Tecnicas de Hematologia y Coagulación

Cbtis 92

Técnicas de Hematología y Coagulación José Ramón Espinosa Molina

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José Ramón Espinosa Molina Cbtis 92

Toma de muestra sanguínea y Frotis Objetivo: Realizar la toma sanguíneo y un frotis con el cual se puede hacer un diferencial de leucocitos para saber de un trastorno medico que esté sufriendo el paciente. Fundamento: En la toma de muestra se obtiene sangre venosa la cual ha estado circulando por el cuerpo humano del paciente. El frotis sanguíneo es una técnica en la cual en el extendido los glóbulos blancos que dan a la vista para poder ser un conteo de su proporción en la sangre que al médico le permite saber qué tipo de glóbulo blanco se está elevando y así saber de qué enfermedad se trata. En la sangre a demás de frotis sanguíneo se puede realizar múltiples estudios como una Biometría hemática que nos arroja varios resultado que le sirven al médico para ser un diagnostico presuntivo o apoyar su diagnostico. Con la sangre se puede múltiples estudios pruebas de química clínica, inmunológicas, tiempos etc. Material:     

Algodón. Alcohol al 70%. Ligadura o torniquete de 25 a 30 cm de largo. Jeringas de 5 mL. Viales con anticoagulante EDTA.

Procedimiento: 1. Verificar que los elementos por utilizar estén listos, y que el paciente se sienta cómodo. 2. Aplicar el torniquete aproximadamente cuatro dedos por encima de la flexión del codo o a 10 cm del codo, sujetar con un medio nudo 3. Limpiar la zona con alcohol al 70% o alcohol yodado, en un área de 2 pulgadas 4. El paciente deberá abrir y cerrar la mano durante unos segundos y después la mantendrá cerrada, esto ayudará a visualizar las venas superficiales

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5. Se retira el estuche protector de la aguja y se coge la jeringa de tal manera que el bisel se encuentre hacia arriba 6. Se coloca la aguja en dirección paralela a la vena, se perfora la piel haciendo avanzar la aguja 0,5-1 cm en el tejido subcutáneo, luego se perfora la vena Se aspira la jeringa hasta el volumen requerido. 7. Retirar el torniquete e indicar al paciente que deje de hacer puño. Se coloca el algodón seco encima de la punción y se retira la aguja. 8. Retirar la aguja de la jeringa. Verter la muestra lentamente por las paredes del vial con anticoagulante. No olvidar colocar una gota en la lámina portaobjeto para realizar el frotis. 9. Agitar el vial en círculos sobre la mesa para homogeneizar la muestra con el anticoagulante.

Aplicar el torniquete aproximadamente cuatro dedos por encima de la flexión del codo o a 10 cm del codo, sujetar con un medio

Limpiar la zona con alcohol al 70% o alcohol yodado, en un área de 2 pulgadas

El paciente deberá abrir y cerrar la mano durante unos segundos y después la mantendrá cerrada, esto ayudará a visualizar las venas superficiales

Se retira el estuche protector de la aguja y se coge la jeringa de tal manera que el bisel se encuentre hacia arriba

Se coloca la aguja en dirección paralela a la vena, se perfora la piel haciendo avanzar la aguja 0,5-1 cm en el tejido subcutáneo, luego se perfora la vena Se aspira la jeringa hasta el volumen requerido.

Retirar el torniquete e indicar al paciente que deje de hacer puño. Se coloca el algodón seco encima de la punción y se retira la aguja

Fuentes de Error: 3


   

Mala localización de la vena No haber apretado el embolo Mala asepcia Mala colocación del bisel

Procedimiento para frotis: 1. Una vez extraída la sangre con cualquiera de las metodologías, se coloca una pequeña gota de sangre (5mL) (aprox. 3 mm de diámetro) sobre un portaobjeto a 2 cm aproximadamente de uno de los extremos. 2. Colocar el canto de otro portaobjeto esmerilado sobre la superficie del primer portaobjeto (en la que se encuentra la gota de sangre) formando un ángulo de 45º. 3. Deslizar suavemente y a velocidad moderada el portaobjeto sobre el otro en sentido longitudinal, hasta que la gota de sangre quede bien extendida sobre la superficie del primer portaobjeto. El grosor del frotis sanguíneo puede variar según sea el ángulo que formen entre sí ambos portaobjetos. Así, si es superior a 45º, la extensión obtenida será gruesa y corta, si es inferior a 45º será larga y fina. El secado del frotis es a temperatura ambiente y en posición horizontal.

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Una vez extraída la sangre con cualquiera de las metodologías, secoloca una pequeña gota de sangre (5mL) (aprox. 3 mm de diámetro) sobre un portaobjeto a 2 cm aproximadamente de uno de los extremos

Colocar el canto de otro portaobjeto esmerilado sobre la superficie del primer portaobjeto (en la que se encuentra la gota de sangre) formando un ángulo de 45º.

Deslizar suavemente y a velocidad moderada el portaobjeto sobre el otro en sentido longitudinal, hasta que la gota de sangre quede bien extendida sobre la superficie del primer portaobjeto. El grosor del frotis sanguíneo puede variar según sea el ángulo que formen entre sí ambos portaobjetos. Así, si es superior a 45º, la extensión obtenida será gruesa y corta, si es inferior a 45º será larga y fina. El secado del frotis es a temperatura ambiente y en posición horizontal.

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Fuentes de Error:  Mala limpieza de los portaobjetos  Mal realizado del extendido  Mal secado Conclusión: La obtención de la sangre venosa correctamente es importante para evitar márgenes de error, de la sangre podemos realizar múltiples estudios como un conteo de eritrocitos de leucocitos, un diferencial etc.

Bibliografía Manual de procesamiento de laboratorio en técnicas básicas de hematología; Ministerio de la Salud: Lima Perú; 2005; pág. 34 a 35

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Hematocrito Objetivo: Realizar la técnica de hematocrito para la determinación del volumen globular eritrocitario y para poder conocer si el paciente se encuentra sufriendo de una anemia y poder hacer un diagnostico presuntivo de qué tipo de anemia se trata. Fundamento: Mide la fracción que comprende a los glóbulos rojos (masa globular), respecto al volumen total de la muestra de sangre venosa o capilar. Puede expresarse en porcentaje o como valor decimal. Este volumen nos permite conocer la concentración de lo hematíes dentro de la sangre mas el conteo de eritrocitos poder saber el volumen cospular medio (VCM).

