GARANTÍA DE CALIDAD EN LOS LABORATORIOS CLÍNICOS Profesor

Garantía de la Calidad en los Laboratorios Clínicos D.C. Eduardo Miguel Brambila Columbres Fac. Cs. Químicas, BUAP

GARANTÍA DE CALIDAD EN LOS LABORATORIOS CLÍNICOS

Profesor: D.C. Eduardo Miguel Brambila Colombres

Facultad de Ciencias Químicas Benemérita Universidad Autónoma de Puebla

2007


SISTEMAS DE CONTROL DE CALIDAD INTERNO VARIABILIDAD EN LAS MEDICIONES. Error analítico. Toda medición cuantitativa efectuada por un laboratorio de química clínica se realiza con el propósito de estimar la concentración o actividad de una sustancia en una muestra problema. La medición perfecta no debería desviarse del valor verdadero, por lo que el resultado reportado no debería tener error. En la practica, existen numerosos factores, algunos inherentes al método y otros a la muestra que producen desviaciones en el resultado final obtenido, de tal manera que, en general, el valor informado no corresponde exactamente al valor "verdadero". Algunos de los factores que en un momento dado pueden tener un peso considerable en los resultados de los análisis practicados en un laboratorio clínico se resumen en la siguiente tabla: ========================================================= FUENTES POTENCIALES DE ERROR EN LOS ANÁLISIS DEL LABORATORIO ========================================================= EQUIPO ACCESORIO: CALIBRACIÓN, CONTAMINACIÓN, MANTENIMIENTO, PIPETAS, REPARACIONES, VELOCIDADES DE FLUJO, TEMPERATURA, TIEMPOS. APARATOS: CALIBRACIÓN, CELDILLAS, FILTROS ÓPTICOS, LINEALIDAD DE RESPUESTA, MANTENIMIENTO, FUENTE DE PODER, LUZ ESPURIA. MÉTODO: EXACTITUD, SESGOS, INTERFERENCIAS, INSTRUCTIVOS, PRECISIÓN, SENSIBILIDAD, ESPECIFICIDAD, ESTABILIDAD DE COMPUESTOS FORMADOS. MUESTRA PROBLEMA O ESPÉCIMEN: ANTICOAGULANTE, VOLUMEN, RITMO CIRCADIANO, TÉCNICA DE TOMA, RECIPIENTE CONTAMINACIÓN, AYUNO, DROGAS, FIBRINA, GLUCOLISIS, HEMÓLISIS, LIPEMIA, ICTERICIA, HOMOGENEIZACIÓN, IDENTIFICACIÓN, INTERFERENTES, MATRIZ, ETC. ESTÁNDARES: FACTOR DE CALIBRACIÓN, CONTAMINACIÓN, REACCIONES CRUZADAS, CONCENTRACIÓN, EVAPORACIÓN, DILUCIONES, LINEALIDAD DE RESPUESTA, EFECTOS DE MATRIZ, PUREZA, CALIBRACIÓN CON UN PUNTO, ETC. SUERO DE CONTROL: CRECIMIENTO BACTERIANO, CONTAMINACIÓN, EVAPORACIÓN, FALTA DE HOMOGENEIZACIÓN, INESTABILIDAD, EFECTOS DE MATRIZ, RECONSTITUCIÓN, TURBIDEZ. CÁLCULOS: IDENTIDAD MUESTRA-RESULTADO, ERROR TIPOGRÁFICO, LECTURAS Y CÁLCULOS, PREFERENCIAS POR DÍGITOS, UNIDADES DE CONCENTRACIÓN. ========================================================

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Medición de la variabilidad. En los sistemas de control de calidad estadístico clásicos, la variabilidad de una medición se evalúa analizando un numero determinado de veces una solución estable y homogénea (suero control, calibrador o estándar).

Los resultados de glucosa se agrupan en forma de una distribución normal cuya desviación estándar se relaciona con la variabilidad de las mediciones y el valor medio con la exactitud de las mismas. En una distribución "normal" existe una relación matemática exacta que nos permite hacer predicciones del comportamiento de las mediciones, lo que constituye la base de los sistemas de control de calidad estadísticos.

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Error al azar. Los errores al azar afectan la precisión analítica y son la causa de la no concordancia entre duplicados dentro de un mismo lote o de repeticiones entre lotes. Los errores al azar se pueden reducir a base de repetir el método en la misma forma y sin variaciones, esto es, estandarizando el proceso analítico. No obstante, se llega a un punto abajo del cual ya no es posible reducir la magnitud de los errores al azar. Error sistemático. Se le llama también sesgo, y proviene de factores que ejercen una influencia constante (positiva o negativa) sobre las mediciones, afectando el promedio de las mismas. El error sistemático puede definirse en términos de la desviación promedio respecto al valor "verdadero", el cual no se conoce habitualmente. Errores burdos. Son consecuencia de una falta de atención al ejecutar un análisis. Los errores burdos son de consecuencias graves, difíciles de detectar, aunque fáciles de evitar con base a una buena organización por parte del laboratorio. No existe un sistema de control definido para ponerlos de manifiesto, sin embargo, la revisión rigurosa por el analista y el responsable del laboratorio ayudan a descubrirlos, especialmente cuando en los reportes del laboratorio aparecen resultados incompatibles, cuando un resultado no corresponde con los resultados de otros estudios o los resultados no van de acuerdo con el diagnóstico presuntivo. Ejemplos de este tipo de errores los constituyen la confusión de especímenes, errores en el transporte y conservación de los especímenes, falta de atención por parte del analista en el intercambio de pipetas y reactivos, errores en los cálculos, errores de transcripción de resultados, errores secretariales, etc.

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Para la realización de un análisis de laboratorio, en un principio, el medico solicita una determinación cuantitativa de algún metabolito en un espécimen biológico, por lo que el personal del laboratorio procede a realizar la cuantificación de éste. Durante el desarrollo del procedimiento de evaluación, pueden diferenciarse 3 fases principales, que comprenden desde la preparación del paciente hasta la obtención y el reporte final de los resultados:

Cada fase del análisis esta sujeta a la presencia de un gran número de variaciones que pueden reflejarse en el resultado final obtenido por el laboratorio y que es reportado al medico solicitante. Para poder reducir la presencia de las variaciones mencionadas es necesario conocer las causas o el origen de las mismas para así obtener resultados que se apeguen mas a la condición real del paciente. Actualmente uno de los pr oblemas más importantes a los que se enfrentan los labor atorios clínicos y que desafortunadamente son muy fr ecuentes son los valores “anormales” que se obtienen en algunos pacientes y que no pueden ser correlacionados con los hallazgos clínicos del médico. Estos resultados generalmente causan el desconcierto de los médicos trat antes y lejos de obtener del laboratorio el apoyo esperado, motiva su desconfianza hacia éste. Cuando los pacientes son remitidos a un segundo laboratorio, es posible que el problema se agudice, al proporcionar este último resultados que difieren del primero y que tampoco concuerdan con los hallazgos clínicos del médico, de tal forma que la desconfianza hacia uno u otro

