HOVE 282 Apuntes Pat Clin

F G. Wittwer M

Patología Clínica

PATOLOGIA CLINICA ANIMAL Dr. Fernando Wittwer Wittwer M. MV; MVSc. Instituto de Ciencias Clínicas Veterinarias

1.

BASES GENERALES

La patología clínica es la ciencia que estudia el uso de los exámenes de laboratorio en la práctica clínica y en el conocimiento de las enfermedades de los animales domésticos. Los exámenes de laboratorio constituyen una valiosa ayuda al médico veterinario en su desempeño profesional clínico y científico. Los análisis de laboratorio deben responder a un objetivo claro y explícito por el cual son solicitados. Los objetivos que llevan a solicitar un examen de laboratorio son: • • • • • •

corroborar un diagnóstico clínico precisar grado de alteración orgánica y severidad de una afección evaluar la evolución de un cuadro o respuesta a un tratamiento utilizar como como indicador de respuesta en ensayos o investigaciones establecerla patogenia de enfermedades y su relación con los signos clínicos evaluar métodos de diagnóstico

•

•

1.1 MUESTRAS La muestra es una porción representativa de un fluido o tejido obtenido de un animal o rebaño en un estudio clínico o experimental. Debe ser idéntica en composición o estructura al fluido o tejido del que se obtuvo y un reflejo del estado de salud o enfermedad del animal. Previo a la obtención de una muestra es preciso que el médico veterinario haya contactado a un laboratorio con el objetivo de conocer las posibilidades de ejecución de un determinado examen y las características de la muestra requerida. Las principales características de las muestras son: o o o o

Las etapas consideradas para la realización de un examen de laboratorio son: •

•

• •

Conocimiento. La solicitud de un examen y su interpretación requiere disponer de información del analito que se determina: tejidos o fluidos orgánicos en los que se puede medir, función que cumple, su metabolismo, regulación y qué factores lo modifican. Indicación. Motivos por los cuales se solicita la determinación de un analito, complementando la información entregada por el examen clínico. Muestra. Conocer la muestra a obtener, sus características y manejo. Análisis. Disponer de un laboratorio que cuente con un método analítico adecuado y confiable.

Comparación. Disponer de valores de referencia con los cuales comparar la información obtenida. Interpretación. Obtener una conclusión clínica que de respuesta al objetivo por el cual fue solicitado el examen.

o o

Tipo Modificaciones in vivo e in vitro Volumen Duración Requerimiento de aditivos preservantes Formas de manipulación y transporte

1.1.1 Tipos de muestra Tejidos Muestras de tejido extraídas mediante biopsia quirúrgica o punción con aguja o cánula se pueden obtener de acuerdo a su ubicación y volumen requerido. La sangre constituye el tejido más empleado para análisis de laboratorio. Otra muestra es el raspado de piel con pelos obtenido de zonas que presentan alguna lesión para examen microscópico. Fluidos

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sangre venosa y arterial, así como entre los diferentes lugares de obtención. Ej. la glicemia es mayor en sangre arterial que venosa; la sangre yugular tiene mayor concentración de Ca y Mg (2-4 %) y menor de P (14%) que la coccígea.

Muestras de fluidos de diferentes áreas del cuerpo se pueden obtener para exámenes físico, citológico, bioquímico, bacteriológico u otro. Las más usadas son: • • • • • • •

Orina: recién emitida y sin contaminantes Leche: proveniente de cuartos individuales o de estanque. Líquido cerebro espinal (LCE) Humor vítreo o acuoso Trasudado o exudado: obtenido por toracocentesis o abdomenocentesis Líquido sinovial (LS) Líquido ruminal (LR)

Otros tipos de empleados son:

muestras

comúnmente

Deposiciones para examen parasitológico, bacteriológico o bioquímico. • Secreción: secreción nasal, vaginal u otra, empleadas para examen bacteriológico o citológico. • Lavado traqueo bronquial: lavado de mucosas para examen citológico.

•

Forma de obtención la compresión de la vena facilita la extracción de sangre, pero provoca cambios en su composición por lo que debe usarse brevemente. La aspiración muy vigorosa, el uso de agujas muy delgadas o semi bloqueadas o una canulación incorrecta de la vena alteran el flujo de sangre y su composición.

•

Administración de drogas el uso de fármacos produce cambios que deben ser considerados al interpretar un resultado. Ej. los corticoides producen hiperglicemia en perros.

•

1.1.2 Variación en la composición y calidad de las muestras Los factores que afectan la composición de una muestra son cambios o variaciones que se presentan in vivo e in vitro.

1.1.2.1 Cambios in vivo corresponden a variaciones que se presentan en la composición del tejido o fluido del animal producto de modificaciones transitorias previas a la obtención de la muestra. • Excitación, ejercicio y el transporte liberan adrenalina que modifica la composición sanguínea. Ej. la aplicación del puro en un equino puede originar en dos minutos un aumento del 20 % del hematocrito que persiste por 20 minutos. •

Estrés induce la liberación de corticoides endógenos modificando la composición sanguínea. Ej. hiperglicemia y leucocitosis.

•

Ingesta de alimentos es de importancia en monogástricos. Ej. la glicemia aumenta posterior a la ingestión de alimentos. Lugar de obtención la composición y distribución sanguínea difieren entre la

•

1.1.2.2 Cambios in vitro son modificaciones que se presentan en una muestra posterior a su obtención producto del tiempo transcurrido y de las condiciones de almacenamiento. El factor más importante asociado a la preservación de muestras es la temperatura de almacenamiento por lo que se debe considerar mantenerlas a baja temperatura. •

Metabolismo in vitro en las muestras de tejidos los procesos metabólicos continúan por un tiempo produciendo cambios en los constituyentes bioquímicos. Para reducir estos cambios se deben mantener las muestras refrigeradas o congeladas y en las muestras de sangre separar el plasma de los eritrocitos o el suero del coágulo. La adición de inhibidores enzimáticos minimiza este efecto. Ej. la glicólisis in vitro desdobla un 10 % de la glucosa por hora, por lo que se emplea NaF (2 mg/mL) para inhibirla.

Para la realización de exámenes hematológicos y algunos bioquímicos se debe inhibir la coagulación, mecanismo fisiológico por el cual la sangre pasa del estado líquido al sólido en un plazo de 5 a 15 minutos, requiriéndose para ello la utilización de anticoagulantes. • Destrucción celular inmediatamente después de obtener una muestra al remover una parte de un tejido se inicia la degeneración de las células, las que van


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sangre venosa y arterial, así como entre los diferentes lugares de obtención. Ej. la glicemia es mayor en sangre arterial que venosa; la sangre yugular tiene mayor concentración de Ca y Mg (2-4 %) y menor de P (14%) que la coccígea.

Muestras de fluidos de diferentes áreas del cuerpo se pueden obtener para exámenes físico, citológico, bioquímico, bacteriológico u otro. Las más usadas son: • • • • • • •

Orina: recién emitida y sin contaminantes Leche: proveniente de cuartos individuales o de estanque. Líquido cerebro espinal (LCE) Humor vítreo o acuoso Trasudado o exudado: obtenido por toracocentesis o abdomenocentesis Líquido sinovial (LS) Líquido ruminal (LR)

Otros tipos de empleados son:

muestras

comúnmente

Deposiciones para examen parasitológico, bacteriológico o bioquímico. • Secreción: secreción nasal, vaginal u otra, empleadas para examen bacteriológico o citológico. • Lavado traqueo bronquial: lavado de mucosas para examen citológico.

•

Forma de obtención la compresión de la vena facilita la extracción de sangre, pero provoca cambios en su composición por lo que debe usarse brevemente. La aspiración muy vigorosa, el uso de agujas muy delgadas o semi bloqueadas o una canulación incorrecta de la vena alteran el flujo de sangre y su composición.

•

Administración de drogas el uso de fármacos produce cambios que deben ser considerados al interpretar un resultado. Ej. los corticoides producen hiperglicemia en perros.

•

1.1.2 Variación en la composición y calidad de las muestras Los factores que afectan la composición de una muestra son cambios o variaciones que se presentan in vivo e in vitro.

1.1.2.1 Cambios in vivo corresponden a variaciones que se presentan en la composición del tejido o fluido del animal producto de modificaciones transitorias previas a la obtención de la muestra. • Excitación, ejercicio y el transporte liberan adrenalina que modifica la composición sanguínea. Ej. la aplicación del puro en un equino puede originar en dos minutos un aumento del 20 % del hematocrito que persiste por 20 minutos. •

Estrés induce la liberación de corticoides endógenos modificando la composición sanguínea. Ej. hiperglicemia y leucocitosis.

•

Ingesta de alimentos es de importancia en monogástricos. Ej. la glicemia aumenta posterior a la ingestión de alimentos. Lugar de obtención la composición y distribución sanguínea difieren entre la

•

1.1.2.2 Cambios in vitro son modificaciones que se presentan en una muestra posterior a su obtención producto del tiempo transcurrido y de las condiciones de almacenamiento. El factor más importante asociado a la preservación de muestras es la temperatura de almacenamiento por lo que se debe considerar mantenerlas a baja temperatura. •

Metabolismo in vitro en las muestras de tejidos los procesos metabólicos continúan por un tiempo produciendo cambios en los constituyentes bioquímicos. Para reducir estos cambios se deben mantener las muestras refrigeradas o congeladas y en las muestras de sangre separar el plasma de los eritrocitos o el suero del coágulo. La adición de inhibidores enzimáticos minimiza este efecto. Ej. la glicólisis in vitro desdobla un 10 % de la glucosa por hora, por lo que se emplea NaF (2 mg/mL) para inhibirla.

Para la realización de exámenes hematológicos y algunos bioquímicos se debe inhibir la coagulación, mecanismo fisiológico por el cual la sangre pasa del estado líquido al sólido en un plazo de 5 a 15 minutos, requiriéndose para ello la utilización de anticoagulantes. • Destrucción celular inmediatamente después de obtener una muestra al remover una parte de un tejido se inicia la degeneración de las células, las que van


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perdiendo sus características y morfología normal llegando finalmente a la autólisis. En hematología hay que tener presente que a las 2 horas se comienza a observar la desintegración de los núcleos de los leucocitos. Algunos aditivos como el formol retardan este proceso. •

Hemólisis in vitro es la destrucción de eritrocitos de una muestra liberando su contenido al plasma, modificando con ello la concentración de los componentes plasmáticos acorde al diferencial intraextra celular. Además, la hemoglobina liberada interfiere reacciones químicas y altera las lecturas colorimétricas. Entre los factores que producen hemólisis están: la congestión, aspiración vigorosa, agitación violenta, contaminación con agua, cambio brusco de temperatura y congelación.

•

Contaminación de la muestra con bacterias u otro material extraño que puede originar resultados falsos positivos o negativos o modificar la composición o estructura de la muestra.

•

Desecación por pérdida de agua que aumenta la concentración de solutos de una muestra.

•

Aditivos empleados para preservar una muestra pueden afectar alguna reacción bioquímica entregando resultados falsamente disminuidos o proporcionando resultados falsamente elevados.

1.1.3

Volumen de muestra

La cantidad de muestra necesaria dependerá del número de análisis a realizar con ella así como del método analítico empleado en cada laboratorio. En la actualidad el volumen requerido por análisis es muy pequeño, menos de 0,1 mL, por lo que con 2 mL de sangre o 1 mL de suero o plasma o fluido es factible realizar un número importante de análisis. Ej. un perfil bioquímico de 10 variables requiere de 0,5 mL de muestra.

1.1.4 Duración de muestras Como principio se debe de realizar el análisis lo antes posible para disminuir las modificaciones in vitro que hacen perder la representatividad de la muestra. Las muestras

se deben almacenar a temperaturas bajas para aumentar su duración. Los tejidos tienen una duración breve (< 1 día) y deben ser refrigerados (0 a 5°C), pero no congelados. Los fluidos tienen mayor estabilidad para analizar la mayoría de los metabolitos, además, pueden ser congeladas (-20°C) por periodos prolongados (6 meses).

1.1.5 Uso de aditivos o preservantes Son sustancias que se adicionan a la muestra con objeto de prolongar su duración al inhibir el metabolismo in vitro, la contaminación bacteriana o la coagulación de la sangre. Su uso está indicado según el examen a realizar y al tipo de muestra. Los más usados son los anticoagulantes como el EDTA, la heparina y el NaF como inhibidor enzimático. Además, se emplean el hielo, hielo seco, formalina al 10 %, fenol 0,4 - 0,5 %, glicerina 50 %, ácido bórico o alcohol. 1.1.6 Manipulación y transporte La muestra debe ser adecuadamente identificada, protegida y empaquetada. Si es despachada por un servicio público debe ser conforme a la reglamentación postal que considera entre otros aspectos que no sea peligrosa para la salud del personal, no produzca deterioro a otros paquetes, ser fácil de manipular y que el embalaje sea seguro (protegido de los golpes y tenga material absorbente).

1.1.7 Solicitud de examen Las muestras deben adjuntar una solicitud de examen (Fig. 1), la que debe incluir información referente a: Identificación del propietario del animal con su dirección. • Identificación del médico veterinario solicitante y su dirección. • Identificación del animal: especie, raza, sexo, edad, identificación (nombre o marca). • Identificación de la muestra: tipo, fecha de obtención. • Exámenes requeridos. •

1.1.8 Muestras de sangre Tipos de muestras de sangre


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De acuerdo al examen requerido se puede obtener muestras de sangre con anticoagulante, plasma o suero (Fig. 2,Anexo 2).

A

B

C

La sangre con anticoagulante se emplea en el estudio de los elementos figurados. El volumen debe ser de acuerdo a la cantidad de anticoagulante, ya que con exceso de sangre hay coagulación y con pequeña cantidad hay crenación de los eritrocitos. Obtenida la muestra, el frasco se debe tapar e invertir ± 15 veces para una adecuada homogenización, de lo contrario se produce coagulación total o parcial. El plasma corresponde a la parte líquida de la sangre. Se diferencia del suero ya que contiene fibrinógeno. Su uso es similar al suero con la ventaja de obtenerse más rápido y con menos hemólisis. Se obtiene centrifugando (± 1.200 g, ± 10 minutos) una muestra de sangre con anticoagulante

Fig. 2. Muestras de sangre : suero bovino (A); plasma equino (B); sangre hemolizada hemolizada (C).

Fig. 1. Formulario para solicitud de examen El suero es la parte líquida de la sangre expulsada por el coágulo cuando se retrae. Se obtiene dejando reposar una muestra de sangre en un lugar temperado, idealmente 37ºC, al menos una hora. Para obtener 1 mL de suero se requiere obtener una muestra de ± 3 mL sangre sin anticoagulante, dependiendo de la retracción del coágulo.

Una retracción nula o insuficiente se presenta con frascos sucios, con espuma en la superficie o mantenidos a temperaturas bajas. Sólo después de separado el suero del coágulo debe almacenarse refrigerado o congelado.

Volumen


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En todas las especies es posible obtener sin riesgo para el paciente hasta 8 mL de sangre por kg de peso vivo. La cantidad de sangre a extraer en una oportunidad será la necesaria para las pruebas a realizar. En la actualidad para la mayoría de los exámenes se emplean volúmenes de 1-3 mL de sangre con anticoagulante, o bien, 3-10 mL de sangre para suero o plasma.

Anticoagulantes

• • • •

•

Los anticoagulantes son sales inorgánicas u orgánicas que inhiben la coagulación. Los más utilizados son la heparina, el EDTA, el NaF y el citrato de sodio. •

Heparina es un anticoagulante natural que inhibe la transformación de protrombina en trombina. Se usan 10 a 15 UI por mL de sangre (0,75 mg/mL) cuando se desea obtener plasma sin aditivos como sucede al usar los otros anticoagulantes.

•

EDTA corresponde a la sal disódica o dipotásica del ácido etilendiaminotetracético, que inhibe la coagulación quelando el Ca plasmático. Es el anticoagulante de elección para hematología, usándose 1-2 mg por mL de sangre. Se puede usar asociado a formalina para preservar la morfología celular por más tiempo.

•

NaF el fluoruro de sodio es una sal que se usa en concentraciones de 2 - 3 mg por mL de sangre en muestras para glicemia o lactacidemia, ya que además de inhibir la coagulación al quelar el Ca plasmático, inhibe la glicólisis in vitro.

•

(18 ó 21 g) y seguir el procedimiento basado en: sujeción del animal mediante el uso de brete, tijera, maneas, bozal u otro. selección de la vena a puncionar limpieza y desinfección adecuada visualizar el curso de la vena provocando su dilatación mediante presión digital o elástico. punción en sentido opuesto a la corriente sanguínea.

El uso de tubos al vacío facilita la punción haciéndola más eficiente, rápida y limpia. El sistema está formado por un tubo con tapón de goma y con vacío que recibe la muestra, una aguja de doble punta y un soporte (Fig. 3). Hay tubos de diferente tamaño, 3, 7 o 10 mL, sin aditivos (tapa roja) o con anticoagulante, EDTA (tapa lila); heparina (tapa verde); NaF (tapa gris) o citrato (tapa celeste).

Fig. 3. Sistema tubos al vacío para venopunción. Venas utilizadas para punción

Citrato de sodio es una sal que inhibe la coagulación al quelar el Ca plasmático. Se emplea en solución al 3,8 % en la proporción de 1 mL por 9 mL de sangre en las transfusiones y en muestras para estudios de la coagulación.

Métodos de obtención Las técnicas de punción venosa, tubos con vacío o punción con aguja y jeringa, varían según la especie, el volumen a obtener, y la pericia del operador. Para el éxito de la punción es necesario emplear una aguja limpia, afilada y de tamaño adecuado

• •

Fig. 4. Punción caudal en bovino.


•

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Bovino: punción yugular, mamaria o coccígea (Fig. 4) según el volumen de muestra, la posición y características del animal y el lugar y medios que se disponen. • Ovinos: la punción yugular constituye el método más adecuado. Se debe cuidar de no provocar hemólisis, ya que los eritrocitos de ovino tienen tendencia a la lisis. También se puede puncionar la cefálica. •

Equinos: se emplea la punción yugular (Fig. 5) con el animal sujeto por una lazada al cuello y en casos difíciles con puro; la visualización se hace por presión digital.

•

•

Fig. 6. Punción radial en canino.

•

Peces: punción de la vena caudal en la línea media detrás de la aleta anal.

•

Aves: punción de la vena ulnar superficial, metatarsal superficial media o la yugular derecha.

1.2 ANÁLISIS

• •

Fig. 5. Punción yugular en equino.

•

Suinos: corte del pabellón auricular o de la cola para pequeños volúmenes, o punción de la vena cava anterior para una cantidad mayor de sangre.

•

Caninos: punción de la vena cefálica (radial) entre el codo y el carpo (Fig. 6) o de la safena (tibial), en la cara lateral del tercio inferior de la tibia. También se puede puncionar la yugular.

•

Felinos: punción de la vena yugular.

•

Auquénidos: punción de la vena yugular a la altura de la 6ª vértebra cervical.

1.2.1 Tipo de exámenes. Los exámenes de laboratorio pueden ser agrupados o clasificados en dos categorías según la información que se logra obtener de ellos: 1.2.1.1 Exámenes que evalúan la condición fisiológica del paciente determinando cambios cualitativos o cuantitativos en constituyentes de tejidos o fluidos con respecto a valores de referencia. Permiten evaluar la condición de salud y en caso de presentar una alteración, definir su tipo, su magnitud así como los órganos afectados. •

Hematológicos: establecen cambios en el número, morfología, o propiedades de las células de la sangre. Ej recuento de leucocitos, hemoglobina, hematocrito.