Los valores de estos nos darán a conocer de qué tipo de anemia se trata anemia microcitica, anemia nomocitica, anemia macrocitica. Y pertece al grupo para diagnostico de una anemia. Sus valores Normales son: Hombre: 40-54% Mujeres: 38-48% Material: -Tubo de Wintrobe -Pipeta Pasteur - Tapón o papel parafina Equipo: Centrifuga

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Procesamiento: 1. Llenar el tubo con sangre previamente tomada con anticoagulante EDTA utilizando la pipeta Pasteur comenzando desde el fondo hasta la marca de 100 mm. Teniendo cuidado de no generar burbujas ni espuma. 2. Tapar para evitar la evaporación de la sangre o salpicones 3. Centrifugar a 3000 rpm por el tiempo de 30 minutos 4. Observar

la

escala

Llenar el tubo con sangre previamente tomada con anticoagulante EDTA utilizando la pipeta Pasteur comenzando desde el fondo hasta la marca de 100 mm. Teniendo cuidado de no generar burbujas ni espuma

Tapar para evitar la evaporación de la sangre o salpicones

Centrifugar a 3000 rpm por el tiempo de 30 minutos

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Fuentes de Error: 

Mal llenado del tubo de Wintrobe



Burbujas en el tubo



Mal manejo de la centrifuga



Tiempo distinto al de 30 minutos de centrifugación

Conclusiones: es uno de los métodos más usado que ha venido

siendo

remplazado su utilización manual por la automatizada ya que ha sido dejado de hacer por el tiempo que conlleva y hecho por medio de maquinas que dan un resultado en 2 minutos este examen nos arroja valores para poder diagnosticar una posible anemia envase a todos los otros valores que se ven en una biometría Hematica. Bibliografía Manual de procesamiento de laboratorio en técnicas básicas de hematología; Ministerio de la Salud: Lima Perú; 2005; pág. 34 a 35 Resultado

51% VALORES DE REFERENCIA: Hombres: 40% - 54% Mujeres: 38% - 48%

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Recuento eritrocitario

Objetivo: Realizar un conteo eritrocitario para conocer el numero de eritrocitos en el cuerpo humano y poder saber si el paciente está sufriendo una anemia o si la medula ósea no está produciendo sufriendo eritrocitos.

Fundamento: La sangre se diluye en un líquido que nos permite observar claramente los hematíes, luego esta dilución se coloca en una cámara de Neubauer con la ayuda de una pipeta automática o pipeta Pasteur y se cuentan en el microscopio a un objetivo de 40x para calcular el número de glóbulos rojos por mm3. La anemia más que ser un enfermedad es un síntoma el numero bajo de eritrocitos nos permite saber que una anemia está sucediendo dentro del cuerpo y que el oxigeno no se está entregando con normalidad. Resultados:

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Valores de referencia (Unidades tradicionales millones de células/mm3). Hombres 4 500 000 - 5 500 000 Mujeres 4 000 000 - 5 000 000 Niños (4 años) 4 200 000 - 5 200 000 Lactantes (1 - 6 meses) 3 800 000 - 5 200 000 Recién nacidos 5 000 000 - 6 000 000 Estos valores nos sirven para calcular índice eritrocitarios como VCM Y HCM Equipos: - Microscopio. - Hemocitómetro (cámara de Neubauer). Material: 

Pipeta de glóbulos rojos (De Thoma)



Diluyente de Hayem



Contador manual



Papel filtro.

1. Procedimiento: 2. Mezclar la sangre obtenida con el anticoagulante o tomar sangre capilar. 3. Llenar la pipeta de glóbulos rojos con sangre hasta la marca de 0,5 para realizar una dilución de 1/200, y si se carga hasta 1, la dilución será 1/100. Limpiar la punta con gasa o papel absorbente. 4. Introducir la pipeta en el tubo o frasquito conteniendo diluyente (Hayem) y llenar de líquido de dilución hasta la marca de 101. 5. Se coloca en un rotador automático o se hace rotar manualmente de 2 a 3 minutos. 6. Agitar bien la pipeta y descartar 3 a 4 gotas del tallo, luego colocar una gota pequeña cerca de un extremo de la cámara para que por capilaridad se llene exactamente. 7. Hacer el recuento con objetivo de 40x. 8. Dejar en reposo por 3 minutos 9. Enfocar la cuadrícula a 10x, luego con el objetivo de 40x contar sobre el cuadrado grande central de la cámara sólo en 5 cuadrados pequeños: uno central y cuatro angulares (80 cuadraditos en total).

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10. En el recuento se incluyen las células que cubren o tocan por dentro o por fuera las líneas limitantes superior e izquierda en el cuadrado pequeño de recuento y no se consideran los correspondientes a los límites inferior y derecho. Se hace el recuento en los puntos ABCD y E y se sigue los mismos parámetros del recuento de leucocitos.

Llenar la pipeta de glóbulos rojos con sangre hasta la marca de 0,5 para realizar una dilución de 1/200, y si se carga hasta 1, la dilución será 1/100. Limpiar la punta con gasa o papel absorbente

Introducir la pipeta en el tubo o frasquito conteniendo diluyente (Hayem) y llenar de líquido de dilución hasta la marca de 101.

Se coloca en un rotador automático o se hace rotar manualmente de 2 a 3 minutos.

Agitar bien la pipeta y descartar 3 a 4 gotas del tallo, luego colocar una gota pequeña cerca de un extremo de la cámara para que por capilaridad se llene exactamente.

Hacer el recuento con objetivo de 40x

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Fuentes de Error:  Mal Dilución  Mal conteo en la cámara  Borrado de la cuadricula

Conclusión: Este método ha venido siendo remplazando por el automático ya que su tiempo de realización es más corto que este pero al final de cuentas los dos tiene el mismo objetivo conocer el número total de eritrocitos en la sangre y dar una idea de cómo está la transmisión de oxigeno al resto del cuerpo Bibliografía Manual de procesamiento de laboratorio en técnicas básicas de hematología; Ministerio de la Salud: Lima Perú; 2005; pág. 34 a 35

Resultado: 4.6x106/mm3

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Recuento Leucocitario  Objetivo: Realizar un conteo eritrocitario para conocer el número de leucocitos presentes en la sangre ya que esto nos da conocimientos si el paciente está sufriendo una enfermedad debido al número alto de estos o si no se encuentra con una defensa adecuada debido a sus números bajos.  Fundamento: La sangre anticoagulada se deposita en un líquido que permite evidenciar los leucocitos, manteniéndolos visibles, mientras que los eritrocitos son hemolizados. El recuento del número de leucocitos o glóbulos blancos se expresa por mm3 (milímetro cúbico). Un bajo número de glóbulos blancos se denomina leucopenia y puede deberse a:    

Insuficiencia de la médula ósea (por ejemplo: debido a infección, tumor o cicatrización anormal) Enfermedades vasculares del colágeno (como el lupus eritematoso) Enfermedad del hígado o el bazo Radioterapia o exposición a la radiación

Un alto número de glóbulos blancos se denomina leucocitosis y puede deberse a:      

Anemia Enfermedades infecciosas Enfermedad inflamatoria (como artritis reumatoide o alergia) Leucemia Estrés emocional o físico severos Daño tisular (como, por ejemplo, quemaduras)

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Resultados N° de leucocitos:

Valores de referencia 5000 - 10 000 leucocitos / mm3 Valores elevados El aumento del número total de leucocitos circulantes se llama Leucocitosis. Se observa en el curso de algunas infecciones bacterianas piógenas. Valores reducidos La disminución del número

total de leucocitos circulantes se denomina

Leucopenia. Se observa en algunas infecciones con la tifoidea y el paludismo, y después de usar ciertos tiempo algunos medicamentos. 



Equipo: 

- Microscopio.



- Hemocitómetro (cámara de Neubauer).

Equipo 

Contador manual



Solución de Turk al 1%.



Papel filtro.



