Manual de prácticas de Patología Veterinaria

PATOLOGÍA VETERINARIA

DELGADO, G. R. CEPEDA, E. H

Torreón, Coahuila. México

Agosto de 2011

Manual de Prácticas Práctica s de Patología Veterinaria

Agosto de 2011

LA NECROPSIA EN LOS ANIMALES DOMESTICOS DELGADO, G. R. CEPEDA, E. H.

Torreón, Coahuila. México M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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LA NECROPSIA EN LOS ANIMALES DOMESTICOS DELGADO, G. R. CEPEDA, E. H.

Torreón, Coahuila. México M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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M.V.Z. M.C. Ramón Alfredo Delgado González. Profesor de Patología Departamento de Ciencias Médico Veterinarias Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro, URL Miembro de la Sociedad Mexicana de Patólogos Veterinarios, A.C. Patólogo Veterinario aprobado por el Consejo Mexicano de Certificación en Anatomopatología Veterinaria, A.C. M.V.Z. E.P. M.C. María Hortensia Cepeda Ceped a Elizalde Profesora de Patología Departamento de Ciencias Médico Veterinarias Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro, URL Miembro de la Sociedad Mexicana de Patólogos Veterinarios, A.C. Patóloga Veterinaria aprobada por el Consejo Mexicano de Certificación en Anatomopatología Veterinaria, A.C.

La necropsia en los animales domésticos. 2ª Edición. Agosto de 2011. Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro, URL División Regional de Ciencia Animal. Departamento de Ciencias Médico Veterinarias. Periférico y Carretera a Santa Fe. Torreón, Coahuila. M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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INDICE Página ORGANIZACIÓN

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I.

INTRODUCCIÓN

7

II.

OBJETIVOS Y FINALIDAD DE LA NECROPSIA

8

III.

EL PROTOCOLO DE NECROPSIAS

10

IV.

LA HISTORIA CLINICA

11

V.

PREPARATIVOS PARA LA NECROPSIA

13

VI.

METODOS DE EUTANASIA

17

VII.

CAMBIOS POSTMORTEM

20

VIII. TÉCNICA DE NECROPSIAS

22

1) Inspección externa

22

2) Incisión primaria

22

3) Incisión secundaria

24

4) Inspección por sistemas

26

a. Órganos torácicos

26

b. Órganos abdominales

28

c. Órganos pélvicos y riñones

31

d. Las articulaciones

32

e. Inspección de la cabeza

32

IX.

TOMA DE MUESTRAS

34

X.

DESCRIPCION DE LESIONES

38

XI.

INTERPRETACION DE LESIONES

40

XII.

APÉNDICES

47

Apéndice 1. Registro de casos.

47

Apéndice 2. El protocolo de necropsias.

48

Apéndice 3. La historia clínica.

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XIII. LITERATURA RECOMENDADA

M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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ÍNDICE DE FIGURAS Página Figura 1. Sala de necropsias de la Unidad de Diagnóstico de la UAAAN, URL

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Figura 2. Ropa para necropsias

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Figura 3. Instrumental para necropsias

15

Figura 4. Material para toma de muestras

16

Figura 5. Aturdidor de perno cautivo para el sacrificio de los animales domésticos

18

Figura 6. Cambios postmortem

19

Figura 7. Posición en decúbito lateral izquierdo de los rumiantes

22

Figura 8. Incisión primaria y desarticulación de miembros

23

Figura 9. Revisión de articulaciones

23

Figura 10. Extracción de lengua

24

Figura 11. Incisión secundaria. Corte de costillas con costotomo

25

Figura 12. Posición y situación de los órganos

25

Figura 13. Revisión de laringe y extracción de pulmones y corazón

26

Figura 14. Inspección del contenido del pericardio cortes del corazón

27

Figura 15. Inspección de laringe, tiroides, tráquea, bronquios y pulmón

28

Figura 16. Inspección del hígado

28

Figura 17. Inspección de la posición y extracción de órganos digestivos

29

Figura 18. Inspección de intestinos, preestómagos, estómago y mesenterio

30

Figura 19. Inspección del bazo

30

Figura 20. Inspección del riñón en su superficie y en corte longitudinal

31

Figura 21. Inspección de la cabeza

32

Figura 22. Extracción de encéfalo

33

Figura 23. Bronconeumonía fibrinosa.

40

Figura 24. Corazón redondo (forma de balón) con hipertrofia.

41

Figura 25. Hemangioma en bazo de canino

42

Figura 26. Enteritis fibrinonecrótica. Salmonella spp

44

Figura 27. Nefritis intersticial crónica. Leptospira spp

45

Figura 28. Hemangioma en vejiga urinaria por Pteridium aquilinum

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Manual de Prácticas de Patología Veterinaria

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ORGANIZACIÓN Clases  

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Las clases se realizarán conforme al horario establecido y en las aulas programadas. Cada estudiante deberá contar con un cuaderno exclusivo para el curso de patología en el que registrará sus consultas, notas de clase y notas sobre las prácticas. Sobre cada tema el alumno deberá hacer la consulta documental respectiva y tomar notas de lo más relevante, asentando las referencias bibliográficas correspondientes. Es conveniente que la consulta no se limite a sólo un libro, sino que incluya varios y se complemente con artículos de revistas y, en especial, con reportes de casos. En las sesiones de clase el maestros presentará los temas, los estudiantes comentarán sus consultas y hallazgos de las prácticas, plantearán sus dudas e inquietudes. En un cuaderno el alumno elaborará un glosario con todos los términos que no le resulten claros y consultará sus definiciones en diccionarios y libros de texto.

Prácticas Antes de cada práctica el alumno deberá hacer la consulta documental respectiva Las prácticas se llevarán a cabo en la Unidad de Diagnóstico bajo la supervisión del maestro. Para la realización de las prácticas los estudiantes se organizarán en equipos. Cada equipo deberá conseguir oportunamente los animales u órganos correspondientes, así como el equipo o instrumentos necesarios para la realización de la práctica. Durante las prácticas los estudiantes deberán usar bata u overol, mandil guantes, botas de hule y cubrebocas. De cada práctica deberá elaborarse un reporte que incluya la síntesis de la consulta bibliográfica sobre el tema, la descripción del procedimiento seguido y los hallazgos. Los cadáveres serán depositados en bolsas negras de basura y llevados al horno crematorio. Se lavará y desinfectará el área donde se realizó la necropsia, así como el instrumental. Los reportes de práctica deberán entregarse en la semana siguiente a su realización.  

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Evaluación   

Revisiones del cuaderno y glosario: Evaluaciones parciales: Prácticas:

10% 70% 20%

Conforme a la reglamentación respectiva, la calificación mínima para ser aprobado es de 7.0 (siete). Se deberá tener un 85% de asistencia para tener derecho a examen ordinario y 80% para extraordinario. Asistir a menos del 80% de las clases implica repetición del curso.


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I. INTRODUCCION La necropsia es la disección anatómica, rápida, sistémica y ordenada de un cadáver, llevada a cabo para obtener, confirmar y descartar el diagnóstico de una enfermedad o la causa de la muerte de un animal. También las necropsias se realizan con la finalidad de investigar los efectos de una sustancia tóxica, un fármaco o un biológico. Se utiliza con fines legales para que puedan obtenerse argumentos en la demanda contra alguna empresa, médicos o particulares, actuando así como medicina forense veterinaria. En cada necropsia se deben establecer las relaciones estructurales y funcionales relevantes de los cambios encontrados. Las lesiones deben evaluarse junto con la historia clínica durante el curso de la necropsia, para llevar a cabo una selección de las muestras sin pasar por alto las lesiones más importantes o significativas. La necropsia junto con la historia clínica nos permite ayudar a identificar las enfermedades prevalentes en las granjas que se están atendiendo. Se conocen errores y aciertos cometidos durante los tratamientos recomendados. Se establecen las medidas correctivas sobre la base de los hallazgos para evitar pérdidas económicas importantes, siempre y cuando la necropsia y la historia clínica estén completas y bien hechas. Los médicos que llevan a cabo necropsias constantemente, en forma adecuada, obtienen beneficios importantes en su desempeño como profesional, ya que son una fuente importante de información y enseñanza. La necropsia es como un libro, el cual es importante saber leer e interpretar. El presente manual fue elaborado con el fin de servir como material auxiliar para los alumnos que cursan la materia de PATOLOGIA, así como para médicos veterinarios, técnicos pecuarios y personal que labora en laboratorios de diagnóstico veterinario. En el se incluyen los puntos básicos que son de utilidad en la realización de una necropsia en diferentes especies domésticas y los procedimientos de rutina para la integración de un diagnóstico definitivo. Para su mejor aprovechamiento es necesario que se lleven a cabo los pasos correctamente para adquirir destreza para realizar una necropsia en forma sistemática utilizando las herramientas recomendables para cada caso. Es recomendable dar seguimiento a los lineamientos y normas referidos en el manual, que se requieren para el cumplimiento del buen funcionamiento del laboratorio de prácticas, El propósito fundamental del presente manual es convertirse en instrumento de fácil acceso para los alumnos y profesionales, apoyándose en las ilustraciones que se refieren para la realización de la disección de las diferentes especies animales, por órganos y sistemas.


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II. OBJETIVOS Y FINALIDAD DE LA NECROPSIA Objetivos de la necropsia. -

Adquirir destreza para realizar una necropsia en forma sistemática utilizando cuchillo, pinzas de disección, tijeras y sierra de mano.

-

Inspeccionar de manera adecuada los diferentes sistemas, órganos y tejidos de un cadáver.

-

Describir las lesiones observadas en una necropsia de una manera objetiva, empleando la terminología apropiada.

-

Interpretar las lesiones observadas de acuerdo al tipo de proceso, curso, distribución, localización, grado y significancia.

-

Diferenciar las lesiones de los cambios postmortem.

-

Realizar la toma y envío de muestras adecuadamente para estudios de laboratorio (ver toma de muestras), al momento de realizar la necropsia e inspeccionar algún órgano lesionado.

-

Conocer la metodología para la integración de un diagnóstico definitivo.

Finalidad de la necropsia. Es una base imprescindible para el diagnóstico. Previamente a cualquier necropsia debemos estudiar la historia clínica en la cual buscaremos la posible causa de la muerte que permita tener una idea clara de que órganos y sistemas debemos revisar con mayor detenimiento. Además es necesario utilizar técnicas especiales de laboratorio cuando se estime necesario para apoyar el diagnóstico. Un principio fundamental de la necropsia es respetar la continuidad de los órganos y aparatos, es decir, no separarlos ni hacer disecciones de estos hasta después de un estudio cuidadoso. En la práctica veterinaria las necropsias no solo se realizan para un solo individuo, sino para una cantidad considerable de animales cuyo resultado es de gran importancia económica.

