Atlas de Parasitología Ovina - Félix Valcárcel Sancho - 1a Edición

Atlas de Parasitología ovina Félix Valcárcel Sancho

Atlas de Parasitología ovina Félix Valcárcel Sancho

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Autores Director Félix Valcárcel Sancho Dr.Veterinario Coordinador de Enfermedades Parasitarias Coordinador de Zoonosis y Salud Pública Facultad de Ciencias de la Salud Universidad Alfonso X el Sabio

Félix Valcárcel Sancho es licenciado en Veterinaria por la Universidad Complutense de Madrid (1987) y doctor en Veterinaria por la Universidad de León (1992). Durante casi 20 años ha desarrollado su actividad investigadora en el campo de las enfermedades parasitarias, principalmente gastroenteritis y ectoparasitosis de los pequeños rumiantes, como investigador de la Consejería de Agricultura de la Junta de Comunidades de Castilla la Mancha. Ha sido investigador principal y colaborador en numerosos proyectos de investigación en este campo, con importantes aportaciones al sector como avalan los numerosos artículos publicados en revistas nacionales e internacionales.Destaca su actividad divulgadora en monografías científicas dirigidas a los veterinarios clínicos.Actualmente es profesor de Enfermedades Parasitarias,Parasitología y Zoonosis en la Universidad Alfonso X El Sabio donde continúa su labor investigadora y de divulgación.

Coautores Rojo Vázquez, Francisco Antonio Dr.Veterinario Catedrático de Enfermedades Parasitarias Facultad de Veterinaria Universidad de León Subdirector General de Investigación y Tecnología Instituto Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria (INIA) Ministerio de Ciencia e Innovación Olmeda García, Ángeles Sonia Dr.Veterinario Prof.Titular del Dep. de Sanidad Animal Facultad de Veterinaria Universidad Complutense de Madrid

Arribas Novillo, Begoña Dr. Biología Coordinadora de Parasitología Facultad de Ciencias de la Salud Universidad Alfonso X el Sabio Márquez Sopeña, Luis Dr. Biología Profesor Adjunto de Parasitología Facultad de Ciencias de la Salud Universidad Alfonso X el Sabio Fernández Pato, Nélida Lda.Veterinaria Profesor Adjunto de Enfermedades Parasitarias Facultad de Ciencias de la Salud Universidad Alfonso X el Sabio III

Prólogo Siempre es objeto de alegría y satisfacción prologar un libro, sobre todo si quien te lo pide es amigo. Estas líneas pretenden ser la avanzadilla de lo que el lector –estudiante, profesional o simple curioso– va a encontrar en este novedoso ATLAS DE PARASITOLOGÍA OVINA, fruto de años de investigación, estudio y abnegado trabajo tanto de campo como en el laboratorio. La obra tiene una doble proyección. De un lado se dirige fundamentalmente a los estudiantes de Veterinaria y a los profesionales de esta Ciencia. De otro, proporciona tanto a profesionales de la Parasitología procedentes de otras disciplinas, como a técnicos del sector ganadero interesados, una herramienta eminentemente práctica para realizar identificaciones y diagnósticos, de la que extraerán provecho. Ni que decir tiene que, al tratarse de un Atlas, se ha puesto especial cuidado en la selección de las fotografías que lo ilustran, además de haber sido complementado con dibujos y cuadros informativos. Por el contrario, debe advertirse sobre la amplia Introducción que antecede al Atlas, y que bien puede definirse como un completo cuaderno de Parasitología práctica. En ésta, el lector encontrará las pautas a seguir para la correcta obtención de los diferentes tipos de muestras (sangre, heces, etc.), tanto in vivo como post mórtem, así como su manipulación y procesado, junto con la descripción de los protocolos y técnicas más habitualmente empleados en laboratorios de investigación y diagnóstico. El Atlas versa sobre protozoos, cestodos, trematodos, nematodos y artrópodos relacionados con enfermedades presentes en la especie ovina, siguiendo cada uno de los capítulos la siguiente sistemática de presentación: de forma general el encuadre taxonómico y ciclo biológico; de forma particularizada para cada parásito su localización, tamaño y la morfología básica que permite su identificación. Sólo resta para finalizar este sucinto prólogo, agradecer y felicitar al doctor Félix Valcárcel, como director y autor de esta obra, así como al resto de los autores, por su rigor científico y su buen hacer, esperando que el ATLAS DE PARASITOLOGÍA OVINA sea un éxito y el inicio de nuevas obras colectivas sobre la materia. Francisco Antonio Rojo Vázquez Elena Peribáñez Blasco

Francisco Antonio Rojo Vázquez Dr.Veterinario. Catedrático de Enfermedades Parasitarias. Facultad de Veterinaria. Universidad de León. Subdirector General de Investigación y Tecnología. Instituto Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria (INIA) Ministerio de Ciencia e Innovación. Elena Peribáñez Blasco Dr.Veterinario.Vicepresidenta de la Fundación Ciencias Sociales y Mundo Mediterráneo. Colaboradora de la Cátedra UNESCO de Medio Ambiente de la Universidad Rey Juan Carlos.

V

Prefacio Cuando nos propusieron este proyecto recordamos nuestros inicios, hace ya algunos años, cuando comenzamos a investigar sobre nematodosis gastrointestinales ovinas. En la soledad de aquel laboratorio, con cientos de botes llenos de nematodos adultos, todos iguales a nuestro profano ojo, nos hubiera sido muy útil una guía sencilla. El tiempo, la práctica y la bibliografía nos permitieron apreciar sus diferencias y a entender las citas de los autores “forma de huso” o “expansión en forma de bota”, y encontramos finalmente atractiva la ardua tarea inicial. El objetivo de esta guía no es formar especialistas en identificación, sino ser una herramienta válida y sencilla para el veterinario curioso que conserva su capacidad de aprendizaje intacta. En este mundo tecnificado, en más ocasiones de las que pensamos, no es necesario recurrir a técnicas moleculares para confirmar lo que visualmente es obvio. Como dicen los viejos maestros de la Parasitología: “a pesar de las nuevas técnicas de diagnóstico es imprescindible seguir contando patas”. Pretendemos redescubrir para muchos veterinarios lo gratificante de profundizar en la causa y llegar a la identificación del agente. Por ello, en el primer capítulo describimos la mayoría de las técnicas de rutina de diagnóstico parasitológico, adaptándolas en lo posible a la utilización de herramientas básicas de laboratorio. En los siguientes capítulos aportamos una serie de descripciones sobre los otros grupos parasitarios (protozoos, cestodos, trematodos, insectos y ácaros) y unas claves de diagnóstico para diferenciar géneros o especies. Estas descripciones no pretenden ser exhaustivas sino prácticas, aportando la información mínima necesaria para identificar un agente o para diferenciarlo de otros similares. Hemos procurado ofrecer una herramienta de fácil manejo con la que se pueda llegar a un diagnóstico veraz del agente parasitario sin grandes medios, con un microscopio óptico y material de laboratorio de rutina. Hemos trasladado al papel algunas de las imágenes, no todas ellas de máxima calidad, que son el día a día del trabajo de diagnóstico en parasitología. Esperamos que este atlas pueda contribuir de alguna manera a la formación de estudiantes de veterinaria y al desarrollo profesional de analistas y veterinarios. Los autores

VII

“El parasitólogo debe ser justo, observador, imaginativo, perseverante, trabajador y dotado de una gran dosis de iniciativa y recursos. Debe tener coraje, honestidad y un amor impersonal a la verdad (...) una gran capacidad para el trabajo duro y sucio, haciendo especial énfasis en sucio (...) debiendo realizar autopsias de animales no siempre recién muertos, ensuciarse con sangre o contenido intestinal,pasando tardes enteras con excretas de hombres o animales,o buscando caracoles o insectos en las ciénagas. Un hombre o mujer que odie los malos olores, la sangre o la suciedad no podrá ser un buen parasitólogo. En conclusión, yo consideraría un parasitólogo como una orquídea. Requiere mucho tiempo y una cuidadosa nutrición, se desarrolla muy lentamente, y es ella misma un parásito dependiente de muchas otras ciencias. Pero cuando se transforma en flor es un objeto tan raro como bello, científicamente hablando, y tarda mucho en producir semillas. Puede que no huela tan bien como una orquídea,pero no podemos tenerlo todo.” Chandler,1946 (The making of a parasitologist)

Curiosa flor ésta, que esperamos dé buen fruto en el lector.

Agradecimientos A Miguel Ángel Álvarez y a Aránzazu Meana por la cesión de imágenes y sus valiosos consejos. A los alumnos internos de Enfermedades Parasitarias de la Universidad Alfonso X “El Sabio”, Rosa Bolea, Jennifer Cibera y Eduardo Sacristán, por su inestimable ayuda en la selección de imágenes.

IX

Índice Técnicas de diagnóstico ........................................................................1 Introducción ......................................................................................................................................3 Muestras de heces ..................................................................................................................4 Muestras de sangre..................................................................................................................5 Muestras de piel ............................................................................................................................6 Vísceras ........................................................................................................................................................6 Muestras del medio ambiente................................................................................6 Muestreos in vivo ....................................................................................................................8 Análisis coprológicos ............................................................................................................8 Análisis macroscópico ..............................................................................................................9 Análisis microscópico ............................................................................................................10 Método directo ........................................................................................................................10 Métodos indirectos ..............................................................................................................10 Protocolos ..................................................................................................................................12 Tinción de Heine (tinción negativa) ..................................................12 Técnica de Ziehl-Neelsen modificada ......................................12 Flotación simple ..........................................................................................................12 Método de McMaster modificado....................................................12 Principales salmueras empleadas en el diagnóstico de los parásitos ovinos ....................................................................................14 Método de sedimentación en copa ..............................................14 Descripción de las principales formas parasitarias eliminadas en las heces de los pequeños rumiantes ......16 Técnica de coprocultivo ..............................................................................................19 Criterio de clasificación de las larvas de nematodos gastrointestinales ovinos ....................................................................................................19 Clave para la identificación de las larvas de los principales nematodos gastrointestinales ovinos ..............................................................20 Protocolos ..............................................................................................................................................21 Método de Baermann-Wetzel (migración larvaria) ................21 Descripción de las larvas de primer estadio de nematodos broncopulmonares ovinos ........................................22 Técnica de esporulación de ooquistes ..................................................23 Descripción de los ooquistes de las principales Eimeria spp. de los ovinos ........................................................................................23 Análisis de piel ........................................................................................................................24 Recogida directa de ectoparásitos............................................................24 Raspado cutáneo ....................................................................................................................25

Examen directo de costras de sarnas ........................................................25 Digestión de costras de sarna y concentración con sacarosa ....................................................................................................................................25 Análisis de sangre ............................................................................................................26 Frotis sanguíneo ........................................................................................................................26 Tinción Giemsa ................................................................................................................................27 Morfología de los principales parásitos sanguíneos de los pequeños rumiantes ..............................................................................................27 Recogida de garrapatas del medio ambiente........................................................................................................28 Técnica de arrastre para la recogida de garrapatas ....28 Técnica de recogida de la hierba para la obtención de larvas infectantes de tricostrongílidos ......................................28 Análisis post mórtem: necropsia..........................................................30 Protocolo................................................................................................................................................30 Procesado individual de las distintas vísceras o sistemas ............................................................................................................................................34 Cabeza ........................................................................................................................................................34 Esófago ......................................................................................................................................................34 Tracto respiratorio ........................................................................................................................34 Panza ............................................................................................................................................................35 Bonete y librillo..................................................................................................................................35 Cuajar ............................................................................................................................................................35 Intestino delgado ..........................................................................................................................36 Ciego ..............................................................................................................................................................38 Colon ..............................................................................................................................................................38 Recto ..............................................................................................................................................................38 Hígado ..........................................................................................................................................................38 Vesícula biliar ......................................................................................................................................39 Músculo ......................................................................................................................................................39 Recuperación de los helmintos de los contenidos obtenidos ................................................................................40 Preparación, lavado, fijación y/o montaje ......................................40 Nematodos ........................................................................................................................................40 Identificación de adultos de NGI (Nematodos gastrointestinales)................................................................................41 Estrongilados gastrointestinales ......................................................................41 Tricostrongílidos........................................................................................................................42

XI

Atlas de Parasitología ovina

Clave para la clasificación a nivel de género ............................43 Cestodos ................................................................................................................................................43 Lavado ..................................................................................................................................................44 Fijación ..................................................................................................................................................44 Tinción....................................................................................................................................................44 Trematodos ........................................................................................................................................45 Localización de otros endoparásitos de los ovinos (excepto helmintos adultos de localización visceral) ......45

Encuadre taxonómico ................................................................................................67

Protozoos ....................................................................................................................................49

Ciclos biológicos ..................................................................................................................67 Moniezia ..................................................................................................................................................68 Fase endógena ................................................................................................................................68 Fase exógena ....................................................................................................................................68 Echinococcus y Taenia (metacestodos) ............................................69 Ciclo biológico en los rumiantes ............................................................................69 Ciclo biológico en el perro ..............................................................................................69

Encuadre taxonómico ................................................................................................49

Moniezia expansa

Ciclos biológicos ..................................................................................................................50 Protozoos digestivos ........................................................................................................50 Protozoos hemáticos ........................................................................................................51 Babesiosis-theileriosis............................................................................................................51

Infección por las fases larvarias de cestodos............71 Quiste hidatídico........................................................................................................................71 Cisticercos ........................................................................................................................................73 Cenuros ....................................................................................................................................................74 Coenurus cerebralis ................................................................................................................74

Protozoos digestivos ....................................................................................................52 Cryptosporidium parvum ..........................................................................................52 Eimeria spp. ......................................................................................................................................53 Giardia intestinalis (lamblia o duodenalis) ......................................54

Nematodos ..............................................................................................................................75

Protozoos hemáticos ................................................................................................55 Babesia......................................................................................................................................................55 Theileria ....................................................................................................................................................56 Protozoos tisulares ..........................................................................................................57 Toxoplasma gondii ................................................................................................................57 Sarcocystis..........................................................................................................................................58

Trematodos ............................................................................................................................59 Encuadre taxonómico ................................................................................................59 Ciclos biológicos ..................................................................................................................60 Dicrocoelium dendriticum ........................................................................................60 Fase endógena ................................................................................................................................60 Fase exógena ....................................................................................................................................60 Fasciola hepatica ....................................................................................................................61 Fase exógena ....................................................................................................................................61 Fase endógena ................................................................................................................................61 Fasciola hepatica ................................................................................................................62 Dicrocoelium dendriticum ................................................................................63 Paramphistomum cervi ..........................................................................................65 Schistosoma bovis ............................................................................................................66

XII

Cestodos ......................................................................................................................................67

70

............................................................................................................

Encuadre taxonómico ................................................................................................75 Ciclos biológicos ..................................................................................................................75 Nematodos digestivos ....................................................................................................76 Tricostrongílidos ..............................................................................................................................76 Nematodos pulmonares ..............................................................................................77 Dictyocaulus ........................................................................................................................................77 Protostrongílidos ............................................................................................................................77 Nematodos gastrointestinales ..................................................................78 Chabertia................................................................................................................................................78 Chabertia ovina................................................................................................................................78 Oesophagostomum ............................................................................................................79 Oesophagostomum venulosum ..........................................................................80 Oesophagostomum radiatum....................................................................................80 Bunostomum ..................................................................................................................................81 Bunostomum trigonocephalum ..............................................................................81 Trichostrongylus ........................................................................................................................82 Trichostrongylus axei ............................................................................................................83 Trichostrongylus vitrinus......................................................................................................83 Trichostrongylus colubriformis ..................................................................................83 Trichostrongylus capricola ............................................................................................84 Trichostrongylus longispicularis ..............................................................................84 Trichostrongylus retortaeformis ................................................................................84 Haemonchus....................................................................................................................................85 Haemonchus contortus ......................................................................................................85

Índice

Cooperia..................................................................................................................................................86 Cooperia oncophora................................................................................................................87 Cooperia mcmasteri ................................................................................................................87 Cooperia curticei............................................................................................................................87 Ostertagia/Teladorsagia................................................................................................88 Ostertagia ostertagi ..................................................................................................................89 Ostertagia lyrata..............................................................................................................................89 Teladorsagia circumcincta ..............................................................................................90 Teladorsagia trifurcata ............................................................................................................91 Marshallagia......................................................................................................................................92 Marshallagia marsalli ................................................................................................................92 Nematodirus ....................................................................................................................................93 Nematodirus filicollis ................................................................................................................94 Nematodirus spathiger ......................................................................................................94 Nematodirus helvetianus ................................................................................................94 Trichuris ....................................................................................................................................................95 Trichuris ovis ........................................................................................................................................97 Trichuris globulosa ......................................................................................................................98 Trichuris skrjabini ............................................................................................................................99 Skjrabinema ..................................................................................................................................100 Skjrabinema ovis........................................................................................................................100 Strongyloides ..............................................................................................................................101 Strongyloides papillosus ................................................................................................101 Capillaria ............................................................................................................................................101 Capillaria bovis ..............................................................................................................................101 Gongylonema ............................................................................................................................102 Gongylonema pulchrum ................................................................................................102 Nematodos pulmonares ....................................................................................103 Grandes vermes pulmonares: Dictyocaulus ........................103 Dictyocaulus filaria ..................................................................................................................103 Pequeños vermes pulmonares: Protostrongílidos ......104 Protostrongylus rufescens ..........................................................................................104 Muellerius capillaris ................................................................................................................104 Cystocaulus ocreatus ........................................................................................................105 Neostrongylus linearis ........................................................................................................105

Artrópodos ..........................................................................................................................107 Encuadre taxonómico ............................................................................................107 Piojos ......................................................................................................................................................108 Anopluros ..........................................................................................................................................108 Linognathus ......................................................................................................................................108 Malófagos ........................................................................................................................................109 Bovicola (Damalinia) ovis ..............................................................................................109

Pulgas ....................................................................................................................................................110 Sifonápteros..................................................................................................................................110 Pulex irritans ....................................................................................................................................111 Ctenocephalides felis..........................................................................................................111 Moscas ................................................................................................................................................113 Miasis larvarias ........................................................................................................................113 Miasis cavitarias ....................................................................................................................113 Dípteros ..............................................................................................................................................113 Oestrus ovis......................................................................................................................................113 Miasis cutáneas......................................................................................................................114 Moscas adultas ..................................................................................................................115 Melophagus ovinus ..........................................................................................................115 Ácaros ..................................................................................................................................................117 Encuadre taxonómico ..................................................................................................117 Ciclos biológicos ..................................................................................................................118 Sarcoptes scabiei ....................................................................................................................118 Hyalomma lusitanicum ....................................................................................................119 Rhipicephalus bursa ............................................................................................................119 Acariformes....................................................................................................................................120 Sarcoptes ............................................................................................................................................120 Psoroptes ............................................................................................................................................121 Chorioptes ..........................................................................................................................................122 Demodex ..............................................................................................................................................123 Principales características morfológicas de los ácaros de la sarna en el ganado ovino ............................................................................124 Clave de identificación de ácaros de la sarna ................................125 Parasitiformes............................................................................................................................126 Tabla 1. Principales especies de garrapatas identificadas en pequeños rumiantes y localizaciones preferentes en el hospedador ................................................................................127 Tabla 2. Principales garrapatas identificadas en pequeños rumiantes y patógenos transmitidos ................127 Ixodes ........................................................................................................................................................129 Haemaphysalis ............................................................................................................................130 Dermacentor ..................................................................................................................................131 Hyalomma ..........................................................................................................................................132 Rhipicephalus ................................................................................................................................133 Clave de identificación de los géneros de garrapatas españolas ..............................................................................................134

Bibliografía ..........................................................................................................................137 XIII

Técnicas de diagnóstico


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Introducción El diagnóstico presuntivo de algunas parasitosis clínicas puede en ocasiones apoyarse en la sintomatología y confirmarse posteriormente mediante el diagnóstico laboratorial, por la observación de distintas formas parasitarias, o por la evidenciación de los parásitos, normalmente en su estadio adulto, en la necropsia. En cambio, el diagnóstico etiológico de las infecciones subclínicas y la confirmación de su papel como causa de minusvalía presenta numerosas dificultades. Aunque en Medicina humana y veterinaria la atención del individuo sigue teniendo plena vigencia, la protección de la salud individual se logra en muchos casos mediante la consideración de toda la población afectada. Este estudio poblacional se justifica no sólo porque hay diferencias genéticas en un grupo, por uniforme que parezca, y que pueden explicar las variadas manifestaciones que se observan en el proceso morboso, sino también porque el estudio epidemiológico proporciona información que no siempre se logra en un solo individuo, como es la interpretación de síntomas dispersos apreciados en varios individuos. Pero en la perspectiva de la producción animal, todavía tiene mayor significación la unidad “rebaño” sobre el individuo, salvo casos excepcionales. Un reflejo de este nuevo enfoque es la investigación de los rebaños incluso cuando no hay síntomas de enfermedad y, si éstos existieran, el estudio de los animales que todavía parecen normales, en los que un análisis de las producciones (fertilidad, producción de leche, etc.) puede ayudar a descubrir procesos morbosos inaparentes o desapercibidos con anterioridad. Así, se han desarrollado diferentes métodos para encontrar e identificar a los diferentes parásitos. La mayoría de los parásitos se localizan en algún momento de su ciclo biológico a nivel intestinal, por lo que el análisis coprológico es el método in vivo más utilizado para el diagnóstico parasitológico. La detección de parásitos que se localicen en otros lugares como la piel o la sangre requiere el empleo de otros métodos específicos pudiéndose en ocasiones utilizar métodos inmunológicos o genéticos. Finalmente, el diagnóstico post mórtem es muy empleado tanto a nivel de campo como en el laboratorio pues con una necropsia parasitológica reglada podemos llegar a determinar con bastante exactitud la cantidad y variedad de agentes parásitos en el ganado ovino. Por otra parte, por muy bueno que sea el método de diagnóstico seleccionado, si no partimos de la muestra correcta el trabajo que realizaremos no servirá para mucho. Por eso, aunque las consideraciones acerca de la toma, conservación y transporte de muestras son conocidas por casi todos, creemos necesario recordar al menos las más importantes. ■

La cantidad de muestra debe ser suficiente tanto para la prueba que vayamos a hacer como para una posible repetición o la realización de pruebas complementarias. Muchas veces llegan al laboratorio muestras muy reducidas y se solicita descartar todas las parasitosis, lo cual es casi imposible y generalmente no permite realizar un contraanálisis.

■

Los recipientes en los que recogemos o transportamos las muestras deben estar limpios (a veces estériles), herméticos, ser resistentes al transporte y tener el tamaño adecuado a la muestra (a veces hay que enviar órganos enteros e incluso cadáveres). Los recipientes transparentes (como los de tapón de rosca rojo que se empleaban tradicionalmente para las muestras de orina) permiten una primera observación de la muestra sin necesidad de manipularla.

■

Es muy importante evitar la contaminación con otras muestras del mismo animal o del medio ambiente (arena, hierbas, etc.).

3


■

La toma de muestras depende de muchos factores, pero es clave elegir el sistema de recogida y transporte adecuado para reducir al mínimo las manipulaciones de las muestras antes de que se procesen en el laboratorio.

■

Otro aspecto clave es la correcta identificación de muestras con etiquetas claras, completas (muestra, animal de origen, fecha, si lleva algún conservante, etc.) y utilizar tinta resistente al agua. Cuando hay un número significativo de muestras o cuando no vamos a procesar inmediatamente las mismas este punto es especialmente significativo.

■

Generalmente es preferible procesar las muestras el mismo día de su recogida evitando la adición de conservantes. Esto no es posible habitualmente y a veces pasan incluso días antes de que lleguen al laboratorio, por lo que debemos procurar al menos que el transporte al laboratorio se realice en buenas condiciones. Así, hay algunas muestras como los sueros que se pueden congelar, pero otras muchas no; en cambio la mayoría aguantan bien la refrigeración, esto no implica simplemente meterlos en una nevera de poliexpan sino asegurar de la mejor manera posible bajas temperaturas en su interior. Para ello son muy adecuadas las neveras portátiles que se enchufan en la conexión del mechero del coche que mantienen la temperatura unos diez grados por debajo de la temperatura ambiente. También hay que tener en cuenta que algunas muestras como los frotis sanguíneos pueden requerir su fijación inmediatamente tras la recogida para evitar el deterioro de los parásitos. A continuación indicamos algunas consideraciones especiales que debemos tener con

ciertas muestras.

Muestras de heces ■

Siempre que se pueda, deben recogerse directamente del recto (esto es fácil en animales grandes mediante el uso de un guante de exploración) y verter el contenido en un recipiente o simplemente con darle la vuelta, el mismo guante nos sirve de recipiente; en animales pequeños se puede esperar a que defequen y recogerlas con la ayuda de una espátula procurando no tomar partes que hayan estado en contacto con el suelo para evitar contaminaciones.

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No debemos mezclar las heces con orina porque algunos trofozoítos se destruyen con ésta.

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En un rebaño, se puede tomar muestras de un número representativo de animales. Si es posible, es mejor recoger muestras de dos o tres días o recogidas a diferentes horas del día.

