Guia de Hematologia Clinica

GUIA DE MANEJO HEMATOLOGIA ATENCION Y CUIDADOS EN LA PRESTACION DE SERVICIOS DE SALUD

CLINICA CODIGO: AC – ADX – G003

INDICE

1. 2.

INTRODUCCION 3 TOMA DE MUESTRAS 3 3. CUADRO HEMATICO 3 3.1 HEMOGLOBINA (Hb) 4 3.2 HEMATOCRITO 4 3.3 ÍNDICES ERITROCITARIOS 4 3.4 RECUENTO CELULARES 4 3.4.1 RECUENTO HEMATIES 4 3.4.2 RECUENTO DE LEUCOCITOS 4 3.4.3 RECUENTO DE PLAQUETAS 5 3.5 VELOCIDAD DE SEDIMENTACION GLOBULAR (VSG) 5 3.5.1 MONTAJE E INTERPRETACION 5 3.5.2 ALTERACIONES 5 3.6 ÍNDICES ERITROCITARIOS SECUNDARIOS 6 3.7 CUADRO HEMATICO AUTOMATIZADO 6 3.7.1 PARAMETROS CALCULADOS 6 3.7.2 DIFERENCIAL LEUCOCITARIO 7 3.7.3 HISTOGRAMAS 7 3.7.3.1 PLAQUETAS 7 3.7.3.2 ERITROCITOS 7 3.7.3.3 LEUCOCITOS 7 3.8 PARAMETROS ERITROCITARIOS 7 3.9 PARAMETROS LEUCOCITARIOS 8 3.10 PARAMETROS PLAQUETARIOS 8 3.11 VALORES DE REFERENCIA 9 4. ANALIZADOR DE DE HE HEMATOLOGIA ST STKS DE DE BE BECKMAN CO COULTER 9 4.1 PARAMETROS MEDIDOS Y CALCULADOS 10 4.1.1 GUIA RAPIDA DE OPERACIÓN COULTER STKS 11 4.1. 4.1.2 2 PROC PROCED EDIM IMIE IENT NTOS OS DE DE MA MANTEN NTENIM IMIE IENT NTO O COUL COULTE TER R STKS STKS 15 4.1. 4.1.2. 2.1 1 MANT MANTEN ENIM IMIE IENT NTO O SEMA SEMANA NALL 15 4.1.2.1 4.1.2.1.1 .1 MANTENI MANTENIMIEN MIENTO TO MENSUAL MENSUAL 16 4.1.2.2 PROCEDIMIENTO DE MANTENIMIENTO 16 5. FROTIS DE SANGRE PERIFERICA 17 5.1 METODO DE LOS DOS PORTA OBJETOS 17 Elaboró: Ligia Estella Estella Ome Ome Bernal

Revisó: Celmira Angel

Validó: Luis Gerardo Cano Villate



5.2 5.2.1 5.2. 5.2.2 2 5.2. 5.2.2. 2.1 1 5.3 5.3.1 5.3.1.1 5.3.1.2 5.3.1.3 5.3.1 5.3.1.4 .4 5.3. 5.3.1. 1.5 5 5.3.1.6 5.3.1. .1.7 5.4 5.5 5.6 6. 6.1 6.2 6.3 6.4 7. 7.1 7.2 7.3 7.4 7.4.1 7.4.2 7.5 7.6 8. 8.1 8.2 9.

REACTIVOS PARA LA COLORACION 18 COLORACION 18 LECT LECTUR URA A DEL DEL REC RECUENT UENTO O DIFE DIFERE RENC NCIA IALL DE LEU LEUCO COCI CITO TOS S 18 CARA CARACT CTER ERIS ISTI TICA CAS S MORFO MORFOLO LOGI GICA CAS S DE LOS LEUC LEUCOC OCIT ITOS OS 19 MORFOLOGIA DE LOS GLOBULOS ROJOS 19 ALATERACIONES MORFOLOGICAS ERITROCITARIAS 19 ALTERACIONES DEL TAMAÑO (Anisocitosis) 20 MACROCITOSIS 20 MICROCITOSIS 20 ALTER ALTERAC ACION IONES ES MORF MORFOLO OLOGIC GICAS AS (Poiqu (Poiquilo ilocit citosi osis) s) 20 ALTE ALTERA RACI CION ONES ES DEL DEL COL COLOR OR 20 HIPOCROMIA 20 POLIC OLICRO ROMA MATO TOFI FILLIA 20 RANGOS DE ANISOCITOSIS DE A CUERDO AL VCM 20 RANGOS DE DE CU CUNATIFICACION DE DE LO LOS GL GLOBULOS RO ROJOS 20 NORMOBLASTOS 20 RECUENTO DE RETICULOSITOS 21 FUNDAMENTOS DE METODO 21 REACTIVOS 21 MUESTRA 21 PROCEDIMIENTO 21 HEMOSTASIA Y COAGULACION 22 TIEMPO PARCIAL DETROMBOPLASTINA 22 TIEMPO DE PROTROMBINA (PT) 22 DESCRIPCION DE DEL IN INSTRUMENTO AC ACL 30 300 PL PLUS 23 FUNCIONES DEL TECLADO 23 TECLAS OP OPERATIVAS 23 TECLAS DE DECISION 24 PUESTA EN MARCHA 24 EL PURGADO 24 CALIBRACION DE DEL TIEMPO DE PROTROMBINA 25 PROCESAMIENTO DE MUESTRAS 25 MANTENIMIENTO 26 BIBLIOGRAFIA 27

Elaboró: Ligia Estella Ome Bernal



2



HEMATOLOGIA CLINICA 1.

INTRODUCCION

Un correcto procedimiento, en el análisis de los diferentes compuestos sanguíneos, proporciona una ayuda eficaz en el diagnóstico de las diferentes patologías. Este procedimiento, inicia desde la toma de la muestra hasta la entrega del resultado al medico. Este manual, es una guía practica de los procedimientos, recomendaciones, y explicaciones, de cómo es el manejo y los pasos a seguir, de las muestras que llegan para ser analizadas en parámetros referentes a la hematología. 2. TOMA DE MUESTRAS

La responsabilidad de un buen análisis de los componentes sanguíneos, comienza en la toma de la muestra, este es el paso más importante, pues, de la cantidad de muestra y rapidez con que llegue al laboratorio depende un adecuado análisis. La persona encargada de la toma de la muestra, debe tener una serie de precauciones para su recolección manteniendo las reglas de esterilidad, de bioseguridad y evitarle perturbaciones al paciente. Elaboró: Ligia Estella Ome Bernal



3



Los materiales utilizados para la recolección de la muestra de un análisis hematológico son: Agujas estériles y desechables. Tubos al vacío, si se utiliza el sistema venojet, y a presión atmosférica si se utilizan agujas normales. Anticoagulantes EDTA 1-2 mg/ml sangre o citrato de sodio 3.8%. Alcohol Algodón • •

• • •

Lo primero e indispensable que se debe realizar, es rotular el tubo de recolección con el nombre del paciente, historia clínica, servicio que procede, fecha y número de radicación asignado en el laboratorio. La punción se realiza, por lo general, en la parte anterior del brazo, en el pliegue del codo. Se debe limpiar la zona de venopunción, con un algodón impregnado de alcohol, del centro hacia fuera en círculos. Las muestras deben ser procesadas en el menor tiempo posible y lo más conveniente es refrigerarlas mientras esto sucede. 3. CUADRO HEMATICO

Sin duda alguna el cuadro hemático (CH), es de las pruebas más solicitadas al laboratorio clínico como un perfil de exámenes relacionados con los diferentes elementos celulares en la sangre y seguimiento de entidades hematológicas como no hematológicas. El CH se basa en la determinación de hemoglobina, hematocrito, recuentos celulares, morfología globular, velocidad de sedimentación, e índices eritrocitarios secundarios. 3.1 Hemoglobina (Hb): Es un pigmento respiratorio de la naturaleza proteica que constituye el 95% del peso seco eritrocitario. A través de esta, el hematíe, realiza su función transportadora de oxígeno desde los pulmones a los tejidos.

La determinación de concentración de hemoglobina, es de criterio fundamental, para el diagnóstico de una anemia. Los métodos, se basan en las propiedades físico-químicas de la hemoglobina. Desde 1967, se recomienda el método colorímetro de la cianometahemoglobina (Hb + k3Fe(CN)6  Hi + CNKHiCN) como el mas fiable. 3.2 Hematocrito: Es la relación, entre el volumen de la masa de eritrocitos y la masa total de la sangre. Refleja la concentración de los eritrocitos, más no la masa total de estos. El hematocrito se expresa en porcentaje o preferiblemente de acuerdo al sistema internacional de unidades. La relación entre el Hto. Y Hb. En la clínica contribuye al diagnóstico de la anemia. •

Montaje manual: Llenar un capilar hasta las 2/3 partes aprox., sellando la parte inferior con plastilina y llevarlo a la micro centrífuga, por 5 a 10 minutos entre 10000 y 5000 rpm respectivamente. Se lee con una tabla estándar, y se informa en porcentaje %.