PROBABLEMENTE NADA SUSTITUYE A LA NECROPSIA COMO PODEROSO INSTRUMENTO DE CONTROL DE CALIDAD, PREVENCIÓN Y PROTECCIÓN DE LA SALUD PÚBLICA Y ANIMAL


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FINALIDAD DE LA NECROPSIA

NECROPSIA DIAGNÓSTICO DE ENFERMEDADES

CONTROL DE CALIDAD

VALOR TERAPEUTICO

ANATOMÍA PATOLÓGICA VALOR EXPERIMENTAL

NECROPSIA DIAGNOSTICAR

PREVENCIÓN

CONTROL ERRADICACIÓN DE ENFERMEDADES TRATAMIENTO MEDIOS ESTUDIO EXHAUSTIVO DE UN CADÁVER DESCRIPCIÓN DE LESIONES

EXPONER EL PORQUE DE CADA CAMBIO CUANDO SEA POSIBLE


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III. EL PROTOCOLO DE NECROPSIAS Un protocolo de necropsias es un formato que debe contener la información necesaria sobre un caso determinado, los datos recopilados son importantes para predecir sobre lo que conviene hacer con el fin de establecer un diagnóstico o bien para encontrar la causa de la muerte. Algunas ocasiones el clínico solicita pruebas específicas que deben ser anotadas en el protocolo de cada caso. El estudio postmortem debe ser un método sistemático en la inspección externa e interna del cadáver, así mismo deberá contemplar datos de una anamnesis e historia clínica lo más detallada posible, de esta manera solo registrando estos datos en el protocolo se evitarán perderlos u olvidarlos. Adicionalmente, el protocolo de necropsias debe incluir información que nos oriente sobre la procedencia del cadáver, así como otros aspectos que correspondan a la persona interesada en el diagnóstico. En este caso los datos útiles con fines administrativos serían los siguientes: 1. Número de registro progresivo. Es el número con el que el laboratorio o el interesado registra el caso. 2. Nombre, dirección y teléfono de la persona que remite el caso. Estos datos son útiles para informar sobre el resultado final del estudio o para ampliar la información que se requiera sobre el caso. 3. Datos particulares sobre el cadáver. Especie, raza, sexo, edad, identificación y señas particulares. Se debe analizar sobre la patología particular por especie o bien la enfermedad por sexo, o predisposición por raza, antes de empezar la inspección. 4. Fecha y hora de la muerte o método de eutanasia, según sea el caso. Los cambios que ocurren después de la muerte pueden enmascarar lesiones importantes, de la misma manera la forma como haya ocurrido la muerte del animal puede interferir con el diagnóstico, especialmente cuando el dato no se incluye. 5. Historia clínica. Este es uno de los puntos más importantes que deben incluirse en el protocolo ya que al conocerla con detalle, el patólogo puede decirle sobre las prácticas particulares que se requerirán o bien sobre las lesiones en los aparatos. 6. Diagnóstico clínico presuntivo. El clínico debe apoyar al diagnóstico postmortem con base en sus observaciones en el animal vivo, de esta forma puede emitirse un diagnóstico final. 7. Descripción de lesiones. Después de la necropsia o durante la misma, se deben anotar en el protocolo los datos más importantes obtenidos durante el proceso, por órgano, aparato o sistema, el tipo de lesión, curso, grado, extensión, y distribución. También se debe anotar un diagnóstico postmortem de acuerdo a las lesiones microscópicas, siempre que esto sea posible. 8. Pruebas de laboratorio requeridas. Se deben anotar las pruebas particulares de laboratorio que se requieran y el tipo de material enviado. 9. Fecha y hora de la necropsia. Es muy importante para dejar por escrito el tiempo que transcurrió desde la muerte del animal hasta la disección del mismo. 10. Nombre del prosector. La persona que remita el caso podrá ser informado en forma personal y detalladamente, sobre el caso, por el prosector. M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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IV. LA HISTORIA CLINICA La historia clínica constituye un elemento muy importante para llegar al diagnóstico de las diferentes enfermedades o síndromes, ya que nos da una idea clara y amplia de las condiciones de vida y de proceso morboso de un individuo o de un grupo de animales. Por medio de la historia clínica conocemos la epidemiología, el inicio y desarrollo de un proceso patológico, como va afectando a los distintos animales según su edad y función zootécnica, la rapidez de su evolución, signología más importante, respuestas a los tratamientos y medidas de control. Una historia clínica elaborada en forma ordenada y completa nos permite tener una versión más amplia del problema, confirmar o descartar un diagnóstico con mayor exactitud, evitando pérdidas de tiempo y económicas, además de formar un archivo de información científica, estableciendo la incidencia y distribución de enfermedades en ciertas áreas, con la signología característica de éstas. Los datos que integran una historia clínica se obtienen a partir del interrogatorio hacia el dueño o encargado de los animales, y de la observación directa del médico veterinario que está trabajando en el caso. Generalmente el dueño o el encargado no van a comunicar todos los datos que conocen acerca de los animales a su cargo si el veterinario no hace las preguntas precisas, tomando en cuenta la especie, el tipo de explotación, la signología con la que se está enfrentando. En forma concreta la historia clínica debe incluir un cuestionario con los detalles de cada uno de los siguientes aspectos.

1. Identificación del caso. a. Identificación del dueño respecto a su dirección y teléfono/fax para tener un punto de referencia para el envío de los resultados. b. Localización de la explotación. Si está alejada de los poblados de preferencia dibujar un croquis para identificar la localización de la explotación en caso de realizar una visita necesaria referente al caso. c. Identificación del animal al que se le va a practicar la necropsia, incluyendo la especie, raza, sexo, edad, número, marcas o señas particulares, y función Zootecnia.

2. Medio ambiente. a. Macroclima. Se refiere a las condiciones ambientales generales que rodea a los animales, con base en la ubicación geográfica conocida de la explotación. Se revisa la altitud, latitud, temperatura, precipitación pluvial, humedad relativa en la región. Además incluye el conocimiento de las explotaciones pecuarias que rodean el predio. Todo esto sirve para conocer cuales son las enfermedades prevalentes en cada zona, o si se han presentado problemas recientemente en una explotación cercana. b. Microclima. Se refiere a las condiciones del medio ambiente que rodea a los animales en forma directa, aquí se deben incluir los datos de: M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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- Las instalaciones para conocer el material de las construcciones, temperatura de los locales, humedad, ventilación, o las medidas de higiene que se practican. - La distribución y densidad de los animales que incluye los datos acerca del número de animales, función zootécnica, especie relacionada, y procedencia de los animales. - El manejo que se les da a los animales, ya sea una explotación intensiva, semiintensiva o extensiva. - La alimentación que se suministra, se debe conocer en cuanto a cantidad y calidad, composición, marca, frecuencia del suministro y los cambios recientes en la dieta. Estos datos se deben conocer tanto como para la alimentación líquida, el tipo de agua consumida, como la sólida. - La medicina preventiva para conocer los calendarios de vacunación, desparasitación, medicamentos utilizados antes y actualmente, incluyendo marcas comerciales y dosis de los productos.

3. Signología del hato. Para cubrir este dato se debe conocer primero la historia sanitaria del hato referente a las enfermedades que se han presentado anteriormente, cuales fueron estas, como se diagnosticaron, cuantos animales enfermaron y cuantos murieron, tratamientos que se aplicaron y la respuesta a estos, la periodicidad de su presentación, así como medidas de control que se tomaron. Después se debe conocer el problema actual del hato, considerando el número de animales expuestos, enfermos (morbilidad), muertos (mortalidad), tipo de animales más afectados, curso de la enfermedad en horas, días o semanas (agudo o crónico), signología por sistemas, tratamientos que se aplicaron (productos, dosis, frecuencia), así como la respuesta a los tratamientos.

4. Signología individual. Respecto al animal que se le va a practicar la necropsia se debe conocer cuando inició la enfermedad, signología particular, tratamientos que se le aplicaron al animal junto con la respuesta. En el caso de que el animal llegue vivo al laboratorio o se sacrifique en el campo, se debe anotar el método de eutanasia utilizado, ya que algunos métodos producen cambios que pueden conducir a errores en la interpretación de lesiones. Cuando el animal llega muerto al laboratorio de necropsias o que esta en el campo, se debe preguntar acerca de la fecha y hora de la muerte, cuales fueron sus signos al morir, y a que condiciones ambientales estuvo expuesto el cadáver (sol, sombra, lluvia, refrigeración, congelación).

5. Diagnóstico clínico presuntivo. Con base en los datos anteriores y con la ayuda del médico veterinario que esté atendiendo el problema, se debe emitir un diagnóstico clínico presuntivo y sus diferenciales. Si no hay un médico veterinario atendiendo a los animales se le debe pedir una opinión al encargado de los mismos. El diagnóstico clínico se confirma o descarta posteriormente de acuerdo a los hallazgos a la necropsia y a los resultados obtenidos en el laboratorio, y se emitirá un diagnóstico integrado. M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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V. PREPARATIVOS PARA LA NECROPSIA MEDIDAS GENERALES DE SEGURIDAD: Todo trabajo de un patólogo encierra peligro para sí mismo y sus colaboradores, por tal motivo se deben tener precauciones para evitar accidentes y contaminaciones (NOM-017-STPS-2001). Antes de realizar una necropsia, el prosector deberá tomar en cuenta lo siguiente: -

Registrar el caso. Revisar la historia clínica que acompaña el caso. Revisar todo el equipo necesario para la necropsia. Utilizar la ropa recomendable para realizar una necropsia. Tener a su alcance un botiquín para caso de heridas. Toda persona que trabaja con animales sospechosos de rabia debe esta vacunada.

TIEMPO DE LA NECROPSIA: La realización de la necropsia ha de ser lo más inmediato posible a la muerte o sacrificio del animal y no debe demorarse más de 24 horas para evitar cambios autolíticos. LUGAR DE LA NECROPSIA: Los lugares para realizar una necropsia pueden ser una sala especial en un laboratorio, una clínica, o el campo (NOM-003-ZOO-1994). SALA DE NECROPSIAS: La sala de necropsias tiene la ventaja de tener al alcance todos los instrumentos necesarios para el mejor desarrollo de la disección, así como la disponibilidad de cualquier análisis encaminado a un diagnóstico más preciso de la causa de la muerte. La toma y envío de muestras a los diferentes laboratorios se realiza en un medio controlado más limpio (NOM-001-STPS-1999).