•

Bioquímico clínicos: determinan la presencia, concentración o actividad de constituyentes bioquímicos en tejidos o fluidos, como metabolitos (urea, glucosa), enzimas (ALT, AST) o electrolitos (Ca, P).

•

Análisis de fluidos: establecen las características físicas, químicas y microscópicas de secreciones como leche u orina o de fluidos orgánicos como el LCE, o diferenciar si una muestra de


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líquido abdominal o torácico corresponde a un trasudado o exudado. •

determinan las Citodiagnóstico: características y distribución (%) de las células en muestras de tejidos obtenidas mediante punción con aguja fina, raspados o lavados de mucosas. Ej. diagnóstico de tumores mediante punción de un nódulo linfático, periodo del ciclo estral en una perra mediante evaluación de la secreción vaginal, RAO mediante lavado bronco alveolar.

1.2.1.2 Exámenes que determinan la presencia de un agente patógeno en el animal corresponden a análisis destinados a establecer un diagnóstico etiológico frente a la sospecha de una enfermedad infecciosa, parasitaria o tóxica: •

Parasitológicos: detectan la presencia o cantidad de parásitos en muestras de deposiciones (coproparasitario), Ej. McMaster, sedimentación; examen microscópico de raspado de piel y pelos para diagnóstico de tiña o sarna o el examen del frotis de sangre para hemoparásitos.

•

Microbiológicos: identifican la presencia de virus, bacterias u hongos o su sensibilidad frente a agentes quimioterapéuticos en una muestra de tejido o fluido. Ej. cultivo, antibiograma.

•

Toxicológicos: detectan la presencia o concentración de sustancias tóxicas en una muestra de un animal o de alimento. Ej. Pb en riñón, micotoxinas en alimento.

•

Inmunológicos: detectan la presencia o cantidad de anticuerpos producidos como respuesta frente a una infección; denominados comúnmente serológicos por utilizar suero como muestra. Ej. Rosa de bengala para brucelosis, ELISA para FLV.

1.3 CONTROL DE CALIDAD Uno de los aspectos importantes a considerar en los análisis de laboratorio se refiere al control de calidad analítico que asegure la confiabilidad de los resultados

informados. Los laboratorios deben disponer de un sistema de control de calidad que contemple todos los pasos involucrados en el proceso, muestra, solicitud, análisis e informes. Para el control de calidad de los análisis se emplean dos conceptos: •

Precisión: corresponde a la repetibilidad de resultados al repetir un análisis con la misma muestra. Se expresa como el coeficiente de variación (CV), el cual en general debe ser < a 5%. CV = (DE / X) x 100

•

Exactitud: corresponde al grado de aproximación del valor obtenido de una muestra al valor verdadero. Se establece mediante el uso de sueros controles de valor conocido.

1.4 VALORES UNIDADES

DE

REFERENCIA

Y

1.4.1 Valor de referencia (VR) La concentración de los componentes del organismo animal, al igual que su tamaño y conformación, está determinada por factores genéticos como especie, raza y sexo y por factores ambientales como clima, alimentación y altitud. Estos factores determinan que sus valores fluctúen dentro de un valor rango mínimo y máximo en condiciones normales de salud, adaptación y nutrición que se considera el rango fisiológico. Los valores establecidos para una variable biológica en una especie animal que se encuentra en condiciones fisiológicas y ambientales similares son conocidos como VR o antiguamente llamado valores normales. Ejemplo, la concentración de glucosa plasmática de vacas del sur de Chile fluctúa entre 3,0 y 4,4 mmol/L.

Valor de Referencia es el rango dentro del cual se encuentran los valores de una variable biológica en la mayoría (95%) de los individuos de una población clínicamente sana, al ser determinado mediante una metodología definida.


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Las tablas de VR utilizadas en medicina veterinaria entregan valores por especie, sin embargo hay que consierar que cuando un factor genético o ambiental determina una variacion significativa se debe tener un VR que considere este efecto. Por ejemplo, las razas equinas de deporte tiene un Nº de eritrocitos mayor que las de trabajo. Los factores de variación que pueden influir sobre los VR son: • Propios del animal: Condición genética: especie, raza, o sexo, otro. Condición fisiológica: edad, peso, o gestación, lactancia. variación dentro y entre días. o • Del ambiente: Ubicación geográfica, manejo y o alimentación. El método de los promedios es el más empleado para establecer un VR. Se basa en que la cantidad o la concentración de un analito en el organismo de los animales de una población presenta una distribución normal (Fig. 7). En estas condiciones el 95% de los individuos presenta valores para una variable dentro del rango definido por el promedio (X) más 2 y menos 2 desvíos estándar (DE). Por lo anterior, el rango de referencia se calcula de: VR = X ± 2DE, en donde, el límite inferior es X - 2 DE y el límite superior es X + 2 DE. Ejemplo: Uremia en vacas determinado de una población de 2.300 muestras con una X = 4,8 y DE = 1,1. Por lo tanto el VR = 4,8 ± 2,2 Donde, los límites son 2,6 – 7,0 mmol/L

Fig. 7. Curva de distribución normal. Eje X = concentración; eje Y = Nº de animales

Tablas con VR expresados como el rango (valor mínimo y valor máximo), o bien que entregan el valor X y DE se presentan en diversos textos y trabajos. Se recomienda emplear aquellas que son más representativas para el caso en estudio y en lo posible con valores obtenidos con una metodología analítica similar e idealmente reportados por el mismo laboratorio (Anexos 3, 4, 5, 6, 7 y 8). Al emplear las tablas se debe cuidar que la muestra corresponda a la de la tabla de VR. Por ejemplo, no comparar un VR para Mg en sangre con un resultado de Mg urinario.

1.4.2 Unidades 1.4.2.1 Resultados cuantitativos Todos los resultados cuantitativos se expresan numéricamente con relación a una unidad de mediada que entrega su magnitud y así se pueden comprender y comparar con otros valores expresados en las mismas unidades de medida. Los resultados de laboratorio se expresan como número, concentración o actividad con relación a una unidad de volumen del material de la muestra como el L o mL. •

Número, corresponde a la cantidad de unidades del elemento por volumen de muestra: Ej. recuento de eritrocitos en sangre = 7.500.000 µL.

•

Concentración, corresponde a la cantidad de sustancia por volumen de muestra: Ej. uremia = 5,5 mmol/L.

•

Actividad, representa la actividad que tiene la sustancia medida bajo condiciones analíticas definidas en un volumen de muestra. Ej. AST = 102 U/L.

1.4.2.2 Sistema Internacional de Unidades (SIU) 1.4.2.3 En Patología Clínica se han empleado diferentes sistemas de unidades para expresar los resultados de laboratorio. Actualmente se recomienda emplear el SIU a EXPLORACION CLINICA DE LOS ANIMALES DOMESTICOS Universidad Austral de Chile - 2005

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objeto de facilitar la comparación de valores.

comprensión

y

El SIU utiliza unidades de medida básicas que para volumen es el litro, para masa el gramo, para cantidad de sustancia el mol y para presión el pascal. Estas unidades están basadas en el sistema decimal, debiendo utilizar las unidades enteras o sus múltiplos de mil, vale decir 1, 10 3, 106, 109 o divisores de mil, 10 -3, 10-6, 10-9, etc. El SIU también señala que los resultados de metabolitos con peso molecular definido deben ser expresados por la cantidad de sustancia (mol) y no como su peso (g). Ej. uremia en “mmol/L” y no en “mg/dL”. Las unidades más empleadas que contempla el SIU son:

=1

Volumen Litro L

Masa Gramo g

Cantidad Mol mol

Mil = 10 -3 Micro = 10-6 Fento =10-9 Nano 10-12

mL µL fL nL

mg µg fg ng

mmol µmol

Las enzimas se miden por su actividad catalítica, definiendo la unidad enzimática “U” como la actividad de la enzima que transforma 1 µmol de substrato en 1 minuto en una condición definida (pH, tº, sustrato). Por lo tanto, las enzimas no se expresan por su cantidad o peso. La actividad enzimática en los líquidos corporales se refiere en general a 1 L, por lo que se expresan en U/L. Al comparar un resultado de laboratorio con valores de referencia es importante tener en consideración los siguientes aspectos: corresponden al mismo tipo de muestra (Ej. Plasma, sangre, leche, orina, etc.) • miden el mismo elemento (Ej. Urea o Nureico) • están expresadas en la misma unidad (mmol/l o mg/dL) •

De no cumplirse estas condiciones se deben hacer las correcciones pertinentes. Ej. la glicemia de un bovino = 70 mg/dL; el VR para glucosa en sangre de bovinos = 3,0 - 4,4 mmol/L. Para comparar se debe transformar

la unidad de mg/dL a mmol/L, para lo cual existen factores de conversión que para glucosa es 0,0555. Por lo tanto el resultado del animal es 70 x 0,555 = 3,9 mmol/L.

1.5 INTERPRETACIÓN 1.5.1 Comparación absoluta La interpretación de los resultados de laboratorio se basa en establecer si existe un cambio significativo en los valores obtenidos para uno o más metabolitos en muestras de un animal o de un grupo de animales. Al comparar el valor obtenido de una muestra con los VR se puede establecer que está: • • • •

dentro del VR = normal (Ej. Ca sérico = 1,7 mmol/L, hipocalcemia; VR = 2,0 – 2,6) bajo el VR = hipo (Ej. Ca sérico = 1,3 mmol/L = hipocalcemia) sobre el VR = hiper ( Ca sérico = 3,2 mmol/L = hipercalcemia en una escala dicotómica la presencia (positivo) o ausencia (negativo) de un elemento debe ser interpretada acorde a la condición fisiológica normal. Ej. albuminuria positivo, indica una alteración ya que lo normal es negativo.

1.5.2 Comparación relativa Es otra forma de interpretación. Para ello se determina el valor de “H” que representa la distancia o diferencia que existe entre el valor del resultado de la muestra, con relación a la media de referencia “X”, expresado en unidades de desvíos estándar “DE” (Tabla 1). Cuando un valor de “H” es mayor a 2 (positivo o negativo) indica que está fuera del rango de referencia.

Tabla 1. Resultados de exámenes bioquímicos de sangre de un bovino Analito (mmol/L) Ca Mg Urea

Valor muestra 2,85 0,19 5,1

Rango referencia 2,0 – 2,6 0,7 – 1,1 2,6 – 7.0

Valor H 3,7 -5,9 0,2

H= valor muestra – x referencia/ DE referencia

En tabla 1, el valor H indica que el animal presenta hipercalcemia, junto a una hipomagnesemia que es de mayor intensidad.

1.5.3 Comparación con valor previo


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Una tercera opción para la interpretación se basa en establecer la variación del resultado con relación a un valor previo del mismo individuo. Este método tiene mayor sensibilidad diagnóstica, pero requiere un resultado anterior. Es útil para evaluar la evolución de un cuadro o la respuesta a un tratamiento. Para que una variación sea significativa la diferencia entre los dos resultados debe ser mayor a 2 CV de la técnica.

1.6 CONCLUSIÓN La conclusión debe estar acorde con el objetivo por el cual se solicitó el examen. No todos los cambios indican que el animal presenta una alteración o enfermedad, por lo que siempre deben considerarse todos los factores tanto fisiológicos como de enfermedad que pueden producirlo.


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2. HEMATOLOGIA La sangre es un tejido constituido por una matriz líquida, el plasma, en la cual están suspendidos los elementos celulares conformados por los eritrocitos, leucocitos y trombocitos. El volumen sanguíneo de los animales domésticos fluctúa entre el 6 % a 11 % del peso corporal, siendo mayor en los animales jóvenes. En bovino, ovino, felino, equino de tiro es 6% - 7%, en canino: 8% - 9 % y en equinos de deporte: 10 - 11 %. Las células representan entre el 35 al 50% del volumen de la sangre (Tabla 2.1).

Tabla 2.1. Distribución numérica de las células sanguíneas de un equino. • •

•

Eritrocitos Leucocitos Basófilos o Eosinófilos o Neutrófilos o Monocitos o Linfocitos o Plaquetas

5.000.000 µL 10.000 µL 50 µL 500 µL 6000 µL 500 µL 3000 µL 200.000 µL

enfermedad los componentes figurados de la sangre. El hemograma constituye uno de los análisis de laboratorio más frecuentemente solicitado por los clínicos veterinarios. Es un examen que entrega información sobre características de los eritrocitos (eritrograma) y de los leucocitos (leucograma). A continuación se presentan los antecedentes de la utilidad clínica del estudio de los eritrocitos, leucocitos y de la coagulación sanguínea. En los Anexos 3, 4 y 5 se presentan los valores referenciales de variables hematológicas mas utilizados en la práctica clínica veterinaria.

2.1 ERITROCITOS Los eritrocitos son células redondas, bicóncavas, anucleadas, de 4 – 8 µ de diámetro (Fig. 2.1), que tienen un 60 % de agua, 35 % de hemoglobina y 5 % de matriz orgánica. Su función principal es proteger transportar y optimizar la acción de la molécula de hemoglobina.

El plasma representa un 50 - 65 % de la sangre y está constituido por: • Agua (91 %) • Sustratos: glucosa, proteínas, lípidos • Minerales: Ca, P, Mg, Na, K, Cu, Zn, Fe • Enzimas, hormonas y vitaminas La sangre participa directa o indirectamente en casi todos los procesos bioquímicos en el cuerpo, por lo que sus alteraciones, en el estado de enfermedad, ayudan con frecuencia a detectar lesiones existentes. La facilidad con que la sangre puede ser obtenida hace de su examen un elemento de diagnóstico rutinario, sin embargo, en la sangre existe la predisposición a promover un ambiente interno estable y muchas respuestas son uniformes y no específicas, de modo que diferentes cambios patológicos pueden provocar la misma respuesta.

La hematología es la ciencia que estudia las características y variaciones que presentan en condiciones de salud y

Fig. 2.1. Eritrocitos de un canino teñidos con Giemsa (1000x). Los eritrocitos son producidos en la médula ósea en un proceso regulado por la eritropoietina renal a partir del rubroblasto que pasa por los estados de prorubrocito, rubrocito, metarubrocito, reticulocito y eritrocito. Su vida media varía según la

especie, 45 días en el ovino, 115 días en el canino y 160 días en el bovino. En el perro existe un reemplazo de 800.000 eritrocitos por segundo.


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Los elementos requeridos para la formación de glóbulos rojos son la globina, vitamina B2 , B6 , B12 y los minerales Fe, Cu, Co.

2.2.1 Exámenes de los eritrocitos para uso clínico El eritrograma entrega características de interés clínico sobre los eritrocitos circulantes de un animal. Para el examen de los eritrocitos se requiere de una muestra de sangre de 1 a 5 mL con anticoagulante EDTA, realizándose los análisis indicados en la Tabla 2.2 y que se describen a continuación:

Tabla 2.2. Análisis incorporados en un eritrograma. Análisis Resultado Recuento de eritrocitos Nº x µL Hemoglobina (Hb) g/dL Hematocrito o VGA % Índices de Wintrobe: VCM fL CHbCM g/dL Morfología al frotis Ausente, N (cambios de forma, color, Presente: tamaño, otro) Escaso, + Moderado, ++ Abundante, +++ Velocidad sedimentación mm/h Recuento de eritrocitos Determina el número de eritrocitos por unidad de volumen de sangre. La mayoría de los animales tiene entre 5,0 a 10,0 x 10 6 eritrocitos / µL. El método más empleado es el recuento en cámara cuenta glóbulos o de Neubauer, método que tiene como limitación su baja precisión (CV ± 8 %). En la mayoría de los laboratorios sólo se realiza el recuento cuando los valores de Hb o VGA se encuentran disminuidos indicando una anemia. Ls analizadores hematológicos realizan un recuento mediante citometría entregando mayor precisión, rapidez e información sobre la distribución de la población de eritrocitos según su tamaño. Un incremento del número de eritrocitos sobre los rangos de referencia se presenta en

casos de policitemia absolutas o relativas y una disminución en casos de anemia.

Hemoglobina (Hb) Expresa la concentración de Hb presente en la muestra de sangre, la cual en la mayoría de los mamíferos es de 9 a 15 g/dL. Existen diversas técnicas de determinación, siendo la más empleada por su rapidez, exactitud y facilidad el método colorimétrico de la cianometahemoglobina. La concentración de Hb aumenta en las policitemias y disminuye en las anemias.

Volumen globular aglomerado (VGA) o hematocrito Corresponde al volumen porcentual que ocupan los eritrocitos en la sangre, el cual en los mamíferos fluctúa entre 28% a 45% (0,28 a 0,45). Su valor depende directamente del número de eritrocitos y de su tamaño. El VGA se determina mediante centrifugación durante 5 minutos a 12.000 g de un volumen de sangre depositado en un tubo capilar, microhematocrito, logrando separar la sangre en tres capas: la masa de eritrocitos en el fondo, que constituye el VGA. • una capa blanca-gris de leucocitos y plaquetas sobre la anterior, llamada costra flogística. • el plasma sanguíneo sobre las anteriores. •

El VGA aumenta en las policitemias y disminuye en las anemias, constituyendo la prueba aislada más útil en hematología por la información que entrega, su facilidad, costo, precisión y exactitud. Además, permite estimar el número de leucocitos considerando el grosor de la costra flogística (1 línea ± 8 000 leucocitos/ul). También, el color del plasma permite apreciar el grado de hemólisis, lipemia e índice ictérico.

Índices eritrocíticos de Wintrobe Corresponden a valores que se obtienen mediante cálculos matemáticos empleando los resultados del recuento de eritrocitos, Hb y VGA. Los dos índices de mayor uso en la clínica son el VCM y el CHbCM, ya que de sus valores se pueden deducir las


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características que permiten la clasificación morfológica de las anemias.

•

Policromasia: eritrocitos con coloración basófila.

Volumen Corpuscular Medio (VCM) Corresponde al volumen promedio de los eritrocitos; es una forma de conocer el tamaño de los eritrocitos. La unidad en que se expresa es fentolitros o micras cúbicas (1 fL = 10-15 L); siendo pequeños en los ovinos (20 fL) y grandes en los caninos (70 fL). Matemáticamente,

•

Punteado basófilo: eritrocitos gránulos basófilos de ribonúcleos.

•

Cuerpos de Howell-Jolly (HJ): eritrocitos con resto nuclear puntiforme.

•

Eritrocitos nucleados: eritrocitos en fase de maduración en que persiste el núcleo (metarubrocitos).

VCM = VGA / Nº eritrocitos x 1000 Ej. Si el VGA =35 % y el Nº eritrocitos 6,0 x 106 / µL (como entero con un decimal), entonces, VCM = 0,35/ 6,0 x 1000 = 58 fL. El VCM indica si los eritrocitos son de tamaño normal (normocitos), grandes (macrocitos) o pequeños ( microcitos).

Concentración de Hemoglobina Corpuscular Media (CHbCM) Indica la concentración de hemoglobina presente en los eritrocitos, o expresado en otra forma, el volumen de la masa de eritrocitos que corresponde a hemoglobina. Su valor en los mamíferos es de 30 – 36 g/dL. Matemáticamente, CHCM = Hb/ VGA Ej. Si Hb = 12,0 g/dL y VGA = 35% entonces, CHCM = 12,0 / 0,35 = 34 g/dL La CHbCM nos indica si los eritrocitos tienen una cantidad normal de Hb (normocrómicos) o escasa ( hipocrómicos).