4



3.3 Índices eritrocitarios: El hematocrito, la concentración de hemoglobina y el recuento de glóbulos rojos, se relacionan entre sí mediante los llamados índices eritrocitarios, de gran utilidad en la orientación diagnostica de una anemia. Estos índices son: * Volumen Corpuscular Medio (VCM). * Hemoglobina Corpuscular Media (HCM). * Concentración Corpuscular Media de Hemoglobina (CHCM).

El tamaño d los glóbulos rojos, será otra variable que influye en la valoración del hematocrito, si los glóbulos rojos son muy pequeños, ocupan menor volumen y de igual manera si son mas grandes ocuparan mayor volumen, ambas situaciones de hecho son patológicas y cursarán con estado anémico. 3.4 Recuento celulares: Los estudios cuantitativos de los elementos formes de la sangre (eritrocitos, leucocitos y plaquetas), se refieren a la concentración de cada uno de ellos en un microlito de sangre. 3.4.1 Recuento de hematíes: El método tradicional, es mediante la cámara cuenta glóbulos, presentando un error excesivo. En actualidad el empleo de métodos electrónicos para el recuento celular da una mayor precisión y exactitud. El descenso del numero de hematíes, va con una disminución de la concentración de hemoglobina y puede ser debido a una hemorragia, hemólisis o a una falta de formación celular a nivel de médula ósea. 3.4.2 Recuento de leucocitos: Se utiliza la solución de Turk (1:10), que tiñe ligeramente el núcleo y elimina los hematíes por hemólisis. Las proporciones son: 0.38ml de solución de Turk y 20 λ de sangre, se mezcla, se monta en la cámara de Neubauer, en el microscopio se hace el conteo, se multiplica por 50 y obtenemos el recuento de leucocitos.

3.4.3 Recuento de plaquetas : Las plaquetas son fragmentos de células de 2 a 4 micras de diámetro, son de color azul con gránulos púrpura centrales. El recuento de plaquetas se basa en la observación en un frotis de sangre y el conteo de las plaquetas en 10 campos del mismo, en una zona donde los glóbulos apenas se toquen entre sí y en número sean mas o menos cien. Se hace la sumatoria de las plaquetas contadas en los 10 campos y se realiza el promedio y este resultado se multiplica por 22.000. El resultado se informa como número de plaquetas/mm3. 3.5 Velocidad de sedimentación globular (VSG ): Las propiedades físico-químicas en hematología son fundamentales tres:

1. La velocidad de sedimentación globular. 2. La viscosidad plasmática y de la sangre total. 3. El volumen total de la sangre, el volumen plasmático y el eritrocitarios. Desde el punto de vista físico, la velocidad de sedimentación globular constituye una medida de agregabilidad de los hematíes y depende fundamentalmente de los siguientes factores: Elaboró: Ligia Estella Ome Bernal



5



• • • •

Tamaño de los hematíes o VCM. Diferencia de densidad entre los hematíes y el plasma. Viscosidad plasmática (concentración de fibrinógeno y/o globulinas). Temperatura ambiente.

LA VSG es constante, gracias al equilibrio entre el efecto de la albúmina y de las restantes proteínas del plasma. 3.5.1 Montaje e interpretación : Se llena el tubo de Wintrobe de sangre sin burbujas, con la ayuda de la aguja de Pasteur, y una jeringa, hasta la marca Ö¨. Colocar en un soporte vertical y al cabo de una hora, se lee en la escala descenderte, la cantidad de milímetros cúbicos que sedimento la sangre.

La sedimentación globular se realiza en tres etapas: 1. Periodo inicial: agregación (10 minutos) hemoaglutinación o tendencia de los hematíes a formar agregados en forma de pilas de monedas. 2. Sedimentación rápida o desplazamiento de los hematíes hacia el fondo del recipiente, a velocidad constante (40 minutos). 3. Período final: acumulo de hematíes en el fondo del recipiente (10 minutos). La etapa más importante es la hemoaglutinación porque de esta depende todo el proceso. 3.5.2

Alteraciones: Los hematíes pequeños, o en número bajo, y el aumento de la concentración plasmática de ciertas proteínas como: el fibrinógeno, y las globulinas, la sífilis, la artritis, TBC, y la hemodilución son las principales causas de un aumento.

La VSG disminuye en: insuficiencia cardiaca congestiva, hipofibrinogenemia y alteraciones congénitas eritrocitarias, entre otras patologías. 3.6

Índices eritrocitarios secundarios: Los índices eritrocitarios llamados secundarios, son los que relacionan el hematocrito con el número de hematíes y la concentración de hemoglobina, denominada a su vez índices eritrocitarios primarios. Son fundamentalmente tres:

a. Volumen Corpuscular Medio (VCM): Es el valor medio del volumen de cada hematíe. Se calcula a partir del hematocrito y el valor de hematíes así: VCM = Hematocrito / Recuento de glóbulos rojos. La unidad es el fentolitro (fl) y la cifra normal es de 85+-10fl. b. Hemoglobina Corpuscular media (HCM): Expresa el valor medio contenido de hemoglobina que existe en cada hematíe. Elaboró: Ligia Estella Ome Bernal



6



Se determina mediante el HCM = concentración de la hemoglobina en sangre total y el numero de hematíes por litro. La unidad es el pico gramo. c. Concentración de Hemoglobina Corpuscular Media (CHMC): Es la concentración de hemoglobina de un decilitro de hematíes, y se calcula con la concentración de hemoglobina por litro de sangre y el valor del hematocrito. 3.7

Cuadro hemático automatizado: A través de la historia tecnológica, el CH, ha ganado un nivel de precisión como de lo parámetros que lo constituyen. Los métodos convencionales conocidos también como manuales, aparte de ser poco exactos aportan pocos parámetros.

Varias tecnologías realizan el CH electrónico, informando parámetros internacionales tales como: RBC (recuento de rojos), WBC (recuentos de leucocitos), PLT (recuento de plaquetas), HGB (hemoglobina) y HCT (hematocrito). 3.7.1 Parámetros calculados : El VCM, MCH, MCHC, amplitud de distancia Eritrocitaria (RWD), su aumento indica una población de eritrocitos con anisocitosis, volumen plaquetario medio (MVP), sus valores elevados indican, una adecuada respuesta medular en caso de Trombocitopenia. El MCV y RDW tienen una gran utilidad clínica ya que permiten enfocar el diagnóstico del paciente con anemia. •

•

•

•

MCV bajo, RDW normal: deben descartarse anemias de enfermedad crónica y talasemia. MCV bajo, RDW alto: debe descartarse anemias de enfermedad crónica, leucemia, hemorragia aguda. MCV normal, RDW alta: deben descartarse anemia aplásica y población heterogénea. MCV alto, RDW alto: deben descartarse anemia megaloblástica, linfocítica crónica.

3.7.2 Diferencial leucocitario : Distingue tres poblaciones, estas son:

1. Linfocitos (LYMPH). 2. Neutrófilos (NEUT). 3. Células mixtas (MXD): Sumatoria de los eosinófilos, basófilos y monocitos. Si estas células son más de un 6% de los leucocitos o se detecte otra anormalidad, el laboratorio informara un diferencial manual. 3.7.3

Histogramas: Suministran datos sobre el tamaño promedio de las partículas o células, la distribución de las mismas sobre el tamaño y la presencia de subpoblaciones. En estas condiciones el histograma puede ser considerado como una forma gráfica de reportar el CH. Los histogramas muestran el tamaño y frecuencia relativa de las plaquetas, eritrocitos y leucocitos. Elaboró: Ligia Estella Ome Bernal



7



3.7.3.1 3.7.3.2 3.7.3.3

Plaquetas: aparición de un nuevo pico a la derecha de las plaquetas, deben descartarse eritrocitos, Microcitos y fragmentos Plaquetarios. Eritrocitos: Detecta transfusión reciente o anemia por diferencia nutricional bajo tratamiento. Leucocitos: aumento del pico de linfocitos, deben descartarse linfocitos. Aumento de células medianas, descartar Eosinofilia, Basofilia o Monocitosis. Aumento del pico de Neutrófilos, descartar Neutrofilia y desviación a la izquierda de granulositos.