Figura 1. Sala de necropsias de la Unidad de Diagnóstico de la UAAAN, URL M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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El diseño de una sala de necropsias debe realizarse facilitando la limpieza e higiene del local. La sala de necropsias debe contar con lo siguiente: -

Mallas de alambre en las ventanas para evitar entrada de moscas. Una lámpara de luz ultravioleta o sistema de ozonificación ambiental para disminuir la contaminación bacteriana Las paredes y pisos deben ser de superficie lisa, color claro y vértices redondeados para facilitar la limpieza. Desagües de 30 cm de ancho provistas de rejas movibles con el declive necesario. Mesas de acero inoxidable para realizar las necropsias tanto para pequeñas como para grandes especies. La mesa para grandes especies debe ser de preferencia hidráulica. Cuarto frío y un incinerador para el desecho de los cadáveres. En un cuarto adyacente debe haber autoclave para esterilizar los instrumentos y la ropa utilizados durante la necropsia. Mínimo dos lavabos, uno para instrumentos y otro para las manos, en este último las llaves se manejarían con los codos. Vestidores y baño con regaderas. En la parte exterior se debe contar con una manga con altura de 1.65 por 1.00 m de ancho, para recibir a los animales grandes y vivos, así como un riel con polea en el techo para dirigir los cadáveres al interior de la sala.

NECROPSIA EN EL CAMPO: Al realizar una necropsia en el campo, se hará de preferencia en un lugar sombreado, alejado de la gente, de los animales y del tránsito. Se debe procurar que la necropsia sea lo más similar posible a la que se realiza en la sala de necropsias, aunque en la mayoría de los casos esto no es posible. En el campo los detalles más importantes son: -

Realizar la necropsia en una superficie dura como cemento o en tierra de consistencia firme. Colocar al animal sobre una tela de plástico para facilitar su remoción. Debe haber suficiente agua para lavarse. Al terminar la necropsia el lugar se deberá espolvorear con “cal viva” o aplicar cualquier otro desinfectante. El cadáver junto con sus órganos se entierran o se incineran (NOM-087-ECOL-SSA12002). No se incineran en caso de enfermedades infectocontagiosas como Clostridium spp y Bacillus anthracis. Al realizarse la incineración debe ser en una fosa séptica aplicando un combustible como petróleo o diesel. En caso de ser enterrado deberá ser a una profundidad no menor de 1.20 m. En caso de fiebre carbonosa y clostridiasis se aplica “cal viva”. No se incineran porque se liberan

-

esporas que pueden ser transportadas a otros lugares por el aire. El lugar de necropsia y de entierro no debe ser en tierras que se trabajan para fines agrícolas.


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Figura 2. Ropa para necropsias ROPA PARA LA NECROPSIA: Overol, mandil de plástico, botas de hule, guantes de hule, cubre-bocas.

Figura 3. Instrumental para necropsias INSTRUMENTAL: Cuchillos de diferente tamaño, chaira, hacha, tijeras con punta roma, pinzas de disección, espátula, sierra, dos costotomos para pequeñas y grandes especies, martillo y cincel. MATERIAL PARA TOMA DE MUESTRAS: Frascos con formalina al 10%, frascos estériles, tubos al alto vacío sin anticoagulante, tubos al alto vacío con anticoagulante, isopos estériles, bolsas de plástico, tela adhesiva, hilo cáñamo, jeringas, cajas de Petri, etiquetas. M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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Figura 4. Material para toma de muestras DESINFECTANTES: Antes de aplicar los desinfectantes se debe lavar bien con agua y jabón, el material o la zona donde se van a utilizar. - Jabones y detergentes - Cresoles en alcohol y glicerina al 2%. - Hipoclorito de calcio soluble en agua y alcohol al 2%. Se mezclan con agua - Alcohol etílico - Yodo - Formol al 40% - Cal viva - Hidróxido de sodio (Lejía o sosa cáustica. caliente a una concentración del 2%) - Cuaternario de amonio


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VI. METODOS DE EUTANASIA EUTANASIA. Significa muerte tranquila. Es el sacrificio humanitario de las diferentes especies de animales domésticos (NOM-033-ZOO-1995) con los siguientes principios: 1. 2. 3. 4.

No debe causar dolor ni angustia, ni poner en peligro al operador. Debe ser confiable y rápida en actuar. Debe ser segura y fácil de aplicar. Si es posible su costo no debe ser excesivo.

FUNCION: La función de la eutanasia es sacrificar un animal con la finalidad de realizar una necropsia y establecer un diagnóstico para poder tomar las medidas necesarias, ya sean de salud pública y salud animal, y para poder dar tratamiento a un hato en el que se inició un brote de enfermedad. En otras ocasiones se decide la eutanasia de un animal que no tiene posibilidades de curación debido a su edad o por la enfermedad que padece. METODOS DE EUTANASIA Métodos físicos mecánicos. Es recomendable utilizarlos en cavidad craneana. -

Pistola o fusil con bala. Este sistema implica riesgo ya que la bala puede rebotar si se realiza dentro de un local.

-

Arma con bala expansiva. La bala se desintegra inmediatamente después del disparo explotando en la cavidad craneana al haber atravesado los huesos.

-

Pistola de émbolo oculto (Stunner). Esta pistola acciona con un cartucho que impulsa un émbolo de metal el cual regresa al mango inmediatamente después del disparo. Al penetrar por los huesos del cráneo, produce un pequeño orificio en ellos. Es uno de los métodos más comunes. Al caer el animal debe de procederse de inmediato al sangrado por medio de un corte en las venas yugulares.

-

Aturdidor de perno cautivo. Diseñado para sacrificio humanitario de animales de todo tamaño, fácil de usar con cómodo agarre de caucho amortiguados para control del operador. Funciona en todos los animales y se coloca en el cráneo del animal

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Pistola de concusión. También opera con cartuchos pero el émbolo es de punta roma, de modo que no penetra al encéfalo sino que produce una insensibilización por medio de una conmoción cerebral. Este método se utiliza en peros, bovinos, borregos, cabras, cerdos o caballos. Después de la caída del animal debe procederse a su desangrado.

-

Para animales pequeños. En los conejos, ratas, ratones, hamsters, cuyes, o aves domésticas, los métodos físico mecánicos que se recomiendan son manuales o por medio de instrumentos metálicos y de madera (desnucador). Otro instrumento útil, especialmente para ratas y ratones, es la guillotina.

-

En aves. El método más común es la dislocación cervical.


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Figura 5. Aturdidor de perno cautivo para el sacrificio de los animales domésticos Métodos físicos eléctricos. Para insensibilizar a un animal por medio de este sistema es de primordial importancia que la corriente eléctrica atraviese el encéfalo, ya que si esto no sucede el animal quedará paralizado e inmovilizado, pero no inconsciente. El sistema eléctrico se considera efectivo y da resultados satisfactorios en bovinos, equinos, borregos, caprinos, cerdos y perros. Existen pinzas eléctricas que hacen pasar una cantidad conocida de electricidad de un lado a otro del encéfalo por medio de electrodos. Estos se deben colocar, en equinos y ovinos adultos, a unos 2 cm arriba de cada ojo; en vacas, sobre el centro de una línea imaginaria que va del ojo a la base de la oreja o del cuerno; en cerdos, cabras y borregos en ambos lados de la cabeza en el vértice de un ángulo recto formado por una línea horizontal que sale del borde superior de la trompa o del hocico; en perros se utilizan cables con pinzas en sus terminales, una se coloca a nivel del agujero magno y la otra en la base de la cola.

Durante la electrocución se presentan tres fases: 1. El animal flexiona los miembros posteriores y cae al suelo. 2. Los miembros posteriores se extienden y el animal realiza movimientos de locomoción. 3. Se presentan contracciones espasmódicas de los miembros posteriores y es cuando debe procederse al sangrado.


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Métodos químicos. Quizá el método más recomendable para la eutanasia en pequeñas especies, incluyendo animales de laboratorio y aves. -

Barbitúricos. Fenobarbital, pentobarbital. Deprimen los centros respiratorio y vasomotor. La vía endovenosa debe preferirse aplicando la dosis al doble de la utilizada para anestesia.

-

Sulfato de magnesio. Se aplica en forma de solución acuosa concentrada por vía endovenosa al 80%.

-

Hidrato de cloral. Deprime el centro respiratorio, se aplica vía endovenosa o rectal.

-

Cloroformo y éter. Se utiliza sobre todo para animales de laboratorio. En un recipiente bien cerrado se coloca un algodón impregnado con una de las dos sustancias, junto con el animal.

-

Bióxido de carbono. La concentración debe ser de 50 a 60% mezclada con un 30% de oxígeno. Se conecta a un tubo o gabinete herméticamente cerrado.

-

Monóxido de carbono. La óptima concentración de éste gas en una cámara es de 6%.

-

Cloruro de potasio. Se aplica en forma de solución acuosa concentrada (saturada) por vía endovenosa o directo al corazón. Produce paro cardiaco. NINGUN METODO QUIMICO DEBE EMPLEARSE EN ANIMALES CUYA CARNE VA A SER CONSUMIDA POR PERSONAS O ANIMALES.

Figura 6. Cambios postmortem. a) enfisema, b) enfisema, imbibición por bilis, c) autolisis, y pseudomelanosis, d) pseudomelanosis y putrefacción M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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VII. CAMBIOS POSTMORTEM Una vez que el animal ha muerto aparecen ciertas alteraciones de los tejidos que se conocen como cambios postmortem, los cuales se deben diferenciar de las lesiones producidas por algún agente etiológico y por lo tanto, estos son cambios que se presentan en un cadáver como resultado de la descomposición o autolisis del mismo.

Factores que influyen en la presentación de los cambios postmortem. 1. Temperatura ambiental. La temperatura regula el crecimiento bacteriano y la digestión enzimática o bacteriana. Las altas temperaturas aumentan esta actividad y los animales se descomponen muy rápido. Por otra parte, las bajas temperaturas conservan a los animales en buen estado por un tiempo más prolongado. 2. Tamaño del individuo. Entre más grande es el animal, más pronto se presentan los cambios postmortem, debido a que estos tardan más en bajar la temperatura corporal. 3. Aislamiento externo. Las cubiertas como las plumas, pelo, lana, o piel gruesa, retardan la disipación del calor corporal. 4. Estado nutricional. En un animal gordo es muy lenta la disipación del calor corporal ya que la grasa es un aislante del medio externo. 5. Especie animal. Aparte del tamaño de las especies, las características de la musculatura es diferente en cada una de ellas; por ejemplo, el cerdo tiene un músculo suave, húmedo y contiene grasa, el caballo tiene músculo firme y muy seco. En cada caso los cambios postmortem son diferentes. 6. Grado de actividad muscular. Entre más actividad muscular, más pronto aparece la rigidez muscular, debido a la liberación prolongada de adrenalina. 7. Estado de salud. Un animal afectado, sobretodo por una enfermedad infecciosa, se descompone más rápido debido a la presencia del agente en el organismo.