■

No congelar las heces. Las heces deben recogerse del recto siempre que sea posible.

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La interpretación de los resultados obtenidos de heces recogidas del suelo debe hacerse con cuidado.

■

Las heces diarreicas hay que analizarlas de inmediato.

Las heces diarreicas hay que analizarlas de inmediato. En el caso de heces blandas o compactas el análisis puede demorarse algún tiempo. Las heces secas no valen.

■

Si hay formas parásitas visibles a simple vista (nematodos adultos, anillos de cestodos…), se pueden conservar en alcohol de 70º.

Muestras de sangre ■

La sangre debe recogerse con el instrumental adecuado que nos sirva a la vez para la extracción y para el transporte asegurándonos del aislamiento, correcta identificación, etc. En la extracción y manipulación hay que evitar que se hemolicen los eritrocitos. Por ejemplo, realizando la extracción lentamente y rellenando los tubos despacio y sin aguja (en caso de extracción con jeringa hipodérmica) o bien utilizando los sistemas al vacío cuya presión negativa está controlada. Igualmente, la sangre con anticoagulante debe mezclarse invirtiendo suavemente varias veces el tubo ya que si se hace bruscamente pueden romperse los eritrocitos.

■

Los frotis sanguíneos deben hacerse inmediatamente después de la extracción, luego se dejan secar al aire y se fijan con metanol puro. Una vez fijados se puede esperar para hacer la tinción una vez que hayamos llegado al laboratorio.

■

Mantener en refrigeración hasta su análisis.

■

Para la obtención de suero, la sangre entera sin anticoagulantes se centrifuga o se deja sedimentar 24 horas (a temperatura ambiente mejor que en refrigeración) para extraer el coágulo. También se pueden emplear tubos con un gel activador que ayuda a sepa-

La extracción de sangre y su manejo inmediato deben ser cuidadosos para evitar la hemólisis.

El frotis sanguíneo y su fijación deben hacerse inmediatamente después de su extracción.

rar el coágulo del suero.

La extracción del suero puede hacerse por reposo o por centrifugación. 5


Muestras de piel ■

Los ectoparásitos más grandes se recogen directamente y se transportan en recipientes, a ser posible transparentes.

■

Para los ectoparásitos más pequeños podemos recoger el material obtenido en los raspados cutáneos en una placa de Petri o en un frasco hermético.

■

Si requerimos biopsias o muestras de tejidos para hacer cortes histológicos u otras técnicas (como la digestión) se puede recortar un fragmento de piel y guardarlo congelado hasta su llegada al laboratorio para hacer los estudios que se necesiten.

Los ectoparásitos más grandes como garrapatas y larvas de mosca pueden recogerse directamente y deben guardarse en recipientes adecuados.

Vísceras ■

Durante la necropsia, tras la apertura de cavidades se realiza una inspección externa de los órganos en busca de fases parásitas (por ejemplo metacestodos) o de lesiones visibles.

■

Las muestras deben enviarse refrigeradas al laboratorio si se van a procesar de inmediato. Los recipientes deben ser herméticos y del tamaño adecuado.

■

Si el procesado se va a demorar algún tiempo, se pueden conservar en glicerina para evitar la putrefacción o fijarlas en formol 10 % o alcohol de 70º.

Raspado cutáneo para la obtención de ácaros de la sarna.

Muestras del medio ambiente A veces puede ser interesante la búsqueda de aquellas formas de vida libre de los parásitos como larvas infestantes de nematodos gastrointestinales en la hierba, garrapatas de la vegetación, etc.

Técnica de la bandera para la recogida de garrapatas del suelo y/o vegetación.

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En definitiva, tanto si estamos en un laboratorio de diagnóstico como si actuamos de forma individual, antes de plantearnos emitir un juicio diagnóstico debemos ser conscientes de algunos aspectos claves del diagnóstico parasitológico:

1

No existe un único método que sirva para todos los parásitos.

2

Si no elegimos adecuadamente el método y la muestra, las posibilidades de errar el diagnóstico son elevadas.

3

La presencia de una elevada cantidad de parásitos (p.ej. huevos o larvas en las heces) puede confirmar la existencia de una enfermedad parasitaria, pero su ausencia o la presencia de un número bajo no significa necesariamente que el animal no padezca una enfermedad, por los siguientes motivos: ■

La cantidad de huevos, larvas, etc. eliminados con las heces fluctúa a lo largo del día.

■

Los huevos, larvas, etc. no están uniformemente distribuidos en las heces.

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Las formas inmaduras no eliminan huevos, por lo que a veces no podemos detectarlas. Además, estas formas inmaduras son en muchos casos más patógenas que los propios adultos.

■

La resistencia del hospedador (variabilidad genética) puede disminuir o anular la puesta de huevos por los parásitos o alargar el periodo de prepatencia. Un recuento muy alto sí indica una desestabilización del equilibrio parásito/hospedador en beneficio del parásito; el animal se ha debilitado, ha perdido sus defensas y la parasitosis es grave.

■

Los huevos de muchas especies de nematodos no se distinguen con facilidad, por lo que el recuento se refiere muchas veces a la cantidad total de huevos de diversas especies (p. ej. huevos de "estrongilados" por gramo de heces), especies que se diferencian ampliamente en su poder patógeno y en su fecundidad.

Por ello, creemos que antes de hacer una tentativa diagnóstica es fundamental realizar un protocolo de diagnosis completo, empezando por una amplia anamnesis y un estudio clínico individual y colectivo (tanto a animales con síntomas como a animales aparentemente sanos) en los que obtengamos la mayor información posible (asegurándonos especialmente de si se ha realizado o no un tratamiento antiparasitario en los días previos a la toma de muestras) que nos permita determinar cuál o cuáles son los métodos que debemos emplear ante el problema que se nos plantee. Una vez seleccionado y realizado el análisis es necesario evaluar los resultados obtenidos de forma conjunta con la anamnesis, el estudio clínico (a pesar de su dificultad) y epidemiológico del individuo o del rebaño. En caso contrario lo más probable es que tan sólo podamos verificar la presencia o ausencia de parásitos en una muestra dada.

7


Consistencia de las heces

Muestreos in vivo Análisis coprológicos Gracias a las coprologías parasitarias podremos encontrar e identificar en las heces un elevado número de formas parásitas, desde ejemplares de parásitos adultos completos como los helmintos gastrointestinales (muertos de forma natural o como consecuencia de un tratamiento antihelmíntico); partes de parásitos como los anillos grávidos de ciertos cestodos que se desprenden del resto del ejemplar adulto cargados de huevos; formas vegetativas como los trofozoítos de algunos protozoos habitualmente en diarreas profu-

Cagarrutas.

sas; hasta formas de transmisión o de resistencia en el medio ambiente como son los ooquistes, quistes, huevos, embriones o larvas. De todas estas formas parasitarias, el recuento e identificación de los huevos en heces es el más frecuentemente empleado para el diagnóstico. El recuento es, sin duda, una aproximación a la carga parasitaria y como medida estándar se emplea el valor de huevos eliminados por gramo de heces (hpg). Es difícil, no obstante, obtener cifras exactas porque

Blandas formadas.

influyen otros muchos factores, como el contenido en agua de las heces que puede enmascarar el valor del resultado. Así, para convertir el recuento de huevos, se aplican factores correctores tomando las deposiciones normales (cagarruta) como base.

Factores empleados en algunos laboratorios Blandas. ■

Cagarruta

■

Heces blandas formadas __________________________________________________________ 1,5

■

Heces blandas

■

Heces muy blandas ________________________________________________________________ 2,5

■

Heces diarreicas

__________________________________________________________________________

____________________________________________________________________

______________________________________________________________

1,0 2,0

3,0-3,5 Muy blandas.

Estos factores se basan en determinaciones del contenido en materia seca de las heces de consistencia y forma diferentes. La expulsión diaria de heces, que varía según la ingestión de alimento, afecta también al número de huevos por gramo. Si las ovejas tienen constipación intestinal o no ingieren una cantidad normal de alimentos (como ocurre en periodos estivales), puede precisarse un factor correctivo de 0,5. El ayuno también reduce la expulsión de heces y el número de huevos por gramo de heces se incrementa. Si las ovejas han permanecido alejadas de los pastos más de 5-6 horas, las cifras de hpg (huevos eliminados por gramo de heces) pueden estar considerablemente incrementadas. Después de un ayuno de 12-24 horas, el recuento de huevos puede aumentar en un 100 % y no volver a los valores previos en 1-2 días. En el recuento de formas parasitarias mediante técnicas de flotación es especialmente útil la cámara de McMaster. Se trata de dos portas que dejan entre sí un volumen total de 1 ml dividido en dos hemicámaras de 0,5 ml cada una. El porta superior presenta una retícula en cada hemicámara que permite analizar la lectura de 0,15 ml cada una. Las ventajas de la cámara de McMaster son obvias ya que permiten analizar un volumen relativamente grande de muestra (hasta 1 ml) y su desventaja es que requiere cierta experiencia en el llenado y la identificación de las formas parasitarias pues la máxima amplificación que permiten es 100 aumentos (10 del ocular x 10 del objetivo).

8

Diarreicas.


Equipamiento mínimo necesario para la realización de la técnica de McMaster.

Varias fases de la técnica de McMaster (pag. 12).

Cámara de McMaster.

Análisis macroscópico Consiste en la observación de las heces permitiendo apreciar características organolépticas: color, consistencia, existencia de estrías de sangre, moco, fibrina, etc. Protocolo: ■

Preparar una suspensión de heces con agua en una placa de Petri y observar a fondo claro y oscuro. Tan solo se podrán detectar vermes adultos y/o proglotis de algunos cestodos que no

se eliminan de forma regular y cuya cuantificación tampoco permite relacionar su hallazgo con la intensidad de carga parasitaria.

9


Análisis microscópico Método directo Consiste en la observación al microscopio de una pequeña muestra de heces sin ningún tipo de manipulación. En ocasiones se usan distintos métodos de tinción, como azul de metileno en tampón acetato o lugol diluido, para destacar las formas parásitas del resto del material fecal. Protocolo: 1 Mezclar una pequeña cantidad de heces frescas (no sometidas a refrigeración) en un portaobjetos con unas gotas de agua. 2 Apartar las partículas groseras y colocar un cubreobjetos. 3 Observar al microscopio óptico. Dada la escasa cantidad de muestra, este método sólo es útil cuando hay una elevada eliminación de formas parasitarias en heces (baja sensibilidad). Métodos indirectos Su objetivo es conseguir una mayor concentración de formas parasitarias en el menor volumen posible para aumentar la sensibilidad de la técnica. Hay dos técnicas de tinción específicamente empleadas para el diagnóstico de las criptosporidiosis en los corderos, la tinción de Heine y la de Zielh Neelsen. Para otros parásitos se emplean generalmente los siguientes métodos: ■

Flotación: se realiza una suspensión de heces en una solución con densidad superior a 1. Las formas parasitarias de menor densidad que la solución utilizada se situarán en la superficie del líquido, separándose de gran cantidad de detritus fecales y facilitando su observación.

■

Sedimentación: en una suspensión de heces en agua, puesta en reposo, todas las formas parasitarias caen al fondo de la preparación. Se utiliza como método complementario de la flotación para evidenciar los huevos de mayor densidad (algunos trematodos). El método más utilizado es la sedimentación lenta "en copa" aunque también se puede centrifugar en tubo de ensayo (para muestras muy pequeñas).

■

Migración: se utiliza para determinar la presencia de larvas en heces. Se basa en el carácter hidrófilo de las larvas por el cual abandonan la masa fecal cuando ésta se deposita en agua. Posteriormente se concentran por sedimentación según van agotándose las larvas en su deambular por el agua. El método de migración larvaria habitualmente utilizado es el método Baermann-Wetzel.

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Material necesario para realizar la tinción de Heine.

Es necesario pesar la muestra antes de procesarla para poder sistematizar los resultados y emitir los resultados como eliminación de “n” formas parásitas por gramo de heces.

Flotación simple.

Método de sedimentación en copa.

Aparato de Baermann.

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Protocolos Tinción de Heine (tinción negativa) 1 Colocar en el portaobjetos una pequeña cantidad de heces diarreicas. 2 Añadir una gota de fucsina básica fenicada y extender la mezcla. 3 Secar al aire, añadir aceite de inmersión y colocar un cubreobjetos. 4 Examinar a 400x.

Técnica de Ziehl-Neelsen modificada 1 Realizar una extensión de heces diarreicas y secar al aire. 2 Fijar en metanol absoluto durante 5 minutos. 3 Secar al aire. 4 Teñir en la solución de fucsina durante 20 minutos. Lavar con agua. 5 Decolorar con ácido sulfúrico 2 %, 20 segundos. Lavar con agua. 6 Teñir con verde malaquita durante 5 minutos. Lavar con agua. 7 Montar en aceite de inmersión, colocar cubreobjetos y observar al M.O. a 400x.

Flotación simple 1 Diluir las heces en una solución salina (generalmente de cloruro sódico). 2 Eliminar los elementos groseros. 3 La mezcla resultante se deja reposar un minuto. 4 Sobre la superficie depositamos un cubreobjetos.

Tinción de Heine. Los ooquistes de Cryptosporidium parvum aparecerán como pequeñas estructuras circulares refringentes sin teñir sobre fondo rojo-fucsia.

5 Esperar 45’ y recoger el cubreobjetos verticalmente con un movimiento rápido para que no se caiga el liquido residual con los parásitos, se deposita en un portaobjetos y se observa al microscopio óptico.

Método de McMaster modificado Es la técnica de flotación más utilizada, su solución de trabajo es la solución salina saturada. Permite evidenciar y cuantificar la cantidad de ooquistes, huevos de nematodos y de cestodos eliminados en las heces. 1 Pesar 3-4,5 g de heces (pequeños/grandes herbívoros). 2 Disgregar las heces en un mortero o en un recipiente de plástico con perlas de vidrio y añadir 40,5-42 ml de agua. Agitar vigorosamente. 3 Filtrar la emulsión por mallas (400-500 y 150-160 µm) o bien un colador con una doble capa de gasa. 4 Recoger el filtrado, homogeneizar y llenar un tubo de ensayo de 10 ml. 5 Centrifugar el tubo durante 3 minutos a 1500 rpm. 6 Eliminar el sobrenadante, agitar el sedimento y añadir solución salina saturada hasta el nivel anterior (10 ml). 7 Homogeneizar el contenido invirtiendo varias veces el tubo y con ayuda de una pipeta Pasteur cargar las dos hemicámaras de una cámara de McMaster. Volumen de cada hemicámara = 0.5 ml (ambas hemicámaras 1 ml). Volumen de cada retícula = 0.15 ml (ambas retículas 0.3 ml).

12

Técnica de Ziehl-Neelsen. Los ooquistes de Cryptosporidium parvum aparecen como pequeñas estructuras circulares de color rojo-fucsia (por la fucsina), no siempre homogéneo, sobre un fondo verde-azulado.


8 Enfocar la parte superior de la cámara de McMaster al M.O. de tal forma que podamos ver nítidamente la retícula, observaremos las dos hemicámaras completas (1 ml) y en caso de grandes recuentos sólo leeremos las retículas de la cámara (0.3 ml) y procederemos a la cuantificación de formas parasitarias según los siguientes cálculos. Cálculo de la carga parasitaria de la muestra (Eliminación de ooquistes o huevos por gramo de heces OPG o HPG). La retícula de la cámara de McMaster está especialmente indicada para facilitar la lectura de los análisis en flotación, no obstante en ocasiones, con el fin de aumentar la sensibilidad de la técnica, se leen las dos hemicámaras completas. Si se ha leído sólo las dos retículas (0,3 ml), la eliminación se calcula como sigue:

nº de formas parasitarias contadas (A): 0,3 ml nº de formas parasitarias totales (T): 45 ml (3 g + 42 ml)

T =

45 x A = A x 150 0,3

OPG o HPG =

T A x 150 = = A x 50 3 3

Si se ha leído la cámara completa (1 ml), el cálculo será:

nº de formas parasitarias contadas (A): 1 ml nº de formas parasitarias totales (T): 45 ml (3 g + 42 ml)

T =

45 x A = A x 45 1

OPG o HPG =

T A x 45 = = A x 15 3 3

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Protocolos Principales salmueras empleadas en el diagnóstico de los parásitos ovinos Solución

Concentración (densidad)

Observaciones

Cloruro sódico

a saturación (1,18)

Es buena para ooquistes de Eimeria y la mayoría de huevos y larvas de nematodos y algunos huevos de cestodos. No flotan huevos grandes de nematodos, huevos de trematodos, larvas de nematodos pulmonares.

Sulfato de Zinc

al 33 % (1,18)

Vale incluso para Fasciola hepatica. Tiene el inconveniente de que los huevos se deforman a gran velocidad, por lo que hay que leer rápido o bien hacer lavados ya que una vez rehidratados los huevos recuperan forma y tamaño habitual.

Iodomercuriato

(1,20)

Sulfato de Magnesio

al 35 % (1,28)

Es caro y agresivo para el material y equipos. Flotan todos los parásitos. Es buena para ooquistes de Eimeria y la mayoría de huevos y larvas de nematodos y algunos huevos de cestodos. Flotan huevos grandes de nematodos, huevos de trematodos, larvas de nematodos pulmonares.

Con densidades superiores a 1,3 flotan casi todas las formas parasitarias pero pueden presentar varios inconvenientes: flotarán también gran cantidad de partículas fecales que dificultan la observación. Las formas parasitarias se pueden deformar si no se leen inmediatamente, con la consiguiente dificultad en su identificación. Algunas soluciones (iodomercuriato potásico) son muy corrosivas para los materiales.

Método de sedimentación en copa Se utiliza para identificar formas parasitarias de alta densidad. 1 Pesar 10 g de heces. 2 Disgregar las heces en un mortero o en un recipiente de plástico con perlas de vidrio y agua. 3 Filtrar por mallas (400-500 y 150-160 µm) o colador y doble capa de gasa. 4 Verter el filtrado obtenido en una copa de sedimentación y rellenar con agua hasta los 500 o 1000 ml. 5 Dejar reposar 20 minutos, eliminar el sobrenadante y volver a rellenar con agua hasta los 500 o 1000 ml. 6 Realizar unos 4-5 lavados de igual manera hasta que el sobrenadante quede limpio. 7 Desechar el último sobrenadante dejando sólo 50 ml de sedimento. 8 Homogeneizar el sedimento y con pipeta Pasteur llenar una cámara de recuento (Cámara de McMaster). 9 Efectuar el recuento de las formas parasitarias presentes enfocando el fondo de las dos hemicámaras que componen la cámara de McMaster.

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Cálculo de la carga parasitaria de la muestra (Eliminación de huevos por gramo de heces HPG). La lectura se realiza en el fondo de la cámara por lo que estaremos analizando todas las formas parasitarias (A) presentes en 1 ml. Considerando que todas las formas de los 10 g iniciales han quedado sedimentadas en los 50 ml de la copa de sedimentación, la cuantificación se realizará de acuerdo a las siguientes fórmulas:

nº de formas parasitarias contadas (A): 1 ml nº de formas parasitarias totales (T): 50ml

T =

50 x A = A x 50 1

nº de formas parasitarias totales (T): 10 g nº de huevos por gramo de heces (HPG): 1 g

HPG =

A x 50 =Ax5 10

Algunos huevos como Nematodirus, Fasciola, Dicrocoelium, Moniezia o Trichuris son fácilmente identificables en la flotación. Sin embargo, la gran similitud morfométrica de los huevos de estrongilados gastrointestinales hace que su identificación sea cuanto menos complicada por lo que es recomendable cultivar los huevos hasta que se forme el estadio infectante (L3) que son más fácilmente diferenciables.

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Descripción de las principales formas parasitarias eliminadas en las heces de los pequeños rumiantes

Protozoos

Género

Medidas

Descripción

Giardia

14 x 8 µm

Formas vegetativas.

Cryptosporidium

5-7 µm

Son ooquistes esféricos tan pequeños que debemos recurrir a su tinción

Eimeria

17-56 µm

para observarlos. Recién eliminados, los oquistes son ovoides o esféricos, refringentes, con un abultamiento en el polo menor (micropilo) y el cigoto esférico en su interior y una vez esporulados presentan cuatro esporoquistes con dos esporozoitos en su interior. Nematodos

Estrongilados* Trichostrongylus

79-118 x 31-56 µm

Ovales, con los polos ligeramentedesiguales, la cáscara es fina, segmentado.

Ostertagia/ Teladorsagia

80-103 x 40-56 µm

De ovales a elipsoidales, no muy anchos, con una mórula con muchos blastómeros pequeños.

Haemonchus

70-85 x 41-48 µm

Ovales y con los polos asimétricos, embrionados con 16 a 32 células.

Cooperia

70-83 x 32-36 µm

Polos iguales y redondeados, paredes paralelas, con 16-32 células.

Bunostomum

79-97 x 47-57 µm

Ovales, de extremos redondeados menos de 16 células embrionarias con granulación oscura.

Chabertia

83-105 x 47-59 µm

De ovales a elipsoidales, anchos y con polos ligeramente achatados con 16-32 blastómeros pequeños.

Oesophagostomum

70-76 x 36-40 µm

Ovales, cáscara fina, anchos, polos similares, 8-16 células grandes.

Nematodirus

150-230 x 67-110 µm Huevos grandes, elípticos. En su interior se encuentra el embrión dividido en 4-8 blastómeros, dejando un amplio espacio lleno de líquido entre las paredes del huevo.

Marshallagia

160-200 x 75-100 µm Huevos grandes de bordes paralelos con un extremo redondeado. En su interior se ve una mórula de 16 a 32 blastómeros.

Strongyloides

45-65 x 25 µm

Huevos semejantes a los estrongilados pero más pequeños, con los polos aplanados y conteniendo la larva formada en su interior.

Skrjabinema

54-63 x 30-34 µm

Son asimétricos, con los polos picudos ligeramente redondeados y color gris pálido, casi traslúcido, dejando ver en su interior un embrión. La cáscara es gruesa.

Trichuris

70-80 x 25-40 µm

Huevos con forma de limón característica, de color marrón con dos

Capillaria

40-50 x 22-25 µm

Huevos semejantes a los de Trichuris, pero más pequeños, con

tapones polares refringentes en los polos claramente sobresalientes. los tapones polares poco sobresalientes, paredes casi paralelas y los polos más aplanados.

* Huevos muy semejantes en los distintos géneros. Son de mediano tamaño, grisáceos, de forma más o menos alargada o elíptica, observándose en su interior el embrión que puede ocupar todo el huevo o sólo la parte central.

16


Descripción de las principales formas parasitarias eliminadas en las heces de los pequeños rumiantes (continúa)

Cestodos

Género

Medidas

Descripción

Moniezia benedeni

80-90 µm

Huevos de mediano tamaño, cuadrangulares, de cápsula gruesa refringente, con la oncosfera en su interior rodeada por el aparato piriforme (forma de pera).

Trematodos

Moniezia expansa

50-60 µm

Igual que M. benedeni pero de forma triangular.

Avitellina

45 x 20 µm

Huevos sin aparato piriforme.

Thysaniezia

25 µm


Stilesia

25 µm


Paramphistomum

125-180 x 75-103 µm

Huevos muy grandes (algo mayores que Fasciola), elípticos, con un opérculo polar transparente. El contenido es de color gris y ocupa todo el huevo.

Fasciola

130-150 x 70-90 µm

Dicrocoelium

38-45 x 22-30 µm

Huevos muy grandes, elípticos, con un opérculo polar transparente. El contenido es amarillento y ocupa todo el huevo. Huevos pequeños, de forma elíptica asimétrica, opérculo poco visible, de color marrón. En su interior se aprecian dos manchas germinales más oscuras cerca de uno de los polos y dispuestas transversalmente.

Schistosoma

132-247 x 38-60 µm

Son fusiformes y terminan afilados en un polo, aunque los más pequeños con frecuencia son ovales.

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Principales formas parásitas que se pueden encontrar en un análisis coprológico de heces ovinas (técnicas de flotación/sedimentación)

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Huevo de estrongilado gastrointestinal.

Huevo de Nematodirus.

Huevos de Nematodirus y estrongilado gastrointestinal.

Huevo de Strongyloides.

Huevo de Skjrabinema.

Huevo de Trichuris.

Huevo de Moniezia.

Huevo de Moniezia (hinchado).

Huevo de Fasciola.

Huevo de Dicrocoelium.

Huevo de Schistosoma.

Ooquiste de Cryptosporidium.

Ooquistes de Eimeria sin esporular.

Ooquiste de Eimeria esporulado.

Artefacto.