Convencionalmente, los parámetros del Hemograma pueden ser reunidos en tres grupos de acuerdo con los componentes celulares de la sangre. Son los parámetros eritrocitarios, Leucocitarios y Plaquetarios. 3.8

Parámetros Eritrociatrios: Son aquellos relacionados íntimamente con los eritrocitos. En combinación de los parámetros eritrocitarios es el punto de partida para la clasificación morfológica de las anemias, estos son: • • •

•

•

•

Recuento de Eritrocitos. Hemoglobina. Hematocrito: El hematocrito electrónico es el resultado de relacionar el número de eritrocitos con el tamaño de los mismos. Promedio Eritrocitario: Conocido como promedios corpusculares este se obtiene por mediación directa de los glóbulos rojos al momento de hacer el recuento de eritrocitos, en un promedio de 75.000 células. El promedio de Hemoglobina corpuscular (PCPC): Se obtiene con fórmulas matemáticas incorporadas al computador del equipo sobre la base del recuento de eritrocitos, el hematocrito y hemoglobina. Ancho de distribución de los eritrocitos (ADE): Corresponde al coeficiente de variación en el tamaño de los eritrocitos que se obtiene por métodos electrónicos, clasificando morfológica las anemias.

El histograma de eritrocitos da la información necesaria para determinar el promedio volumen corpuscular (PVC) y el ADE. Muestra el tamaño normal de las células rojas. El histograma típico, muestra una población entre 30 y 130fl con una distribución Gaussiana, y una segunda población, más pequeña, conocida como ¨dedo¨ entre 130 y 185fl que aparece a la derecha de la población principal. Los dedos del histograma presentan eritrocitos aglutinados o artefactos. Mediante el histograma es posible identificar varias poblaciones de eritrocitos cunado se presentan. 3.9

Parámetros leucocitarios: Conocido como leucograma, corresponden al recuento total y diferencial de leucocitos, siendo este, criterio indispensable para definir las leucocitosis y la leucopenia. Son bien conocidas las alteraciones en el recuento total de leucocitos en los procesos infecciosos. •

Recuento diferencial de leucocitos: Los leucocitos son sometidos a un agente lítico que actúa sobre la membrana y el citoplasma, provocando un ëncogimiento¨ de la membrana celular alrededor del núcleo. De acuerdo al volumen del núcleo, el histograma de leucocitos muestra tres poblaciones.




8



La primera población núcleos entre 30 y 90 fl, constituida por linfocitos. La segunda población núcleos entre 90 y 160 fl en la parte baja del histograma y representa los monocelulares (monolitos). La tercera población, con núcleos entre 160 y 450 fl. Es la zona más amplia del histograma y corresponde a los granulocitos. A través de estas tres poblaciones celulares se pueden ubicar otras poblaciones (anormales), que son señalizadas por el instrumento. De acuerdo a la distribución de los histogramas se obtiene el recuento diferencial electrónico de leucocitos. El recuento diferencial obtenido por esta tecnología se caracteriza por una alta especificidad y sensibilidad (97%), muy superiores a los métodos convencionales. 3.10

Parámetros plaquetarios. El CH convencional no ha considerado el estudio de las plaquetas como parte integral del mismo, el CH electrónico no solo a recuperado el recuento plaquetario, sino que ha aportado nuevos parámetros que han demostrado ser de utilidad clínica. Los parámetros plaquetarios de nuevos hemogramas son: •

•

•

•

•

3.11

Recuento de plaquetas los nuevos parámetros plaquetarios son importantes en diferentes entidades clínicas como alteraciones en el recuento de plaquetas pro infección y en los estados anémicos. El recuento de plaquetas por medios electrónicos se caracteriza por su alto grado de precisión (CV 4%) comparado con el de los métodos convencionales (hasta mas de 60%). Volumen Medio Plaquetario (VMP).Es el tamaño de la plaqueta expresado en la unidad de volumen fl. su resultado promedio es la medida electrónica del tamaño de unas 3000 plaquetas. La utilidad clínica, está en la clasificación etiológica de las diferentes alteraciones plaquetarias como trombocitopenicas y no trombocitopenicas. Ancho de distribución de las plaquetas (ADP): Presenta el coeficiente de variación en el tamaño de las mismas. El ancho de distribución de las plaquetas desde el punto de vista morfológico, representa una forma electrónica de cuantificar el tamaño plaquetario. Plaquetocrito (Pto): Equivalente al Hto., se define como la relación entre el volumen de la masa de plaquetas con la masa total de la sangre. Refleja la concentración de las plaquetas, mas no la masa total de estas. El plaquetocrito se obtiene para cálculos matemáticos que relacionan el número de plaquetas por volumen y tamaño de las mismas. Histograma de plaquetas: Se define como plaquetas las partículas con volumen entre 2 y 20 fl. El histograma plaquetario es más sensible para determinar las trombocitopatias que los estudios convencionales de visión directa en los extendidos de sangre periférica. valores de referencia :

PARAMETROS WBC NEUTROFILOS Elaboró: Ligia Estella Ome Bernal

NEONATOS

1MES-11 AÑOS

ADULTOS

6000-19000/mm3 4500-12000/mm3 5000-10000 VA 6000-18000 1100-6600 2000-7000 Revisó: Celmira Angel


9



LINFOCITOS MONOCITOS 800 % EOSINOFILOS BASOFILOS RBC HB 16 g/dl

VR 45-75 % VA 2500-10500 VR 41-61 % VA 0-3500

31-51 % 1000-7000 38-42 % 0-1000

VR 0-10 %

0-10 %

VA 0-2000 VR 0-5 % VA 0-400 VR 0-2 % 4.1-6.7X10/6 4.5-5.5 X10/6 15-22 g/dl

0-700 0-5 % 0-100 0-2 %

54-62 % 1500-4000 30-40 % 2004-10

0-450 1-3 % 0-200 0-1 % 3.8-5.3X10/6

10.5-14.4 g/dl

M

M 12H

14-18 g/dl HTO

44-66 %

32-43 %

VCM HCM CHCM PLAQUETAS

102-115 fl 33-39 pg 28-36 g/dl 150000-450000

72-90 fl 24-32 pg 28-36 g/dl 150000-450000

M 40-44 % H 46-50 % 80-100 fl 27-32 pg 32-36 g/dl 150000-

50000

4

4. ANALIZADOR DE HEMATOLOGIA STKS DE BECKMAN COULTER

En laboratorios de mediano y alto volumen se ha hecho rutinario el uso de analizadores de hematológica automatizados que proporcionan un alto índice de productividad y resultados de excelente calidad. Su uso se ha vuelto extenso en el ámbito de salud en Colombia y muchos otros países. Como cualquier avance tecnológico es necesario comprender su utilidad, aprender interpretación de los parámetros evaluados y las limitaciones de la tecnología. Los analizadores de cuarta y quinta generación (aquellos que hacen un recuento y diferencial de leucocitos con por lo menos cinco poblaciones) utilizan el principio de la impedancia o el principio Coulter para hacer mediciones de los eritrocitos y las plaquetas. Especificaciones Técnicas: Tecnología VCS—diferencial de 5 partes 22 parámetros, Histogramas y Dispersogramas. Reticulocitos y CD3-CD4 opcional. 109CBC + DIF por hora 138 CBC por hora Modo primario 250 microlitros de ST. Tubos 13x100 o pediátricos con adaptador Modo secundario 150 microlitros de ST • • • • • •

•



Validó: Luis Gerardo Cano Villate 10


CLINICA CODIGO: AC – ADX – G003 • •

• • • • • •

Identificación de muestras con código de barras. 4 Reactivos líquidos listos para el uso con estabilidad a bordo > 30 días Verificación de reproducibilidad en recuentos celulares. Data Base hasta 5.000 resultados Host Quero Fácil mantenimiento por parte del usuario Programa de control de calidad interno. Iqap.

4.1 PARAMETROS MEDIDOS Y CALCULADOS RBC: Es el recuento de eritrocitos expresado en millones/ MM3. Su aumento identifica una eritrocitosis y su disminución una eritropenia o anemia. MCV: Este parámetro es el volumen corpuscular medio (vcm) e indica el tamaño promedio de cada eritrocito. Su aumento por encima de los rangos de referencia indica una macrocitosis, su disminución una mirocitosis. Ha venido reemplazando la forma de reportar los frotis de sangre periférica +,+ +,+++.o -,--,---. Con lo cual antiguamente se intentaba describir el grado de micro o macrocitosis. Por ser un parámetro cuantificable ha quitado gran parte de subjetividad del informe del tamaño eritrocitario MCH y MCHC : La hemoglobina corpuscular media y concentración de hemoglobina corpuscular media son dos parámetros que nos indican la cantidad de hemoglobina presente en cada eritrocito. Indican la presencia de hipocromía cuando esta por debajo de los rangos de referencia. Al igual que el MCV, su informe cuantitativo ha permitido reemplazar la forma de reportar el grado de hipocromia con cruces.

