UNIVERSIDAD CATÓLICA BOLIVIANA SAN PABLO UNIDAD ACADÉMICA CAMPESINA CARMEN PAMPA CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA
PERFIL TESIS DE GRADO EVALUACIÓN DE LA PRODUCCIÓN DEL HONGO
Pleurotu Pl eurotu s ostr ostr eatu eatus s
SOBRE
CINCO TIPOS DE SUSTRATOS (TAMO DE TRIGO, TAMO DE CEBADA, TAMO DE VICIA, TAMO DE AVENA Y PAJA DE PÁRAMO); ENRIQUECIDOS CON TUZA MOLIDA, AFRECHO DE CEBADA Y CARBONATO DE CALCIO EN LA PROVINCIA NOR YUNGAS, YUNGAS, MUNICIPIO DE COROICO, COMUNIDAD DE CARMEN PAMPA, EN PREDIOS DE LA UAC-CP. PRESENTADO POR: LUIS PAUCARA FERNÁNDEZ
CARMEN PAMPA LA PAZ – BOLIVIA BOLIVIA 2014
EVALUACIÓN DE LA PRODUCCIÓN DEL HONGO Pleur otus ostr ostr eatus
SOBRE CINCO TIPOS DE
SUSTRATOS (TAMO DE TRIGO, TAMO DE CEBADA, TAMO DE VICIA, TAMO DE AVENA Y PAJA DE PÁRAMO); ENRIQUECIDOS CON TUZA MOLIDA, AFRECHO DE CEBADA Y CARBONATO DE CALCIO PROVINCIA NOR YUNGAS, YUNGAS, MUNICIPIO DE COROICO, COMUNIDAD DE CARMEN PAMPA, EN PREDIOS DE LA UACCP..
PERFIL DE TESIS DE GRADO PARA OBTENER EL TÍTULO DE: LICENCIADO EN INGENIERÍA AGRONÓMICA PRESENTADO POR:
----------------------------------------------UNIV. LUIS PAUCARA FERNÁNDEZ
---------------------------------ING. DESIDERIO FLORES SALGADO DOCENTE TUTOR
---------------------------------ING. JOSÉ LUIS BELTRÁN DOCENTE DE LA MATERIA Carmen Pampa………………… 2
EVALUACIÓN DE LA PRODUCCIÓN DEL HONGO Pleur otus ostr ostr eatus
SOBRE CINCO TIPOS DE
SUSTRATOS (TAMO DE TRIGO, TAMO DE CEBADA, TAMO DE VICIA, TAMO DE AVENA Y PAJA DE PÁRAMO); ENRIQUECIDOS CON TUZA MOLIDA, AFRECHO DE CEBADA Y CARBONATO DE CALCIO PROVINCIA NOR YUNGAS, YUNGAS, MUNICIPIO DE COROICO, COMUNIDAD DE CARMEN PAMPA, EN PREDIOS DE LA UACCP..
PERFIL DE TESIS DE GRADO PARA OBTENER EL TÍTULO DE: LICENCIADO EN INGENIERÍA AGRONÓMICA PRESENTADO POR:
----------------------------------------------UNIV. LUIS PAUCARA FERNÁNDEZ
---------------------------------ING. DESIDERIO FLORES SALGADO DOCENTE TUTOR
---------------------------------ING. JOSÉ LUIS BELTRÁN DOCENTE DE LA MATERIA Carmen Pampa………………… 2
ÍNDICE
I.
INTRODUCCIÓN ................................................................................................ ............................................................. ................................... 5
1. 2. 3. 4. 5.
Generalidad Generalidades es................................. ................................................. ................................. .................................. .................................. ...............................5 ..............5 Planteamiento del problema .........................................................................................5 Justificac Justificación ión ................................. .................................................. .................................. ................................. ................................. ................................. .................7 .7 Objetivos Objetivos................................. ................................................. ................................. .................................. ................................. ................................. .......................8 ......8 Objetivo Objetivo general general ............................... ................................................ .................................. .................................. ................................. ............................8 ............8 Objetivos específicos .......................................................................................................8 Hipótesis Hipótesis alterna alterna .................................. .................................................. ................................. ................................. ................................. ..........................8 .........8
II.
MARCO TEÓRICO ................................................. ........................................................................................... .......................................... 10
4.1. 4.2.
1. Generalidad Generalidades es................................. ................................................. ................................. .................................. .................................. ............................. ............10 2. Clasificación taxonómica del hongo Pleur otus ostreatus. .......................................... ..........11 ostreatus................................. 3. Características fisiológicas de Pleurotus ostreatus. ............................... ................................................ ..................... ....11 4. Características morfológicas de Pl eur otus ................................................ ...............12 otu s ostr ostr eatus atu s. ................................. Gráfico 1. 12 Gráfico 2 13 5. El ciclo reproductivo del hongo Pleur otus ostr ................................ ................................................. ...................13 ostr eatus Gráfico 3. 14 6. Propiedades nutricionales nutricionales del Pleurotus spp. ................................. .................................................. ............................. ............14 Tabla Nº1. Nº1. ................................. .................................................. ................................. ................................. .................................. ................................. ............................. .............15 Carbohidr Carbohidratos atos................................. ................................................. ................................. .................................. .................................. ................................. ....................... .......15 7. Propiedades medicinales...................... medicinales............. ................... ................... .................. ................... ................... .................. ................... ................ ...... 16 8. Alimentación Alimentación de ganado ................... .......... ................... ................... .................. ................... ................... .................. ................... ................... ......... 17 10. Degradación Degradación de productos prod uctos................... .......... ................... ................... .................. ................... ................... .................. ................... ................ ...... 18 11. Potencial para usar los sustratos agrícolas ................... ......... ................... ................... ................... .................. ................. ........ 18 12. Sustratos utilizados para el cultivo de Pl eur otu s spp. ............................... ............................................... ................19 12.1. Generalidades del sustrato sustrato .................. ......... ................... ................... .................. ................... ................... .................. ................... ................ ...... 19 12.2. Nutrientes del sustrato .................................................................................................. 19 13. Composición Composición química de los residuos agrícolas (tamos) en estudio.................. ......... .............. ..... 21 Tabla Nº2. ................................. .................................................. ................................. ................................. .................................. ................................. ............................. .............21 Tabla Nº 3......................................... ......................................................... .................................. ................................. ................................. ................................. ..................... .....21 Tabla Nº4. ................................. .................................................. ................................. ................................. .................................. ................................. ............................. .............22 Tabla Nº 5. ................................ ................................................. ................................. ................................. .................................. ................................. ............................. .............22 14. Etapas Etapas del cultivo cultivo ............................... ................................................ .................................. ................................. ................................. ........................ ....... 22 14.1. Preparacion de la Semilla ............................................................................................. 22 14.2. Preparación Preparación del sustrato ................... .......... ................... ................... .................. ................... ................... ................... ................... ......... 23 15. Factores que afectan el crecimiento y la fructificación de Pleur otus spp. spp. ............28 16. Contaminantes, Contaminantes, plagas p lagas y enfermedades ................... .......... ................... ................... .................. ................... ................... ............ ... 31 16.1. Contaminan Contaminantes tes .................................. .................................................. ................................. ................................. ................................. ........................... ..........31 16.2. Plagas Plagas ............................... ................................................ .................................. .................................. .................................. ................................. .......................... ..........31 16.3. Enfermedades Enfermedades................................. ................................................. ................................. .................................. .................................. ............................. ............32
I.
MATERIALES Y MÉTODOS ............................................... ......................................................................... .......................... 33
1. 2.
3.
Ubicación y descripción de la zona de estudio ............................................................ 33 Recursos Recursos................................. .................................................. .................................. ................................. ................................. .................................. ..................... ....33 Aspectos Aspectos climático climáticoss ................................ ................................................. .................................. ................................. ................................. ..................... ....33 Fisiografí Fisiografíaa.................................. .................................................. ................................. ................................. ................................. .................................. ................... 34 Vegetación Vegetación ................................. ................................................. ................................. ................................. ................................. .................................. ...................34 Descripci Descripción ón edáfica edáfica ................................ ................................................. .................................. ................................. ................................. ..................... ....34 Materiales, equipos y insumos ..................................................................................... 35
4.
MÉTODO ............................................................................................................ ................................................................ ............................................ 36
2.1. 2.2. 2.3. 2.4.
3
4.1.