Pipeta de glóbulos Blancos (De Thoma) 15




Procedimiento: 1. Una vez obtenida la sangre con anticoagulante o sangre capilar del dedo, se procede a aspirar la sangre con la pipeta de glóbulos blancos hasta la marca de 0,5 y a limpiar la punta con papel absorbente. 2. Introducir la pipeta en el tubo que contenga solución de Turk y absorber hasta la marca de 11 (no debe haber burbujas). 3. Tapar ambos extremos y proceder a mezclar manualmente o en un rotador automático por 2 ó 3 minutos. 4. Monte la laminilla de vidrio en la cámara para recuento que debe estar limpia y seca. 5. Agitar la pipeta y descartar las cuatro primeras gotas para luego colocar una gota pequeña de esta solución en la cámara. 6. Deje reposar por espacio de 3 minutos para que las células se sedimenten. 7. Enfocar con objetivo de 10x y contar en 4 cuadrados grandes angulares. Cuando se usa la pipeta automática, se toma 20 mL (0,02 mL) de sangre total con anticoagulante o sangre capilar con anticoagulante y se diluye en un tubo que contenga 380 mL de solución de Turk (aquí tenemos una dilución 1:20).

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se procede a aspirar la sangre con la pipeta de glóbulos blancos hasta la marca de 0,5

y a limpiar la punta con papel absorbente

Introducir la pipeta en el tubo que contenga solución de Turk y absorber hasta la marca de 11

Monte la laminilla de vidrio en la cámara para recuento que debe estar limpia y seca.

Agitar la pipeta y descartar las cuatro primeras gotas para luego colocar una gota pequeña de esta solución en la cámara

Deje reposar por espacio de 3 minutos para que las células se sedimenten.

Enfocar con objetivo de 10x y contar en 4 cuadrados grandes angulares

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Fuentes de error: 

Mala toma de sangre



Mala preparación de las dilución



Cámara con cuadricula borrada o mala limpieza



Mal conteo del número de leucocitos.

Conclusión: Este método ha venido siendo remplazando por el automático ya que su tiempo de realización es más corto que este pero al final de cuentas los dos tiene el mismo objetivo conocer el número total de Leucocitos en la sangre y dar una idea está el sistema inmunes en ese momento o si esta produciendo una infección. Bibliografía Manual de procesamiento de laboratorio en técnicas básicas de hematología; Ministerio de la Salud: Lima Perú; 2005; pág. 34 a 35

Resultados: 5050 leucocitos / mm3

VALORES DE REFERENCIA 5000 - 10 000 leucocitos / mm3

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Diferencial de Leucocitos 

Objetivo: Determinar los porcentajes de las distintas clases de leucocitos normales y anormales en la sangre y poder conocer su presencia en el resto del cuerpo.

Fundamento:

La práctica del frotis sanguíneo, también llamado

extendido, es de gran importancia en hematología ya que el diagnóstico de muchas enfermedades hematológicas puede realizarse con sólo observar las características morfológicas de las células sanguíneas, de manera que éste no debe ser excesivamente grueso ni excesivamente fino. Todas las láminas por usar, sobre todo nuevas, deben ser limpiadas con algodón y alcohol al 70% para eliminar la grasa que viene adherida. El colorante de Wright va a permitir suministrar un medio para estudiar la sangre y determinar las variaciones y anormalidades de estructura, forma y tamaño de los eritrocitos, su contenido de hemoglobina y sus propiedades de coloración. La información obtenida de un frotis de sangre periférica depende en gran parte de la calidad del extendido y la coloración. La fórmula leucocitaria tiene por objetivo determinar los porcentajes de las distintas clases de leucocitos normales y anormales en la sangre. A partir de los porcentajes puede incluso calcularse el número real de cada clase de leucocitos por mm3 de sangre (valor absoluto), conociéndose el total de leucocitos. Por ejemplo: Si se tiene 60% de neutrófilos segmentados y el recuento total de leucocitos total es de 20 000, entonces la cifra absoluta de neutrófilos segmentados sería: 60/100 x 20 000 = 12 000 (valor absoluto)

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Cualquier infección o estrés agudo ocasiona un aumento en la producción de GB. Los conteos altos de glóbulos blancos pueden deberse a inflamación, una respuesta inmunitaria o hemopatías como la leucemia. Es importante saber que el aumento anormal de un tipo de leucocito puede causar una disminución en los porcentajes de otros tipos de glóbulos blancos. Un aumento del porcentaje de neutrófilos puede deberse a: 

Infección aguda



Eclampsia



Gota



Leucemia mielógena



Artritis reumatoidea



Fiebre reumática



Estrés agudo



Tiroiditis



Traumatismo

Una disminución en el porcentaje de neutrófilos puede deberse a: 

Anemia aplásica



Quimioterapia



Gripe



Infección bacteriana generalizada



Radioterapia o exposición a la radiación

Un aumento en el porcentaje de linfocitos puede deberse a: 

Infección bacteriana crónica



Hepatitis infecciosa



Mononucleosis infecciosa



Leucemia linfocítica

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José Ramón Espinosa Molina Cbtis 92 

Mieloma múltiple



Infección viral (como mononucleosis infecciosa, paperas, sarampión)



Recuperación de una infección bacteriana

Una disminución en el porcentaje de linfocitos puede deberse a: 

Quimioterapia



Infección por VIH



Leucemia



Radioterapia o exposición a la radiación



Sepsis

Un aumento del porcentaje de monocitos puede deberse a: 

Enfermedad inflamatoria crónica



Infección parasitaria



Tuberculosis



Infección viral (por ejemplo, mononucleosis infecciosa, paperas, sarampión)

Un aumento en el porcentaje de eosinófilos puede deberse a: 

Reacción alérgica



Cáncer



Infección parasitaria



Enfermedad de Hodgkin

Una disminución en el porcentaje de basófilos puede deberse a: 

Reacción alérgica aguda.

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Valores de Referencia:

Procedimiento para el frotis Material:  2 Porta objetos

Procedimiento para frotis: 4. Una vez extraída la sangre con cualquiera de las metodologías, se coloca una pequeña gota de sangre (5mL) (aprox. 3 mm de diámetro) sobre un portaobjeto a 2 cm aproximadamente de uno de los extremos. 5. Colocar el canto de otro portaobjeto esmerilado sobre la superficie del primer portaobjeto (en la que se encuentra la gota de sangre) formando un ángulo de 45º. 6. Deslizar suavemente y a velocidad moderada el portaobjeto sobre el otro en sentido longitudinal, hasta que la gota de sangre quede bien extendida sobre la superficie del primer portaobjeto. El grosor del frotis sanguíneo puede variar según sea el ángulo que formen entre sí ambos portaobjetos. Así, si es superior a 45º, la extensión obtenida será gruesa y corta, si es inferior a 45º será larga y fina. El secado del frotis es a temperatura ambiente y en posición horizontal.

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Una vez extraída la sangre con cualquiera de las metodologías, se coloca una pequeña gota de sangre (5mL) (aprox. 3 mm de diámetro) sobre un portaobjeto a 2 cm aproximadamente de uno de los extremos.