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laboratorio se fortalece pens ando que en ambos casos se t r ata d e “erro res” ca usados por deficiencias en la calidad de trabajo de los laborator ios. De aquí la enorme importancia que actualmente revisten los programas de garantía de calidad para todo laboratorio responsable, los que además de garantizar la confiabilidad de los resultados, puede detectar oportunamente situaciones “ano rmales” en algunos de los especímenes estudiados y que por causas diferentes a la ejecución analítica pueden producir resultados no esperados. FASE PREINSTRUMENTAL. Variaciones debidas a la preparación del paciente. Los factores relacionados con la preparación del paciente que pueden tener un efecto sobre los resultados finales emitidos por el labor atorio clínico, pueden ser divididos en dos categorías: 1. Factores que no pueden ser modificados, p. e. edad, sexo, origen étnico, embarazo, fase del ciclo menstrual, y 2. Factores que pueden controla rse con la participación del paciente, personal de laborator i o y / o e l m é d i c o t r a t a n t e . Tensión Mental o Estres. La tensión mental o estres puede afectar directa o indirectamente los niveles de una gran cantidad de constituyentes de los líquidos corporales. En general, los pacientes no deberán tener periodo s de tensión previo a la toma de los especímenes, por el contrario, estos deben estar relajados y cómodos en un ambi ente agradable. La ansiedad y la tensión son poderosos estím ulos de la concentración plasmática de somatotrofi na, pr olactina, cor tisol , catecolaminas, aldosterona y renina. Muchos otros metabolitos como la glucos a , colesterol, proteínas transportadoras como la transferrina, factores de coagulación y las células sanguíneas pueden ser afectados por la presencia de periodos largos de tensión. Es importante interpretar los resultados de las mediciones con cuidado si sabemos de la presencia de un pr oceso de tensión importante en el paciente, por ejemplo: después de un infarto al mi o ca rdi o, acci de n te s, etc. Ejercicio. La actividad muscular tiene efectos tanto transitorios como de larga duración sobre diversos metabolitos. Las variaciones transitorias inducidas por el ejercicio incluyen una disminución inmediata y a continuación un

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incremento en la concentración de los ácidos grasos libres, un fuerte aumento de lactato (200%) y un incremento en el aminoácido alanina (180%). Las variaciones mencionadas están relacionadas con la actividad metabólica por motivos energéticos inducidos por el ejercicio, también se han descrito variaciones en la concentración de potasio, creatinina Y glucosa. Además de los metabolitos mencionados, el ejercicio lleva a un incremento en la secreción de varias hormonas, p.e. H. de crecimiento, prolactina, cortisol y renina. Los aumentos dependen de la intensidad del ejercicio practicado y la condición física del individuo. Las variaciones a largo plazo incluyen incrementos plasmáticos de enzimas musculares tales como creatina cinasa, aldolasa, transaminasa glutamico oxalacetica y lactato deshidrogenasa. Para minimizar la influencia de este factor sobre la concentración de los metabolitos mencionados, se le debe dar la indicación al paciente de que evite el ejercicio o trabajo muscular vigoroso desde los 3 días previos a la toma del espécimen Dieta. La ingesta de alimentos previa a la toma de muestras para análisis puede introducir variaciones en los resultados finales del laboratorio. Los efectos fisiológicos in vivo producidos por una comida incluyen aumentos en la concentración plasmática de potasio y triglicéridos. Los cambios que tienen lugar dependen del tipo y cantidad de alimentos ingeridos y del tiempo transcurrido hasta la toma de los especímenes. Ciertos alimentos pueden influir particularmente sobre determinados constituyentes séricos y urinarios. Por ejemplo: -Una dieta rica en proteínas produce un incremento en la concentración plasmática de urea, amoniaco y urato. -Una dieta alta en ácidos grasos no saturados respecto a los saturados produce una disminución plasmática en la concentración de colesterol. -Una dieta rica en purinas produce un aumento en la concentración plasmática de uratos. -La ingestión de bananas incrementa la excreción renal de ácido 5-hidroxiindolacetico desde 5 a 54 mg/día. La presencia de las altas concentraciones de serotonina en las bananas, piña y tomate pueden conducir a este incremento en la excreción. Además de las variaciones fisiológicas antes indicadas, la hiperquilomicronemia producida por el aumento de 7


triglicéridos causa turbiedad o lipemia que interfiere in vitro múltiples determinaciones químico clínicas (ver adelante). Aunque la mayoría de los laboratorios recomienda un periodo de ayuno para el paciente antes de la toma de muestra para evitar interferencias por la ingesta de alimentos, el ayuno prolongado (mayor a 24 horas), puede acarrear resultados inesperados. Se ha reportado que durante los ayunos prolongados el nivel de bilirrubina sérica incrementa (240% a las 48 horas de ayuno), además de las concentraciones plasmáticas de los ácidos grasos, así como de aumentos en los aminoácidos valina, leucina e isoleucina. El ayuno prolongado puede también manifestarse por disminuciones en las concentraciones plasmáticas de glucosa y proteínas totales, incluyendo sus fracciones albúmina, transferrina, etc. Algunas pruebas diagnósticas requieren de una carga dietética especial o de la abstinencia de ciertos alimentos en particular durante el periodo previo a la toma de los especímenes. Si es el caso, tanto el médico como el laboratorio deben proporcionar al paciente instrucciones escritas y orales claras del la dieta previa a seguir y verificar que se hayan seguido estas instrucciones antes de la toma del espécimen. Postura. Los cambios en la postura pueden causar efectos apreciables en la concentración de varias sustancias normalmente determinadas en los laboratorios de química clínica. Se han reportado aumentos significativos en aquellos metabolitos de elevado peso molecular, así como de aquellas sustancias ligadas a proteínas (p.e. cortisol, tiroxina y medicamentos). Estas variaciones están relacionadas con los desplazamientos de agua corporal desde los compartimientos intravasculares a los intersticiales que tienen lugar cuando un individuo adopta una posición erecta. Estos cambios provocan que las sustancias no filtrables (proteínas) resulten mas concentradas. En individuos clínicamente sanos la variación en la concentración total de proteínas, al pasar de una posición de reposo (acostado, supina) a erecta oscila entre 10 y 20%. Ingestión de alcohol. Los cambios inmediatos inducidos por la ingestión de etanol incluyen incrementos plasmáticos de lactato, urato y los metabolitos del etanol (acetaldehido y acetato). Los efectos a mediano plazo (10-100 horas) se ven reflejados en la actividad de varias enzimas: 8


-Incrementos: CK (a las 100 horas una disminución dramática) γ-Glutamiltransferasa ALANINA AMINO TRANSFERASA -Disminuciones: ASPARTATO AMINO TRANSFERASA LDH (aumentos a las 60 horas) F.Al.(aumentos a las 60 horas) Incrementos en el nivel de triglicéridos plasmáticos (40%) hasta la segunda semana y reducciones a la quinta semana. Otros factores. Incorrecta aplicación de torniquetes y excesivo ejercicio del puño. Por ejemplo; las muestras para el ensayo de lactato deben obtenerse sin la utilización de torniquetes ni ejercer presión con el puño, lo anterior debido a que los valores de lactato aumentan al entrar en rigidez el músculo. Una aplicación prolongada de torniquetes antes de la venipunción, puede inducir a variaciones significativas en la concentración de muchos constituyentes plasmáticos. Especialmente aumenta la concentración de enzimas, proteínas y sustancias ligadas a estas (colesterol, calcio, hierro, etc.). Algunos procedimientos de exploración llevados a cabo por el personal médico pueden afectar la concentración de algunos metabolitos circulantes a corto plazo, por lo que es necesario dejar un periodo de tiempo después de tales procedimientos para llevar a cabo la toma del espécimen. La exploración rectal o la manipulación prostática incrementan la concentración del antígeno prostático. De igual manera, un paciente que haya sido sujeto a un proceso quirúrgico o simplemente después de una inyección intramuscular tendrá niveles incrementados de creatina cinasa. Variaciones debidas a la recolección y el manejo de especímenes. Tiempo de recolección. RITMOS BIOLOGICOS. En los sistemas biológicos se presentan cambios frecuentes bien definidos. A estos cambios se les conocen como ritmos biológicos y c o m o c a r a c t e r í s t i c a e s t o s cambios pueden verse reflejados por cambios en la concentración de varios metabolitos en plasma. Los ritmos 9