Cambios Postmortem 1. Alegor mortis o enfriamiento del cuerpo. Se presenta al detenerse el metabolismo basal y por la ausencia de irrigación sanguínea, comienza inmediatamente después de la muerte. También depende de la especie animal y de la temperatura ambiental. 2. Livor mortis o lividez cadavérica. Es la palidez de un cadáver por la ausencia de irrigación sanguínea. Se debe diferenciar de procesos de anemia. 3. Rigor mortis o rigidez cadavérica. Se caracteriza por endurecimiento y contracción muscular. Primero son afectados los músculos de más actividad como el corazón y externamente, a partir de la cabeza, cuello, tronco y miembros anteriores, y al final miembros posteriores y cola. Se inicia de 2 a 8 horas después de ocurrida la muerte, y M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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desaparece de 4 a 48 horas en el orden que apareció. Su presentación depende de la temperatura ambiental. 4. Coagulación sanguínea. Las células endoteliales al degenerarse liberan trombokinasas iniciando la coagulación de la sangre, ayudada por estasis sanguínea. El coágulo de “grasa de pollo” corresponde a un coágulo con abundante proteína y fibrina que aparece

con frecuencia en animales con muerte agónica. La coagulación sanguínea puede ser alterada por enfermedades septicémicas como clostridiasis y fiebre carbonosa (ántrax) o algunas intoxicaciones (warfarina), evitando la coagulación completa de la sangre. 5. Congestión hipostática. Es el acúmulo de sangre en las porciones ventrales de los órganos y del cuerpo debido a la gravedad. 6. Timpanización. Son fermentaciones producidas por bacterias saprófitas donde estómago e intestinos se dilatan; se puede acompañar con seudoprolapso rectal y espuma con sangre en ollares, hocico, ano y ruptura de órganos. 7. Enfisema. Son fermentaciones producidas por bacterias saprófitas que se presentan en los órganos en general, en forma de burbujas de gas en la superficie de los órganos, que se rompen con facilidad. 8. Autolisis. Es la digestión de los tejidos por las propias enzimas celulares. El cerebro se licúa al igual que la sangre y los órganos se vuelven friables. El formol, el glutaraldehido, el alcohol y metales pesados evitan la autolisis. 9. Putrefacción. Es la descomposición de los tejidos por enzimas bacterianas y bacterias. 10. Cambios de coloración. Es la pigmentación de los órganos y tejidos con aspecto rojizo, amarillento y posteriormente van oscureciendo de color verde, azul o negro. a. La imbibición por hemoglobina da la coloración rojiza al extravasarse esta, debido a hemolisis y pérdida de la permeabilidad de los vasos sanguíneos. b. La imbibición por bilis es una coloración amarilla o verde que ocurre alrededor de la vesícula biliar. La bilis se difunde a través de las paredes autolisadas de esta. c. La seudomelanosis ocurre durante la putrefacción por la acción de las bacterias saprófitas que producen sulfuro de hidrógeno; al combinarse con el hierro liberado de los glóbulos rojos, producen sulfuro de hierro, dando coloraciones verdes, azules o negras. 11. Desplazamiento y ruptura de órganos. Sucede cuando hay excesiva presión de gases de la fermentación bacteriana y cuando el animal muerto es rodeado o removido. 12. Otros cambios importantes. a. Desprendimiento de pelo. La temperatura ambiental acelera el desprendimiento de pelo, ocurriendo éste alrededor de las 4 a 8 horas. b. Larvas de mosca. Los huevecillos de las moscas miden 1 mm y se desarrollan a temperatura entre 25° y 35° C. Las primeras larvas se observan entre las ocho y doce horas. Son de color blanco y miden 2 m de largo. M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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VIII. TECNICA DE NECROPSIAS Cada médico hace la necropsia como mejor le convenga, ya que las técnicas son muy variadas, existen particularidades anatómicas en las distintas especies, y cada caso es diferente necesitando modificaciones específicas para realizar un diagnóstico. Aún así, es recomendable llevar a cabo una rutina en la técnica para no perder detalles que puedan pasar desapercibidos.

Posición del cadáver para la necropsia. -

El caballo debe estar en decúbito lateral derecho, por la posición del ciego. Los rumiantes deben estar en decúbito lateral izquierdo, por la posición del rumen. El cerdo, perro, gato y conejo deben estar en decúbito dorsal.

Figura 7. Posición en decúbito lateral izquierdo de los rumiantes 1. Inspección externa. Se revisan marcas, tatuajes, fierros, color, sexo, edad, condición general del cadáver, indicando el tiempo que tiene de muerto o la presencia de cambios postmortem, estados de carnes, características del pelo, lesiones en piel, patas, vagina, pene y mucosas de orificios naturales como ojos, oídos, boca y ano.

2. Incisión primaria. En perros, gatos, rumiantes, caballos y conejos se incide solo la piel por la línea media desde la mandíbula hasta el ano; la ubre o el pene, según sea el caso, se inciden alrededor para desprenderlos. a. En perros, gatos y conejos, la piel se separa en cortes que van de la línea media de la región axilar a los miembros anteriores y de la región inguinal a los miembros posteriores, separando la mayor parte de la piel y mostrando el tejido subcutáneo.


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b. En rumiantes y caballo estos cortes se realizan solo en el lado que queda hacia arriba. En todo caso se diseccionan los músculos de la región pectoral que fijan la escápula a la cavidad torácica y se desarticula el fémur del acetábulo. c. En cerdo se efectúan dos cortes, el primero se realiza de la mandíbula a las axilas desarticulando los miembros anteriores, y el segundo desarticulando los miembros posteriores. Se corta la piel con músculos desde la mandíbula hasta el abdomen en la región inguinal, siguiendo la línea de las articulaciones costocondrales hasta dejar descubiertas las cavidades.

Figura 8. Incisión primaria y desarticulación de miembros

Figura 9. Revisión de articulaciones M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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En esta primera incisión se revisa el tejido subcutáneo, los nódulos linfáticos explorables superficialmente, músculos y articulaciones. Al separar las articulaciones, se observan las superficies, la membrana sinovial, la consistencia y el color del líquido sinovial, así como la presencia de sustancias extrañas.

3. Incisión secundaria. La lengua es extraída de la cavidad bucal por medio de cortes longitudinales en la parte interna de las ramas de la mandíbula, la lengua e atrae en dirección al cuello, se desarticulan los huesos hioides quedando libre la cavidad. Al realizar la disección de cavidad bucal se revisan el paladar, los dientes, encías, laringe, faringe, lengua, amígdalas, glándulas salivales, y nódulos linfáticos retrofaríngeos submaxilares. Se tira la lengua hacia atrás y se separan tráquea y esófago del cuello hasta la entrada de la cavidad torácica; aquí se examinan tiroides, paratiroides y timo en animales jóvenes.

Figura 10. Extracción de lengua En estos cortes se examinan las cavidades abdominal, torácica y pélvica, procurando no manipular mucho los tejidos y no contaminar, en caso de ser necesaria la toma de muestras para microbiología. a. Cavidad abdominal. Primero se practica una incisión por la línea media de los músculos abdominales hasta la sínfisis púbica; después se realiza un corte transverso por todo lo largo de las últimas costillas hasta las proximidades de las apófisis transversas de la columna vertebral. Los músculos se retiran hacia fuera y se revisan. En este momento se observan el peritoneo, la posición de los órganos y el líquido peritoneal.


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Figura 11. Incisión secundaria. Corte de costillas con costotomo b. Cavidad torácica. Se hace una incisión en el diafragma para observar el vacío propio de la cavidad, en ese instante se debe escuchar la succión de aire a su interior y el colapso de los pulmones normales. Posteriormente se traza con cuchillo una línea de la primera a la última costilla a nivel de las uniones costovertebrales, cortando los músculos superficiales. En cerdos, perros, gatos y conejos se realiza el corte por ambos lados utilizando costotomos o sierra; en rumiantes y equinos solo se corta la línea trazada por el lado que se encuentra hacia arriba, con costotomo, hacha o sierra, y también a nivel de las uniones costoesternales. Al retirar la pared torácica (puede ser utilizada como charola), se inspecciona la posición de los órganos, pulmones, corazón, pleura, nódulos linfáticos mediastínicos y líquido pleural.

Figura 12. Posición y situación de los órganos


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c. Cavidad pélvica. Esta se inspecciona cuando se extraen los órganos abdominales. Se practican dos cortes a los lados de la sínfisis púbica para analizar la posición de los órganos reproductivos, glándulas anexas y vejiga urinaria.

4. Inspección por sistemas. a. Órganos torácicos. El paquete formado por la lengua, esófago y tráquea se atraen hacia la parte posterior del animal, los grandes vasos como arteria aorta y vena cava se cortan hacia su salida del diafragma lo más lejos posible del corazón; se separa el esófago de la tráquea seguido por el paquete pulmonar y cardiaco, cortando los ligamentos mediastínicos – del pericardio al esternón y de los pulmones al diafragma -. Una vez liberados los pulmones y el corazón se revisan en conjunto.

Figura 13. Revisión de laringe y extracción de pulmones y corazón La lengua se inspecciona haciendo incisiones transversales. Laringe y tráquea se abren longitudinalmente, se continúa con bronquios de ambos pulmones hasta llegar a sus porciones más distales y se revisan nódulos linfáticos bronquiales, mediastínicos y timo en animales jóvenes. Posteriormente se realizan cortes transversales examinando la superficie de corte. Se incide el saco pericárdico observándose su contenido que debe ser escaso y transparente, se revisa epicardio, y se evalúa la forma del corazón. El interior del corazón se inspecciona siguiendo el sentido de la circulación sanguínea, unido todavía a los pulmones. Se sostiene el corazón con la mano izquierda, se localiza el lado derecho (es mas blando y no llega al ápice, se inciden las venas cavas hasta llegar Al atrio derecho, se localiza el orificio atrio ventricular (válvula tricúspide), se corta la pared del ventrículo derecho M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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siguiendo el septo interventricular terminando el corte en la arteria pulmonar, incidiéndola hasta donde sea posible, dentro de los pulmones. Se revisa cuidadosamente el endocardio mural y valvular, así como las válvulas semilunares pulmonares.

