Curso Introductorio a La Acarologia Aplicada

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002

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Curso Introductorio a la Acarología Aplicada

MORFOLOGÍA, TAXONOMÍA Y DIAGNOSTICO FITOSANITARIO DE ÁCAROS DE IMPORTANCIA AGRÍCOLA.

Dra. Lérida Almaguel Rojas

Laboratorio de Acarología. Instituto de Investigaciones de Sanidad Vegetal (INISAV). División de Biología. 110 y 5ta B # 514, Gaveta 634, 11300, Playa, Ciudad de La Habana, CUBA. E-mail: [email protected]

CIDISAV. 2004:83 pp. Registro legal:1226-2004. ISBN:.959-7111-24-1. CIDISAV. Ciudad de la Habana Cuba

Honduras 30/Sept. al 4/Oct. del 2002


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TABLA DE CONTENIDOS Tabla de Contenidos Contenidos _______ _______________ ________________ _______________ _______________ ________________ ________________ _______________ _________ 2 Indice de Figuras_________________________________________________________________4 1. Introducción Introducción _______ _______________ ________________ _______________ _______________ ________________ _______________ _______________ _____________6 _____6 2. Generalidades de la Clase Acari_________________________ Acari ___________________________________________________ __________________________ 7 2.1. Posición Posición Taxonómica Taxonómica de los ácaros _______ _______________ ________________ ________________ ________________ ___________7 ___7 2.2. Morfología Morfología general de los fitoácaros. fitoácaros. ________ ________________ ________________ _______________ _______________ __________8 __8 3. Importancia económica de los ácaros en la agricultura.________________________________ agricultura._________ _______________________ 20 3.1. Importancia Importancia general. _______ _______________ ________________ ________________ ________________ _______________ ______________20 _______20 3.2. Especies de ácaros de interés para la cuarentena en diferentes países u organismos regionales._____________________________________________________________21 4. Caracterización morfológica y bioecológica de las principales familias y especies de ácaros fitófagos.____________________________________________________________________25 4.1. Clasificación de los ácaros de interés agrícola.________________________ agrícola. _________________________________ _________25 25 4.2. Ciclo evolutivo de las principales familias de ácaros fitófagos. ____________________ 47 4.3. Características bioecológicas y medidas de lucha de las principales especies de ácaros fitófagos fitófagos por familia familia y cultivo, según según los resultados resultados obtenidos obtenidos en Cuba. ________ ____________49 ____49 4.3.1. Especies Especies por familias.________ familias._______________ _______________ ________________ _______________ _____________ ______ 49 4.3.2. Especies Especies plagas por cultivos cultivos agrícolas. agrícolas. _______ _______________ ________________ _______________ _______ 50 4.3.2.1 Arroz (Oryza sativa)_____________ sativa)_____________________ _______________ _______________ ________________ __________ 50 4.3.2.1.1 Steneotarsonemus spinki, Smiley (Ácaro del vaneado de la panícula del arroz) _______________ _______________________ _______________ _______________ ________________ ________________ __________50 __50 4.3.2.2 Cítrico Cítrico (Citrus (Citrus spp)________________ spp)________________________ ________________ _______________ ______________ _______ 52 4.3.2.2.1 Phyllocoptrut Phyllocoptrutaa oleivora (ácaro del moho). _______________ _______________________ ____________52 ____52 4.3.2.2.2 Polyphagotarso Polyphagotarsonemus nemus latus latus (ácaro blanco) blanco) ________________ _______________________ __________55 ___55 4.3.2.2.3 Panonychus Panonychus citri (ácaro (ácaro rojo de de los cítricos) cítricos) ________________ ________________________ _________58 _58 4.3.2.2.4 Brevipalpus phoenicis. (ácaro chato de los cítricos)(Foto 13, 14) _________58 _________ 58 4.3.2.2.5 Eutetranychus Eutetranychus banksi. banksi. (ácaro de Texas) Texas) _______________ ______________________ ______________59 _______59 4.3.2.3 . Plátano ( Musa )___________________________ ________________ _______________ __________ ___ 60 Musa sp p)___________________ 4.3.2.3.1 Tetranychus Tetranychus tumidus tumidus (araña roja del plátano) plátano) ________________ ________________________60 ________60 4.3.2.4 . Papa (Solanum tuberosum). tuberosum). ________ ________________ ________________ _______________ ______________ _______ 63 4.3.2.4.1 P. latus (ácaro blanco) blanco) _______________ _______________________ _______________ _______________ ____________63 ____63 4.3.2.5 . Pimiento (Capsicum spp.) ____ ________ ________ ________ ________ _______ _______ ________ ________ ________ ____ 64 4.3.2.5.1 P. latus (ácaro blanco) blanco) _______________ _______________________ _______________ _______________ ____________64 ____64 4.3.2.6 . Tomate ( Lycopersicum Wild). ________ _______________ _______________ ___________ ___ 65 Lycopersicum esculentum, Wild). 4.3.2.6.1 Aculops lycopersici (Massee) (ácaro (ácar o tostador del tomate) _______________ 65 4.3.2.7 . Ajo ( Allium _______ _______ ________ ________ ________ ________ _______ _______ ________ ________ ____ 66 Allium sativa L) ____ 4.3.2.7.1 Eriophyes tulipae Keifer (ácaro del vaneado del bulbo)_________________66