Características morfológicas de los eritrocitos Se examinan al microscopio los eritrocitos de un frotis de sangre teñido según Romanovsky (Giemsa, Wrigth), observando sus características morfológicas de distribución, forma, tamaño, color y ausencia de restos de núcleo o inclusiones (Tabla 2.3). Se reportan indicando su presencia y cantidad (+ escasos, ++ regular, +++ abundante). Algunas alteraciones que se pueden encontrar son: • Anisocitosis: eritrocitos de diferente tamaño.

con

Tabla 2.3. Características de los eritrocitos en el estado fisiológico y alterado. Característica Normalidad Alteración Distribución al azar rouleaux (equino) Color naranjo policromasia hipocromasia Tamaño 6 –7 µ macrocitosis microcitosis anisocitosis Forma redonda poiquilocito leptocitos esferocito crenocito Inclusiones ausente núcleo, HJ hemoparásito Estas características indican la presencia en la sangre circulante de eritrocitos con diferente grado de inmadurez que se presenta en anemias regenerativas (Fig. 2.2).

A HJ EN

M P

Fig. 2.2. Frotis de sangre de canino con anemia regenerativa (Giemsa 1000x). EN = metarubrocito, HJ = Howell-Jolly, P = policromasia, A = anisocitosis, M = macrocitos


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Otras alteraciones frecuentes en los eritrocitos son: •

Rouleaux: eritrocitos apilados como en pilas de monedas, normal en equinos, en otras especies indica acelerada sedimentación (Fig. 2.3).

Fig. 2.3. Frotis de sangre de caballo con eritrocitos en rouleaux (Giemsa 800x). •

Corpúsculos de Heinz: inclusiones por desnaturalización de la hemoglobina por agentes tóxicos como fenotiazina, coles que condicionan estrés oxidativo

•

Poiquilocitosis: aberraciones de forma por alteración en la eritrogénesis

•

Leptocitos: eritrocitos delgados observados como “tiro al blanco” Indicando alteración crónica en la eritrogénesis.

•

Hemoparásitos: presencia de hemoprotozoarios en los eritrocitos (babesia, anaplasma) (Fig. 2.4).

Un cambio morfológico que no corresponde a una alteración del eritrocito circulante es la crenación, en que los eritrocitos presentan bordes dentados. Este cambio in vitro ocurre cuando los eritrocitos son expuestos frente a soluciones hipertónicas (exceso de anticoagulante).

Velocidad de sedimentación (VS) Mide la distancia recorrida por los eritrocitos por unidad de tiempo al dejar sedimentar una muestra de sangre colocada en un tubo en posición vertical. La VS depende de la tendencia a aglomerarse de los eritrocitos, la cual varía entre las especies. En los rumiantes la VS es muy lenta o casi nula, por el contrario, la VS del equino es muy rápida. En el canino la VS normal en 1 hora es de 5 - 25 mm; en el equino es de 5 - 15 mm en 20 minutos. La VS está aumentada en infección aguda generalizada, inflamación con destrucción de tejido, afección supurativa, neoplasmas y preñez. Está disminuida cuando hay un aumento de eritrocitos inmaduros (reticulocitos) circulantes, que descienden lentamente para dar una sedimentación bifásica, fenómeno que acontece en las anemias.

2.2.2 Cambios clínicos en el eritrograma Policitemia Es el aumento patológico en la cantidad de eritrocitos en la sangre circulante. En el eritrograma se aprecia un aumento sobre el rango de referencia del número de eritrocitos, la Hb y el VGA. En policitemias secundarias asociadas a deshidratación se presenta también aumentada la concentración de proteínas (Tabla 2.4).

Anemia Es una disminución patológica de la masa de eritrocitos circulantes. También se define como la disminución del VGA o de la concentración de Hb bajo el rango de referencia. Fig. 2.4. Frotis de sangre de bovino con anemia por Anaplasma marginale (Giemsa 800x). EXPLORACION CLINICA DE LOS ANIMALES DOMESTICOS Universidad Austral de Chile - 2005

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Tabla 2.4. Eritrograma de equino con policitemia por deshidratación. Análisis Resultado Rango refer. Eritrocitos 12,5 mill/µL 6,0 – 9,5 VGA 55 % 35 – 47 Hemoglobina 20,5 g/dL 12,2 – 16,4 VCM 44 fL 40 – 61 CHbCM 37 g/dL 32 – 39 Erit. Nucleado 0 x 100 leuc 0 Anisocitosis Negativo Escaso Policromasia Negativo Negativo Howell-Jolly Negativo Negativo Otros: Proteínas 98 g/L 68 – 84

Howell-Jolly Negativo Otros: Proteínas 68 g/L

Tabla 2.5. Eritrograma de canino con anemia regenerativa. Análisis Resultado Rango refer. Eritrocitos 2,0 mill/uL 5,50 – 8,50 VGA 18% 37 – 50 Hemoglobina 6,0 g/dL 12,0 – 18,0 VCM 90 fL 60 – 77 CHCM 33 g/dL 32 – 37 Erit. Nucleado 2 x 100 leuc 0 Anisocitosis Abundante Escaso Policromasia Abundante Negativo Howell-Jolly Regular Negativo Otros: Proteínas 45 g/L 55 – 75 Tabla 2.6. Eritrograma de felino con anemia displástica. Análisis Resultado Rango ref. Eritrocitos 2,0 mill/µL 5,0 – 10,0 VGA 18% 24 – 45 Hemoglobina 6,0 g/dL 8,0 – 15,0 VCM 90 fL 39 – 55 CHCM 33 g/dL 30 – 35 Erit. Nucleado 0 x 100 leuc 0 Anisocitosis Escaso Escaso Policromasia Negativo Negativo

54 – 78

Las principales características de los diferentes tipos de anemias son: •

Anemia hemorrágica aguda: macrocítica, hipocrómica, regenerativa VGA normal los primeros minutos por o esplenoctomía, luego disminuye aumento de neutrófilos y plaquetas o proteínas disminuidas o signos de regeneración a los 2 ó 3 días o retorno a normalidad en 1 a 2 semanas. o o

•

En el eritrograma se presentan disminuidos el número de eritrocitos, VGA y Hb. Además, el eritrograma permite clasificar las anemias en base al VCM (macro, normo o microcítica) y al CHbCM (normo o hipercrómica). Las características morfológicas observadas en el frotis permiten determinar la respuesta medular con características de regeneración u otras que ayudan a identificar su causa (Tablas 2.5 y 2.6).

Negativo

Anemia hemorrágica crónica: microcítica, regenerativa VGA y Hb disminuido o o hipoproteinemia signos de regeneración leves o o



•

Anemia hemolítica intravascular : normo o hipercrómica, o macrocítica, regenerativa VGA y Hb disminuido o hemoglobinemia y hemoglobinuria o hiperbilirrubinemia. Ictericia o neutrofilia y regeneración o proteínas normales o otros: hemoparásitos, etc. o Anemia hemolítica extravascular : VGA y Hb disminuidos normocítica, normocrómica, no o regenerativa eritrocitos con caracteres morfológicos o alterados o

•

Anemia displástica hiperproliferativa: VGA y Hb disminuidos macro, normo o microcítica o signos de regeneración o alteraciones morfológicas o proteínas normales o o

Anemia displástica hipoproliferativa: o normocítica no regenerativa o Las características nombradas no son absolutas, ya que pueden variar según la gravedad y duración del cuadro. Se debe tener presente que la médula reacciona ante una hemorragia o hemólisis aumentando la producción de plaquetas, leucocitos y


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eritrocitos, los que son liberados a la sangre a las 72 horas de producido el estímulo, muchos de ellos aún inmaduros. Por el contrario, cuando hay una alteración medular se producen pocos eritrocitos (anemia con leucopenia y trombocitopenia) o bien su formación está alterada, liberándose eritrocitos alterados (leptocitos, microcitos).

2.3 LEUCOCITOS Los leucocitos corresponden a las diferentes células blancas nucleadas de la sangre que incluyen a los neutrófilos, monocitos, eosinófilos, linfocitos. Todos ellos

basófilos

y

participan en mecanismos de defensa del organismo, pero son cinética, morfológica y funcionalmente diferentes. Los neutrófilos, eosinófilos y basófilos se denominan polimorfonucleares por tener su núcleo segmentado. También se denominan granulocitos por presentar gránulos en el citoplasma con diferente afinidad tintorial permitiendo diferenciarlos: azul los basófilos, naranjo los eosinófilos e incoloro los neutrófilos (Fig. 2.5).

Fig. 2.5. Leucocitos en frotis de sangre de perro (Giemsa 800x). Bas= basófilo, Eos= eosinófilo, N= neutrófilo, B= baciliforme neutrófilo, L= linfocito M=monocito.

Los monocitos se identifican por su mayor tamaño y su núcleo redondeado con un citoplasma gris. Los linfocitos tienen un núcleo redondo y escaso citoplasma celeste. Los neutrófilos y linfocitos predominan en la sangre circulante, mientras que los monocitos

y eosinófilos se encuentran en baja cantidad y los basófilos son escasos (Tabla 2.7).

Tabla 2.7. Número promedio de leucocitos /µL y su distribución porcentual en caninos, equinos y bovinos. Canin Equino Bovino o Leucocitos 12.000 8.000 7.000 (Nº/µL) Basófilos (%) 0,5 0,5 0,5 Eosinófilos (%) 5 5 5 Neutrófilos (%) 65 45 30 N baciliforme (%) 1 1 1 Linfocitos (%) 24 44 60 Monocitos (%) 5 5 4 2.3.1 Exámenes de los leucocitos para uso clínico El leucograma entrega información de interés clínico sobre el número, distribución y morfología de los leucocitos circulantes de un animal (Tabla 2.8). Para su ejecución se requiere de una muestra de sangre de 1 a 5 mL con anticoagulante EDTA.

Recuento de leucocitos Determina el número de leucocitos totales por unidad de volumen de sangre. Su número es aproximadamente de 5.000 a 20.000 µL, variando por especie, siendo menor en bovinos y más elevado en cerdos. Para su determinación se emplea el método del recuento en cámara cuentaglóbulos o de Neubauer, método que tiene como limitante su baja precisión (CV ± 15%). Los analizadores hematológicos determinan mediante citometría el número de leucocitos en la muestra de sangre. Están siendo incorporados por su mayor precisión y rapidez, si bien su costo limita su empleo.

Tabla 2.8. Análisis incorporados en un leucograma. Examen Resultado Recuento de Nº / µL leucocitos Fórmula leucocitaria relativa % de cada tipo de leucocito absoluta Nº de cada tipo de leucocito x µL Morfología al frotis: Ausente, N


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cambio morfológico Presente: Escaso, + Moderado, ++ Abundante, +++

Fórmula leucocitaria relativa. Entrega la distribución porcentual de los diferentes tipos de leucocitos en una muestra de sangre. Se realiza examinando al microscopio los leucocitos de un frotis de sangre teñido. Se debe diferenciar al menos 100 leucocitos para establecer el porcentaje de cada uno. En los caninos predominan los neutrófilos y en los bovinos los linfocitos; los eosinófilos y monocitos se encuentran entre el 1 % a 10 % y los basófilos solo se aprecian ocasionalmente (Tabla 2.7). Fórmula leucocitaria absoluta. Entrega el número de células / µL de los diferentes tipos de leucocitos de una muestra de sangre. Se obtiene mediante regla de tres simple, empleando los valores del número de leucocitos obtenido del recuento y el porcentaje de cada tipo de leucocito obtenido de la fórmula relativa. Ej. un canino con 20.000 leucocitos /µL y un 35% de neutrófilos (Tabla 2.9), el número de neutrófilos es de 13.000 µL Nº neutrófilos /µL = 20.000 x 65 / 100

Tabla 2.9. Fórmula leucocitaria relativa y absoluta en un canino con un recuento de 20.000 leucocitos /µL. Fórmula Relativa (%) Absoluta (/µL) Basófilos 0 0 Eosinófilos 5 1.000 Neutrófilos 65 13.000 N baciliforme 1 200 Linfocitos 25 5.000 Monocitos 4 800 Características morfológicas de los leucocitos Se establecen las características morfológicas alteradas de interés clínico en los leucocitos de una muestra de sangre. Se examina al microscopio un frotis de sangre teñido según Romanovsky como Giemsa o Wright, observando la morfología de los leucocitos. Deben tener sus características de forma, tamaño de núcleo y granulación del citoplasma acorde a la especie y tipo celular.

Entre las características alteradas se describen: • Neutrófilos

con degeneración tóxica toxemias. • Neutrófilos hipersegmentados hipercortisismo. • Linfocitos inmaduros o con nucleolo linfoblastos en leucemias. • Linfocitos reactivos en estímulos antígenos.

en en y a

2.3.2 Cambios clínicos del leucograma Uno de los aspectos de mayor interés para el clínico es detectar un aumento o disminución en el recuento absoluto o relativo de los leucocitos. Un incremento sobre el rango de referencia en el porcentaje o número de un tipo de leucocitos se denomina con el nombre del tipo de leucocito alterado más el sufijo de “osis” o “filia”, basofilia, eosinofilia, neutrofilia, linfocitosis o monocitosis. La disminución, bajo el rango de referencia en el porcentaje o número de un tipo de leucocitos se denomina con el nombre del tipo de leucocito alterado más el sufijo de “penia”, eosinopenia, neutropenia o linfopenia. Basopenia y monocitopenia no se describen clínicamente.

Leucocitos totales • Leucopenia: la disminución del número de leucocitos circulantes bajo el rango de referencia para la especie se denomina leucopenia. Se presenta en casos de neutropenia por sobre demanda en infecciones sobre agudas, hipoplasia o destrucción medular. Leucocitosis: es el aumento del número de leucocitos circulantes sobre el rango de referencia para la especie. Su aumento está influido por un incremento en el número de neutrófilos y en algunos casos de los linfocitos. Se presenta en forma fisiológica como respuesta adrenérgica en casos de excitación y ejercicio. •

La leucocitosis patológica se aprecia en enfermedades que cursan con estrés, infecciones bacterianas, traumatismos y


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hemorragias. Además, en cuadros linfocitosis como leucemias linfocíticas.

de

Fórmula leucocitaria Los aumentos o disminuciones pueden corresponder al valor porcentual, en cuyo caso se denomina “relativa”; o bien a su número en el que se denomina “absoluta”. Por ejemplo, la muestra de sangre de un perro con un porcentaje de neutrófilos de 95% (VR = 55 – 75) indica una neutrofilia relativa. En el mismo caso, un número de neutrófilos de 20.000 µL (VR = 3.300 – 10.000) indica una neutrofilia absoluta. Las alteraciones asociadas a los cambios en la fórmula leucocitaria se relacionan con las funciones que cumplen cada uno de los leucocitos, así tenemos: •

•

Basofilia: en hipersensibilidad y en alteración en el metabolismo de las lipoproteínas. Eosinofilia: en hipersensibilidad tipo I y alergia a parasitismo

•

Eosinopenia: hipercortisismo.

en

estrés

e

•

Linfocitosis: en respuesta adrenérgica en excitación, estímulo antigénico en

infección crónica linfocítica.

y en la leucemia

•

Linfopenia: en estrés, hipercortisismo con inmunosupersión, destrucción en enfermedades virales agudas, enfermedad granulomatosa, linfoma.

•

Monocitosis: en procesos supurativos sub agudo o crónicos caracterizados por supuración, necrosis o piogranuloma. En necrosis de tejidos, endocarditis bacteriana, listeriosis y otras bacteremias.

•

Neutrofilia y neutropenia. Son los cambios de mayor utilidad clínica del leucograma por lo que se detallan a continuación.

Los neutrófilos son producidos en la médula ósea a partir del mieloblasto proveniente de una célula madre. Luego, en un proceso de proliferación, maduración y diferenciación pasan por los estados de promielocito, mielocito, metamielocito, baciliforme y segmentado o neutrófilo maduro que es liberado a la sangre. En la sangre los neutrófilos permanecen menos de 12 horas para localizarse luego en los tejidos cumpliendo su función inmune (Fig. 2.6).

COMPARTIMENTOS a = célula madre; b = mieloblasto; c = promielocito; d = mielocito; e = metamielocito; f = baciliforme; g = neutrófilo.

Fig. 2.6. Cinética de neutrófilos desde su formación en médula ósea hasta su destino en tejidos. En el lecho vascular los neutrófilos se distribuyen en un “pool periférico” de células adheridas al endotelio vascular y el “pool circulante” que se mueve junto con los otros elementos sanguíneos. El tamaño de este

último es el que se determina en el leucograma de un animal. Los neutrófilos tienen por función primaria la fagocitosis junto a una acción bactericida,


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además secretan pirógenos endógenos cuando son expuestos a bacterias. Su producción es regulada por el factor estimulador de colonias, requiriéndose 4 - 5 días para influenciar el número de neutrófilos sanguíneos. Durante la liberación de células desde la médula a la sangre, las células maduras se liberan primero, de tal modo al aumentar la tasa de liberación, aumenta el número de células inmaduras en la circulación (desvío a la izquierda). La neutropenia y neutrofilia corresponden a una disminución o aumento en el número de neutrófilos en el pool circulante respectivamente, producto de cambios en el balance entre la cantidad que ingresa desde la médula ósea a la sangre, su distribución en la sangre y su migración a los tejidos. La neutrofilia que se presenta con aumento de los neutrófilos inmaduros (baciliformes, juveniles) en la sangre circulante se denomina “con desviación a la izquierda” . Esta situación indica un paso acelerado de neutrófilos a la sangre desde el pool de maduración medular, producto de una elevada demanda en infecciones agudas. La neutrofilia con desviación a la izquierda puede ser “regenerativa” o “degenerativa”. La regenerativa se caracteriza por un incremento de la cantidad de neutrófilos maduros y juveniles en el pool circulante, en el que los maduros son más que los juveniles. Por el contrario, en la neutrofilia con desviación a la izquierda degenerativa la cantidad de neutrófilos juveniles supera a la de los maduros. La neutrofilia regenerativa indica una respuesta inmune adecuada frente a una situación de demanda tisular por neutrófilos, señal que los mecanismos de defensa del organismo responden adecuadamente. Por el contrario, la neutrofilia degenerativa indica una capacidad reducida de respuesta medular, insuficiente a la demanda tisular frente a una infección; situación en que los mecanismos de defensa están siendo sobrepasados y consiguientemente tiene un pronóstico reservado o desfavorable. Las causas de neutrofilia son:

•

Fisiológica, en que el pool marginal de neutrófilos pasa al circulante como respuesta adrenérgica por excitación, ejercicio, estro, posterior a ingesta de alimentos.

•

Alteraciones o enfermedades que cursan con estrés en que disminuye el paso de neutrófilos a los tejidos junto con un incremento del ingreso desde el pool de reserva, lo que lleva a que puede ser con leve desvío a la izquierda

•

procesos Infamación aguda por infecciosos, principalmente purulentos en que la mayor demanda de neutrófilos por el tejido dañado lleva a una respuesta con paso a la sangre desde el pool de reserva con baciliformes (con desvío a la izquierda).

•

Inflamación crónica, en que la respuesta en sangre es menor que la anterior, junto a un leve desvío a la izquierda producto de un incremento de la reserva medular. Anemia regenerativa con hiperplasia medular, en hemorragia o hemólisis agudas.

•

Las causas de neutropenia son: Secuestro, por shock o endotoxemia. Neutrófilos del pool circulante se marginan. •

Sobre demanda, frente a una infección sobreaguda con elevado requerimiento de neutrófilos por tejidos (mastitis por E. coli , salmonelosis), la que se asocia desvío a la izquierda degenerativo.