Hb: Es la concentración de la hemoglobina. RDW: La amplitud de distribución eritrocitaria es un parámetro que cuando esta elevado nos indica la presencia de anisocitosis. PLT: Indica el recuento plaquetario. MPV: Nos indica el tamaño promedio de cada plaqueta y si estamos ante microcitosis o macrocitosis plaquetaria. El diferencial automatizado se hace con una medición multiparamétrica de los leucocitos. A una muestra de sangre diluida se pasa una cantidad determinada a través de una celda de flujo donde se mide simultáneamente a cada célula nucleada su volumen total, la densidad nuclear por radiofrecuencia y dispersión de un haz de luz láser el cual indica el grado de complejidad nuclear. Al realizar esta medición en 5.000-10.000 leucocitos se determina el diferencial y si existe la presencia de células anómalas.

4.1.1 GUIA RAPIDA DE OPERACIÓN COULTER STKS Encendido: Si el equipo se encuentra apagado, asegúrese de encender: Estabilizador SMD (CPU y monitor). • •





CLINICA CODIGO: AC – ADX – G003 • • •

Impresora. Fuente de poder y neumática. Analizador.

En la pantalla del analizador aparece ¨sistema activado¨ y en estado aparece ¨listo¨. En el monitor aparece el menú principal. Al encender el equipo, siempre hay que activar la impresora, para esto pulso F5 desde la pantalla principal del SMD, pulse nuevamente F5 hasta que Autoprint cambie a äll¨ para que todos los resultados se impriman. Pulse F10 para salvar. NOTA: Después de encendido el instrumento debe permitirse la estabilización de la celda de flujo mínimo por 30 minutos antes de realizar los procedimientos iniciales. Stara Up: Es indispensable realizar el startup siempre que el equipo se haya dejado con detergente durante el procedimiento de shutdown.

Presione la tecla ¨StartUp¨ en el teclado del dilutor para comenzar el procedimiento. Una vez terminado, el analizador envía los resultados al SMD. Desde la pantalla principal pulse ENTER en STARTUP, aquí aparecen los resultados del banco de hemoglobina, del conteo de fondo (background), presiones, vacío y las pruebas electrónicas de rampa y precisión. En el software del analizador se encuentran los valores límite de estas pruebas, si alguno de estos resultados lo sobrepasa, aparecerá en color rojo y deberán tomarse acciones correctivas. Controles: En el STKS se utilizan dos tipos de controles: 



Latron Control. Es un control para la celda de flujo. Controla los parámetros de volumen, conductividad y dispersión láser. El Latron Control consta de dos componentes: el frasco marcado con el numero 1 corresponde al Latron Primer que se debe pasar primero y sirve para purgar la celda de flujo. El frasco marcado con el numero 2 corresponde al Latron Control que esta compuesto por partículas de látex en suspensión. Control 5C. Es un control de sangre humana para monitorear los parámetros de CBC y del diferencial. Viene en tres niveles: normal, anormal I y Anormal II.

Como pasar los controles Latron Control: Desde la pantalla principal pulse

ENTER sobre el menú CONTROLS. Pulse ENTER sobre el submenu CONTROL RUN. En esta pantalla aparecen los valores asignados para correr el Latron Control. En el caso que aparezca un control diferente pulse F2 (file) y seleccione el LATRON 2 que corresponda al numero de lote que esta utilizando. Teniendo en la pantalla los valores para el Latron 2 pulse F3 (Primer), aparece una ventana en la parte superior derecha de la pantalla. En el teclado del dilutor pulse F55 y ENTER (debe estar en esta función para poder pasar el Latron). En la pantalla del dilutor aparece öprima manual¨. Elaboró: Ligia Estella Ome Bernal





Asegúrese de limpiar muy bien la sonda de aspiración y pase el frasco #1 (latron primer – tapa blanca). Retire el frasco cuando escuche un beep. Una vez termina el conteo el resultado aparece en la pantalla. El conteo debe ser inferior a 300. Para pasar el Latron Control, pulse F3 (Latex). En el teclado del dilutor active F55 pulsando ENTER. Mezcle bien el frasco #2 (laton control- tapa negra) y páselo por modo abierto igual que el frasco #1. Retire el frasco cuando escuche un beep. Una vez termine el conteo los resultados aparecen en la pantalla. Asegúrese que los resultados estén dentro del rango. Tenga la precaución de usar la función 55 exclusivamente para pasar los controles Latron; usar otra muestra en esta función causaría graves daños en el instrumento. Para salir de la función F55 presione dos veces la tecla STOP en el teclado del analizador. Control 5C: Lugo de haber pasado los controles Latron y antes de analizar

las sangres control, el sistema debe purgarse con una muestra cualquiera de sangre normal, esto para preparar las líneas y principalmente la celda de flujo para recibir muestras de sangre. Puede analizarse por modo secundario colocándose cualquier numero de identificación en el teclado del analizador con la tecla ID y mínimo tres dígitos (por ejemplo 001), luego presiones la tecla ENTER. Los resultados de este análisis no son válidos. En el monitor, en el menú CONTROLS, CONTROL RUN, pulse F2 (FILE) para buscar los archivos de los controles de sangre. Entre a cada uno de los archivos para ver en pantalla los resultados. Los controles de sangre se pueden pasar por modo primario, colocando los tubos con los códigos de barras hacia arriba en un cassette, o por modo secundario colocándole como ID el número del código de barras. Si cualquiera de los controles Latron o 5C se sale del rango el equipo muestra un mensaje sobre fondo rojo en la parte inferior de la pantalla. Estos mensajes se pueden quitar de la pantalla tecleando simultáneamente ÄLT y ESC¨.

Lista de trabajo: Todas las muestras se pasen por modo primario o por modo secundario deben ser incluidas en una lista de trabajo. Para acceder a la lista de trabajo pulse ¨SAMPLE ANALYSIS¨ desde el menú principal y selecciones el submenu ¨WORKLIST¨.

Usted puede hacer dos listas de trabajo diferentes, una para CBC y otra para CBC-DIFF, dependiendo de cómo quiera que se procesen las muestras. El tipo de lista aparece en la parte superior de esta pantalla. Para cambiar entre una lista u otra presione la flecha hacia la derecha (cursor). Una vez seleccionada la lista de trabajo, pulse F5 (sequence) para activar el modo de autosecuencia. En esta pantalla se activan los identificadores para las muestras. Los identificadores que se deben activar dependen de la forma como se vayan a pasar las muestras por el equipo: modo primario (cerrado) o modo secundario (abierto). Elaboró: Ligia Estella Ome Bernal





Modo primario: En la parte superior de la pantalla active (ON) utilizando la

barra espaciadora ¨sample autosequence¨ y escriba el numero de la primera muestra, esto en caso de que a su laboratorio lleguen todas las muestras en numero secuencial, de lo contrario puede dejarla inactiva (OFF). 

   



Pulse ENTER y active (ON) con la barra espaciadora ¨Cass/Pos¨ en CBC o en CBC-DIFF (dependiendo de cómo quiera trabajar), pulse ENTER y escriba el numero de posición del Cassette en donde va a empezar a trabajar. Al trabajar en modo primario ÏD M/S¨ debe permanecer en OFF. Pulse F10 para salvar los cambios hechos. Pulse F2 (Add) para comenzar a hacer la lista de trabajo. Seleccione el perfil (profile); 1 corresponde a CBC-DIFF, 2 corresponde a CBC. Pulse ENTER en Cass/Pos, automáticamente aparecerá la primera posición del cassette. Pulse ENTER y llene los espacios correspondientes al nombre, procedencia, historia clínica, etc. El número de secuencia aparece automáticamente y va aumentando secuencialmente con cada muestra programada si se hubiera activado esta autosecuencia, si no, deberá ingresarse manualmente el número de identificación de la muestra. Pulse ¨PgDn¨ (pagina abajo) para grabar y continuar con la siguiente muestra. Cuando programe la última muestra pulse F10 para salvar la programación.

Modo secundario: En la parte superior de la pantalla inactive (OFF) ¨sample

sequence¨, y active (ON) ID M/S, pulse ENTER y escriba el numero de la primera muestra que va a pasar por modo secundario.     

Pulse F10 para salvar los cambios. Pulse F2 (Add) para comenzar la lista de trabajo. Seleccione el perfil, pulse ENTER, el numero de la muestra aparece automáticamente en ID M/S. Llene los espacios correspondientes al nombre, procedencia, historia clínica, etc. Pulse ¨PgDn¨ para grabar y continua con la siguiente muestra. Luego de la última muestra programada pulse F10 para salvar.

Como procesar las muestras Modo Primario: Tenga en cuenta que para trabajar en modo primario

(cerrado), el volumen mínimo de sangre en los tubos debe ser de 1ml, y en lo posible los tubos no deben ser destapados antes de ser pasados por el equipo.