biológicos mas comunes son lo s ciclos menstruales, que tienen una periodicidad de 29 dí as aproximadamente y los ciclos circadianoscon una periodicidad de 24 horas aproximadamente. Dadas las implicaciones de los ritmos biológicos sobre la concentración plasmática de multiples m e ta b o l i to s, es i mpo r tante com pr ender los patr ones r ítm ico s de los metabolitos y programar la toma de especimenes adecuadamente. Los especimenes deben recolectarse al mismo momento durante el ciclo si van a ser comparadas inter o intraindividualmente. El tiempo adecuado en relación a los ciclos menstruales es importante cuando se van a efectuar investigaciones de hormonas sexuales, por ejem plo hormona luteinizante o foliculoestimulante, estrógenos y progesterona. Para estos estudos e requieren de al menos 2 muestras recolectadas en momentos del ciclo conocidos para poder dar una interpretación significativa a los resultados obtenidos. Además de las hormonas sexuales. muchos de los componentes de los líquidos corporales siguen ritmos circadianos y por lo tanto en muchos casos se deben tomar especimenes en horas específicas del día. El momento mas apropiado es temprano en la m añana, entre las 7:00 y 9:00 horas, si no es posible tomar las muestras en el tiempo señalado, se debe anotar la hora de la recolección y tomar en cuenta esta variable con la finalidad de interpretar adecuadamente los resultados del análisis. Los ritmos circadianos mas estudiados incluyen principalmente a las hormonas. Las hormonas prolactina, corticoesteroides y aldosterona muestran patrones fo toperiódicos similares en los que la concentración hormonal en plasma aumenta progresivamente durante el sue ño, a diferencia de otras hormonas no aparecen máximos de concentración si el individuo permanece despierto. Uno de los ritmos circadianos que se relaciona con la actividad de los individuos, más que con los efectos fotoperiódicos es el comportamiento de la hormona testosterona plasmática, esta muestra un pico a las 8:00 horas y decae a lo largo del día hasta alcanzar su punto mas bajo a las 20:00 horas. Recolección de Sangre venosa. TUBOS. Los tubos para contener sangre venosa deberán estar químicamente limpios, aunque no necesariamente estériles.

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OBTENCIÓN DE SUERO. Cuando se extrae sangre venosa con una jeringa y se transfiere inmediatamente a un tubo limpio y seco, la sangre coagulará durante los siguientes 10 a 15 minutos a temperatura ambiente. El coágulo suele adherirse a la pared del tubo, de modo que deberá desprenderse antes de centrifugarse, esto se efectúa barriendo suavemente las paredes interiores del tubo con un palito de madera o espátula, un desprendimiento excesivo provocará hemólisis. Dejando que el coágulo se retraiga durante más tiempo se reduce la hemólisis, sin embargo, ocurre glucolisis y además puede haber desplazamientos de sustancias desde las células al suero. Después de llevarse a cabo la coagulación sanguínea se centrifuga aproximadamente a 2 500 r.p.m. por 5 minutos, obteniéndose así el suero sobrenadante, el paquete globular y los elementos coagulados en el sedimento. El manejo del suero dependerá del análisis a efectuar y del tiempo a transcurrir antes de las determinaciones. Por lo general, el suero se debe mantener refrigerado (4 oC) hasta la elaboración del análisis. Otro procedimiento para la obtención de suero, es usando tubos al vacío (vacutainer). Estos tubos están revestidos de silicona, que son compuestos sintéticos cuya estructura química se caracteriza por contener un átomo de silicio unido a dos átomos de oxigeno y dos de carbono que pertenecen a dos radicales orgánicos. Las siliconas pueden ser de cadena lineal o ramificada, en este ultimo caso constituyen las resinas, que son sustancias estables, hidrorepelentes e inertes que se comportan de manera muy similar al epitelio vasal, evitando así modificaciones estructurales de las plaquetas, lo que reduce grandemente la hemólisis in vitro e impide que el coágulo formado se adhiera a las paredes del tubo que contiene al espécimen. O B T E N C I Ó N D E P L A S M A. P a r a l a o b t e n c i ó n d e p l a s m a a partir de sangre total, se requiere de los llamados anticoagulantes. Los anticoagulantes pueden definirse simplemente como aquellas sustancias químicas capaces de evitar la coagulación sanguínea. Los anticoagulantes habrán de agregarse inmediatamente después de extraída la sangre. Para cada análisis a efectuar debemos asegurarnos de que el anticoagulante usado para la obtención de plasma no interfiera con la determinación química a realizar. Es importante emplear la cantidad exacta del anticoagulante ya que el uso de una cantidad insuficiente provocara una coagulación incompleta, mientras que el uso de demasiado anticoagulante liquido producirá una dilución del espécimen, 11


lo que puede alterar la concentración de algunos metabolitos. En ocasiones el uso de anticoagulantes no adecuados separa al metabolito a analizar, podemos mencionar que para la determinación colorimétrica de calcio, el plasma obtenido para el análisis deberá ser obtenido con un anticoagulante que su modo de acción no sea por captura de iones calcio, por ejemplo heparina. Los oxalatos inhiben algunas enzimas tales como la deshidrogenasa láctica (competencia con el lactato por el sitio activo de la enzima). La fosfatasa alcalina se ve inhibida por el citrato y el EDTA (presumiblemente por un proceso de quelatación del magnesio, cofactor de la enzima). Los fluoruros activan a la amilasa, sin embargo los oxalatos y el EDTA tienen un efecto inhibidor (posiblemente debido a un secuestro de los iones calcio que se encuentran unidos a la molécula enzimática). Además de los anticoagulantes comúnmente empleados en los laboratorios clínicos, se dispone de sustancias químicas capaces de evitar perdidas de glucosa en los especímenes, estas reciben el nombre de antiglucolíticos, son capaces de inhibir el proceso de la glucolisis principalmente en los eritrocitos. Dentro de las mas usadas tenemos a los fluoruros y al iodoacetato. En el caso particular de los fluoruros se recomienda no emplearse cuando vayan a determinarse enzimas o cuando estas se empleen como "reactivos" para la cuantificación de metabolitos, por ejemplo, en el método de Berthelot para la determinación de urea.

Interferencias. CAMBIOS EN LA CONCENTRACIÓN. Estos suelen ocurrir por procesos de dilución o evaporación. Los cambios por dilución se presentan cuando se emplean jeringas y agujas enjuagadas con soluciones salinas y que se emplean cuando no están completamente secas, por anticoagulantes líquidos o no completamente secos. Lo anterior se refleja por un cambio de concentración de los metabolitos a determinar. Los cambios por evaporación son característicos de los metabolitos volátiles como el amoniaco, CO2, etc. Ocurren cuando los especímenes se dejan en recipientes destapados y/o son centrifugados en tubos sin tapar. Otro ejemplo relacionado con un cambio en la concentración por evaporación es precisamente la evaporación del suero o 12