•

Degeneración o displasia medular , en que se altera el proceso de maduración de neutrófilos producto de citotóxicos (fenilbutazona).

•

Depleción o hipoplasia medular en que disminuye la capacidad de proliferación de neutrófilos por daño medular producto de infecciones virales (FLV, PV), radiaciones, drogas (griseofulvina, estrógenos).

2.3.3 Consideraciones para interpretación del leucograma


la

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La información obtenida del leucograma debe ser usada en forma ordenada y secuencial para obtener conclusiones válidas: 1º Observar los valores y comparar con valores de referencia. En general se recomienda utilizar los valores absolutos y no los relativos.

finaliza con la formación del tapón de fibrina polimerizada. Las fases de la coagulación son:

2º Definir la magnitud del aumento o disminución. El cambio puede ser leve, moderado o severo (Tabla 2.10).

Los vasos sanguíneos desempeñan un rol en la hemostasia por medio de su capacidad de vasoconstricción, de inhibir la adherencia de plaquetas y leucocitos y activar los mecanismos de la coagulación.

Tabla 2.10. Valoración de cambios en el leucograma. Concepto Incremento Disminución sobre valor bajo valor VR máximo VR mínimo Leve < 2 veces > 2/3 Moderad 2 a 3 veces 1/3 a 2/3 o Severo > 3 veces < 1/3 3º Considerar los diversos factores que pueden estar produciendo el cambio (Tabla 2.11). 4º Concluir si el cambio corresponde a una respuesta fisiológica o patológica y la importancia que representa. 2.4 HEMOSTASIS Hemostasis es el proceso por el cual se cohíbe una hemorragia mediante mecanismos fisiológicos y bioquímicos. En un sentido más amplio, la hemostasis es el equilibrio fisiológico por el cual el organismo mantiene la sangre circulando en el lecho vascular en su estado líquido o formando un coágulo localizado frente a una injuria. Los elementos asociados a la hemostasis son: • los vasos sanguíneos • la actividad de las plaquetas • los factores de la coagulación • los factores fibrinolíticos La Coagulación es el proceso fisiológico que conduce a modificar el estado líquido de las sangre a un estado sólido. El proceso de coagulación considera una cascada, o pasos secuenciales de eventos que involucran los sistemas intrínsico, extrínseco y común, que

• • •

formación del activador de protrombina conversión de protrombina a trombina conversión de fibrinógeno en fibrina

Las plaquetas o trombocitos son fragmentos citoplasmáticos anucleados, discoidales, 2 a 4 µm, provenientes de los megacariocitos en la médula ósea. Permanecen en la sangre durante ± 10 días en un número de 200.000 – 600.000 por µL. Su función es mantener la integridad del endotelio vascular y producir y almacenar los factores de la coagulación. Los factores de la coagulación corresponden al fibrinógeno (F1), la protrombina (F2), Ca ++ y una serie de compuestos de naturaleza enzimática, sintetizados en el hígado, que circulan como precursores inactivos y que actúan activándose secuencialmente (Factores VII, IX, X, XI, XII, XIII, HMWK y PK). La fibrinólisis es el proceso enzimático por el cual se degrada la fibrina eliminando el coágulo formado como respuesta a una lesión vascular y considera tres fases: de activadores de a. formación plasminógeno b. transformación del plasminógeno en plasmina c. fibrinólisis con formación de productos de degradación de fibrina

2.4.1 Evaluación de la hemostasia Está indicado evaluar la capacidad de hemostasia cuando un animal presenta alguna de las siguientes situaciones: • • • • •

hemorragias espontáneas evaluación prequirúrgica sospecha de coagulopatías evaluación de función hepática evaluación de terapia anticoagulante


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•

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evaluación de terapia fibrinolítica

Los exámenes empleados para evaluar la hemostasia están destinado a establecer alguna alteración de las plaquetas, de los factores de la coagulación o de la fibrinolisis (Fig. 2.9).

Recuento de plaquetas Permite establecer el número de plaquetas por volumen de sangre circulante (µL). Se emplea el recuento en cámara de Neubauer o la citometría en una muestra de sangre con EDTA, considerando adecuado un número de 100.000 a 500.000 por µL. En forma simple se estiman al examen del frotis de sangre, debiendo encontrarse un promedio de 10 a 15 plaquetas por campo de visión a 800x. La trombocitopenia o trombopenia es la disminución bajo el rango de referencia en el número de plaquetas circulantes con propensión a hemorragia y sus causas son: • • •

corte de una uña. Normalmente es < 6 minutos. Un tiempo aumentado se observa en trombocitopenias, trombopatía, alteración hepática, alteración de endotelios (vasculitis).

Tiempo de coagulación (TC) Determina el tiempo transcurrido ente la obtención de la sangre y su coagulación en un tubo de vidrio mantenido 37ºC. Se realiza en 3 tubos de ensayo, método de Lee-White, en los que se deposita 1 mL de sangre que se dejan en reposo a 37ºC. Se establece el tiempo promedio que tarda en producirse la coagulación en los tres tubos. El tiempo normal de coagulación es < ±13 minutos. El TC se encuentra aumentados en alteraciones del sistema intrínsico y común, como hemofilia, CID, intoxicación por cumarina, deficiencia de vitamina K o disfunción hepática.

menor producción, por daño de la médula ósea por drogas, inmune, infección alterada distribución en secuestro menor vida media en CID o destrucción (inmune).

La trombocitosis es el aumento sobre el rango de referencia en el número de plaquetas circulantes. Se presenta por: mayor producción, 1ª o neoplásica, de escasa presentación • 2ª o reactiva a infecciones, hemorragias o deficiencia de Fe • alterada distribución por ejercicio, adrenalina, esplecnectomía

PT T TC

PT

•

La trombopatía es la alteración en la capacidad funcional de las plaquetas, que puede ser de originen hereditario (Chediak Higashi) o adquirida por drogas (anestésicos, anti inflamatorios, antibióticos como penicilina y cefalosporinas), alteración hepática o renal y productos de degradación de fibrina.

Tiempo de sangría (TS) Determina el tiempo requerido para detener el sangramiento producido por una pequeña lesión que se hace en el labio o por

FIBRINA

Fig. 2.9. Diagrama de las vías evaluadas por las pruebas de la coagulación sanguínea. Tiempo de protrombina (PT) o Quik Test o OSPT Es una técnica de laboratorio que se emplea para evaluar el sistema extrínseco y común. Emplea como muestra plasma fresco citratado. Se encuentra aumentado, > 15 segundos, en CID, deficiencias del Factor VII, fibrinógeno, vitamina K, intoxicación por cumarina y alteración hepática. Tiempo de tromboplastina parcial activada (APTT) PTT o APTT Es una técnica de laboratorio que se emplea para evaluar el sistema intrínsico y


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común. Emplea como muestra plasma fresco citratado. Se encuentra aumentado, > 75 segundos, en casos de deficiencia de los factores XII, XI, IX, VIII, V, II, I o CID, deficiencias del factor VII, fibrinógeno, vitamina K, intoxicación por cumarina.


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Tabla 2.11. Interpretación del hemograma EXAMEN Recuento eritrocitos Hemoglobina y VGA

CAMBIO DENOMINACION ALTERACION A Policitemia Deshidratación: Hemoconcentración

VCM CHbCM Eritrocitos inmaduros (HJ,nucleados, etc.) Recuento leucocitos Fórmula : Neutrófilos

D

Anemia

A D D A

Macrocítica Microcítica Hipocrómica Regeneración

A D A

Leucocitosis Leucopenia Neutrofilia

D Baciliformes Linfocitos

A A

Monocitos Eosinófilos

D A A D D A D

Plaquetas Proteínas

Hemorrágica: proteínas D. Hemolítica: bilirrubina A Aplástica: parasitismo,desnutrición Anemia regenerativa Deficiencia Fe, Cu. Deficiencia Fe, Cu Hemorragia aguda Hemólisis aguda Recuento diferencial Recuento diferencial Respuesta adrenérgica

Estrés, corticoides Inflamación: Infección bacteriana Necrosis de tejidos 2ª a hemorragias Neutropenia Infección bacteriana sobre aguda Toxemia, Infección viral aguda Desvío a izquierda Infección bacteriana ag o sub ag. Linfocitosis Estímulo sistema Inmune Linfosarcoma Hipoadrenocorticismo Linfopenia Estrés, Inmunodeficiencia Monocitosis Infección con destrucción de tejido Eosinofilia Alergia , parasitismo Necrosis de tejidos Hipoadrenocorticismo Eosinopenia Estrés - corticoides Trombopenia Depresión medular Hiperproteinemia Deshidratación Hipoproteinemia Pérdida por orinas, fecas, hemorragia

A = Aumento D = Disminución


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3. BIOQUIMICA CLINICA La bioquímica clínica es la disciplina dentro de la Patología Clínica que estudia los componentes químicos de los tejidos y fluidos del organismo de los animales con el propósito de conocer su fisiología y a través de ello ser de utilidad en la práctica clínica veterinaria. La bioquímica clínica tiene como objetivo apoyar el procedimiento clínico veterinario mediante la determinación de la presencia o la cantidad de ciertos componentes del organismo, denominados metabolitos, en muestras de tejidos o fluidos de un animal o de grupos de animales.

• • •

Tejidos o o

•

Fluidos o o o

o

•

Sangre: entera, plasma o suero Hígado, riñón, músculo, piel, etc. Abdominal o toráxico Humor acuoso o vítreo Líquidos: sinovial, espinal, Orina, leche, saliva

cerebro

Otros o

Licor ruminal, deposiciones

Los metabolitos de mayor uso en medicina veterinaria son: • •

• • •

• •

Glúcidos o Glucosa, ácido láctico Lípidos triacilgliceroles o Colesterol, (triglicéridos), NEFAs, cuerpos cetónicos Proteínas o Albúminas, globulinas, fibrinógeno N no proteico o Urea, creatinina, ácido úrico Minerales o Macroelementos: Ca, P, Mg, Na, K, Cl o Microelementos: Cu, Zn, Fe, Se, I, Co Enzimas o AST, ALT, GD, γGT, SAP, CK, LDH Hormonas: o Cortisol, T 3, T4, progesterona

Cuantitativos, cuando se determina su cantidad, concentración o actividad. Los métodos utilizados se clasifican

como: •

Química húmeda, cuando las reacciones se realizan empleando reactivos en solución.

•

Química seca, cuando se emplean reactivos en polvo los cuales están comúnmente adheridos a una cinta plástica como son las tiras para análisis químico de orina.

Las muestras utilizadas para determinar la presencia o cantidad de metabolitos son: •

Los análisis bioquímicos pueden ser: Cualitativos, cuando se determina solo la presencia o ausencia de un metabolito.

Las técnicas comúnmente empleadas para los análisis bioquímicos son la colorimetría, espectrofotometría, espectrofotometría de absorción atómica (EAA), enzima inmuno análisis (ELISA), potenciometría (pH), refractometría y quimioluminiscencia. Para el uso clínico de la determinación de metabolitos es necesario tener en consideración los siguientes aspectos: •

•

•

•

• •

Conocimiento: fundamentos fisiológicos y bioquímicos que regulan la presencia de un metabolito en los tejidos. Indicaciones: en qué situaciones presenta utilidad clínica la determinación de un metabolito. Muestra: tipo de muestra, volumen, manejo, duración, cambios in vitro e in vivo. Análisis: factibilidad técnica y económica de su ejecución y sensibilidad diagnóstica (CV) del método analítico. Comparación: con valor de referencia (VR) o valor basal del mismo individuo. Interpretación: normal (normo), aumentado (hiper), o o disminuido (hipo). presente (positivo) o ausente o (negativo)

La mayor utilidad clínica está dada por la determinación de metabolitos en sangre, por


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ello se entrega información sobre los metabolitos sanguíneos más empleados en la práctica veterinaria.

3.1 GLÚCIDOS 3.1.1 Glucemia La glucosa constituye la principal fuente de energía para el metabolismo celular y síntesis de lactosa. Proviene de la absorción intestinal en monogástricos y de la gluconeogénesis, fundamentalmente hepática, en rumiantes. Su concentración sanguínea es muy estable, regulada por la insulina, glucagón y los corticoides.

Indicación: en alteraciones del metabolismo energético como diabetes o cetosis. Muestra: sangre recién obtenida o bien preservada con NaF. Análisis: técnicas glucosa oxidasa.

colorimétricas

como

Comparación: cuadro de VR en Anexos. Interpretación: •

•

Hiperglucemia: fisiológica posprandial o ejercicio. Patológica en diabetes, pancreatitis, cushing, estrés. Hipoglucemia: la más frecuente es la producida por glicólisis in vitro. Patológica en desnutrición, mal absorción y sepsis.

3.1.2 Ácido láctico o lactacidemia El ácido láctico es producido por el catabolismo anaeróbico de la glucosa en los tejidos especialmente músculos e hígado.

Indicación: en evaluación de acidosis láctica producto de shock y para evaluar la capacidad atlética, especialmente en equinos de deporte. Muestra: sangre recién obtenida o bien preservada con NaF. Análisis: técnicas colorimétricas enzimáticas. Comparación: cuadro de VR en Anexos.

Interpretación: • Hiperlactacidemia: un aumento sobre 4 mmol/L es indicativo de desequilibrio entre su producción y utilización, que en el caso de ejercicio conduce a acidosis muscular y fatiga. Se presenta en situaciones de esfuerzo como las realizadas por animales que ejecutan ejercicios de alta demanda de energía en corto periodo de tiempo. También se presenta en casos de bajo aporte de oxigeno como sucede en shock hipovolémico, cardiovascular o séptico y en el neonato. 3.2 LIPIDOS Los lípidos que se encuentran en el plasma son el colesterol, lipoproteínas, triacilgliceroles, cuerpos cetónicos (acetona, acetoacetato y ß-OH-butirato) y ácidos grasos no esterificados (NEFA). El aumento patológico de lípidos en la sangre es un signo de alteración del metabolismo de las lipoproteínas. Los triacilgliceroles y el colesterol se encuentran asociados a macromoléculas de lipoproteínas para ser solubles. Se describen cuatro clases de lipoproteínas: quilomicrones, lipoproteínas de muy baja densidad o (VLDL), lipoproteínas de baja densidad (LDL) y lipoproteínas de alta densidad (HDL).

3.2.1 Colesterolemia El colesterol es básicamente sintetizado por el hígado, formando parte de las membranas celulares y precursor de las hormonas esteroides, vitamina D y ácidos biliares.

Indicación: en sospechas de alteraciones del metabolismo de lípidos o dislipidemias. Muestra: suero o plasma. Análisis: técnicas colesterol oxidasa.

colorimétricas

como

Comparación: cuadro de VR en Anexos. Interpretación: • Hipercolesterolemia: Fisiológica: en hiperlipidemia posprandial


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•

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Patológica: en colestasis, síndrome nefrótico, diabetes mellitus, hipotiroidismo, hiperadrenocorticismo. Hipocolesterolemia: dietas con escasa fibra en rumiantes.

3.2.2 Triacilgliceroles Los triacilgliceroles son el constituyente principal del tejido adiposo y fuente de energía para los tejidos. Su origen es dietario o por síntesis hepática. Indicación: en sospechas de alteraciones 1º ó 2ª del metabolismo de lípidos. Muestra: suero o plasma. Muestras turbias, de color lechoso, indican un aumento en la concentración de triglicéridos o quilomicrones. Análisis: técnicas colorimétricas que consideran lipasas para desdoblar a glicerol. Comparación: cuadro de VR en Anexos.

Comparación: cuadro de VR en Anexos. Interpretación: • Aumento de CC, ß-OH-butirato en sangre y acetoacetato en orina y leche se presenta en casos de movilización de reservas de grasa frente a un balance negativo de energía. Se observa en la acetonemia de la vaca, toxemia gravídica de la oveja y cetosis 2ª a otras enfermedades como diabetes en todos los animales. 3.3 PROTEINAS PLASMATICAS El plasma contiene numerosas proteínas en solución, las que en base a su comportamiento electroforético se agrupan en albúminas (± 48%), globulinas ( α, ß y γ ) (± 48%) y fibrinógeno (± 4%), esta última no se encuentra en el suero.

Interpretación: • Hipertrigliceridemia: Fisiológica: posprandial en monogástricos, posterior a uso de corticoides. Patológica: Hiperlipidemia equina, hipotiroidismo, síndrome nefrótico, pancreatitis aguda, diabetes mellitus, hiperadrenocorticismo. • Hipotrigliceridemia: sin importancia clínica.

3.3.1 Proteínas totales Corresponde a la totalidad de las proteínas presentes en una muestra de suero o plasma.

3.2.3 Cuerpos cetónicos (CC)

Análisis: técnicas colorimétricas como Biuret o bien, mediante el uso de un refractómetro.

Los CC corresponden a productos intermediarios del metabolismo energético.

Comparación: cuadro de VR en Anexos.

Indicación: evaluación de la vía de la ßoxidación de ácidos grasos, fundamentalmente en rumiantes, como indicador de una deficiencia de energía con cetosis. Muestra: suero o plasma. También se pueden determinar en leche u orina. Análisis: la técnica de Rothera o del nitroprusiato es la más empleada para determinar acetoacetato, mientras que para ßOH-butirato se emplean técnicas colorimétricas que consideran una reacción enzimática.

evaluar estados de Indicación: deshidratación o bien, pérdidas de proteínas o aumento de globulinas.

Muestra: suero o plasma.

Interpretación: • Hiperproteinemia: 1ª por hiperglobulinemia como respuesta a infección. 2ª a deshidratación. • Hipoproteinemia: en desnutrición y en caso de pérdidas de sangre por hemorragias o plasma en quemaduras o parasitismo. La concentración de proteínas totales es influida por la de sus componentes. Es así que frente una enfermedad pueden aumentar las globulinas y disminuir las albúminas por lo


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que el valor de proteínas totales permanecería constante.

3.3.2 Albúminas Las albúminas, PM 69.000, son sintetizadas en el hígado y tienen como funciones el transporte de sustancias como bilirrubina, ácidos grasos, cortisol, cationes y drogas; además determinan la presión oncótica de la sangre y son una reserva de amino-ácidos.

Indicación: evaluar problemas de síntesis o pérdidas asociadas a trastornos orgánicos de digestivos, hepáticos o renales. Muestra: suero o plasma. Análisis: técnicas colorimétricas como verde de bromo cresol. Comparación: cuadro de VR en Anexos.

Análisis: se determinan por diferencia entre la concentración de proteínas totales y de albúminas, o bien, mediante electroforesis. Para evaluar la ingesta adecuada de calostro en recién nacidos se empelan otras técnicas como la del glutaraldehído y el “test de turbidez del sulfato de zinc”, las que permiten establecer cuadros de inmunodeficiencias por hipoglobulinemia.

Comparación: cuadro de VR en Anexos. Interpretación: • Hiperglobulinemia: por aumento de γ globulinas en enfermedades infecciosas supurativas. También se observa en hepatitis, enfermedades inmunológicas, gamopatías, mieloma múltiple. • Hipoglobulinemia temporal en el recién nacido previo a la ingesta de calostro. Hipoglobulinemias con inmunodeficiencia transitoria o adquirida.

Interpretación: • Hiperalbuminemia: sin valor clínico. • Hipoalbuminemia: por menor síntesis en desnutrición o alteración hepática crónica. Por pérdida en casos de parasitismo gastrointestinal o alteraciones renales.