Técnica de coprocultivo Su objetivo es permitir la identificación genérica y específica de los parásitos correspondientes al Orden Strongylida, que como indicamos previamente sus huevos son morfológicamente similares (excepto Nematodirus). Para ello se trata de proporcionar a los huevos las condiciones necesarias para permitir el desarrollo exógeno de estos nematodos desde la fase de huevo hasta obtener larvas de tercer estadio o L3, que serán recogidas por el método de Baermann-Wetzel. Las larvas así obtenidas son morfológicamente diferenciables fijándonos en aspectos como longitud de la cola, número de células intestinales o tamaño de la larva, entre otros. 1 Tomar una cantidad de heces variable (50-100 g) y disgregarlas un poco en un mortero. 2 Humidificar las heces con pulverizador o añadir un absorbente (sepiolita) en función de su consistencia. 3 Mantener la mezcla en una estufa a 22-25 ºC durante 7-10 días, o a temperatura ambiente durante 20-30 días (15 días si hemos observado la presencia de huevos de Nematodirus sp. en el McMaster). 4 Remover la muestra cada 48 horas, con objeto de conseguir una oxigenación correcta, y humidificar si fuera necesario. 5 Recuperar las larvas de tercer estadio formadas mediante el aparato de Baermann. 6 Identificar en el microscopio las larvas por su morfología. 7 Para inmovilizar las larvas añadir unas gotas de lugol.

Criterio de clasificación de las larvas de nematodos gastrointestinales ovinos Extremo posterior (E.P.)

Tamaño de la larva (L.T.)

corto (<40 µm)

muy grandes (>1000 µm)

medio (40-110 µm)

grandes (700-820 µm)

largo (>110 µm)

medianas (640-700 µm) pequeñas (600-640 µm) muy pequeñas (<600 µm)

esófago

C. I.

E. P.

vaina

A. L. C. ano L. T. L.T. = Longitud total de la larva. L.C. = Longitud de la cola de la vaina. A. = Anchura.

C.I. = Células intestinales (tamaño número y forma son importantes). E.P. = Extremo posterior. 19


Principales características empleadas para la identificación de larvas de tercer estadio de los nematodos gastrointestinales ovinos Larva de tercer estadio

Células intestinales*

Células intestinales*

Esófago

Espacio posterior corto

Espacio posterior medio

Espacio posterior largo

* El número, tamaño y forma de las células intestinales es importante en el diagnóstico.

Clave para la identificación de las larvas de los principales nematodos gastrointestinales ovinos ■

Larvas sin vaina: Strongyloides. Tienen el esófago bien visible, llega hasta más o menos la mitad del cuerpo de la larva.

■

Larvas con vaina: ■

Larvas con vaina y E.P. corto: Larvas grandes (L.T.: 797-959 µm, A.: 24 µm), el E.P. acaba en forma cónica aguda, tienen 16 C.I. triangulares, la cola de la larva es redondeada, la cabeza es plana. Ostertagia-Teladorsagia. Larvas pequeñas (L.T.: 619-796 µm, A.: 20 µm), el E.P. acaba en forma cónica aguda, tienen 16 C.I. Trichostrongylus.

■

Larvas con vaina y E.P. medio: Larvas grandes (L.T.: 700-977 µm, A.: 25 µm), el E.P. tiene forma de pincho, tienen 16 C.I. pentagonales y dos corpúsculos refringentes en el límite de cavidad bucal. Cooperia. Larvas medianas (L.T.: 650-825 µm, A.: 24 µm), el E.P. acaba en forma aguda a veces con un doblez característico, tienen 16 C.I. que al inicio del intestino son pentagonales y al final son rectangulares, con dos células terminales y sin corpúsculos refringentes. Haemonchus.

■

Larvas con vaina y E.P. largo: Larvas muy grandes (L.T.: 933-1160 µm, A.: 25 µm), tienen 8 C.I. triangulares; la cola de la larva presenta en la parte dorsal una incisura o prolongaciones finales. Nematodirus. Larvas grandes (L.T. : 756-915 µm, A.: 25 µm), tienen 32 C.I. triangulares y esófago bien visibles. Oesophagostomum. Larvas medianas (L.T.: 710-789 µm, A.: 24 µm), el E.P. es afilado o cónico, tienen 32 C.I. y esófago bien visibles. Chabertia. Larvas pequeñas (L.T.: 450-850 µm, A.: 20 µm), tienen 16 C.I. no bien delimitadas, el esófago consta de una parte anterior poco visible y una posterior muy refringente con una dilatación en forma de embudo. Bunostomum.

20


Protocolos Método de Baermann-Wetzel (migración larvaria) Para la recuperación de las larvas presentes en las heces ovinas se utiliza la tendencia hidrófila de las mismas siendo este método el más empleado. 1 Pesar 10-20 g de heces. 2 Disgregar un poco las heces y envolverlas en una gasa doble formando un paquete que se cierra anudando los extremos. 3 Colocar el conjunto en el aparato de Baermann (un embudo de plástico con un tubo de goma adaptado a su extremo y sellado por una pinza). 4 Añadir agua hasta cubrir las heces. 5 Añadir al agua unas gotas de solución jabonosa (para romper la tensión superficial y evitar que las larvas se queden adheridas a la superficie del agua). 6 Dejar 6-8 horas a temperatura ambiente (las larvas por su tendencia hidrófila saldrán de las heces al agua y poco a poco irán sedimentando). 7 Recoger del extremo del tubo de goma 10 ml del contenido líquido en un tubo de ensayo. 8 Homogeneizar el contenido del tubo de ensayo, llenar la cámara de McMaster con ayuda de una pipeta Parteur y realizar el recuento de las larvas observadas en ambas hemicámaras (1 ml) enfocando al fondo de la preparación. Cálculo de la carga parasitaria de la muestra (larvas por gramo de heces o LPG)

nº de formas parasitarias contadas (A): 1 ml nº de formas parasitarias totales (T): 10ml

T =

10 x A = A x 10 1

T: 20g

LPG: 1g

LPG =

A / 10 = A /2 20

21


Las L1 de nematodos broncopulmonares se detectan directamente en las heces y tras recuperarlas por la técnica de Baermann-Wetzel y montarlas entre porta y cubreobjetos, se pueden identificar. Un sistema muy simple para clasificarlas es separarlas en grandes (Dictyocaulus) o pequeñas (protostrongílidos). A su vez, las L1 de los protostrongílidos pueden tener una espina en su extremo caudal (Muellerius y Cystocaulus) o no tenerla (Neostrongylus y Protostrongylus), por lo que se pueden identificar con relativa facilidad.

Descripción de las larvas de primer estadio de nematodos broncopulmonares ovinos

22

Especie

Medidas

Descripción

Dyctiocaulus filaria

550-580 µm

Larvas mucho mayores que las de protostrongílidos Extremo anterior con una protuberancia protoplasmática (botón cefálico). Cola roma.

Protostrongylus rufescens

300-400 µm

Cola en punta, sin espinas ni ondulaciones.

Cystocaulus ocreatus

360-480 µm

Cola curvada, terminada en punta, con una porción basal y otra distal con una cresta cuticular en su zona media y una desviada dorsalmente.

Muellerius capillaris

290-320 µm

Cola curvada, lisa, terminada en punta ondulada y con una espina dorsal.

Neostrongylus linearis

290-320 µm

Cola recta en su parte distal, en forma de lanceta, con una porción basal de la que sale una pequeña espina.


Al igual que ocurría con los huevos de estrongilados gastrointestinales, la identificación de los ooquistes de las diversas especies de Eimeria del ganado ovino es muy difícil cuando están recién eliminados. Para facilitar su identificación, se emplea la técnica de la esporulación.

Técnica de esporulación de ooquistes Se trata de proporcionar a las ooquistes recién eliminados (prácticamente indistinguibles entre sí) las condiciones adecuadas para que se desarrollen a la forma infectante: ooquiste esporulado. Los ooquistes esporulados de las especies de Eimeria son del tipo 4 x 2 (4 esporoquistes con 2 esporozoítos cada uno) y con cierta experiencia se pueden diferenciar entre sí mediante sus características morfométricas. 1 Hacer una concentración de ooquistes por centrifugación o por flotación. Salvo que hayamos contado en el McMaster una gran eliminación de ooquistes por gramo de heces. 2 Una vez concentrados los ooquistes se mezclan en una placa de Petri grande con una solución oxidante (dicromato potásico al 1-2 % o ácido sulfúrico) al abrigo de la luz, a temperatura ambiente o en estufa a 20 ºC, ventilando a diario para proporcionar oxígeno. 3 En tres o cinco días tendremos ooquistes esporulados que resisten mucho tiempo (si hacemos flotación cada día, podremos ver el desarrollo de los esporozoitos).

Descripción de los ooquistes de las principales Eimeria spp. de los ovinos Eimeria spp.

Localización

Forma

E. ahsata

ID

Elipsoide

E. bakuensis

ID

Elipsoide alargada

E. crandallis

Ileon, ciego y colon

Elipsoide

18-25 x 15-23

41-65

E. faurei

ID, IG

Ovoide

25-38 x 18-25

24-41

µm

horas

27-43 x 19-35

16-32

23-33 x 18-24

24-42

Forma de urna

23-38 x 18-32

36-41

Elipsoide

40-67 x 30-51

68

Elipsoide

15-22 x 11-14

72

Ileon, ciego y colon

Ovoide a esférica

18-28 x 15-25

24-44

E. marsica E. ovinoidalis

Esporulación

ID, ciego

E. granulosa E. intricata

Dimensiones

Elipsoide

12-17 x 10-15

24-44

E. parva

ID

Esferoide a elipsoide

15-23 x 15-21

48-68

E. weybridgensis

ID

Elipsoide a subesférica

17-30 x 14-19

45

E. pallida

23


Ooquiste de Eimeria recién eliminado.

Ooquistes de Eimeria recién eliminados.

Ooquiste de Eimeria tras la esporulación.

Análisis de piel Recogida directa de ectoparásitos Los ectoparásitos más grandes (moscas adultas y larvas, garrapatas, piojos, etc.) se recogen directamente con la ayuda de unas pinzas, pinceles (si son muy móviles, como las pulgas, pueden inmovilizarse previamente con un poco de alcohol), etc. Como es natural, su observación puede ser difícil en el ganado ovino, excepto después del esquileo, por ello puede ser interesante la búsqueda de ejemplares de pulgas en los apriscos o de garrapatas en la vegetación.

Tras la esquila es un buen momento para inspeccionar las ovejas en busca de ectoparásitos.

24


Raspado cutáneo En el diagnóstico de las sarnas, hay determinados síntomas que permiten suponer el proceso, como es la elevada contagiosidad, el tipo y la zona de localización de las lesiones, etc. A pesar de que el diagnóstico clínico puede ser claro, debe intentarse la comprobación de los ácaros obtenidos por raspado de las lesiones. Algunos tratados recomiendan calentar los animales con mantas o mediante ejercicio para facilitar la salida de los ácaros. Después se raspa (con un cuchillo, con tijeras o con un bisturí) un trozo de piel. Es conveniente que el raspado sea bien profundo para asegurarnos de que extraemos bien los ácaros (incluso hasta hacer sangrar un poco). Costras procedentes de raspado.

Examen directo de costras de sarnas 1 El material de raspado se puede observar directamente pero es preferible incubar las costras (30 ºC durante un mínimo de 8 horas). 2 Se puede colocar el material de raspado entre porta y cubre objetos para visualizar los parásitos al microscopio óptico pero es preferible la observación previa en el estereomicroscopio (lupa) y recoger los ácaros vivos. 3 Para la identificación específica debemos hacer preparaciones para el microscopio en Bálsamo de Canadá, Depex u otro líquido de montaje. Si el resultado es negativo y existe sospecha clínica deberemos recurrir a la digestión de las costras y a la posterior concentración de los ácaros.

Digestión de costras de sarna y concentración con sacarosa ■

Poner la muestra en tubo de ensayo con KOH al 10 % hasta el borde e incubar a 37 ºC durante 24 horas.

■

Centrifugar a 3000 r.p.m. durante 3 minutos.

■

Eliminar el sobrenadante y añadir al sedimento el mismo volumen de sacarosa.

■

Centrifugar a 1500 r.p.m. durante un máximo de 2 minutos.

■

Añadir sacarosa al tubo hasta formar un menisco. Colocar un cubreobjetos y esperar 1 minuto.

■

Retirar el cubre y observarlo al M.O. a 400 aumentos (búsqueda de adultos, larvas y huevos).

Demodex.

Sarcoptes.

Psoroptes.

Chorioptes. 25


Análisis de sangre Frotis sanguíneo Su objetivo es detectar la presencia de parásitos en el interior y exterior de las células sanguíneas. Es fundamental realizar el frotis inmediatamente después de la extracción pues si las células hemáticas se alteran, aunque sea mínimamente, es prácticamente imposible detectar los hemoparásitos. El momento de la extracción es también importante, seleccionando los períodos febriles para detectarlos con mayor facilidad. ■

Colocar una gota no muy grande de sangre en un extremo del portaobjetos (que debe estar perfectamente limpio y desengrasado).

■

Desplazar rápidamente un cubreobjetos con una inclinación de unos 45º desde la parte libre del portaobjetos hasta que contacte con la gota de sangre que se expanderá lateralmente. Dependiendo de la viscosidad y la cantidad de sangre, el cubreobjetos puede inclinarse más o menos para obtener la extensión del grosor deseado.

■

Desplazar el cubreobjetos arrastrando la sangre hacia la porción libre del portaobjetos hasta que toda la sangre quede extendida en él.

■

Secar al aire. Es conveniente secar los portaobjetos en una superficie y boca abajo para evitar que se depositen partículas de polvo.

■

Una vez seco se fija según la técnica de tinción que vayamos a emplear (metanol puro, May-Grünwald u otro fijador durante 3-5 minutos) y se deja secar al aire. Una vez fijado el frotis se puede proceder a su tinción por cualquiera de los métodos

tradicionales, si bien no es necesario hacerlo con la misma urgencia que la fijación. Como norma, para evitar que aparezcan depósitos en la preparación, conviene que los colorantes estén recién filtrados o al menos que se filtren diariamente, siendo preferible emplear cubetas de tinción verticales que colocar el portaobjetos horizontalmente y cubrirlo con colorante.

Un frotis con una sola capa de células nos facilitará la observación de los hemoparásitos tanto dentro como fuera de las células.

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Un frotis grueso no nos permitirá la observación correcta de los hemoparásitos.


Tinción Giemsa 1 Fijar con metanol puro durante 3-5 minutos. 2 Cubrir la preparación con el colorante de Giemsa, dejando que actúe durante 20 minutos (2-3 gotas de Giemsa por ml de agua destilada). 3 Transcurrido el tiempo, lavar con agua destilada sobre el colorante hasta que el agua salga totalmente limpia. 4 Dejar secar al aire y observar a 400 o 1000 aumentos.

Morfología Morfología de losde principales los principales parásitos parásitos sanguíneos sanguíneos de losde pequeños los pequeños rumiantes rumiantes Género

Babesia

Theileria

Descripción

Morfología

Tamaño

Hospedador

Pequeñas:

Ovino

1-2,5 µm

Caprino

Merozoítos en glóbulos rojos

Piriforme Oval Ameboide Redondeada

Merozoítos en glóbulos rojos. Con Giemsa: citoplasma eosinofílico, con un grano basófilo de cromatina en un extremo. Individualizados, parejas o tétradas (Cruz de Malta). Merontes en glóbulos blancos.

Redondeadas Ovoides Anulares Coma Varilla

Grandes: 2,5-5 µm

0.5-6 µm

Caprino

Ovino Caprino

Especie

B. ovis

B. motasi

T. hirci

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Recogida de garrapatas del medio ambiente Técnica de arrastre para la recogida de garrapatas Es un método estándar de recogida de garrapatas del suelo. Se trata de pasar una toalla de felpa por la vegetación de tal manera que las garrapatas se prendan a él como si fuese un hospedador. Su principal interés es detectar las diferentes especies de garrapatas que afectan al ganado de cada zona y el índice de abundancia de las mismas (número de garrapatas recogidas cada 100 minutos de muestreo). Además nos permitirá predecir la epidemiología de dichas especies y, en parte, la aparición de las enfermedades transmitidas por ellas. Aunque es una técnica muy sencilla de realizar es necesario conocer la etología de cada especie (forma de prenderse al hospedador, hábitat, etc.).

Técnica de arrastre para la recogida de garrapatas ■

Se pasa una toalla de felpa de 2 x 2 m por el suelo.

■

Cada 5 minutos se vuelve la toalla y se observan y recogen las garrapatas que se han prendido a la misma.

■

Se muestrea un tiempo de 30 minutos y a poder ser en varias zonas de la explotación. Recogida de garrapatas en toalla de felpa.

Técnica de recogida de hierba para la obtención de larvas infectantes de tricostrongílidos Su objetivo es recuperar el número de larvas infectantes (L3) de tricostrongílidos presentes en el pasto. Su interés no es obtener un dato puntual sino establecer el grado de contaminación de las praderas de pastoreo a lo largo de toda la temporada mediante muestreos quincenales o mensuales, con la finalidad de determinar los periodos de mayor riesgo de infección para los ovinos.

Técnica de recogida de la hierba Áreas húmedas y/o praderas de regadíos parceladas. Las praderas se muestrearán siguiendo un trayecto en zigzag de ida y otro de vuelta a modo de “W” (100 puntos por trayecto). En cada punto del recorrido, cada 4 o 5 pasos, con la ayuda de unas tijeras se cortará la hierba a ras de suelo o se recogerán pellizcos de hierba con la mano en cuatro puntos (N-S-E-O) evitando coger tierra y raicillas que además de interferir en el diagnóstico pueden contener nematodos de vida libre. Las muestras de hierba se introducirán en bolsas de plástico duro (una bolsa a la ida y otra a la vuelta). En total se tomarán unas 400 tomas por muestra/bolsa que pesarán entre 250 y 500 g en función de la época del año. Áreas secas de grandes extensiones. Se debe seleccionar una parcela de 1-2 hectáreas, representativa del polígono de pastos, que habitualmente sea pastada. En este caso se seguirá una trayectoria lineal en rectángulo a modo de “U” a la ida y otra a la vuelta; cada 5-10 pasos se muestrearán 100 puntos por cada recorrido tomando las cuatro pinzas de hierba (N-S-E-O) recogiendo por tanto un total de 400 puntos por bolsa en cada uno de los trayectos.

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1

Procesado y separación de larvas infectantes. Una vez que la hierba llega al laboratorio, se pesa e introduce en cubos con agua tibia (unos 10 litros por cada 250 g) añadiendo un humectante/detergente (Tween 80 o un lavavajillas de uso doméstico), removiendo al menos cinco minutos para facilitar el desprendimiento de las larvas. Se deja unas 24 horas en remojo agitando con una varilla de vidrio de vez en cuando. Transcurrido este tiempo, se extrae la hierba con un colador grande, se lava, se escurre bien y se introduce en una bandeja metálica para su desecación en la estufa. Una vez seca la hierba se pesa para obtener el porcentaje de materia seca.

2

El agua del cubo y del lavado se filtra por dos tamices superpuestos de 20 y 30 cm de diámetro, de 150 y 20 micras de luz de malla respectivamente. En este último quedan retenidas las larvas. En esta operación, a medida que vertemos el agua del cubo sobre el tamiz vamos lavando el mismo con agua tibia a presión para facilitar el filtrado. El sedimento retenido por el segundo tamiz se traspasa a un bote de plástico de 100 ml aclarando bien el mismo para que no queden residuos.

3

Se guardan en refrigeración y a las 24 horas, evitando agitar el bote, se quita el sobrenadante con una trompa de vacío hasta dejar un sedimento de 20-30 ml que se introduce en una probeta graduada (lavando bien el bote) y enrasando hasta conseguir un volumen final de 30-40 ml.

4

Se homogeniza el contenido de la probeta soplando con una pipeta “de boca ancha” y se toma una parte alícuota (5 ml por muestra procesada) que introducimos en tubos anchos de centrífuga de cabezal oscilante, rellenando los mismos con solución salina hasta dejar un menisco ligeramente convexo al que se adhiere un cubreobjetos sin derramar líquido. Se centrifuga a 3000 r.p.m. durante 5 minutos.

5

Se centrifuga tres veces, removiendo el sedimento, con una varilla fina, para evitar que el sedimento retenga larvas. Después de cada centrifugación, el cubreobjetos se deposita en un portaobjetos sobre el que hemos puesto una gota de lugol. Los nematodos de vida libre, al no poseer vaina, se tiñen más intensamente que las larvas infectantes de nematodos gastrointestinales.

6

Las larvas se identifican de igual manera que las obtenidas en el coprocultivo.

Cálculo de la carga parasitaria de la muestra En el microscopio óptico se cuentan las larvas existentes en los tres cubreobjetos. Este número representa al total de larvas en la alícuota (5 ml), por lo que deberemos multiplicar por seis o por ocho (según hayamos enrasado el sedimento en la probeta a 30 o 40 ml, respectivamente) y luego se multiplica por mil y se divide por el peso de la hierba (una vez seca) para saber el número total de larvas infectantes por kilo de materia seca de hierba.

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Análisis post mórtem: necropsia Las metodologías anteriores son de gran valor diagnóstico a pesar de su relativa sencillez; no obstante, al tratarse de determinaciones indirectas no siempre reflejan fielmente la carga parasitaria del animal. Por ello, ante un proceso morboso que produce bajas o graves descensos en la producción, debemos recurrir a la necropsia de los animales muertos o incluso en ocasiones es recomendable el sacrificio de algún animal con sintomatología. El objetivo de la necropsia es la valoración de la carga parásita, esto es, separar a los parásitos del contenido y de las paredes de las diferentes vísceras, contarlos e identificarlos. Por ello, omitimos una serie de procedimientos habituales en una necropsia reglada y nos referimos exclusivamente a aquellos de interés para el diagnóstico de las parasitosis. Esto no quiere decir que la necropsia no deba ser sistemática, ordenada y completa. Todo el personal que intervenga en la necropsia debe utilizar guantes y demás vestuario protector del que se pueda disponer. La necropsia parasitológica debe ser realizada inmediatamente después del sacrificio, en caso contrario, el cadáver debe mantenerse en refrigeración. Si no hay más remedio, se puede conservar mucho más tiempo en formol 10 % o alcohol 70 %, o bien en congelación, pero luego la necropsia y el procesado, recuperación, montaje e identificación de los parásitos es algo más complicado. Los principales inconvenientes del estudio post mórtem son el coste económico y que la eficacia de la técnica depende, en muchos casos, de la rapidez de actuación, siendo muy importante realizar la necropsia en el menor tiempo posible desde la muerte del animal. Sin embargo, generalmente obtendremos la mejor información posible acerca del nivel de parasitación y además podremos investigar otros procesos morbosos que pudieran complicar el cuadro clínico.

Protocolo Antes del sacrificio se tomarán muestras de sangre así como otras muestras que consideremos oportunas según las enfermedades de origen no parasitario más frecuentes de la zona. Tras el mismo, haremos una inspección externa completa en busca de lesiones y/o ectoparásitos y anotaremos los signos clínicos visibles, casi nunca patognomónicos (diarrea, anorexia, secreción nasal, anemia, etc.).

Extracción de sangre.

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Lesiones costrosas.

Síntoma de cenurosis.

Exceso de secreción mucosa.

Edema submandibular.

Diarrea en cordero de pocos días de vida.

Garrapatas y miasis en un muflón.

31


A continuación empezaremos el examen interno abriendo ca-

En la cavidad torácica se procederá de igual manera procu-

vidad abdominal por la línea alba. Haremos una inspección en

rando extraer la tráquea y el esófago junto con los pulmones y el

busca de lesiones macroscópicas o la posible presencia de filaroi-

corazón. En este caso aprovecharemos para observar la presen-

deos o de metacestodos. Seguidamente, extraeremos todas las

cia de nódulos, lesiones a nivel pulmonar, cisticercos en corazón

vísceras en bloque y las depositaremos extendidas sobre una su-

o diafragma y para tomar algunas muestras de músculo diafrag-

perficie limpia. Examinaremos éstas externamente y procedere-

mático, intercostal, etc.

mos a separarlas. Si no se va a procesar inmediatamente el tracto

Una vez hecha la evisceración, procederemos a la inspección

digestivo, realizaremos dobles ligaduras entre las diversas porcio-

de la canal en busca de lesiones, quistes, cisticercos, etc. Mu-

nes y cortaremos y separaremos abomaso, intestino delgado, in-

chas veces no hay signos evidentes en la canal, pero sí se pue-

testino grueso, etc. evitando así la pérdida de contenido o su tras-

den observar ciertos signos que apotarán información para llegar

paso de unas a otras. Cada víscera o porción anatómica se debe

a un diagnóstico (cantidad y coloración de la grasa, atrofia de ór-

introducir en un recipiente hermético debidamente etiquetado. De

ganos, pérdida de masa muscular…).

la última porción del recto se extraerá una cantidad de heces sufi-

La cabeza se recogerá íntegramente para su estudio en el

ciente para la realización de los análisis coprológicos pertinentes.

laboratorio o bien se puede proceder a su apertura in situ según se indica más adelante.

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Apertura de cavidad abdominal por línea alba.

Evisceración.

Separación de las distintas porciones.

Riñón atrofiado.


Atrofia auricular.

Hematomas en el ciego.

Vejiga repleta.