Colocar el canto de otro portaobjeto esmerilado sobre la superficie del primer portaobjeto (en la que se encuentra la gota de sangre) formando un ángulo de 45º

Deslizar suavemente y a velocidad moderada el portaobjeto sobre el otro en sentido longitudinal, hasta que la gota de sangre quede bien extendida sobre la superficie del primer portaobjeto. El grosor del frotis sanguíneo puede variar según sea el ángulo que formen entre sí ambos portaobjetos. Así, si es superior a 45º, la extensión obtenida será gruesa y corta, si es inferior a 45º será larga y fina. El secado del frotis es a temperatura ambiente y en posición horizontal.

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Procedimiento para la Tinción de Wright Material:  Colorante de Wright  Solución amortiguada tamponada Procedimiento: 1. Una vez obtenido el frotis sanguíneo, se le dejará secar entre 15 y 20 minutos. 2. Luego se coloca la preparación en un soporte y se cubre con el colorante de Wright, dejándolo por espacio de 5 minutos. 3. Posteriormente se añade solución amortiguada tamponada en partes iguales hasta obtener un brillo metálico, dejando 6 minutos adicionales. 4. Finalmente se lava con agua corriente y se deja secar. 5. Se coloca en el microscopio y, con pequeño aumento, se revisa la calidad de la coloración, la cantidad aproximada de glóbulos blancos y se escoge el sitio para iniciar el recuento. Se coloca una gota de aceite de inmersión y se enfoca a un aumento de 100x

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Una vez obtenido el frotis sanguíneo, se le dejará secar entre 15 y 20 minutos.

Luego se coloca la preparación en un soporte y se cubre con el colorante de Wright, dejándolo por espacio de 5 minutos.

Posteriormente se añade solución amortiguada tamponada en partes iguales hasta obtener un brillo metálico, dejando 6 minutos adicionales

Finalmente se lava con agua corriente y se deja secar.

Se coloca en el microscopio y, con pequeño aumento, se revisa la calidad de la coloración, la cantidad aproximada de glóbulos blancos y se escoge el sitio para iniciar el recuento. Se coloca una gota de aceite de inmersión y se enfoca a un aumento de 100x

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Procedimiento para Diferencial 1. Se examina la lámina a pequeño aumento para comprobar si los elementos celulares están bien distribuidos. 2. Si es favorable se examina con el objetivo de inmersión. La parte ideal para visualizar células para la fórmula leucocitaria es en la parte final del cuerpo y comienzos de la cola, recorriendo la lámina de izquierda a derecha o de arriba hacia abajo hasta contar 100 leucocitos incluidos los agranulocitos y granulocitos. Aquí no se incluyen los elementos inmaduros de sangre roja. 3. A medida que se va contando, se va anotando el número de cada una de las clases de glóbulos blancos observados. 4. Se determina luego los porcentajes de cada uno de ellos para luego comparar con los porcentajes normales. Diferentes Tipos de Células:

Neutrófilos

Eosinofilo

Basofilo

Linfocito

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Monocito Fuentes de Error: 

Frotis mal elaborando



Tinción con tiempo de espera largo provoca que las células se quemen



Mala diferenciación de las células ente los diferentes Tipos

Conclusión: Los valores relativos sólo nos sirven cuando los valores totales de leucocitos se encuentran dentro del valor normal. En caso contrario (leucocitosis o leucopenia) se debe emplear la fórmula para obtener el valor real, y así determinar que elemento celular se encuentra fuera del rango normal, sea elevado o disminuido. Bibliografía Manual de procesamiento de laboratorio en técnicas básicas de hematología; Ministerio de la Salud: Lima Perú; 2005; pág. 34 a 35 Resultados: Neutrófilos Cayados: 4% Neutrófilos segmentados: 68% Eosinófilos: 3% Basófilos:2% Linfocitos: 19% Monocitos: 4%

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VALORES DE REFERENCIA Neutrófilos Cayados: 3-5% Neutrófilos segmentados: 35-65 % Eosinófilos: 1-4% Basófilos: 0-1% Linfocitos: 22-40% Monocitos: 4-8%

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Técnica de Determinación de Hemoglobina  Generalidades: La hemoglobina es una proteína que contiene hierro y que le otorga el color rojo a la sangre. Se encuentra en los glóbulos rojos y es la encargada del transporte de oxígeno por la sangre desde los pulmones a los tejidos. La hemoglobina también transporta el dióxido de carbono, que es el producto de desecho del proceso de producción de energía. La forman cuatro cadenas polipeptídicas (globinas) a cada una de las cuales se une un grupo hemo, cuyo átomo de hierro es capaz de unirse de forma reversible al oxígeno. El grupo hemo se forma por: 1. Unión de la Succinil CoA (formado en ciclo de Krebs o ciclo del ácido cítrico) a un aminoácido glicina formando un grupo pirrol. 2. Cuatro grupos pirrol se unen formando la Protoporfirina IX. 3. La protoporfirina IX se une a una molécula de hierro ferroso (Fe2+) formando el grupo hemo. Cuando la hemoglobina está unida al oxígeno, se denomina oxihemoglobina o hemoglobina oxigenada, dando el aspecto rojo o escarlata intenso característico de la sangre arterial. Cuando pierde el oxígeno, se denomina hemoglobina reducida, y presenta el color rojo oscuro o bordó de la sangre venosa (se manifiesta clínicamente por cianosis).

Oxihemoglobina (HbO 2): Hb unida al oxígeno. Desoxihemoglobina: Desoxigenada (Hb reducida) Carboxihemoglobina: Hb unida a CO2. Letal en grandes concentraciones. Carbaminohemoglobina o carbohemoglobina: ciertos aminoácidos de la Hb se asocian al CO2. Metahemoglobina: Hb con Fe3 (oxidado), así no se une al oxígeno. 29


Hemoglobina glucosilada (HbA 1c ): Glucosa unida a valina terminal de cadena Beta. Aumenta en diabetes mal controlada.

 Material: 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8.

Boquilla con ligadura tubos de ensayo Pipetas de sally colorímetro Espectrofotómetro Reactivo de cianometaglobulina Estándar equivalente a 20 mg de hemoglobina/dl. Sangre total anticoagulada con EDTA



Procedimiento:

1. En un tubo de 13 x 100 colocar exactamente 5 mL de reactivo de Drabkin. 2. La sangre que puede utilizarse es de punción del dedo (sangre capilar) o de sangre venosa recién extraída. 3. Con una pipeta automática o pipeta de Salhi se toma exactamente 0,02 mL (20 mL) de sangre total, limpiar luego la punta de la pipeta y se vierte en el tubo que contenga reactivo de Drabkin. Se enjuaga 3 veces y se mezcla. 4. Dejar en reposo por espacio de 5 a 15 minutos. 5. Leer en absorbancia con filtro verde a 540 nm llevando a cero el fotómetro con agua destilada / Drabkin. Operación. Valores de referencia: Niños al nacer 13,6 - 19,6 g/dL Niños de 1 año 11,3 - 13,0 g/dL Niños de 10 -12 años 11,5 - 14,8 g/dL Mujeres 11,5 - 16,5 g/dL Hombres 14,0 - 18,0 g/dL Fuente: Manual de técnicas básicas para un laboratorio de salud. OPS, Nº 2.