DISEÑO EXPERIMENTAL .................. ......... ................... ................... .................. ................... ................... .................. ................... ............. ... 36
4.2. TRATAMIENTOS.................................................... .............................................................................................. .......................................... 36 4.3. REPETICIONES ................................................................................................ ...................................................... .......................................... 36 4.4. UNIDAD EXPERIMENTAL .................................................. ............................................................................ .......................... 36 4.5. ESQUEMA DEL ANÁLISIS DE VARIANZA (ADEVA) ............................. 36 4.6. PRUEBA DE SIGNIFICANCIA ...................................................... ...................................................................... ................ 37 4.7. VARIABLES EVALUADAS .................................................. ............................................................................ .......................... 37 CUADRO Nº1 VARIABLES QUE QU E S E EVALUARAN E INDICADORES ........ 37 4.8.
MÉTODOS DE EVALUACIÓN EVALUACIÓN DE LAS VARIABLES ................... .......... ................... ................... ............ ... 38
a) b) c) d) e) 5. 5.1. b) c) d) 5.2. b) c) d) e)
Materia seca (%) ...................................................... ................................................................................................ .......................................... 39 Grasa (%) ............................................... ................................................................................................... ............................................................. ......... 39 Proteína (%).............................................................. (%)........................................................................................................ .......................................... 39 Fibra bruta (%) .............................................. ................................................................................................. ..................................................... 39 Energía (kcal)............................................................................ (kcal)...................................................................................................... .......................... 39 MANEJO ESPECÍFICO DEL EXPERIMENTO.......................................... 39 PROPAGACIÓN DE SEMILLA PRIMARIA ............................................... 39 ESTERILIZACIÓN.................................................. ............................................................................................ .......................................... 40 INOCULACIÓN ................................................................................................. ....................................................................... .......................... 40 INCUBACIÓN .................................................................................................... .......................................................... .......................................... 40 PROPAGACIÓN DE SEMILLA SECUNDARIA SECUNDARIA ......................................... 40 ESTERILIZACIÓN.................................................. ............................................................................................ .......................................... 41 INOCULACIÓN ................................................................................................. ....................................................................... .......................... 41 INCUBACIÓN .................................................................................................... .......................................................... .......................................... 41 CONSERVACIÓN DE LA SEMILLA SECUNDARIA................................ 41
5.3.
FASE 2: CULTIVO DEL HONGO Pl eur otus ostreatus. .......................................... .......... 42 ostreatus. ................................
ÁREA DE EVALUACIÓN ................................................ .......................................................................................... .......................................... 42 DESINFECCIÓN DE LA HABITACIÓN ................................................. ................................................................. ................ 42 PREPARACIÓN DEL SUSTRATO................................................. ........................................................................... .......................... 42 PASTEURIZACIÓN .............................................................................................. ....... 42 INOCULACIÓN (SIEMBRA) ................................................. .................................................................................... ................................... 43 INCUBACIÓN ............................................................................................... ................ 43 INDUCCIÓN................................................................................................ ............................................ ...................................................................... .................. 43 COSECHA ............................................................................................................ .......................................................... ........................................................... ......... 44 REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................. ....................................................................... .......................... 45
4
I. INTRODUCCIÓN 1. Generalidades La presente investigación identificada con el tema “Evaluación de la producción del hongo Pleurotus ostreatus sobre cinco tipos de sustratos (tamo de trigo, tamo de cebada, tamo de vicia, tamo de avena y paja de páramo); enriquecidos con tuza molida, afrecho de cebada y carbonato de calcio”, se desarrollara en dos fases. La primera se llevara a cabo en el laboratorio de biotecnología de la Carrera de Ingeniería Agronómica, de la
Unidad Académica Campesina
“Carmen pampa”, lugar donde se realizara la proliferación del micelio primario
(medio de soporte PDA) y secundario (granos de trigo) de la cepa del hongo Pleurotus ostreatus, mediante una serie de inoculaciones.
La segunda fase se la ejecutara en los terrenos del Campus Leahy, en una habitación con condiciones ambientales controladas. Para su desarrollo se utilizara el diseño completamente al azar (DCA), conformado con cinco tratamientos y cuatro repeticiones. Los sustratos que se utilizaran son tamo de avena, tamo de cebada, paja de páramo, tamo de trigo y tamo de vicia; los cuales fueron enriquecidos al 20% con tuza molida, afrecho de cebada y carbonato de calcio. El total de unidades experimentales de esta investigación son de 20; cada unidad experimental contiene 4 fundas y cada funda (65 x 42,5 centímetros) con 4 kilogramos de sustrato húmedo.
2. Planteamiento del problema Actualmente los diferentes países del mundo como producto del cambio climático, están sufriendo pérdidas en sus cosechas y Bolivia no es la excepción. Ello ha generado una disminución en la disponibilidad de alimento suficiente para la población. En el cual se menciona según el último informe de la Organización de Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación (FAO), el número de hambrientos crónicos en el año 2009 fue de 1020 millones. Esta cifra hace notar que necesitamos producir más alimento. Motivo 5
por lo cual muchos años atrás ya se ha comenzado a producir diversos alimentos. Dentro de los cuales se menciona al cultivo de hongos comestibles, que tienen su inicio en Latinoamérica a finales de los años treinta, pero con un crecimiento demasiado lento. El desarrollo del cultivo de los hongos comestibles hasta este siglo XXI se ve limitado por diversos factores, dentro de los cuales cabe mencionar lo siguiente; el hermetismo total de
los productores
al no facilitarnos
información técnica confiable de la propia zona para poder comparar o adquirir tecnología adaptada a nuestro ecosistema, razón por la cual se ha limitado a ejercer ciertas empresas de manera unilateral generando poca producción y consumo de hongos “tipo ostra”, haciendo del cultivo de hongo un misterio. Además de ello cabe mencionar que otra de las limitantes para la producción del hongo Pleurotus spp. es por la disponibilidad de la semilla de muy dudosa calidad y como consecuencia se tiene un producto de calidad y cantidad inconstante. Otra realidad que se vive en el campo, es respecto a la decisión que toma el agricultor con los residuos de sus cosechas, donde se menciona que en Bolivia no se ha valorado la potencialidad ecológica y económica de muchos subproductos agrícolas, que en la mayoría de los casos son quemados o arrojados a los basureros, quebradas y ríos sin ningún tratamiento previo y contribuyen de esta manera a la degradación del ecosistema. Donde el campesino no considera los efectos secundarios que conlleva esta actividad y además no conoce otra alternativa para aprovechar sus residuos. Tomando en cuenta que la población necesita otra fuente de alimento y sobre todo aprovechar mejor sus residuos de las cosechas, la pregunta que ayuda a identificar el problema es: ¿ QUÉ SUSTRATO ES EL INDICADO PARA
PRODUCIR HONGOS DEL GÉNERO Pleurotus ostreatus ADAPTADOS A NUESTRO MEDIO DE TAL MANERA QUE SE APROVECHE LOS SUBPRODUCTOS AGRÍCOLAS? 6
3. Justificación Ante el problema planteado surge la necesidad de buscar otra fuente alimenticia como alternativa para la población. Frente a esta realidad se pretende producir hongos comestibles del género Pleurotus por su fácil y masiva propagación en sustratos naturales. Estudios realizados afirman sobre los beneficios que conlleva cultivar hongos del género Pleurotus, dentro de los cuales mencionan que son potentes agentes biológicos que convierten los subproductos orgánicos no comestibles en alimentos humanos de buena palatabilidad. Su eficiencia de conversión de proteína por unidad de área y por unidad de tiempo, es muy superior a las fuentes de proteína animal. Otro de los aspectos que motiva al cultivo de hongos, es por las condiciones que posee nuestro país, respecto a otros países Europeos y Norteamericanos, como al poseer abundante materia prima para la elaboración de sustrato de este cultivo y su disponibilidad durante todo el año. Además cabe mencionar que una de las metas planteadas por los mandatarios mundiales, es aumentar en un 70% la producción agrícola para el año 2050, con el fin de alimentar a una población mundial que superará los 9000 millones de personas y combatiendo además el cambio climático. Es por ello que surge la necesidad de crear nuevas fuentes de alimento, pero sin alterar nuestro ecosistema. Por tal motivo estamos en la obligación de investigar y aplicar alternativas ecológicas para producir alimentos a la población. Bajo estas condiciones la producción de hongos está dirigida a una alimentación sana, barata y disponible durante todo el año. Conjuntamente ello se ve argumentada por un estudio realizado en Argentina con el tema: Pleurotus ostreatus, una opción en el menú, donde recomiendan, su inclusión 7
tanto en la dieta diaria de personas sin riesgos, como en dietas balanceadas y bajas en calorías. En la actualidad existen pocos estudios de la producción de hongos comestibles, por tal razón implementar este tipo de alternativa cambiará el rumbo de la agricultura tradicional, al aumentar los ingresos al productor.
4. Objetivos 4.1. Objetivo general
Evaluar la producción del hongo Pleurotus ostreatus sobre cinco tipos de sustrato: tamo de avena, tamo de cebada, tamo de trigo, tamo de vicia y paja de páramo; enriquecidos con tuza, afrecho de cebada y carbonato de calcio.