Figura 14. Inspección del contenido del pericardio cortes del corazón La inspección del lado izquierdo es análoga, se inciden las venas pulmonares, hasta llegar al atrio izquierdo, se localiza el orificio atrio ventricular (válvula mitral o bicúspide), se corta la pared del ventrículo izquierdo siguiendo el septo interventricular terminando el corte en la arteria aorta. Se revisa cuidadosamente el endocardio mural y valvular, así como las válvulas semilunares de la aorta. Al miocardio se le hacen varias incisiones transversales para inspeccionarlo y evaluar el grosor de sus paredes en ambos lados. Los pulmones se palpan, sin manipular excesivamente, para apreciar la consistencia de los mismos. Los vasos sanguíneos se revisan dándole continuidad al corte del corazón por las ramas de la arteria pulmonar. La tráquea se incide longitudinalmente por el borde membranoso hasta la bifurcación de los bronquios. Al momento de llegar a los pulmones, el corte se continúa hacia todos los lóbulos, se inspecciona la superficie de la mucosa, y se revisan los nódulos linfáticos bronquiales y mediastínicos, con cortes transversos, delgados para inspeccionar su corteza y médula. Posteriormente los lóbulos de pulmonares se cortan transversalmente, para observar el resto del parénquima.


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Figura 15. Inspección de laringe, tiroides, tráquea, bronquios y parénquima pulmonar b. Órganos abdominales. Es recomendable extraer el estómago, intestinos, hígado, páncreas y bazo juntos, en caso de que el animal sea muy grande y esto no sea posible, entonces se disecciona primeramente el hígado.

Figura 16. Inspección del hígado Se procede a la extracción del hígado, constatando el flujo de la bilis hacia el intestino, incidiendo en los primeros centímetros del duodeno, presionando la vesícula biliar para M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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observar la salida de bilis por el ámpula. Se cortan las inserciones del hígado con el diafragma y el ligamento gastrohepático. Antes de cortar la vena cava se debe ligar a nivel torácico para evitar el derramamiento de sangre. Al quedar libre el hígado, se inspecciona el color, forma integridad, superficie y bordes. Se hacen cortes a partir de las venas hepáticas hacia su interior, lo más profundo posible. Después se inciden los conductos biliares, partiendo de la vesícula biliar, esta se abre en toda su longitud, se inspecciona su contenido así como el grosor de sus paredes. Para finalizar se hacen múltiples incisiones en los diferentes lóbulos revisando la superficie de corte y verificando su consistencia al tomar entre los dedos pulgar e índice y haciendo presión moderada. Un pequeño corte de un centímetro cuadrado se sumerge en agua para observar la presencia de hígado graso. Para extraer esófago, estómago e intestinos en el caso de pequeñas especies, se cortan sus inserciones con el diafragma y se jala hacia la parte posterior del animal. Se corta el ligamento gastrofrénico y las inserciones mesentéricas procurando dejar en su sitio los aparatos urinario y reproductor. Se liga el esófago y el recto y se extrae todo el paquete digestivo. En el caso de grandes especies se requiere que un ayudante, situado en el lado del dorso del animal, jale hacia él, el paquete digestivo mientras que el prosector corta las inserciones mesentéricas lumbares; también se pueden extraer jalando las vísceras al lado del prosector, hacia el abdomen del cadáver, y cortando el mesenterio.

Figura 17. Inspección de la posición y extracción de órganos digestivos Es necesario separar las asas intestinales cortando el mesenterio que las une para extenderlas. Al hacerlo debe tenerse cuidado en localizar y revisar la cadena linfática mesentérica. Una vez hecho esto, se procede a incidir longitudinalmente el esófago en su totalidad, así como los preestómagos en el caso de los rumiantes, y el estómago, revisando su contenido. No se debe “barrer” con los dedos, con el cuchillo o tijeras la mucosa de estos

órganos antes de haber observado cuidadosamente, para no perder detalles importantes. Los cortes de preestómagos y estómago se realizan preferentemente por su curvatura mayor para tener mayor superficie de visibilidad.


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El intestino se revisa longitudinalmente en su totalidad o n porciones amplias representativas de cada segmento. En caso de enviar muestras a los laboratorios de apoyo es recomendable colectar porciones que no se hayan abierto e incluso ligar por ambos extremos. El páncreas se examina junto con el duodeno inspeccionando coloración, forma, tamaño y superficie, se realizan cortes transversales y se observa la superficie de corte. El bazo se analiza externamente su forma, tamaño y consistencia, al final se hacen múltiples incisiones transversales y se revisa la coloración y superficie de corte.

Figura 18. Inspección de intestinos, preestómagos, estómago y mesenterio

Figura 19. Inspección del bazo M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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c. Órganos pélvicos y riñones. Los riñones se revisan después de examinar los órganos digestivos, junto con los ureteres, sin separarlos de la vejiga para lo cual se procede a la apertura de la cavidad pélvica; antes de extraerlos se localizan las glándulas adrenales y se inspeccionan observando su forma, tamaño, y su superficie. La aorta posterior se revisa con los riñones incidiéndola longitudinalmente hasta cavidad pélvica, revisando los troncos mesentéricos anterior y posterior, así como su cuadrifurcación en arterias ilíacas. Los riñones se extraen cortando el peritoneo y separando la grasa perirrenal sin cortar ureteres. Se inciden longitudinalmente desde su curvatura hasta la pelvicilla renal y se revisa la superficie de corte. Se separa la cápsula del riñón y se revisa su superficie. Se evalúa el tamaño, color y consistencia haciendo múltiples incisiones. Siempre y cuando sea posible los ureteres se cortan en toda su longitud desde la pelvicilla renal hasta la vejiga urinaria.

Figura 20. Inspección del riñón en su superficie y en corte longitudinal Al inspeccionar vejiga urinaria se verifica el flujo de orina presionándola y observando la salida a través de la uretra. Posteriormente se corta y se examina como los órganos huecos, continuando la incisión a todo lo largo de la uretra. Los ovarios se desprenden junto con los oviductos, cuernos y el útero completos, se incluye el cérvix, vagina y de ser posible la vulva. Se inciden en forma longitudinal y se inspeccionan en su interior. Los ovarios se palpan y se inciden después.


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Los testículos se revisan cortando el escroto, sin separarlos, se inciden por su eje central incluyendo el epidídimo, y luego en cortes transversos. Se evalúa forma y tamaño. El pene y glándulas accesorias se revisan cuidadosamente separando la piel, el tejido conectivo y la grasa que los rodean.

d. Las articulaciones. El examen de las articulaciones se inicia por su inspección externa y palpación. Acto seguido se cortan sus cápsulas previa incisión de piel y se exponen las superficies articulares; se revisa el color, la consistencia, volumen del líquido sinovial y superficie del cartílago articular. Se recomienda inspeccionar un mínimo de 5 articulaciones: Coxofemoral, tibiotarsianas, escapulohumeral, femorotibiorotulianas y atlantooccipital.

e. Inspección de la cabeza. Considerando que cada especie, y dentro de cada especie, hay cráneos diferentes, se recomienda el siguiente procedimiento para la extracción de cerebro. Se expone la articulación atlantooccipital para desarticular la cabeza, se separa la piel de toda la cabeza hasta la cara y la mandíbula, cortando las orejas y alrededor de los ojos. En este momento se puede obtener líquido cerebroespinal. Se inserta el cuchillo en el agujero magno, se cortan los ligamentos articulares dorsales, ventrales y la médula para separar la cabeza.

Figura 21. Inspección de la cabeza a) agujero occipital y líquido cefalorraquídeo, b) ojo y nervio óptico, c) oído medio Los ojos se separan haciendo tracción de la piel alrededor de ellos, se cortan los tejidos circundantes a la órbita lo más profundo que se pueda, utilizando cuchillo delgado o tijeras. Se introduce el pulgar de la mano izquierda en la cuenca del ojo y se hace un corte M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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transversal con tijeras a través del frontal y por detrás del proceso supraorbital. Se corta el nervio óptico lo más largo que se pueda y se extraen juntos.

Figura 22. Extracción de encéfalo La cabeza se coloca sobre el lado derecho, los dedos anular, medio e índice, se introducen en la cuenca del ojo y el pulgar se apoya en el ángulo de la mandíbula, con el uso de una sierra, se hace un corte sagital medial al cóndilo occipital izquierdo. Se voltea la cabeza sobre el lado izquierdo, con la parte craneal de la cabeza hacia el prosector, el pulgar dentro de la órbita y los otros dedos alrededor de la mandíbula, y se hace un corte sagital medial en el cóndilo occipital derecho. Ambos cortes se prolongan sagitalmente hacia el frente hasta 2 o 3 cm antes de llegar a la órbita ocular. Los cortes derecho e izquierdo a esta distancia se unen con otra incisión transversal. Se presiona hacia arriba el cráneo con un cuchillo y se levanta la porción de hueso a modo de tapa, se separa y se corta la paquimeninge y se revisa la superficie. El encéfalo se extrae inclinando y apoyando la cabeza en los cóndilos de la articulación atlantooccipital para que por gravedad se desplace y se aproveche a cortar con tijeras las ramas de los nervios craneales. Para finalizar se revisan los senos frontales, esfenoides, maxilares y las fosas nasales, la cabeza se divide longitudinalmente en dos mitades con la sierra, y los senos se cortan transversalmente. Con esta técnica se analizan bolsas guturales en los caballos, y cuando se sospecha de rinitis o de parásitos en todas las especies.


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IX. TOMA DE MUESTRAS. Se requiere cierta experiencia para seleccionar muestras adecuadas y necesarias, de acuerdo a la enfermedad del animal para obtener un diagnóstico, ya que las pruebas solicitadas deben de permitir la realización de un resultado en corto tiempo con ahorro de material y esfuerzo. Hay que obtener una historia clínica completa del caso, y describir de manera precisa y detallada cada punto que se considere importante y seleccionar, tomar, identificar y conservar bien la muestra y solicitar el estudio apropiado para evitar pasar por alto enfermedades combinadas, o contaminar las muestras y confundirlas entre ellas provocando una interpretación equivocada de resultados. El objetivo primordial de la toma de muestras, es diagnosticar y tratar de identificar al o a los agentes causantes de la enfermedad y muerte de los animales, apoyándose en los laboratorios de diagnóstico veterinario.

a. Consideraciones generales. Las muestras que se envían a un laboratorio son potencialmente patógenas. Por tal motivo, hay que obtener asépticamente las muestras del sitio anatómico que con mayor probabilidad contenga el agente etiológico de que se sospeche, de acuerdo a la signología del animal y a las lesiones observadas. Todas las muestras deben ir acompañadas de una historia clínica. Es recomendable enviar las muestras al laboratorio con un mensajero directo. Si se utiliza el servicio de paquetería las muestras deben tener protecciones dobles como bolsas de plástico, cajas de cartón, poliuretano, o recipientes de vidrio amortiguados con papel para que resistan el transporte y sellar las tapas y cajas con cinta adhesiva para aislarlas. Se deben evitar empaques defectuosos y tapas flojas. Cada muestra debe estar bien identificada, separando en recipientes de vidrio o de plástico, cada órgano, tejido o líquido. Los paquetes deberán especificar las condiciones de transporte como "empacado en hielo seco", "urgente", "entrega inmediata", "material congelado", "material con hielo", “material biológico”, o cualquier explicación adecuada. Es necesaria la refrigeración para evitar la descomposición de las muestras y conservar la viabilidad de los organismos. Los materiales para aislamiento de virus de preferencia deben estar congelados. Para las muestras congeladas es necesario el hielo seco en la envoltura exterior del recipiente sellado. Los refrigerantes utilizados pueden ser bolsas o recipientes de plástico sellados que contengan agua o mezclas frigoríficas congeladas o hielo, los cuales deben estar bien conservados y sellados, para evitar que se salga el agua cuando este se derrita. No es recomendable enviar las muestras en horas y días inhábiles, para ello es necesario llegar a un acuerdo con el laboratorio receptor.