El tamaño de los tubos adecuado para colocar en estos cassettes es 13x150mm, para tubos pediátricos existen unos adaptadores especiales o de lo contrario deberán pasarse por modo secundario.






Coloque los tubos en los cassettes en el orden como fueron programados en la lista de trabajo. Coloque los cassettes en el e quipo y pulse en el teclado del dilutor ¨start count¨. Modo secundario: Pulse en el teclado el diluto ÏD¨ e introduzca el numero

de la muestra, este numero debe ser igual al que se programo en la lista de trabajo (mínimo tres digitos). Mezcle la muestra e introduzca el tubo en la sonda de aspiración, retire el tubo cuando escuche un beep.

Bases de datos: El STKS puede almacenar en memoria 5000 resultados de pacientes. Estos resultados pueden ser revisados a través del submenú ¨Data Base Query¨.

Desde la pantalla principal pulse el menú ¨Sample Analysis¨ y pulse ENTER en el Submenú ¨Data Base Query¨. Al lado derecho de esta pantalla aparece una ventana en la que usted puede seleccionar la forma como quiere buscar las muestras en la base de datos (Si no aparece presione F6 sort). Usted puede buscar por fecha y hora, numero de identificación, pocisión de cassette o nombre del paciente. Para borrar alguna información previamente ingresada, ubíquese en ella y pulse F6 Clear. Tenga presente que siempre que se abra esta ventana le va a mostrar la ultima búsqueda que se hizo en la base de datos. Una vez haya ingresado la información, pulse F8 (execute) para comenzar a buscar en la base de datos. Cuando termina la búsqueda, el paciente o los pacientes aparecen en la pantalla. Sitúe el cursor sobre el paciente que desea revisar. Pulse F12 para ver los histogramas y los resultados numéricos del paciente. Pulse F4 (Print) para imprimir el resultado. Procedimientos de Cesación: Al finalizar el día debe hacerse un cierre del sistema y dejarse en detergente para desproteinizar las cámaras y limpiar las vías. Para esto, oprima la tecla ¨SHUTDOWN¨ en el teclado del dilutor. El instrumento inicia a hacer su lavado que toma aprox. 5 minutos. Al finalizar oprima la tecla ¨POWER OFF¨ en el teclado del dilutor para apagarlo, apague el monitor, el computador, la impresora y finalmente la fuente de poder. Funciones Especiales Modo CBC/CBC+DIFF: El STKS puede trabajar en modo CBC (resultados sin

analisis diferencial) o modo CBC+DIFF (resultados con todos los parámetros). Para activar o inactivar modos, vaya a la pantalla superior del dilutor, presione PRINCIPAL, aparece una pantalla de Configuración del Sistema con una opcion de Modo de Operación, oprima la tecla que esta en frente de esta opción hasta que aparezca el modo de operación que desea CBC o CBC+DIFF. Presione Retorno 2 veces para llegar a la pantalla principal. Purga de reactivos

F02: Purga del Lyse F16: Purga del Isoton F17: Purga del Scatter Pak Elaboró: Ligia Estella Ome Bernal





Estas funciones se usan cuando se carga alguno de los reactivos en el sistema con el fin de purgarlos. Desobstrucción de aperturas

CLEAR APERTURE: Limpieza de las aperturas. F01: Limpieza de las aperturas F09: Choque eléctrico aparturas. Estas funciones se usan con el fin de desobstruir las aperturas de los baños de WBC y RBC: Desobstrucción de la celda de flujo

F44: Limpieza de celda de flujo 1. F45: Limpieza de celda de flujo 2. F46: Limpieza de celda de flujo 3. Estas funciones se usan para desobstruir la celda de flujo. Deben usarse con moderación, primero la F44 y verificar el funcionamiento, sino la F45 y verificar el funcionamiento. Solo si no se resuelve el problema con estas dos funciones, aplicar F46, en este caso la celda de flujo quedará llena de detergente, por lo que deberá apagarse el instrumento mínimo por 30 minutos y realizar nuevamente los procedimientos iniciales. Esta función NO debe usarse rutinariamente porque desestabiliza la celda de flujo. Otras

ALARM RESET: Para callar la alarma sonora. STOP: Para detener el analizador. PRIME APERTURE: Para activar el compresor cuando ha entrado en reposo (luego de una hora sin usarse el instrumento). 4.1.2 PROCEDIMIENTOS DE MANTENIMIENTO COULTER STKS

Mantenimiento Diario: Dentro de los procedimientos de mantenimiento diario nos encontramos los procedimientos iniciales (start Up, Latron 1&2, Controles 5C) y los Procedimientos finales (Shut down). 4.1.2.1 Mantenimiento Semanal 









Limpiar los filtros de aire de la fuente de poder: Sacudir el polvo que se acumula en ellos. Limpiarlos con gasa húmeda. No se deben lavar porque no se deben colocar mojados sobre el compresor. Limpiar los cassettes: Con una gasa húmeda limpiar las etiquetas de códigos de barras de los cassettes y por detrás para limpiar residuos de suciedad. Limpiar la cama oscilante: Con una gasa húmeda limpiar la superficie de la cama oscilante teniendo la precaución de no partir los deditos que impulsan el carretee. Limpiar también las plataformas de carga y descarga de los cassettes. Lavar la válvula segmentadota: Abrir la tapa inferior del analizador, colocar una gasa absorbente en la bandeja que se encuentra debajo de la válvula segmentadota. Con una jeringa sin aguja, dispensar a chorro agua destilada sobre la válvula con el fin de disolver el detergente que se cristaliza en ella. No usar agujas ni cepillos para removerlo y no es necesario desmontar la válvula. Lavar el canal de enjuague de la sonda de aspiración de modo primario: Para este procedimiento necesitaremos Hipoclorito al 5% y






filtrado. Cuando el equipo indique LISTO en el teclado del dilutor, teclear F10 para elevar la sonda. Abrir la tapa inferior del STKS y con una jeringa o un frasco lavador y con una extensión de manguera dispensar 5ml de hipoclorito sobre la espumita que se encuentra en el canal de enjuague de la sonda. NO INTRODUCIR LA MANO PARA EVITAR ACCIDENTES CON LA SONDA! Una vez se haya dispensado el desproteinizante, teclear STOP para que la sonda vuelva a su posición de origen y dejar reposar por 5 minutos. Antes del siguiente ciclo, el STKS enjuagara con Isoton automáticamente. 4.1.2.1.1

Mantenimiento Mensual: Desproteinizar los baños y aperturas de RBC y WBC: Este procedimiento debe realizarse cada mes o cada 15 días si se procesan más de 100 cuadros hemáticos al día. Preparar una solución de hipoclorito de sodio al 5% en agua destilada y filtrarlo. Cuando el teclado del dilutor indique LISTO teclear DRAIN para desocupar los baños. Con una jeringa o con un frasco lavador y con una extensión de manguera, dispensar hipoclorito en cada baño a través de los FITTINGS que se encuentran en la parte superior de cada baño, llenando sus tres cuartas partes (más o menos sobre el borde del electrodo). Teclear F11 para que durante 60 segundos se aplique vacío a las aperturas y el hipoclorito pase a través de ellas. Debe seguir adicionando hipoclorito debido a que su nivel va bajando. Cuando terminen los 60 segundos, teclear STOP y dejar reposar 5 minutos.

Luego, adicionar hipoclorito hasta el nivel indicado y teclear F12 para que se laven los drenajes de los baños, continuar adicionando hipoclorito hasta el nivel indicado. Cuando termine la función 12 teclear STOP y dejar reposar 5 minutos. Luego, adicionar hipoclorito hasta el nivel indicado y teclear de nuevo F11 y cuando termine teclear STOP para salir de la función y luego DRAIN para drenar los baños. Proceder a realizar el STARTUP y los demás procedimientos iniciales. 4.1.2.2 Procedimiento necesario¨:

de

Mantenimiento

¨Cuando

sea

Desobstrucción de aperturas: Existen varios procedimientos para desobstruir las aperturas, estos deben ser usados de acuerdo a las necesidades y de forma escalonada, realizando después de cada uno, una verificación con controle o con muestras. Clear Aperture o F01: con esta funcion se aplica vacio a las aperturas para tratar de remover las partículas que estén causando obstrucción. ZAP o limpieza eléctrica de las aperturas (F09): con esta función se activa el circuito de quemado que limpia eléctricamente las aperturas y adiciona detergente. Luego de aplicar esta función debe dejarse en reposo 15 minutos el analizador y posteriormente realizar los procedimientos iniciales. Desproteinización de baños y aperturas: con Hipoclorito de sodio al 5% como se indico anteriormente. Elaboró: Ligia Estella Ome Bernal