3.3.4 Relación albúmina/globulina (A/G).

3.3.3 Globulinas

Se puede encontrar A/G normal con hiperproteinemia en casos de deshidratación y con hipoproteinemia en casos de pérdidas de proteínas en hemorragias o quemaduras.

Las α globulinas corresponden a las glicoproteínas, lipoproteínas y otras proteínas sintetizadas en el hígado. Las ß globulinas corresponden a las lipoproteínas, hemopexina, transferrina y otras proteínas sintetizadas mayormente en el hígado. Las γ globulinas corresponden a las inmunoglobulinas producidas por los plasmocitos y linfocitos B, siendo éstas las más abundantes, por lo que aumentos o disminuciones en su cantidad se asocian a cambios en la concentración de globulinas. evaluar estados de Indicación: inmunodeficiencia, especialmente en recién nacidos, o bien como respuesta a cuadros infecciosos.


Cociente que se obtiene al relacionar las concentraciones de albúminas y globulinas. En estado de normalidad es comúnmente < 1,0 fluctuando entre 0,5 a 1,5.

La A/G puede estar disminuida por hipoalbuminemia o por hiperglobulinemia, mientras que una A/G aumentada no es de valor clínico.

3.3.5 Fibrinógeno Proteína sintetizada en el hígado y de importancia en la coagulación sanguínea, transformándose en la malla de fibrina del coágulo. Es una de las proteínas de la fase aguda de la inflamación.

Indicación: evaluar la respuesta inflamatoria, especialmente en equinos y bovinos. Muestra: plasma. Análisis: se puede estimar en forma simple mediante su precipitación por calor a 56ºC.


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Interpretación: • Hiperfibrinogenemia en respuesta inflamatoria.

casos

Azotemia (hiperuremia) Prerenal: deshidratación, shock, insuficiencia cardíaca. Renal: insuficiencia renal > 50 %. Posrenal: obstrucción de vías urinarias. En rumiantes es de importancia clínica la azotemia nutricional que se presenta frente a dietas con elevada relación proteínas / energía. • Hipouremia: solo de importancia clínica en rumiantes en casos de una dieta con baja relación proteínas /energía. •

Comparación: cuadro de VR en Anexos. de

En casos de deshidratación se debe calcular la relación proteínas séricas/ fibrinógeno, que normalmente es > 15.

3.4 METABOLITOS NITROGENADOS NO PROTEICOS

3.4.2 Creatinina

Entre los compuestos nitrogenados no proteicos del organismo se mencionan por su interés clínico a la urea, creatinina, ácido úrico y el amoniaco; siendo de mayor interés la determinación de los dos primeros por su uso en la clínica veterinaria.

Metabolito generado a partir de la fosfocreatina como fuente muscular de energía. Su producción en cada individuo es constante y es eliminada por el riñón mediante filtración glomerular sin reabsorción tubular. Indicación: evaluar la funcionalidad renal.

3.4.1 Urea o N-ureico (NUS o BUN)


Producto terminal del metabolismo de las proteínas, sintetizada en el hígado a partir de amoníaco y eliminada por el riñón.

Análisis: técnicas colorimétricas como la de Jaffe.

La concentración sanguínea de urea en monogástricos es dependiente de la síntesis hepática, su transporte al riñón y fundamentalmente su excreción renal. En rumiantes tiene mayor trascendencia la formación y uso del amonio en el rumen, el cual es dependiente de la relación proteínas / energía de la dieta.

Indicación: evaluar perfusión y funcionalidad renal y en rumiantes para evaluar la sincronía ruminal de proteínas degradable / energía. Muestra: suero o plasma. Su elevada difusibilidad permite que su concentración en todos lo fluidos sea similar a la del plasma, por lo que se puede determinar en muestras como leche con similar valoración clínica. Análisis: técnicas colorimétricas que consideran ureasa para desdoblar a amonio. Comparación: cuadro de VR en Anexos. Hay que tener en consideración que algunos laboratorios entregan el resultado como “urea” y otros como “N-ureico o NUS o BUN”, siendo este último equivalente a urea/2,14. Interpretación:

Comparación: cuadro de VR en Anexos. Interpretación: • Azotemia (hipercreatininemia), tiene una valoración clínica similar a la de urea, si bien se considera que aumenta cuando hay una insuficiencia renal > 70%. Por otra parte su aumento es menor en casos de deshidratación. 3.5 ELECTROLITOS PLASMÁTICOS El plasma contiene diversos macroelementos minerales, Ca, P, Mg, Na, K, y Cl y microelementos u oligoelementos, Cu, Zn, Fe, Se, I, Mn entre otros. Estos minerales cumplen variadas funciones metabólicas, como ser estructural en huesos, parte de compuestos como hemoglobina, hormonas como tiroxina, enzimas como glutatión peroxidasa (GPx) o vitaminas.

3.5.1 Calcio (Ca) El Ca es un catión predominantemente extracelular que se encuentra en forma libre (45%) y unido a proteínas (50%) u otros compuestos del plasma. Tiene como función


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actuar en la coagulación, contracción muscular, estructura ósea, permeabilidad de membranas celulares y como regulador celular. Su concentración plasmática es muy estable siendo regulada por la PTH y el 1,25 OH-colecalciferol como hipercalcemiantes y la TCH como hipocalcemiante.

Indicación: en alteraciones del metabolismo del Ca asociadas a trastornos óseos y de transmisión nerviosa como parálisis o convulsiones. Muestra: suero o plasma heparina. Análisis: técnicas colorimétricas que consideran un quelante o bien mediante EAA. Existe una técnica rápida de terreno basada en la inhibición de la coagulación sanguínea por quelación con EDTA para estimar hipocalcemia intensa como la observada en paresia puerperal o eclampsia. Comparación: cuadro de VR en Anexos. Interpretación: • Hipercalcemia: hiperparatiroidismo 1º, calcinosis, neoplasias. • Hipocalcemia: paresia puerperal de la vaca, hipocalcemia de la oveja, eclampsia de la yegua y perra. Leve o ausente en casos de raquitismo, osteomalasia y osteodistofia, hipoparatiroidismo, pancreatitis, insuficiencia renal crónica, hipoalbuminemia.

Análisis: técnicas colorimétricas que consideran la formación de fosfomolibdato. Comparación: cuadro de VR en Anexos. Interpretación: • Hiperfosfatemia: Hipoparatiroidismo1º y 2º o nutricional, insuficiencia renal severa (>80%), calcicosis, vitamina D. • Hipofosfatemia: hiperparatiroidismo 1º, raquitismo, osteomalasia y osteodistofia, hipovitaminosis D, asociado a hipocalcemia y hemoglobinuria puerperal, hipercalcemia neoplásica, alcalosis respiratoria. 3.5.3 Magnesio (Mg) Catión predominante intracelular, especialmente en hueso y músculo. Actúa como catalizador en la síntesis proteica, en la permeabilidad de membranas, el metabolismo del Ca P y regulador del tono muscular. Su concentración plasmática es variable, siendo regulada por la excreción renal y la dieta.

Indicación: en arritmia cardíaca, hipokalemia, hipocalcemia refractaria, debilidad muscular, ataxia y convulsiones. En rumiantes, frente a sospecha de tetania hipomagnesémica. Muestra: suero o plasma Análisis: técnicas colorimétricas que consideran un quelante o bien, mediante EAA.

3.5.2 Fosfato inorgánico (P o Pi)

Comparación: cuadro de VR en Anexos.

El P es un anión intracelular constituyente de fosfolípidos, ácidos nucleicos, fosfoproteínas y ATP. En el plasma se encuentra en forma de fosfatos inorgánicos y como ésteres orgánicos. Es de uso clínico la determinación de la fracción inorgánica. Su concentración es más variable que el Ca, siendo regulada por la excreción renal e influida por la dieta, vitamina D y PTH.

Interpretación: Ingesta elevada, • Hipermagnesemia: hipoadrenocortisismo • Hipomagnesemia: Ingesta escasa, tetania hipomagnesémica, enteropatias, hipoparatiroidismo, 2ª a uso de diuréticos.

Indicación: en alteraciones del metabolismo del P y Ca asociadas a trastornos óseos, en evaluación del balance nutricional de P y alteraciones renales. Muestra: suero o plasma

3.5.4 Sodio (Na) Catión predominante en el extracelular, su concentración plasmática o natremia, es regulada por el sistema renina angiotensina y aldosterona. Actúa en el balance hidro salino y ácido base así como en la función neuromuscular.


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valoración del equilibrio Indicación: electrolítico y ácido base en diarreas, vómitos, poliuria, polidipsia, convulsiones y deshidratación.

Muestra: suero Análisis: técnicas colorimétricas que consideran un quelante o bien mediante fotometría de llama. Comparación: cuadro de VR en Anexos. Interpretación: deshidratación, • Hipernatremia: intoxicación salina, diabetes, golpe de calor, diuréticos. • Hiponatremia: diarrea, ingesta escasa, hiperadrenocortisismo, insuficiencia cardíaca congesiva. 3.5.5 Potasio (K) Catión predominante intracelular, su concentración plasmática o kalemia, es regulada por la insulina y aldosterona. Actúa junto al Na en el balance hidro salino y ácido base, así como en la función neuromuscular. valoración del equilibrio Indicación: electrolítico y ácido base en diarreas, vómitos, poliuria, polidipsia, convulsiones y deshidratación. Evaluación de insuficiencia renal y enteropatía.

estando su concentración regulada por la disponibilidad del pool de reserva hepático.

Indicación: evaluación de la disponibilidad metabólica de Cu. La cupremia constituye un indicador del Cu disponible mientras que la determinación del Cu hepático representa una determinación de la reserva de este mineral en el organismo. Muestra: suero libre de contaminación. Análisis: mediante espectrofotometría de absorción atómica. Comparación: cuadro de VR en Anexos. Interpretación: • Hipercupremia: Ingesta elevada. • Hipocupremia: deficiencia metabólica nutricional. Marasmo enzootico, diarrea negra, ataxia enzoótica. 3.5.7 Zinc (Zn) Oligoelemento requerido en variados procesos metabólicos formando parte de metaloenzimas antioxidantes como SOD y otras asociadas a la queratinización y formación del tejido corneo.

Indicación: valoración de la disponibilidad metabólica de Zn. Su concentración plasmática constituye un indicador del Zn disponible

Muestra: suero Análisis: técnicas colorimétricas que consideran un quelante o bien mediante fotometría de llama.

Muestra: suero libre de contaminación (evitar usar vidrios o gomas). Análisis: Mediante espectrofotometría de absorción atómica.

Comparación: cuadro de VR en Anexos. Comparación: cuadro de VR en Anexos. Interpretación: • Hiperkalemia: disfunción renal terminal, diarrea, destrucción de tejido, shock. Hipokalemia: vómitos, diarrea, ingesta • escasa. Insuficiencia renal en equinos.

Interpretación: • Hipercinquemia: Ingesta elevada. • Hipocinquemia: deficiencia metabólica nutricional. Paraqueratosis.

3.5.6 Cobre (Cu)

3.5.8 Selenio (Se)

Oligoelemento requerido en variados procesos metabólicos formando parte de proteínas como la ceruloplasmina y metaloenzimas antioxidantes como SOD. En el plasma es transportado unido a proteínas,

Oligoelemento requerido en variados procesos metabólicos formando parte de metaloenzimas antioxidantes como GPx.


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Indicación: Valoración de la disponibilidad metabólica de Se. Su baja concentración en sangre limita su determinación mediante técnicas rutinarias, por lo que se emplea determinar la actividad de la seleno-enzima GPx como indicador del balance nutricional metabólico de Se Muestra: sangre heparina. Análisis: enzimático cinético.

Algunas enzimas están presentes en varios órganos y otras son órgano específicas. De acuerdo a ello es posible clasificarlas en: • •

•

Comparación: cuadro de VR en Anexos. Interpretación: • Una disminución en la actividad de GPx indica una deficiencia de Se. 3.6 ENZIMAS Las enzimas son proteínas que catalizan reacciones químicas. Tienen un nombre genérico con el sufijo “asa”, el cual hace referencia al sustrato sobre el que actúa (ej. Lipasa) o bien, a la reacción que cataliza (ej. Lactato deshidrogenasa). Además, cada enzima tiene una abreviatura y un código (EC nº.nº.nº.nº) que la identifica. Ej. Alanin aminotransferasa, ALT, EC 2.6.1.2 Las enzimas se miden por su actividad catalítica que se expresa en Unidad Enzimática o “U”, definida como la actividad de una enzima que transforma 1 µmol de sustrato en 1 minuto bajo condiciones estandarizadas para la técnica. La actividad se expresa en relación a un volumen “U/L” o cantidad de sustancia “U/g proteínas”. La determinación de enzimas se realiza mediante técnicas cinéticas que miden la velocidad de la reacción de la enzima con el sustrato.

3.6.1 Bases de la enzimología clínica Las enzimas en general se encuentran cumpliendo su rol en la mitocondria, membrana o citoplasma de células sin tener una función definida en el plasma. Su presencia en el plasma es producto de la liberación desde la célula, la que en animales sanos se asume como un proceso fisiológico.

Específicas: se ubican en un tipo de célula. Ej. ALT y GD en hepatocito. Semiespecíficas: se encuentra en 2 o 3 tipos celulares. Ej. CK en músculo, miocardio y cerebro. Inespecíficas: se ubican en más de 3 clases de células. Ej. LDH en hígado, corazón, músculo, eritrocito.

Además, se diferencian en cuanto a su actividad específica y a la localización dentro de un órgano. Sin embargo, también es posible diferenciarlas en cuanto a su ubicación intracelular. Por ejemplo, en los hepatocitos la glutamato deshidrogenasa (GD) está localizada dentro de la mitocondria y la lactato deshidrogenasa (LDH) y la alanina aminotransferasa (ALT) en el citoplasma (Fig. 3.1). La determinación de la actividad enzimática en suero o plasma es de utilidad para el diagnóstico y diferenciación de alteraciones o enfermedades presentadas en los distintos órganos, como hígado, riñón, corazón, músculos y páncreas ya que cada órgano posee un típico perfil enzimático. La actividad de una enzima aumenta en el plasma cuando su ingreso a la sangre excede al grado de inactivación o remoción. Esta situación se presenta por: •

• •

liberación desde la célula por incremento en la permeabilidad celular o daño de la membrana celular (Fig. 3.1). síntesis aumentada debido a inducción enzimática. tasa de remoción plasmática disminuida

Existen grandes diferencias entre especies en relación a la utilidad clínica de las enzimas (Tabla 3.1). Así por ejemplo, basado en la magnitud de incremento en la actividad de SAP, ésta resulta útil en caninos para evaluar integridad del ducto biliar pero no así en ovinos o felinos.


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Fig. 3.1. Modelo de liberación enzimática posterior a un daño celular. Tabla 3.1. Utilidad clínica de la determinación de enzimas celulares en el plasma de animales (Interés: nulo o sin información; + bajo, ++ medio; +++ alto) Enzima LDH HBDH CK AST ALT GD SDH γGT ALP AMS LIS PEP

Ubicación M-C-H-E-otro C M-C-N H-C-M H H H H-R, Calostro H-O-I-RPR PR G

Can ++ + +++ ++ + + +++ +++ +++ -

Fel -

Sui Equ Bov Ovi Cap Alp + + + + ++ ++ +++ ++ ++ ++ ++ + ++ ++ ++ ++ ++ ++ +++ +++ + + + + + ++ + +++ +++ +++ +++ + ++ ++ ++ ++ ++ ++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ ++ + + + + +++ +++ +++ +++ ++ ++ ++ -

C= corazón; H= hígado; I= intestino; M= músculo; O= óseo; R= riñón; P= páncreas; N= nervioso

3.6.2 Enzimas de interés clínico Alanino Aminotransferasa, ALT, EC 2.6.1.2 Deshidrogenasa Láctica, LDH, EC 1.1.1.27 Conocimiento: enzima celular inespecífica. Isoenzimas L y M, se encuentran en hígado, corazón, músculo, eritrocitos y otras células. Indicaciones: sospecha necrosis muscular (miocardiopatía). Interpretación: aumentada en Hepatopatías, cardiopatías • Lesiones y necrosis muscular, ejercicio físico intenso, inyección intramuscular.

enzima Conocimiento: específica del hepatocito.

citoplasmática

parénquima Indicación: alteraciones hepático. De limitado uso en herbívoros.

Interpretación: • Aumentada en daño hepático (Fig. 3.3). Aspartato Aminotransferasa, AST (GOT), EC 2.6.1.1


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Conocimiento: enzima semi específica citosólica y mitocondrial principalmente de hepatocitos y músculo estriado y cardíaco. sospecha enfermedad Indicaciones: hepática, muscular y del miocardio.

alteraciones obstructivas Indicación: hepáticas por daño en conducto biliar. Se considera específica del hígado ya que en lesión renal se excreta por la orina.

Interpretación: aumentada en obstrucción hepática, daño conducto biliar.

Interpretación: aumentada en: • Hepatopatía: hepatitis viral, tóxica, necrosis (Fig. 3.3). • Lesiones y necrosis muscular, ejercicio físico intenso, inyección intramuscular . Fosfatasa Alcalina, ALP o SAP, EC 3.1.3.1 Conocimiento: enzima de la membrana microsomal de canalículos biliares, hueso, intestino y placenta. Se libera a la sangre en respuesta a colestasis e inducción con corticoides. detectar colestasis y Indicaciones: hiperadrenocorticismo en caninos. Su actividad es 2-3 veces mayor en animales en crecimiento.

Interpretación: aumentada en: • Hepatopatía: colestasis, neoplasias (Fig. 3.3). • Drogas: corticoides, anticonvulsivos. • Raquitismo, osteomalasia, osteomielitis, osteosarcoma. • Enteritis, pancreatitis, hipertiroidismo, gestación, piometra, nefritis. Glutamato 1.4.1.3

Deshidrogenasa,

GD,

Fig. 3.3. Cinética enzimática de AST, ALT y ALP en una lesión hepática aguda con curación en perros. Creatin Kinasa, CK, EC 2.7.3.2 Conocimiento: enzima celular de músculo esquelético y cardíaco. enfermedad muscular, Indicaciones: debilidad general, daño al miocardio.

Interpretación: aumentada en: • Problemas musculares: lesiones, degeneración miocarditis.

necrosis, muscular,

EC

Amilasa, AMS, EC 3.2.1.1 y Lipasa, LIP, EC 3.1.1.3

Conocimiento: enzima mitocondrial del hepatocito, preferente centrolobular. GLDH sólo se libera como consecuencia de necrosis celular.

Conocimiento: enzimas pancreáticas de secreción digestiva (amilasa hidroliza almidón y glicógeno y lipasa los lípidos).

Indicaciones: sospecha de alteración hepato celular. Interpretación: actividad aumentada en hepatopatías. Glutamil Transpeptidasa, GT, EC 2.3.2.2 Conocimiento: enzima de membrana celular de túbulo renal y conducto biliar hepático.

Indicaciones: alteraciones del páncreas Interpretación: aumentada en • Pancreatitis, atrofia juvenil, neoplasias pancreáticas. • Baja excreción renal en alteración prerenal, renal o posrenal. 3.6.3 Otras enzimas de interés clínico 3.6.3.1 Enzimas específicas del plasma


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Corresponden a enzimas plasmáticas que cumplen su rol metabólico en la sangre.

Pseudocolinestresasa, PseudoChE, EC 3.1.1.8

fármaco que estimule o inhiba su liberación a la sangre, evaluándose su variación a las 2, 4 y/o 8 horas posterior.