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b. Toma, conservación y envío de muestras. 1. Sangre. Las muestras de sangre se toman cuando los animales llegan vivos. Esta se extrae de diferentes venas, según la especie de que se trate, el calibre de la aguja varía de 16 a 25 y la longitud de 1.0 a 3.0 pulgadas, dependiendo de la talla del paciente. Se toma un mínimo de 5 ml de sangre para biometría hemática, hematocrito, y determinación de hemoglobina, o se separa el plasma para químicas sanguíneas específicas. Se utilizan tubos al alto vacío con anticoagulantes como EDTA, de 2 a 3 mg por ml; oxalato de sodio 2 mg por ml; citrato de sodio de 2 a 4 mg por ml y heparina de 0.1 a 0.2 mg por ml de sangre. Es importante evitar la hemólisis; la aguja y el tubo deben estar estériles y secos; la sangre debe fluir libremente en el tubo ejerciendo el menor movimiento posible, resbalando por las paredes y disolverlo inmediata y suavemente con el anticoagulante. Comercialmente existen tubos de ensaye al alto vacío con aguja y anticoagulante incluido. Para análisis sanguíneos especiales, como determinación de pH y gases, la muestra debe extraerse por procedimientos anaeróbicos con heparina y colocar la muestra de inmediato en un baño de hielo para analizarla en menos de dos horas. Es recomendable el uso de sangre arterial y utilizar frascos de color ámbar para evitar cambios por efecto de la luz solar. La sangre sin anticoagulante se toma para separar el suero y realizar estudios serológicos para determinar presencia de antígenos o anticuerpos en inmunología, para el estudio químico sanguíneo para la determinación de funcionamiento endocrino, renal o hepático y niveles de electrólitos, hormonas, enzimas y otras sustancias. La sangre también se puede extraer para realizar frotis sanguíneos para estudios de hemoparásitos y larvas de nemátodos, y en forma aséptica para exámenes bacteriológicos y además para remitirla de inmediato al laboratorio para la preparación de medios de cultivo.

2. Exudados, líquidos y descamaciones. Los exudados, y líquidos como el cerebroespinal, torácico, abdominal, sinovial, de lavados pulmonares, masajes prostáticos, de quistes y orina, se toman directo del cadáver en recipientes estériles que cierren herméticamente. Las descamaciones se toman igualmente del animal muerto, o en animales vivos por medio de frotis directos, improntas (impresión que consiste en poner en contacto un corte de tejido con un portaobjetos), raspados con hojas de bisturí, punción con aguja delgada (calibre 21) de órganos sólidos como testículos, próstata, páncreas, hígado, glándulas y nódulos linfáticos entre otros, o con hisopos, de piel, conjuntiva, vagina, mucosa oral, de cavidades, abscesos, quistes y tumores superficiales o profundos y aspiración de médula ósea. Se pueden enviar las muestras frescas, refrigeradas o preparadas en portaobjetos limpios, fijados en alcohol etílico al 70 % durante 5 a 20 minutos. 3. Órganos y tejidos. Las muestras de órganos y tejidos pueden obtenerse de biopsias en el caso de animales vivos y de animales muertos a la necropsia. De cualquier forma es recomendable fijar inmediatamente el tejido seleccionado adecuadamente, de acuerdo a las características observadas macroscópicamente, en formalina al 10% amortiguado con fosfatos a pH 7.6 en una proporción de una parte de tejido por diez a veinte partes de formol, es decir 1 g de tejido por 10 a 20 ml de formalina al 10%, para estudios histopatológicos. En estos casos es preferible realizar cortes de tejido afectado y cortes de M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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tejido aparentemente normal, describir detalladamente la lesión observada en los órganos o tejidos referidos y lavar con agua corriente los órganos que tengan mucha sangre para obtener una buena fijación. Las muestras deberán tener un grosor de 0.5 cm y de 1 a 2 cm de longitud o más largas. Los estudios de microscopía electrónica requieren muestras de 1 a 2 mm de grosor procedentes de animales vivos o recién muertos (menos de 5 minutos). Las muestras se fijan en una solución de glutaraldehído amortiguado con cacodilato a un pH de 7.2 a 7.4 (Solución de Karnovsky modificada), o con glutaformol. Para casos de estudios virológicos, las muestras se transportan en frascos de vidrio estériles o recipientes de plástico, y se conservan mejor en congelación. Para el diagnóstico de rabia es aceptable remitir la cabeza entera o el cerebro entero en un recipiente sellado, colocado dentro de otro que contenga hielo, además es necesario que las muestras se entreguen directamente al laboratorio y no por medio de paquetería. Para estudios bacteriológicos, las muestras se transportan en frascos de vidrio estériles o bolsas de plástico nuevas. En el caso especial de toma de muestras para el diagnóstico de tuberculosis bovina (NOM-031-ZOO-1995), los tejidos seleccionados de nódulos linfáticos u otros tejidos se conservarán en Borato de sodio al 6% (o en solución saturada) en frascos de 125 ml con 2/3 de altura de estos, con la solución.

4. Orina. En animales vivos, para la obtención de orina se utiliza una sonda de teflón que se introduce por la uretra, evitando causar dolor y teniendo cuidado de no perforar la vejiga, para ello se utiliza un aceite especial. La conservación de la orina es adecuada con refrigeración para uso inmediato o es recomendable agregar sustancias como tolueno o formol (1 gota de formol por 30 ml de orina). Muchos cambios bioquímicos que ocurren en enfermedades metabólicas en forma subclínica, aparecen en la orina. Los parámetros a estudiar son proteínas, pH, minerales, citología, presencia de cuerpos cetónicos, bilirrubina, hemoglobina, y otros. 5. Heces fecales. Las muestras de heces se colectan directamente del recto o de excretas recientes. Se deberán enviar en frascos limpios o bolsas de plástico para el examen coproparasitoscópico y en frascos estériles para estudios bacteriológicos, análisis inmunológicos, pruebas de absorción intestinal defectuosa y de funcionamiento pancreático. Los recipientes deberán estar bien cerrados, identificados y refrigerados. 6. Contenido gastrointestinal. En caso de ser necesario, el contenido estomacal deberá enviarse fresco en bolsas de plástico nuevas o en frascos estériles de boca ancha y cierre hermético para análisis bacteriológico y toxicológico. En rumiantes el líquido ruminal, se obtiene con sonda ruminal y bomba de extracción a las 2 horas después de que el animal haya comido, o se puede realizar punción con aguja, son suficientes 200 ml para los estudios. Se debe trabajar inmediatamente para verificar el pH, actividad y número de protozoarios, población bacteriana, estudio organoléptico, tiempo de sedimentación – flotación, actividad reductiva con azul de metileno. Si se envía a un laboratorio debe trabajarse en las próximas 6 horas máximo, después de la toma de la muestra. Por lo tanto, M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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es importante revisar bien la hora de toma de muestra. Para conservarlo se recomienda utilizar dos gotas de cloruro de mercurio en solución saturada por cada 10 ml de líquido.

c. Recomendaciones para el envío de muestras. De acuerdo a la signología que presenten los animales y a las lesiones encontradas, se clasifican las muestras que se van a enviar al laboratorio. Siempre es recomendable tomar muestras de sangre con y sin anticoagulantes, para estudios de sangre completa y separación de suero, de los animales vivos con signos de la enfermedad o moribundos, de preferencia el que se le va a practicar la necropsia. También se sugiere tomar muestras de todos los tejidos frescos y fijados en formol, posteriormente se decide si se procesan todos o parte de ellos. Otras muestras que hay que tomar son el contenido gástrico e intestinal. Si los signos son nerviosos, hay que enviar el encéfalo y médula espinal, se pueden incluir hígado, pulmón y riñones, ya que algunas enfermedades metabólicas, infecciosas o tóxicas, producen este tipo de trastornos. Cuando la signología es respiratoria las muestras son cavidad nasal, tráquea, y pulmones. Se pueden acompañar de muestras de hígado, riñón e intestinos, ya que procesos septicémicos producen neumonía intersticial. En caso de trastornos digestivos, se consideran muestras de esófago, preestómagos, estómago, intestinos, hígado, y páncreas, ocasionalmente riñones, adrenales y pulmones. En lesiones características de una insuficiencia cardiaca se envía el corazón, y si es necesario, los órganos y tejidos involucrados en la patogenia. En casos de problemas urinarios, los riñones, y vejiga urinaria. En trastornos reproductivos de la hembra, ovarios, útero, cérvix y vagina. En el macho, testículos y glándulas anexas. Se pueden enviar como paquete completo el sistema urinario y reproductor, ya que se encuentran íntimamente ligados entre sí.


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X. DESCRIPCIÓN DE LESIONES 1. SITUACIÓN Y RELACIÓN DE LOS ÓRGANOS ENTRE SÍ -

Se debe tener conocimiento previo de la anatomía topográfica normal. Describir las características anormales de forma sistemática, cuidadosa y objetiva, sin omitir detalles, que permitan integrar un diagnóstico. Mencionar y explicar las distopias orgánicas, adherencias o neoformaciones.

2. VOLÚMEN -

Desviación hacia un aumento como hipertrofia, hiperplasia, neoplasia o inflamación. - Desviación hacia una disminución como agenesia, hipoplasia o atrofia. - Detallar los tamaños en centímetros (ejemplo: 2.0 X 4.0 X 8.0 cm). - Comparar los tamaños con almendras, naranjas, nueces, lentejas, mijo, u otras semejanzas con la finalidad de tener todos una idea similar. 3. PESO -

El aumento puede ser por líquidos, fibras, células, en órganos y tejidos. El peso aproximado se debe detallar en gramos o kilogramos. Los líquidos se deben aproximar en mililitros y litros. Se debe diferenciar entre exudado y trasudado (ejemplo: en 200 ml de agua con 4 gotas de ácido glacial acético, se agregan unas gotas del líquido que se requiere analizar; si deja un hilillo turbio es exudado).