Desobstrucción de la celda de flujo: Existen varios procedimientos para desobstruir la celda de flujo, estos deben ser usados de manera escalonada y con moderación. Luego de cada paso debe verificarse con un control o muestra. Verificar nivel de Isotón: El mensaje de ¨Celda de flujo obstruída¨ puede presentarse por agotamiento del diluyente, verifique que los dispensadores de diluyente y el tanque de recubrimiento se encuentran llenos de isotón y purgue este reactivo con F16 o reemplace si es necesario. Purgar el reactivo Scatter Pack: el mensaje ¨::::::¨ en el análisis diferencial acompañado de PC o PC2 en el dispersograma indican que la cantidad de muestra y/o reactivo que llegan a la celda es insuficiente, verifique la cantidad de Scatter PAck y purgue con F17 o reemplace si es necesario. LATRON 1&2: si el mensaje de ¨Celda de flujo obstruida¨, PC1, PC2 o FC persisten, haga un Background Test y pase los controles Latron 1&2, estos limpian la celda. Puede realizar 2 o 3 veces este paso. F44: con esta función se aplica bajo presión y bajo vacío para desobstruir la celda de flujo. F45: con esta función se aplica alta presión y alto vacío para desobstruir la celda de fljo. F46: con esta función se aplica alta presión, alto vacío, corriente eléctrica y detergente para desobstruir la celda de flujo. NO DEBE UTILIZARSE DE RUTINA Y NO DEBE REALIZARSE MAS DE UNA VEZ porque desestabiliza la celda y la daña. Luego de este procedimiento, dejar en reposo 30 minutos el analizador y realizar los procedimientos iniciales. NOTA: NUNCA ASPIRE HIPOCLORITO DE SODIO COMO MUESTRA YA QUE DETERIORA LA CELDA DE FLUJO. 5. FROTIS DE SANGRE PERIFERICA

La observación de la morfología celular es de gran utilidad en el diagnóstico de diversas patologías como son: anemias, leucemias, púrpuras parásitos, etc. La realización de la lamina de frotis de sangre periférica debe ser impecable, procurando que este no sea excesivamente grueso, con ello se conseguirá una distribución acertada de las células en diferentes áreas del frotis cuyo conocimiento es fundamental, tanto para la morfología eritrocitaria como para la realización de la formula leucocitaria o recuento diferencial. En cualquier método que se utilice para la realización del frotis, deberá tenerse en cuenta las siguientes precauciones:   

Todo el material que se utiliza debe estar limpio y desengrasado. Si es de punción digital, no deberá emplearse la primera gota. Si es de punción venosa, se deberá hacerse con la máxima rapidez posible.






5.1 Método de los dos porta objetos : se debe colocar una gota de sangre en la parte anterior de la superficie del porta objeto. Formando un ángulo de aproximadamente 45 o, colocar el otro porta objeto sobre la gota de sangre, esperando que por capilaridad toda la sangre se distribuya, no dejando que llegue al extremo y luego desplazarlo suavemente, a velocidad moderada, en sentido longitudinal hasta que la gota de sangre quede bien extendida.

El grosor del frotis sanguíneo, varia según el ángulo que se forme entre los dos porta objetos. El frotis se deja sacar a temperatura ambiente y en posición horizontal, este tendrá tres áreas de diferente grosor y con diferente distribución de componentes formes de la sangre.  



Zona excesivamente gruesa(cabeza): se halla en la región inmediata al punto de partida de la extensión. Zona excesivamente fina: corresponde al final de la extensión es un área donde las células terminan con una disposición acordonada. En esta zona existe un exceso de granulocitos y monocitos. Zona ideal: corresponde a la región intermedia del frotis y en ella existe una distribución equilibrada de las células.

5.2 Reactivos para la coloración  

Colorante de Wright . Solucion de buffer

5.2.1 Coloración : Para conseguir los mejores resultados hay que colorear las extensiones en cuanto se hayan secado al aire, sin dejar en ningún caso mas de una hora.   

 

El frotis secado al aire se coloca sobre una gradilla de tinción. La extensión se cubre en su totalidad con el colorante sin diluir durante un minuto. El alcohol metílico fija la sangre. Se diluye el colorante con el buffer, aproximadamente el mismo volumen hasta que aparezca la escarcha metálica, para conseguir la mezcla del colorante con el diluyente se sopla con suavidad en varios puntos de la placa, para establecer corrientes suaves, igualando así la distribución. Se deja actuar este colorante diluido durante dos minutos. Sin mover el porta objetos se lava con agua destilada hasta que las partes mas delgadas sean de un color rosado. El colorante que haya quedado en el vidrio de la lámina se limpia con una gasa limpia y se deja en forma vertical hasta que seque.

5.2.2 Lectura del recuento diferencial de leucocitos : Con objetivo de 100x del microscopio óptico, en la parte media del frotis, se comienza en un punto no muy cercano al borde y se va recorriendo a lo ancho del frotis, hasta llegar a contar un total de 100 leucocitos consecutivos diferenciándolos morfológicamente. Se realizan siempre a muestras de bebes y a muestras que se quiera confirmar el resultado.






A diferencia de otros tejidos, la sangre esta constituida por tres tipos de células muy diferentes entre sí, tanto del punto de vista morfológico, estructural y de funcional.   

Células nucleadas(leucocitos), con función diversa. Células anucleadas (hematíes) con función respiratoria. Seudo fragmentos citoplasmáticos(plaquetas),con función hemostática.

Los leucocitos o glóbulos blancos, constituyen un conjunto de células con función diversa, como la defensa del organismo frente a diversas sustancias o agentes patológicos, estas células tienen en común las características de tener núcleo y organelos citoplasmáticos, lo que permite su fácil diferenciación morfológica con los hematíes y las plaquetas. Desde el punto de vista morfológico, los leucocitos se han clasificado en dos grupos:  

Polinucleares: Cuyo núcleo es lobulado de apariencia múltiple (neutrófilo,eosinófilo y basófilo) Mononucleares: Con núcleo único (linfocito y monocito)

5.2.2.1 CARACTERISTICAS MORFOLOGICAS DE LOS LEUCOCITOS Neutrofilo: Es el 60-65 % de los leucocitos. Su diámetro está entre 10 y 14 micras. El citoplasma es ligeramente acidófilo, con granulaciones de carácter neutro, distribuidas en el citoplasma. El núcleo de color violeta oscuro y cromatina densa se caracteriza morfológicamente por presentar lóbulos fragmentados o separados entre sí, por puentes de cromatina. Eosinofilos: es el 1-3 % de los leucocitos. Su diámetro es de 10-12 micras. El citoplasma repleto de granulaciones, constituidas por gránulos redondos y de gran tamaño, casi nunca cubren el núcleo; estos contienen sustancias de carácter básico, fijando colorantes ácidos como la eosina, dando un color pardo o anaranjado. El núcleo posee una coloración violeta, es bilobulado, forma masas simétricas unidas por uno de sus extremos. Basofilos: Su proporción, es inferior al 1% de los leucocitos. Su diámetro es de 12-14 micras. El citoplasma acidófilo, forma gránulos irregulares, fijando colorantes básicos como el azul de metileno. Las granulaciones, cubren el núcleo, el cual es de forma irregular con lobulaciones. Linfocito: Constituye el 20-40 % del total de los leucocitos, su diámetro es de 7-18 micras. El citoplasma es escaso o abundante; su coloración es azul pálida, debido a su Basofilia, que le confiere el contenido elevado de RNA, la granulación azurófila puede ser escasa y se encuentra en el citoplasma. El núcleo redondo, cromatina homogénea. Monolitos: Del 2-10 % del total de leucocitos; el diámetro es de 14-20 micras. El citoplasma es abundante y gris azulado: en ocasiones se halla vacuolado, con granulaciones finas azurófilas. El núcleo localizado en el centro, casi siempre es redondeado con invaginaciones, presentando variaciones dado su gran tamaño, ocupa gran parte del citoplasma y su cromatina es laxa, filamentosa e irregular, formando una trama reticular. Elaboró: Ligia Estella Ome Bernal





5.3 Morfología de los glóbulos rojos: Para el diagnostico de algunas anemias, presentan alteraciones características esferocitosis hereditaria, hemoglobinopatia S, eliptocitosis congénita. Asimismo, ante cualquier anemia de origen desconocido, resulta útil valorar la intensidad de la policromatofilia, presencia de normoblastos, punteado basófilo, anillos de Cabott, cuerpos de Howell-Joly. 5.3.1 Alteraciones morfológicas eritrocitarias: Se pueden clasificar en cuatro grandes grupos: alteraciones de tamaño, forma, color y policromatofilia además de la presencia de inclusiones.