plasma cuando estos se dejan en recipientes destapados por un periodo prolongado de tiempo. CAMBIOS EN LA COMPOSICIÓN. Las causas principales de estas variaciones las enzimaticos e constituyen los efectos bacterianos, intercambios de sustancias entre el elemento liquido y celular de la sangre. CAMBIOS BACTERIANOS. Algunos microorganismos que pueden estar contaminando al espécimen pueden ser capaces de formar amoniaco a partir de la urea normalmente presente, lo que produce una disminución de la concentración "real" de esta. Esta interferencia puede minimizarse de la siguiente forma: -Trabajando de inmediato los especímenes. -Cuando sea posible, manejando los especímenes en forma estéril. -Separando lo mas pronto posible el suero o plasma de las células. -Almacenando los especímenes a temperaturas de 4 a 6 oC hasta el proceso analítico, o mejor, congelando a -20 oC. CAMBIOS ENZIMATICOS. En un espécimen de sangre total que contiene células, invariablemente se lleva a cabo un proceso de glucolisis que disminuye la concentración "verdadera" de glucosa en los pacientes. La glucolisis puede reducirse al máximo siguiendo los pasos descritos anteriormente para minimizar las variaciones de origen bacteriano. Si el ensayo de determinación de glucosa no puede realizarse de inmediato y se pospone por mas de una hora, será necesario emplear agente antiglucolíticos como los fluoruros o el iodoacetato. INTERCAMBIOS LIQUIDO-CELULAS DE LA SANGRE. El paso de sustancias entre las células y el suero o plasma, se evita en gran medida separando inmediatamente las células y cuidando el no producir hemólisis. La difusión de metabolitos desde los eritrocitos tiene una especial importancia en la cuantificación de ciertos iones, por ejemplo, potasio y magnesio difunden rápidamente desde los eritrocitos al plasma y pueden cambiar su concentración "real" en plasma. De manera contraria, la glucosa pasa rápidamente desde plasma a los eritrocitos y leucocitos, y es inmediatamente metabolizada.

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OTRAS INTERFERENCIAS LIPEMIA. Después de una comida rica en grasas, el suero o plasma aparece lactescente o lechoso, esto es debido al aumento de grasas circulantes (triglicéridos). El aspecto lechoso interfiere en múltiples determinaciones espectrofotométricas debido a un aumento de la absorción de luz por parte de los lípidos presentes en el espécimen, especialmente cuando la lectura se realiza en la región de longitudes de onda cortas del espectro electromagnético visible (300-500nm). Esta fuente de error puede minimizarse usando un blanco de muestra para así eliminar la absorción ocasionada por la lipemia. Sin embargo, el procedimiento anterior no es del todo correcto ya que el grado de turbiedad puede alterarse de manera diferente por cada reacción química efectuada. Otra alternativa es intentar la eliminación de la lipemia mediante desproteinización o aun mejor por centrifugación (18 000xg). HEMÓLISIS. En gran cantidad de determinaciones químico clínicas, la hemólisis interfiere grandemente y sus efectos pueden clasificarse de la siguiente manera: 1. Por el paso de sustancias desde los eritrocitos al plasma o suero. lecturas 2. Cuando el análisis requiere de espectrofotométricas en la región de los 400 a 500 nm. La hemoglobina absorbe fuertemente a estas longitudes de onda. esta fuente de error generalmente se elimina con la ayuda de un blanco de muestra. 3. La hemólisis puede producir resultados erróneos para varios metabolitos en virtud de que puede interferir determinadas reacciones. Por ejemplo, inhibe la diazoreaccion en la determinación de las bilirrubinas, interfiere en la reacción de determinación de colesterol cuando se emplea el método enzimatico, inhibe la actividad de la lipasa. ICTERICIA. La coloración de la bilirrubina interfiere en la zona de los 400 a los 500nm. La interferencia por color de la bilirrubina generalmente se corrige mediante el uso de un blanco de muestra. La bilirrubina puede afectar también los resultados para ciertos metabolitos por interferencia en las reacciones de determinación. En la cuantificación de colesterol por el método de Lieberman-Burchard, se emplea un medio ácido que ocasiona que la bilirrubina presente sea transformada a biliverdina de color verde que absorbe grandemente a la longitud de onda en que se lee la 14


concentración de colesterol. Otra determinación que se ve interferida por la presencia de bilirrubina es la cuantificación de glucosa por el método de la orto-toluidina, que al igual que en la determinación de colesterol, el medio ácido de la reacción transforma la bilirrubina a biliverdina que interfiere colorimétricamente en la lectura final. INTERFERENCIAS POR FÁRMACOS. Actualmente se ha convertido en responsabilidad del medico y el químico tener presente una posible interferencia por fármacos en las pruebas realizadas por el laboratorio clínico. Las interferencias producidas por los fármacos pueden agruparse en dos categorías: INTERFERENCIA FARMACOLOGICA. En donde alguna acción del fármaco o su metabolito puede ocasionar una alteración in vivo sobre la concentración o actividad de los metabolitos cuantificados por el laboratorio. INTERFERENCIA QUÍMICA. Alguna propiedad física o química del fármaco o de alguno de sus metabolitos, es capaz de interferir in vitro durante el ensayo.

FASE INSTRUMENTAL Materiales para evaluar la calidad de un proceso analítico en los laboratorios Los materiales empleados para evaluar la calidad en los laboratorios clínicos son usados de manera diferente, y son designados como materiales de control si son empleados para un proceso de control de calidad o materiales de referencia si su valor nominal es conocido. Materiales para evaluar un sistema de control de calidad interno.. Los materiales de control son la base para evaluar cualquier sistema de control de calidad, ya que constituyen el punto de referencia para la adopción de nuevas técnicas y nos permiten determinar que métodos son mas precisos y al mismo tiempo controlan la preparación de los reactivos, su duración y su comportamiento durante el análisis. En ellos esta basada la conversión de una medida instrumental a un resultado de interés para el clínico, al tiempo que nos sirven de monitores de los instrumentos y nos permiten su calibración inicial.

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Los métodos de rutina están, en menor o mayor grado sujetos a la composición de la matriz de los materiales de prueba. Por lo general, los métodos de rutina están diseñados de tal manera que los efectos de la matriz de los especímenes de los pacientes es eliminada. Los materiales de control con matriz y metabolitos diferentes a los encontrados en los especímenes de los pacientes pueden comportarse inesperadamente con los métodos empleados en rutina. El uso de especímenes líquidos obtenidos de los propios pacientes para el control de la calidad analítico es atractivo debido a que la matriz y los metabolitos tienen las características deseadas. Sin embargo, los sueros para control obtenidos de pacientes son generalmente inestables. Por ejemplo, las células de la sangre completa, orina y las de liquido cefaloraquideo pueden desintegrarse rápidamente, produciendo cambios cuantitativos y cualitativos no solo de las células sino también de las características de la fase liquida que las contienen. Las orinas pueden estar sobresaturadas de sales y otros componentes, los que pueden precipitar durante el almacenamiento. Con el tiempo de almacenamiento, el suero y/o plasma pueden tornarse turbios debido a una desnaturalización de las proteínas y lipoproteínas contenidos en los especímenes, así como disminuir la actividad de múltiples enzimas. En la mayoría de los casos los materiales de control deben ser estabilizados, para lo que hay varias alternativas: congelación, liofilización, adición de agentes estabilizantes, o mediante otros procedimientos preparativos del material. La estabilización va a depender del componente y del método a emplear para la evaluación. Generalmente existe una confusión al hablar de los patrones, se considera que los patrones en suero y los sueros de referencia son similares, sin embargo, hay diferencias esenciales como se muestra mas adelante: Para mayor claridad se puede hacer la siguiente clasificación: A. PATRONES. Para calibración de métodos. Valores determinados al peso. 1. Patrones primarios (acuosos o en otros solventes). 2. Patrones acuosos + proteínas. 3. Patrones en suero humano (Dializados, con constituyentes añadidos al peso). B. SUEROS DE CONTROL. 16