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TABLA DE CONTENIDOS Tabla de Contenidos Contenidos _______ _______________ ________________ _______________ _______________ ________________ ________________ _______________ _________ 2 Indice de Figuras_________________________________________________________________4 1. Introducción Introducción _______ _______________ ________________ _______________ _______________ ________________ _______________ _______________ _____________6 _____6 2. Generalidades de la Clase Acari_________________________ Acari ___________________________________________________ __________________________ 7 2.1. Posición Posición Taxonómica Taxonómica de los ácaros _______ _______________ ________________ ________________ ________________ ___________7 ___7 2.2. Morfología Morfología general de los fitoácaros. fitoácaros. ________ ________________ ________________ _______________ _______________ __________8 __8 3. Importancia económica de los ácaros en la agricultura.________________________________ agricultura._________ _______________________ 20 3.1. Importancia Importancia general. _______ _______________ ________________ ________________ ________________ _______________ ______________20 _______20 3.2. Especies de ácaros de interés para la cuarentena en diferentes países u organismos regionales._____________________________________________________________21 4. Caracterización morfológica y bioecológica de las principales familias y especies de ácaros fitófagos.____________________________________________________________________25 4.1. Clasificación de los ácaros de interés agrícola.________________________ agrícola. _________________________________ _________25 25 4.2. Ciclo evolutivo de las principales familias de ácaros fitófagos. ____________________ 47 4.3. Características bioecológicas y medidas de lucha de las principales especies de ácaros fitófagos fitófagos por familia familia y cultivo, según según los resultados resultados obtenidos obtenidos en Cuba. ________ ____________49 ____49 4.3.1. Especies Especies por familias.________ familias._______________ _______________ ________________ _______________ _____________ ______ 49 4.3.2. Especies Especies plagas por cultivos cultivos agrícolas. agrícolas. _______ _______________ ________________ _______________ _______ 50 4.3.2.1 Arroz (Oryza sativa)_____________ sativa)_____________________ _______________ _______________ ________________ __________ 50 4.3.2.1.1 Steneotarsonemus spinki, Smiley (Ácaro del vaneado de la panícula del arroz) _______________ _______________________ _______________ _______________ ________________ ________________ __________50 __50 4.3.2.2 Cítrico Cítrico (Citrus (Citrus spp)________________ spp)________________________ ________________ _______________ ______________ _______ 52 4.3.2.2.1 Phyllocoptrut Phyllocoptrutaa oleivora (ácaro del moho). _______________ _______________________ ____________52 ____52 4.3.2.2.2 Polyphagotarso Polyphagotarsonemus nemus latus latus (ácaro blanco) blanco) ________________ _______________________ __________55 ___55 4.3.2.2.3 Panonychus Panonychus citri (ácaro (ácaro rojo de de los cítricos) cítricos) ________________ ________________________ _________58 _58 4.3.2.2.4 Brevipalpus phoenicis. (ácaro chato de los cítricos)(Foto 13, 14) _________58 _________ 58 4.3.2.2.5 Eutetranychus Eutetranychus banksi. banksi. (ácaro de Texas) Texas) _______________ ______________________ ______________59 _______59 4.3.2.3 . Plátano ( Musa )___________________________ ________________ _______________ __________ ___ 60 Musa sp p)___________________ 4.3.2.3.1 Tetranychus Tetranychus tumidus tumidus (araña roja del plátano) plátano) ________________ ________________________60 ________60 4.3.2.4 . Papa (Solanum tuberosum). tuberosum). ________ ________________ ________________ _______________ ______________ _______ 63 4.3.2.4.1 P. latus (ácaro blanco) blanco) _______________ _______________________ _______________ _______________ ____________63 ____63 4.3.2.5 . Pimiento (Capsicum spp.) ____ ________ ________ ________ ________ _______ _______ ________ ________ ________ ____ 64 4.3.2.5.1 P. latus (ácaro blanco) blanco) _______________ _______________________ _______________ _______________ ____________64 ____64 4.3.2.6 . Tomate ( Lycopersicum Wild). ________ _______________ _______________ ___________ ___ 65 Lycopersicum esculentum, Wild). 4.3.2.6.1 Aculops lycopersici (Massee) (ácaro (ácar o tostador del tomate) _______________ 65 4.3.2.7 . Ajo ( Allium _______ _______ ________ ________ ________ ________ _______ _______ ________ ________ ____ 66 Allium sativa L) ____ 4.3.2.7.1 Eriophyes tulipae Keifer (ácaro del vaneado del bulbo)_________________66


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4.3.2.7.2 Rhizoglyphus setosus _________________________ ____________________________________________ ___________________ 68 4.3.2.8 . Coco (Cocos nucifera L.) _______ ______________ _______________ ________________ _______________ _________ __ 69 4.3.2.8.1 Eriophyes Eriophyes guerreronis (ácaro de la roña del cocotero). _______________ _________________69 __69 5. BIBLIOGRAFÍA BIBLIOGRAFÍA BÁSICA BÁSICA CONSULTAD CONSULTADA A _______ _______________ _______________ _______________ ________________ _________71 _71 ANEXO No. 1__________________________________________________________________73 ANEXO No. 2__________________________________________________________________77