4.2. Objetivos específicos
Preparar el ambiente adecuado e inocular la cepa del hongo Pleurotus ostreatus sobre los cinco tipos de sustratos; tamo de trigo, tamo de
cebada, tamo de avena, tamo de vicia y paja de páramo; enriquecidos con tuza, afrecho de cebada y carbonato de calcio.
Comparar el rendimiento del cultivo del hongo Pleurotus ostreatus sobre los cinco tipos de sustrato; tamo de trigo, tamo de cebada, tamo de avena, tamo de vicia y paja de páramo; enriquecidos con tuza, afrecho de cebada y carbonato de calcio.
Determinar el valor nutritivo del hongo (Materia seca, grasa, proteína, fibra y energía).
Dar a conocer los resultados preliminares de la investigación a través de un día de campo.
5. Hipótesis alterna Los cinco tipos de sustrato; tamo de trigo, tamo de cebada, tamo de avena, 8
tamo de vicia y paja de páramo; enriquecidos al 20 % con tuza molida, afrecho de cebada y carbonato de calcio, influyen directamente en el incremento del rendimiento del cultivo del hongo Pleurotus ostreatus.
9
II.
MARCO TEÓRICO
1. Generalidades Los hongos se distribuyen ampliamente por todo el mundo, existen aproximadamente 10,000 especies de las cuales solo el 10% son comestibles, Pleurotus es una de ellas. Dentro de este género se distingue la especie P. ostreatus de origen húngaro, también llamada Orellana, gírgola, seta de ostra, seta de chopo, entre otros. López, E. (2002). El primer reporte de producción de Gírgolas fue realizado en Alemania en 1917 y producido en tocones y troncos; a mediados de los años 50 se dio inicio a investigaciones para la producción en sustrato artificial. Rodríguez, G. (2007). Gaitán, R., et al. (2006), en cambio mencionan que en México muchas especies de hongos han sido reportadas como comestibles y algunas de ellas se consumen desde tiempos prehispánicos, conocidos entre los aztecas como NANACATL, vocablo que significa «carne». Por su parte México es pionero en el cultivo de setas en América Latina ya que dicha actividad inició en los años 70, desde entonces el interés por su propagación y consumo ha ido en aumento. Según López, E. (2002), manifiesta que Pleurotus ostreatus se encuentra en la lista de 37 especies de hongos descritas, utilizadas en la medicina tradicional de Mesoamérica y México. Existen reportes antiguos como el de la Pharmacopeia Sinica, donde se reporta a los Pleurotus como hongos cuyas propiedades pueden utilizarse para disipar los enfriamientos, relajar los tendones y las venas, su parte útil son los cuerpos fructíferos, los cuales tienen un sabor dulzón y suave textura (Liu y Yun-Sun, 1980:13). En los comienzos de la década del '80, el champiñón representaba más del 70% de la oferta mundial. Solamente el 2,8% de dicha producción correspondía a Pleurotus ostreatus (gírgola) y el 14,3% a Shiitake. En tanto, las proyecciones actuales sitúan
a la producción de gírgolas en segundo lugar, representando el 20% de la producción mundial de hongos comestibles. Rodríguez, G. (2007). 10
En Ecuador existe una producción de Pleurotus ostreatus, por parte de los Pequeños Productores del Sumaco, quienes trabajan desde el 2007 en la producción de hongos “tipo ostra” en pequeñas instalaciones ubicadas en sus fincas en la Zona de
amortiguamiento de la reserva de biosfera de Sumaco y Cayambe – Coca (14).
2. Clasificación taxonómica del hongo Pleur otus
ostr eatus.
Reino: Fungi Filo: Basidiomycota Clase: Homobasidiomycetes Orden: Agaricales Familia: Pleurotaceae Género: Pleurotus Especie: P. ostreatus Nombre binomial: Pleurotus ostreatus Champ. Jura. Vosg. 1: 112, 1872 Fuente:
http://www.bedri.es/Libreta_de_apuntes/P/PL/Pleurotus_ostreatus.htm
Pleurotus, término que deriva del griego pleurá o pleurón (costado o lado) y del latín
otus (oreja). Gaitán, R., et al. (2006).
3. Características fisiológicas de
Pleur otus ostr eatus.
Pleurotus ostreatus es un hongo degradador de materia orgánica que se alimenta
principalmente de lignina y celulosa. La lignina y celulosa son azúcares que se encuentran disponibles en la materia muerta, por ejemplo la paja, rastrojo de maíz, caña, trigo, cebada, etc. En cambio Rodríguez, G. (2007), menciona que el micelio debe tener a su disposición la fuente de carbono que constituye la base nutricional. Todos los hongos necesitan este tipo de fuente dado que están desprovistos de clorofila, y no pueden realizar la fotosíntesis. Por ese motivo pueden vivir y prosperar sobre materia orgánica muerta. 11
4. Características morfológicas de
Pleur otus ostr eatus.
El Cuerpo de las setas se constituye principalmente de: Sombrero (Pileo), Pie reducido (Estípite) y Laminas (Himenio).
Sombrero: Tiene forma de paraguas, más o menos circular, su desarrollo se da en forma de una ostra u oreja, (Gráfico 1). Gaitán, R., et al. (2006). Por otro lado Romero, A., Rodríguez, A. y Pérez, R. (s/f), indican que el sombrerillo de esta seta (cuerpo fructífero), es redondeado, con la superficie lisa abombada y convexa. Su tamaño depende de la edad, y oscila entre 5 y 15 cm de diámetro, aunque pueden encontrarse ejemplares mucho más grandes. El color es muy variable, crema, blanco grisáceo, pardo, etc. La carne blanca es de olor fuerte, tierno al principio y después correoso. Gráfico 1.
Fuente: http://www.hydroenvironment.com.mx/catalogo/index.php?main_page=page&id=130 &chapter=12
Láminas: Están dispuestas radialmente como las varillas de un paraguas, que van desde el pie o tallo que lo sostiene, hasta el borde. Son anchas, espaciadas unas de otras, blancas o crema, a veces bifurcadas, y en ellas se producen las esporas 12
destinadas a la reproducción de la especie.
Pie: Es firme, blanco, algo peludo en la base. García, M. (1986). Muy corto, algo lateral u oblicuo, ligeramente duro, con el principio de las laminillas en la parte de arriba. López, E. (2002).
Esporada: Pálida, con ligero tono gris rosado. García, M. (1986). Esporas (Gráfico 2): Son blancas a cremosas, cilíndricas de 8-11 x 3-4/µm., hialinas y lisas.
Gráfico 2
Esporas de Pleurotus ostreatus (Jacq.) Quél.
5. El ciclo reproductivo del hongo Pleurotus ostreatus El ciclo reproductivo del hongo (setas) es de 7 a 8 semanas. Inicia cuando el hongo maduro suelta sus esporas, las cuales son las células que van a dar origen al micelio, (o semilla) éste a su vez va a dar origen a la seta (Gráfico 3). El ciclo concluye cuando el hongo seta maduro termina de soltar las esporas e inicia a degradarse y muere.
13
Gráfico 3.
Fuente: http://www.hydroenvironment.com.mx/catalogo/index.php?main_page=page&id=130&chapt er=12
6. Propiedades nutricionales del Pleurotus spp. El valor nutritivo de Pleurotus spp. ha sido reconocido desde hace mucho tiempo (Tabla Nº1).
Proteínas Sus proteínas, las cuales contienen todos los ácidos aminados (alanina, el ácido glutámico y la glutamina), son de valor nutritivo más alto que las proteínas de plantas, con una calidad muy cercana a la proteína animal. Lelley, J. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
14
Tabla Nº1. Contenido Nutricional del hongo comestible Pleurotus ostreatus.
Fuente: Romero y colaboradores, 2000.
Carbohidratos En particular el Pleurotus ostreatus tiene un contenido elevado de carbohidratos de 57% y 14% de fibra cruda, de los cuales el 47% es fibra dietética. Dentro de los carbohidratos que contienen dichos hongos, se encuentran pentosas, hexosas, sacarosa, azúcares-ácidos, metil- pentosas y aminoazúcares como la quitina. Breene, 1990; Burns et al, 1994.
Minerales Los hongos absorben todos los minerales que contiene el sustrato donde son cultivados, por lo general contienen buena cantidad de fósforo, potasio y calcio en menor cantidad. En el caso de Pleurotus, se han encontrado, además buenas cantidades de zinc, cobre, magnesio, hierro y manganeso. (Breene, 1990). También se ha demostrado que la ingesta de setas, permite una mejor absorción de minerales a nivel intestinal, esto debido a la presencia de métaloproteínas. Hobbs C, 1996. 15
Vitaminas Los contenidos de ácido ascórbico (vitamina C) son muy altos, hasta de 90 a 144mg/100g. del peso seco por lo que pueden ser una muy buena fuente de antioxidantes y agentes reductores para el uso de medicamentos y complementos nutricionales, estos pueden ser utilizados en el tratamiento del escorbuto, la diabetes, hipoglucemia, cáncer, etc. (Kang et al, 1998).