Valores determinados por análisis 1. Sueros animales (generalmente equino o bovino). 2. Suero humano. A. PATRONES. A 1 . P A T R O N E S P R I M A R I O S. S o n s o l u c i o n e s q u e c o n t i e n e n a la sustancia (químicamente pura) que va a ser determinada en las muestras problema. Su concentración es conocida ya que la sustancia se pesa en balanza analítica, se transfiere a un matraz aforado y se lleva al volumen marcado. Son soluciones preparadas generalmente en el laboratorio. Sin embargo, están disponibles comercialmente. En las muestras de los pacientes a analizar, los metabolitos no se encuentran aisladamente, forman parte de una estructura en que se mezclan y combinan con una multitud de constituyentes sanguíneos que de una u otra forma interfieren con la reacción o en el desarrollo del color que es tan necesario para las determinaciones fotométricas. Los patrones acuosos o en otros solventes no se comportan como la muestra, además de que estos no son sometidos a todos los pasos del análisis como la muestra, por lo que no son útiles para controlar todas las etapas del método analítico. A2. PATRONES ACUOSOS+PROTEÍNAS. Son soluciones acuosas con la mayoría de las sustancias de interés clínico, a las cuales se les añaden proteínas a una concentración similar a la del suero humano. Se eliminan de éstos, sustancias o agentes glucolíticos, lípidos u otras sustancias poco solubles o insolubles en agua. Los patrones acuosos con proteínas son "sueros artificiales" que no tienen las características físicas, químicas, ni la viscosidad del suero humano, que tiene tanta importancia cuando en el proceso analítico influyen problemas de tensión superficial, como en la fotometría de llama o en la simple medición de volúmenes con pipetas y material de vidrio aforado. En general, se comportan de manera similar a los patrones acuosos. Algunos de estos patrones contienen agentes antimicrobianos para evitar el crecimiento de hongos y bacterias, lo que en algunas ocasiones puede interferir los análisis, especialmente cuando se emplean enzimas (inhibición enzimática) como reactivos o cuando estas son evaluadas en su actividad. A3. PATRONES EN SUERO. Son sueros humanos con valores conocidos y una estructura proteica intacta, con migración electroforética similar al suero humano "fresco". 17


Estos sueros no solo son empleados para la estandarización de las técnicas como "Patrones de Calibración", también se emplean para el control de la calidad analítica como "Sueros de Control". Para obtener los patrones en suero, se recurre a un proceso de diálisis selectiva para remover a la mayoría de las sustancias de interés clínico. Cada una de las sustancias se vuelve a añadir al suero base en cantidades exactamente pesadas, reconstituyendo así el suero inicial con todas sus características. De esta forma se obtiene un patrón absoluto, con valores independientes de los métodos de análisis, y por lo tanto sirve para determinar la precisión y exactitud de los métodos analíticos. Al igual que las muestras de los pacientes, estos patrones son sometidos a todo el proceso del análisis, y como conocemos de antemano su valor, el resultado obtenido será mas exacto cuanto mas nos aproximemos al valor del patrón. Para garantizar su estabilidad, estos patrones se suministran liofilizados, por lo que hay que reconstituir con agua destilada, lo que también permite controlar la calidad del agua destilada disponible en el laboratorio. Las enzimas, que no son eliminadas por la diálisis, son inactivadas por técnicas especiales. No obstante, existen patrones para enzimas con valores "normales" y otros con niveles "patológicos". B. SUEROS DE CONTROL. B1. SUEROS ANIMALES. Para los sistemas de control de calidad, algunos laboratorios emplean sueros frescos obtenidos de equino o bovino, congelados o liofilizados. En general, para estos sueros, al igual que para los "pozales" de suero humano (ver adelante) fresco o liofilizado se les asignan valores obtenidos de los promedios de determinaciones múltiples para cada metabolito. La recolección y preparación de los sueros animales es similar a la de los sueros humanos (ver adelante), sin embargo hay que tener en cuenta además del origen de los valores (determinados por análisis), que los sueros animales poseen características de matriz diferentes. B2. SUERO HUMANO. a. Suero Congelado. Se preparan mezclas de suero recogiendo diariamente los sobrantes de muestras no hemolizadas, lipémicas y/o ictéricas. Se almacenan en un frasco de plástico herméticamente cerrado, y se mantiene a 0 oC. Diariamente se añaden directamente sobre el suero 18


congelado los nuevos sobrantes. Se recogen y almacenan de 2 a 3 litros. Para la preparación del "pozal" de sueros, la mezcla de los sueros sobrantes se descongela completamente y se deja que adquiera la temperatura ambiente. Se mezcla durante 1 hora con un agitador magnético y se centrifuga a 3 000 r.p.m. durante 30 minutos para eliminar las proteínas que se hayan desnaturalizado durante el almacenamiento. Se decanta el suero y solo se emplea el sobrenadante claro. Para evitar la contaminación microbiana no se recomienda filtrar. Posteriormente se añade glucosa para reponer las por glucolisis, y se ajustan los demás perdidas constituyentes al nivel de concentración deseado. El suero control así obtenido se distribuye en tubos con tapón de rosca o en viales que puedan cerrarse herméticamente y se congelan hasta su uso. Es importante agitar la mezcla durante todo el proceso para asegurar una completa homogeneización. Antes de distribuir las alicuotas en los tubos o viales, se debe hacer la valoración para cada constituyente, de preferencia por 2 o 3 analistas en días diferentes. Finalmente se obtienen los valores promedio y se calcula la desviación estándar para cada constituyente. El uso de los "pozales" de suero (caseros) tienen la desventaja de que no son completamente estables, Aun bajo congelación, muchos metabolitos se alteran, las enzimas pierden su actividad y otros constituyentes no mantienen su concentración. b. Sueros liofilizados. Para evitar las perdidas de los constituyentes de un "pozal" de sueros, una vez que estos se han evaluado por análisis, algunos laboratorios recurren a la liofilización con la finalidad de incrementar la estabilidad de los sueros de control. Sin embargo, es difícil controlar la humedad residual de los liofilizados. Esto es especialmente cierto cuando se emplean equipos pequeños para liofilizar. Esta parte del proceso es critica ya que los sueros deben reconstituirse antes de su uso por adición de una cantidad precisa de agua destilada, de lo contrario suelen variar las concentraciones de los constituyentes. c. Sueros preparados con etilenglicol (etanodiol). La adición de un líquido al suero, implica una dilución de la concentración de todos los analitos que contiene. Para muchos analítos, esto no es deseable por lo cual se requiere restablecer su concentración. Con el fin de evitar una dilución muy grande, se recomienda preparar un volumen de sueros cuidadosamente mezclado, y luego congelarlo. Al descongelarlo, la parte superior cantidades muy bajas del 19


material disuelto, por lo cual se remueve un volumen equivalente al 15% del total, se reemplaza con el mismo volumen de etilenglicol y se mezcla totalmente, así, la concentración de los solutos no debe cambiar en forma considerable. Posteriormente se analiza el suero, y se le agregan aquellos analitos que se consideren necesarios. Preparación del Lote de Prueba. Tal como es recomendable, es importante que los laboratorios dispongan de lotes de sueros de control de concentración baja, “normal” y alta para todos los analitos que se miden. Estos materiales le permiten a los laboratorios efectuar pruebas de control de calidad en un intervalo amplio desde el punto de vista analítico y fisiológico. Sin embargo, en un principio, se recomienda la preparación y análisis de un pequeño lote de control, con concentración en el intervalo “normal” de la mayoría de los analitos. esto último ayuda al laboratorio a ganar práctica y a evitar el desperdicio de suero valioso. Cuando se tenga suficiente experiencia, se pueden preparar lotes de mayor volumen con concentraciones bajas, altas y medianas. 1. Comience con 250 ml de suero bovino (porcino o equino) fresco. No se recomienda suero humano (ver adelante). 2. Mezcle cuidadosamente para asegurar la homogeneidad y congele a -20 ºC. Debido a que es importante evitar el deterioro del suero que se presenta al mantenerse a temperatura ambiente durante largo tiempo, el resto del procedimiento debe completarse el mismo día de trabajo. 3. Deje descongelar a temperatura ambiente. No agite ni mezcle. 4. Cuando el suero se haya descongelado completamente, remueva 38 ml de la capa superior. Esto constituye el 15 % del volumen total y consiste fundamentalmente de agua o suero muy diluido. 5. Reemplace este volumen añadiendo 38 ml de etilenglicol. 6. Mezcle cuidadosamente. Con la finalidad de eliminar agregados grandes, filtre a través de gasa de algodón no absorbente. 7. Las concentraciones de glucosa y urea serán demasiado bajas para un suero de concentración media y deberán suplementarse añadiendo 140 mg de glucosa y 44 mg de urea. estos sólidos deben disolverse y la preparación debe mezclarse bien y cuidadosamente para lograr su homogeneidad. 8. Distribuya el suero en viales o tubos con tapón muy limpios y secos. Tápelos y congélelos. Cuando vayan a ser empleados, sáquelos del congelador y espere hasta que el 20