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INDICE DE FIGURAS Figura 1. Vista dorsal (Acarina), mostrando las mayores divisiones del cuerpo de los los ácaros (Krantz 1978) ________ _______________ _______________ ________________ _______________ _______________ _______________ _______________ ________________ __________ 7 Figura 2. Diferentes Diferentes forma del del cuerpo de los los ácaros (Acariodea, (Acariodea, Teranicho Teranichoidea idea y Eriophoidea Eriophoidea)) ___ 8 Figura 3. Vista dorsal dorsal (A) y ventral ventral (B) del Gnatosom Gnatosomaa o capítulo capítulo (Tetranychidae) (Tetranychidae).. ________ ____________ ____ 9 Figura 4. Tipos de quelíceros (1,2 y 3) y palpos o pedipalpos (4) en Acarina________________ Acarina__________________ 10 Figura 5. Vista lateral de la pata (A) y sus segmentos (1,2,3,4,5,6) y diferentes formas de la parte final del tarso tarso (B,C,D), correspondi correspondientes entes a la familia familia Tetranychidae. Tetranychidae. ________ _______________ ___________ ____ 11 Figura 6. Vista Vista dorsal y ventral ventral del del gnatosoma gnatosoma de de Tetranychidae Tetranychidae.. Posición Posición del peritrem peritrema. a. ______ 14 Figura 7. Vista lateral de diferentes formas de aedeagus de Tetranychus sp p (A) y ventral (B) en Acaridae. Acaridae. ________ ________________ _______________ _______________ ________________ ________________ _______________ _______________ ____________ ____ 15 Figura 8.Vista ventral del opistosoma de las hembras de Tetranychidae(A) y de Tenuipalpidae(B) mostrando mostrando el área genital. _______ _______________ _______________ _______________ ________________ _______________ _______________ ________ 15 Figura 9. Vista dorsal de la hembra y el macho de Eutetranychus banksi (Tetranychidae). Mostrando Mostrando un fuerte dimorfism dimorfismoo sexual. ________ ________________ ________________ ________________ ________________ __________ 16 Figura 10. Phytoseuilus persimilis / T.urticae __________________________ _________________________________________ _______________ 17 Figura 11. Población de Rhyzoglyphus robini sobre el el bulbo bulbo de gladiolo gladiolo de suelos infestados infestados ___ 18 Figura 12. Daños y población de Tetranychus tumidus en hojas hojas de fríjol. fríjol. _______ _______________ ____________ ____ 18 Figura 13. Alta població poblaciónn de acáridos acáridos alimentándose alimentándose en en productos productos almacenados. almacenados. ________ _____________ _____ 19 Figura 14. Vista ventral Tetranychus sp(hembra), mostrando el quelícero transformado en estilete, contenido en el estiloforo(A). Ambulacro con pelos aferradores (B) y garra sin pelos aferradores(C) aferradores(C) _______ _______________ _______________ _______________ ________________ _______________ _______________ ________________ __________ 25 Figura 15. Vista dorsal del gnatosoma y el aparato bucal de acáridos (A), palpos rudimentarios(B); tarso I de la hembra hembra (C) y IV del del macho(D), macho(D), mostrando mostrando la la carúncula carúncula y la garra garra o uña ______ 26 Figura 16. Vista Vista lateral lateral de la hembra hembra adulta adulta de eriofidos eriofidos (A) y dorsal dorsal del escudo (B) (B) ________ __________ __ 27 Figura 17. Vista dorsal y ventral del macho (1) y de la hembra (2)de Tarsonemidae (Stneotarsonemus sp.). _______ _______________ ________________ ________________ _______________ _______________ ________________ __________ 27 Figura 18. Vista dorsal (A), ventral (B) y palpo (C) de Tetranychus urticae . ___ ______ _____ _____ _____ _____ ___ 28 Figura 19. Dolychotetranychus floridanus. Arriba, aspecto dorsal y ventral con detalles del chaetophoro. Abajo izquierda, aspecto dorsal del macho y detalle del chaetophoro, derecha arriba tarso tarso I del macho, debajo, debajo, tarso I de la hembra. _______ _______________ ________________ ________________ ________ 29 Figura 20. Eriophyes guerreronis. Hembra: SA, Vista lateral de la parte anterior del escudo y las patas; ES, microtubérculos laterales; CS, telosoma o región caudal; L1, primer par de patas; F, garra o uña plumosa; DA, patrón del escudo; AP1, estructura genital interna de la hembra; GF1; coxas y genitalia externa de la hembra (Tomado de Keifer et al., 19 1982 82)) __ ____ _____ _____ _____ ___ 31 Figura 21. Eriophyes tulipae. Hembra: S, Vista Vista lateral del cuerpo; A, patrón del escudo dorsal; ES, microtubérculos laterales; F, garra o uña plumosa; GF1, coxas y genitalia externa; AP1, estructura genital interna de la hembra de la hembra; L, primer y 2do par de patas (Tomado de Keifer et al., 1982) _______ _______________ _______________ _______________ _______________ _______________ ________________ _____________ _____ 32 Figura 22. Phyllocoptruta oleivora. Hembra: D, vista dorsal del cuerpo; F, garra o uña plumosa; S, vista lateral del cuerpo; AP1, estructura genital interna interna de la hembra de la hembra; ES, microtubérculos laterales; GF1, coxas y genitalia externa; SA, vista lateral del rostro, primer y 2do par de patas (Tomado de Keifer et al., 1982)_______ 1982) _______________ _______________ _______________ _____________ _____ 33 Figura 23. Aculops lycopersici. Hembra: S, vista lateral del cuerpo; F, garra o uña plumosa; DA, patrón del escudo dorsal; ES, microtubérculos laterales; AP1, estructura genital interna de la