7. Propiedades medicinales Al hongo P. ostreatus se le considera como probiótico, esto significa que ayuda al organismo a combatir las enfermedades, restaurando el bienestar y el equilibrio natural, haciendo que nuestro sistema inmune funcione correctamente para eliminar a los agentes externos que pudieran desequilibrar nuestra salud. López, E. (2002). Según Romero, A., Rodríguez, A. y Pérez, R. (s/f), el bajo contenido de grasa y sodio, unido al alto contenido de potasio (Tabla 1), hacen que este hongo además de su buen sabor y valor nutritivo, tenga también importancia para padecimientos cardiovasculares y estados de hipertensión, así como para combatir la obesidad. Se ha demostrado que el consumo de basidiocarpos de P. ostreatus, que contiene varios tipos de estatinas, previene el incremento de colesterol. Bobek y otros autores Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001). Estudios recientes en Europa y Asia muestran que el Pleurotus ostreatus naturalmente produce una forma de Lovastatina: una medicina aprobada por el FDA de los Estados Unidos en 1987, para tratar exceso de colesterol en la sangre. Esto mejora el funcionamiento del sistema cardiovascular general, produciendo una forma segura y no tóxica de Lovastatina, un reductor de colesterol potente. En experimentos que se realizaron con ratas en laboratorio, a las que se suministró setas deshidratadas en un 2%, con una dieta rica en grasa, durante 6 meses, se demostró que lograron bajar los niveles de colesterol y triglicéridos en un 65-80%. Efectos antitumorales: P. ostreatus contiene polisacáridos que son capaces de reducir o
retardar el crecimiento de células cancerosas. López,
E.
(2002). 16
Seguramente
el mecanismo consiste en que estos polisacáridos actúan como
potenciadores de las células de defensa que posteriormente destruyen las células cancerosas sin ocasionar efectos colaterales al enfermo. Miles y Shu-Ting, 1997. Efecto hepatoprotector, en otros experimentos las ratas fueron sometidas a una dieta con alcohol etílico (ratas borrachas), y el resultado de los estudios demostró en las ratas que consumieron Pleurotus (setas) lograron una protección de la estructura hepática de hasta el 40%. Por otro lado López, E. (2002), argumenta sobre el efecto antioxidante: los Pleurotus o setas, poseen sustancias con propiedades antioxidantes como la vitamina
C, cuya utilidad
es retrasar el proceso de envejecimiento combatiendo la
degeneración y muerte de las células que provocan los radicales libres.
8. Alimentación de ganado Después de cultivar y cosechar los hongos, el sustrato degradado tiene un mayor contenido proteico comparado con el sustrato original, también tiene características mejoradas como acarreador para nutrientes líquidos y retiene mejor el agua que el rastrojo. El sustrato degradado puede ser reciclado, siempre y cuando esté libre de patógenos y micotoxinas. Zadrazil y Rolz, Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001). Por otra parte Romero, A., Rodríguez, A. y Pérez, R. (s/f), sugieren que el sustrato agotado, debe ser incorporado al alimento animal, después de un molinado adecuado.
9. Control biológico Los hongos que pudren la madera como P. ostreatus, P. cornucopiae, P. cystidiosus, P. strigosus, P. subareolatus, han sido descritos por atacar y consumir nemátodos,
probablemente porque utilizan los nutrientes de su presa como suplemento, dados los bajos niveles de N disponible en la madera. Las especies de Pleurotus producen pequeñas gotitas de toxinas provenientes de sus glándulas secretoras espatuladas. Los nemátodos que tocan dichas gotas muestran una inmediata y dramática respuesta y 17
se vuelven más o menos inmóviles. Estimuladas por productos provenientes excretados por el huésped inmóvil, algunas hifas direccionales convergen en los orificios del cuerpo del nemátodo, lo colonizan y lo digieren. Barron y Thorn, Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
10. Degradación de productos Los hongos de pudrición blanca son capaces de degradar pesticidas altamente tóxicos y químicos xenobióticos. La habilidad de P. ostreatus para degradar el herbicida atrazina fue demostrada por Masaphy en 1993. P. ostreatus es capaz de mineralizar el DDT, el cual es uno de los insecticidas más persistentes en el ambiente. Bumpus y Higson(s/f). Para sobrevivir en el suelo, el cual no es su hábitat natural, los hongos de pudrición blanca necesitan un sustrato que contenga celulosa. Lang et al ., Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
11. Potencial para usar los sustratos agrícolas Sánchez, J. y Royse, D. (2001), indican que un gran número de hongos comestibles tienen la habilidad de colonizar el rastrojo, degradar y utilizar la lignina, además de la hemicelulosa y la celulosa. Estos tipos de hongos son considerados como agentes primarios de descomposición porque son capaces de utilizar los desechos de las plantas en su forma original sin que hayan sido sujetas a algún proceso de degradación bioquímica o microbiológica. Entre los agentes de descomposición primaria más efectivos existen hongos comestibles como las especies de Pleurotus. Después de cultivar y cosechar los hongos, la relación C/N del sustrato es disminuida y puede ser utilizado como abono para el suelo. Por su parte Sañudo, B. y otros autores, (2003), mencionan que al final de la producción comercial, el compost no está totalmente degradado, por lo que es interesante la posibilidad de reciclarlo, con enriquecimiento de nutrientes principalmente Nitrogenados, una fermentación corta y nueva pasteurización; antes de emplear como abono orgánico para plantas cultivadas. Convertir todo el 18
desperdicio en abono orgánico de muy buena calidad ya que el hongo seta ( Pleurotus ostreatus) es un remediador del suelo y le proporciona mucha materia orgánica.
12. Sustratos utilizados para el cultivo de Pleurotus spp . 12.1. Generalidades del sustrato Un sustrato es conveniente para el crecimiento de un hongo, si contiene todos los requerimientos nutritivos en cantidad suficiente para que éste sintetice sus metabolitos y tome de él la energía que requiere. Sánchez, J. (2001). Gaitán, R. et al. (2006), manifiestan que en el grupo de las Gírgolas y el Shiitake, la fuente de carbono está constituida por la lignina y la celulosa, presentes en diversos esquilmos agrícolas (pajas, rastrojos), desechos agroindustriales (bagazos de caña de azúcar, maguey tequilero, henequén, pulpa de café), y/o forestales (aserrín y viruta de diversas maderas). Las especies de Pleurotus spp. crecen de manera aceptable en diversos sustrato lignocelulósicos, por lo que pudiera pensarse que una cepa dada crecerá bien en cualquier sustrato posible. Esto no es cierto; existe una interrelación cepa-sustrato que debe respetarse para obtener rendimientos óptimos. Cada cepa tiene sus capacidades y requerimientos propios por lo que una vez que se han definido los componentes óptimos del sustrato, deben evitarse los cambios, a menos que hayan sido investigados previamente.
12.2. Nutrientes del sustrato Carbono El carbono es necesario para los hongos porque es la fuente directa de energía para su metabolismo; así mismo, es necesario para la formación de las diferentes partes y estructuras celulares. El carbono puede ser utilizado 19
por el hongo a partir de diferentes fuentes como polímeros, carbohidratos, lípidos, etc.
Polímeros: Por su parte, Zadrazil (1974), observó que después de cosechar los cuerpos fructíferos de P. ostreatus, las cantidades finales de holocelulosa, celulosa y lignina se reducían en un 80% y concluyó diciendo que todos los materiales que contengan celulosa y lignina (con excepción de los tóxicos y con metales pesados), pobres en nitrógeno pueden ser usados como sustratos para Pleurotus spp.
Azúcares: En relación a este componente Raypeck, V. (s/f), manifiesta que la glucosa, la manosa y la galactosa son buenos sustratos para esta especie, mientras que la xilosa y la arabinosa producen un crecimiento deficiente.
Lípidos: La adición de aceites vegetales tiene un efecto benéfico para el crecimiento micelial de P. sapidus y P. ostreatus. Sánchez, J. (2001).
Nitrógeno Las especies de Pleurotus tienen la capacidad de crecer sobre fuentes inorgánicas de nitrógeno, como el nitrato de potasio o la urea, aunque se observa que prefieren las fuentes orgánicas para un crecimiento óptimo. De tal manera Rodríguez, G. (2007), indica que las necesidades de nitrógeno pueden cubrirse por las proteínas y aminoácidos que resultan de la descomposición químico-biológica de cuerpos orgánicos (harinas, granos de cereales, estiércol).