suero haya alcanzado la temperatura ambiente. Mezcle muy bien, pero cuidadosamente, antes de usarlo. VALORACIÓN DE UN SUERO PARA CONTROL La selección de un suero de control para la evaluación de la calidad analítica debe hacerse teniendo en cuenta las siguientes características: 1. ORIGEN DE LOS VALORES. Concentración conocida. Los valores al peso permiten controlar la exactitud. 2. ESTABILIDAD. Los valores de los constituyentes no deben cambiar con el tiempo (almacenamiento). Permite controlar la precisión (reproducibilidad del método). 3. MATRIZ. Constitución física y química similar a las muestras problema. 4. INVOLUCRADO EN TODOS LOS PASOS DEL PROCESO ANALÍTICO. Solo de esta forma pueden detectarse fallas en cualquiera de las fases del análisis. Sistemas de control de calidad interno. Los sistemas de control de calidad han sido diseñados para estudiar, detectar, medir, documentar, prevenir, corregir y controlar la variación analítica con el fin de mantener la ejecución de un proceso a un nivel de "aceptación" adecuado. Los sistemas de control de calidad interno se fundamentan en el uso diario de un suero control estable, con valores conocidos y de composición similar a los especímenes problema. Con estas características, el control podrá seguir todos los pasos del proceso analítico, al igual que los problemas y será afectado por todas y cada una de las variables que afecten a los problemas. De esta manera, el suero control se puede emplear para la comprobación de las técnicas, reactivos, calibrado de los instrumentos, etc. Para evaluar la calidad analítica en la ejecución de un proceso las muestras de control pueden ser introducidas al proceso analítico de manera diferente: SISTEMAS ABIERTOS. El analista sabe que es una muestra de control y la concentración del metabolito a evaluar. SISTEMAS SEMICIEGOS. El analista sabe que se trata de un control, sin embargo ignora la concentración del metabolito a evaluar. SISTEMAS CIEGOS. El analista ignora que esta analizando una muestra de control.

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Sistemas mínimos de control de calidad. Los métodos estadísticos de control de calidad se basan en el hecho de que las cantidades medidas en el área de la bioquímica clínica son variables continuas, de tal manera que los patrones de variación de las determinaciones se pueden expresar gráficamente mediante una curva gaussiana (ver con anterioridad). Estos sistemas parten de la premisa de que la magnitud del error estimado en las mediciones de una muestra de control representa fielmente al error presente en las mediciones de muestras de los pacientes. La secuencia de un sistema de control de calidad estadístico mínimo es como sigue: Método de Levey y Jennings. 1. Se prepara o adquiere un lote de un suero de control en cantidad suficiente para un año por lo menos. 2. Se mide la variabilidad de los análisis repetidos en condiciones de trabajo regulares, se intercala el suero control al azar entre las muestras de los pacientes en los que va a medirse la variable de que se trate. Es importante mencionar que no es valido dar un trato preferencial a las muestras de control en relación a las muestras de los pacientes. 3. Se registran los valores de los controles durante 20 días de trabajo hábiles. 4. Al final, se calcula el promedio de las determinaciones, la desviación estándar y el coeficiente de variación. 5. Con los valores de la media y la desviación estándar se traza la gráfica de control correspondiente. 6. Se calculan los limites de alarma (95%) y de control (99%) correspondientes. En un control de calidad estadístico, la curva de Gauss obtenida se rota 90º, correspondiendo al centro el valor medio y las desviaciones estándar los limites de tolerancia de la variación que va a ser empleada por el laboratorio. 7. Una vez obtenida la gráfica de control, se siguen obteniendo los valores del suero control de los días subsiguientes de trabajo y se grafican mediante un punto en la carta control. Los puntos deben mantenerse dentro de los limites de control elegidos. Bajo estas condiciones 1 punto de 100 determinaciones puede salirse de los limites de control (99%) y 5 puntos de 100 determinaciones pueden salirse de los limites de alarma sin que esto indique que el sistema esta fuera de control. Para valorar si los limites de control que se han establecido experimentalmente son demasiado amplios o muy 22


estrechos, podemos hacer uso de algunas reglas empíricas. Es difícil dar indicaciones respecto al grado de precisión deseable. Como regla general y basado en la dificultad analítica de las mediciones, el coeficiente de variación interdías no debe ser superior al 5% en la determinación de metabolitos o el 10% para las determinaciones de actividad enzimática. Otras reglas útiles para fijar la variabilidad máxima en un control de calidad interno son los criterios basados en los valores de referencia (criterio de Tonks), en donde el coeficiente de variación no debe ser mayor a 1/4 del intervalo de referencia. Y finalmente, los criterios basados en la variación biológica entre los individuos para un mismo metabolito (criterio de Cotlove), en donde el limite de variabilidad no debe ser mayor a 1/2 de la variación intraindividual del metabolito estudiado. Sistema recomendado por la FEDERACIÓN INTERNACIONAL DE QUÍMICA CLÍNICA Estos sistemas de control de calidad son aplicables a cualquier laboratorio clínico. Actualmente los sistemas predominantes se basan en la medición única de un suero control en cada lote (dentro de la corrida diaria de análisis de muestras problema). Sin embargo, estos sistemas carecen de sensibilidad y de la certeza que se obtiene con los sistemas de mediciones duplicadas empleadas por este sistema. Los sistemas de mediciones duplicadas permiten la elaboración de 2 gráficas adicionales (gráficas de horquillas), lo que permite una evaluación de la precisión intralotes e interlotes. En el sistema que va a describirse mas adelante, se emplea un suero de control, aunque pueden emplearse sistemas con varios controles de concentración diferente, pero deben elaborarse tantas gráficas como controles diferentes se empleen. El diseño de las formas de registro de datos, informes y gráficas quedan a la discreción de cada laboratorio. Este sistema se basa en la premisa de que el universo hipotético de un numero infinito de mediciones en un suero control tiene una distribución normal (gaussiana). También se asume que la magnitud del error estimado en las mediciones de la muestra control representa fielmente el error presente en las mediciones de muestras de pacientes. La secuencia del sistema es:

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1. Mida la concentración del suero control por duplicado en cada lote. Coloque uno de los duplicados en el primer lugar de cada lote y el otro en un lugar variable. 2. Acumule los datos de cuando menos 20 lotes y anote los datos de la muestra control en una libreta de control de calidad. Grafique los promedios de duplicados, a medida que se vayan obteniendo, en una gráfica de X (preparada en papel milimétrico). Así mismo, calcule y grafique las diferencias de duplicados en su gráfica correspondiente, y haga lo mismo con las diferencias absolutas de lotes sucesivos. Por ejemplo, la primera horquilla sucesiva será la diferencia absoluta entre el promedio del primer lote y el promedio del segundo: (Rs1 = ⎜x1-x2⎜) La segunda horquilla sucesiva será la diferencia absoluta entre los promedios de los lotes segundo y tercero: (Rs2 = ⎜x2-x3⎜) y así sucesivamente. Naturalmente no habrá valor de Rs para el primer lote ya que no hay valor previo, Debe recordarse que no habrá horquillas negativas puesto que se toman valores absolutos de las diferencias. 3. Inspeccione los datos graficados a medida que se vayan acumulando, y trate de detectar la presencia de fenómenos de deriva, salto o de aumento de imprecisión. Para ello, es útil visualizar un promedio temporal cuando se cuente con unos 10 a 12 lotes. Si en un momento hay signos de ejecución insatisfactoria, instituya medidas correctivas de inmediato. Los datos finales para cálculos deben emerger de lotes bajo control, y en caso de duda, debe aumentarse el numero de lotes por arriba de 20. 4. Cuando tenga un mínimo de 20 lotes de buena calidad, calcule el promedio global, X , sumando los promedios de duplicados, y dividiendo la suma entre el numero de duplicados. 5. Calcule la desviación estándar de los promedios de duplicados Sx y el coeficiente de variación. 6. Calcule la horquilla promedio, R, sumando las diferencias entre parejas de duplicados, y dividiendo la suma entre el numero de parejas. En forma similar, calcule el promedio de h o r q u i l l a s s u c e s i v a s Rs s u m a n d o l a s d i f e r e n c i a s s u c e s i v a s , y dividiendo la suma entre el numero de diferencias. 7. Examine los valores individuales para ver si no hay datos aberrantes, lo cual puede observarse mejor si se construye un histograma de la distribución de frecuencias. Si algún resultado es claramente diferente de los otros, calcule el promedio y la desviación estándar de los valores individuales

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pero excluyendo el dato dudoso. Si este se aleja mas de 3.3 veces la desviación estándar con respecto al promedio, se le considera un dato aberrante, y tanto el aberrante como su duplicado de lote se excluyen de los cálculos finales de X y Sx. Si hay varios datos aberrantes para eliminar, se deben acumular datos adicionales hasta reunir un mínimo de 20 duplicados para calcular los estadísticos requeridos. 8. Calcule los limites de las gráficas usando los factores siguientes:

CALCULO DE LOS LIMITES DE LAS 3 GRÁFICAS DE CONTROL p LIMITE HORQUILLA HORQUILLAS PROMEDIO SUCESIVAS Superior 95% de alarma 2 . 5 1 Rs 2.51 R X +2Sx Superior 99% de control 3.27 R 3 . 2 7 Rs X +3Sx Inferior de ------------95% alarma X -2Sx Inferior de control ------------99% X -3Sx Establezca las medianas de las gráficas de horquillas.

9. Dibuje los limites, la media y las medianas de las tres gráficas de control, y vuelva a inspeccionarlas para ver si hay fenómenos de deriva, de salto o de imprecisión. La inspección se facilita si los limites de alarma se dibujan en azul, y los limites de control en rojo. 10. Continúe anotando y graficando los promedios del control conforme se vayan acumulando. es importante anotar y graficar cada dato lo mas pronto posible para que, en caso de obtener un resultado anómalo, el operador tenga frescos los detalles de la ejecución, lo cual facilita cualquier acción correctiva a emprender. Se deben graficar todos los promedios, incluyendo aquellos que se consideren "fuera de control" (solo se pueden omitir los que sean consecuencia de un error identificado), y estos datos fuera de control deben estar señalados en la gráfica junto con las acciones correctivas tomadas.

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11. La gráfica de control debe contener toda la información pertinente: las iniciales del operador deben aparecer arriba del primer valor de la serie de mediciones que hubiera realizado, y las iniciales de un operador substituto deben estar encima de los datos específicos que haya obtenido. Así mismo en la gráfica debe aparecer cualquier acción que se haya tomado como consecuencia de resultados "fuera de control", así como notaciones breves en cambios de reactivos, calibradores o de ajustes de instrumentos. Todos estos datos deben detallarse mejor en la bitácora de control, la cual debe estar diseñada para que el operador o el supervisor puedan localizar rápidamente la información pertinente que les facilite la toma de decisiones. 12. Durante las fases iniciales de caracterizar un pozal nuevo para que sirva de control, incluya en las mediciones a cualquier material de control de que disponga, por ejemplo un control en uso previo, controles comerciales que tengan valores asignados, o muestras problema medidas en otro laboratorio. No desperdicie ninguna oportunidad de comparar su posible nuevo control contra todo lo que tenga a mano. 13. Si es posible, evite cambios de operador, estándares, reactivos y procedimientos durante el periodo inicial en que se utiliza un nuevo control. 14. Cuando haya completado unos 20 a 30 lotes adicionales a los primeros 20, combine todos los resultados, recalcule l o s v a l o r e s d e l a X , S x , R y Rs y v u e l v a a d i b u j a r l a s g r á f i c a s de control con los nuevos datos. Calcule también la desviación estándar y el coeficiente de variación de todos los datos individuales, lo cual permite establecer la variabilidad de los valores de pacientes puesto que no se miden habitualmente por duplicado. 15. Al final de cada mes, englobe todos los resultados del control en uso que correspondan a lotes aceptados y calcule los datos de promedio y desviación estándar del mes, grafique estas estadísticas mensuales en una gráfica de control separada, lo cual permite hacer comparaciones de la calidad de ejecución durante todo el lapso que ha estado en uso un mismo control. 16. El supervisor del laboratorio debe realizar reuniones mensuales con los operadores para revisar las gráficas de control. Las reuniones deben ser mas frecuentes cuando hay indicios de problemas de calidad en la ejecución de un proceso analítico.

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REGLAS DE CONTROL El término reglas de control es usado para representar un criterio de decisión para interpretar los datos de control y tener un juicio sobre el estado de control (dentro de control o fuera de control) de un sistema de medición. Las reglas de decisión de control son abreviadas por el símbolo AL, donde A representa un estadístico o el número de observaciones de control que exceden el límite de control que es representado por L. Una corrida analítica es rechazada cuando el estadístico o el número de observaciones de control exceden el límite de control. Por ejemplo: 13s indica que una corrida debe ser rechazada si 1 valor del control en el grupo de N medidas de control exceden los limites de la media +/- 3s.

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22s indica que una corrida debe ser rechazada si 2 valores consecutivos del control exceden el mismo límite de control, el cual puede ser la media – 2s o la media + 2s.

R4s es una regla de rango donde una corrida es rechazada si un valor de control excede la media + 2s y otro excede la media – 2s.

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10x se refiere a un criterio donde una corrida es rechazada si 10 resultados del control caen a un lado u otro de la media.

La combinación de las reglas (Multireglas de Westgard) es indicada por las abreviaturas de las reglas individuales conectadas por una diagonal, por ejemplo, 13s/2s2 e indica un procedimiento compuesto por las reglas 13s y 2s2.