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Velocidad de Sedimentación Globular Generalidades: La velocidad de sedimentación es un examen hematológico que no está incluido en el desarrollo de un hemograma; sin embargo, es una prueba muy importante por su gran sensibilidad, pues resulta normal en las enfermedades funcionales, así como en los procesos inactivos o estrictamente locales. Utilizada frecuentemente en medicina. Consiste en medir la velocidad con la que sedimentan (decantan, caen) los glóbulos rojos o eritrocitos de la sangre, provenientes de una muestra sanguínea anticoagulada con citrato sódico, en un periodo determinado de tiempo, habitualmente una hora. La velocidad de sedimentación globular, también conocida como "velocidad en la sangre" o velocidad de eritrosedimentación, es una prueba inespecífica, o lo que es lo mismo, una prueba no concluyente ni $definitiva de ninguna enfermedad o lesión determinada. Se solicita como apoyo al diagnostico de procesos inflamatorios, neoplásicos, e infecciosos. No obstante, esta prueba puede usarse para averiguar enfermedades no sospechadas, usándose en la valoración rutinaria y en la evolución de la enfermedad, pudiendo controlar el resultado del tratamiento. La VSG se encuentra elevada en: · Todas las enfermedades de la colágena,SLE. · Infecciones, neumonía, sífilis. · Enfermedades inflamatorias. · Carcinoma, linfoma, neoplasias. · Intoxicación aguda por metales pesados. · Destrucción de células o tejidos. · Toxemia. · Macroglobulinemia de Waldenstrom. · Nefritis, nefrosis. · Endocarditis bacteriana subaguda. · Anemia. · Artritis reumatóide, gota. La sedimentación globular es normal en: · Policitemia vera. · Eritrocitosis. · Anemia de células falciformes. · Enfermedad de La hemoglobina C. · Insuficiencia cardiaca congestiva. 31


· Hipofibrinogenemia (por cualquier causa). · Deficiencia de cinasa piruvato. · Esferocitosis hereditaria. La sedimentación globular es normal o variable en: Enfermedades agudas: la VSG cambia entre 6 y 24 hrs después de que se eleva la temperatura y existe leucocitosis, y así alcanza su máximo valor días después. Convalecencia: el aumento de la sedimentación tiene a persistir durante más tiempo que la hipernatremia o la leucocitosis. Apendicitis aguda no perforada (primera etapas): · Incluso si es supurativa o gangrenosa, la velocidad de sedimentación normal, pero si existe absceso o peritonitis, la velocidad de sedimentación aumenta rápidamente. Trastornos musculosqueleticos. · En artritis reumatoide, gonorreica y gotosa la velocidad desedimentación aumenta sobremanera. · En osteoartritis, la velocidad de sedimentación aumenta ligeramente. · En la neuritis, miositis y lumbalgia, la VSG se encuentra dentro de los límites normales. Problemas vasculares: · Infarto al miocardio la VSG aumenta. · En al agina de pecho, la VSG no aumenta. Cáncer: · En el mieloma múltiple, linfoma o cáncer metastático, la VSG es muy elevada. Sin embargo, existe poco correlación entre el grado de aumento de La VSG y el pronostico en cualquier caso. · Infecciones virales no complicadas y mononucleosis infecciosa. · Insuficiencia renal activa con insuficiencia cardiaca. · Alergia activa. · Ulcera péptica. Aviso clínico: · La velocidad de sedimentación globular aumenta exageradamente en el linfocarcinoma maligno de colon y mama, mieloma y artritis reumatoide. 5.1 MÉTODO DE WINTROBE Materiales requeridos: -Tubo de Wintrobe graduado de 0 - 100 mm. -pipeta Pasteur. Procedimiento: 32


- En un tubo se extrae sangre venosa, se mezcla mediante movimientos rotatorios sobre una superficie lisa. - Se vierte mediante una pipeta Pasteur o una jeringa de metal en el tubo de Wintrobe, el cual tiene una graduación de 0 - 100 mm de arriba hacia abajo y presenta ambos extremos abiertos. - La sangre debe llenarse hasta la marca cero, se coloca en posición vertical sobre una gradilla especial que obtura ambos extremos. Resultados Medir los milímetros descendidos de glóbulos rojos mediante la columna de plasma por encima del paquete globular. Valores de referencia: Hombres menores de 50 años: 0 – 15 mm/hora Hombres mayores de 50 años: 0 – 20 mm/hora Mujeres menores de 50 años: 0 – 25 mm/hora Mujeres mayores de 50 años: 0 – 30 mm/hora

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MÉTODO DE WESTERGREN Este examen mide la tendencia de los eritrocitos a sedimentar, al colocar sangre anticoagulada en un tubo en posición vertical. Se lee macroscópicamente la columna de plasma al cabo de una hora de reposo. Material -Tubos de Westergren. -Soporte para tubos de Westergren. -pipeta Pasteur Procedimiento - En un tubo que contiene 0,5 ml de anticoagulante citrato de sodio al 3,8% se extrae sangre venosa, se mezcla mediante movimientos rotatorios sobre una superficie lisa. - Se vierte mediante una pipeta Pasteur o una jeringa de metal en el tubo de Westergren, el cual tiene una graduación de 0 a 200 mm de arriba hacia abajo y presenta ambos extremos abiertos. - La sangre debe llenarse hasta la marca cero, se coloca en posición vertical sobre una gradilla especial que obtura ambos extremos. Resultados Medir los milímetros descendidos de glóbulos rojos mediante la columna de plasma por encima del paquete globular. Valores de referencia Hombres : 1 - 10 mm de altura/hora Mujeres : 3 - 14 mm de altura/hora

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EOSINOFILO MOCO NASAL GENERALIDADES: Investigar alergias, desordenes asmáticos, e infecciones parasitarias. Las rinitis pueden producirse por causas infecciosas y no infecciosas. Las rinitis infecciosas se caracterizan por secreciones nasales predominantemente espesas (blancas, amarillas o verdes), con muchos neutrófilos. Las rinitis no infecciosas se caracterizan por una secreción acuosa o mucoide. El grupo de las no infecciosas puede ser dividido en rinitis alérgica estacional, rinitis alérgica perenne y rinitis no alérgica perenne. Existe evidencia de que la rinitis no alérgica perenne es un desorden heterogéneo que consta al menos de dos subgrupos, las rinitis intrínsecas y las rinitis colinérgicas. Las rinitis intrínsecas se caracterizan por eosinofilia nasal (presencia alta de un tipo de células llamadas eosinofilos en las secreciones nasales) gran incidencia de pólipos (formaciones de la mucosa nasal de aspecto gelatinoso asemejando a una uva, ocasionadas por la inflamación de la mucosa y que no son de origen tumoral) radiografía anormal de senos paranasales, asma no alérgico concurrente y buena respuesta al tratamiento con corticoides. Por el contrario tales características faltan en las rinitis colinérgicas. No obstante tal subdivisión de los pacientes con rinitis no alérgica no siempre puede ser posible en casos particulares. Las pruebas cutáneas positivas concordantes con la historia clínica nos dan el diagnóstico. Si no se pueden realizar pruebas cutáneas puede utilizarse RAST, ELISA o CAP, para detectar IgE sérica específica contra el o los alergenos sospechosos. Una eosinofilia superior al 10% en el frotis nasal apoya el diagnóstico. Puede haber un engrosamiento de la mucosa maxilar aunque en general las alteraciones radiológicas son ligeras. En casos dudosos se puede el diagnóstico corroborar mediante la realización de provocaciones nasales con el o los antígenos incriminados. PROCEDIMIENTO: MATERIALES: Aplicadores de madera Laminillas (Portaobjetos esmerilizados).