Minerales Manu-Tawiah y Martin, (s/f), llegaron a la conclusión de que P. ostreatus crece mejor cuando hay KH2PO4 presente en el medio.
Vitaminas
20
P. ostreatus requiere tiamina para su crecimiento en una concentración óptima
de 100 mg/l y que cuando tal vitamina está presente, ninguna otra es necesaria. Hashimoto y Takahashi, (s/f).
13. Composición química de los residuos agrícolas (tamos) en estudio Tabla Nº2. Composición química de las pajas de cereales (%sms).
Material
Materia orgánica N total
Grasa bruta
Fibra bruta
C/N
Paja de trigo
93,40
0,47
1,40
38,90
115.2
Paja de cebada
94,4
0,46
1,6
41,8
119.0
Paja de avena
92,5
0,58
1,8
31,1
92,5
Fuente: CIES citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
Tabla Nº 3. Composición química de las pajas de leguminosas (%sms).
Material Paja de vicia
Materia orgánica 93,10
N total 1,62
Grasa bruta 2,20
Fibra bruta 47,0
C/N 33,3
Fuente: Piccioni, 1970. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
21
Tabla Nº4. Composición química de salvado de cereales (%sms).
Material
Materia orgánica 94,10
Salvado de cebada
N total
Grasa bruta
Fibra bruta
C/N
2,17
3,60
15,4
25,2
Fuente: Piccioni, 1970. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
Tabla Nº 5. Porcentaje de carbono y nitrógeno total de tuza de mazorca.
Material Tuza de mazorca
Carbono Total (% p/p)
Nitrógeno Total (%p/p)
18,66
10,85
Fuente. Mojica y Molano (2006).
14. Etapas del cultivo 14.1. Preparacion de la Semilla Se realizara en dos etapas: Inóculo primario, es la propagación del micelio en semillas a partir de una cepa crecida en medio de cultivo. Se incuba de 25-28°C en obscuridad hasta que el micelio cubra totalmente la semilla; 15 ó 20 días después, el inóculo primario estará listo. Inóculo secundario, es la propagación del micelio en semillas a partir del inóculo primario, es el que se usa para la siembra y fructificación de las setas. Se pueden emplear semillas de sorgo, trigo, centeno, cebada, avena, mijo y arroz, entre otros. Si el inóculo no se emplea inmediatamente puede ser almacenado de preferencia en obscuridad y refrigeración a 5°C hasta por tres meses, aunque lo recomendable es utilizarlo a la semana de estar en refrigeración. Gaitán, R. y otros autores, (2006). En cambio Sañudo, B. y otros autores, (2003), señalan si en el crecimiento micelial
aparecen zonas de coloración verde azulosa, gris, roja anaranjada, negra, etc., los frascos se desechan porque hay contaminación de otros hongos. Así mismo se descartan aquellos recipientes en los que el micelio blanco adquiere un aspecto gelatinoso, porque hay invasión de bacterias. Del mismo modo Fernández, F. (2004), indica que se debe sacar de refrigeración la semilla un día antes de sembrar, para evitar un termoshock “Sustrato -Semilla” de (4ºC - 26ºC) a (14ºC -22ºC).
14.2. Preparación del sustrato La preparación de sustrato a base de paja de cereales (centeno, trigo o cebada) requiere los siguientes pasos:
Picado Un tamaño de partículas de 2 a 5 cm, son los valores más citados y los que proporcionan la mejor estabilidad y proporciones. Muez, M. y Pardo, J. (s/f).
Humectación Durante 1 ó 2 días, las pajas picadas humedecerlas mediante sistemas de riego por aspersión. La humedad de la masa de paja deberá ser del 70-80 %.
Pasteurización Gaitán, R. et al. (2006), informa que para utilizar los sustratos en el cultivo del hongo seta, es necesario someterlos a un tratamiento previo, que consiste básicamente en aplicarles calor para disminuir la flora microbiana nociva, que está presente en ellos y de esta manera evitar que los microorganismos compitan por espacio y nutrientes con el micelio de Pleurotus. Así mismo, nos indica que el sustrato debe someterse a una pasteurización por inmersión en agua caliente a (7580°C) durante 1 hora. (Cuadro 1).
Fuente: Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
Recipiente para el sustrato Muez, M. y Pardo, J. (s/f) citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001), recomiendan usar bolsas de polietileno y que se hagan perforaciones de tal manera que solo el 2% de la superficie de la bolsa quede expuesta al aire. Esto evita la deshidratación del sustrato y estimula la formación de carpóforos grandes. En cambio Fernández, F. (2004), indica que los orificios en las bolsas estarán por ambos lados por donde se quiere que las setas se produzcan. En este tema existe una creencia equivocada al pensar que entre más orificios se le hagan a la bolsa, más será el número de setas o de producción. No es así, la cantidad de setas será la misma con respecto a la cantidad de paja seca contenida en la bolsa que corresponde al 25% del peso total de la bolsa.
Siembra La siembra es la fase más importante ya que en esta se mezclan el micelio (o semilla) con la paja (sustrato) que va a servirle como medio de desarrollo. Cuando el sustrato pasteurizado tenga una temperatura de 20-25°C y una humedad del 70% (el sustrato apretado con la mano, deja salir pocas gotas de agua), el sustrato se extiende sobre una mesa limpia. Sañudo, B. y otros autores, (2003). En este momento debe adicionarse el carbonato de calcio 20gms / kilo de composta y
10 g. de sulfato de calcio / kilo de composta, como neutralizante y revolverlo en la paja antes de sembrar. Fernández, F. (2004). Por su parte Velasco, J., y Vargas, E., (2004), manifiestan que no es recomendable sembrar con niveles de humedad mayores que los indicados, porque el hongo necesita para su crecimiento de ciertos espacios porosos, esto le permite que el intercambio de gases sea el óptimo para su crecimiento, tanto de CO2 como de oxígeno, evitando así la aparición de organismos que puedan vivir sin oxígeno y que ocasionan pudrición del sustrato. En cambio Gaitán, R. et al. (2006), indica que en las bolsas de plástico se procede a intercalar manualmente capas alternas de sustrato y semilla, tratando de que la mezcla sea uniforme y evitando dejar áreas sin cubrir de semilla.
La tasa de inoculación Sánchez, J. y Royse, D. (2001), manifiestan que la tasa de inoculación es la cantidad de semilla que se usa en función de la cantidad de sustrato que se pretende inocular. En general, en la siembra comercial es común utilizar tasas de inoculación del 2-2.5%, lo que es rentable. Y a la vez Domínguez, D. (2006), recomienda utilizar dosis de 20 g de semilla por kilo de sustrato húmedo.
Incubación Durante la fase de incubación las bolsas que contienen la mezcla de micelio con la paja se colocan en un lugar con una luminosidad nula, esto propicia que el hongo inicie el consumo de nutrientes y la degradación de la materia muerta. El crecimiento durante las primeras 24 horas es lento debido a que el hongo seta necesita adaptarse a su nuevo medio de crecimiento (2). La temperatura será de 18 a 22º C y la ventilación de 1 metro cúbico de aire por hora y por kilogramo de sustrato. Sánchez, J. y Royse, D. (2001), argumentan que durante la incubación, cuatro o cinco días después de haber efectuado la siembra, se hacen de 20 a 40 perforaciones perfectamente distribuidas (con una aguja o navaja estéril) en la parte superior de la
bolsa de polietileno y de preferencia sin tocar al sustrato. Esto se hace porque inicialmente se requiere una concentración alta en CO2 para estimular el crecimiento micelial (hasta niveles cercanos al 25%), pero pasados estos niveles, el CO2 limita el desarrollo y es necesario facilitar el intercambio con aire fresco. Pero Gaitán, R. y otros autores, (2006), sugieren al día siguiente de la siembra hacer pequeñas perforaciones, para favorecer la oxigenación del hongo. Durante un período de 15 días el hongo utiliza lignina y celulosa como fuente de energía para la síntesis de proteína y otras sustancias metabólicas. En cuanto a nitrógeno es capaz de incrementar el contenido de nitrógeno en el medio en que crece sintetizando proteínas y fijando nitrógeno; en esta etapa de incubación tiene lugar la síntesis de proteínas para la estructura micelial. Velasco, J. y Vargas, E. (2004).