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hembra; GF1, coxas y genitalia externa; L, primer y 2do par de patas (Tomado de Keifer et al., 1982) _____________________________________________________________________ 34 Figura 24. Hembra de Tenuipalpidae: Vista ventral (A) y dorsal (B) con detalles de la placa anal y genital y el patrón de setas. Detalle del palpo (C) y el tarso II (D) (Livschitz y Salinas , 1968)39 Figura 25 Morfología de Tarsonemidae (Tomada de Beer y Nucifora,1965) _________________ 41 Figura 26 Modificaciones morfológicas de la pata IV del macho, en varios géneros de la familia Tarsonemidae(Polyphagotarsonemus, Steneotarsonemus y Tarsonemus). _______________ 42 Figura 27. Polyphagotarsonemus latus. Vista dorsal y ventral de la hembra y el macho; características de las setas y del IV par de patas de ambos sexos(Almaguel, 1978). ________ 43 Figura 28. Steneotarsonemus spinki: Vista dorsal y ventral del macho y la hembra. Características de las patas, patrón y del órgano pseudoestigmático (Tomado de Smiley,1967). __________ 44 Figura 29. Rhizoglyphus echinopus. Arriba, Macho; Abajo, hembra: Vista ventral y dorsal de ambos sexos mostrando la morfología externa y de utilidad para la identificación de los acáridos. __ 45


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1. Introducción Los ácaros en sentido general, son considerados como los artrópodos de menor talla, sus características etológicas y morfológicas explican la ausencia relativa de estudios e investigaciones de acarología agrícola realizadas en los países en vías de desarrollo y de los cuales somos mayoría en nuestra región; Así sólo Brasil, México, Chile, Cuba y Argentina registran resultados en el campo de los fitoácaros, también algunas individualidades en Venezuela, Colombia, Costa Rica, Puerto Rico y Perú. Canadá y Estados Unidos de Norteamérica, han alcanzado un alto desarrollo en la acarología agrícola, en especial este último rebasa los mayores niveles cuantitativos y cualitativos en el ámbito mundial y constituye una valiosa fuente de información científica y de transferencia de resultados, en particular los de la Florida y parte de California. En el recién terminado XI Congreso Internacional de Acarologia (8 al 13 de septiembre del 2002, Mérida México), se ratificó la legitimación oficial de la Sociedad Latinoamericana de Acarología (SLA), cuyo propósito fundamental es el desarrollo de esta ciencia en Latinoamérica y el Caribe. Además según los resultados del propio Congreso se pudo constatar que los problemas de plagas acarinas son semejantes en todos los países de la región, con las diferencias que establecen los tipos de climas y cultivos, así como las propias de las especies fitófagas. Los principales problemas de ácaros en la región (especies indicadas como plagas peligrosas) se presentan con Polyphagotarsonemus latus (Tarsonemidae) en varios cultivos (papa, algodón, pimiento, cítricos entre otros); Aceria (Eriophyes) guerreronis en coco, Phyllocoptruta oleivora en cítricos y Eriophyes tulipae en ajo (Eriophoidea); Brevipalpus sp p (Tenuipalpidae) en cítrico y café (asociados con enfermedades virales); Mononychellus tinajoa en yuca, Oligonychus coffeae (Tetranychidae). Otras más recientes: Aceria manguiferae en mango; Steneotarsonemus spinki (Tarsonemidae) en arroz; Schizotetranychus industanicus en cítrico y Olygonychus perseae en aguacate (Tetranychidae) y Aceria tosichela (Eriophydae) en ajo (Trabajos presentados en el XI Congreso Internacional de Acarología). Las indicaciones antes señaladas apuntan la necesidad de preparar técnicos capacitados en nuestros países, no sólo para evitar o disminuir las pérdidas ocasionadas por las especies presentes en cada uno de ellos, sino también para evitar la introducción de nuevos agentes nocivos. La detección, diagnóstico y caracterización constituyen los primeros elementos básicos para lograr estos objetivos y hacia ello esta dirigido este primer curso para la preparación de técnicos de Honduras por interés del proyecto VIFINEX-OIRSA.


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2. Generalidades de la Clase Acari Los ácaros son un grupo megadiverso. Su origen y filogenia siempre han sido aspectos debatidos por los especialitas ya que la multitud de formas, colores, hábitos, morfología y comportamientos son extremadamente variables. La más antigua referencia de los ácaros viene de Homero (850 a.c.), cuando en la Odisea relata sobre el regreso de Ulises, hay una frase que dice textualmente “allí estaba Argos (el perro) cubierto de garrapatas”. Aristóteles hace mención de Akari (singular) palabra griega que significa polilla, de ahí paso al latín Acari (plural) y a acarus (en singular) (Hoffmann y López- Campos, 2000).

2.1. Posición Taxonómica de los ácaros Según Krantz ,1978: Phyllum : Artropoda Clase: Arácnida Subclase: Acari Los ácaros y las garrapatas se distinguen de las arañas a través de la siguiente clave: 1. Las piezas bucales están insertadas anteriormente en el cefalotórax, el cual está compuesto por la fusión de la cabeza y los segmentos toráxicos y qué se conecta a la porción abdominal por un pedicelo estrecho; patas insertadas en el cefalotórax...................... Subclase Araneae. 2. Las piezas bucales están encerradas en la parte anterior de un discreto gnathosoma; las patas se insertan en el podosoma (segmento del cuerpo después del gnathosoma) fusionado con el segmento posterior (opisthosoma) para formar el idiosoma................................ Subclase Acari (Figura 1).