TÉCNICA: 35


Realizar dos placas de secreción nasal con aplicadores; dejar secar al aire no es necesario fijar. Almacenamiento: A temperatura ambiente: 24horas: Refrigeradas: 1 semana Contraindicaciones: Fijar con soluciones para citologías

Muestra: Secreción nasal en portaobjetos Método : Tinción de Wright/Microscopía PROCEDIMIENTO  Identifique el lado de la laminilla que contiene la muestra  Tiña las laminillas según la técnica de Wrigth  Deje secar las laminillas al aire  Realice una lectura a 100 X a cada laminilla, estimando la cantidad de leucocitos presentes:  En campo, Realice un conteo diferencial ( polimorfonucleres, mononucleares y Eosinofilos) en 100 células. Recorra la cinta adhesiva por encima del portaobjetos Rango de referencia

0-1%

A menudo los eosinófilos están aumentados en la sangre y en el esputo de pacientes con asma, usualmente en relación con la severidad del proceso. El porcentaje de eosinófilos en esputo no hace el diagnóstico de asma, pero niveles mayores del 80% (en relación con la proporción de neutrófilos) son muy sugestivos de asma o de bronquitis crónica con dificultad respiratoria. Esto es evidencia de una correlación inversa entre el número de eosinófilos en la circulación y/o esputo y la función pulmonar.

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CÉLULAS L.E. Generalidades: Las células L.E. Lupus eritematoso son leucocitos polimorfonucleares Neutrofilos PMN que han fagocitado material nuclear alterado. Pueden determinarse en la Sangre periférica, mediante una prueba especifica de laboratorio, o bien hallarse de forma expóntela en los exudados de los enfermos con Lupus Eritematoso Sistemático. También pueden ser positivas en la Sangre periférica de pacientes con otros procesos autoinmunes como Colagenopatías mixtas y Artritis Reumatoide, y su observación es mas rara de pacientes con dicha enfermedades. Material: Tubo de ensaye Colador Varilla de vidrio Tubo de Wintrobe Pipeta Pasteur Bulbo para pipeta Pasteur Reactivo: Colorante de Wright Solución Buffer Aceite de Inmersión Equipo: Baño maría Centrifuga Microscopio Procedimiento: Con un tubo lleno de 10 ml. De Sangre total en un tubo sin anticoagulante colocarlo en baño maría por dos horas a 37°C; Decantar suero obtenido 37


El coagulo formado, colocarlo en el colador de mallas finas, con ayuda de la varilla de cristal se hace presión a manera de mortero sobre el coagulo a tal forma que se exprima. La sangre tratada de este modo se traslada a un tubo de Wintrobe con la pipeta Pasteur El tubo de Wintrobe se centrifuga 10min. A 3500 Rpm Con la capa leucocitaria se hace un extendido/ Frotis ( se deja secar) Se le agrega Wright por dos minutos Se le añade Solución Buffer durante tres minutos y se sopla ligeramente, para poder obtener la capa dorada. Se observa a 100x con aceite de Inmersión Se reportan los resultado si se encontraron o no Células L.E.

Valores Normales: La sangre de dicho paciente se considera normal si no presenta ningún tipo de células L.E.

Fuentes de error: Realización de un Frotis mal teñido y mal realizado en lo que cabe a el extendido.

Patologías: 1. Erupción malar: Eritema fijo, plano o alto, sobre las eminencias malares, que no suele afectar los surcos nasogenianos. 2. Erupción discoide: Placas eritematosas altas, con descamación queratósica adherente y tapones foliculares; puede haber cicatrices atróficas en las lesiones más antiguas. 3. Fotosensibilidad: Erupción cutánea a causa de una reacción insólita a la luz solar, referida por el paciente u observada por el médico. 4. Úlceras bucales: Ulceración nasofaríngea, por lo común indolora, observada por un médico. 5. Artritis: Artritis no erosiva que afecta dos o más articulaciones periféricas, caracterizada por dolor a la palpación, tumefacción o derrame. 6. Serositis: Pleuritis o pericarditis documentada por electrocardiograma o frote o evidencia de derrame pericárdico. 7. Enfermedad renal: Proteinuria persistente mayor a 0,5g/día o 3+ o cilindros celulares. 8. Trastorno neurológico: Convulsiones o psicosis en ausencia de otra causa conocida. 38


9. Trastorno hematológico: Anemia hemolítica o leucopenia (< 4.000/mm3) o linfopenia: (< 1.500/mm3) o plaquetopenia (< 100.000/mm3) en ausencia de fármacos que produzcan esta alteración. 10. Trastorno inmunológico: Anti-DNA, anti-Sm, y/o Anticuerpos antifosofolipido (AFL). 11. Anticuerpo antinuclear: Un título anormal de ANA por inmunofluorescencia o análisis equivalente en cualquier momento y en ausencia de medicamentos relacionados con el síndrome de lupus de origen farmacológico. Cualquier combinación de 4 o más de los 11 criterios, bien documentado durante cualquier intervalo de la historia del paciente, cumple el diagnóstico de LES (especificidad del 95 % y sensibilidad del 75%).

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RECUENTO DE RETICULOCITOS Los reticulocitos son glóbulos rojos inmaduros formados por ARN y protoporfirina en el citoplasma. Fundamento Los reticulocitos contienen una fina red de ARN y protoporfirina que se puede teñir con el azul de cresil brillante. Este colorante en combinación con una misma cantidad de sangre anticoagulada se mezcla y con la ayuda de la temperatura (baño maría) se produce la coloración de estos eritrocitos jóvenes visualizándose en los frotices sanguíneos por microscopía. Materiales  Láminas portaobjetos.  Tubos de ensayos de 12 x 75 mm.  Embudo.  Filtro de papel.  Pipetas Pasteur con chupones.  Contador manual (no imprescindible).  Solución saturada de azul de cresil brillante (filtrada). Procedimiento 1. En el tubo de ensayo colocar dos gotas de sangre total con anticoagulante. 2. Inmediatamente adicionar con la ayuda de una pipeta Pasteur la misma cantidad de colorante. 3. Mezclar la solución. 4. Se coloca luego en baño maría por espacio de 10 a 15 minutos. 5. Se realizan frotices sanguíneos. 6. Se lee con objetivo de 100x. 7. Examine por lo menos 100 eritrocitos con el objetivo de inmersión. Cuente cuidadosamente: 8. Cantidad total de glóbulos rojos. 9. Número total de reticulocitos que haya entre ellos. El recuento se ha venido haciendo clásicamente de forma manual mediante la observación en el microscopio óptico. El resultado se da en porcentaje sobre cada 100 hematíes. Es más útil calcular el número de reticulocitos por litro, mediante la fórmula: Observación En la actualidad existe la posibilidad de hacer el recuento rutinario de forma automática, mediante aparatos específicamente diseñados al respecto, bien a través de adaptaciones de los clásicos autoanalizadores para hemogramas. En estos casos se puede conocer, además, las distintas proporciones de reticulocitos según su grado de maduración, su volumen medio y el índice de maduración. Valores de referencia Adultos 0,5 - 1,5% Al nacer 2,5 - 6,0%

