, jabón), que atenúan y absorben la luz incidente (fig. 1). No podrá realizarse la determinación directa de la turbidez, ya que no se dispone de un turbidímetro.

Fig.3.- Turbidez de una muestra de agua imagen tomada de http://www.sulinet.hu/kemia/labor/tyndall/tync.jpg

Metodología para la evaluación de turbidez utilizando un rayo láser

Se propone una metodología subjetiva para la determinación de la turbidez en una muestra de agua. Debe iluminarse con una linterna (o el puntero de un láser) el recipiente utilizado para la determinación del color. Solamente si estuviesen partículas en suspensión, podrá verse el haz de luz (efecto Tyndall). Registre por escrito las observaciones realizadas.

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¡No olvide registrar en la planilla!: 1) profundidad de minidisco de Secchi 2) color aparente 3) observación de efecto Tyndall

Referencias APHA. 1998. Standard methods for the examination of water and wastewater. American Public Health Association, Washington. 1265 pp. EPA. 1997. Volunteer Stream Monitoring: A Methods Manual. http://www.epa.gov/owow/monitoring/volunteer/stream/. Fluoreciencia - Ciencia Para Todos Ver 1.0. 2005 Calidad del Agua. Universidad Distrital Francisco José de Caldas, Facultad del Medio Ambiente y Recursos Naturales, Colombia. http://atenea.udistrital.edu.co/grupos/fluoreciencia/index.php?option=com_content&task=view&id=6&Itemid=5


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Guía para la utilización de las Valijas Viajeras – Zooplancton

Zooplancton ¿Qué es y cual es su importancia? El zooplancton de sistemas dulceacuícolas incluye organismos de distintos taxones, tamaños (desde 10 mm hasta 4 o 5 mm) y rol trófico (filtradores herbívoros como depredadores activos). Este grupo incluye Rotíferos, microcrustáceos de los órdenes Cladócera, Copépoda (calanoida y cyclopoida) (Fig. 1), además de Ostrácoda y estadios larvales de insectos y moluscos entre otros. Este grupo constituye por su posición en la trama trófica (consumidores primarios) un eslabón de particular importancia en el flujo de energía hacia los niveles superiores, por lo general constituyen el principal grupo de herbívoros de estos ecosistemas (Fig. 2).

Fi ura 1.- Princi ales ru os de zoo lancton dulceacuícola. ROTÌFEROS Cuerpo: generalmente elongado cubierto por una cutícula divido en cabeza, tronco y pie. Tamaño: entre 30 y 2000 µm. Alimentación: Herbívoro, carnívoro. Hábito: Sésiles y planctónicos. Reproducción: Partenogénesis alternada con reproducción sexual, dimorfismo sexual. Ciclomorfosis.

CLADÓCEROS Sistemática: Crustáceos de la subclase Branchiopoda Cuerpo: Sin segmentación evidente cubierto por un caparazón quitinoso

Tamaño: entre 200 y 3000 µm. Alimentación: Herbívoro, filtradores (fitoplancton, detritus), carnívoros Hábito: Planctónicos, bentónicos, litorales (asociados a la vegetación) Reproducción: Partenogénesis alternada con reproducción sexual, dimorfismo sexual Ojo compuesto y Ocelo, Antenas segmentadas, Patas toráxicas, postabdomen con 2 garras terminales Ciclomorfosis

COPÉPODOS Sistemática: Crustáceos de la clase Copépoda, tres ordenes dulceacuícolas, Calanoida, Cyclopoida y Harpacticoida Cuerpo: alargado, segmentado, cefalotórax, abdomen, furcas Tamaño: hasta 5 mm. Alimentación: Herbívoro, filtradores (fitoplancton, detritus), omnívoros, carnívoros Hábito: Planctónicos, bentónicos, litorales (asociados a la vegetación) Reproducción: Reproducción sexual, dimorfismo sexual Ontogénesis: huevo, 4 estadios larvarios (Nauplios), 5 juveniles (Copepoditos)

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Versión 1.0 – junio de 2007


PISCIVOROS

TRANSPARENCIA DEL AGUA

PLANCTIVOROS

ZOOPLANCTON

NUTRIENTES

Figura 2.- Esquema de una trama trófica clásica de un sistema dulceacuícola

TRABAJO PRÁCTICO Objetivos: Identificar los principales grupos del zooplancton y determinar su abundancia (cantidad de organismos por litro) en una muestra de agua dada.