Figura 1. Vista dorsal (Acarina), mostrando las mayores divisiones del cuerpo de los ácaros (Krantz 1978)


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Hoffmann (2000), al igual que otros autores, considera los ácaros como una clase para facilitar la comprensión e incluir la diversidad de nuevos taxones descritos. Nomenclatura de las taxas de la clase Acari, por diferentes autores. Baker y Wharton 1952

Evans et al 1961

Notostigmata Ixodides Holothyroidea Mesostigmata Trombidiformes Oribatei Acaridia

Notostigmata Metastigmata Tetrastigmata Mesostigmata Prostigmata Cryptostigmata Astigmata

Van der Hammen 1968 Krant 1978 Opilioacarida Ixodida Holothyrida Gamasida Actinedida Oribatida Acaridida

Johnson 1982, Norton et al, 1983. Opilioacarida Ixodida Holothyrida Mesostigmata Prostigmata Oribatida Astigmata

Los ácaros de mayor interés por su asociación con las plantas están incluidos en los grupos señalados en negrita.

Muchos autores utilizan indistintamente esta nomenclatura sin definir el nivel taxonómico, debido a la diversidad de teorías, la aparición constantes de nuevas formas acarinas y el incremento de estudios básicos que contribuyen al conocimiento de la evolución y la filogenia de los ácaros.

2.2. Morfología general de los fitoácaros. Morfología externa. Son pequeños organismos cuya talla oscila entre 0.2 y 1 mm presentando variadas formas (globosos, ovalados, elípticos, vermiformes) (Figura 2), colores desde amarillo pálido hasta tonos intensos de verde, pasando por naranja, pardo a rojo negro. La coloración varia con la ontogenia, las condiciones climáticas y la alimentación entre otros factores, en muchos casos es transparente y la coloración es atribuible al alimento en su interior.

Figura 2. Diferentes forma del cuerpo de los ácaros (Acariodea, Teranichoidea y Eriophoidea)


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Como en otros artrópodos el integumento (Tegumento) de los ácaros, consiste básicamente de una capa de células epiteliales, la hipodermis y capas esclerosadas de secreciones (Baker y Wharton, 1964). La cutícula realiza fundamentalmente una función de protección del organismo; regulación de la pérdida de agua; recepción de los estímulos exteriores (pelos sensoriales) y como agente del sistema motor (inserción de lo músculos en la cutícula). Esta compuesto por tres capas: Cutícula (Procutícula), que a su vez consta de endocutícula (hypostracum) y exocutícula (ectocutícula); Epicutícula (epiostracum) y Tectostracum o cerotegumen. Los ácaros presentan glándulas dermales que son las encargadas de segregar sustancias cementantes a la epicutícula. Las glándulas opistosomales laterales (vesículas expulsatorias, glándulas de aceite, glándulas latero abdominales) son conspicuas estructuras de Astigmata y Oribátida. Ellas contienen un líquido altamente refractivo que puede estar coloreado de amarillo pardo o rojo. Michael (1901), sugiere que esta glándula sirve para lubricar la superficie del cuerpo mientras que Brody y Wharton (1970), están a favor de la función repugnatoria. Más recientemente se cree que tenga función de alarma de agregación y feromona sexual (Kuwahara et al, 1980; Myayen et al, 1980, Leal et al, 1989). Gnatosoma es la estructura en la que se encuentran las partes bucales. Está formada por la fusión de las coxas de los pedipalpos con la parte anterodorsal del propodosoma (tecto) y el deutoexterno de manera que forman un tubo. Por debajo del tecto se encuentran el primer artejo de los quelíceros y la base del gnatosoma recibe el nombre de subcapitulum; los enditos coxales o laterales de éste, asociados con elementos anteroventrales, conforman el hipostoma. El orificio bucal se localiza entre el labro y el hipostoma (Figura 3) (Krant 1978). Gnatosoma o capítulo comprende el epistoma, hipostoma, subcapítulo y las paredes laterales compuestas por las coxas palpales. Según el tipo de alimentación, el gnatosoma tiene sus variaciones. Esto se ve incluso en diferentes estadíos de desarrollo.

Figura 3. Vista dorsal (A) y ventral (B) del Gnatosoma o capítulo (Tetranychidae).


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Los quelíceros son el primer par de apéndices de los ácaros, generalmente tienen 3 artejos (basal, dedo fijo dorsal y móvil que es ventral) (Figura 4), pueden variar en estructura pero no su función (toma de alimento). Básicamente existen 2 tipos con diversas modificaciones: los quelados y los estiletiformes presente en los fitoácaros. Consisten en tres partes o artículos.1- artículo basal con músculos retractores adjuntos; 2- artículo medio articulado en la base incluye el dígito fijo en forma de gancho; 3- dígito móvil que se encuentra en posición ventral con respecto al digito fijo. Tienen setas mecanoreceptoras. En algunos Mesostigmata el macho tiene espermatóforo que puede ser libre distalmente o enteramente fusionado al dígito. En Actinotrichida tiene la apariencia de estructura bipartita y falta el artículo basal. Son quelados en la mayoría de Oribátidos, Astigmata y en algunos Prostigmata como Rhagididae y Labidostomatidae. En Prostigmata los quelíceros tienen una variación grande. Las quelas son modificadas por la reducción del dígito fijo y el desarrollo del dígito móvil dentro de una estructura en forma de hoz, gancho o estilo. El desarrollo de los dígitos estiliformes a menudo viene acompañado de completa fusión de la base de los quelícero (Tetranychoidea, Raphignathidae, Caligonelidae, Tarsonemidae y algunas especies de Stigmaeidae y Tydeidae).