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CAUSAS DE AUMENTO · Eritroblastosis fetal · Anemia hemolítica · Post-hemorragia · Enfermedad renal con aumento de producción de eritropoyetina CAUSAS DE DEFICIT “Insuficiencia de la medula osea” Cirrosis hepática Deficiencia de folato Deficiencia de hierro Radioterapia Deficiencia de vitamina B12 Enfermedad renal con disminución en la producción de eritropoyetina CAUSAS DE ERROR Recuento insuficiente de hematíes y reticulocitos La hemoglobina H se desnaturaliza por el azul brillante y aparece en forma de inclusiones redondeadas azul verdosas No debe leerse después de 3 horas de incubación La prescripción debe hacerse tras un estudio racional de los datos del hemograma

CONSIDERACIONES GENERALES El reticulocito puede ser abundante o escaso según su estadio evolutivo y presentar aspecto grosero o fino dependiendo de la intensidad o, pH de la tinción utilizada, la rapidez del fijador y la composición del fijador . . Colorante precipitado. En este caso hay que filtrar la solucción. · El reticulocito se tiñe pobremente o no se tiñe cuando existe concentraciones muy elevadas de glucosa. · Los reticulocitos mas maduros (grupo IV) presentan los mayores problemas técnicos a la hora de identificación · El grado de reticulocitosis es proporcional a la gravedad de la anemia. Reticulocitos en Contadores Coulter: 41


Son superiores a los métodos manuales. Cuentan 32 000 reticulocitos por vez, emplean azul de metileno (precipita ARN y complejos ribosómicos) y variadas metodologías : impedancia, conductividad y dispersión de luz laser.

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Recuento de Plaquetas Material: 

Pipeta de Thomas



Aspirador de boquillas



Cámara de Neubauer



Hematimetro



Microscopio



Gasa



Caja de petri



Oxalato de amonio al 1 %

Procedimiento: 1. Homogenizada la sangre durante al menos 5 minutos se aspira hasta la marca 1en la pipeta, limpiar la pipeta. Aspirar cuidadosamente el diluyente hasta la marca 101. Retirar el tubo aspirador y tapando lo extremos, homogenizar durante 5 minutos. 2. Se dispones de la cámara limpia y seca y con el hematimetro montado. Con la mezcla bien homogenizada, se desprecia las dos primeras gotas de la pipeta, ya que solo contiene liquido diluyente, se llena por capilaridad. 3. Una vez cargada se coloca dentro de la cámara húmeda o se le pone encima la placa de petri, previamente preparada 4. Se cuentan en la cuadriculas de eritrocitos, en el objetivo de 40x Resultados Se reporta con la siguiente formula Nº de plaqueta/mm= En el caso que se utilice la pipeta de blancos se multiplica por 2000

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Tiempo de sangría Método de Ivy Principio Mediante esta prueba se estudia la adhesión de las plaquetas al endotelio vascular y su capacidad para formar el trombo plaquetario que detiene la hemorragia a nivel de un vaso de pequeño calibre. Consiste, por tanto, en realizar una pequeña herida y medir el tiempo que tarde en dejar de sangrar. Materiales  Esfingomanómetro o tensiómetro de mercurio.  Lanceta (dispositivo descartable estandarizado para tiempo de sangría).  Cronómetro.  Papel Wathman Nº 1, cortado en círculos.  Vendita compresiva.  Algodón y alcohol. Técnica 1. Exponer el antebrazo del paciente y escoger una zona libre de vénulas, hematomas, heridas y otros. Si el paciente tiene marcada cantidad de vellos, afeite la zona. 2. Limpie con alcohol la zona escogida. 3. Coloque el tensiómetro en el brazo del paciente y regúlelo a 40 mm Hg. 4. Se extrae la lanceta de su reservorio estéril y se quita el seguro. No deben pasar más de 30 a 60 segundos entre la inflada del tensiómetro y la producción de la incisión. 5. Se presiona el disparador al mismo tiempo que el cronómetro y un segundo después retire el dispositivo. 6. Cada 30 segundos secar con el papel de filtro, no tocar los bordes de la incisión para no interferir con el tapón plaquetario. Se anota el tiempo que tarda en cesar la hemorragia, lo que corresponde al tiempo de sangría. Interpretación del resultado El valor normal del tiempo de sangría según esta metodología es de 2 a 8 minutos, por lo que los valores superiores a 10 minutos pueden ser ya considerados patológicos. Cuando el tiempo se alarga más de 20 minutos, puede detenerse la hemorragia aplicando sobre la herida una compresa de algodón o gasa estéril si es muy profunda. Limitaciones  Si existe trombocitopenia menor de 50 000/mm3 el tiempo debe ser prolongado.  Debe tenerse cuidado de que el paciente no haya ingerido medicamento que interfieran la función plaquetaria, como aspirina u otros, hasta 7 a 8 días antes de la prueba. Interpretación

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El tiempo de sangría por este método es la mejor valoración de la función plaquetaria. La prolongación del tiempo en esta prueba se encuentra en trombocitopenias o las enfermedades de alteración funcional de las plaquetas, como son la enfermedad de Von Willebrand, la tromboastenia de Glasmann, el Síndrome de Bernard-Soulier, la enfermedad de Storage Pool y otras. Mide in vivo la adhesión, la agregación y la liberación plaquetaria como respuesta del organismo a la lesión vascular. Al realizar esta prueba, debe tenerse siempre en cuenta que la ingesta previa de ácido acetilsalicílico puede alterar los resultados.

Método de Duke Con una lanceta se hace una pequeña incisión en el lóbulo de la oreja. La sangre fluye por esta incisión y se mide el tiempo que transcurre hasta que se detiene el sangrado. Este ensayo se lleva a cabo:  Para diagnosticar ciertos padecimientos hemorrágicos.  Antes de realizar operaciones quirúrgicas.  Antes de efectuar una punción en el hígado o el bazo. Materiales 1. Una lanceta estéril. 2. Éter. 3. Filtro de papel (o papel secante). 4. Si es posible, un cronómetro o, en su lugar, un reloj con segundero Método 1. Limpie con suavidad el lóbulo de la oreja utilizando una pieza de algodón embebida en éter. No frote. Déjese secar.

2. Haga la incisión en el lóbulo de la oreja con cierta profundidad, al mismo tiempo cronometrar. La sangre deberá fluir libremente sin que se necesite exprimir el lóbulo de la oreja.

3. Después de 30 segundos. Recoja la primera gota de sangre en una esquina del papel secante. No toque la piel con el papel.