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Procesado individual de las distintas vísceras o sistemas Cabeza Se hace una primera inspección externa y en el caso de infecciones intensas podemos ver larvas de moscas en fosas nasales, boca o faringe. Si un cenuro produce atrofia en los huesos craneales, se puede palpar una zona que cede a la presión. Con un serrucho eléctrico o con la ayuda de un hacha pequeña y un martillo se abre longitudinalmente la cabeza (previamente se retira la piel en la zona de corte). Una vez abierta, se observan las fosas y senos nasales, faringe, laringe, ojos, coanas, cerebro y cerebelo en busca de larvas de oéstridos (Oestrus ovis) o de cenuros (Coenurus cerebralis). A continuación, al retirar la masa encefálica se observa el espacio subdural en busca de nematodos filaroideos, muy poco frecuentes en los ovinos españoles.

Esófago Externamente se buscarán macroquistes de sarcosporidios [Sarcocystis ovifelis (gigantea)]. Posteriormente realizar una apertura longitudinal y observar la mucosa en busca de adultos de Gongylonema pulchrum o sus trayectos sinuosos. Larva de oéstrido.

Tracto respiratorio En el parénquima pulmonar se buscarán abscesos, quistes hidatídicos o nódulos parasitarios debidos a protostrongílidos. Al abrir longitudinalmente la tráquea, los bronquios y los bronquiolos, con frecuencia encontraremos las vías respiratorias llenas de espuma, sangre y restos de comida, por lo que se lavarán con agua templada con cuidado para no arrastrar y perder los parásitos.

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El esófago debe observarse externamente antes de ser abierto en toda su longitud.

Absceso pulmonar.

Nódulo parasitario.

Nódulo parasitario.

Apertura de tráquea.


En la tráquea y los grandes bronquios pueden evidenciarse fácilmente adultos de Dictyocaulus filaria; mientras en los bronquiolos o en el parénquima se encuentran los “nódulos verminosos” y “nódulos de cría” producidos por los protostrongílidos (Protostrongylus, Neostrongylus, Cystocaulus y Muellerius). Los nódulos verminosos debidos a Cystocaulus ocreatus tienen aspecto quístico y color pardo oscuro (como perdigones) mientras que los debidos a Muellerius capillaris varían del color amarillo al gris y son bastante consistentes. Los nódulos de cría son más difusos y prominentes, de color gris a amarillo. Bajo la lupa se pueden comprimir los nódulos verminosos entre dos portaobjetos gruesos y extraer los vermes tirando de ellos con unas pinzas. También se puede realizar el corte de un nódulo en una placa de Petri con solución salina fisiológica y examinar el contenido en el que pueden observarse pre-adultos, adultos, huevos y larvas. Los estadios larvarios de Dictyocaulus también pueden recuperarse abriendo los conductos respiratorios más estrechos y volcando el contenido (conductos abiertos hacia abajo) en un aparato de Baermann con agua caliente. Al cabo de varias horas las larvas habrán caído al cuello del embudo.

Panza Se puede realizar la apertura y el examen del contenido de la panza, pero el trabajo que conlleva y la poca información que proporciona hace que no sea una práctica habitual. En zonas endémicas sí es interesante examinar la mucosa en busca de ejemplares de Paramphistomum cervi y Gongylonema pulchrum o sus lesiones.

Bonete y librillo No tiene interés desde el punto de vista del diagnóstico de las helmintosis digestivas.

Cuajar Es la porción digestiva de mayor interés para el estudio de las tricostrongilidosis. El procedimiento comienza con la apertura a través de la curvatura mayor (por la menor irrigación sanguínea de esta zona) y el lavado de la mucosa con agua caliente para que se desprendan los vermes. Es importante observar la superficie de la mucosa del cuajar en busca de lesiones o de vermes que pudiesen quedar adheridos, teniendo en cuenta que hay unas preferencias por zonas según la especie (Teladorsagia circumcincta en antro pilórico, Trichostrongylus axei en porción cárdica y Haemonchus contortus en porción proximal o fundus). Hay que lavar cuantas veces sea necesario hasta que no Tricostrongílidos en la mucosa gástrica.

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queden vermes en la mucosa. Todo el material (contenido gástrico propiamente dicho más el material de lavado) se recoge en un cubo de entre ocho y diez litros de capacidad. Posteriormente se vierte en un tamiz de 150 µm de diámetro de luz de malla para retener los vermes; con agua a presión forzamos el filtrado y eliminamos partículas colorantes quedando al final una pequeña cantidad de material gástrico retenido por el tamiz. En caso de que el contenido gástrico tenga partículas muy grandes se puede filtrar previamente a través de un tamiz de 1 mm de diámetro de poro que retendrá las partículas más gruesas. Si el volumen de contenido es muy grande, se puede examinar una parte alícuota representativa del total. Para ello, el material retenido en el tamiz se vierte en un vaso de precipitado de uno o dos litros. Se añade agua enrasando a un litro, se homogeniza (con un agitador magnético o removiendo con una varilla de vidrio) y se extraen dos muestras de 100 o 200 ml (10 o 20 %, respectivamente). La primera muestra se analiza y la segunda se conserva en alcohol de 70 % o formol al 10 % por si es necesaria alguna confirmación posterior. Las principales lesiones del cuajar son hiperplasia gástrica, nódulos de 2-3 mm, petequias y erosiones o gastritis catarral. En cortes histológicos podemos ver las larvas de Ostertagia en el interior de las glándulas gástricas.

Lesiones en la mucosa gástrica debidas a las larvas de Ostertagia.

Intestino delgado Se estira en toda su longitud para separarlo del omento y de la grasa (cuanto antes se haga más fácil será ya que si pasa cierto tiempo el intestino se romperá con frecuencia y además de ser incómodo y sucio, se perderá parte del contenido). Después se vacía en un cubo mediante presión con los dedos y, una vez vacío, se abre longitudinalmente con la ayuda de unas tijeras de punta roma y se lava la mucosa intestinal con agua corriente templada. Es importante tener especial cuidado en el procesado del duodeno pues aquí es donde se localizan la mayoría de los vermes excepto Bunostomum que suele estar en yeyuno e ileon. Algunos autores recomiendan dividir el intestino delgado en segmentos de

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30-40 cm para ser lavados interiormente introduciendo agua tibia a presión. El tamizado se hace de la misma forma que el del cuajar, aunque es un proceso algo más complicado por la grasa que lo rodea. El intestino delgado tiene normalmente menos cantidad de vermes que el cuajar pero es importante pues es el lugar de localización habitual de los cestodos adultos (Moniezia expansa, que generalmente sólo encontraremos en individuos jóvenes) y de algunas especies de nematodos que no detectaremos en el abomaso como las Nematodirus spp., la mayoría de las Trichostrongylus spp., algunas especies del grupo Ostertagia, Bunostomum trigonocephalum, Cooperia spp., Strongyloides papillosus, etc. En áreas endémicas es posible encontrar ejemplares inmaduros de Paramphistomum cervi. En el intestino delgado se puede apreciar enteritis, atrofia de las vellosidades, exudado catarral diftérico, hemorragias. Ante la sospecha clínica de coccidiosis se puede realizar un raspado confirmatorio. Se aísla una parte de intestino afectado y se abre longitudinalmente, el contenido se lava en solución salina fisiológica y el tramo de intestino abierto se dispone sobre una mesa con la mucosa hacia arriba. Se hace pasar un cubreobjetos por la mucosa raspando ligeramente. Se coloca el raspado sobre un portaobjetos y se observa al microscopio para evidenciar las distintas fases del ciclo endógeno de los coccidios.

La separación del intestino delgado del omento y la grasa mesentérica facilita su apertura y lavado posterior.

En individuos jóvenes es posible encontrar cestodos adultos que deben extraerse con cuidado.

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Ciego Se abre longitudinalmente, se lava la mucosa con agua templada y el contenido se recoge en un cubo. En este caso no es necesario tamizar y la recuperación de vermes se hace sin la ayuda de la lupa, vertiendo el contenido en bandejas oscuras. Aquí podemos encontrar otros estrongilados intestinales de color blanquecino y relativamente grandes como Chabertia ovina, Oesophagostomum spp. o Trichuris spp. No suelen estar en gran cantidad pero su frecuencia de aparición es muy alta. Las lesiones que producen estos estrongilados en el ciego son enteritis mucosa, úlceras, nódulos de hasta 1 cm de diámetro y tiflitis.

Colon Se procesa de forma similar a los anteriores. En el colon hay menos cantidad de vermes y con escasa patogenicidad por lo que normalmente no se procesa; sin embargo, sólo aquí podremos encontrar ciertas especies como Skrjabinema ovis y también algunas procedentes de las porciones anteriores que sean arrastradas con las heces.

Recto El único interés para el diagnóstico es el poder recoger muestras de heces para la coprología.

Hígado En primer lugar se observa el parénquima hepático en busca de lesiones (por ejemplo, moteado de pequeñas hemorragias en la dicroceliosis) y/o quistes; posteriormente se lava la cápsula con solución salina fisiológica y se harán una serie de cortes longitudinales a los conductos biliares, vasos sanguíneos y a los posibles hematomas para detectar a los parásitos y las lesiones producidas por ellos. Los ejemplares observados se recogerán e introducirán en solución salina fisiológica caliente. Luego se corta el hígado en trozos de 1 x 5 cm que se estrujan en solución salina fisiológica. Se tamiza toda la solución salina (tamiz de 300 micras) y las fasciolas y dicrocelios quedarán retenidas por éste.

La palpación del hígado nos puede ayudar a localizar nódulos internos.

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Calcificación en borde apical del hígado.

Fasciola hepatica.

En el parénquima se pueden observar fases larvarias de cestodos. Así, el quiste hidatídico (fase larvaria de Echinococcus granulosus) aparece como estructuras redondeadas, opacas y llenas de líquido generalmente traslúcido y que pueden tener gran tamaño; o los cisticercos (fases larvarias de algunas Taenia spp. cuyas fases adultas se encuentran en carnívoros) que son transparentes con un único protoescolex macroscópico y se localizan en la superficie del hígado. En conductos hepáticos podremos encontrar Fasciola y Dicrocoelium. En ciervos podemos encontrar con relativa frecuencia un nematodo Elaeophora elaphi en los vasos del sistema porta por lo que no debemos descartar su presencia en pequeños rumiantes en áreas en los que compartan hábitat.

Vesícula biliar La vesícula biliar se abre y se vacía en un recipiente de vidrio (cristalizador, placa de Petri grande, etc.) con solución salina fisiológica. Se tamiza a través de un filtro de 20 micras, se lava el tamiz arrastrando el material retenido y se lleva a una copa de sedimentación pequeña donde se concentran los adultos y los huevos de Fasciola hepatica y Dicrocoelium dendriticum que pudiera haber en la bilis y, finalmente, examinamos el sedimento entre Microquiste de Sarcocystis sp.

porta y cubreobjetos.

Músculo Se toman porciones pequeñas de músculo cardiaco, esofágico, lingual, intercostal y diafragmático, fundamentalmente. Aquí se pueden detectar varias especies de Sarcocystis, algunas como S. gigantea y S.moulei producen quistes que se rodean de una segunda cápsula (además de la propia pared del quiste) y son visibles macroscópicamente, como granos de arroz. Por el contrario, la mayoría de las especies (S.tenella, S.arieticanis, S.medusiformis, S.capracanis, S.hircicanis) producen quistes microscópicos que sólo podremos observar al microscopio óptico mediante triquineloscopia o por digestión artificial en tripsina.

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Recuperación de los helmintos de los contenidos obtenidos Se vierte el contenido poco a poco en placas de Petri y se observa en el microscopio estereoscópico a 8-10 aumentos. Los nematodos se recogen con la ayuda de una aguja entomológica con la punta doblada a modo de gancho o bien con un pincel fino. Se hace una primera separación por tamaño y sexo (los machos se diferencian fácilmente por la presencia de la bolsa copuladora en la mayoría de las especies o la terminación en tirabuzón) y se almacenan en pocillos con alcohol 70 % o formol al 10 %. Este apartado requiere paciencia al realizarse la observación de muy poca cantidad de contenido en la placa de Petri (si añadimos mucha cantidad, el propio contenido ocultará la presencia de algunos vermes, sobre todo los más pequeños como Trichostrongylus o Cooperia). Los nematodos del ciego son visibles a simple vista por lo que se observa la totalidad del contenido vertiéndolo poco a poco en bandejas metálicas o de plástico oscuro. La bandeja se mueve varias veces de arriba abajo y de izquierda a derecha de tal forma que el contenido se desplaza ligeramente en la bandeja y resaltan los vermes blanquecinos que son visibles perfectamente y se recogen con la ayuda de un pincel fino o una aguja enmangada. Los cestodos deben recogerse enteros a ser posible, siendo fundamental recoger el extremo anterior para la identificación. Los trematodos del hígado son igualmente lo suficientemente grandes para, una vez concentrados, ser recogidos a simple vista vertiendo poco a poco el sedimento obtenido en placas de Petri.

Preparación, lavado, fijación y/o montaje Para la correcta visualización e identificación de los parásitos se realizan preparaciones semipermanentes o permanentes en diversos medios de montaje y si queremos conservarlas, éstas se deben sellar.

Nematodos Para evitar la desecación, pueden ser lavados en solución salina fisiológica caliente o en formol al 10 % agitando de vez en cuando y cambiando varias veces la solución salina. Como estos vermes tienen normalmente la cutícula gruesa los pasaremos a alcohol de 70 % caliente (70-80 ºC) para que se estiren y se fijen. Una vez fijados, se dejan enfriar y se pueden conservar en alcohol 70 %, formol 10 % o formol 4 % y acético 10 %. Con alcohol, los vermes quedan menos rígidos que con formalina. Si los vermes son muy pequeños, se pueden montar directamente en suero fisiológico o en lactofenol azul de algodón que además de servir como medio de montaje es un aclarante que actúa lentamente y permite la observación de algunas estructuras internas necesarias para la identificación.

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Identificación de adultos de NGI (Nematodos gastrointestinales) Para facilitar la identificación, podemos separar los nematodos gastrointestinales en dos grandes grupos, los tricostrongílidos: Ostertagia, Trichostrongylus, Nematodirus, etc. y otros estrongilados gastrointestinales. Estos últimos pueden identificarse fácilmente a nivel de género con tan sólo observar la cavidad bucal (Bunostomum, Chabertia, Oesophagostomum) o por poseer una parte anterior (esófago) mucho más delgada que la posterior (Trichuris). Las hembras de Trichuris están ligeramente curvadas en su porción posterior y casi siempre repletas de huevos mientras que en los machos es fácil observar la fuerte espícula copuladora y su vaina característica y la porción final muy curvada.

Estrongilados gastrointestinales

Cavidad bucal de Bunostomum.

Cavidad bucal de Chabertia.

Cavidad bucal de Oesophagostomum.

Extremo posterior de macho de Trichuris.

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Tricostrongílidos La identificación específica de los tricostrongílidos es más compleja y requiere de cierta experiencia. No obstante, la clasificación a nivel de género es bastante fácil siguiendo una clave más o menos sencilla teniendo en cuenta la presencia o ausencia de ciertas estructuras como las siguientes:

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Vesícula cefálica.

Espina en el extremo caudal.

Depresión cuticular en el extremo anterior.

Papilas cervicales.


Clave para la clasificación a nivel de género Presencia de vesícula cefálica Nematodirus ■ Machos con espículas largas y filiformes, sobresalen de la bolsa, costilla dorsal doble. ■ Hembras con espina en su extremo caudal (excepto N. Battus). Cooperia ■ Machos con espículas cortas, retorcidas y gruesas, una sola costilla dorsal. ■ Hembras con extremo caudal afilado pero sin espina. Ausencia de vesícula cefálica Ausencia de papilas cervicales ■ Trichostrongylus Se caracteriza por una depresión cuticular en el extremo anterior. Presencia de papilas cervicales ■ Papilas cervicales muy grandes: Haemonchus. ■ Machos con lóbulo dorsal asimétrico cuyas costillas forman una “Y”. ■ Hembras con úteros enrollados alrededor del intestino lo que le da un aspecto de tirabuzón. ■ Papilas cervicales muy pequeñas y difíciles de observar: grupo Ostertagia. ■ Machos con lóbulo dorsal simétrico y úteros no enrollados: Ostertagia, Teladorsagia ■ Machos con espículas ramificadas. ■ En las hembras maduras se pueden observar huevos de tipo estrongilado de mediano tamaño (80-103 x 40-56 µm), grisáceos, ovales a elipsoidales, no muy anchos, con una mórula con muchos blastómeros pequeños que puede ocupar todo el huevo o sólo la parte central. Marshallagia ■ Machos con espículas no ramificadas. ■ En las hembras maduras se pueden observar huevos grandes (160-200 x 67-110 µm) de bordes paralelos con un extremo redondeado. En su interior se ve una mórula de 16 a 32 blastómeros.

Cestodos Deben procesarse en un recipiente lo suficientemente grande para que se estiren sin que se anuden. Su procesado es complicado, siendo necesario eliminar restos de contenido digestivo y/o del conservante inicial antes de su montaje. Para ello, primero hay que lavarlos, luego se vuelven a fijar, teñir y posteriormente ya se pueden montar. Como son muy grandes y gruesos, se cortan fragmentos representativos (escólex, anillos inmaduros, maduros y grávidos) que se colocan entre dos portaobjetos fuertemente comprimidos (mediante gomas elásticas, colocando peso encima, etc).

43


Lavado Los cestodos pequeños se sumergen en agua corriente constantemente renovada durante 24 h (si no es suficiente, se tratan con H2O2 2-10 % hasta que queden blancos y relajados). Los de tamaño mediano a grande se lavan bajo un chorro de agua del grifo, en un Erlenmeyer y seguidamente se introducen en pepsina en una estufa a 38 ºC más de 10 minutos (en la mayoría de los casos casi 24 horas) hasta distinguir los órganos internos en el estereomicroscopio. A continuación se lavan con agua destilada fría y se realiza una deshidratación progresiva en batería de alcoholes: 20-30-50-65 y 70 % (10 minutos en cada uno). Fijación En ambos casos por inmersión en etanol 70 %. Tinción ■

Aclarar en una placa de Petri con alcohol acético (50 % de ácido acético glacial al 1 % y 50 % de etanol de 70 %) (pequeños: 1 h, 30 min; grandes: 24 h o más) vigilando a lo largo del aclarado en el estereomicroscopio.

■

Teñir (sin eliminar el acético) en placa de Petri con carmín acético de Semichón (5-30 minutos).

■

Decolorar las capas externas sumergiendo los vermes en una placa de Petri con una solución de ácido acético glacial (del 1 %, hasta el 50 %) y etanol de 70 % (10-30 minutos), agitando y renovando la solución según se va coloreando al desteñirse el cestodo. Una vez decolorado se sumerge en etanol de 70 % para eliminar los restos de acético.

■

Deshidratar (para evitar la oxidación que oscurecería la preparación): sumergir el cestodo en una batería de alcoholes en placas de Petri con: etanol de 80 % (10 minutos), de 90 % (10 minutos), absoluto (10 minutos) y finalmente, alcohol isopropílico (5 minutos) (ya que el acohol absoluto se hidrata rápidamente).

■

Aclarar (para transparentar la cutícula y observar los órganos internos) introduciendo los vermes en xilol durante un máximo de 5 minutos.

Anillos de Moniezia.

44


Trematodos Se pueden procesar de manera similar a los cestodos, lavándolos varias veces con solución salina fisiológica (para que escupan la sangre ingerida) si bien en este caso ya antes de la fijación podemos observar muchos órganos en su interior. Como fijador podemos usar formol al 10 % agitando constantemente para evitar la contracción de los ejemplares. Una vez fijados se pueden conservar en formol al 3 %. En general, una vez procesados los ejemplares, se colocan entre porta y cubreobjetos en un medio de montaje (Bálsamo de Canadá, glicerogelatina, goma arábiga, etc.) y se observan al microscopio. A veces puede ser interesante el montaje directamente en el aclarante, se deja pasar cierto tiempo para que los vermes se transparenten y las preparaciones ya estarán listas para su estudio al microscopio óptico. Si los ejemplares son muy gruesos o queremos observar mejor las estructuras internas, podemos teñirlos. Entre las técnicas de tinción para los helmintos destacan el lactofenol azul de algodón, la hematoxilina de Ehrlich, la tinción tricrómica de Horen, etc.

Esquema básico de trematodo.

Localización de otros endoparásitos de los ovinos (excepto helmintos adultos de localización visceral) Localización

Aparato digestivo

Aparato respiratorio

Aparato circulatorio

Parásitos Esófago

Protozoos

Sarcocystis

Intestino delgado

Protozoos

Eimeria Cryptosporidium

Hígado

Metacestodos

Quiste hidatídico Cisticercus

Fosas nasales

Artrópodos

Oestrus

Pulmón

Metacestodos

Quiste hidatídico Cisticercus

Protozoos

Babesia Theileria Trypanosoma

Trematodos

Schistosoma

Sangre

Sistema nervioso

Médula espinal y cerebro

Metacestodos

Coenurus

Músculo estriado, corazón, esófago, diafragma

Protozoos

Sarcocystis

Parasitosis sistémicas

Metacestodos

Cisticercus

Músculo y SNC

Protozoos

Toxoplasma

45


1

Esófago Gongylonema

2

Ciego Chabertia Oesophagostomum Skrjabinema

1 2

Trichuris

3

Colon Skrjabinema

4

Broncopulmonares Dictyocaulus

3

Protostrongylus Cystocaulus

4

Muellerius

6

Neostrongylus

5

Hígado Dicrocoelium Fasciola

6

5

Intestino delgado Bunostomum Capillaria Cooperia Nematodirus Oesophagostomum Ostertagiinae Strongyloides Trichostrongylus Avitellina Moniezia

8

Stilesia Thysaniezia

7

7

Cuajar Haemonchus Ostertagiinae Trichostrongylus

8

Panza Paramphistomum

Localización visceral de los principales helmintos de los pequeños rumiantes.

46

Gongylonema

Protozoos Trematodos Cestodos Nematodos Artrópodos

Protozoos

Protozoos

Protozoos Los protozoos son organismos unicelulares, eucariotas con un tamaño muy variable (1-500 µm). Según sus mecanismos de movilidad los protozoos parásitos se pueden dividir en ciliados, flagelados, ameboides o apicomplexa. Estos últimos son los más complejos y en función de los cuadros clínicos que producen, podemos clasificarlos en protozoos digestivos (Cryptosporidium y Eimeria), hemáticos (Babesia y Theileria) y tisulares (destacando Toxoplasma por sus connotaciones en salud pública). Están muy adaptados a la fisiología de los ovinos, con ciclos biológicos muy complejos con reproducción sexual y asexual (división binaria, gemación, división múltiple o esquizogonia y/o endodiogenia y endopoligenia). Los trofozoítos son formas activas, adaptadas a la vida parasitaria en tejidos y cavidades del hospedador pero incapaces de resistir mucho tiempo las condiciones del medio externo y generalmente tienen un núcleo. Para garantizar la supervivencia en el medio ambiente desarrollan formas de resistencia, quistes u ooquistes, al revestirse de cubiertas que ellos mismos segregan y dentro de las cuales hay una vida latente. Las sustancias de reserva le permiten continuar su desarrollo cuando corresponda y en algunos casos llevar a cabo la multiplicación de los núcleos.