Inducción En esta fase, las bolsas que han terminado su periodo de incubación y que se encuentran totalmente invadidas por el hongo seta (pastel debe tener una coloración blanca) se trasladan al lugar de fructificación La aparición de primordios de cuerpos fructíferos requiere del manejo adecuado de los factores ambientales; la temperatura va de los 18 a los 23 °C; la humedad del aire debe ser del 80 al 95 %, se proporciona iluminación de 8 a 12 horas. Velasco, J., y Vargas, E., (2004). Para que la luz permita que broten los hongos (o cuerpos fructíferos) y alcancen su madurez. Si existe un exceso de humedad, se debe ventilar el sitio. Por lo contrario, si la humedad disminuye, se puede regar el piso y las paredes dos o tres veces al día para elevar la humedad o bien colocar en el cuarto botes de agua (tanto en la fase de incubación como en la de fructificación). Gaitán, R. y et al (2006), recomiendan sólo realizar perforaciones de mayor tamaño en dónde se presenten los primordios. Inicialmente éstos son masas algodonosas que aparecerán pocos días después de la transferencia de las bolsas al área de
producción y que con el tiempo se diferenciarán en pequeñas protuberancias que salen del sustrato.
Producción Técnicamente se refiere al cambio de la fase vegetativa del micelio a la fase reproductiva. La producción de setas se da en intervalos y a este momento de producción se le conoce como “oleadas”. Fernández, F. (2004). Así mismo Sañudo, B. et al. (2003), afirman que desde el momento en que se siembra el micelio en el sustrato hasta cuando aparecen los primeros basidiocarpos, pasan aproximadamente 90 días, con las siguientes condiciones ambientales: temperatura de 14- 18°C, humedad relativa de 90-95% y la humedad de los bloque de 70-75%.
Cosecha La primera cosecha se realiza a partir del día 25 al 40 dependiendo de las condiciones climáticas, cuando los frutos han alcanzado la madurez fisiológica que se caracteriza por un diámetro de 10 cm y con un peso variable de 50 a 80 gramos, producto suculento y bien definido, etapa en la cual contiene todos los elementos básicos que conforman el estado nutricional del producto. Velasco, J., y Vargas, E., (2004). Para Gaitán, R. et al. (2006), en cambio argumentan que están listo para cosecharse cuando el sombrero se observe compacto, turgente, no flácido y antes de que sus orillas se enrollen hacia arriba. No se debe permitir que el borde del píleo se ponga totalmente plano porque se demerita la calidad y se propicia la diseminación de esporas. Sánchez, J. y Royse, D. (2001). En promedio y dependiendo de la variedad de hongo y sustrato, las bolsas de setas producen entre 2 a 4 cosechas (oleadas), pero las más importantes son las dos primeras, ya que es donde se producen la mayor cantidad de fructificaciones (alrededor del 90 por ciento). Gaitán, R et al. (2006).
Las cosechas son separadas por períodos de más o menos 10 días. Se recomienda solo aprovechar la producción de las bolsas hasta la tercera producción ya que conforme pasa el tiempo se producen malos olores y la atracción de insectos puede poner en peligro todo el resto de la producción y la contaminación del lugar de producción. La cosecha se hace cortando el estípite con un cuchillo, justo a la base del tallo, en la unión con el sustrato; aunque en algunos lugares se prefiere tomar delicadamente los hongos con la mano, sin dañarlos y sin producir hoyos en el sustrato. Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
Rendimiento El parámetro de producción en este cultivo es el siguiente: el total de peso fresco de hongos producidos de una bolsa de sustrato corresponderá al total del peso seco del mismo sustrato. Este parámetro se le llama “Porcentaje de Eficiencia Biológica. Las producciones se darán en los intervalos de las tres oleadas y se obtendrán según el tipo de semilla o cepa, aunque es común que el 50% de la producción se dé en la primera oleada, el 30-35% en la segunda oleada y el resto 20-15% en la última oleada. Fernández, F. (2004). La calidad productiva de un sustrato se percibe como aceptable a partir de eficiencias biológicas de 50%. Patra y Pani, (1995). Según Villa et al . Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001), lograron obtener eficiencias biológicas del 68-72% al preparar una mezcla 1:1 de olote de maíz y pulpa de café, a la cual adicionaron 2% de cal y sometieron a un composteo de siete días, con humedad del sustrato a 70% al inicio del composteo. Por otro lado Pleurotus se cultiva con una eficiencia de 63 kg de basidiomas frescos por 100
kg de sustrato seco tanto sobre troncos cortados o tocones, como sobre paja.
15. Factores que afectan el crecimiento y la fructificación de Pleurotus spp. El cultivo de hongos se ve afectado por diversos factores entre ellos tenemos:
La temperatura A mayor temperatura de (16ºC - 18ºC) se tendrá un crecimiento acelerado y a menor temperatura (4ºC-8ºC) se tendrá pérdida de tiempo por el lento crecimiento. Fernández, F. (2004). EL pH Para el crecimiento de Pleurotus se han citado rangos de crecimiento entre 4 y 7 de pH. Con un óptimo entre 5 y 6. Así, Zadrazil (1974) cita que los sustratos ácidos (pH 4) inhiben el desarrollo de P. ostreatus y P. eryngii. Dado que la mayoría de los contaminantes que se encuentran durante el proceso de cultivo son más sensibles a los valores altos de pH que las especies de Pleurotus, actualmente al preparar el sustrato se prefieren valores más elevados que los señalados como óptimos. Esto deriva de los resultados obtenidos por diversos investigadores, entre ellos Stölzer y Grabbe (1991) por
ejemplo, quienes demostraron que Trichoderma hamatum reduce
notablemente su crecimiento a pH 7 y es totalmente inhibida a pH 8.5. Sánchez, J. (2001).
La humedad en el sustrato El contenido de humedad no solo afecta la disponibilidad de nutrientes en el sustrato, sino también la disponibilidad de oxígeno. En efecto, el agua ocupa espacios que pueden ser ocupados por el aire. Así, los contenidos de humedad inferiores al 50% no serán propicias y una humedad superior al 80% tendrá un efecto negativo en el crecimiento de Pleurotus spp.
La humedad del aire Este es un factor de suma importancia para la adecuada fructificación de las especies de Pleurotus. Debido a esto, la humedad relativa del ambiente donde crece el hongo debe ser suficiente para evitar que tanto el sustrato como los cuerpos fructíferos se deshidraten. Sánchez, J. (2001).
Tamaño de partícula El tamaño de partícula afecta el crecimiento y la fructificación porque se relaciona con la accesibilidad a los nutrientes, al agua y al aire por parte de las hifas del hongo. Los tamaños de partícula muy pequeños dificultan la aireación necesaria para la respiración y los tamaños muy grandes son inadecuados porque dificultan la compactación del sustrato y el acceso del hongo a los nutrientes. Rajarathnam y Bano (1989), recomiendan tamaños de partícula de 2-3 cm cuando se usa rastrojo de arroz para el cultivo de especies de Pleurotus.
Aireación El oxígeno es un elemento de gran importancia para el crecimiento de los basidiomicetos porque son organismos aerobios. Estos organismos presentan requerimientos de oxígeno diferentes según el estado fisiológico en que se encuentren. Para el caso de Pleurotus spp., se ha notado que la concentración alta en CO2 estimula la germinación
de las esporas y el crecimiento micelial pero inhibe la fructificación. La fructificación suele darse en condiciones normales cuando se tiene un 20% de oxígeno y una concentración de CO2 no mayor de 800 ppm en el ambiente que circunda al hongo. Sánchez, J. (2001).
La luz Según Eger, G. Citado por Sánchez, J. (2001), P. ostreatus no puede fructificar en oscuridad continua. La luz controla la elongación del tallo y la formación de “carpóforos”. La cantidad ideal varía de acuerdo a la especie, pero en general, una luz
filtrada y tenue es considerada la más adecuada. Para la mayoría de las especies, un nivel de intensidad de 50 a 1000 lux, se considera estimulante en la formación de primordios. Una exposición directa o de alta intensidad es considerada dañina, pero una total ausencia de esta provocaría la mal formación de los primordios en estructuras tipo coral. Arrúa, J. y Quintanilla, J. (2007).
16. Contaminantes, plagas y enfermedades 16.1.
Contaminantes
Gaitán, R. y otros autores (2006), mencionan que los contaminantes son hongos como Trichoderma, Penicillium, Aspergillus Neurospora, Mycogone y Coprinus, entre otros. Estos hongos aparecen en forma de manchas verdes, amarillentas, negras y/o anaranjadas sobre el sustrato, invadiéndolo de forma rápida y evitando el crecimiento micelial de las setas. Su presencia se ve favorecida por la alta humedad en el ambiente y en el sustrato, así como por alta temperatura, luz directa y sustrato mal pasteurizado, entre otros. Trichoderma spp. invade rápidamente el sustrato y obstaculiza el crecimiento del
micelio de Pleurotus spp. mediante la producción de toxinas y antibióticos, al tiempo que ocasiona un descenso del nivel de pH hasta valores de 4-5, que son más favorables para su desarrollo. Francisco, J. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
16.2.