3.7.1 Cortisol

Su determinación es de interés clínico en casos de sospecha de intoxicación por organofosforados y carbamatos, en cuyo caso su actividad plasmática se encuentra disminuida.

Hormona producida por glándulas adrenales como respuesta a ATH.

3.6.3.2 Metaloenzimas

Muestra: suero o plasma heparina

Corresponden a enzimas de ubicación preferentemente celular y que en su estructura molecular contiene un metal, oligoelemento esencial, por lo que su actividad está relacionada directamente con el balance metabólico nutricional del oligoelemento, siendo así de utilidad su determinación para evaluar cuadros de deficiencia en cuyo casos se encuentra disminuida.

Análisis: RIA o EQL

Glutatión Peroxidasa, GPx, EC 1.11.1.9 Selenoenzima cuya determinación en sangre (actividad en eritrocitos) permite evaluar deficiencias de selenio.

3.7 ENDOCRINOLOGIA CLINICA

Indicación: evaluación de estrés y glándulas adrenales e hipófisis.

Comparación: cuadro de VR en Anexos. aumento en estrés, Interpretación: hipercorticismo o hiperadrenocorticismo.

3.7.2 Tiroxina o T4 y Triiodotironina o T3 T4 es una hormona producida por glándula tiroides como respuesta a TRH y la T3 es producida a partir de T 4 por glándula tiroides y otros tejidos. de hipo Indicación: evaluación hipertiroidismo 1º o 2ª. Muestra: suero o plasma EDTA Análisis: RIA o EQL Comparación: cuadro de VR en Anexos.

o

Aplicación clínica de la determinación de hormonas en muestras de fluidos, comúnmente plasma de animales, como son cortisol, T3 y T4 plasmáticos y progesterona en plasma o leche.

Interpretación: hipertiroidismo. persistente bajo.

Su concentración es muy baja por lo que se expresan como nmol/L debiendo emplearse técnicas de alta sensibilidad analítica como Radio Inmunoanálisis (RIA), ELISA o electroquimioluminiscencia (EQL).

Hormona esteroidal producida por el cuerpo lúteo.

Sus rangos de referencia presentan una elevada varianza producto de diferencias entre individuos e incluso dentro de horas o condiciones filológicas de un mismo individuo. Como una forma de mejorar la sensibilidad diagnóstica se emplean pruebas de estimulación o de inhibición en las cuales luego de una muestra basal se administra un

aumentada Hipotiroidismo:

en valor

3.7.3 Progesterona o P4

Indicación: evaluación de preñez y del ciclo estral en hembras. Muestra: suero o plasma. En vacas se emplea muestras de leche. Análisis: RIA, EQL o ELISA Comparación: cuadro de VR en Anexos. Interpretación: cambios en su concentración permiten evaluar la actividad ovárica. La disminución a las 3 semanas posterior a la fecundación indica ausencia de preñez.


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Valores elevados señalan persistencia de cuerpo lúteo que se presenta en la preñez.


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4. PRUEBAS DE FUNCIONALIDAD DE ORGANOS Y PERFILES BIOQUIMICOS 4.1. FUNCIONALIDAD HEPÁTICA En la actualidad se dispone de una variada gama de pruebas de laboratorio, fundamentalmente de bioquímica clínica destinadas a evaluar tanto la unción como la integridad de ls células hepáticas. La evaluación de la función hepática está indicada en animales que presentan un cuadro clínico con signos de dolor abdominal, vómito, ictericia, ascitis, pérdida de peso, anemias de origen desconocido o rendimiento productivo disminuido. Sus principales indicaciones son en: Alteraciones hepáticas primarias Alteraciones hepáticas secundarias Diagnóstico diferencial de ictericias o Anemias de origen desconocido o Evaluar la hepatotoxicidad por o drogas o o

Las pruebas de laboratorio (Tabla 4.1) se basan en determinar: •

La integridad celular a través de la evaluación de la actividad plasmática de enzimas hepáticas. Daño hepatocelular o Alteración hepatocanalicular o

•

La función hepática mediante la determinación en plasma u orina de metabolitos asociados al metabolismo hepático, empleándose con dicho objeto marcadores de la función hepática de: o Síntesis Conjugación o Detoxificación o

•

Pruebas complementarias Hemograma o Citodiagnóstico o Histopatología o

•

•

Las diferencias entre especies, especialmente entre rumiantes, equinos y caninos y felinos. La gran capacidad de reserva hepática por lo que cambios en la concentración de marcadores se aprecian solo en estados avanzados de alteración, situación que limita la sensibilidad diagnóstica de la mayoría de las pruebas.

4.1.1 Integridad celular hepática Daño hepatocelular . El daño hepatocelular se evalúa por medio de la determinación de la actividad plasmática de enzimas de los hepatocitos AST, ALT y GD, la cual está incrementada producto del aumento en la permeabilidad o daño en la membrana celular. En rumiantes y equinos la actividad de ALT es escasa por lo que es de baja sensibilidad. Los incremento en la actividad plasmática de GD son leves y de corta duración.

Daño hepatocanalicular Alteración en los canalículos biliares producen un incremento en la actividad plasmática de γGT y SAP, que aumentan en casos de colestasia. En general por su especificidad y sensibilidad se tiende a emplear la determinación de γGT, excepto en caninos en que el incremento es muy leve a diferencia de la de SAP que tiene buena sensibilidad en esta especie. Hay que tener presente que isoformas de ALT y SAP en caninos aumentan por la administración de corticoides y anticonvulsivantes. Para interpretar un perfil enzimático hepático se debe tener en consideración el tiempo de respuesta y vida media de las enzimas, lo que entrega patrones o perfiles diferentes frente a daños de tipo agudo o crónicos (Fig. 4.1, 4.2, y 4.3).

Las principales limitaciones en la evaluación e interpretación de la función hepática son:


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hipoalbuminemia no es específica de daño hepático y también se presenta en casos de desnutrición de origen nutricional o digestiva y en afecciones renales.

4.1.2.2 Conjugación.

Fig. 4.1. Cinética enzimática de AST, ALT y ALP en una lesión hepática aguda con curación en perros.

Fig. 4.2. Cinética enzimática de la AST, ALT y de los ácidos biliares en una lesión hepática persistente en perros.

Fig. 4.3. Cinética enzimática de la AST, ALT y SAP (ALP) en colestasis en perros. 4.1.2 Marcadores de Función hepática 4.1.2.1 Síntesis Albuminemia. El hígado es el órgano que sintetiza la albúmina, por lo que su concentración sanguínea disminuye frente a una lesión hepática crónica severa como en distomatosis o seneciosis. La

Estas pruebas evalúan la capacidad hepática de captar, conjugar y excretar metabolitos endógenos como la bilirrubina y ácidos biliares o exógenos como la bromosulfotaleina (BSP).

Bilirrubinemia. La bilirrubina es producida por la degradación de hemoglobina y porfirinas, siendo transportada en la sangre unida a albúmina (bilirrubina libre, no conjugada o indirecta) al hígado, donde es captada por el hepatocito, conjugada a ácido glucurónico (bilirrubina conjugada o directa) y excretada al sistema biliar y en parte a la sangre. La acumulación de bilirrubina en los tejidos le otorga una coloración amarillenta conocida como ictericia, que se presenta cuando su concentración en sangre es > 40 µmol/L. Aumento de bilirrubina no conjugada se presenta en hemólisis intravascular (hiperbilirrubinemia prehepática) y en una disminuida capacidad de captar y conjugar bilirrubina producto de daño de hepatocitos. Cuadros infecciosos con septicemia producen también una disminución de la captación de bilirrubina. Aumento de bilirrubina conjugada se presenta en casos de colestasis intra o extra hepática así como también con una disminuida capacidad de captar y conjugar bilirrubina por daño de hepatocitos.

Bilirrubinuria. no se excreta Normalmente bilirrubina por la orina, lo que sucede cuando la concentración de bilirrubina directa excede el umbral de excreción renal. Por ello su presencia en orina es indicativa de una hiperbilirrubinemia.

Índice Ictérico (II). El II indica el grado de color amarillo de una muestra de suero o plasma. Este color


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es dado por la bilirrubina por lo que en casos de hiperbilirrubinemia se encuentra aumentado. La determinación del II se realiza comparando visualmente la intensidad del tono amarillo de la muestra con relación a una escala estándar, siendo la de Erlich la más empleada, considerándose normal un leve tono amarillo (< 5 UE). Por su simplicidad y facilidad de ejecutar constituye una prueba preliminar adecuada para estimar cuadros de ictericia. En herbívoros el color amarillo del plasma es dado por los carotenos de los forrajes, por ello se considera como fisiológico una tonalidad de 5 a 15 UE. Incluso, se emplea para precisar la ingesta de carotenos de la dieta.

Ácidos biliares (AB). Los AB o sales biliares son sintetizados en el hígado a partir de colesterol, luego son conjugados y excretados por los conductos biliares al intestino, donde solubilizan los lípidos facilitando su digestión en el intestino. La mayoría de los AB son reabsorbidos y transportados vía porta al hígado para ser reciclados (circulación enterohepática). Un aumento de la concentración plasmática de AB se presenta cuando hay pérdida de masa funcional del hígado y en colestasia.

Tabla 4.1. Cambios bioquímicos en animales con diversas alteraciones hepáticas. Alteración AST, ALT, GD Bilirrubina y Albúmina γGT, SAP ácidos biliares Necrosis hepática masiva Na N a N  Necrosis hepática focal Na N N  Obstrucción biliar, colestasia Na N   Fibrosis hepática crónica Na Na   Neoplasias Na Na Na Na 4.2 FUNCIONALIDAD PANCREATICA El páncreas cumple funciones endocrina y exocrina. La función endocrina se asocia a la producción y liberación de insulina y glucagón, hormonas hipoglucemiante e hiperglucemiante respectivamente, que actúan regulando el metabolismo de los carbohidratos. El páncreas exocrino produce las enzimas tripsinógeno, lipasa y α-amilasa, que vía colédoco se vacían al intestino permitiendo la digestión de proteínas, lípidos y almidones. La alteración más frecuente del páncreas endocrino es la diabetes mellitus, enfermedad caracterizada por una intensa hiperglucemia y glucosuria. Las alteraciones más frecuentes del páncreas exocrino son la pancreatitis aguda y la pancreatitis crónica.

En la pancreatitis aguda se aprecia hiperlipasemia e hiperamilasemia, además de un leucograma de estrés e hipocalcemia leve. La pancreatitis crónica cursa con hiperlipasemia, e hiperlipemia solo en algunos casos. Además puede cursar con hiperglucemia por hipoinsulinismo. Las deposiciones presentan esteatorrea (grasas), creatorrea (fibras musculares) de mal olor y voluminosas. Una prueba utilizada frecuentemente por su simplicidad y bajo costo, aunque con limitaciones de sensibilidad y especificidad, es la “ digestión de la gelatina” que evalúa la tripsina fecal, enzima que frecuentemente está disminuida o ausente en animales con pancreatitis crónica. Para ello se preparan diluciones seriadas de fecas en solución de bicarbonato al 5% las que se colocan en contacto con gelatina que debe ser digerida por la tripsina luego de un tiempo de incubación. En


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animales con pancreatitis crónica esta prueba es negativa a diluciones 1:40 e incluso 1:10. También se puede realizar un examen microscópico de las fecas, en la que es posible apreciar gránulos de almidón (tinción con lugol) y de grasas (Sudan III) en animales que presentan esta enfermedad.

4.3 FUNCIONALIDAD RENAL Los riñones desempeñan un rol fundamental en la regulación del medio interno cumpliendo una función excretora de productos de degradación como urea y creatinina y de tóxicos que ingresan al organismo. La funcionalidad renal es dependiente del flujo sanguíneo renal, de la filtración glomerular y de la capacidad de secreción (K, H) y reabsorción y tubular (Na, Cl, Ca, PO4, Mg, glucosa, albúmina, urea y H2O). La unidad funcional del riñón es el nefrón y el producto terminal lo constituye la orina. La capacidad funcional renal es superior a la requerida por los animales, es así que la capacidad de un solo riñón es compatible con la vida. Por ello solo se observarán cambios en los metabolitos cuando se supera el 50% de pérdida de la masa funcional. La evaluación de la funcionalidad renal está indicada en animales que presentan vómitos, deshidratación, anorexia, polidipsia, pérdida de peso y, en general, frente a animales con signos de uremia (vómitos, diarrea, olor amoniacal, convulsiones, coma), signos que se asocian a alteraciones de la función renal o insuficiencia renal (IR). La evaluación de la función renal se realiza mediante: • •

Análisis bioquímicos sanguíneos: urea, creatinina, P, Ca, K, amilasa, lipasa. Examen de orina: físico, químico, microscópico.

4.3.1 Azotemia. La azotemia es el incremento sobre los valores fisiológicos de las concentraciones sanguíneas de urea o creatinina. Esta

condición se origina por causas prerenales, renales y posrenales. •

Pre renal: disminuido flujo renal en deshidratación o insuficiencia cardiaca. • Renal: se observa cuando la masa funcional renal está disminuida sobre 66%, como sucede en casos de nefritis aguda y crónica con IR. • Posrenal: disminuida capacidad de excreción de orina producto de obstrucciones por cálculos o tumores u ruptura de la vejiga.

4.3.2 Otros indicadores sanguíneos Fosfatemia: los animales con IR avanzada cursan con hiperfosfatemia por menor excreción renal. Hacen excepción los equinos que presentan hipofosfatemia por su excreción extrarenal. Kalemia: animales con IR terminal presentan hiperkalemia, excepto los rumiantes que cursan con hipokalemia producto de su excreción salival. 4.3.3 Examen de orina El análisis de una muestra de orina está indicado para obtener información referente a alteraciones funcionales de los riñones, así como de cambios estructurales de estos y de las vías urinarias. Sus antecedentes se entregan en el capítulo de “Análisis de fluidos”.

4.4 BALANCE ELECTROLITOS

HIDROSALINO

Y

Los solutos presentes en los fluidos orgánicos tienen como función regular su distribución en el organismo y mantener el balance ácido-base, permitiendo la retención del agua y su distribución. Dentro de los solutos se encuentran los electrolitos inorgánicos, Na, K, Ca, Mg, Cl, los que por su cantidad son importantes en la distribución y retención de agua por el organismo. La deshidratación corresponde a una pérdida del volumen total de agua que se asocia con el peso corporal (10% de deshidratación equivale a una disminución del 10% del peso corporal). Para su


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determinación se evalúa la disminución de la volemia que cursa con hemoconcentración con aumento de la cantidad de eritrocitos. El indicador más empleado es la determinación del VGA, cuyo incremento es proporcional al grado de deshidratación. También aumenta la concentración de solutos en el plasma que se aprecia mediante la hiperproteinemia. Otras evidencias de deshidratación son derivadas de la menor excreción renal de agua con azotemia y de la densidad de la orina. Los cambios que se presentan en las concentraciones plasmáticas de Na y K constituyen las alteraciones más trascendentes en el balance de electrolitos. La hiponatremia se produce como consecuencia de su pérdida gastrointestinal (vómitos, diarrea) o por insuficiencia cardiaca congestiva, empleo de diuréticos y en diabetes mellitus. La hipernatremia se asocia con deshidratación secundaria a ingesta insuficiente o pérdida excesiva de agua. La hipokalemia se produce por una ingesta insuficiente o una perdida elevada. La pérdida digestiva en diarreas constituye una de las causas al igual que el ayuno o la sudoración excesiva en equinos. La hiperkalemia se desarrolla por una ingesta excesiva o una disminuida excreción renal, excepto en equinos que la insuficiencia renal cursa con hipokalemia.

óseo) o la condición metabólica (perfil metabólico).

4.5.1 Perfiles bioquímicos. Los análisis bioquímicos asociados a cada perfil son variables de acuerdo a la especie animal, los intereses y costumbres de cada clínico y las posibilidades analíticas de los laboratorios. Dentro de los análisis a considerar en los diversos perfiles se pueden señalar: •

Bioquímico general: glucemia, uremia, creatinemia, hemoglobina, proteinemia, albuminemia, globulinemia, Ca, P, Mg, AST, ALT, SAP, CK,

•

Cardíaco: AST, CK, LDH1

•

Hepático: AST, ALT, GD, SAP, γGT, albuminemia, bilirrubinemia

•

Hidrosalino: Na, K, VGA, proteínas

•

Muscular: lactacidemia, CK, AST, LDH.

•

Óseo: Ca, P, SAP

•

Pancreático: glucemia, amilasemia, lipasemia, Ca, tripsina fecal.

En la Tabla 4.2 se presentan propuestas de perfiles bioquímicos para rumiantes.

4.5 PERFIL BIOQUIMICO Un perfil bioquímico constituye un conjunto de exámenes bioquímicos clínicos realizados en una muestra, habitualmente de sangre, de un individuo o de un grupo representativo de individuos de un rebaño, con el objeto de caracterizarlos fisiopatológicamente. Su utilidad está dirigida a evaluar clínicamente la condición general de salud (perfil bioquímico general), funcionalidad de un órgano de un paciente (perfil hepático, pancreático, renal, muscular, hidrosalino,


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Tabla 4.5. Perfiles bioquímicos sanguíneos en rumiantes. INDICACION Hepático

Renal

Hidrosalino

Muscular Cardíaco

ANALISIS Albúmina Colesterol AST γGT

CAMBIO 

 o  

ANALISIS Ácidos biliares Bilirrubina total GD

CAMBIO   



Urea Globulinas  o  Creatinina Ca  Albúmina P  Complementar con examen de orina y hemograma Hemoglobina Proteínas Urea

 o 

AST CK



 o 

  

Na K

 o 

GPx



Urea Creatinina Globulinas



 o 





Albúmina  CK  LDH1  Complementar con hemograma

 

Óseo

Ca P

 o 

SAP



Metabólico

ß-OH-butirato Colesterol Urea Albúminas



P Mg GPx Cu Zn

 o 

 o 

 o   o  


 o  

 o   o 

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5. ANALISIS DE FLUIDOS El análisis de fluidos característicos de ciertas estructuras del organismo, al igual que de secreciones orgánicas como leche u orina, es de utilidad en el estudio clínico de afecciones de tejidos u órganos donde éstos se ubican o producen. El objetivo del examen es establecer las características físicas químicas o microscópico en muestras de fluidos o secreciones orgánicas con el fin de obtener información de interes clínico. La muestra, de 1 a 20 mL, variable según tipo de muestra y análisis, se obtiene por punción, uso de sonda o en forma natural (Tabla 5.1). Las muestras pueden corresponder a: •

Fluidos con carácter de trasudados o exudados que se encuentran en cavidades corporales como abdomen o tórax. • Efusiones de tejidos: fluidos cerebro espinal, sinovial, humor acuoso y vítreo. • Secreciones de órganos (orina, leche) o de glándulas (saliva, lágrimas).

Tabla 5.1. Técnicas empleadas para la obtención de muestras de fluidos. MUESTRA Abdominal Toráxico Sinovial LCR H. acuoso H. vitreo Orina Leche Saliva Lagrimas Ruminal Estomacal

MÉTODO P S N X X X X X X X X X X X X X X X X

TECNICA Abdomenocentesis Toracocentesis Artrocentesis Meningocentesis Cistocentesis Cateterización Mixión Ordeño Esponja

–

Ruminocentesis Sonda esofáfica Sonda esofágica

P = punción; S = sonda; N = natural.