Encuadre taxonómico Reino Protozoa

Phylum Sarcomastigophora

Phylum Apicomplexa

Subphylum Mastigophora Orden Diplomonadida Suborden Eimeriorina

Suborden Piroplasmorina

Familia Hexamitidae

Familia Eimeriidae

Familia Babesidae

Género Giardia

Género Eimeria

Género Babesia

Familia Cryptosporiidae

Familia Theileridae

Género Cryptosporidium

Género Theileria

Familia Sarcocystidae Género Toxoplasma Género Sarcocystis Género Besnoitia

49


Ciclos biológicos

Protozoos digestivos El ciclo biológico de los coccidios comienza con la ingestión del ooquiste

microgamonte origina numerosos gametos masculinos flagelados por

esporulado que se rompe y emergen los esporoquistes. Una vez libe-

esquizogonia. El macrogamonte se transforma en macrogameto feme-

rado el esporozoíto, penetra dentro de la célula intestinal y se transforma

nino. El microgameto fecunda al macrogameto originándose el cigoto.

en trofozoíto dentro de una vacuola parasitófora. Las fases inmaduras

El cigoto se rodea de una doble envoltura formándose el ooquiste inma-

de Eimeria se localizan a nivel intracelular mientras que las fases de

duro (no infectante) que sale al exterior con las heces. En las eimerias la

Cryptosporidium se sitúan a nivel intramembranoso. El trofozoíto divide

fase final del ciclo, esporogonia, que tiene lugar en el medio ambiente

por merogonia-esquizogonia formando el meronte-esquizonte, con nu-

tiene como objetivo la maduración de los ooquistes (conteniendo cua-

merosas células hijas denominadas merozoítos que rompen la célula epi-

tro esporoquistes con dos esporozoítos cada uno) y hacerlos infectan-

telial e invaden nuevas células y repiten el proceso, desarrollándose va-

tes. En Cryptosporidium las tres fases del ciclo son endógenas, produ-

rias generaciones de merozoítos. En un momento dado, los merozoítos

ciéndose la esporogonia en el epitelio intestinal por lo que los ooquistes

se diferencian en gamontes y van a sufrir el proceso de gametogonia.

son infectantes (contienen cuatro esporozoítos) en el momento de ser

Unos se transforman en macrogamontes y otros en microgamontes. El

eliminados.

gamontes

merozoíto

cigoto onia etog Gam

trofozoíto esporozoíto

Esporogonia nia go o iz qu Es

ooquiste

ooquiste esporulado

Eimeria spp. Cryptosporidium

esporoquiste

ooquiste inmaduro

esporozoíto

esporoquiste

50

onia rog o p Es

Protozoos

Ciclos biológicos

Protozoos hemáticos Babesiosis-theileriosis Son heteroxenos obligados, desarrollándose en la garrapata la división

En el caso de Theileria los esporozoítos penetran en linfocitos

sexual –gametogonia– (por lo que técnicamente sería el hospedador de-

donde se produce una primera reproducción asexual, esquizogonia,

finitivo) y esporogonia y en el rumiante (hospedador intermediario) la di-

y se forman esquizontes de dos tipos, macro y microesquizonte tam-

visión binaria. Tras varios días prendida, una garrapata infectada –con

bién llamados cuerpos azules de Koch. Tras una segunda esquizogo-

esporozoítos en sus glándulas salivares– es capaz de inocular estos es-

nia se forman los merozoítos que son liberados e invaden glóbulos ro-

porozoítos en el hospedador al cabo de cierto tiempo.

jos. El ciclo continúa cuando una nueva garrapata se alimenta sobre

En el caso de Babesia los esporozoítos penetran en los glóbulos ro-

el rumiante infectado succionando los merozoítos que se liberan en el

jos y se dividen por fisión binaria. Los merozoítos ingeridos por la ga-

intestino y se convierten en formas estrelladas, macro y microgamonte.

rrapata durante la ingesta de sangre, son liberados en el intestino de

Seguidamente se produce la gametogonia y la consiguiente formación

la garrapata experimentando una transformación a macro y microga-

del ooquineto que, coincidiendo con la fase de muda de la garrapata,

montes. Seguidamente se produce la fusión de los gametos y la for-

abandona el intestino y pasa a la hemolinfa llegando a distintos tejidos,

mación del ooquineto, que es móvil y atraviesa el intestino de la garra-

entre ellos las glándulas salivares, donde tiene lugar la esporogonia de

pata y a través de la hemolinfa llega a distintos tejidos, donde tiene lugar

la que saldrán los esporozoitos que serán inoculados a un nuevo hos-

la esporogonia. Si el ixódido es una hembra, hay una transmisión tran-

pedador cuando el nuevo estadio de garrapata se alimente. La trans-

sovárica del parásito a las siguientes generaciones de garrapatas. Los

misión de las theilerias es, por tanto, transestádica si bien existe la

esporozoítos migrarán a las glándulas salivares de estas nuevas garra-

transmisión mecánica.

patas, donde permanecen hasta que se alimenten en un hospedador y le transmitan los esporozoítos.

ninfa adulta merozoíto merozoíto

ia gon uizo q s E ria bina n ó i Fis

adulta

larva

macrogamonte y microgamonte

esporozoíto

Theileria Babesia

esporozoíto

larva cigoto transmisión transovárica

ooquineto

ia on og t e m Ga

ninfa muda

Esporo gonia

transmisión transestádica

esporozoíto adulta

51


Protozoos digestivos

Protozoos digestivos Cryptosporidium parvum Localización: en cortes histológicos se pueden observar, en el borde ciliado de los enterocitos, (sobre todo en yeyuno e ileon) los trofozoítos, con localización intracelular pero extracitoplásmica, produciendo atrofia parcial y fusión de las vellosidades intestinales. Tamaño: son muy pequeños (4-5 µm) y ya desde su eliminación en las heces contienen 4 esporozoítos infectantes. Por su reducido tamaño se debe recurrir a la tinción de las heces para observarlos. Con la tinción de Heine los ooquistes se ven refringentes (tinción negativa) sobre un fondo fucsia mientras que con la tinción de Ziehl-Neelsen se ven teñidos de un color

Tinción de Heine para Cryptosporidium.

rosa no uniforme sobre un fondo azul verdoso. Morfología: los ooquistes de Cryptosporidium parvum son esféricos.

Tinción de Zielh Neelsen para Cryptosporidium.

52

Protozoos


Eimeria spp. Localización: Intestino delgado y grueso. Tamaño: el tamaño del ooquiste es muy variable (1-67 x 10-35 µm, ver tabla capítulo 1). Morfología: en el momento de ser eliminados no son infectantes y contienen un cigoto cuya morfología también varía: esférica, subesférica, ovoide o elipsoidal, pudiéndose observar en la cubierta de la mayoría de las especies un micropilo con una cápsula micropilar. Las infecciones monoespecíficas son infrecuentes por lo que en el McMaster se suele detectar la presencia de ooquistes no esporulados de varias especies. Las diferencias morfométricas entre dichas especies de Eimeria no permiten una fácil diferenciación por lo que es preferible haOoquistes de Elimeria recién eliminados (sin esporular).

cerlos esporular para su identificación específica. El ooquiste esporulado presenta la fórmula 4 x 2 (cuatro esporoquistes con dos esporozoítos cada uno), en su interior se puede observar el gránulo polar y el residuo ooquístico. Los esporoquistes son alargados con un extremo más afilado donde se encuentra el cuerpo de Stieda. En su interior contienen dos esporozoítos y un residuo esporoquístico. Los esporozoítos también son alargados con dos vacuolas o gránulos refráctiles, una muy grande en el extremo más ancho y una muy pequeña en el extremo afilado. Aunque la morfología más conocida de las eimerias son los ooquistes, en raspados o en cortes histológicos, sobre todo en ileon, ciego y colon, alrededor del núcleo de los enterocitos pueden observarse las diferentes fases de desarrollo: esquizonte con merozoítos, macro y microgameto, cigoto y ooquiste.

Ooquiste de Elimeria esporulado.

53



Giardia intestinalis (lamblia o duodenalis) Localización: Intestino. Tamaño: los trofozoítos miden de 12-15 x 6-8 µm. Morfología: los trofozoítos son piriformes y presentan simetría bilateral, convexos dorsalmente y en la parte ventral presentan un disco suctor cóncavo mediante el cual se adhieren a la superficie de las vellosidades intestinales. Tienen dos núcleos ovoides, un axostilo, un par de cuerpos medios y cuatro pares de flagelos que le dan una imagen característica. Este organismo tiene una morfología piriforme. Los quistes son elipsoidales, muy pequeños (8-12 x 5-8 µm). Su pared es refráctil y en la porción externa presentan de 7 a 20 filamentos. En el citoplasma presentan ocho axonemas, seis centrales y dos periféricos. Los quistes inmaduros o recién formados tienen dos núcleos y los quistes maduros son tetranucleados. El cariosoma puede estar en posición central o excéntrica y la membrana nuclear carece de cromatina periférica. Trofozoíto de Giardia.

Quiste de Giardia.

54

Protozoos

Protozoos hemáticos

Protozoos hemáticos Las piroplasmosis son enfermedades parasitarias producidas por protozoos del género Theileria que parasitan el sistema mononuclear fagocitario, linfocitos y/o eritrocitos o del género Babesia que parasita exclusivamente los eritrocitos. Son transmitidas por garrapatas, B. ovis por Rhipicephalus bursa (en el este y sur peninsular); B. motasi por Haemaphysalis punctata (en el norte peninsular), T. lestoquardi por Hyalomma y T. ovis por Rhipicephalus y Dermacentor.

Babesia Localización: Eritrocitos. Tamaño: los merozoítos de B. ovis son pequeños (1-2,5 µm) siendo habitualmente redondeados; en ocasiones son piriformes apareciendo por parejas que forman entre sí un ángulo obtuso. Los merozoítos de B. motasi son grandes (2,5-5 µm) y suelen ser piriformes pudiendo aparecer aislados o en parejas, en este caso suelen formar un ángulo agudo. Morfología: en extensiones finas de sangre, realizadas inmediatamente después de la toma de la muestra, y teñidas mediante técnicas pancrómicas, podremos observar los merozoítos en el interior de los glóbulos rojos con morfología variada (piriforme, oval, ameboide o redondeada) generalmente en los márgenes de Merozoítos de B. motasi.

los mismos.

La presencia de garrapatas junto a cuadros febriles nos hará sospechar de la presencia de parásitos hemáticos. 55


Protozoos hemáticos

Theileria Localización: se localizan en el interior de los eritrocitos mientras que los esquizontes (10-15 µm) se pueden detectar en macrófagos, monocitos y linfocitos (B y T). Los esquizontes son multinucleados y pueden ser de dos tipos: macroesquizontes (20-50 partículas) o microesquizontes (50-150 partículas). Tamaño: los merozoítos de T. lestoquardi (o T. hirci) son redondeados y pequeños (0,6-4 µm) apareciendo de dos en dos o en grupos de cuatro (cruz de Malta). Los esquizontes miden de 4 a 10 µm y tienen 80 gránulos de cromatina. T. ovis es similar morfológicamente, si bien las últimas investigaciones confirman que genéticamente son diferentes. Morfología: en extensiones finas de sangre realizadas durante los períodos febriles y con tinción Giemsa observaremos merozoítos (0,5-2,7 mm) muy polimórficos (redondeados, piriformes, ovoides, anulares, en forma de varilla o coma). Merozoítos de Theileria annulata.

Merozoítos de Theileria ovis. 56

Protozoos

Protozoos tisulares

Protozoos tisulares Las enfermedades sistémicas producidas por protozoos Apicomplexa, relacionados morfológica y biológicamente con los coccidios digestivos clásicos, se caracterizan por la formación de quistes en diversos órganos o sistemas.

Toxoplasma gondii La toxoplasmosis en los ovinos cursa con presencia inicial de pseudoquistes y posteriormente, cuando la respuesta inmunológica del hospedador empieza a ser efectiva, aparecen quistes en diversos lugares. Localización: en el epitelio intestinal, ganglios linfáticos, sangre y placenta se pueden ver pseudoquistes con taquizoítos de 6 x 2 µm intracelulares en una vacuola (endodio). Tamaño y morfología: en músculo esquelético, cardíaco, ojo y cerebro, podremos observar quistes intracelulares de 5-100 µm, de forma esférica y pared elástica conteniendo de cuatro a cientos de bradizoítos (de 6 x 2 µm). En el gato, hospedador definitivo, se puede observar la eliminación de ooquistes en heces que son elipsoidales de (11-13 x 9-11 µm) que al esporular son del tipo isospora (2 esporoquistes con 4 esporozoítos cada uno).

Quiste de Toxoplasma.

Ante cualquier problema reproductivo, debemos tener en cuenta la presencia de Toxoplasma y el control de los gatos en la explotación. 57


Protozoos tisulares

Sarcocystis Localización: se pueden observar los macroquistes en esófago y musculatura esquelética mientras que los microquistes se pueden detectar mediante triquineloscopia de músculo estriado voluntario e involuntario (esófago, corazón, lengua, diafragma, cara, intercostales, etc.) se puede observar microquistes. Las especies que afectan al ovino son Sarcocystis ovifelis (S. gigantea) y S. ovicanis (S. tenella) cuyos hospedadores definitivos son el gato y el perro, respectivamente, que eliminan ooquistes isosporoides (2 x 4). Tamaño y morfología: Sarcocystis produce quistes macroscópicos y microquistes, sarcosporidios, a nivel muscular, que son tabicados, de tamaño variable (40 µm a 2 cm) blancogrisáceos, tubulares, esféricos o elípticos, y en su interior contiene numerosos zoítos en división, sobre todo en la periferia. La cubierta consta de cuatro capas, de naturaleza conjuntiva y es formada por el propio hospedador. Microquiste de Sarcocystis.

58

Trematodos

Trematodos Su cuerpo está perfectamente adaptado a su condición de endoparásito y a su localización intraorgánica. En el extremo anterior se aprecia una ventosa oral muscular, en la que se abre la boca que se continúa con una faringe corta, también muscularizada, y un esófago que termina dividiéndose en dos ciegos. Como no tienen ano, el contenido de desecho presente en los ciegos debe vomitarse para ser expulsado. Por debajo de la ventosa oral se observa la ventosa ventral cuya misión es la fijación. Excepto los esquistosomas, que son dioicos (sexos separados), la mayoría de los trematodos son hermafroditas y poseen un doble juego de aparatos reproductores siendo habitual la autofecundación y más rara la fecundación cruzada.

Encuadre taxonómico Clase Trematoda Subclase Digenea

Orden Echinostomata

Orden Strigeata

Orden Plagiorchiata

Familia Fasciolidae

Familia Paramphistomidae

Familia Schistosomatidae

Familia Dicrocoeliidae

Género Fasciola

Género Paramphistomum

Género Schistosoma

Género Dicrocoelium

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Ciclos biológicos

Dicrocoelium dendriticum Fase endógena Los rumiantes se infectan al anochecer o al amanecer cuando ingieren metacercarias en el interior del segundo hospedador intermediario, la hormiga prendida en la vegetación. Cuando las metacercarias llegan al intestino, se desenquistan y se dirigen al hígado a través del conducto colédoco, donde en pocas semanas se desarrollaran los adultos. Los adultos ponen huevos en los conductos biliares que pasan al intestino a través del conducto colédoco, para ser evacuados con las heces del rumiante.

Fase exógena Los huevos de D.dendriticum eliminados en las heces son ingeridos por un hospedador intermediario (caracol terrestre, Helicella sp.; Cernuella sp.). En el interior del caracol lo huevos eclosionan y salen los miracidios que se dirigen al hepatopáncreas donde forman esporocistos madres e hijos (no hay redias). Los esporocistos hijos originan cercarias que se acumulan en las cámaras respiratorias en bolas de moco con 200-400 cercarias que son expulsadas por el caracol y se adhieren a la vegetación, siendo ingeridas por el 2º hospedador intermediario (hormigas, Formica sp.). En el buche de las hormigas –en cavidad abdominal– las cercarias se movilizan, pierden la cola y atraviesan su pared pasando a la cavidad abdominal donde permanecen la mayoría. Algunas cercarias llegan a cavidad torácica y sólo una se dirige a la cabeza penetrando en el ganglio subfaríngeo. En 40 días las cercarias se han enquistado convirtiéndose en metacercarias. La que afecta al ganglio subfaríngeo es especial y conserva cierta movilidad y toxicidad de tal manera que es capaz de modificar el comportamiento de la hormiga. Así, las hormigas infectadas en vez de regresar al hormiguero con la bajada de la temperatura al anochecer, se suben a las hierbas y se fijan a las mismas apretando fuertemente las mandíbulas, paralizadas, por lo que pasan la noche prendidas. Al día siguiente si no han sido ingeridas, cuando suben las temperaturas recuperan la funcionalidad de las mandíbulas y siguen su ciclo habitual.

60

Trematodos

Ciclos biológicos

Fasciola hepatica Fase exógena

Fase endógena

Los adultos viven en los conductos biliares y ponen huevos oper-

El contagio del hospedador definitivo se realiza por ingestión oral de

culados que son eliminados con las heces. Al contacto con el agua,

metacercarias adheridas a las plantas acuáticas (hierbas, berros). Las

los huevos eclosionan y salen los miracidios que nadan buscando

metacercarias se desenquistan en el aparato digestivo del rumiante

un caracol de la especie adecuada (Lymnaea truncatula) en el que

y atraviesan la pared del duodeno, pasan a la cavidad peritoneal y lle-

penetran activamente. En la región periesofágica del caracol los mi-

gan a la cápsula de Glisson que atraviesan perforando el parénqui-

racidios se transforman en esporocistos en cuyo interior se forman

ma hepático hasta llegar a los conductos biliares donde maduran has-

una o dos generaciones de redias. A partir de las redias se forman

ta hacerse fasciolas adultas.

las cercarias provistas de cola, que abandonan el caracol y nadan hasta que contactan con la vegetación, pierden la cola, se enquistan y se transforman en metacercarias.

Dicrocoelium adulto

metacercarias

Fasciola adulta

Dicrocoelium dendriticum 1º HI 2º HI huevo huevo

metacercaria metacercaria

esporocisto

cercaria miracidio

HI

cercaria esporocisto Fasciola hepatica

redia

61


Fasciola hepatica Localización: Hígado. Tamaño y morfología: el nombre deriva de la forma de hoja de árbol. Miden hasta 30 x 13 mm y su superficie está cubierta de espinas microscópicas que son responsables en parte de su acción patógena. La ventosa oral se abre en el extremo anterior, en el denominado cono, que se ensancha en los “hombros”; a partir de ese punto, donde se sitúa la ventosa ventral, la anchura del cuerpo disminuye progresivamente. Inmediatamente después de recogerlas de los conductos biliares su color es marrón grisáceo a verdoso y al extenderlas pueden observarse los ciegos intestinales repletos de sangre. Al in-

Adultos de Fasciola hepatica.

cluirlas en solución salina fisiológica, regurgitan el contenido intestinal y es posible apreciar el resto de estructuras internas. Los ciegos están muy ramificados y llegan al extremo posterior. Los dos testículos y el ovario son muy ramificados; los primeros se encuentran en la porción media del cuerpo mientras el segundo se sitúa lateralmente (en la parte derecha), por delante de los testículos. Las glándulas vitelógenas se encuentran en los márgenes laterales y disponen de conductos finísimos que confluyen en dos conductos transversales que se fusionan en la parte media del cuerpo, prolongándose en un reservorio que acaba en el ootipo. Los huevos no están embrionados cuando

Fasciolosis ovina.

se eliminan con las heces por lo que, el contenido es indiferenciado y ocupa todo el huevo. Son muy grandes (130-150 x 70-90 µm) elípticos, con un opérculo polar transparente. La cubierta es amarilla, rasgo que los diferencia del resto de parásitos de la oveja.

Huevo de Fasciola hepatica. 62

Trematodos

Dicrocoelium dendriticum Localización: Hígado. Tamaño y morfología: el adulto es morfológicamente similar, pero más pequeño y estrecho que Fasciola hepatica (6-12 x 1,5-2,5 mm) por lo que se transparenta mejor y se observan bien los órganos internos. El tegumento es liso. La ventosa oral es más pequeña que la ventral. Los testículos, ligeramente lobulados, se encuentran alineados por detrás de la ventosa ventral. El ovario es globoso y en posición caudal a los testículos. El útero es muy largo y sinuoso, y en su interior se ven fácilmente los huevos. Las glándulas vitelógenas se encuentran en los márAdultos de Dicrocoelium dendriticum.

genes laterales pero sólo en la zona media del cuerpo. Los huevos son pequeños (38-45 x 22-30 µm) elípticos, en ocasiones algo asimétricos. El opérculo es marrón, poco visible. Están embrionados en el momento de ser eliminados con las heces por lo que el miracidio se transparenta aún a través de la cubierta de color marrón, dejando ver en uno de los extremos las dos manchas germinales oscuras.

Adulto de Dicrocoelium dendriticum.

Huevo de Dicrocoelium dendriticum. 63


Adulto de Dicrocoelium dendriticum.

Extremo anterior de adulto de Dicrocoelium dendriticum. 64

Trematodos

Paramphistomum cervi Localización: Rumen. Tamaño y morfología: los adultos tienen el cuerpo cónico, piriforme, y de color rosáceo. Miden entre 12 y 14 mm. Tienen dos ventosas, oral y ventral (acetábulo); ésta última se encuentra casi al final del cuerpo. Como en Dicrocoelium los testículos están ligeramente lobulados y se encuentran alineados en la parte media, por delante del ovario. Las glándulas vitelógenas están en los márgenes laterales, a lo largo de prácticamente todo el cuerpo. Los huevos (125-180 x 75-103 µm) son casi indistinguibles de los de Fasciola aunque son ligeramente más grandes y de color neutro. Huevos de Paramphistomum cervi (blanco) y Fasciola hepatica (amarillos).

Adulto de Paramphistomum cervi. 65


Schistosoma bovis Localización: Sistema venoso portal-mesentérico. Tamaño y morfología: los adultos miden de 5 a 30 mm y se caracterizan por su morfología alargada (parecen nematodos) resultado de su adaptación a los vasos sanguíneos. Tienen sexos separados. Los machos son planos y mucho más gruesos y tienen una hendidura ventral o anal (ginecóforo) a lo largo del cuerpo, donde se alojan las hembras, cilíndricas, más largas y finas. Los huevos están embrionados en el momento de la puesta, son grandes (132-247 x 38-60 µm), fusiformes, frecuentemente afilados en un polo. Su

Schistosoma.

característica diferenciadora con respecto a otros trematodos de los ovinos es la presencia de una espina terminal en un polo.

Macho de Schistosoma.

Huevo de Schistosoma. 66

Hembra de Schistosoma.

Cestodos

Cestodos Los cestodos son helmintos aplanados dorsoventralmente, alargados, con el cuerpo acintado, segmentado y sin pigmentos. Son hermafroditas y no tienen cavidad corporal ni tubo digestivo. Su tamaño oscila desde unos pocos milímetros a varios metros de longitud. Son endoparásitos, tienen ciclos indirectos con uno o dos hospedadores intermediarios. El cuerpo consta de escólex, cuello y estróbilo. El escólex es esférico, está situado en la parte anterior y en él se localizan los órganos de fijación, que pueden ser ventosas o hendiduras longitudinales (botrios). A veces existe una estructura adicional, el rostelo, el cual a menudo está armado (provisto de ganchos). El cuello es la zona de crecimiento, es corto y sin segmentar, y se encuentra entre el escólex y el estróbilo. El estróbilo o cadena estrobilar está compuesto por segmentos llamados proglótides o anillos. Los proglótides se forman desde el cuello o región de crecimiento y maduran conforme se van alejando del escólex. Cada proglótide contiene, generalmente, uno o dos juegos de órganos reproductores. En cada uno de los proglótides se forman estructuras masculinas y femeninas y pueden ser de tres tipos: inmaduros (sin aparato sexual diferenciado), maduros (con aparato sexual masculino y femenino diferenciado) o grávidos (sólo queda el útero relleno de huevos). En los ovinos hay que distinguir las cestodosis, producidas por cestodos adultos, de las metacestodosis, producidas por las fases larvarias de adultos cuyo hospedador definitivo no es el propio ovino.

Encuadre taxonómico Clase Cestoidea Subclase Eucestoda Orden Cyclophyllidea

Familia Taeniidae Género Echinococcus

Familia Anoplocephalidae Género Moniezia

Género Taenia

67


Ciclos biológicos

Moniezia Fase endógena

Fase exógena

Los rumiantes se infectan cuando ingieren con la hierba ácaros oribá-

Los huevos son ingeridos por ácaros oribátidos (ácaros de vida libre

tidos infectados con un cisticercoide. El desarrollo del cestodo en el

que se encuentran preferentemente en lugares húmedos como hierba,

rumiante requiere 1-2 meses, en los que el cisticercoide se libera y el

musgo, bajo piedras en los pastos). La oncosfera se libera de las cu-

extremo anterior –protoescolex– se fija a la pared intestinal y co-

biertas del huevo y atraviesa el intestino del ácaro llegando a la cavi-

mienza a desarrollar un adulto cuyos últimos segmentos –maduros–

dad celómica donde se transforma en un cisticercoide en 2-6 meses.

se eliminan con las heces y se desintegran en el exterior, liberando los huevos con un embrión hexacanto u oncosfera en su interior.

Adultos

embrión hexacanto

HI

ácaro oribátido con cisticercoide Huevo

68

Cestodos

Ciclos biológicos

Echinococcus y Taenia (metacestodos) Ciclo biológico en los rumiantes

Ciclo biológico en el perro

El hospedador intermediario se infecta al ingerir huevos (por contacto

El perro, como hospedador definitivo, se infecta cuando ingiere vísce-

con heces, etc. y en el caso del hombre también por ingerir carne

ras un hospedador intermediario con el metacestodo con protoescóli-

con quistes hidatídicos fértiles). En el estómago, las enzimas proteo-

ces viables. Los protoescólices se liberan y se fijan a la pared intestinal

líticas rompen la cubierta del huevo y el protoescólex o la oncosfera

desarrollando el adulto. Los huevos salen al exterior cuando los anillos

evaginan sus ganchos y atraviesan pared intestinal, alcanzando un

grávidos se desprenden del adulto o bien se liberan con las heces.

pequeño vaso linfático o hemático desde donde se distribuyen a diversos órganos, en función de la especie que se trate.