Plagas
Las plagas las constituyen insectos que atacan a los cultivos tanto en incubación como en el área de producción, atraídos por el olor del sustrato, estos insectos son de las llamadas «moscas de los hongos» como los Dípteros del género Lycoriella. Y catarinas»: pequeños escarabajos de los géneros Mycotretus y Pseudyschirus que se comen los hongos en desarrollo. Gaitán, R. y otros autores (2006). Los daños causados se clasifican en dos grupos. Los daños directos originados por las larvas, que se alimentan de micelio y destruyen las conexiones con los primordios, lo que afecta directamente al rendimiento, o también excavan galerías tanto en el pie como en el sombrero de los cuerpos fructíferos, depreciando la calidad comercial del producto. Los daños indirectos ocasionados por los adultos, como vectores de hongos (Verticillium spp. y Trichoderma spp.) y de ácaros pigmefóridos. Francisco, J. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2010).
16.3.
Enfermedades
Las enfermedades que se manifiestan en las fructificaciones son causadas en gran medida por bacterias y virus. Las enfermedades se favorecen con la humedad excesiva, el calor y una escasa ventilación, provocando que en los píleos de los hongos, aparezcan zonas de color amarillo, anaranjado o café, que se pudren con rapidez y despiden un mal olor, afectando los rendimientos de producción.
I.
MATERIALES Y MÉTODOS
1. Ubicación y descripción de la zona de estudio El trabajo de investigación se realizara en los predios de la UAC-CP, ubicados en la comunidad de Carmen Pampa del Municipio de Coroico de la Provincia Nor Yungas del Departamento de La Paz. Geográficamente se ubica a 16º15’29,7” de latitud Sur y 67º41’30,3” de longitud Oeste, en la categoría “bosque húme do pre montano tropical” a una
altura de 1850 m.s.n.m., y a una distancia de 105 km de la ciudad de La Paz a Coroico. De Coroico a Carmen Pampa, la distancia es de 14 km.
Figura 2. Ubicación de la comunidad de Carmen Pampa del municipio de Coroico.
Fuente: Choque B. 2009
2. Recursos 2.1. Aspectos climáticos De acuerdo con los datos de la estación meteorológica de la UAC-CP, se tiene una precipitación media de 2330 mm por año, humedad relativa 78,5 % (mínima 40%, máxima 100%), temperatura anual promedio 18,4 ºC (media máxima 23,3 ºC una media mínima de 12,5 ºC), y una velocidad del viento de 0,79 m/s (Estación Meteorológica UAC-CP 2005-2010)
Según Holdridge (1987), la comunidad de Carmen Pampa pertenece a la categoría de “Bosque premontano húmedo tropical”.
2.2. Fisiografía El trabajo de investigación se realizara en las laderas del suroeste del cerro Uchumachi, presentando un relieve topográficamente accidentado, con afluentes de agua que desembocan al río San Juan de la Miel, con pendientes que varían bruscamente superando el 30% (Villca 2001).
2.3. Vegetación Según (Villca 2001). La vegetación típica de los Yungas se caracteriza por tener una cubierta boscosa, de una gran diversidad de especies forestales como el ambaibo (Cecropia angustifolia), cedro (Cedrella fissilis), espeke (Clusia haughtii), chojo laurel ( Nectandra membranacea) (Endara, 2001); frutales como los cítricos (Citrus sp.) y bananos ( Musa sp.) y especies hortícolas como racacha (Arracacia xanthorrhiza), walusa (Xanthosoma sagittifoliu), y otras típicas de la zona, pero también existen grandes extensiones de producción de coca (Erythroxylum coca) y una gran diversidad de pastos típicos de la región. La vegetación presenta un bosque primario y parches de bosque secundario, ubicado en las faldas del cerro Uchumachi donde habitan especies arbóreas caducifolias y siempre verdes, especies arbustivas y herbáceas, también plantas inferiores como helechos, musgos, líquenes y hongos.
2.4.
Descripción edáfica Carmen Pampa presenta suelos que pertenecen al orden Ultisoles, suborden Udults y subgrupo Typic. Suelos desarrollados sobre material de tipo lutita, limonita, pizarra y arenisca de color pardo o pardo oscuro, con la textura franca en la superficie y franco arcillosa en el subsuelo. Ligeramente ácida con el pH 4,9 (Villca 2001).
3. Materiales, equipos y insumos MATERIALES
Cajas petri
frasco de vidrio con cierre térmico
costales de plástico
bolsas plásticas
equipo de protección (máscara, cofia, mandil, guantes y botas de caucho) habitación (área:12 m2)
3 estanterías de madera
2 tanques metálicos (200 litros)
1 lanzallamas
EQUIPOS
Balanza de precisión
refrigerador
autoclave
cámara de flujo laminar
microscopio
termo higrómetro
balanza desecadora. estufa
INSUMOS
Medio de soporte (PDA)
granos de trigo
cepa del hongo Pleurotus ostreatus tamo de trigo
tamo de cebada
tamo de avena
tamo de vicia
paja de páramo
tuza molida
afrecho de cebada
carbonato de calcio.
cloro
4. MÉTODO 4.1. DISEÑO EXPERIMENTAL En esta investigación se utilizara un Diseño completamente al azar (DCA).
4.2. TRATAMIENTOS La investigación contiene los siguientes tratamientos:
TRATAMIENTO T1 T2 T3 T4 T5
SUSTRATOS 80% Tamo de avena + 10% Tuza molida + 8% Afrecho cebada + 2% Carbonato de Calcio. 80% Tamo de cebada + 10% Tuza molida + 8% Afrecho cebada + 2% Carbonato de Calcio. 80% Paja de páramo + 10% Tuza molida + 8% Afrecho cebada + 2% Carbonato de Calcio. 80% Tamo de trigo + 10% Tuza molida + 8% Afrecho cebada + 2% Carbonato de Calcio. 80% Tamo de vicia + 10% Tuza molida + 8% Afrecho cebada + 2% Carbonato de Calcio.
de de de de de
4.3. REPETICIONES La presente investigación consta de cuatro repeticiones.
4.4. UNIDAD EXPERIMENTAL El total de unidades experimentales de esta investigación será de 20; cada unidad experimental contiene 4 fundas y cada funda (65 x 42,5 centímetros) con 4 kilogramos de sustrato húmedo.
4.5. ESQUEMA DEL ANÁLISIS DE VARIANZA (ADEVA) FV
GL
Total
1 9
Tratamientos
4
Erro experimental
1 5
4.6. PRUEBA DE SIGNIFICANCIA Se utilizara la prueba de Tukey al 5%, para detectar las diferencias estadísticas entre los tratamientos.
4.7. VARIABLES EVALUADAS Las variables que se evaluaran fueron:
CUADRO Nº1 VARIABLES QUE SE EVALUARAN E INDICADORES Variables
Días de proliferación del micelio en el sustrato (incubación).
Indicadores Tiempo transcurrido a partir de la siembra hasta que las muestras son colocadas en condiciones de fructificación.
Días a la cosecha
Tiempo transcurrido cuando las muestras son colocadas en condiciones de fructificación hasta el primer corte de los hongos en estado maduro.
Diámetro del sombrero a la cosecha
A cada cuerpo fructífero se mide el diámetro de su sombrero en centímetros.
Número de sombreros por racimo a la cosecha.
Unidad [(kg de producción total / kg de sustrato
Rendimiento total (%) Valor nutritivo del hongo/sustrato: Materia seca
seco) x 100]
Grasa
% %
Proteína
%
Fibra bruta
%
Energía
kcal
4.8. MÉTODOS DE EVALUACIÓN DE LAS VARIABLES
Proliferación del micelio en el sustrato (incubación) Se considerara el tiempo transcurrido a partir de la siembra hasta que las muestras serán colocadas en condiciones de fructificación (luminosidad).
Días a la cosecha Se tomara en cuenta el tiempo transcurrido, cuando las muestras se acomodaran en condiciones de fructificación (luminosidad) hasta el primer corte de los hongos en estado maduro.
Diámetro del sombrero a la cosecha Para la determinación del tamaño del sombrero del hongo se llevara a cabo por medición de su diámetro, en las tres cosechas.
Número de sombreros por racimo En esta variable se contara el número de sombreros por cada racimo producido del hongo “tipo ostra”, en las tres cosechas.