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4. Espere otros 30 segundos y recoja la segunda gota de sangre con el papel secante, un poco más adelante de la primera. 5. Cuando las gotas de sangre dejen de fluir, detener el cronómetro (o anote el tiempo transcurrido según el reloj, o contar el número de gotas recogidas en el papel secante y multiplicarlo por 30 segundos

Resultados Comunique el tiempo de sangrado redondeándolo al medio minuto más cercano. Observaciones Si el tiempo de sangrado se prolonga examine una extensión de sangre teñida según el método de Romanowski para observar si las plaquetas son escasas. Interpretación del resultado El valor de referencia del tiempo de sangría según este método es de 1 a 4 segundos.

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Tiempo de coagulación Principio Se observa la formación del coágulo en tubos de vidrio en condiciones estandarizadas; esta prueba mide el mecanismo intrínseco de la coagulación. Materiales (Fig. 1) 1. Un baño maría a 37 ºC, o un matraz al vacío, con agua a la misma temperatura. 2. Dos tubos de ensayo limpios, de 10 x 75 mm, del mismo calibre, marcados en el nivel de 1 mL. 3. Un cronómetro. 4. Utensilios y materiales para punción venosa. Método: 1. Mediante una jeringa de material plástico extraiga poco más de 3 mL de sangre venosa, puncione la vena rápidamente, de la manera adecuada. Cronometrar el tiempo desde el momento que la sangre entre a la

jeringa. 2. Llenar cada uno de los tubos de ensayo con 1 mL de sangre. Taponar con parafilm. Colocar en baño maría a 37 ºC.

3. Después de 3 a 5 minutos sacar el primer tubo del baño maría. Inclinar hacia un plano de 90º en rotación a intervalos de 30 segundos hasta que la sangre coagule (la sangre no fluye cuando el tubo está en posición horizontal). 4. Examine el segundo tubo inmediatamente después que haya coagulado la sangre del primero, lo que por lo general es inmediato. Cronometrar. Se notifica como tiempo de coagulación la media de los dos tubos.

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Resultados El tiempo normal de coagulación en tubo es de 5 a 15 minutos a 37 ºC. Interpretación  El tiempo de coagulación está prolongado cuando hay severa deficiencia de todos los factores de coagulación, excepto en la trombocitopenia y deficiencia de factor VII o XIII. También está prolongado en presencia de heparina o anticoagulantes circulantes endógenos. Un tiempo de coagulación normal no excluye un desorden de la hemostasia.  Es una prueba muy poco dolorosa y es prolongada apenas cuando la deficiencia es severa.  El factor deficiente puede estar a 5% de lo normal sin afectar la prueba.

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Tromboplastina Parcial La tromboplastina parcial líquida activada I.D. se obtiene a partir de cerebro de conejo, contiene un activador plasmático soluble con el que se logra que la activación del plasma se realice independientemente de la superficie del recipiente, por lo cual el reactivo puede ser usado tanto en pruebas manuales como en equipos automáticos. Debido a su sensibilidad el reactivo puede ser usado en las siguientes pruebas de laboratorio: - Tiempo parcial de tromboplastina, detección de los factores VIII y IX en trastornos de coagulación. - Tiempo de generación de tromboplastina. - Reacción de Hicks-Pitnney. (Modificación del tiempo de generación de tromboplastina) - Deficiencias de los factores de contacto. El reactivo debe conservarse en refrigeración entre 2º y 8ºC. Tiempo parcial de tromboplastina El tiempo parcial de tromboplastina se fundamenta en que, en la prueba de tiempo de protrombina, los tiempos de coagulación obtenidos con plasma hemofílico son iguales a los obtenidos con plasma normal, pero al llevar a cabo la prueba del tiempo parcial de tromboplastina, los tiempos del plasma hemofílico están alargados con respecto al plasma normal. Reactivos -

Tromboplastina parcial líquida activada I.D. Cloruro de calcio 0.02 M Citrato de sodio al 3.8%. Oxalato de sodio 0.1 M.

Procedimiento 1. Colocar 0.1 ml. de tromboplastina parcial líquida activada I.D. en un tubo de ensayo de 13x100 en baño de agua a 37ºC. Incubar por dos minutos. 2. Agregar 0.1 ml. del plasma problema o control, mezclar bien y dejar incubar por dos minutos. 3. Después de dos minutos adicionar 0.1 ml. de cloruro de calcio 0.02 M., previamente colocado en baño de agua a 37ºC. simultánea mente accionar el cronómetro. 4. Colocar de nuevo el tubo en el baño de agua durante 30 segundos, retirarlo y al observar los primeros hilos de fibrina, parar el cronómetro. Resultados: Plasma citratado

menos de 40 seg.

menos de 35 seg

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Tiempo de Protrombina

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Tiempo de Fibrinógeno

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Prueba del Torniquete

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Prueba de Retracción del coagulo

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Anexo

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Nombre del Paciente: _________________________________Sexo:______ Edad: ______ Medico: _________________________Dx: _______________ Muestra: __________________ Formula Roja Conteo de Eritrocitos Hematocrito Hemoglobina Vsg

Hombres: 4.5 - 5.5x106/mm3 Mujeres:4 - 5 x106/mm3 Hombres: 40% - 54% Mujeres: 38% - 48% 14,0- 18 g/dl Hombres: 1-15mm/hora Mujeres: 1-25mm/ hora

Formula Blanca Conteo de Leucocitos

5000 – 10 000 leucocitos /mm3

Diferencial

Neutrofilo Segmentado__________ Neutrofilo Cayado:______________ Eosinofilos:__________ Basofilos:____________ Monocitos:___________ Linfocitos:____________

Indice Eritrocitario VCM HCM CHCM Perfil Hemostatico Conteo de plaquetas TP TPT Tiempo de sangrado Tiempo de coagulación Retracción del Coagulo Frafilidad capilar

Neutrófilos segmentados: 35-65 %

Neutrófilos Cayados: 3-5% Eosinófilos: 1-4% Basófilos: 0-1% Monocitos: 4-8% Linfocitos: 22-40%

85+/- 10 micrometros cubicos 23 +/- 3 picogramos 32+/- 3 g/dl

150 000 - 450 000 plaquetas/mm3 15-20 segundos 35-43 segundos lvy: 2,5-9,5 minutos Duke: 1-4 minutos 5-11 minutos comienza a los 15-20 minutos Total a los 60 minutos

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A

R

Anexo, 56

C CELULAS L.E., 37

D Diferencial de Leucocitos, 19

E EOSINOFILO MOCO NASAL, 35

H

Recuento de Plaquetas, 43 RECUENTO DE RETICULOCITOS, 40 Recuento eritrocitario, 10 Recuento Leucocitario, 14 Reporte de Hematologia, 67

T Técnica de Determinación de Hemoglobina, 29 Tiempo de coagulación, 47 Tiempo de Fibrinógeno, 51 Tiempo de Protrombina, 50 Tiempo de sangria, 44 Toma de muestra sanguínea y Frotis. Véase Tromboplastina Parcial, 49

Hematocrito, 7

M

V Velocidad de Sedimentación Globular, 31

MÉTODO DE WESTERGREN, 34

P Prueba de Retracción del coagulo, 55 Prueba del Torniquete, 53

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Tecnicas de Hematologia y Coagulación

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