Quiste hidatídico

Cysticercus tennuicollis

Cysticercus ovis Coenurus cerebralis

HI

huevo con embrión hexacanto

vísceras

HD

Taenia ovis Taenia hydatigena Taenia multiceps Echinococcus granulosus

69


Moniezia expansa Localización: Intestino delgado. Tamaño: llega a medir 6 m de longitud y sus anillos cortos y anchos le dan un aspecto característico de cinta. Morfología: presenta un escólex sin rostelo y los anillos grávidos son más anchos que largos, tienen un doble juego de órganos genitales por anillo que desembocan en un poro genital a cada lado del mismo. Las glándulas interproglotídeas se localizan a lo largo del borde posterior de cada anillo. Los huevos son muy característicos: tamaño mediano (50-60 µm), triangulares, de cápsula gruesa refringente, con la oncosfera en su interior rodeada por el aparato piriforme. En ocasiones podemos observar mediante la técnica de McMaster huevos de Moniezia benedeni, muy similares morfológicamente a los de M. expansa pero con forma cuadrangular.

Anillos de Moniezia expansa.

Otras especies de cestodos de mucha menor incidencia que se han descrito en los ovinos son Avitellina, Thysaniezia o Stilesia cuyos huevos son más pequeños y sin aparato piriforme.

Huevo de Moniezia expansa.

A veces los huevos de Moniezia se hinchan si están mucho tiempo en la solución salina. 70

Cestodos

Infección por las fases larvarias de cestodos Clasificación de las metacestodosis de los ovinos HD

Adulto

Metacestodo o fase larvaria en el HI

Localización en el HI

perro

Echinococcus granulosus

Quiste hidatídico

Sistémica: Hígado, pulmón, cerebro…

perro

Taenia ovis

Cysticercus ovis

Músculo

perro

Taenia hydatigena

Cysticercus tennuicollis

Hígado y peritoneo

perro

Taenia multiceps

Coenurus cerebralis

Sistema nervioso central

Quiste hidatídico La hidatidosis es producida por la fase larvaria de Echinococcus granulosus cuyo principal hospedador definitivo es el perro. El quiste hidatídico tiene una estructura típica trilaminar, dos capas internas, germinal y laminada, elaboradas por el propio parásito y una tercera capa más externa, capa adventicia, producida por el hospedador. La capa germinal o nucleada tiene microtriquias truncadas en su parte más externa que se insertan en dirección oblicua a la laminar y están recubiertas de una membrana plasmática. Por multiplicación asexual forma las vesículas prolígeras que al principio son como pequeñas masas nucleares “yemas” que proliferan hacia el interior de una cavidad, crecen, se vacuolizan y quedan unidas a la capa germinal por un pedúnculo. De nuevo se producen sucesivas reproducciones asexuales por gemación lo que da lugar a la formación de miles de protoescólex, cuya longevidad es de hasta 6 años en la oveja.

Corte histológico de quiste hidatídico.

71


La capa laminada es acelular, pluriestratificada, elástica y de grosor variable, procede de la capa germinal y está compuesta por polisacáridos y proteínas. La capa adventicia es una lámina fibrosa que se forma como consecuencia de la reacción defensiva del hospedador. Tiene pequeñas vesículas embebidas en un estroma denso de tejido conectivo con proliferaciones endógenas y exógenas (por las células indiferenciadas de la membrana germinativa) y a su vez está constituida por tres capas: interna (macrófagos), media (fibrosa) y externa (parénquima del órgano). En caso de detectar hidatidosis ovina habría que confirmar en el hospededor definitivo (cánidos) la eliminación fecal de huevos pequeños (45 µm) y redondeados, con una gruesa cubierta radiada, iguales a los de resto de la familia Taenidae. El adulto de E. granulosus se localiza en el in-

Adulto de Echinococcus granulosus.

testino delgado de carnívoros, principalmente el perro, y apenas mide 2-7 mm de largo y en el escólex o “cabeza” tiene cuatro ventosas redondeadas para la fijación y un rostelo con una doble corona de ganchos (22-39 micras y 31-49 micras). En la parte posterior del escólex hay una zona germinativa a partir de la cual se forman los anillos, cuyo conjunto forman el “cuerpo o estróbilo”. Generalmente hay 3 o 4 anillos pero a veces existen 6. Como en los demás cestodos, los últimos anillos son los más maduros y en el último, ya grá-

Huevos de Taeniidae.

vido, se puede ver el útero cargado de huevos. Los huevos de Echinococcus son los típicos de la familia Taeniidae. Cuando son eliminados están recubiertos por una capa vitelina que se desprende rápidamente. Son pequeños (30-50 x 22-44 µm) y redondeados, contienen un embrión hexacanto de 54 células rodeado de una cubierta radiada. No los observaremos en heces de rumiantes sino en las del hospedador definitivo, el perro.

Quistes hidatídicos en hígado.

72

Cestodos

Cisticercos El cisticerco consiste en un único escólex invaginado sobre sí mismo en una vesícula o vejiga grande rellena de líquido en su interior. Puede presentar una localización muscular o hepato-peritoneal (seroso). Estos cisticercos son, por lo general, apatógenos y se localizan con más frecuencia en la superficie serosa de las vísceras abdominales. La cisticercosis muscular es producida por Cysticercus ovis que es la fase larvaria de Taenia ovis cuyo hospedador definitivo es el perro. Aparece generalmente en el corazón y el diafragma. Los quistes, que son poco frecuentes, suelen degenerar apareciendo caseificados o, incluso, calcificados. La cisticercosis hepato-peritoneal es producida por Cysticercus tennuicollis, fase larvaria de Taenia hydatigena cuyo hospedador definitivo es el perro. Se observa como una vesícula de gran tamaño (hasta 6 cm), llena de un líquido transparente en la que se aprecia fácilmente un escólex invaginado con un largo cuello.

Cysticercus ovis y cisticerco evaginado (recuadro).

73


Cenuros Coenurus cerebralis El cenuro es una vesícula traslúcida, grande y llena de líquido con muchos escólices invaginados fijos en la pared y, frecuentemente, arracimados. Coenurus cerebralis es la fase larvaria de Taenia multiceps (cuyo hospedador definitivo es el perro) y se localiza en el sistema nervioso central, con distintas repercusiones sintomáticas según la parte afectada: región parietal, parte anterior del cerebro, cerebelo o médula espinal.

Síntoma de cenurosis.

74

Nematodos

Nematodos

Nematodos Son vermes cilíndricos y alargados, pueden medir de 0,1 a 150 cm,

más abundantes y que incluyen un gran número de géneros y espe-

con los extremos normalmente algo puntiagudos. Son individuos tri-

cies, es más complejo porque morfológicamente son muy parecidos

blásticos, con una cutícula externa semirrígida que les impide crecer

entre sí . En éstos debemos recurrir a las claves de identificación. En

por lo que se ven obligados a mudar; por debajo de ésta, se encuen-

este trabajo, basándonos en la presencia/ausencia, o en la morfolo-

tra la hipodermis y más internamente, la capa muscular. La cavidad

gía o tamaño de ciertas estructuras orgánicas proponemos una

corporal está compuesta por un tejido relleno de líquido (seudoceloma

sencilla clave de identificación con la que podremos llegar a clasifi-

o líquido perientérico) con una función similar al esqueleto, donde flo-

car los tricostrongílidos de los ovinos españoles a nivel genérico. Para

tan el sistema digestivo, nervioso, excretor y genital. No poseen

llegar a nivel de especie debemos observar las características indivi-

aparato circulatorio ni respiratorio.

duales, siendo generalmente más sencilla la identificación de los

En el ganado ovino existe una gran variedad de nematodos diges-

machos que la de las hembras.

tivos. Tras la necropsia, podemos recuperarlos e identificarlos en el

En cuanto a los nematodos broncopulmonares, se pueden dividir en

laboratorio por sus características morfológicas. En algunos casos

dos grupos: los grandes (Dictyocaulus) y los Protostrongílidos (Muelle-

es relativamente sencillo, pero en otros como los tricostrongílidos, los

rius, Protostrongylus, Cystocaulus, Neostrongylus).

Encuadre taxonómico Phylum Nemathelminthes Subclase Adenophorea Orden Enoplida

Subclase Secernentea Orden Strongylida

Orden Oxyurida

Orden Rhabditida

Orden Spirurida

Superfamilia Oxyuroidea

Superfamilia Rhabditoidea

Superfamilia Spiruroidea

Familia Trichuridae

Familia Oxyuridae

Género Trichuris

Género Skrjabinema

Familia Strongyloididae

Familia Gongylonematidae

Género Strongyloides

Género Gongylonema

Superfamilia Trichuroidea

Género Capillaria

Superfamilia Trichostrongyloidea Familia Trichostrongylidae Género Trichostrongylus Género Haemonchus

Superfamilia Strongyloidea

Superfamilia Ancylostomatoidea

Superfamilia Metastrongyloidea

Familia Chabertidae

Familia Ancylostomatidae

Familia Protostrongylidae

Género Chabertia

Género Bunostomum

Género Oesophagostomum

Género Protostrongylus Género Muellerius

Género Cooperia

Género Cystocaulus

Género Ostertagia

Género Neostrongylus

Género Teladorsagia Género Marshallagia Familia Dictyocaulidae Género Dictyocaulus Familia Molineidae Género Nematodirus 75


Ciclos biológicos

Nematodos digestivos Tricostrongílidos El ciclo biológico de los tricostrongílidos es directo, con una fase en-

La fase exógena empieza cuando los huevos son eliminados al me-

dógena en la cual el hospedador ingiere las larvas de tercer estadio

dio ambiente con las heces, que le sirven de aislamiento y protec-

(L3) con la hierba; en el cuajar o en el intestino delgado, la L3 sale de

ción. En el interior del huevo se forma la L1 que sale del huevo y

la vaina. La mayoría de estas larvas se introducen en las glándulas

muda a L2 y ésta a L3 o forma infectante. En las Marshallagia y Ne-

gástricas donde mudan a L4 saliendo como L5 a la superficie del

matodirus spp. la L1 no abandona el huevo sino que continúa su

abomaso. En ocasiones se detiene el desarrollo de la larva en la glán-

desarrollo –hasta L2 y L3, respectivamente– en el interior del huevo,

dula gástrica durante varios meses, es el llamado período de hipo-

saliendo entonces al medio ambiente. Las L3 se diseminan horizon-

biosis. Una vez que han madurado sexualmente tiene lugar la cópula,

talmente y ascienden por sus propios movimientos a la hierba para

tras la cual las hembras comienzan a eliminar huevos.

ser ingeridas por el hospedador.

Adulto L4

L5

L3 Hipobiosis

Heces con huevos

Marshallagia L3

L3

Nematodirus Huevo con L2

Huevo con L1

Huevo con L 3 Huevo con L 2

Tricostrongílidos Huevo con L 1

L3 L1 L2

76

Nematodos

Ciclos biológicos

Nematodos pulmonares Dictyocaulus

Protostrongílidos

La L1 de Dictyocaulus no requiere un hospedador intermediario en el

La L1 de los protostrongílidos sale al medio exterior en las heces y so-

medio ambiente y muda directamente conservando las vainas, de tal

brevive hasta que encuentra un hospedador intermediario, caracol te-

forma que las formas infectantes (L3) tienen una doble vaina y con-

rrestre (hay más de 50 especies), donde se desarrolla y muda a L2 y

servan el botón cefálico. La fase endógena comienza cuando el

L3. La fase endógena comienza cuando el hospedador definitivo ingiere

hospedador definitivo ingiere la L3 con la hierba. En el intestino se li-

la L3 que se encuentra en el interior del caracol (a veces algunas larvas

bera de sus cubiertas y penetra en la mucosa llegando a los ganglios

migran a la hierba y pueden ingerirse directamente). Las L3 se liberan

mesentéricos donde muda a L4, que por vía sanguínea se dirige a los

con la acción de los jugos gástricos y perforan la pared del intestino

capilares alveolares alcanzando los bronquios más finos donde se

grueso y llegan por vía linfática a los pulmones donde terminan de ma-

transforma en L5 que se dirige a bronquios y tráquea donde madu-

durar. Las hembras eliminan huevos que eclosionan en el parénquima

ran sexualmente. La mayoría de los huevos eclosionan en el interior

pulmonar y las L1 progresan por el árbol bronquial hasta ser deglutidas.

de las hembras (unos pocos en el intestino) por lo que las L1, ayudadas por el epitelio vibrátil de los bronquios y por los accesos de tos, ascienden hacia la tráquea para ser deglutidas y eliminadas con las heces (unas pocas pueden salir al exterior con los accesos de tos).

L3 L1

L5

L4

Adulto L 1(heces)

Protostrongílidos HI

Dictyocaulus

L3 L1

L2

L1 L3 L2

77


Nematodos gastrointestinales

Chabertia Chabertia ovina Localización: Intestino grueso. Tamaño: Macho: 13-14 mm. Hembra: 17-20 mm. Morfología: son de color blanco, con el extremo anterior curvado ventralmente. La cápsula bucal es de gran tamaño (lo que da al parásito un aspecto truncado), casi esférica, más ancha que larga y se abre en posición anteroventral. La abertura oral está rodeada por una doble hilera de pequeños elementos cuticulares que sustituyen a las coronas radiadas. No existen estructuras den-

Cavidad bucal.

tiformes en el fondo de la cápsula bucal.

Macho La bolsa copuladora está bien desarrollada. Espículas de 1,3-1,7 mm, iguales y finas. Gubernáculo presente. Bolsa copuladora y espículas.

Hembra La vulva se abre cerca del ano, aproximadamente a 0,4 mm de la terminación posterior del cuerpo. Extremo posterior.

78

Nematodos


Oesophagostomum Localización: Ciego y colon. Morfología: tienen un cuerpo grueso y algo ondulado, de color marfileño. El esófago tiene forma de maza, con paredes convexas y lumen cónico, sin estructuras dentiformes. En el extremo anterior, existen una o dos coronas radiadas. Presenta un collar bucal con seis papilas, delimitado posteriormente por una profunda constricción anular. Por detrás de ésta, la cutícula se dilata formando una vesícula cefálica limitada por un surco cervical ventral que no rodea totalmente el cuerpo del parásito; a este nivel se abre el poro Extremo anterior.

excretor. Por detrás del surco cervical, la cutícula puede o no formar alas y presenta un par de papilas situadas a diferentes alturas del esófago según la especie de que se trate.

Macho Las espículas son filamentosas e iguales, aladas y, normalmente, retorcidas distalmente. Existe gubernáculo, con una porción dorsal fuertemente quitinizada y otra que apenas lo está. Bolsa copuladora y espículas.

Hembra Extremo caudal terminado en punta, la vulva es ligeramente anterior al ano. Oviyector con vagina larga o corta y con un esfínter transverso. Útero situado inmediatamente delante de la vagina, con dos ramas uterinas paralelas, que se extienden hasta la porción media del cuerpo. Extremo posterior.

79



Oesophagostomum venulosum Tamaño: Macho: 11-16 mm. Hembra: 13-24 mm. Morfología: papilas cervicales por detrás del final del esófago. Posee dos coronas radiadas: la externa con 18 elementos grandes y la interna con 36 pequeños. Macho: espículas iguales de 1,1-1,5 mm. Hembra: vulva situada a 0,3 mm por delante del ano.

Papilas cervicales por detrás del esófago.

Oesophagostomum radiatum Tamaño: Macho: 14-17 mm. Hembra: 16-22 mm. Morfología: posee grandes alas cervicales laterales. Papilas cervicales situadas a la altura del esófago, justo detrás de la vesícula cefálica. Existe una única corona radiada, interna, que consta de 36-40 elementos de pequeño tamaño. Macho: espículas iguales, de 0,7-0,8 mm. Hembra: vulva situada a 1 mm por delante del ano. Esófago de Oesophagostomum radiatum.

80

Nematodos


Bunostomum Bunostomum trigonocephalum Localización: Intestino delgado. Tamaño: Macho: 12-17 mm. Hembra: 15-26 mm. Morfología: el extremo anterior del cuerpo está curvado dorsalmente por lo que la cápsula bucal se abre anterodorsalmente. Ésta es relativamente ancha y posee en su borde ventral un par de placas quitinosas. Próximas a su base, hay un par de lancetas subventrales. El túnel dorsal que contiene el conducto de la glándula esofágica dorsal termina en un amplio cono en Extremo anterior.

dicha posición que se proyecta en el interior de la cavidad bucal. No existen dientes dorsales en la cápsula. Presenta papilas cervicales y caudales.

Macho Gubernáculo ausente. Espículas delgadas, no filiformes, aladas y ligeramente retorcidas, de 0,6-0,64 mm de longitud. Bolsa copuladora y espículas.

Hembra La vulva se abre a 5,5-8 mm del extremo anterior. El extremo caudal es marcadamente redondeado en su final. Extremo posterior.

81



Trichostrongylus Localización: Cuajar y/o intestino delgado. Morfología: son vermes pequeños y capilariformes, de color pardo rojizo pálido. El extremo anterior es estrecho, sin porción cefálica manifiesta. El poro excretor se sitúa en una hendidura próxima a dicho extremo (flecha negra).

Macho Cono genital simple. Carece de membrana bursal accesoria. Las espículas son de color pardo, cortas, fuertes, de forma irregular, retorcidas, acanaladas y con crestas, pero no ramificadas, presentando el extremo proximal un proceso discoidal redondeado y sobresaliente. El extremo distal tiene barbas o ganchos que se proyectan en ángulo. El gubernáculo es fusiforme o de forma variable; en vista lateral presenta forma de barco o de zapato. Extremo anterior con hendidura.

Hembra Extremo caudal relativamente corto, acabado en punta más o menos afilada. Útero anfidelfo. Es tan pequeña que no puede albergar más de una docena de huevos. Extremo posterior de hembra.

82

Nematodos


Trichostrongylus axei Localización: Cuajar. Macho: 2,3-6 mm. Las espículas son de color marrón oscuro, desiguales, la izquierda mide 96-123 µm y la derecha 74-96 µm. Del borde interno de ambas sale una espina y el extremo distal presenta excrecencias. Hembra: extremo posterior recto y en forma de cono, de 67-79 µm de longitud. La vulva se sitúa en la parte posterior del cuerpo a 0,06-0,1 mm del extremo distal. Los oviyectores miden 202-281 µm pero no están tan bien definidos

Espículas.

como en otras especies.

Trichostrongylus vitrinus Localización: Duodeno. Macho: 4-7,7 mm. Las espículas son iguales, de 149-176 µm de longitud, lisas y acabadas nítidamente en punta. Gubernáculo: 74-96 µm de longitud, arqueado en forma de navecilla o huso muy estrecho. Hembra: el ano se encuentra situado a 79-133 µm del extremo caudal. Vulva con labios prominentes. Por detrás, el cuerpo se estrecha cónicamente, midiendo la extremidad caudal 79-105 µm y está levemente curvada dorsalmente.

Espículas.

Trichostrongylus colubriformis Localización: Porción anterior del intestino delgado. Macho: 4,3-7,7 mm. Las espículas acaban en triángulo, con una proyección ganchuda no prominente. Son de color marrón oscuro, la izquierda mide 136-171 µm y la derecha 123-154 µm. Ambas están dobladas ventralmente y su barba ventral está claramente separada a 37,3 µm del extremo distal. Gubernáculo: 66-88 mm de longitud, en forma de bota en vista dorsoventral y de huso en vista lateral. Hembra: anillo nervioso y poro excretor a 0,12-0,13 y 0,15 mm respectivamente del extremo cefálico. La vulva está situada a 1,21-1,48 mm del extremo caudal. Tiene forma de hendidura, con bordes elevados pero sin labios prominentes. Oviyectores bien desarrollados, normalmente de 400500 µm de longitud, formados por un útero anfidelfo. El extremo caudal, cónico y corto, mide Espículas.

66-92 µm y acaba gradualmente en punta. El ano se localiza a 55-92 µm del extremo posterior.

83



Trichostrongylus capricola Localización: Intestino delgado. Macho: 3,5-5,8 mm. Espículas: iguales, de 114-149 µm, dobladas 190º ventralmente en su mitad posterior y, al contrario que T. colubriformis, carece de la proyección en forma de gancho. Gubernáculo: 66-88 µm. Hembra: oviyectores bien definidos, de 330-391 μm de longitud entre ambos. Extremo distal de 79-98 µm x 38-44 µm. Espículas.

Trichostrongylus longispicularis Localización: Intestino delgado. Macho: 3,5-7,5 mm. La bolsa copuladora tiene un pequeño lóbulo dorsal. Espículas: largas, finas y ligeramente desiguales; la izquierda mide 139-200 µm y la derecha 136-193 µm. Ambas tienen el extremo obtuso, redondeado y provisto en el extremo final de una proyección espatulada, membranosa y semitransparente. Hembra: 5,2-9 mm. (No está descrita). Es muy poco frecuente. Espículas.

Trichostrongylus retortaeformis Localización: Intestino delgado. Macho: 5-7 mm. Espículas: 100-140 µm, acaban en triángulo y están ligeramente dobladas. Gubernáculo: 63 µm. Hembra: 6-9 mm. El extremo distal mide 1-1,1 mm. Es muy poco frecuente, su hospedador habitual es el conejo.

Espículas.

84

Nematodos


Haemonchus Haemonchus contortus Localización: Cuajar. Tamaño: Macho: 10-20 mm. Hembra: 16-30 mm. Morfología: extremo cefálico relativamente ancho y romo, de menos de 50 µm de diámetro, sin vesícula cefálica. Papilas cervicales muy manifiestas. Cavidad bucal pequeña, no quitinizada, con tres labios poco visibles y un diente o lanceta fino, pequeño pero manifiesto, que se origina en la cara dorsal de la base de la caviExtremo anterior con papilas cervicales grandes.

dad bucal. Presenta una formación neodontal prominente en el esófago. El esófago mide 1,216-1,387 mm de longitud.

Macho Las espículas miden 300-506 µm, son de color marrón y poseen un gancho al final de la espícula; el de la izquierda mide 21-24 µm y el de la derecha mide 41-44 µm. Poseen una pieza accesoria que mide 200-210 µm. Bolsa copuladora con grandes lóbulos laterales y un pequeño lóbulo dorsal asimétrico, dirigido a la izquierda, con un radio bifurcado y cada brazo dividido a su vez en dos. Presenta papilas preBolsa copuladora, espículas y lobulo dorsal (señalado) asimétrico con radio en forma de “Y”.

bursales. Gubernáculo presente (200 µm x 2530 µm) en forma de huso o lanzadera.

Hembra El extremo final del cuerpo es fino, acabado en punta, de 323-630 µm de longitud. La vulva se localiza a 2,5-4 mm de este extremo, generalmente posee una solapa vulvar larga (665-769 µm) en forma de lengüeta, situada delante de la vulva y cubriéndola hacia atrás; en ocasiones es simplemente un pequeño botón y, más raramente, algunos ejemplares carecen de ella. Los ovarios, de color blanco, están enrollados en espiral alrededor del intestino, rojizo, dando Extremo posterior y aspecto de tirabuzón (ovarios enrollados alrededor del intestino).

a la hembra un aspecto de "tirabuzón".

85



Cooperia Localización: Intestino delgado. Morfología: tienen el extremo anterior fino sin labios desarrollados, cavidad bucal pequeña y papilas cervicales muy poco evidentes y difíciles de ver, situadas en el tercio posterior del esófago. Presenta una vesícula cefálica larga que normalmente está dividida en una porción cefálica y otra porción cervical.

Extremo anterior.

Hembra Cola terminada en punta más o menos aguda, pero no espinosa. La vulva está situada en la mitad posterior del cuerpo y puede tener solapa vulvar. Extremo posterior de hembra.

86

Nematodos


Cooperia oncophora Localización: Intestino delgado. Macho: el radio dorsal de la bolsa copuladora mide 220-240 µm, sus ramas terminan en un arco en forma de herradura y cerca de la mitad de cada arco hay una pequeña digitación. Las espículas son largas (228-300 µm), finas, lisas, sin bordes prominentes, y acaban en un botón. Hembra: cuerpo marcadamente abultado en la región de la vulva, cola delgada con estriaciones anulares. El ano se sitúa a 160 µm del extremo Espículas.

distal. Oviyectores de 700 µm de longitud.

Cooperia mcmasteri Localización: Intestino delgado. Macho: extremo anterior terminado en espiral. Es similar a C. oncophora, pero la bolsa copuladora es más grande y los radios más largos y delgados, siendo las espículas más finas y algo más cortas. Espículas largas (270 µm), acabadas en forma de bota, poseen una dilatación con aspecto de ala en su parte media. Hembra: vulva transversal, el labio anterior se dilata formando un faldón. Espículas.

Cooperia curticei Localización: Intestino delgado. Extremo anterior fino sin labios desarrollados, cavidad bucal pequeña y papilas cervicales muy poco evidentes y difíciles de ver, situadas en el tercio posterior del esófago. Presenta una vesícula cefálica larga que normalmente está dividida en una porción cefálica y otra porción cervical. Macho: 4,6-6,8 mm x 0,075-0,08 mm. Espículas de 111-165 µm. Hembra: 5,8-8,05 mm x 0,075-0,1 mm. Espículas.

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Ostertagia/Teladorsagia Localización: Cuajar e intestino delgado. Color pardo rojizo (debido a la sangre a medio digerir). En los machos existe membrana bursal accesoria. Las papilas prebursales, pequeñas y divergentes, se aproximan normalmente en los extremos. Espículas cortas (hasta 500 mm), iguales y relativamente finas, de color pardo; terminan en tres procesos ganchudos o afinados, siendo los dos laterales más cortos que el tronco principal. El gubernáculo es incoloro y difícil de observar, tiene forma de huso o pala. Extremo anterior con papilas cervicales pequeñas.