Rendimiento total Se considerara la producción en kg de hongos frescos recolectados en las tres cosechas y para su determinación se aplicara la siguiente fórmula:
Valor nutritivo del hongo/sustrato: Para realizar esta variable se mezclara por cada tratamiento, sus cuatro repeticiones para obtener una sola muestra (125 g) por cada sustrato. En la determinación de grasa (%), proteína (%), fibra bruta (%) y energía (kcal), se necesitara de 10 g de muestra de hongo seco por cada tratamiento. Para ello se hara secar a 110 oC en la estufa una muestra de 125 g de hongo fresco por cada tratamiento.
a) Materia seca (%) Para determinar este componente se utilizara una balanza desecadora, se tomara una muestra de 5 g de cada tratamiento y se sometera a desecación a 110 oC.
b) Grasa (%) Se utilizara el método Soxhlet de extracción con solvente (éter de petróleo).
c) Proteína (%) Se hara por el método Kjeldahl, digestión con ácido sulfúrico (H 2SO4) y destilación.
d) Fibra bruta (%) Por el método de digestión con ácido sulfúrico (H 2SO4) e hidróxido de potasio (KOH).
e) Energía (kcal) Se manejara el método calorimétrico, mediante la utilización de una bomba calorimétrica adiabática.
5. MANEJO ESPECÍFICO DEL EXPERIMENTO FASE I: PROPAGACIÓN DE SEMILLA PRIMARIA Y SECUNDARIA DEL HONGO
Pleur otus ostreatus.
5.1. PROPAGACIÓN DE SEMILLA PRIMARIA a) MEDIO DE SOPORTE Y SU PREPARACIÓN Se utilizara cajas petri, con Agar dextrosa patata (PDA). La dosis de preparación fue de 600
ml de agua destilada por cada 19,5g de PDA.
b) ESTERILIZACIÓN Para la desinfección del medio de soporte se utilizara una autoclave, a una temperatura de 121oC y con una presión de 1,5 atm por un período de 20 minutos. Con ello damos mayor posibilidad al micelio para su colonización.
c) INOCULACIÓN El lugar donde se realizara la siembra, estuvo completamente aséptico, porque se hara dentro de una cámara de flujo laminar donde se aplicara alcohol al 96% y también se dio por 10 minutos luz UV, para una desinfección mejor. Para la siembra se toma 1 cm 2 del micelio (obtenido) y se inocula la cepa en las cajas petri preparadas ya anteriormente.
d) INCUBACIÓN Las cajas petri inoculadas, son colocadas en la estufa a una temperatura de 25 oC, por un tiempo de una semana, hasta que el micelio invada la caja petri, dándonos así la semilla primaria. Durante la incubación las cajas petri fueron revisadas periódicamente, para determinar posibles contaminantes. Las contaminadas seran desechadas, pero antes de ello seran sometidas a una esterilización. Se hara varias siembras hasta obtener 20 cajas petri libres de patógenos.
5.2. PROPAGACIÓN DE SEMILLA SECUNDARIA a) MEDIO DE SOPORTE Y SU PREPARACIÓN 1) Se lavara los granos de trigo con abundante agua, los cuales estaban libres de fungicidas y sobre todo frescos. 2) Por el lapso de 12 horas se dejara en remojo los granos. 3) Los granos serán lavados nuevamente. 4) El exceso de humedad se eliminara mediante la distribución de las semillas sobre papel periódico hasta conseguir una humedad del 50%.
5) Se hara el pesado del grano en dosis de 200 g por frasco. 6) Y finalmente se llenaran los frascos de vidrio de boca ancha de 250 ml.
b) ESTERILIZACIÓN Los frascos llenos seran colocados en el autoclave, a una temperatura de 121 oC y con una presión de 1,5 atm, por un tiempo de 20 minutos.
c) INOCULACIÓN Los frascos con granos de trigo esterilizados, serán colocados dentro de la cámara de flujo laminar para su enfriado. El micelio que se siembra proviene de las cajas petri de semilla primaria, donde seran transferidos a los frascos llenos de trigo estériles, en dosis de 1cm 2 por cada frasco.
d) INCUBACIÓN Los frascos inoculados serán trasladados a una estufa a 25 oC, por el lapso de una semana, hasta que el micelio blanco cubra por completo los granos de trigo. Paro ello se agitara los frascos, cada cuatro días. Para obtener una mejor distribución del micelio en los granos de trigo. Periódicamente se observara a los frascos durante la incubación para detectar posibles contaminaciones, y a la vez los frascos contaminados sea por bacterias u otros hongos seran desechados. Por lo tanto se hizo nuevas siembras hasta obtener 40 frascos con semilla secundaria.
e) CONSERVACIÓN DE LA SEMILLA SECUNDARIA Para prolongar la vida del hongo hasta su siembra en el sustrato definitivo (tamos), se lo mantendra en refrigeración donde cesa la velocidad de crecimiento y envejecimiento. Para Gaitán, R. y otros autores (2006), manifiesta que si el inóculo no se emplea inmediatamente puede ser almacenado de preferencia en obscuridad y refrigeración a 5°C hasta por tres meses, aunque lo recomendable es utilizarlo a la semana de estar en refrigeración. El inóculo almacenado más tiempo del recomendado puede ser utilizado si no presenta contaminación y/o perforación de la bolsa, pero la invasión sobre el sustrato será más lenta, retrasando la aparición de fructificaciones y disminuyendo la producción.
5.3. FASE 2: CULTIVO DEL HONGO Pleur otus ostreatus. ÁREA DE EVALUACIÓN El desarrollo de la segunda fase de esta investigación se ejecutara en una habitación enlucida (4m x 3m x 2m de alto), cubierto de teja y recubierto internamente con plástico negro el techo. La incubación se hace en la misma habitación, cubriendo la ventana internamente con plástico negro, dentro de lo cual se distribuiran aleatoriamente las fundas de sustrato inoculadas con el micelio del hongo.
DESINFECCIÓN DE LA HABITACIÓN La habitación, la estantería de madera y los materiales antes de su uso respectivo, serán desinfectadas en el siguiente orden. Lavado con agua potable y detergente. Limpiado paredes, techo, piso y estantería; con hipoclorito de sodio al 5,25 %. Paredes, piso y estantería; flameados con lanzallamas. Para la desinfección del calzado, en la puerta de la habitación del cultivo, se ubicara un pediluvio que contenía disuelto hipoclorito de sodio al 5,25 %.
PREPARACIÓN DEL SUSTRATO Picado de cada uno de los tamos de avena, cebada, trigo, vicia y de paja de páramo, en un tamaño de alrededor de 5 cm. Las materias primas picadas serán humedecidas durante dos días y posteriormente lavadas. Llenado de fundas previamente mezclados, según sus tratamientos. Con un peso de 4 kilogramos.
PASTEURIZACIÓN Lavado de los tanques metálicos. 42
Agregación de 30 litros de agua en los tanques. Colocación de troncos de madera, de 30 cm de espesor en el fondo del tanque. Hacinamiento de 9 fundas con sustrato en el tanque. Se tapara el tanque con paja y tapa. Pasteurización a una temperatura promedio de 90 a 100 oC, por el lapso de 2 horas. Enfriamiento de las fundas (sstrato) por un período de 12 horas.
INOCULACIÓN (SIEMBRA) La limpieza de los materiales para la siembra y las manos se hara con alcohol al 70%. Pesaje del micelio en dosis de 80 gramos por cada funda de 4 kilogramos. Colocación del sustrato pasteurizado en una tina, para la adición
de 80 g de
carbonato de calcio. Llenado de las fundas (65 x 42,5 centímetros) con capas alternas de sustrato y micelio del hongo. Amarrado de las fundas, con paja plástica, dejando un espacio.
INCUBACIÓN Terminada la inoculación del micelio, las fundas se distribuiran en el cuarto de incubación; de acuerdo a su diseño, por un lapso de tiempo de 30 a 46 días, dependiendo su tratamiento. El control del ambiente se hara con un termo higrómetro digital. A los 5 días de incubación, se hace 40 perforaciones en la parte superior de cada bolsa, para que el micelio respire. Termina la etapa de incubación cuando se observara una coloración blanca de todo el sustrato, es decir el micelio ha colonizado por completo.
INDUCCIÓN En esta etapa se dio luminosidad por un tiempo de 12 horas diarias, y a la vez se hará pequeñas aberturas (4cm de diámetro) alrededor de la funda, para la formación de los primordios. 43
Además se controlara que la temperatura (20-25 oC) y humedad relativa (85-90%) estén dentro de los rangos óptimos que requiere el hongo para su desarrollo. Para mantener la temperatura se incorporara al cuarto 2 lámparas infrarrojas, cubiertas con tela de color negro. Y en cambio para conservar la humedad relativa se dará riegos constantes al piso y a las paredes. También se colocara 2 ollas en cada extremo de la habitación con agua hervida, durante la etapa de incubación y producción periódicamente.
COSECHA Se realizara la cosecha cuando los hongos presentaron las siguientes características: sombrero compacto y antes de que sus orillas se enrollen hacia arriba, con una coloración cremosa. La cosecha se hará cortando el estípite con un cuchillo, justo a la base del tallo, en la unión con el sustrato. Dependiendo las variables se tomara los datos correspondientes.
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