4. FORMA -

Se describe la variación morfológica como: - Multilobulado - Comprimido - Multinodular - Abultado - Bordes irregulares - Bordes agudos - Bordes redondeados - Bordes dentados - Bordes regulares - Estrellado

5. COLOR El color es una sensación subjetiva que no se valora con medidas. Ejemplos: - Blanco nacarado de las lesiones miliares de la tuberculosis. - Rojo brillante en casos de hiperemia (sangre en lado arterial). - Rojo azulado por congestión (sangre en lado venoso). - Negro rojizo de un infarto hemorrágico. - Café pardo u ocre de la hemosiderosis. - Café pardo de la atrofia parda de la grasa. - Salpicado de pimienta, en la antracosis. - Mucosas amarillentas en la ictericia. M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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Hígado amarillento en la lipidosis. Dientes amarillentos en la fluorosis.

6. SUPERFICIE - Externa. Los tejidos se analizan por el exterior y se describen como de superficie lisa, agamuzado, rugoso, con depresiones, húmedo, seco, brillante, opaco. - De corte. Siempre hay que cortar para analizar el interior y describir al corte si es granular, crepitante, quística, mate, grasosa, viscosa.

7. CONSISTENCIA -

La consistencia de los tejidos es indicativo de su estado normal o patológico, y se considera, pastoso, friable, blando, elástico, firme, consolidado, duro, pétreo o calcáreo, dependiendo de que órgano se trate.

8. CAVIDADES -

En la inspección del cadáver a la incisión de cavidades, antes de realizar cualquier maniobra es importante analizar la amplitud de la cavidad, así como la presencia de alguna dilatación o grosor, consistencia y presencia de anormalidades.

9. OLOR -

Ciertas enfermedades presentan olores característicos. Sin embargo, no todos los olores son característicos de una enfermedad, como por ejemplo: todas las enteritis hemorrágicas tienen un olor de sangre digerida, y por lo tanto no son olores específicos de parvovirosis canina. Ejemplos: Amoniaco – Uremia. Olor agridulce (butírico) – Enterotoxemia. Ajo – Leptospirosis.

10. ARTEFACTOS -

Habrá que analizar si lo observado corresponde a trastornos patológicos o simplemente se trata de cambios autolíticos.


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XI. INTERPRETACION DE LESIONES En este apartado es difícil extenderse para explicar las interpretaciones de las lesiones observadas con más frecuencia en los bovinos, sin embargo se tratará de clasificar lo más breve posible las alteraciones que se presentan en cada sistema. Para mayor información deberá extenderse el estudio a compendios y atlas de anatomía patológica para la comprensión más exacta de las enfermedades que se requieren detallar.

1. SISTEMA RESPIRATORIO

Figura 23. Bronconeumonía fibrinosa. Atelectasia y consolidación anteroventral con adherencias de fibrina. Mycoplasma sp TIPOS DE NEUMONÍAS Bronconeumonía. Consistencia firme, áreas rojas de consolidación y atelectasia, puede ser supurativa (exudado purulento en bronquios) o fibrinosa (en espacios interlobulillares y pleura). Ejemplo: Mannhemiosis, pasterelosis, micoplasmosis, actinomicosis. Neumonía intersticial. Consistencia elástica, blando al corte, aumento de tamaño difuso. Posteriormente se asocia a infecciones bacterianas secundarias. Ejemplo: Enfermedades virales, tóxicas, septicemias. Neumonía embólica. Consistencia firme o blanda multinodular. Ejemplo: Abscesos en la trombosis de la vena cava posterior, metástasis de neoplasias. Neumonía granulomatosa. Consistencia dura multifocal, crepitante al corte. Ejemplo: Tuberculosis, micosis, migraciones parasitarias.


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OTRAS LESIONES EN PULMONES Edema. Presencia de líquido y espuma en tráquea y bronquios. Ejemplo: En casos de muerte con agonía, intoxicaciones, hipoproteinemia. Enfisema. Presencia de bullas (burbujas) de aire intersticial o interalveolar, multifocal o difuso en el parénquima pulmonar. Ejemplo: Secuestro de aire en neumonías, asociado a edema en intoxicación con triptófano, en infección por virus sincicial respiratorio bovino. Congestión. Coloración rojo oscura difusa con salida de sangre al corte. Ejemplo: Frecuentemente asociado a insuficiencia cardiaca congestiva, en enfermedades febriles. Habrá que evitar confusión con cambios postmortem y considerar la congestión hipostática. Hemorragias. Multifocales en parches, petequiales, equimosis, o sufusiones. Ejemplo: Innumerables enfermedades infecciosas, septicémicas o toxémicas. Atelectasia. Es una lesión que se produce por colapso del pulmón y se observa de color rojo oscuro con depresiones en el parénquima. Ejemplo: Atelectasia congénita, bronconeumonía.

2. SISTEMA CARDIOVASCULAR

Figura 24. Corazón redondo (forma de balón) con hipertrofia. Insuficiencia cardiaca asociada a Dirofilaria immitis LESIONES EN CORAZÓN Pericarditis fibrinosa. Aspecto de pan con mantequilla. Ejemplo: Pericarditis traumática, pasterelosis, hemofilosis, histophilosis, clostridiasis, mannhemiosis, micoplasmosis. Miocarditis necrótica. Lesiones rojas negruzcas en miocardio, asociado a gangrena húmeda o gaseosa. Ejemplo: Pericarditis traumática, clostridiasis. M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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Músculo blanco. Coloración blanquecina o pálida de miocardio. Ejemplo: Deficiencia de vitamina E o Selenio. En ocasiones se aprecian metástasis multifocales de linfomas. Otras coloraciones pálidas amarillentas son por infiltración de grasa. Hemorragias. Petequiales, equimóticas, sufusiones, en pericardio, miocardio o endocardio. Ejemplo: Infecciones sistémicas, toxemias, muerte por agonía, clostridiasis, deficiencia de vitamina E y selenio en cerdo (enfermedad del corazón de mora). Insuficiencia cardiaca. Dilatación de ventrículo derecho. Ejemplo: Cor pulmonar.

Figura 25. Hemangioma en bazo de canino LESIONES EN BAZO Esplenomegalia. Bazo aumentado de tamaño, al corte de consistencia friable, con abundante sangre, con aspecto de mermelada de frambuesa, rojo oscuro. Característico de secuestro sanguíneo. Ejemplo: Clostridiasis, ántrax, torsión gástrica, anaplasmosis. Esplenitis. Presencia de exudado purulento, fibrinoso, color verde o azul oscuro olor fétido, característico de gangrena húmeda. Ejemplo: Retículo esplenitis traumática. Neoplasias. El hemangioma es un tumor benigno frecuente en el bazo de los canidos, puede manifestarse en su forma maligna, hemangiosarcoma, sin embargo hay otros tumores que pueden encontrarse en el bazo como los linfomas.


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LESIONES EN CAVIDAD ORAL, FARINGE Y ESÓFAGO Estomatitis. Presencia de vesículas, úlceras, pápulas y costras en cavidad oral, labios y lengua. Ejemplo: Enfermedades virales vesiculares, ulcerativas, papulares, uremia. Necrobacilosis. Coloración amarillenta y negruzca de la cavidad oral abarcando el paladar, faringe y en ocasiones esófago con adherencias de fibrina. Ejemplo: Difteria de los terneros. Se debe diferenciar de lesiones traumáticas con necrosis. Esofagitis ulcerativa. Se aprecian úlceras las cuales hay que observar si se encuentran a todo lo largo, en el primer o último tercio. Ejemplo: Infecciones virales, uremia, regurgitación y vómito, ingestión de sustancias corrosivas. Esofagitis parasitaria. Se observan los parásitos. Ejemplo: Sarcocystis spp

3. SISTEMA DIGESTIVO LESIONES EN PREESTOMAGOS Y ESTOMAGO Rumenitis. Coloración negra de la mucosa, atrofia de vellosidades, hiperqueratosis, paraqueratosis, úlceras. Ejemplo: Acidosis y alcalosis ruminal, micosis. Línea timpánica. Coloración roja del esófago y palidez del rumen a la entrada del esfínter esofágico inferior. Ejemplo: Timpanismo. Reticulitis traumática. Necrosis con perforación. Ejemplo: Perforación por cuerpo extraño Gastritis. Se observan con hemorragias difusas o multifocales, úlceras, exudado catarral, o mucopurulento, hipertrofia de la mucosa, perforaciones o enfisema. Ejemplo: Infecciones virales, enterotoxemia por clostridiasis, colibacilosis, estrés, cuerpos extraños, parásitos, alergia a alimentos, sustancias químicas y otros tóxicos.

LESIONES EN INTESTINOS Enteritis ulcerativa. Ulceras únicas, superficiales o perforantes, múltiples, hiperémicas, botonosas y fibrinosas. Ejemplo: Infecciones virales, salmonelosis, uremia, cuerpos extraños, idiopáticas, por estrés. Enteritis hemorrágica. Hemorragias de la mucosa, difuso en todo el intestino, delgado o grueso, petequias, equimosis, sufusiones, focales en parches. Ejemplo: clostridiasis, salmonelosis, colibacilosis, coronavirus, rotavirus, coccidiosis, intoxicaciones. Enteritis catarral. Presencia de abundante contenido mucoso en intestinos con o sin adherencias de fibrina y desprendimiento de mucosa, heces acuosas a pastosas, color blanquecina, cremosa o amarillenta, frecuentemente intestinos dilatados y transparentes. Ejemplo: Colibacilosis, alimentos y sustancias irritantes, presencia de material extraño, amibiasis, giardiasis. M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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Figura 26. Enteritis fibrinonecrótica. Salmonella spp Enteritis fibrinosa. Presencia de membranas de fibrina solas o combinadas con hemorragias y necrosis, en ocasiones con estrías de moco y sangre, coloración amarillenta, café hasta negruzca. Ejemplo: Salmonelosis, disentería porcina, campilobacteriosis, amibiasis, giardiasis. Enteritis proliferativa. Engrosamiento de la mucosa difusa o multifocal, blanda o dura al corte con crepitaciones. Ejemplo: Granulomas de tuberculosis, parásitos enquistados, y paratuberculosis.