Extremo posterior (hembra).

Hembra La vulva se encuentra en la quinta parte posterior del cuerpo, cubierta anteriormente por una solapa. La cola, cónica, termina en punta con 5-6 anillos subterminales; no presenta espina terminal. Útero y vulva con solapa vulvar.

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Nematodos


Ostertagia ostertagi Localización: Cuajar e intestino delgado. Macho: 5,3-8,4 mm; bolsa pequeña y trilobulada, sostenida por costillas carnosas. Las espículas miden 175-330 µm, terminan en tres protuberancias en forma de gancho romo, siendo las dos laterales más cortas y finas que la principal, y relacionándose entre sí por medio de quitina. Gubernáculo en forma de raqueta, 65 mm x 15 µm. Hembra: la vulva se encuentra a 1,1-1,5 mm del extremo posterior y está cubierta por un solapa vulvar de 100-120 µm. La distancia del ano al final del extremo distal es de 0,11-0,14 mm.

Espículas.

Ostertagia lyrata Localización: Intestino delgado. Macho: 9 mm x 0,12 mm. La morfología es similar al de O. ostertagi, pero posee un cono genital esclerotizado y prominente en su parte dorsal mientras que el procono está reducido. Las espículas miden 230 µm; son trifurcadas, siendo el tronco central más grueso y con una expansión en forma de bota; las expansiones laterales también son gruesas pero puntiagudas. Gubernáculo fusiforme de 63 µm. Espículas.

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Teladorsagia circumcincta Localización: Cuajar y más raramente intestino delgado. Macho: 7,5-9 mm. La bolsa copuladora posee costillas carnosas de gran tamaño. La membrana bursal accesoria, no esclerotizada, está sostenida por dos costillas divergentes. Las espículas son largas (280-320 µm) y finas, trifurcadas en el cuarto distal (a 50 mm del extremo final). La rama mayor termina en un abultamiento grande, la segunda en un proceso pequeño y agudo y la tercera es difícil de ver. El gubernáculo mide 90 µm y tiene forma de raqueta. Hembra: la vulva está situada a 1,9-2,3 mm del extremo caudal, normalmente está cubierta por una solapa vulvar. La parte caudal del cuerpo, ligeramente arqueada, está engrosada poco antes de la punta de la cola.

Espículas.

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Nematodos


Teladorsagia trifurcata Localización: Intestino delgado. Macho: 5-8,8 mm. Presenta el cono genital muy desarrollado dorsalmente. La membrana bursal accesoria está esclerotizada y la bolsa copuladora posee costillas carnosas que sostienen tres lóbulos: los laterales muy desarrollados y el dorsal de pequeño tamaño. Las espículas son relativamente cortas (150-250 µm) y anchas. Se trifurcan al inicio del tercio distal, a partir de la línea media hacia atrás. El tronco principal es más largo y grueso, y acaba truncado, mientras que las ramas secundarias (dorsal y ventral medias) son aproximadamente la mitad de su longitud y acaban en punta. El gubernáculo, que mide 70-100 µm x 10-15 µm, tiene forma de huso, con la anchura máxima (1015 µm) en la porción anterior, afinándose caudalmente. Hembra: 10 mm. Es muy difícil diferenciar de la hembra de T. circumcincta. La vulva se abre ligeramente más atrás que en esta última (a 1,75 mm del extremo caudal) y carece de labio vulvar. Espículas de T. trifurcata.

Espículas de T. trifurcata. 91



Marshallagia Marshallagia marsalli Localización: Intestino delgado. La cápsula bucal es pequeña pero bien diferenciada; carecen de vesícula cefálica y alas cervicales. Las papilas cervicales están muy desarrolladas y se dirigen hacia atrás. El sinlofe está compuesto de 50-56 surcos longitudinales perpendiculares a la superficie corporal. Macho: 10-13 mm. La bolsa genital es grande con una costilla dorsal larga (280-400 µm) y bifurcada cerca del extremo distal. Existen papilas prebursales. Las espículas (250-280 µm) son finas, de color pardo amarillento, trifurcadas y con una curvatura ventral cerca de la mitad (en vista lateral). No existe gubernáculo. Hembra: 12-20 mm. La vulva se abre a 2,5-5 mm de la cola, ésta es aguda con una espina terminal. Según algunos autores presenta solapa vulvar mientras que para otros carece de ella.

Espículas.

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Nematodos


Nematodirus Localización: Intestino delgado. El cuerpo es largo y fino, de color blanquecino, suelen verse enrollados. La región anterior del cuerpo es más gruesa que la posterior, presentando una vesícula cefálica, sin papilas cervicales ni prebursales. La cutícula presenta estriaciones transversales en la porción anterior.

Extremo anterior con expansión cefálica.

Macho Tamaño: 8-16 mm. Las espículas son simples, filiformes y muy largas (0,7-1,25 mm), sobresalen del cuerpo y están fusionadas en su parte final. No poseen gubernáculo que las guíe pero están unidas por una membrana (totalmente o sólo en su parte final). Espículas largas fusionadas en su extremo.

Hembra Tamaño: 19-25 mm. Cuerpo dilatado hacia su tercera o cuarta parte debido a que el útero contiene pocos huevos pero de gran tamaño. Vulva situada en el tercio posterior del cuerpo. El extremo caudal es corto, generalmente cónico y truncado, con una espina terminal. Extremo posterior con espina terminal.

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Nematodirus filicollis Localización: Intestino delgado. Macho: 10-15 mm. Espículas de 680-950 µm, largas e iguales. Son finas y filiformes, acabadas en punta, con un extremo terminal estrecho y lanceolado de 16 µm y cubiertos ambos por una membrana. Hembra: 12-20 mm. Presenta el cuerpo engrosado desde la región vulvar hasta casi el extremo distal, a causa del útero, el cual contiene pocos huevos, pero de gran tamaño. La vulva está situada ligeramente por delante del límite

Terminación lanceolada de las espículas.

del tercio distal. Éste mide 65-80 µm, es largo, truncado y terminado en una espina corta.

Nematodirus spathiger Localización: Intestino delgado. Macho: 10-19 mm. Cada espícula termina en una pieza en forma de cuchara con punta roma de 16 µm, y ambas se hallan rodeadas por una membrana. Hembra: 15-29 mm La vulva se abre próxima al cuarto posterior del cuerpo. La extremidad posterior es roma. Terminación en forma de cuchara o pincel de las espículas.

Nematodirus helvetianus Localización: Intestino delgado. Macho: 11-17 mm. Espículas de 0,9-1,25 mm, muy juntas, con una pieza terminal muy alargada (35 µm), de forma lanceolada, aguda y simétrica, que se halla envuelta por una membrana. Hembra: mide de 18 a 25 mm. La vulva se abre transversal a 1,2 mm del extremo posterior que acaba romo y la espina terminal es corta.

Terminación lanceolada de las espículas.

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Nematodos


Trichuris Localización: Ciego y colon. La porción anterior del cuerpo, esófago, es mucho más larga y delgada que la porción posterior, con una abertura bucal simple.

Extremo anterior (porción esofágica).

Huevos en el interior de una hembra.

Hembra Tamaño: 35-70 mm. La extremidad posterior está sólo ligeramente curvada, sin formar una espiral. La vulva se sitúa al comienzo de la porción gruesa del cuerpo. Extremo posterior de hembra.

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Macho Tamaño: 46-88 mm. El extremo caudal está incurvado en espiral dorsalmente. Espícula: única, rodeada por una vaina protrusible lisa o armada con espículas cuticulares finas.

Macho (enrollado) y hembra.

Extremo posterior de macho con detalle de espícula y vaina espicular.

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Nematodos


Trichuris ovis Localización: Ciego y colon. Macho: 32-88,6 mm. El extremo anterior, fino, constituye las 3/4 partes de la longitud del cuerpo. El esófago mide 22-55 mm. La espícula totalmente evaginada mide 4,67-8,58 x 0,06-0,21 mm. La vaina espicular, de 0,54-4,32 x 0,04-0,10 mm, posee una dilatación oblonga en su extremo final cuando la espícula está parcialmente invaginada. La vaina está cubierta en toda su superficie por diminutas espinas cuyo tamaño es mayor en el extremo proximal que en el distal. Hembra: 32-87 mm. Esófago: 20-66 mm (aproximadamente 2/3-4/5 de la longitud total). La vulva está situada detrás del final del esófago y sobresale externamente, estando cubierta por una papila en forma de espina. Vulva.

Expansión de la vaina espicular (las espinas disminuyen de tamaño en sentido distal).

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Trichuris globulosa Localización: Ciego y colon. Macho: 38-74 mm. Esófago: 30-60 mm de longitud (aproximadamente las 2/3 partes). La espícula mide 4-4,9 mm. La vaina espicular está recubierta en toda su longitud por espinas que disminuyen de tamaño en sentido proximal, son cónicas y están inclinadas ligeramente hacia delante. La vaina, cuando no está evaginada, presenta en posición terminal una dilatación que se observa como un disco o con forma troncocónica, a 0,80 mm de la terminación de la espícula. Justo antes de la dilatación suele presentar estrías transversales. Hembra: 42-75 mm. El esófago mide 50-60 mm de longitud (alrededor de 3/4 de la longitud corporal). La vulva no es prominente y se sitúa en el límite de la porción esofágica con la caudal. Hembra. Detalle de la vulva.

Macho. Expansión de la vaina espicular (las espinas disminuyen de tamaño en sentido proximal).

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Nematodos


Trichuris skrjabini Localización: Ciego y colon. Macho: 36-59,5 mm. El esófago ocupa los 2/3 de la longitud total del cuerpo. La espícula (0,841,5 x 0,01-0,04 mm) tiene forma curva, poco coloreada y no sobresale de la vaina. La vaina espicular está cubierta por espinas de tamaño uniforme; no presenta ensanches ni dilataciones de ningún tipo y cuando está parcialmente evaginada, el extremo proximal es más estrecho que el distal. Hembra: 59,2 mm. El esófago ocupa las 3/4 partes de la longitud total del cuerpo. La vulva se abre ligeramente por detrás de la unión del esófago con el intestino, sobresale claramente sobre la superficie ventral, levemente inclinada de delante hacia atrás. Hembra. Detalle de la vulva.

Macho. Vaina espicular (espinas de tamaño uniforme).

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Skjrabinema Skjrabinema ovis Localización: Ciego y colon. Abertura bucal con tres labios grandes, cada uno de ellos con una formación dentiforme y tres pequeños dientes intermedios. Presenta aletas laterales en posición anterior. Esófago cilíndrico terminado en un gran bulbo esférico.

Extremo anterior.

Macho Cola completamente redondeada, con una expansión cuticular sostenida por dos pares de procesos. Extremidad posterior incurvada en forma de gancho. Presenta una sola espícula en forma de flecha. Ventral y asimétricamente, junto a la cloaca, existen dos dilataciones con papilas, así como una papila mediana, y entre ésta y la cloaca un par de papilas pedunculares. Gubernáculo presente. Extremo posterior.

Hembra Vulva situada ligeramente por delante de la mitad del cuerpo. Las hembras maduras se hallan repletas de huevos. Extremo anterior y posterior.

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Nematodos


Strongyloides Strongyloides papillosus Localización: Intestino delgado. Tamaño: 9 mm x 0,12 mm. Hembra: son de pequeño tamaño, incoloros, con el cuerpo fino y extremo anterior atenuado. La abertura bucal es muy pequeña, de labios indefinidos y cápsula bucal prácticamente ausente. Cutícula finamente anillada. El ano se abre por delante del corto extremo caudal que termina en punta roma. La vulva se halla en el último tercio del cuerpo, pero próxima a la zona media, comunicándose directamente con las dos ramas del útero que es bidelfo. Los órganos reproductores son tubulares y rodean el intestino dándole un aspecto de tirabuzón. Strongyloides.

Capillaria Capillaria bovis Localización: Intestino delgado. Morfología: parásitos en forma de cabello, blanco amarillentos, a veces pardos. La abertura oral es pequeña, sencilla y sin cápsula bucal. La cutícula tiene finas estriaciones transversales, interrumpida por varias bandas. El esófago ocupa casi la mitad del cuerpo y aumenta de grosor conforme se dirige hacia atrás. Macho: 8-13 mm. Espícula única, larga, delgada e incolora. Puede no existir, en cuyo caso hay una vaina en su lugar; sin embargo, siempre se presenta en las especies que parasitan a los mamíferos. La vaina espicular puede ser espinosa o lisa, lo que sirve para la diferenciación entre especies. El extremo posterior puede presentar un pequeño par de lóbulos laterales unidos por una membrana transparente, conocida en ocasiones como bolsa, y la cutícula de esta región puede hincharse y formar una pequeña vesícula. Cloaca terminal o subterminal. Hembra: 12-25 mm. Extremo caudal redondeado o terminado en punta roma. Vulva situada próxima a la porción final del esófago, arqueada hacia adelante y frecuentemente cubierta por un apéndice campaniforme. Huevos en útero.

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Gongylonema Gongylonema pulchrum Localización: aparece en zigzag en capas internas de la mucosa o submucosa del esófago, ocasionalmente puede encontarse en el rumen. Morfología: vermes muy largos y finos. Abertura bucal estrecha, con un labio dorsal y otro ventral de pequeño tamaño, cada uno con un dentículo en su cara interna y labios laterales estrechos y pequeños. La cutícula está cubierta de placas redondeadas de diverso grosor, dispuestas en hileras longitudinales, dorsal y ventralmente. Existen un par de alas cervicales bien desarrolladas y generalmente asimétricas. Presenta, además, dos papilas cefálicas laterales y cuatro submediales y un par de papilas cervicales situadas a la altura del anillo nervioso. Macho: 30-62 mm. El extremo caudal es alado,

Extremo anterior.

en ocasiones asimétricamente y presenta papilas también desigualmente distribuidas. La cloaca se sitúa a 220-350 µm del final; posee cinco o seis pares de papilas precloacales largas y pedunculadas y cuatro pares poscloacales, así como cierto número de pequeñas papilas situadas más atrás. Las espículas son muy desiguales: la izquierda es delgada y mide 4-23 mm, la derecha es gruesa y mide 0,84-1,8 mm. Gubernáculo presente, mide 70-120 µm. Hembra: 80-145 x 0,3-0,5 mm. La vulva se abre en el extremo posterior a 2,7 mm del final que es cónico y romo.

Bolsa copuladora y espículas.

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Nematodos

Nematodos pulmonares

Grandes vermes pulmonares: Dictyocaulus La recogida de adultos de los grandes vermes pulmonares es relativamente sencilla en la necropsia. Sin embargo, la extracción de los adultos de las demás especies de nematodos pulmonares (protostrongílidos) es algo más laboriosa por lo que el diagnóstico a partir de las fases adultas no se emplea de forma rutinaria. Es mucho más práctico para el clínico veterinario o el técnico de laboratorio la identificación de larvas de primer estadio eliminadas en las heces. Por ello, en vez de insertar imágenes de adultos hemos preferido ilustrar este apartado con imágenes de las larvas. No obstante, por si fuese de interés la identificación de los adultos, hemos incluido también una breve descripción de los adultos.

Dictyocaulus filaria Localización: Tráquea y bronquios. Morfología: son blanquecinos, delgados y filiformes con una cápsula bucal pequeña que presenta 4 labios; el dorsal y el ventral son de mayor tamaño que los laterales. Macho: los machos (25-80 mm) tienen espículas iguales, cortas y gruesas, con gubernáculo oval, semitransparente de 60 µm. Hembra: Las hembras son más grandes (43112 mm) y son anfidelfas con un útero a cada lado de la vulva que se sitúa hacia el extremo posterior. En el interior de los úteros se pueden ver los huevos (112-135 x 52-67 µm) elipsoidales y con la larva uno en su interior. Larvas: las larvas de primer estadio de D. filaria son ligeramente más pequeñas que las de tricostrongílidos (500-580 x 20 µm); generalmente son oscuras, debido a la intensa granulación existente desde la terminación del esófago hasta el ano. En el extremo anterior, la cutícula está engrosada formando una estructura en forma de botón (protuberancia protoplasmática). El extremo posterior, ligeramente arqueado, termina levemente adelgazado y romo. Larva 1 de D. filaria (grande) y protostrongílidos (pequeñas).

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Pequeños vermes pulmonares: Protostrongílidos Protostrongylus rufescens Localización: Parénquima pulmonar. Morfología: son pequeños y de color rojizo. Macho: 16-46 mm. Bolsa bien desarrollada con un gubernáculo complejo (120-170 µm). Las espículas son rectas, cortas (230-340 µm) y gruesas. Hay un gubernáculo y un télamon bien desarrollado. Hembra: 25-65 mm. Son prodelfas con la vulva situada cerca del ano. Los huevos en el útero miden 75-120 µm, no están segmentados en el momento de la puesta. Larva: L1 (300-410 µm longitud): cuerpo transparente, con el extremo caudal terminado en una larga punta en forma de bayoneta sin espinas.

Larva 1.

Muellerius capillaris Localización: Parénquima pulmonar. Macho: 11-14 mm. La bolsa copuladora no está muy desarrollada y el extremo posterior está enrollado a modo de espiral. Las espículas curvas miden 140-160 µm. El gubernáculo está prácticamente constituido por dos barras esclerotizadas. Hembra: 19-23 mm. Son prodelfas con la vulva situada cerca del ano, con una dilatación cuticular justo detrás de ella. Los huevos en el interior de los úteros miden alrededor de 100 µm y no están segmentados en el momento de la puesta. Larva: L1 (250-320 µm longitud): cuerpo transparente, con el extremo caudal enroscado terminando en una punta ondulada que presenta en su parte proximal un vigoroso espolón dorsal. Extremo posterior de L1.

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Nematodos


Cystocaulus ocreatus Localización: Parénquima pulmonar. Morfología: filiformes. Macho: 80-90 mm. Bolsa copuladora pequeña, las espículas miden 275-379 µm y el gubernáculo 120-174 µm con dos prolongaciones puntiagudas en forma de bota. Hembra: 13-16 mm. La vulva está situada en la porción posterior y está protegida por una dilatación cutícular en forma de campana. Larva: L1 (340-490 µm longitud): cuerpo no transparente (intestino granuloso). Extremo caudal débilmente arqueado y terminado en una punta articulada en dos porciones: la proximal es gruesa y curvada y la distal es más fina y alargada, terminada en punta. Presenta un espolón dorsal inmediatamente antes de la porción proximal y un par de pequeños ganchitos Larva 1 de Cystocaulus.

en el límite entre la porción proximal y la distal.

Neostrongylus linearis Localización: Parénquima pulmonar. Tamaño: muy pequeños. Macho: 5-8mm. Las espículas son desiguales: 320-360 µm y 160-180 µm. Hembra: 13-15 mm. Larva: L1 (300-400 µm longitud): cuerpo transparente. Extremo caudal parecido al de Cystocaulus ocreatus, articulado en dos porciones y con dos ganchitos entre ambas; la porción proximal, sin embargo, es cuadrada y el espolón dorsal inapreciable.

Larva 1 de Neostrongylus.

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Artrópodos

Artrópodos

Artrópodos Los artrópodos son animales invertebrados, pluricelulares, con simetría bilateral que poseen pares de apéndices articulados. Tienen un exoesqueleto quitinoso que no es elástico por lo que para crecer deben sustituirlo por uno nuevo formado debajo del viejo, en un proceso denominado muda o ecdisis. Los segmentos del cuerpo están unidos por elementos membranosos, lo que les da cierta movilidad. Cada segmento quitinoso está constituido por 4 placas: una dorsal (tergo), una ventral (esternón) y dos laterales (pleuras). Los artrópodos parásitos más importantes de los pequeños rumiantes son los insectos y los ácaros.

Encuadre taxonómico Phylum Arthropoda Superclase Insecta

Orden Mallophaga

Orden Anoplura

Orden Siphonaptera

Suborden Ischnocera

Orden Diptera Suborden Cyclorrhapha

Familia Trichodectidae

Familia Linognathidae

Familia Pullicidae

Familia Hippoboscidae

Género Damalinia

Género Linognathus

Género Pulex

Género Melophagus

Familia Ctenocephalidae

Familia Oestridae

Género Ctenocephalides

Género Oestrus

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Piojos

Piojos Los piojos son ectoparásitos obligados permanentes y muy específicos de hospedador. Se caracterizan porque son insectos carentes de alas (ápteros) y están comprimidos dorsoventralmente. Las patas terminan en una uña que al oponerse a una prominencia de la tibia forma una pinza adaptada al grosor del pelo del animal que parasitan. Todo su ciclo biológico transcurre en el animal, depositando sus huevos, liendres, adhiriéndolos a los pelos. Los estadios de desarrollo son morfológicamente muy similares entre sí, diferenciándose fundamentalmente en el tamaño. Pueden actuar como vectores de algunas enfermedades pero su verdadera importancia en veterinaria radica en la acción patógena, directa o indirecta. Se dividen en dos grandes grupos, los piojos anopluros o picadores y los malófagos o masticadores. Los primeros son hematófagos y durante su alimentación perforan la epidermis. Los masticadores se alimentan de descamaciones de la piel pero se mueven incesantemente provocando la autolesión por rascado del hospedador.

Anopluros Tamaño: suelen medir entre 1,6 y 5 mm. Morfología: el aparato bucal está constituido por un tubo interno denominado trompa o tubo de los estiletes cuya parte posterior comunica con un saco ciego donde están las piezas perforadoras replegadas en reposo. Además del aparato bucal, en la cabeza disponen de los órganos de los sentidos, las antenas que tienen de 3-5 artejos y están insertas en una escotadura, los ojos que, si existen, son simples ocelos. El tórax suele tener forma trapezoidal o subrectangular. Las piezas laterales, pleuras, suelen estar más quitinizadas. Todos los segmentos torácicos están fusionados por lo que sólo se aprecia un estigma torácico (orificio respiratorio). Como ya hemos indicado, las patas son robustas y terminan en una uña que se opone a la prominencia tibial y da especificidad a los piojos. El abdomen es oval con 6-9 segmentos. Las pleuras están muy quitinizadas y dejan ver un par de estigmas respiratorios por segmento. La hembra termina en dos lóbulos y un par de apéndices a los lados de la aber-

Cabeza y tórax de anopluro.

tura genital: los gonópodos. El macho, por el contrario, termina redondeado y por transparencia se puede ver el pene con forma de aguja.

Linognathus Tamaño: de 1,6 a 2,8 mm. Morfología: carecen de ojos, el abdomen es membranoso y suele ser peludo y el primer par de patas es claramente más pequeño que el resto. L. ovillus es el “piojo de la cara y cuerpo” con una cabeza larga y estrecha que supera en longitud al tórax. L. pedalis o “piojo del pie” se localiza en zonas desprovistas de lana. Abdomen de anopluro. 108

Artrópodos

Piojos

Malófagos Los piojos masticadores suelen ser más pequeños que los picadores. Como su nombre indica se caracterizan por poseer un aparato bucal masticador localizado en posición ventral con lo que la parte anterior de la cabeza es redondeada siendo su anchura igual o mayor a la del resto del cuerpo. Si tienen ojos, son simples. En el tórax hay un segmento separado, el protórax, mientras que los dos siguientes, meso y metatórax están unidos entre sí. Las patas de los malófagos de los mamíferos son similares a las de los piojos picadores aunque menos manifiestas. El abdomen tiene 9 segmentos separados por amplias zonas membranosas. El macho presenta una armadura genital compleja con pene y piezas accesorias. La terminación de las hembras, al igual que en los picadores, se caracteriza por la presencia de gonópodos. Las especies de piojos masticadores de pequeños rumiantes pertenecen al género Bovicola (Damalinia).

Bovicola (Damalinia) ovis Tamaño: no sobrepasa los 1,5 mm. Morfología: tiene las características morfológicas típicas de los malófagos y se localiza fundamentalmente en el lomo de las ovejas. Bovicola (Damalinia) ovis liendre.

Bovicola (Damalinia) ovis liendre adulto. 109


Pulgas

Pulgas Los adultos de pulga son ectoparásitos obligados mientras que el resto de las fases de desarrollo pasan su vida fuera del hospedador. Los adultos depositan los huevos sobre el animal y al no tener ningún tipo de adherencia caen al suelo (encontrándose principalmente en aquellos lugares donde los animales pasan más tiempo como establos, camas, etc). La larva es verminosa, blanquecina con piezas bucales mordedoras. Se alimentan fuera del hospedador de detritus, descamaciones cutáneas, pelos y heces de los adultos que contienen sangre parcialmente digerida, por lo que según van creciendo adquieren un tono rojizo.