5.3.1.1 ALTERACIONES DE TAMAÑO (anisocitosis): Son de dos tipos fundamentales: 5.3.1.2 Macrocitosis: Cuando el hematíe es de tamaño y VCM, superior al glóbulo9 rojo normal. Se observa en anemias diseritropoyeticas, cuando hay un aumento de eritropoyesis, enfermedades hepáticas. 5.3.1.3 Microcitosis: Es la existencia de hematíes cuyo tamaño y VCM es inferior al del glóbulo rojo normal, las causas mas frecuentes es la anemia ferropénica y la talasemia. 5.3.1.4 Las alteraciones morfológicas (Poiquilocitosis): Las más frecuentes son: esferocitos codocitos drepanocitos, eliptocitos, equinocitos, acantocitos, dacriocitos, esquistocitos, estomatocitos. 5.3.1.5 Las alteraciones del color: Reflejan las anormalidades en el contenido hemoglobínico. 5.3.1.6 Hipocromia: Los hematíes se tiñen débilmente, por la disminución de hemoglobina. Si no existe una enfermedad que la explique, se debe pensar en una anemia ferropenica o en una talasemia. 5.3.1.7 Policromatofilia: Los hematíes con tonalidad gris azulada, esto es signo de inmadurez celular, observándose en ciertas anemias acompañadas de reticulocitos en sangre periférica. Los hematíes se caracterizan por ser de mayor tamaño y su coloración azulada, debido al contenido de ARN. 5.4 Rangos de Anisocitosis de acuerdo al VCM.

Ligera: 95-108 ft (macrocitos), 76-80 ft(microcitos) Moderada: 109-120 ft(macrocitos),66-75 ft(microcitos) Marcada: mayor de 120(macrocitos),Menor de 65(microcitos) 5.5 Rangos de cuantificación de los glóbulos rojos: Normal: anisocitosis e hipocromia: 0-5, poiquilocitosis 0-5, policromatofilia 0-2 Elaboró: Ligia Estella Ome Bernal





Ligera: anisocitosis 6- 15,poiquilocitosis 1-5, policromatofilia 2-3 Moderada: anisocitosis 16-30,poiquilocitosis 6-15, policromatofilia 3-4 Marcada: anisocitosis e hipocromia mayor de 30, poiquilocitosis mayor de 30, policromatofilia mayor de 4. La anisocitosis e hipocromia y la policromatofilia se lee en 10 campos. La poiquilocitosis se informa la que predomina. 5.6 Normoblastos: Se informan por porcentaje su presencia. Si se encuentran más del 10 %, se realizará corrección al recuento leucocitario empleando la siguiente formula:

Leucocitos corregidos: ____Número de leucocitos contados x 100 ____________________________________ Número de normoblastos + 100 El recuento de normoblastos será, número de normoblastos observados por 100 leucocitos, esta relación se hace con el diferencial en el FSP. Para confirmar el recuento de leucocitos se cuentan en pequeño aumento (10 X) 3 campos donde los glóbulos rojos apenas se toquen entre sí, se promedian por campo y se multiplica por 300. 6. RECUENTO DE RETICULOCITOS

Un Reticulocito es un eritrocito que se halla circulando en sangre periférica en estado inmaduro o sea que aun posee restos de cromatina nuclear. 6.1 Fundamentos de Método: Esta técnica de coloración se basa en la precipitación de dichos restos de ácidos nucleicos por medio del NEW METHYLENE BLUE, formando una red granulada dentro del eritrocito, sin destruirlo. 6.2 Reactivos: Colorante Reticulocitos: New Methylene Blue, listo para usar. 6.3 Muestra: Sangre Venosa anticoagulada o Sangre Capilar. 6.4 Procedimiento: Usando una pipeta para glóbulos tome sangre capilar o venosa hasta la marca 0.5 y luego a 1.0 con el colorante. Lleve la mezcla al bulbo de la pipeta, mezcle bien y deje en reposo 10 minutos. Pasado el tiempo y descartando la primeras gotas, coloque una gota de la mezcla en una lamina portaobjetos limpia y efectúe un extendido de la manera usual. Deje secar y examine directamente al microscopio usando aceite de inmersión y objetivo 100x

Calculo ¨ % Reticulocitos= No reticulocitos por 500 Eritrocitos X0.2 %Reticulocitos= No de reticulocitos x 100 ----------------------------------Elaboró: Ligia Estella Ome Bernal





1000 Interpretación: Mediante este método normalmente se encuentran valores comprendidos entre 0.5 y 1.5 % en adultos. En recién nacidos entre 3 y 6 % Notas Una buena coloración depende del extendido, este no debe ser muy grueso y se debe evitar la formación de grumos y estrías. Usar placas preferiblemente nuevas, sin ralladuras y libres de grasa.

7. HEMOSTASIA Y COAGULACION

Complejo proceso mediante el cual la sangre se mantiene en estado fluido dentro de los vasos sanguíneos. Es dependiente de la integridad vascular, el recuento de plaquetas, su función y las proteínas plasmáticas de la coagulación. La definición incluye una interacción entre estos tres compartimientos además de los sistemas. 7.1 Tiempo parcial de Tromboplastina (PTT): Al añadir fosfolípidos plaquetarios al plasma, se activan los factores de la coagulación necesarios para la formación de protrombinasa intrínseca; esta activa la protrombina y la trombina convirtiendo el fibrinógeno en fibrina. El tiempo parcial de tromboplastina (PTT), evalúa anormalidades de los factores de la vía intrínseca, especialmente detecta deficiencias del factor VIII,IX,XI,XII, precalicreina y kininógeno, y también en factores II,V,X o fibrinógeno. La prueba se emplea principalmente para Monitoreo de pacientes con heparina, donde la formación del coagulo es proporcional al nivel de heparina utilizado. En pacientes que reciben anticoagulantes orales, los factores II,VII,IX,X, se disminuyen y el PTT se puede prolongar. La presencia de inhibidores no específicos, tales como anticoagulante lúpido puede prolongar el PTT

El PTT es una importante prueba clínica, con amplia aplicación en el diagnóstico de desordenes de coagulación y monitoreo terapéutico de enfermedades hemorrágicas o trombóticas. 7.2 Tiempo de protrombina (PT) : La tromboplastina mística y calcio adicionados a plasma citratado, reacciona con los factores V,VII,X, para formar un compuesto activo que convierte la protrombina en trombina. La trombina al actuar sobre el fibrinógeno forma la fibrina.

El reactivo inicia la vía extrínseca de la coagulación y las vías comunes. Después de la adición de la tromboplastina y el calcio, el tiempo de coagulación obtenido refleja la actividad de los factores II,V,VII,X, fibrinógeno. La prueba se emplea principalmente para Elaboró: Ligia Estella Ome Bernal





Detectar deficiencias simples o combinadas del sistema de coagulación extrínseco, indicativos de trastornos en la coagulación hereditarios o adquiridos, enfermedad hepática o deficiencia de vitamina K. Control de terapia con anticoagulantes orales. La organización mundial de la salud unida al comité internacional de trombosis y hemostasis ha recomendado reportar el resultado del PT en pacientes con anticoagulantes orales usando los valores INR (Radio Internacional Normalizado). INR=R (isi)

Dónde PT del paciente ---------------------PT control El valor del ISI es determinado para cada reactivo y en la mayoría va de acuerdo con las normas de l OMS.

7.3 DESCRIPCION DEL INSTRUMENTO ACL 300 PLUS El sistema ACL 300 plus de instrumentación Laboratory, es un analizador totalmente automatizado de alta productividad para uso clínico en pruebas de coagulación y/o fibrinolisis, cuyos resultados incluyen mediciones hemostáticas directas y parámetros calculados.

El Instrumento ACL esta dividido en cuatro zonas principales: Zona de muestras y reactivos: esta zona esta constituida por el carrusel de muestras, el cual se encuentra señalizado con número para la identificación de muestras y la zona de reactivos, donde se colocarán reservorios con los mismos y además se mantendran a una temperatura de 8 a 15 o C para alcanzar una mayor estabilidad y en agitación continua para evitar su sedimentación Zona de dispensación: constituida por el bloque de agujas, las cuales van conectadas a un recipiente el cual contiene un líquido denominado Emulsión de Refeencia, cuya función será la de limpiar puntas , evitando la formación de fibrina y como blanco de dispersión de la luz en cada corrida realizada. Zona de reacción: esta constituida por un plato de aluminio controlado termostáticamente para mantener una temperatura de 37 oC +/-1, donde se colocará nuestro rotor (cubetas de reacción) con 20 posiciones, para llevar acabo todas las fases de las pruebas de coagulación, así como un LED (Diodo emisor de luz) el cual constituye nuestra fuente de luz para la detección nefelométrica del coágulo leída a 90 o por un foto detector, el cual se encuentra localizado en la primera posición enfrente del LED. En esta zona encontraremos un compartimiento para colocar los rotores (cubetas de reacción).