1 1.1. Leyenda (Fig.4)

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1. Quelíceros esteliformes (fitoácaros). 2. Queliceros con dedo fijo, móvil y base (Gamasidos). 3. Queliceros terminados en uña. 4. Pedipalpos (Tetranychidae)

Figura 4. Tipos de quelíceros (1,2 y 3) y palpos o pedipalpos (4) en Acarina

Los pedipalpos, segundo par de apéndices, con función quimiosensoriales y termotaxis (movimiento frente a estímulos directos), en los ácaros más evolucionados nunca están divididos en más de 6 segmentos y se nombran como los de las patas, en general son mas pequeños que los quelíceros (Figura 4). Son articulados en la región palpocoxal del gnatosoma y en la mayoría de los ácaros forma un apéndice libre como una rama que se extiende más allá del margen anterior del subcapítulo. Raramente y en ciertos Tarsonemina son extremadamente pequeños y no se extienden más allá de la cápsula gnatosomal. En Anactinotrichida constituidos por: Trocánter, fémur, gena , tibia, tarso y apotela. La fusión de la tibia con el tarso se ve en algunos Uropodina, Antennophorina y probablemente algunos Ixodida.


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En Actinotrichida: Gran variedad de segmentación y formas. Consta de Trocánter, fémur, gena, tibia y tarso. Pueden ser raptoriales como en Cheyletoidea. Idiosoma está dividido en una región anterior y otra posterior a la altura de los pares de patas II y III por una sutura (sutura jugal) que divide al cuerpo en propodosoma e histerosoma (Figura 1). Puede presentar ornamentaciones en la parte dorsal de la cutícula. Las patas o apéndices locomotores se encuentran en el idiosoma. Las placas son estructuras esclerosadas que pueden encontrarse en las partes dorsal y ventral de los ácaros y que su origen puede ser: Unión de varios terguitos (dorsal) • Unión de varios esternitos (ventral) • Por alargamiento de las bases de varias sedas. • Patas. En estado larval casi todos los ácaros poseen tres pares de patas y cuatro pares en los siguientes estadíos; en Eriophyoidea todos sus estadíos tienen dos pares. Además de su función caminadora pueden servir para nadar, sensorialmente y para la cópula. La terminación puede ser de diferentes formas y estar constituida por el aparato empodio-ambulacral, terminar en uña o garra. Las patas están constituidas por artejos o segmentos (Podomeros), en general son 6; Coxa, Trocánter, Fémur, Gena, Tibia y Tarso (Figura 5), en algunos casos pretarso. Pueden variar de tamaño y forma así como fusionarse. La quetotaxia (forma y ubicación de las setas, pelos o cerdas) de las patas es de gran interés en la identificación taxonómica de los ácaros hasta nivel de especie. En Actinotrichida: Coxas incorporadas a la pared ventral del cuerpo. La quetotaxia consta de tres tipos de setas verdaderas. Comprenden la seta ordinaria, Eupathidial y famuli que son anisótropas mientras que el cuarto tipo (solenidio) es isotropica. Eupatidia (sencilla quimiosensorial) designada por la letra griega zeta ( ζ ) son proorales y subunguinales. El solenidio aparece sólo en la gena, tibia y tarso, designándose con la letra griega (σ ). La regeneración de miembros amputados no es común en los ácaros. Existe esta condición en Ixodida y Notostigmata.

Leyenda (Fig.5) A: Pata 1. Tarso 2. Tibia 3. Gena 4. Fémur 5.Trocánter 6. Coxa B: Bryobia sp. C: Tetranychus sp. D: Panonychus sp.

Figura 5. Vista lateral de la pata (A) y sus segmentos (1,2,3,4,5,6) y diferentes formas de la parte final del tarso (B,C,D), correspondientes a la familia Tetranychidae.


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Morfología interna. Aparato digestivo no es más que un tubo simple. Porción anterior o intestino anterior, formada por una faringe muscular y un esófago tubular, intestino medio y posterior. Intestino Anterior o Estomadeo, está compuesto por la boca, la faringe (órgano succionador) y el esófago y tiene la función de succionar los alimentos. Intestino Medio o Ventrículo es donde se realiza la asimilación de las sustancias nutritivas; en él se presentan invaginaciones que conforman los ciegos gástricos, cuya función es aumentar la superficie de absorción de los nutrientes, el número varía en los diferentes grupos de ácaros, también se le conoce como caeca. Intestino Posterior o Proctodeo está formado por el recto y el ano. Es donde se lleva a cabo la eliminación de las sustancias no digeribles y donde se encuentran los tubos de Malpighio, estos se encuentran flotando en la cavidad interna y son los encargados de recoger las sustancias de desechos del organismo, están conectados con el ano. En algunos Prostigmatas y Mesostigmatas se ha perdido la unión entre el intestino medio y el posterior, de tal forma que cuando esto sucede, el posterior actúa como un sistema separado del aparato digestivo y su función es colectar la guanina (sustancia de desecho) y sacarla a través del tubo excretor medio, el cual desemboca en el poro excretor. Glándulas accesorias al aparato digestivo. La parte interna del gnatosoma está ocupada casi totalmente por glándulas salivales, las cuales pueden ser tubulares o racimosas, en general desembocan cerca de la abertura oral y segregan sustancias proteolíticas. Las glándulas tienen funciones específicas y hay diferentes tipos: Glándulas de la piel; se encuentran en muchos acariformes y producen sustancias útiles como lubricantes y las quelicerales; se abren en la punta o base de los quelíceros y pueden estar relacionadas con la captura de presas, entre otras. La mayoría de las glándulas descargan su contenido a través de conductos que desembocan en la región bucal y subcapitular del gnatosoma o cerca de las coxas del primer par de patas (glándulas salivares). Se considera que las glándulas coxales tengan función osmoreguladora. Sobre la digestión es poco lo que se sabe. La digestión externa e interna sólo ha sido bien estudiada en las garrapatas. La secreción oral puede tener función de lubricación de los alimentos (en el caso de T. urticae, la lisis de los cloroplastos). El alimento es ingerido en forma líquida o semilíquida en muchos Mesostigmata y Prostigmata y en estado sólido la mayoría de Astigmata. Sistema muscular. Los ácaros poseen músculos estriados al igual que otros artrópodos y son los responsables de dar movimiento a las partes bucles, al gnatosoma completo, a los apéndices locomotores y a las aberturas genital y anal. Están insertados en las placas, los apodemas, epímeros o en la cutícula suave que se encuentra entre las placas (Resendíz 1985). Aparato excretor. Es bien primitivo y varía de unos a otros grupos. La excreción en el sentido estricto es ejecutada por los tubos de Malpigi adosados a la región postventricular del tracto