Metodología: 1. Filtrar 20 litros de agua (Vf) con una malla (copo). Utilizando la piseta concentre la muestra y recójala en un frasco utilizando un embudo (Fig.3). Complete con agua el graso y fije con unas gotas de lugol (hasta que el agua tome una coloración “té oscuro”; Fig.3).

Figura 3.- Izquierda: ubicación de la muestra en el frasco. Centro: muestras fijadas con lugol. Derecha: cámara de conteo (Sedgwick-Rafter)

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Si toca directamente el lugol lávese con abundante agua ya que este puede ser irritante. 2. En el laboratorio se volverá a filtrar la muestra, se recogerá en un recipiente graduado (de forma similar a lo mostrado en la Fig.3) y se llevará a un volumen conocido (Ve) de 50, 100 o 200 mL, dependiendo de la concentración de organismos presentes. Sobre esa muestra se homogeneizará agitando y se tomará una submuestra también de volumen conocido (Va) de 5 ml con una pipeta que será transferida al dispositivo de conteo. 3. El conteo se realizará porta objetos excavados o cámaras Sedgwick-Rafter (Fig.3) de hasta 5 ml, o dispositivo similar bajo lupa o microscopio a 80X o 100X. Identifique los organismos por grandes grupos (ver ficha de identificación, Fig. 4) y realice un dibujo de cada tipo de organismo. Cuéntelos barriendo el portaobjetos por líneas horizontales o verticales. 4. Luego de calcular la abundancia (N) agrupar por grupos tróficos: microfiltradores (nauplios y rotíferos), mesofiltradores (Cladóceros y Copépodos calanoides) y carnívoros (Copépodos ciclopoides). -1 5. La abundancia se expresará como individuos por litro (ind.L ) la cual se calcula según la siguiente formula:

Abundancia (ind.L-1) = [(N * Ve) / Va] / Vf Si Vf=20 L; Ve=50mL; Va/5mL La abundancia será igual a: Abundancia (ind.L-1) = 0,5xN Referencias/más información: Conde-Porcuna, J.M., E. Ramos-Rodríguez & R. Morales-Baquero. 2004. El zooplancton como integrante en la estructura trófica de los sistemas acuáticos lénticos. Ecosistemas 2. http://www.revistaecosistemas.net/pdfs/8.pdf

Esta cartilla es parte integral de la Guía para la utilización de las Valijas Viajeras Red de Monitoreo Ambiental Participativo de Sistemas Acuáticos RED MAPSA Versión 1.0 – Junio de 2007

Autor: Carlos Iglesias Modificada por: Guillermo Goyenola [email protected] http://imasd.fcien.edu.uy/difusion/educamb/

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FICHA DE IDENTIFICACIÓN: ROTÌFEROS

CLADÒCEROS

COPÈPODOS

Daphnia sp

Polyarthra sp

Synchaeta sp

Bosmina sp

Asplachna sp

ciclopoide

Lecane sp

Diaphanosoma sp Keratella sp

Euclhanis sp Ceriodaphnia sp

calanoide

Fig. 4.- A la derecha se presentan fotografías de 6 de los géneros más comunes de Rotíferos, en el centro 4 géneros de Cladóceros y a la izquierda se muestran: arriba, distintos estadios de nauplios de Copépodos, en el centro un copépodo Ciclopoide y abajo uno Calanoide.

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