Sifonápteros Tamaño: las pulgas adultas miden de 1 a 6 mm siendo las hembras más grandes que los machos. Morfología: el cuerpo está comprimido lateralmente y cubierto de cerdas dirigidas hacia atrás, desprovisto de alas y con 3 pares de patas como corresponde a su condición de insectos. Estas patas, fundamentalmente el tercer par, están adaptados al salto. La cabeza está ampliamente inserta en el tórax, en ella puede apreciarse el surco antenal donde están retraídas las antenas (mazudas) en estado de reposo. Los ojos, cuando existen, son simples ocelos. Algunos géneros de pulgas tienen en la cabeza estructuras quitinosas: ctenidios o peines –genal y/o pronotal–. La ausencia o presencia de estos peines, así como su disposición,

Adulto de Ctenocephalides felis.

número de espinas y morfología sirven para su identificación. El tórax está formado por tres segmentos bien definidos cada uno con una pieza dorsal o noto, una ventral o esternón y dos laterales o pleuras. Las patas se articulan con el esternón de cada segmento del tórax. Tienen una coxa libre, móvil, muy grande y aplanada. La pata termina en uñas prensiles en su extremo. El abdomen es ancho y corto con sólo 8 segmentos visibles ya que los últimos están modificados y al servicio de la reproducción. En el borde dorsal cerca del extremo posterior está el pigidio formado por pequeñas sensilas a modo de silla de montar. En las hembras el abdomen es bastante regular, ovoideo dejando ver dos Peines genal y pronotal de C. felis. 110

Artrópodos

Pulgas

espermatecas simétricas de valor taxonómico. En los machos el borde inferior del abdomen es muy convexo y, por transparencia, se ve el extremo de la compleja armadura genital, formada por una pinza genital que se prolonga en la lámina del pene. En el ganado ovino no se ha identificado ninguna especie propia siendo difícil observar a los adultos sobre las ovejas aunque es muy frecuente verlas en los establos. Las dos especies más frecuentemente identificadas en este rumiante son Ctenocephalides felis y Pulex irritans, bastante fáciles de diferenciar entre sí.

Pulex irritans Conocida como la pulga humana, tiene la cabeza redondeada y no tiene peines. Los ojos están bien desarrollados y por debajo de cada uno presenta una cerda ocular característica. Adulto de Pulex irritans.

Ctenocephalides felis Parasita habitualmente a perros y gatos. Se caracteriza porque la cabeza es el doble de larga que ancha, con ojos bien desarrollados y por poseer ambos peines, genal y pronotal. El peine genal que está en posición horizontal y posee al menos seis espinas puntiagudas, siendo la primera y la segunda de la misma longitud. Espermateca de C. felis. 111


Pulgas

Extremo posterior de hembra de P. irritans.

Lámina del pene y pigidio.

Espermateca de P. irritans.

Surco antenal y antenas. 112

Artrópodos

Moscas

Moscas La distinción entre los diferentes dípteros que pueden afectar a los ovinos es compleja por su variedad y fisiología. De forma simplista, se va a dividir el presente apartado atendiendo al estadio de desarrollo que produce el proceso, centrándonos en los parásitos más frecuentes en los ovinos, si bien ocasionalmente pueden presentarse otras especies. En primer lugar se tratarán aquellas infestaciones por larvas de mosca, posteriormente las debidas a los adultos.

Miasis larvarias Miasis es la infestación de animales con larvas de dípteros que, al menos durante cierto tiempo, se alimentan de tejidos vivos o muertos, líquidos o de la ingesta del hospedador. Por su localización se clasifican en externas o cutáneas e internas o cavitarias.

Miasis cavitarias Entre las miasis cavitarias de los ovinos destaca la estrosis.

Dípteros Oestrus ovis Los adultos (10-13mm) tienen ojos pequeños, son de color grisáceo con manchas amarillentas en el dorso, tórax y abdomen. Están cubiertos de pelos oscuros. Su vida es efímera por lo que son difíciles de detectar e identificar. Las larvas crecen y mudan dos veces desde los 1,3-1,5 mm de las larvas I iniciales hasta los 20-30 mm de la larva III. Las larvas de tercer estadio recientes son amarillentas mientras que cuando maduran presentan bandas oscuras en cada segmento. Son ovoides, alargadas, con la cara ventral aplanada y la dorsal convexa. Los estigmas posteriores están formados por dos

Larva 3 de O. ovis en senos nasales.

grandes placas subpentagonales, de ángulos redondeados, con un botón central y, muchos orificios pequeños que cubren toda su superficie. Las hembras depositan las larvas en las fosas nasales, migran por los cornetes y mudan a los siguientes estadíos hasta llegar a los senos nasales. Una vez alcanzado el estadio de larva 3 recorren el camino de regreso a las fosas nasales, caen al suelo donde se entierran y pupan para transformarse en adultos. Larva 2 y larva 3 de Oestrus ovis.

Aumento de la secreción nasal en la estrosis. 113


Moscas

Miasis cutáneas Distintos géneros de dípteros pueden depositar sus huevos (o larvas) sobre la piel del hospedador produciendo miasis primarias o secundarias. En las primarias, cuando las larvas eclosionan, con la ayuda de sus ganchos y la liberación de enzimas proteolíticas, son capaces de perforar la piel sana para alimentarse en ella (Lucillia, Phormia y algunas especies de Calliphora). En las miasis secundarias es necesaria una solución de continuidad, como heridas por esquileo, corte de rabo o simplemente la lesión que dejan las garrapatas al desprenderse. Ésta será la vía de acceso al tejido para que las larvas puedan alimentarse y desarrollarse (Chrysomyia, Megaselia, Wohlfartia, Sarcophaga y algunas especies de Calliphora). La morfología de estas larvas es común a la del resto de las moscas, con pequeñas diferencias que no son objeto de este tratado. La morfología de los estigmas respiratorios situados en el último segmento abdominal es de gran valor taxonómico.

Larvas de mosca en pezuña de un muflón.

Extremo anterior de larva. 114

Miasis cutánea.

Artrópodos

Moscas

Moscas adultas Las moscas pertenecientes a la familia Hippoboscidae se caracterizan porque la larva se desarrolla en el interior del útero materno, saliendo al exterior ya en estadio de pupa o ninfa. Son muy robustas y su tegumento tiene consistencia coriácea. El cuerpo está deprimido dorsoventralmente como los piojos y la cabeza está unida al tórax en una articulación casi inmóvil. Ambos sexos son hematófagos. En algunos géneros como Hippobosca las alas son funcionales pero sólo les permiten realizar vuelos cortos y pesados, en otros como Melophagus, el falso piojo ovino, las alas han desaparecido. Para facilitar la prensión de los pelos sus patas terminan en uñas denticuladas.

Melophagus ovinus Es una mosca parásita obligada de los ovinos, mide de 3-5 mm y son de color ocráceo y abdomen oscuro. Está enteramente cubierta de pelos cortos, fuertes y abundantes, entre los que destacan algunas cerdas más largas. La cabeza es corta y ancha, con el tórax y el abdomen aplanados dorsoventralmente lo que unido a la ausencia de alas y a la presencia de uñas en las patas le hace asemejarse morfológicamente a un piojo. Vive como ectoparásito permanente, con un aparato bucal picador.

Extremo anterior de M. ovinus.

Adulto de M. ovinus.

Lesiones en la piel debidas a M. ovinus. 115


Moscas

Melophagus ovinus en el lomo de una oveja.

116

Artrópodos

Ácaros

Ácaros Los ácaros de interés en el ganado ovino pertenecen a dos órdenes: Acariformes (ácaros de la sarna) y Parasitiformes (garrapatas). Ambos órdenes tienen el cuerpo globoso (idiosoma) y de él solo destacan el aparato bucal (rostro, capítulo o gnatosoma) y las patas. El aparato bucal, en posición ventral o anterior, está formado por tres tipos de piezas bucales articuladas en una pieza basal, base del capítulo: el hipostoma (es el órgano de fijación, central y está provisto generalmente de dentículos), dos quelíceros (órganos perforadores, uno a cada lado del hipostoma, formados por 2 o 3 artejos que terminan en pinzas o agujas) y dos pedipalpos (órganos sensoriales y/o de protección). En el idiosoma se insertan las patas (4 pares en ninfas y adultos y 3 pares en larvas), cada pata está dividida en 6 artejos: coxa, trocánter, fémur, génua o rodilla, tibia, tarso y uña. En el idiosoma también puede haber ojos simples (en posición lateral a la altura del segundo o tercer par de patas) y estigmas respiratorios. El idiosoma puede estar cubierto por un escudo dorsal (con distinto desarrollo según el estadio), pliegues, cerdas y escamas o tegumento coriáceo.

Encuadre taxonómico Phylum Arthropoda Clase Arachnida Subclase Acari

Orden Acariformes

Suborden Acaridida (Astigmata)

Orden Parasitiformes

Suborden Actinedida (Prostigmata)

Suborden Ixodida (Metastigmata)

Familia Demodecidae

Familia Ixodidae

Género Demodex

Género Ixodes Género Hyalomma Género Haemaphysalis Género Dermacentor Género Rhipicephalus

Familia Psoroptidae

Familia Sarcoptidae

Género Psoroptes Género Chorioptes

Género Sarcoptes

117


Ciclos biológicos

Sarcoptes scabiei La hembra excava un túnel permanente en el estrato córneo de la piel

tadio adulto, la cópula tiene lugar en la superficie de la piel y la hem-

que no abandonará hasta su muerte. Durante aproximadamente dos

bra grávida excava un nuevo túnel. El tiempo desde que un huevo eclo-

meses pondrá huevos a razón de 1-3 huevos al día. De los huevos

siona hasta que madura la hembra y hace de nuevo la puesta es de

emerge una larva hexápoda que puede ascender a la superficie de la

10-14 días.

piel, protegiéndose, y posiblemente alimentándose en los folículos pi-

El ciclo biológico de las demás sarnas es similar en cuanto a las

losos o quedarse en un túnel perpendicular al de su madre (saco de

fases de desarrollo pero Psoroptes y Chorioptes se mantienen en la

muda). Las larvas se alimentan y mudan a ninfas (dos estadios ninfa-

superficie de la piel, mientras que Demodex lo hace en el interior de

les) que actúan de igual forma que las larvas. Una vez adquirido el es-

los folículos pilosos.

Ciclo biológico de Sarcoptes scabiei.

adultos

hembra grávida

3er año

2º año 1er año ninfa

huevos larva

Garrapata de 3 hospedadores: Hyalomma lusitanicum. 118

Artrópodos

Ciclos biológicos

Hyalomma lusitanicum

Rhipicephalus bursa

La hembra grávida se desprende y pone los huevos en el suelo. Tras

La hembra grávida se desprende y pone los huevos en el suelo. Tras

un período de tiempo variable, las larvas eclosionan en primavera

un período de tiempo variable, según las condiciones ambientales,

(mayo-junio) y buscan activamente su primer hospedador. Aunque mu-

eclosionan las larvas, habitualmente en el otoño, y buscan activamente

chos micromamíferos pueden ser hospedadores, existe una íntima re-

su primer hospedador, generalmente un rumiante, se alimentan en él

lación entre los conejos y los estadios inmaduros de esta especie. Des-

mudando a ninfa y en este estadio también se alimentan sobre el

pués de la alimentación, las larvas se desprenden, mudan a ninfas en

mismo hospedador. Las ninfas se desprenden y mudan a adultos que

el suelo y vuelven a ascender al segundo hospedador a finales de pri-

esperan la llegada de un nuevo hospedador definitivo en el que pren-

mavera-verano (junio-julio) que, como hemos indicado, suele ser tam-

derse (habitualmente también un rumiante). La hembra se fija primero

bién un conejo. Las ninfas alimentadas mudan a adultos en el suelo

y después lo hacen los machos a su alrededor. Tras la cópula, la hem-

y allí permanecen hasta que las condiciones ambientales son favora-

bra finaliza su alimentación y ya grávida se desprende y cae al suelo.

bles, finales de primavera, principios de verano o principios de otoño.

La duración de este ciclo es variable, según las condiciones ambien-

Cuando la humedad y temperatura son adecuadas, ascienden a la

tales. Habitualmente, las larvas-ninfas se alimentan en otoño, en las

hierba a la espera de que pase un hospedador, siendo, en este sen-

tablas del cuello de rumiantes y caballos, mientras que los adultos se

tido poco específicos, alimentándose sobre una gran variedad de gran-

visualizan fácilmente en la zona del periné de los mismos hospedado-

des ungulados domésticos o silvestres. Tras la alimentación y la có-

res en junio.

pula sobre el animal, la hembra se desprende y busca un refugio, entre la hojarasca para hacer la puesta. H. lusitanicum es una especie de

Es una especie de espacios abiertos donde tanto la puesta como la muda se realizan en el exterior, nunca en edificaciones.

tres hospedadores exófila (su ciclo está adaptado a espacios abiertos) y de épocas cálidas.

hembra grávida

adultos

2º año 1er año

larva ninfa huevos

Garrapata de 2 hospedadores: Rhipicephalus bursa. 119


Acariformes

Acariformes Sarcoptes Localización: Tejido subepidérmico. En las ovejas se encuentran en las zonas desprovistas de lana, fundamentalmente en cabeza y patas. En las cabras se suele localizar primero en la cabeza y orejas para luego expandirse por el tronco, las ubres y las patas. Tamaño y morfología: son ácaros de pequeño tamaño (320-440 x 240-358 µm las hembras y 220 x 160 µm los machos) aspecto redondeado, algo más largo que ancho, de color blanquecino o blanco grisáceo y con la cutícula surcada de finas estriaciones, escamas triangulares y espinas. El capítulo sobresale de la superficie del cuerpo en la parte anterior, es de forma cónica achatada, relativamente corto y cubierto por un camerostoma. El ano está en posición postero-dorsal. El orificio genital es ventral, posterior en los machos y medial en las hembras. No presentan ojos ni estigmas, ya que dado su pequeño tamaño respiran a través de la cutícula (astigmados). Las patas tienen distinto desarrollo y están dispuestas en direcciones opuestas: el primer y se-

Sarcoptes macho.

gundo par hacia delante mientras que el tercer y cuarto par no sobrepasan la superficie del cuerpo y están dirigidas hacia atrás. El 1º y 2º par de patas presentan unas ventosas al final de un pedúnculo, mientras que en el resto puede haber cerdas o ventosas dependiendo del estadio. Macho: el 3º par de patas termina en una larga cerda y todos los demás terminan en ventosa. Otro carácter diferencial del macho es la fusión de los epímeros, engrosamiento de la cutícula donde se insertan los músculos locomotores, de las cuatro patas posteriores, mientras que en el resto de los estadios permanecen independientes. Hembra: las hembras son más grandes para albergar los huevos y los pares de patas 3º y 4º terminan en cerdas. Los huevos son de gran tamaño (160 µm), ovoideos y de cutícula transparente que deja ver el embrión en su interior. Su abundancia en los raspados de una lesión denota que es un proceso activo. 120

Sarcoptes hembra.

Artrópodos

Ácaros

Psoroptes Localización: Son ectoparásitos estrictos ya que viven en la superficie de la piel produciendo exudado que al secarse forma costras que les protegen. En las ovejas se localizan, preferentemente en zonas con lana, fundamentalmente en el lomo y los costados, en tanto que en las cabras es menos frecuente y se circunscriben a la parte interna del pabellón auditivo. Morfología: tienen el cuerpo oval y el rostro cónico y alargado. Las terminaciones de las patas tienen pulvilos en un pedúnculo largo triarticulado y/o largas cerdas. Macho: los machos (470-640 x 200-400 µm) presentan pulvilo en el primer, segundo y tercer par de patas y su extremo posterior se prolonga en dos mamelones donde se encuentran las ventosas copuladoras y el tercer par de patas muy desarrollado, adaptado también para Psoroptes macho.

la cópula. Hembra en el último estadio ninfal pueden observarse unos botones que se adaptan a las ventosas del macho en la primera cópula y que desaparecen en las hembras ovígeras. Las hembras ovígeras (670-850 x 390-550 µm), en las que por transparencia se puede ver un huevo en su interior, presentan ventosas en el primer, segundo y cuarto par de patas.

Psoroptes hembra.

121


Acariformes

Chorioptes Localización: Superficial. Suelen presentarse en las patas, principalmente en las pezuñas, desde donde asciende sin pasar de las rodillas o los corvejones; en algunas ocasiones, se han citado casos en las axilas, ubres, escroto e incluso cruz y cabeza. Morfología: al pertenecer a la misma familia que Psoroptes presentan bastantes similitudes, como poseer un cuerpo alargado. Sin embargo, existen algunas diferencias como poseer un rostro más redondeado y que los pedúnculos de las ventosas son muy cortos y no articulados. Macho: el macho (290-310 x 250-300 µm) presenta ventosas en todos sus tarsos, con el último par de patas poco desarrollado y los lóbulos copuladores (en los que se encuentran las ventosas copuladoras) prolongados en cuatro largas cerdas aplanadas como una espátula. Hembra: las ninfas de último estadio también poseen botones copuladores. Las hembras ovígeras (300-400 x 210-260 µm) no presentan ventosas en el tercer par de patas.

Chorioptes macho y hembra.

122

Artrópodos

Ácaros

Demodex Localización: Interior de las glándulas sebáceas y folículos pilosos y en las glándulas de Meibomio. Morfología: son ácaros vermiformes con una estriación transversal externa que no se corresponde con ningún tipo de metamerización interna. El rostro es ancho y presenta quelíceros en forma de estilete y palpos adheridos entre sí. Las patas, dispuestas en la parte anterior del cuerpo, están poco desarrolladas, con tres artejos muy atrofiados y terminados en espinas. Los huevos son elípticos y miden 68-80 x 32-45 µm. No existe dimorfismo sexual por lo que machos y hembras son similares. En el macho (220-230 x 50-55 µm) puede observarse el pene en la parte dorsal anterior. La hembra (221-250 x 44-65 µm, siendo la variedad caprina algo mayor que la ovina) tiene el poro genital en disposición ventral. Patas poco desarrolladas de Demodex.

Demodex.

123


Acariformes

Principales características morfológicas de los ácaros de la sarna en el ganado ovino Demodex

Chorioptes

Sarcoptes

Psoroptes

Vista dorsal

Vista ventral

Vista dorsal

Vista ventral

Alargado, con estrías transversales

Ovalado

Globoso, cubierta estriada con cerdas, espinas y escamas triangulares

Ovalado con estriaciones muy finas y sin espinas dorsales

Muy corto y unido al tórax

Largo (menos que Psoroptes) y redondeado

Corto y cuadrado con dos cerdas verticales (forma de herradura)

Largo y cónico sin cerdas verticales

Muy cortas, como muñones

Largas, todos los pares de patas sobresalen del cuerpo

Cortas, sólo sobresalen del cuerpo el 1er y 2º par

Largas, todos los pares de patas sobresalen del cuerpo

Forma

Extremo anterior

Patas

Terminación en patas en uñas o ventosas

1, 2, 4

1, 2

1, 2, 4

1, 2, 3, 4

1, 2, 4

1, 2, 3, 4

(las patas sin ventosa poseen cerdas terminales) Uñas

124

Ventosas con pedúnculo corto no Ventosas con pedúnculo largo no articulado en los pares de patas articulado en los pares de patas

Ventosas con pedúnculo largo articulado en los pares de patas

Artrópodos

Ácaros

Clave de identificación de ácaros de la sarna Demodex

Cuerpo alargado

3er y 4º par de patas traseros no sobresalen apenas del borde del cuerpo: Sarcoptes

3er y 4º par de patas traseros sobresalen del borde del cuerpo:

Cuerpo globoso Rostro afilado y pedicelo de las ventosas largo y articulado: Psoroptes

Rostro redondeado y pedicelo de las ventosas corto y articulado: Chorioptes

125


Parasitiformes

Parasitiformes Las garrapatas, salvo en contadas excepciones, no son demasiado específicas en cuanto a hospedador. Las que nos ocupan, como parásitos de pequeños rumiantes, son las denominadas duras. Morfología: presentan tres partes bien diferenciadas, el capítulo o rostro, el cuerpo o idiosoma y las patas. El capítulo está localizado anteriormente y en él se encuentran las piezas que permiten la fijación del ectoparásito a la piel, el hipostoma y los quelíceros y las piezas externas a ellos que los protegen, los palpos. La forma de la base del capítulo, donde se insertan el resto de las piezas bucales y la longitud de éstas últimas tienen valor taxonómico (clave). El cuerpo está protegido dorsalmente por un escudo que cubre totalmente a los machos y parcialmente a las hembras, ninfas y larvas. Suele ser de color marrón, pero en algunas especies presenta además coloraciones nacaradas o rojas. La sangre ingerida distiende, en larvas, ninfas y hembras, la parte del cuerpo no cubierta por el escudo hasta 200 veces su tamaño original. El borde dorsal del cuerpo presenta, en algunas especies, pequeños surcos simétricos que se denominan festones y que se pierden cuando la garrapata ha ingerido gran cantidad de sangre. No todos los géneros presentan ojos, pero en aquellos que los tienen están localizados en el borde del escudo, donde éste presenta una anchura máxima, aproximadamente a la altura de la segunda pata. En la parte ventral del cuerpo se aprecian las inserciones de las patas, 6 en las larvas y 8 en el resto de estadios, y los poros genital, anal y respiratorios. Rodeando el poro anal existe un surco de importancia en la identificación de los distintos géneros. En nuestro país se han descrito numerosas especies de ixódidos en los pequeños rumiantes (tabla 1). El interés por conocer las garrapatas que parasitan al ganado en una determinada zona y estación radica en la capacidad de predecir los agentes que pueden transmitir (tabla 2).

126

Artrópodos

Ácaros

Tabla 1. Principales especies de garrapatas identificadas en pequeños rumiantes y localizaciones preferentes en el hospedador. Especie

Hospedador

Localización en hospedador

Dermacentor marginatus

Capra hircus, Capra pyrenaica hispanica, Ovis aries, Ovis musimon.

Adultos: zonas cefálicas y espalda. Inmaduros: zona facial, cefálica y auricular.

Dermacentor reticulatus

Capra hircus, Ovis aries.

Zonas cefálicas, faciales y cuello.

Haemaphysalis sulcata

Capra hispanica, Ovis aries, Ovis musimon.

Haemaphysalis punctata

Capra hircus, Capra hispanica, Ovis aries, Ovis musimon.

Hyalomma lusitanicum


Hyalomma marginatum

Capra hircus, Ovis aries.

Ixodes ricinus


Adultos: zona inguinal, cara medial de extremidades. Inmaduros: zona cefálica y facial.

Rhipicephalus bursa

Capra hircus, Capra hipanica, Ovis aries, Ovis musimon.

Adultos: zona perineal e inguinal. Inmaduros: cuello, espalda, dorso, cara medial de extremidades.

Adultos: todo el cuerpo menos cara y cuello. Inmaduros: cara y cuello.

Región inguinal (mamaria y escrotal), resto de zona pubiana y perineal.

Tabla 2. Principales garrapatas identificadas en pequeños rumiantes y patógenos transmitidos. Género de garrapata Ixodes Haemaphysalis Dermacentor Hyalomma Riphicephalus

Patógenos transmitidos Anaplasma phagocytophilum, Borrelia burgdorferi, Virus TBE. Babesia motasi. Coxiella burnetii, Rickettsia slovaca, Francisella tularensis. Theileria lestoquardi, Coxiella burnetii. Babesia ovis, Theileria ovis, Anaplasma ovis, Eperythrozoon ovis.

127


Parasitiformes

Ejemplo del desarrollo de un ixódido

128

Hembra haciendo la puesta.

Huevos.

Larva sin alimentar.

Larva alimentada (iniciando el proceso de muda).

Ninfa sin alimentar.

Ninfa alimentada.

Macho y hembra.

Garrapatas en la región perianal.

Artrópodos

Ácaros

Ixodes

Hembra alimentada (vista dorsal).

Larva sin alimentar (vista ventral).

Macho (vista ventral).

129


Parasitiformes

Haemaphysalis

Macho (vista ventral).

Larva parcialmente alimentada (vista ventral).

Hembra sin alimentar (vista dorsal).

Ninfa sin alimentar (vista ventral).

130

Artrópodos

Ácaros

Dermacentor

Macho (vista dorsal).

Hembra haciendo la puesta.


131


Parasitiformes

Hyalomma


Larva parcialmente alimentada (vista ventral).


Ninfa sin alimentar (vista ventral).

132

Artrópodos

Ácaros

Rhipicephalus


Larva sin alimentar (vista ventral).


Ninfa sin alimentar (vista dorsal).

133


Parasitiformes

Clave de identificación de los géneros de garrapatas españolas Surco anal rodeando el ano por la parte anterior

Ixodes

Hyalomma

Rostro largo y ojos salientes como cabeza de alfiler

Hyalomma

134

Artrópodos

Ácaros

Surco anal rodeando el ano por la parte posterior

Dermacentor

Haemaphysalis

Rhiphicephalus

Rostro corto (con o sin ojos) Base del capitulo rectangular

Base del capítulo hexagonal. Palpos triangulares. Rhipicephalus

Coxa I profundamente hendida. Palpos triangulares sobresalen de la base del capítulo. Sin ojos. Haemaphysalis

Palpos mazudos. Con ojos. Escudo bicolor. Dermacentor

Escudo unicolor, con festones.

135

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Atlas de Parasitología Ovina - Félix Valcárcel Sancho - 1a Edición

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