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alimenticio. Los órganos involucrados en el balance de agua e iones son: las glándulas coxales, salivares, papilas genitales y el órgano de Claparede. Los Túbulos de Malpigi en los arácnidos se desarrollan al final del mesenteron embriónico y se consideran de diferente origen al de los insectos: 2 pares de tubos en Holothyrida, un par en Notostigmata, Ixodida y Mesostigmata. Ausentes en Prostigmata y Oribátida pero están presentes en algunas familias de Astigmata. La mayor proporción de las excretas es guanina y ácido úrico.

Circulación, Sistema nervioso y órganos de los sentidos El sistema circulatorio de los ácaros es lagunar. La hemolinfa no sólo tiene función de transporte de nutrientes, mensajeros químicos como hormonas, sino también tiene un rol mecánico importante como soporte de los tejidos y para transmitir energía en forma de presión hidrostática. La hemolinfa es un líquido claro que contiene hemocitos (amebocitos, leucocitos), con forma triangular, oval, cuadrangular o estrellado. La circulación de la mayoría de los ácaros pequeños resulta por la acción de la musculatura del cuerpo y el movimiento de los órganos internos. En correspondencia con la pérdida de segmentación en los ácaros, el sistema nervioso central está fusionado en una masa ganglionar circunesofágica con nervios periféricos extendidos a varias partes del cuerpo. Estructuras sensoriales. El idiosoma de los ácaros está equipado con una gran variedad de receptores sensoriales de la cutícula y de setas o cerdas (pelos), con funciones táctiles y quimiorreceptores • • •

Sin sistema de poro (mecano sensitivas con inserción flexible) Con sistema de poro terminal (mecano y quimiorreceptor, inserción flexible o rígida) Con poros en la pared (con pared simple o doble)

Las sensillas birrefringentes comprenden los pelos ordinarios o tricobotrias. También pueden ser eupatidia (= acanthoides) y fámuli. La mayoría, si no todos, las setas y tricobotrias son mecanoreceptoras. El eupatidio es una sensilla con poro terminal probablemente con función gustativa/ mecánico y se localiza en los pedipalpos y patas. Los poros de los solenidios sugieren que tienen función olfatoria. La función de los famuli de los tarsos del primer par de patas y usualmente asociado al solenidio es desconocida. Tipo de receptor sensorial: Mecano-receptor; Quimio-receptor; Termo-receptor; Higro-receptor y Foto- receptor. El mecano receptor es un pelo ordinario con las siguientes funciones: Coordina el movimiento al caminar por el análisis de la presión en la cutícula tarsal por el peso del cuerpo; percepción de la gravedad y la detección del sustrato/ vibración del aire. Las lirifisuras miden fuerza o carga inducida por la actividad muscular, vibración del sustrato y presión de la hemolinfa. Las sensillas quimiorreceptores se diferencian de los mecano-receptores por el proceso dentrítico de dos o más neuronas que penetran en el lumen de la sensilla. Los olfatorios se concentran usualmente


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en el dorso del tarso y en algunos taxas, en la gena y tibia del primer par de patas. Los gustatorios están asociados al gnatosoma, especialmente el tarso del palpo y el tarso del primer par de patas. En los quelícero también pueden haber estructuras quimiorreceptores. Los ocelos se presentan en 2 a 3 pares, con lentes pigmentados y bien desarrollado en muchos grupos de ácaros. No se encuentran en Mesostigmata. En Actinotrichida tienen ocelos comúnmente en Prostigmata pero son raros en Astigmata y Oribátida. Un máximo de un par tienen en Astigmata y se encuentra en el prodorsum. Se supone que los ojos tengan muy baja resolución. En T. urticae, el ojo anterior es un scanner pero no forma imágenes. Tiene receptores para el verde y el UV. El segundo ojo es receptor no direccional y capta solo el UV. Sistema respiratorio es por traqueas que abren en un par de estigmas (Figura 6). Anactinotrichida: Notostigmata, el par de estigmas está localizado dorsalmente en el segundo y quinto segmento opistosomático. Mesostigmata, estigmas entre las coxas III y IV y la mayoría de los Ixodida, estigmas situados en la superficie ventrolateral del cuerpo posterior a las coxas IV. Actinotrichida: Prostigmata, estigmas localizados en la base del gnatosoma o más raramente en la superficie dorsal y anterolateral del prodorso. La diversidad en la forma y los componentes del sistema respiratorio y la posición de los estigmas depende de las modificaciones del gnatosoma, particularmente en los quelícero, por los diferentes métodos de alimentación. Astigmata: Están ausente los estigmas. Se ha reportado pseudoestigmas en algunas especies sobre el primer y segundo par de patas relacionadas a las aberturas anal y genital. Palpo Rostrum

Digito móvil del quelícero Peritrema

Figura 6. Vista dorsal y ventral del gnatosoma de Tetranychidae. Posición del peritrema.