A un costado del instrumento encontraremos la línea de desagüe de desperdicios del mismo, cuya manguera deberá estar siempre libre de obstrucciones, así como contar con una buena caída para evitar la formación de coágulos con el subsiguiente taponamiento de la manguera. 7.4 FUNCIONES DEL TECLADO 7.4.1 Teclas operativas : STOP: Abortará el ciclo en cualquier momento, si se confirma pulsando la tecla Enter antes de un plazo de 5 segundos. PRT: La tecla de PRT puede ser utilizada en todo momento excepto durante los ciclos de las técnicas. Nota: La tecla para el avance del papel se encuentra en la tapa de la impresora (Tecla de color gris) PROG: Esta tecla se utiliza para seleccionar los programas de utilidades o para salir del menú de utilidades volviendo al menú principal.

Este menú de programas especiales (PROG) puede ser activado en cualquier momento excepto mientras el sistema se encuentra en la fase de adquisición del ciclo, si bien algunos programas individuales no pueden ser introducidos durante un ciclo de análisis. 7.4.2 Teclas de decisión  

     

Pg-Up:Pd-Dw: Estas teclas se utilizan para desplazarse por los diferentes menús. Flechas arriba,abajo , a los lados: Estas fechas se utilizan para desplazar el cursor hacia arriba, abajo, izquierdo o derecha en la pantalla de los menú, permitiendo con ello la selección del ciclo o del programa deseado o para efectuar las selecciones solicitadas en pantalla. ENTER: Para confirmar los datos numéricos o bien una decisión. Flecha hacia la izquierda: Para retornar a una pantalla anterior. Teclas numéricas: Para la introducción de todos los datos numéricos. Teclas Alfanuméricas: Para la introducción de todos los datos alfanuméricos. INS: Para insertar nueva información. DEL: Para borrar información.

COMMANDS: Para acceder a opciones adicionales. 7.5 Puesta en Marcha : Conectar el instrumento a la red del suministro eléctrico y efectuar el encendido del mismo haciendo uso del interruptor de alimentación del panel trasero.






Comprobar que la fecha y hora son correctas ( sino, modificados desde el PROG/CONFIGURACION/FECHA Y HORA). El instrumento está equipado con un reloj interno que memoriza la fecha y la hora al apagar: Nota: El mensaje ”TEMPERATURA DE INCUBACION FUERA DE RANGO” Aparece presentando durante 15 minutos después de que el soporte del rotor haya alcanzado la temperatura de funcionamiento para permitir el calentamiento del instrumento. Siguiendo el ciclo del “puesto en marcha” abrir la tapa de la impresora y colocar un rollo de papel ya preparado (Ref 80075-00) en su asentamiento encima de la impresora. Introducir el papel en la ranura superior de la impresora con el extremo del rollo de papel saliendo por la parte inferior del asiento. Apretar el pulsador de color gris existente en el lado derecho de la impresora. Cuando el papel avance desde la ranura inferior de la impresora, hacerlo pasar por la guía de la tapa de la misma y cerrar la tapa tirando con suavidad del papel para evitar el bloqueo del mismo. 7.6 El Purgado: Seleccionar PROG/DIAGNOSTICOS/PURGADO. Comprobar que durante el purgado el número de burbujas en las cámaras del diluidor se reduzca al mínimo. Si es necesario, pinzar los tubos de salida de las cámaras mientras el pistón alcance el punto muerto inferior. Al finalizar los pasos anteriores, al presionar la tecla PROG y regresar al menú principal (PRUEBAS), se selecciona PT-FIB y se procede a la calibración. Cabe mencionar que la única prueba dentro de las consideradas RUTINA ( TP-PTT-TT) que se calibra es el Tiempo de Protrombina, esta calibración se realiza sólo cuando se cambien lotes de plasma de Calibración, PT FIB o Emulsión de Referencia.

8. CALIBRACION DEL TIEMPO DE PROTROMBINA •

•

•

•

•

• •

Sí un reactivo es de diferente lote y el valor de fibrinógeno del plasma calibrador cambia, se debe calibrar. Verifique el nivel de la solución de referencia. Realice una purga con la función PGR: Seleccionar PRIME. Reconstituya 1 vial de plasma calibrador con 1 ml de agua destilada. Hidratar por 30 minutos, agitar suavemente. Actualice los datos del ISI y número de lotes de los reactivos en la opción PGR: DATOS DE REFERENCIA. Sirva el plasma calibrador en una copilla de 0.5 ML y ubíquelo en la posición Pool del rotor de muestras. Sirva 2 Ml del plasma calibrador en una copilla de 0.5 ml y ubíquelo en la posición Pool del rotor de muestras. Sirva 2 ml de emulsión de referencia en la posición Dil del rotor de muestras. Dispensar el reactivo de Pt en el reservorio 1. Colocar rotor nuevo. Seleccionar la prueba de PT-FIB en pantalla. Enter. Con el cursor seleccionar la opción Calibración enter. Actualizar los datos de ISI y número de lotes. Enter. Seleccionar Start con el cursor.






El equipo imprime la curva de calibración con los datos de la Media, CV y coeficiente de correlación r2 Se obtiene los siguientes valores de coeficientes de variación: CV(PT)= 100 %
• •

8.1 PROCESAMIENTO DE MUESTRAS: • • •

• • •

•

Seleccione en el Menú las pruebas a correr: PT-FIB y/o PTT Coloque el plasma calibrador en la posición Pool. Verifique el estado de los reactivos en los reservorios, solución de referencia y rotor. Digite la lista de muestras. Con el cursor seleccione la opción Star. Los resultados aparecen en pantalla y se imprimen automáticamente. Verificar diariamente los procedimientos del protocolo de mantenimiento.

8.2 MANTENIMIENTO

1. Limpieza del reservorio de desagüe: el reservorio de desagüe es aquel donde se colocan las agujas cuando el equipo no se encuentra en trabajo, para su limpieza sólo debemos colocar las agujas en la posición de calibración de puntas (entrando a lista de chequeos), de esta forma estarán desplazadas de la posición original y podremos retirar el reservorio para su lavado, en el hueco dejado, por medio de una jeringa de 10 ml agregamos a presión cloro diluido al 10 % para limpiar la línea de desagüe, una vez realizada esta operación regresaremos el reservorio y las puntas a su posición original. 2. Limpieza de los sensores ópticos: abriremos la tapa donde se lleva a cabo la reacción, se limpiará el LED (foco rojo) con un isótopo húmedo y después secaremos, lo mismo se realizara con el foto detector que se encuentra en el primer pozo enfrente del LED. 3. Limpieza del filtro de aire: este se encuentra en el costado izquierdo del ACL, para su limpieza se apaga el instrumento, se retira el filtro, se lava al chorro de agua, se deja secar y se vuelve a colocar, hasta este momento se vuelve a encender el instrumento. 4. Limpieza y lavado de los reservorios de reactivos: solo se vaciará el contenido de los reservorios y se lavaran con agua destilada. 5. Ciclo de limpieza: este ciclo consiste en: 3 purgados sustituyendo la emulsión de referencia con cloro diluido al 10 % Elaboró: Ligia Estella Ome Bernal





3 purgados sustituyendo el cloro al 10 % con agua destilada y 3 purgados sustituyendo el agua destilada con la Emulsión de referencia Original La calendarización de los mantenimientos se indica en el mismo instrumento dentro de la bitácora de mantenimiento.

9. BIBLIOGRAFIA

1) CORTES, Armando. ABC de la medicina transfusional. Cruz roja Colombiana. 1ª Edición, Bogotá 1994 2) GAMBOA, MARIA CRISTINA. Manual Hemostasia y coagulación.1992 3) LINARES, S.G. Principios de Inmunología y transfusión. 2ª Edición Caracas 1986 4) MANUAL AUTOMATED HEMATOLOGY ANALYZER 5) MSNUSL CD 3200 6) MANUAL TECNICO DE 7) OPERADOR MANUAL 8) RESTREPO, Alberto. Hematologia 1994 9) RUIZ ARGUELLES. Fundamentos de Hematología, Editorial Médica Panamericana , México 1994 10) SABRAFEN, Sans J. Hematología clínica. Barcelona, España. 1990 11) VIVES, Joan Luís Técnicas de Laboratorio en Hematología. Editorial Salvat 1996 12) WILLIAMS, Hematología. Editorial Salvat 1995 13) WINTROBE. Hematología clínica. Buenos Aires, Interamericana editores 1995 Elaboró: Ligia Estella Ome Bernal








Guia de Hematologia Clinica

Recommend Documents