El análisis exámenes: •

se

realiza

•

Químicos: presencia, ausencia o cantidad de metabolitos como proteínas, urea, glucosa, enzimas.

•

Microscópicos: presencia o cantidad de células u otras estructuras.

Microbiológicos: cultivo – antibiograma 5.1 FLUIDO ABDOMINAL Y TORÁCICO Los espacios existentes entre las serosas parietal y visceral están bañados por un fluido que corresponde a un ultrafiltrado de plasma sanguíneo con bajo contenido de proteínas. Su función es lubricar el peritoneo y las pleuras facilitando el movimiento de vísceras y pulmones. Su análisis está indicado en casos de acumulación de éste como ser en ascitis e hidrotorax, o bien definir la naturaleza y origen de procesos que afectan al abdomen o pleura. La abdomenocentesis es más frecuente de realizar en equinos. La punción se realiza puncionando con una aguja de 6 – 8 cm y 18g en la línea media entre xifoides y ombligo (15 cm. caudal al xifoides), con el animal en pie y sujeto mediante flexión de un miembro anterior. La muestra se recolecta por gravedad en dos tubos, 1 a 5 mL sin aditivo y 1 a 3 mL con EDTA. La toracocentesis se realiza con mayor frecuencia en felinos y caninos mantenidos en decúbito ventral o lateral y puncionando con una aguja de 4 – 8 cm y 18 g en el tercio inferior del 7 a 8 espacio intercostal. La muestra requiere ser aspirada con jeringa. El fluido que se obtiene de la abdomenocentesis y de la toracocentesis de animales sanos presenta una característica de dializado con propiedades de trasudado.

5.1.1 Exudados y trasudados mediante

Físicos: color, transparencia, densidad, coagulación, pH.

olor,

5.1.1.1 Trasudados Trasudado es la acumulación patológica de fluido seroso en las cavidades orgánicas. Se produce por diferencias de presión entre


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el interior y exterior de los vasos debido a aumento en la presión o permeabilidad capilar, disminución de la presión oncótica o por disminución del retorno linfático. Su nombre varía acorde al lugar en que se ubica, ascitis en cavidad abdominal, hidrotórax en espacio pleural, hidropericardio en el saco pericardio, hidrocele en el espacio escrotal. El trasudado es un líquido incoloro a amarillo pálido, transparente o lechoso si contiene linfa, de peso específico < 1,018; no coagula y con bajo contenido de proteínas (< 30 g/L), por ende Rivalta negativo. Su contenido celular es bajo (< 300 µL) correspondientes a células mesotelíales y de la sangre (Tabla 5.2).

Tabla 5.2. Características diferenciales del trasudado y exudado. Parámetro Trasudado Exudado Origen

No inflamatorio Inflamatorio

Color

Incoloro Amarillo a amarillo blanco Transparencia Transparente Transparente turbio Olor Inodoro Variable Coagulación

No

Frecuente +

Densidad

<1,015

>1,018

Proteínas

< 30 g/L

> 40 g/L

Rivalta

Negativo

Positivo

Células

< 300 µl

> 1000 µL

Citograma Bacterias

Mesoteliales y Granulocitos y linfocitos linfocitos Aséptico Frecuente +

características variables según el agente causal de la inflamación. El color es amarillento, rosado o lechoso; su consistencia es serosa, sero fibrinosa o purulenta; inodoro o odorífero; de densidad > 1,018 y coagula en algunas oportunidades por aumento de fibrinógeno. Químicamente se caracterizan por ser positivos a la prueba de Rivalta y tener una concentración de proteínas > 30 g/L y de glucosa menor a la de la sangre en infección. Su recuento celular es > 1000 µL, variable según origen y grado de la inflamación. Predominan los neutrófilos en inflamaciones agudas, los macrófagos en las crónicas y los eosinófilos en reacciones alérgicas, siendo frecuente también encontrar eritrocitos. Las células epiteliales se observan producto de descamación. En enfermedades tumorales es posible encontrar células neoplásicas. Algunas alteraciones que se observan en el fluido abdominal son: Trasudado simple: bajo en proteínas en ascitis por hipoalbuminemia • Trasudado modificado: Alto en proteínas en insuficiencia cardiaca congestiva • Exudado bacteriano: alto en neutrófilos en peritonitis, infarto intestinal • Exudado neoplásico: células tumorales en carcinomas, linfomas •

5.2 FLUIDO SINOVIAL (FS) La sinovia es un líquido dializado del plasma de color amarillento, altamente viscoso por su contenido de ácido hialurónico y glucoaminoglicanos producidos por las células sinoviales. Su función es lubricar y compensar presiones en la articulación. El examen del FS está indicado para el diagnóstico diferencial de artropatías.

5.1.1.2 Exudados Exudado es un fluido de alto contenido de proteínas y restos celulares. Procedente de la sangre se deposita en tejidos o en su superficie, usualmente como consecuencia de una inflamación, pudiendo se séptico o aséptico. Los exudados presentan

La artrocentesis se ejecuta con el animal inmovilizado mediante tranquilizante o anestesia local. Se punciona la articulación con aguja fina y corta. La recolección se realiza por aspiración con jeringa, pudiendo emplear tubos al vacío para obtención de sangre. En un tubo con heparina se deposita


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1 mL de la muestra y 1 mL en otro tubo sin aditivo. El examen del FS considera establecer sus características en forma similar al examen de un trasudado. Además, se debe evaluar su tixotropismo o capacidad de coagular al estar en reposo y volver al estado líquido al agitarse, característica que se pierde en procesos degenerativos. El FS es incoloro a levemente amarillo y transparente. En hemartrosis recientes es de color rojizo uniforme y en hemorragias antiguas amarillo intenso; en artritis séptica es blanco turbio. El FS es viscoso, característica que disminuye en procesos inflamatorios y degenerativos. También en inflamaciones severas se produce la coagulación de la muestra. El FS tiene un número variable de células, entre 100 a 3.000 µL, las que aumentan en procesos inflamatorios, por incremento de los neutrófilos.

5.3 FLUIDO CEREBRO ESPINAL (FCE) El FCE es formado en los ventrículos cerebrales mediante un proceso activo. Luego circula por el espacio subaracnoídeo drenando finalmente a través de las vellosidades aracnoídeas. Su composición es diferente al plasma; físicamente se aprecia como un líquido incoloro transparente e inodoro. Su composición química es de bajo contenido de proteínas (0,2 – 0,5 g/L). De igual manera contiene muy pocas células (< 25 leucocitos/ µL). El análisis del FCE esta indicado en sospechas de daño estructural del cerebro o médula espinal. La obtención de la muestra (1 mL sin aditivo y 1 mL con EDTA) se hace mediante punción lumbar o sub occipital en la cisterna magna. La punción lumbar se realiza en bovinos y ovinos con el animal preferentemente en pie. Se punciona con una aguja, de aprox. 12 cm x 18 g con estilete, en la depresión

existente entre la apófisis dorsal de la última vértebra lumbar y el extremo medial anterior de la cresta sacra. Se perfora la duramadre y aracnoides penetrando al espacio sub aracnoídeo, luego se retira el estilete y se extrae la muestra aspirando con una jeringa. La punción sub occipital se emplea en todas las especies, con el animal en decúbito (en equinos puede ejecutarse en pie), manteniendo la cabeza en flexión ventral acentuada y empleando una aguja, de 8 a 12 cm x 18 g provista de un estilete. El punto de punción se localiza en el cruce de dos líneas imaginarias: una trazada perpendicular al cuello, entre los bordes anteriores de las alas del atlas, y la segunda entre la cresta occipital y borde dorsal del axis. El análisis del FCE se realiza mediante exámenes físico, químico y microscópico, similar a otros fluidos. Para estimar la cantidad de proteínas se emplea la prueba de Pandy (10 ml de fenol 10% se agregan 3 4 gotas de FCE se agita y observa presencia de turbidez) la que debe ser negativa. Un color rojizo indica hemorragia reciente o contaminación en su obtención, mientras que un color amarillo, xantocromia, indica hemorragia antigua. Un color gris verdoso se observa en afecciones supurativas La turbidez se observa debido a un alto contenido celular (> 5000 cél/µL) en infecciones supurativas, al igual que la coagulación presente en casos de meningitis. El aumento de proteínas (Pandy positivo) se observa en casos de meningitis, encefalitis y abscesos cerebrales. Además, similar al plasma, se pueden determinar otros componentes como enzimas (AST y CK) cuya actividad aumenta en daño cerebral. Considerando el bajo contenido celular (< 25 cél/µL) el recuento se realiza sin diluir la muestra. Un aumento de su número, pleocitosis, se observa en inflamaciones de meninges, cerebro o médula. En casos de pleocitosis se debe identificar el tipo de células presentes. Los neutrófilos se presentan en procesos bacterianos y en hemorragias junto a los eritrocitos. Los linfocitos se aprecian en infecciones virales y procesos degenerativos.


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Fig. 5.2. Obtención de orina en vaca mediante micción inducida. 5.5 EXAMEN DE ORINA El análisis de una muestra de orina está indicado para obtener información referente a alteraciones funcionales de los riñones, así como de cambios estructurales de estos y de las vías urinarias. Además, el examen de orina permite entregar información sobre alteraciones metabólicas relacionadas a otros órganos como hígado y procesos metabólicos como cetosis, diabetes, hemólisis y rabdomiolisis.

La cateterización vesical se realiza con mayor facilidad en hembras, con excepción del perro La cistocentesis se utiliza en felinos y caninos, siendo una técnica fácil y rápida de ejecutar y sin riesgos mayores (Fig. 5.3).

El examen de una muestra de orina esta dirigido a demostrar la presencia de componentes anormales o el exceso o deficiencia de componentes normales. Su análisis se realiza mediante pruebas físicas, químicas y microscópicas. El examen de orina debe tener un carácter selectivo ya que cada prueba debe ser interpretada en relación a los signos observados. Por ello, es aconsejable solicitar solo las pruebas necesarias frente a un caso. La muestra requerida es ± 20 mL de orina, si bien para pruebas químicas puede ser un volumen menor (1-2 mL). La muestra debe ser recién obtenida (< 6 horas) y libre de contaminación con fecas o del suelo. Lo ideal es obtener la muestra de la micción natural, previa limpieza de la vulva o prepucio. La micción se puede estimular con métodos psicológicos que varían acorde a la especie (frotar paja, correr agua, llevar al lugar acostumbrado, sacar de la jaula etc.). En bovinos se puede frotar el vértice inferior de la vulva (Fig. 5.2) o los pelos del orificio prepucial y en ovinos se debe impedir la respiración por unos 30 segundos.

Fig. 5.3. Cistocentesis en perro. 5.5.1 Examen Físico Color Debe ser amarillo entre pálido a oscuro, cuya intensidad se relaciona con la concentración de la orina. Orina incolora se presenta en poliuria (diabetes) o IR crónica. Un color amarillo intenso indica orina concentrada en deshidratación. Orina de color rojizo o castaño indica presencia de sangre o mioglobina en hematuria, hemoglobinuria o rabdomilolisis. Orina blanquecina indica abundancia de leucocitos (Ej. pielonefritis, cistitis).

Transparencia La muestra de orina fresca debe ser transparente, salvo en equinos que es turbia por abundante mucus y cristales de carbonato de calcio. La presencia o abundancia de elementos celulares o cristales producen turbidez.

Olor Varía según la especie y la concentración de la orina. Un olor amoniacal fuerte se presenta en infecciones bacterianas con desdoblamiento de urea. En EXPLORACION CLINICA DE LOS ANIMALES DOMESTICOS Universidad Austral de Chile - 2006

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acetonemias y diabetes se detecta un olor dulzón por la acetonuria.

Fig. 5.4. Examen químico de orina mediante cintas reactivas.

Peso específico o densidad Se determina mediante un urodensímetro o con un refractómetro, debiendo estar entre 1,015 1,045. Valores disminuidos indican orina diluida por excesiva ingesta de líquido o incapacidad renal de concentrar la orina. La insuficiencia renal para concentrar orina o isostenuria, cursa con valores sostenidos de 1,012 – 1,014. Valores aumentados indican orina concentrada en casos de deshidratación o shock. En diabetes mellitus la glucosuria aumenta la densidad.

pH Se determina mediante peachímetro o con indicador en las cintas para análisis químico de orina. En carnívoros es levemente ácido, 6 a 7 y en herbívoros levemente alcalina, 7 a 8. Valores disminuidos se observan en acidosis respiratoria y metabólica, inanición, ayuno, fiebre y cetosis. Valores elevados en alcalosis, retención urinaria y cistitis.

5.5.2 Examen Químico El examen químico se realiza mediante el uso de cintas reactivas de química seca (fig. 5.4). Existe una variedad de productos comerciales que van de cintas con solo 1 análisis, ej glucosa, a otras de 8 a 10 análisis. En veterinaria son de interés las que entregan información sobre pH, albúminas, glucosa, c. cetónicos, bilirrubina y sangre.

Albúminas La orina de un animal sano da reacción negativa (<0,3 g/L). Albuminuria fisiológica se presenta en animales posterior a ejercicio muscular. Albuminuria patológica en procesos inflamatorios renales o de las vías urinarias (nefritis, pielonefritis, cistitis, uretritis), nefrosis e intoxicaciones por Pb.

Glucosa La orina de un animal sano da reacción negativa (< 2,8 mmol/L). Glucosuria se presenta al ser sobrepasado el umbral de excreción renal en casos de hiperglicemia. Fisiológica por administración endovenosa de glucosa y por excitación o estrés. Glucosuria patológica se observa en diabetes mellitus, necrosis pancreática, enterotoxemia y aumento de presión intracraneal.

Cuerpos cetónicos La orina de un animal sano contiene concentraciones bajas de acetoacetato (< 1 mmol/L) que dan reacción negativa a la prueba de Rothera (test de nitriprusiato). Cetonuria se observa en acetonemia de la vaca, toxemia gravídica de la oveja y cetosis secundaria a ayuno o diabetes.

Bilirrubina La orina de un animal sano da ujna reacción negativa (< 10 µmol/L). Bilirrubinuria se presenta en alteraciones que cursan con hiperbilirrubinemia directa o conjugada, como consecuencia de daño hepático con colestasis o hemólisis intravascular.

Sangre La orina de un animal sano no contiene eritrocitos, hemoglobina o mioglobina, elementos que reaccionan con las pruebas de las cintas reactivas. Esta prueba se denomina de “sangre oculta” por determinar la presencia de sangre no visible físicamente por cambio de su color.


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Reacción positiva se presenta en casos de hematuria, hemoglobinuria y mioglobinuria. La diferencia entre los dos primeros se hace por la presencia o no de eritrocitos en el examen microscópico. Hematuria se presenta en inflamación de riñón y vías urinarias (nefritis, uretritis, cistitis) e intoxicación por Pb, Hg, As. También se observa en trauma uretral consecuente de una cateterización o contaminación genital (estro, parto). Hemoglobinuria se observa en hemólisis intravascular como por piroplasmosis, leptospirosis, hemoglobinuria bacilar, autoinmune, transfusional, intoxicación por coles. Mioglobinuria se presenta en rabdomiolisis por daño muscular con liberación de mioglobina, la que es eliminada por el riñón.

5.5.3 Examen microscópico Se realiza observando al microscopio con 400x sedimento urinario obtenido de centrifugar 10 mL de orina (1.000 RPM x 5´). El resultado se expresa indicando la presencia y estimando la cantidad media por campo (pc) de visión ocular de estructuras orgánicas e inorgánicas.

Cilindros Corresponden a formaciones que no se observan en la orina de un animal sano y se producen por precipitación de proteína en los túbulos renales. Pueden ser de diversos tipo (hialinos, céreos, grasos, granulares) acorde a la presencia de estructuras en ellos. Cilindruria indica una alteración renal: • • • • • •

Hialinos = nefritis leve Granulares: nefritis manifiesta (Fig. 5.5) Epiteliales: degeneración tubular Grasos: afección degenerativa Hemáticos: glomerulonefritis Leucocitarios: proceso supurativo renal

Mucus La presencia de mucus es indicativa de inflamación de vías urinarias, excepto en el equino que es fisiológica.

Microorganismos Su presencia es indicativa de infección o más frecuente de contaminación por la dificultad en los animales para obtener muestras estériles. Por ello el valor clínico de su presencia es limitado por asumirse que corresponde a contaminación de la muestra.

La orina puede contener elementos orgánicos (células, cilindros, mucus, microorganismos, parásitos), e inorgánicos (cristales).

Células Normalmente se pueden encontrar en una muestra de orina eritrocitos <2 pc; leucocitos < 5 pc y células epiteliales procedentes de la descamación de los epitelios renal 0 pc, transición (vejiga) < 2 pc y escamosas (uretra) < 2 pc. Aumento del número de eritrocitos indica hematuria y aumento del número de leucocitos piuria que se presenta en inflamaciones o necrosis de riñones y vías urinarias (nefritis, pielonefritis, cistitis, uretritis). Aumento del número de células epiteliales renales, de transición o escamosas indica inflamación del riñón, vejiga o uretra respectivamente.

Fig. 5.5. Cilindro granular al examem microscópico de orina (400x). Parásitos La presencia de huevos de parásito se observa en perros con Capillaria plica en la vejiga.

Cristales


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Constituyen el sedimento inorgánico, formados por sales excretadas por la orina que según su pH precipitan, formando cristales de formas características que permiten identificarlos. En orinas ácidas se observa cristales de ácido úrico, uratos y fosfatos y en orinas alcalinas cristales de carbonatos y fosfatos. La cristaluria es fisiológica teniendo escasa valoración clínica, salvo cuando se asocia con signos de urolitiasis. Los cristales de carbonato de calcio son abundantes en equinos (Fig. 5.6). En algunas condiciones la cristaluria es indicativa de trastornos de salud como son los cristales de bilirrubina en hepatopatías y de oxalato de calcio en intoxicación por etilén glicol. Algunas drogas excretadas por el riñón pueden hacerlo como cristales (Ej. sulfonamidas y ampicilina).

evaluación metabólica nutricional de rebaños y como indicativo de trastornos metabólicos en animales. Su indicación, empleo e interpretación es similar a lo señalado en los perfiles metabólicos. La principal ventaja que representa su uso es la facilidad de obtención de la muestra y los análisis se pueden realizar junto a los del programa de control lechero. La determinación de acetoacetato mediante técnicas simples y rápidas constituye una valiosa herramienta para evaluar cetosis en terreno. La sincronía ruminal de proteínas degradables (RDP): energía se evalúa mediante la determinación de las concentraciones de proteínas y urea, en leche, observándose una disminución de las proteínas y un incremento de urea en deficiencias de energía y un incremento de urea en el exceso de RDP.

5.7 LICOR RUMINAL (LR) El análisis del LR permite establecer la funcionalidad del rumen y especialmente evaluar los estados de acidosis ruminal asociados a la alimentación con concentrados.