INTERPRETACIÓN DE LAS GRÁFICAS DE CONTROL Las gráficas de control no deben usarse aisladamente de las otras fuentes de información. Se deben usar en conjunto con los datos de preparación de reactivos, soluciones estándar y con los de mantenimiento de los aparatos. Deben haber notas amplias en la bitácora de control, documentando los eventos que pueden repercutir en la ejecución del método, y las gráficas deberán tener fechas para facilitar la compaginación con las notas de la bitácora. Los limites de las gráficas no deben visualizarse como barreras rígidas que nunca se deben rebasar, debe recordarse que en un universo de valores con una distribución normal, los limites del 95% pueden ser sobrepasados en uno de cada 20 lotes, y que puede presentarse una salida fuera de los limites del 99% en uno de cada 100 lotes; estas frecuencias son promedio y tampoco tienen que ocurrir con absoluta periodicidad. Los limites

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deben verse como guías que, al ser rebasados, deben poner alerta al operador sobre la posibilidad de que el sistema de medición este fuera de control. Es responsabilidad del supervisor establecer las reglas finales a seguir cuando se rebasan los limites. Es difícil evaluar una salida de control de uno o ambos duplicados de control, si se carece de información adicional en la bitácora de control. Algunos laboratorios optan por repetir la medición en otro frasco de control, y si el resultado esta dentro de limites, aceptan el lote e informan los resultados de los pacientes. Se debe tener en mente que, aun cuando este procedimiento es de uso común, no es necesariamente confiable, ya que es teóricamente posible que el nuevo dato salga "bajo control" por azar, y que sin embargo, hubiera habido realmente un error en las mediciones. Una sugerencia para lograr mayor certeza, es la de repetir la medición en un segundo frasco de control después de recomenzar las mediciones en las muestras problema. REGLAS PARA EMPRENDER ACCIONES CORRECTIVAS. En el protocolo de trabajo de cada medición, deben estar impresas las acciones correctivas a emprender en cada caso dado, así como la información necesaria para documentar la acción tomada. Cada nuevo promedio de control tiene una de las siguientes tres interpretaciones: SATISFACTORIO, INDICA POSIBLE PROBLEMA O ESTA FUERA DE CONTROL (y las mediciones deben detenerse). Los patrones de cambio en los puntos de la gráfica de X pueden ayudar a la interpretación. La gráfica permite la visualización de los patrones de salto o de deriva, si bien la interpretación se complica si la precisión es pobre. Ante la aparición de patrones de deriva o de salto, se debe sospechar la posibilidad de un cambio de exactitud. Un patrón de aumento de imprecisión puede enmascarar un cambio en la exactitud analítica. Un patrón de salto se presenta abruptamente como consecuencia de alguna causa especifica que produce y seguirá produciendo un efecto constante sobre las mediciones. En tales casos es recomendable consultar la bitácora de control para determinar si ha habido un cambio en el sistema de medición (reactivos, calibrador, equipo, etc.) que coincida con el patrón de cambio. Otras causas de patrones de salto surgen por problemas instrumentales, tales como el uso de termostatos defectuosos, selección incorrecta

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de temperaturas, o un error en el volumen vertido por un pipeteador automático o impulsado por una bomba. Un patrón de deriva es causado por algún proceso que va induciendo un incremento progresivo del error sistemático. Por ejemplo, la evaporación continua del solvente de un estándar (almacenado en un frasco con tapón defectuoso), lo que produce que tenga una concentración creciente mayor a la nominal. El incremento de la concentración del estándar llevara a resultados del metabolito crecientemente bajos en los pacientes, es decir, a una deriva hacia abajo en la carta control. Las derivas hacia abajo también pueden deberse al deterioro progresivo de reactivos o del mismo suero control. Las derivas hacia arriba pueden provenir de un deterioro progresivo o de una contaminación de la solución estándar en uso por microorganismos. Las derivas hacia arriba pueden presentarse debido a defectos en el cerrado de los frascos de sueros controles líquidos, particularmente durante la fase de mantenimiento en congelación. Otra causa frecuente de estas derivas, es el deterioro progresivo de algún reactivo que se traduce en un blanco de reactivos crecientemente mayor y que no se mide rutinariamente. Los problemas de imprecisión surgen cuando se presentan ciertos factores en el sistema de medición pero que no son constantes. Entre los factores causantes de un aumento de imprecisión intralote están: -Las condiciones ambientales fluctuantes. -Las respuestas inconsistentes de los aparatos de medición. -Los pipeteos no estandarizados. Estos mismos factores pueden afectar la precisión interlotes, la cual además, puede verse afectada por otras causas como diferencias día a día en la preparación de los reactivos, variabilidad en la reconstitución de los sueros de control liofilizados, maneras diferentes de operación de los aparatos y errores de calibración. Las gráficas de horquillas acopladas con las de horquillas sucesivas, son útiles para evaluar la variabilidad intra e interlotes. Cuando la causa de las salidas de control en un sistema analítico es la imprecisión, se recomienda evaluar la varianza del método en condiciones óptimas (VCO). La VCO es la menor varianza que puede obtenerse para un método analítico concreto en un laboratorio individual. A diferencia de la valoración de la varianza en condiciones de rutina, para la VCO es aceptable hasta un 2.5% de variación analítica para un método que mida metabolitos y 5.0% cuando se valoran enzimas. La VCO es una medida 31


estadística que ayuda a detectar y controlar los factores que influyen en la precisión de las determinaciones, para después introducir el método a las condiciones de rutina. Deben realizarse aproximadamente 20 análisis para obtener la VCO. El objetivo es intentar repetir los análisis en las condiciones analíticas tan ideales y constantes como sea posible. Han de aplicarse estrictamente todas las medidas preventivas necesarias. A continuación se cita una lista de algunas de las medidas más importantes: -Usar el mismo aparato para todas las determinaciones. -Usar reactivos recién preparados y verificados. -Realizar los análisis sobre un material homogéneo y estable. -Verificar las lecturas del instrumento y los cálculos. -Realizar los análisis en el menor intervalo de tiempo posible. -Controlar cuidadosamente la temperatura y el tiempo. -Evitar cambios bruscos en las condiciones ambientales; luz, humedad, temperatura. -Asegurarse de que todos los reactivos estén correctamente mezclados. -Utilizar personal experimentado. El nivel de concentración del metabolito a evaluar es un aspecto importante desde un punto de vista clínico. Esto significa elegir un valor próximo al limite entre los valores en enfermedad y no-enfermedad o a un nivel que diferencie claramente varias enfermedades. ACCIONES CORRECTIVAS. Cuando se presente una situación de alarma, el operador debe realizar las siguientes maniobras: 1. Comprobar las lecturas y los cálculos en busca de algún error. 2. Revisar la bitácora de control para establecer si ha habido cambios de reactivos, estándares o de mantenimiento de aparatos en el lote en cuestión. 3. Detener las mediciones si se encuentra una causa obvia, y emprender la acción correctiva pertinente. 4. Informar al supervisor de la evaluación hecha y de las acciones tomadas. Cuando ocurre una situación fuera de control, se deben efectuar las siguientes maniobras: 1. Detener las mediciones e informar al supervisor. 2. Seguir los pasos 1 a 3 descritos en el caso de alarma. 3. Si solo uno de los duplicados esta fuera de control, repetir una medición duplicada en un nuevo frasco de control.

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4. Si el promedio de la nueva medición duplicada sigue fuera de control, instituir procedimientos correctivos uno a uno y de acuerdo a lo que sugiere la gráfica control. Evitar correcciones simultáneas a menos que se considere conveniente. 5. Recalibrar y analizar las muestras de control de precisión o de exactitud, según sea el caso, con la finalidad de validar que la ejecución del proceso analítico sea aceptable. 6. Si se esta ya bajo control, repetir las mediciones en las muestras problema que habían sido medidas en la fase fuera de control. 7. Informar al supervisor de las acciones realizadas y los resultados de las mismas. 8. Anotar toda la información pertinente en las gráficas de control y en la bitácora de control.

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GARANTÍA DE CALIDAD EN LOS LABORATORIOS CLÍNICOS Profesor

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