LESIONES EN HÍGADO Lipidosis hepática. Color amarillo difuso o focal con aspecto grasoso. Ejemplo: Difuso por acetonemia, deficiencia de colina, intoxicaciones por micotoxinas, por alcohol, asociado a vacas gordas, enfermedades crónicas. Focal en lipidosis por tensión asociado a ligamentos. Congestión. Coloración rojo oscuro con mucha sangre en casos agudos, o con aspecto de nuez moscada. Ejemplo: Insuficiencia cardiaca congestiva, aguda y crónica. Hepatitis necrótica. Focos necróticos múltiples en parénquima, del tamaño de la cabeza de un alfiler hasta lesiones grandes mayores de 1.0 cm. Coloración blanquecina a amarillenta, café oscuros o negros, otros casos con aspecto cocido difuso. Ejemplo: Salmonelosis, clostridiasis, toxemias o septicemias. Hepatitis abscedativa. Abscesos multifocales desde 0.5 cm de diámetro, caracterizados por exudado purulento amarillento, cremoso o verdoso, con cápsula fibrosa. Ejemplo: Infección del cordón umbilical; asociado a acidosis ruminal crónica, por Fusobacterium necrophorum o bacterias piógenas. Hepatitis granulomatosa. Granulomas focales, multifocales o difusos, sobretodo a nivel de conductos biliares, desde 0.5 cm de diámetro, caracterizado por ser crepitante al corte M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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(mineralización). Ejemplo: Tuberculosis NOM-031-ZOO-1995, migraciones parasitarias, fasciolasis.

3. SISTEMA URINARIO

Figura 27. Nefritis intersticial crónica. Leptospira spp LESIONES RENALES Nefritis intersticial. Riñón con focos blanquecinos de 1.0 mm de diámetro. Ejemplo: Leptospirosis. Nefritis embólica. “Riñón con manchas blancas” de 0.2 a 1.0 cm de diámetro. Ejemplo:

Colibacilosis, brucelosis NOM-041-ZOO-1995, corinebacteriosis, salmonelosis, bacterias piógenas. Pielonefritis. Presencia de exudado purulento en pelvicilla renal, proveniente de sangre (descendente) o de vías urinarias (ascendente). Ejemplo: Corinebacteriosis, bacterias piógenas. Riñón terminal. Riñón con atrofia, rugoso y fibroso, cápsula adherida. Ejemplo: Infecciones crónicas. Se pueden apreciar lesiones quísticas multifocales. Riñón quístico. Se aprecian quistes únicos o múltiples, en corteza y médula de 0.1 hasta 5 cm de diámetro, con presencia de líquido transparente. Ejemplo: Congénito o adquirido en lesiones renales crónicas por obstrucción de túbulos. Vejiga urinaria. La presencia de hemangiomas y otros tumores en vejiga urinaria son frecuentes en bovinos en áreas donde consumen accidentalmente Helecho macho (Pteridium aquilinum) M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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Figura 28. Hemangioma en vejiga urinaria por Pteridium aquilinum (Helecho macho) 4. SISTEMA REPRODUCTOR LESIONES EN UTERO Metritis fibrinonecrótica. Presencia de fibrina, olor fétido y estrías de exudado purulento verdoso a negruzco. Ejemplo: Retenciones placentarias con infección de bacterias piógenas o saprofitas oportunistas. Metritis purulenta. Se encuentra el útero con abundante exudado purulento, fétido, cremoso, amarillento a verdoso. Ejemplo: Brucelosis NOM-041-ZOO-1995, bacterias piógenas. Metritis granulomatosa. Lesiones focales o multifocales, duras, crepitantes al corte, con frecuencia pasan desapercibidas. Ejemplo: tuberculosis bovina NOM-031-ZOO-1995. Metritis abscedativa. Se encuentran abscesos, focales o multifocales, encapsulados con exudado purulento. Ejemplo: Bacterias piógenas, comunes por iatrogenia. Vulvovaginitis pustular. Focos múltiples blanquecinos de 1 a 3 mm de diámetro en mucosa vulvovaginal. Ejemplo: Viral (IBR), ureaplasmosis, inespecífico.


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XII. APÉNDICES _________________________________________________________________________ Apéndice 1. Registro de casos REGISTRO DE CASOS No. Registro _________ Fecha y hora de recepción: ___________________________________________________ Persona que recibió el caso: __________________________________________________ Propietario: _______________________________________________________________ Domicilio: ________________________________________________________________ _______________________________________________ Teléfono __________________ M.V.Z. que remite o atiende el caso: ___________________________________________ Nombre de la explotación: ___________________________________________________ Ubicación: ______________________________________ Teléfono __________________ Municipio: ____________________________ Estado: _____________________________ Especie: __________________ Raza: __________________ Sexo: ___________________ Edad: _________________ Peso: __________________ Identificación: _______________ Función Zootécnica: ______________________ Tipo de explotación: _________________ No. de animales: ______________ Enfermos: ________________ Muertos: ____________ Vivo ( ) Muerto ( ) Fecha y hora de la muerte: __________________________________ Inicio y duración de la enfermedad: ____________________________________________ Curso de la enfermedad: Hiperagudo ( ) Agudo ( ) Subagudo ( ) Crónico ( ) Historia clínica (Signos clínicos, lesiones, tratamientos, vacunas, desparasitaciones, alimentación, agua e instalaciones): ____________________________________________ _________________________________________________________________________ _________________________________________________________________________ _________________________________________________________________________ _________________________________________________________________________ _________________________________________________________________________ _________________________________________________________________________ _________________________________________________________________________ _________________________________________________________________________ Diagnóstico clínico presuntivo: ________________________________________________ Fecha y hora de toma de muestras: _____________________________________________ Muestras: _________________________________________________________________________ Identificación Tipo de Conservador Estudio de la muestra muestra Solicitado _________________________________________________________________________ _________________________________________________________________________ _________________________________________________________________________

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____________________________________________________________________ Apéndice 2. El protocolo de necropsias PROTOCOLO DE NECROPSIA No. Registro _________ Fecha y hora de recepción: ___________________________________________________ Persona que recibió el caso: __________________________________________________ Propietario: _______________________________________________________________ Domicilio: ________________________________________________________________ _______________________________________________ Teléfono __________________ Municipio: ____________________________ Estado: _____________________________ Especie: __________________ Raza: __________________ Sexo: ___________________ Edad: _________________ Peso: __________________ Identificación: _______________ I. Inspección externa del cadáver: Estado general del cadáver: ___________________________________________________ Estado de carnes: ___________________________________________________________ Piel y faneras: _____________________________________________________________ Orificios corporales: ________________________________________________________ Ojos: ______________________________________________________________ Oídos: _____________________________________________________________ Fosas nasales: _______________________________________________________ Cavidad oral: ________________________________________________________ Pene: ______________________________________________________________ Vulva: _____________________________________________________________ Ano: _______________________________________________________________ II. Inspección interna del cadáver: Incisión primaria: __________________________________________________________ Tejido subcutáneo: ___________________________________________________ Articulaciones: _______________________________________________________ Linfonódulos superficiales: _____________________________________________ III. Inspección por sistemas: Incisión secundaria: _________________________________________________________ Cavidad Torácica: __________________________________________________________ 1. Sistema Respiratorio Laringe: ____________________________________________________________ Tráquea: ____________________________________________________________ Bronquios: __________________________________________________________ Bronquiolos: ________________________________________________________ M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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Pulmones: __________________________________________________________ Pleura: _____________________________________________________________ Paredes torácicas: ____________________________________________________ Linfonódulos mediastínicos: ____________________________________________ 2. Sistema cardiovascular Corazón: ___________________________________________________________ Venas y Arterias: _____________________________________________________ Timo: ______________________________________________________________ Cavidad Abdominal 3. Sistema digestivo: Laringe: ____________________________________________________________ Esófago: ____________________________________________________________ Estómago: __________________________________________________________ Preestómagos: _______________________________________________________ Intestino delgado: ____________________________________________________ Intestino grueso: _____________________________________________________ Sacos ciegos: ________________________________________________________ Recto: ______________________________________________________________ Linfonódulos mesentéricos: ____________________________________________ Cavidad Pelviana 4. Sistema urinario: Riñones: ____________________________________________________________ Ovarios: ____________________________________________________________ Tracto reproductor: ___________________________________________________ Muestras: _________________________________________________________________________ Identificación Tipo de Conservador Estudio de la muestra muestra Solicitado _________________________________________________________________________ _________________________________________________________________________ _________________________________________________________________________ _________________________________________________________________________ _________________________________________________________________________ _________________________________________________________________________ _________________________________________________________________________ M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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Apéndice 3. La historia clínica. HISTORIA CLÍNICA No. Registro: _________ Fecha: ______________________________________________ Hora: _______________ Persona que recibió el caso: __________________________________________________ I. IDENTIFICACIÓN DEL CASO: Propietario: _______________________________________________________________ Dirección: ___________________________________________ Tel o Fax: ___________ Nombre de la explotación: ___________________________________________________ Ubicación: ___________________________________________ Tel o Fax: ___________ (Dibujar un croquis para identificar la localización de la explotación) Municipio: _____________________________ Estado: ____________________________ Especie: _________________ Raza: ___________________ Sexo: ___________________ Edad: ___________________ Peso: ___________________ Identificación: ____________ Función Zootécnica: ___________________ Tipo de explotación: ____________________ II. MEDIO AMBIENTE: Macroclima: Condiciones ambientales generales como altitud, latitud, temperatura ambiental, precipitación pluvial, ubicación geográfica: _____________________________ Tipo de flora y fauna silvestres: _______________________________________________ Microclima: Condiciones ambientales particulares: Tipo de instalaciones: _______________________________________________________ Temperatura: ____________ Humedad: ______________ Ventilación: ________________ Medidas de higiene que se practican: ___________________________________________ Número de animales: __________________ Especies relacionadas: ___________________ Distribución y densidad de los animales: ________________________________________ M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

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Procedencia de los animales: __________________________________________________ Alimentación: (Cantidad, calidad, composición, marca, frecuencia del suministro, cambios recientes en la dieta, tipo de agua consumida): ____________________________________ _________________________________________________________________________ _________________________________________________________________________ Medicina Preventiva: (Calendarios de vacunación, desparasitación, medicamentos utilizados, marcas comerciales y dosis de los productos): ___________________________ _________________________________________________________________________ _________________________________________________________________________ III. SIGNOLOGIA DEL HATO: Enfermedades padecidas anteriormente: _________________________________________ Inicio y duración de la enfermedad: ____________________________________________ Métodos de diagnóstico: _____________________________________________________ Cuantos animales enfermaron: ___________ Cuantos animales murieron: ______________ Tratamientos y respuesta de estos: _____________________________________________ Medidas de control: _________________________________________________________ Inicio y duración actual de la enfermedad: _______________________________________ No. de animales enfermos: ______________ No. de animales muertos: _______________ Edad de animales afectados: ____________ Curso de la enfermedad: _________________ IV. SIGNOLOGIA INDIVIDUAL: Inicio y duración de la enfermedad: ____________________ Curso __________________ Fecha y hora de la muerte: ___________________________________________________ Enfermedades padecidas anteriormente: _________________________________________ Tratamientos: ______________________________________________________________ Signos clínicos: ____________________________________________________________ Lesiones: _________________________________________________________________ Diagnóstico clínico presuntivo: ________________________________________________


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Manual de prácticas de Patología Veterinaria

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