Fig. 5.6. Cristales de carbonato de calcio al examen microscópico de orina de equino (400x). 5.6 LECHE El examen de muestras de leche se emplea con el propósito de evaluar el estado sanitario de la glándula mamaria de un individuo o de rebaños en animales de producción. Para su estudio se emplea el examen físico (color, olor, consistencia y presencia de grumos), químico (pH, actividad de NAG-asa) y de contenido celular (CMT, RMD, electrónico), cuyos antecedentes se presentan en el capítulo de examen de la glándula mamaria. Otro uso que tiene el análisis de la leche lo constituye la determinación de cuerpos cetónicos, proteínas y urea para la

La muestra se puede obtener mediante ruminocentesis caudo ventral o mediante sonda buco esofágica. La se realiza ruminocentesis puncionando con una aguja de ± 15 cm 16 g en el flanco izquierdo (15 a 20 cm caudo ventral a última articulación costocondral). Se obtiene ± 5 - 10 mL de LR del saco ventral, muestra que es adecuada para establecer pH por no estar contaminada con saliva. La obtención con sonda se realiza utilizando un tubo plástico o de goma que se introduce al rumen vía oral, por lo que debe estar protegido contra mordidas mediante un abreboca. También existen equipos con protección metálica y bombas aspirantes como el de Dirksen y el de Sorensen Schambie. La contaminación con saliva constituye un inconveniente a esta técnica aumentando el pH y destruyendo la flora y fauna ruminal. Su ventaja es el poder obtener grandes volúmenes de LR.


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El análisis del LR se realiza mediante un examen físico (color, olor, sedimentación, consistencia y pH) químico (TRAM) y microscópico (infusorios y bacterias).

disminuye su número, primero los grandes, luego los medianos y finalmente los pequeños. Su vitalidad disminuye en muestras posterior a 1 hora de ser obtenidas y al disminuir la temperatura.

5.7.1 Examen físico Color En animales a pastoreo es verde y con el uso de concentrado o henos adquiere un color café. Un color plomizo lechoso indica sobrecarga con acidosis y un color negruzco reflujo abomasal o putrefacción de la ingesta por exceso de proteínas.

Olor Normalmente es aromático penetrante similar al de ensilaje. Un olor ácido fuerte se presenta en acidosis ruminal y un olor rancio pútrido en putrefacción proteica.

pH Su determinación constituye la prueba más valiosa para evaluar estados de acidosis en rebaños. La muestra idealmente se debe obtener mediante ruminocentesis para evitar la contaminación con saliva. Su determinación se realiza con un peachímetro portátil, considerando normal un pH 5,8 a 6,8. Un valor < 5,6 indica acidosis ruminal. El diagnóstico de acidosis subclínica en un rebaño se realiza al tener 3 o más vacas de un grupo de 12 con pH < 5,6.

5.7.2 Examen químico Tiempo de reducción del azul de metileno (TRAM) Entrega información sobre la capacidad reductora de la flora ruminal. Se incuban a 37ºC 10 mL de LR con 0,5 ml de azul de metileno 0,03%. Una actividad normal permite retornar a su color original en menos de 3 minutos. Un TRAM más prolongado es proporcional al grado de inactividad.

5.7.3 Examen microscópico Se observa al microscopio (80x) una gota de LR apreciando la cantidad de infusorios, su tipo (grandes, medianos y pequeños) y su vitalidad (vivos/muertos en %). En inactividad EXPLORACION CLINICA DE LOS ANIMALES DOMESTICOS Universidad Austral de Chile - 2006

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6.

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CITODIAGNOSTICO

• • • •

La citología diagnóstica es una técnica que persigue establecer la naturaleza de alteraciones de los tejidos por medio del examen micrsocópico de células. La citologia exfoliativa analiza las células de órganos en comunicación con el exterior o facilmente acesible y la biopsia de aguja fina las obtenidas mediante punción.

La muestra se puede obtener mediante: Impresión directa en porta objeto de una mucosa externa facil de acceder • Uso de tórula con hisopo para alcanzar una mucosa no abordable directamente. • Lavado con solución salina y posterior recolección de células desprendidas y secreciones de mucosas del tracto respiratorio o genital. • Punción con aguja de 20 - 22 g x 3 - 4 cm acoplada a una jeringa de 10 o 20 ml, con la que se succiona desde diferentes puntos del interior de nódulos, tuberculos no erosionados o tumores (Tabla 5.4). •

El objetivo de esta técnica es establecer características de morfología celular o la presencia de agentes patógenos en muestras de tejidos obtenidas mediante punción-aspiración con aguja, hisopo o impresión directa con el fin de obtener información de interés clínico. Ejemplos de su aplicación: • • •

Tumores de células cebadas. Estudio de alteraciones hepáticas Dermatopatías Diagnostico de ORVA en equinos.

Citología de tejido linfoide Citología de alteraciones nasales crónicas Citología vaginal

.

Tabla 5.4. Técnicas de toma de muestras utilizadas en citodiagnóstico. TEJIDO TECNICA EJEMPLO Líquidos en cavidad corporal Punción mas aspiración Absceso Lesión sólida erosionada o ulcerada Impresión directa o hisopo Herida Mucosas de acceso dificil Lavado más aspiración Lavado traqueo alveolar Mucosas de fácil acceso Hisopo con o sin raspado Citología vaginal Nódulos, tuberculos no erosionados Punción más aspiración Papiloma Hígado, ganglios, tumores Punción más aspiración Hiperplasia ganglionar o

El examen de la muestra se debe realizar a la brevedad por el rápido deterioro en la morfología celular. Se hace una extensión sobre un porta objeto, empleando directamente la muestra o sedimento obtenido de su centrifugación (5 min 800 RPM) en muestras líquidas. El frotis debe ser fijado con calor o metanol y luego teñido con colorante tipo Romanowsky como el Giemsa

o

Crónica, predominio de mononucleares (>50% linfocitos, monocitos, plasmocitos. Alérgica: predominio de esosinófilos.

•

No inflamatorias no neoplásicas: células epiteliales normales.

•

Neoplásicas: células tumorales (Fig. 5.7).

Mediante la observación microscópica se establecen y diferencian las células presentes, así como sus eventuales alteraciones morfológicas. Mediante esta información se precisa el tipo de alteración presente, que pueden ser : •

Inflamatorias Aguda: por presencia mayoritaria de o neutrófilos (>70%). EXPLORACION CLINICA DE LOS ANIMALES DOMESTICOS Universidad Austral de Chile - 2006

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AA A

Células superficiales

B

Fig. 5.8. Frotis vaginal de perra en estro (Giemsa 800x). Tabla 5.5. Características de citología vaginal de la perra durante el ciclo estral Anestro Proestro Estro Diestro

Eritrocitos

-

+++

+

+a-

Neutrófilos

+

+a-

-

+++

Parabasales

++

+a-

-a+

++

6.1 CITOLOGÍA VAGINAL

Intermedias

+ a ++

+

+

+

Examen dirigido a determinar el tiempo apropiado de ovulación y reconocer desórdenes reproductivos

Superficiales o cornificada Bacterias

-

++

>90% + o -

-a+

++

+a-

-

Para obtener la muestra se limpia la vulva e introduce un espéculo, luego con una tórula se recolectan células y fluido del fondo vaginal. Con la muestra fresca se realiza una extensión sobre porta-objeto y se tiñe (Giemsa, Nuevo Azul de Metileno, etc).

Detritus

-

+

+

+++

El análisis se realiza observando al microscopio con 400x el tipo de células. Se pueden observar eritrocitos, leucocitos y células epiteliales parabasales, intermedias y superficiales.

El LBA es una técnica segura y fácil para la recolección de células de las vías aéreas distales y alvéolos, ayudando en el diagnóstico de enfermedades pulmonares, especialmente en patologías crónicas del equino, como la obstrucción recurrente de las vías aéreas ( ORVA ).

Fig. 5.7. Frotis de aspirado tumoral de perro con linfosarcoma (A) y TVT (B) (Giemsa 800x).

El servicio se debe procurar cuando > 90% de las células son superficiales (Tabla 5.5), pues coincide con el período fértil (Fig. 5.8). En perras cursando con trastornos infecciosos hay un predominio de neutrófilos.

6.2 CITOLOGÍA (LBA)

BRONQUIOALVEOLAR

Para obtener la muestra se coloca una sonda flexible de aprox. 1,8 m por la traquea hasta la bifurcación de los bronquios mayores. Luego se administra 250 mL de solución salina isotónica a 37ºC que se aspira con jeringa de 50 -100 mL. El LBA de un equino sano es levemente turbio con pequeños flóculos. En casos de


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enfermedad pulmonar presenta mucus y acúmulos de células y en hemorragia pulmonar contiene sangre.

animales con bronconeumonia bacteriana o enfermedad pulmonar viral aguda.

La muestra fresca o refrigerada hasta 24 horas es centrifugada (10 mL x 1.500 rpm x 5 min) y con el sedimento se hace un extendido el cual se tiñe con Giemsa y se examina al microscopio (800x) diferenciando 100 células. En un equino sano se encuentran predominantemente macrófagos (36 a 74%), linfocitos (20 a 51%) y solo escasos neutrófilos (< 4%), eosinófilos y celulas epiteliales (< 2%). En equinos con ORVA se observa neutrofilia > 8% (Fig. 5.9), la que también se aprecia en

Fig. 5.9. Frotis de LBA de equino con ORVA.


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7 ANEXOS

7.1 BIBLIOGRAFIA RECOMENDADA Benjamín, M.M:1991. Manual de Patología Clínica en Veterinaria. Ed. Limusa S A: México D.F.

Wittwer, F.; Böhmwald, H. 1986. Manual de Patología Clínica Veterinaria. Universidad Austral de Chile. Valdivia, Chile.

Cowell R L, Tyler R D, Meinkoth J H. 1999. Diagnostic Citology and Hematology of the Dog and Cat. 2 d ed. Mosby Inc. St. Louis, USA. Davidson, M. G. Lumsden, J. H. 2000. Manual de Patología Clínica en Pequeños Animales. Harcourt. Latimer K, Mahaffey E, Prasse, K. 2003. Duncan,R & Prasse`s Veterinary Laboratory Medicine. Clinical Pathology. 4ª ed. BlackwelI Pub. Iowa. USA. Kaneko, J.J:; Harvey, J.W. Bruss, M.L. 1997.Clinical Biochemistry of Domestic Animals. 5ª ed. Academic Press. San Diego. Ca. USA. Kraft H. 1998. Métodos de Laboratorio en Medicina veterinaria de Mamíferos Domesticos. Ed. Acribia, S.A: Zaragoza. Latimer K, Mahaffey E, Prasse K. 2003. Duncan & Prasse Veterinary Laboratory Medicine. Clinical th Pathology. 4 Ed. Blackwell Pub. Iowa USA. Meyer, D. J.; Harvey, J. W. 1998. Veterinary Laboratory Medicine. Interpretacion & Diagnosis. 2ª ed. W:B: Saunders Company. Philadelphia, USA. Rudolph W, Villouta G. 2002. Manual de Hematología Clínica Veterinaria. Fac. Cs. Veterinarias y Pecuarias, Universidad de Chile. Thrall M A, Baker D C, Campbell T W, DeNicolla D, Fettman M J, Lassen E D, Rebar A, Weiser G. 2004. Veterinary Hematology and Clinical Chemistry. Lippincott Williams & Wilkins. Pennsylvania, USA. EXPLORACION CLINICA DE LOS ANIMALES DOMESTICOS Universidad Austral de Chile - 2006

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7.2 VALORES REFERENCIALES HEMATOLOGICOS EN ANIMALES DE GRANJA COMPONENTE

UNIDAD

BOVINO

OVINO

CAPRINO

ALPACA

SUINO

x10 /µL

6

5,0 - 8,5

9,0 - 15,0

8,0 - 18,0

7,1 - 13,0

5,0 - 8,0

Hematocrito

%

28 – 38

26 – 38

21 - 39

20 – 32

32 - 50

Hemoglobina

g/dL

9,8 - 13,0

9,0 - 13,0

8,6 - 14,2

9,2 -15,2

10,0 - 16,0

Fl

43 – 61

28 – 40

16 - 25

18 – 34

50 - 68

C Hb C M

g/dL

30 – 37

31 – 34

30 - 36

37 – 57

Eritrocitos nucleado

pc

0

0

0

0

0

µL

5000 -9500

4000 -12000

4000 - 13000

5000 -19000

11000 -22000

Basófilos

%

0–2

0–3

0-1

0–3

0-2

a

%

2 – 12

1 – 10

1-8

2 - 30

1 - 11

Neutrófilos

%

15 – 45

10 – 50

30 - 48

32 - 71

28 - 47

N. baciliformes

%

0–2

0–1

0-1

0-5

0-4

Linfocitos b

%

40 – 70

40 – 75

50 - 70

8 - 45

36 - 62

Monocitos

%

2–8

0–6

0-4

0-7

2 - 10

Basófilos

µL

0 – 200

0 – 300

0 - 100

0 - 400

0 - 400

Eosinófilos a

µL

200 - 1000

100 – 1000

100 - 700

200 - 5000

100 - 2000

Neutrófilos

µL

1000 - 4000

700 – 6000

1200 - 7200

2300 - 9500

3200 - 10000

N. baciliformes

µL

0 – 100

0 – 100

0 - 100

0 - 800

0 - 800

µL

2200 - 5800

2000 - 9000

2000 - 9000

400 - 6000

4500 - 13000

µL

100 – 700

0 – 700

0 - 600

0 - 1000

200 - 2000

x10 /µL

3

100 – 800

250 – 750

300 - 600

180 - 440

500 - 2000

Tiempo coagulación

Min.

4 – 15

3 – 14

2-7

<5

2-7

Tiempo de sangría

Min.

<5

<5

<5

<5

<5

SERIE ROJA Eritrocitos

VCM

SERIE BLANCA Leucocitos totales Fórmula relativa Eosinófilos

Fórmula absoluta

Linfocitos

b

Monocitos OTROS Plaquetas

a

Menor en animales jóvenes.

b

Mayor en animales jóvenes.


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7.3 VALORES REFERENCIALES HEMATOLOGICOS EN EQUINOS CANINOS FELINOS COMPONENTE

UNIDAD

SERIE ROJA

EQUINO

CANINO

FELINO

Deporte

Criollo

x10 /µL

6,6 – 11,4

5,9 – 9,4

5,5 - 8,5

5,0 - 10,0

Hematocrito

%

32 - 50

30- 47

37 - 50

24 - 45

Hemoglobina

g/dL

11,0 -17,8

10,7 -16,7

12,0 - 18,0

8,00 - 15,0

fL

37 - 54

40 - 61

60 - 77

39 - 55

C Hb C M

g/dL

32 - 39

32 - 39

32 - 37

30 - 35

Eritrocitos nucleados

pc

0

0

0

0

6

Eritrocitos

VCM

SERIE BLANCA Leucocitos totales

µL

5000 - 11000

8000 - 14000

5500 - 19500

Basófilos

%

0–3

0-1

0-1

a

%

1–8

1 - 10

2 - 12

Neutrófilos

%

33 – 70

55 - 75

35 - 75

N. baciliformes

%

0–3

0-3

0-3

Linfocitos b

%

24 – 60

12 - 30

20 - 55

Monocitos

%

0–7

1-7

1-4

Basófilos

µL

0 – 300

0 - 200

0 - 100

Eosinófilos a

µL

100 – 800

100 - 1500

100 - 1500

Neutrófilos

µL

2200 - 6100

3300 - 10000

2500 - 12500

N. baciliformes

µL

0 – 200

0 - 300

0 - 300

µL

1500 - 6500

1000 - 4500

1500 - 7000

µL

0 – 600

100 - 700

100 - 900

x10 /µL

3

90 – 210

200 - 500

300 - 800

Tiempo coagulación

min.

4 – 17

3 - 11

3 - 13

Tiempo de sangría

min.

<5

<5

<5

Fórmula relativa Eosinófilos

Fórmula absoluta

Linfocitos

b

Monocitos OTROS Plaquetas

a

Menor en animales jóvenes.

b

Mayor en animales jóvenes.


146

F G. Wittwer M

Patología Clínica

7.4 VALORES REFERENCIALES BIOQUIMICOS SANGUINEOS EN ANIMALES DE GRANJA UNIDAD

BOVINO#

OVINO

CAPRINO

ALPACA

SUINO

ALT (GPT)

U/L*

< 55

< 21

-

< 20

< 21

AST (GOT)

U/L*

< 150

< 90

< 90

< 190

< 60

Bilirrubina total

µmol/L

0,2 – 7,8

1,8 - 7,0

0,1 – 2,1

1,0 – 1,4

0,1 - 5,1

Bilirrubina directa

µmol/L

0,2 – 7,5

0 – 5,0

-

-

0,7 – 5,0

ß-OH butirato

mmol/L

0,02 – 0,60

0,20 - 0,60

-

0,01 - 0,12

-

Calcio

mmol/L

2,00 – 2,60

2,10 - 2,50

2,20 - 2,60

2,00 - 2,55

2,40 - 3,00

Carotenos

mg/L

6,0 – 14,0

-

-

3,10 - 5,50

1,50 - 3,90

CK

U/L*

< 94****

< 40

< 130

< 145-

< 2300

Cloruros

mmol/L

90 – 110

100 - 113

104 - 110

112 – 119

100 - 110

Cobre

µmol/L

10 – 22

17 - 27

10 - 22

-

20 - 44

Colesterol

mmol/l

2,7 – 5,3***

1,50 - 3,90

2,10 - 3,30

-

1,5 – 3,9

Cortisol

nmol/L

10 – 140

-

-

-

-

Creatinina

µmol/L

90 – 134

15 - 135

15 - 135

124 – 150

20 – 220

C. Cetónicos

mg/dl

< 10

< 10

< 10

< 10

< 10

Fósforo **

mmol/L

1,10 – 2,30

1,00 - 2,00

1,00 - 2,20

1,55 – 2,75

2,10 - 3,30

GD

U/L*

< 10

<6

<7

-

<7

Glucosa

mmol/L

2,5 – 4,1

2,4 - 4,4

2,8 - 5,2

4,1 – 6,4

4,0 - 6,4

GPx

U/gHb*

> 130

> 130

> 130

> 130

> 130

γGT

U/L*

< 39

< 32

-

< 40

< 65

Lactato

mmol/L

0,6 – 2,2

1,0 – 1,4

-

-

-

LDH

U/L*

< 2840

-

< 1250

< 520

< 1100

Magnesio

mmol/L

0,65 – 1,14

0,70 - 1,10

0,90 - 1,30

0,81 - 1,25

0,90 - 1,10

NEFAs

mg/L

30 – 100

-

-

-

-

Potasio

mmol/L

3,9 – 5,9

4,40 - 7,20

4,00 - 5,20

4,60 - 6,40

4,40 - 6,80

Proteínas total

g/L

66 – 90

68 - 88

60 - 84

54 – 72

55 - 85

Albúminas g/L

29 – 41

26 - 42

25 - 41

31 – 46

19 - 33

Globulinas g/L

28 – 52

31 - 51

20 - 48

14 – 36

47 - 63

Fibrinógeno g/L

1–5

1-5

1-5

1–5

1–5

< 196

< 365

< 228

< 170

< 370

SAP (FA)**

U/L*

Sodio

mmol/l

134 – 154

138 - 154

140 - 156

138 - 162

136 - 150

Tiroxina, T4

nmol/L

19 - 39

-

-

-

-

Triiodotironina T3

nmol/L

1,0 – 2,0

-

-

-

-

Triacilglicéroles

mmol/l

0,1 – 0,3

0,1 – 0,5

0,1 – 0,3

< 0,02

0,4 – 0,9

Urea

mmol/l

2,6 – 7,0

4,0 - 10,0

2,0 - 8,0

4,0 - 9,2

2,0 - 8,0

Zinc

µmol/l

8 – 24

12 - 21

10 - 41

-

10 - 23

Lactancia; * a 37ºC; ** 25 - 100% mayor en animales jóvenes; ***27% inferior en vacas preparto; **** < 500 U/L pos-ejercicio

#


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HOVE 282 Apuntes Pat Clin

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