Sistema Reproductivo (Figura 7). Órgano reproductor masculino y espermatogénesis. Un par o un testículo con un par o un vaso deferente o una vesícula seminal media y un conducto eyaculador. La sección terminal se desarrolla en un órgano intromitente llamado penis o Aedeagus. Las glándulas accesorias producen el fluido seminal y los espermatóforos se abren dentro de la vesícula seminal o en el conducto eyaculador.


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B

A Figura 7. Vista lateral de diferentes formas de aedeagus de Tetranychus sp p (A) y ventral (B) en Acaridae.

Órgano reproductor femenino u Oogénesis: Comprende un par o un ovario, un par o un oviducto, un útero medio, la vagina, receptáculo seminal, glándulas accesorias, cámara pregenital (vestíbulo, atrium genital). El sistema de acceso espermático conectado con el orificio genital y funcionando para la recepción (y en algunos casos para la maduración y el almacenamiento) del esperma. Está presente en Astigmata y algunos Mesostigmata y Prostigmata (Tetranychidae) (Figura 8).

a. placa pregenital; b placa genital

Figura 8.Vista ventral del opistosoma de las hembras de Tetranychidae(A) y de Tenuipalpidae(B) mostrando el área genital.


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Dimorfismo sexual. Es poco en Argasidos, Notostigmata y Oribatida. Para separar sexos en Notostigmata se basa usualmente en el número de setas en la región genital y pregenital y la ornamentación del área pregenital. En Oribátidos solo varían en el largo del cuerpo de las glándulas genitales. En Mesostigmata y Holothirida puede diferenciarse por la posición de las placas genitales que cubren el orificio genital. En algunos Mesostigmata aparecen otros caracteres sexuales secundarios como el espermatodáctilo en el dedo móvil del quelícero. El dimorfismo sexual es marcado en Astigmata pues poseen Aedeagus, en algunas especies hay presencia de ventosas anales y en el tarso IV. En Prostigmata es variable, muy marcado en Tarsonemidae y Tetranychidae (Figura 9). Es poco marcado en Eriophyoidea

Hembra

Macho

Figura 9. Vista dorsal de la hembra y el macho de Eutetranychus banksi ( Tetranychidae ). Mostrando un fuerte dimorfismo sexual.

La reproducción puede ser sexual y por partenogénesis, siendo esta última la más común en los ácaros. Arrenotoca. Cuando la descendencia obtenida por partenogénesis es sólo de machos haploides (n) procedentes de huevos no fecundados. Es frecuente en Mesostigmata, Prostigmata y Astigmata. Telitoca. Cuando la descendencia obtenida por partenogénesis es sólo de hembras, es menos frecuente, ocurre en Oribatida e Ixodida. Anfitoca. Cuando la descendencia obtenida por partenogénesis está formada por machos y hembras. Se reportó en Anoetidae. Pedogénesis. La reproducción en estado preadulto en los ácaros, es raro. Huevos pedogenéticos ocurren en ambos estadíos ninfales de Brevipalpus. La reproducción sexual (coito) se produce en condiciones normales en varios grupos de ácaros; en general la partenogénesis puede ser facultativa u obligada.


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Dispersión de los ácaros. Se dispersan por el aire (Anemoria). Los Tetranychidae han sido colectados a 3000 m de altura movidas por el aire. Utilizan el “balloning” al igual que las arañas con su tela. También los Eriophyoidea, y Tarsonemoidea entre otros. Otra vía es la dispersión con la ayuda de otros animales e insectos.

Hábitats y hábitos alimenticios. Iraola (1998), clasificó los ácaros según su forma de vida en:

Ácaros de forma de vida libre (no parásitos) Especies depredadoras. Normalmente tienen patas largas, escudo dorsal bien desarrollado y son de movimientos rápidos. Abundan estos depredadores entre los Mesostigmata y Prostigmata. •

•

En el suelo. Viven en la superficie exterior del suelo (musgos, humus y excrementos de los animales). Se alimentan de pequeños artrópodos y nematodos. En las partes aéreas de las plantas. Depredan especialmente sobre ácaros fitófagos y otros artrópodos (Figura 10).

Figura 10. Phytoseuilus persimilis / T.urticae •

•

•

En productos almacenados. Son ácaros de pequeño tamaño, poco esclerotizados que se mueven rápidamente. Depredan especialmente sobre los ácaros que se alimentan de los productos almacenados. En el litoral marino y zona intersticial. Se alimentan de los invertebrados que acuden a alimentarse de los cúmulos de materia orgánica que se forman al retirarse la marea. En el agua. Los ácaros acuáticos pertenecen, casi en su totalidad, a los Prostigmata agrupándose en la cohorte Hydrachnidia. Son ácaros relativamente grandes de colores muy llamativos. Es bastante común encontrar en sus patas largas sedas "nadadoras". Se alimentan


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de otros ácaros, pequeños crustáceos, isópodos e insectos. Existe una familia, Halacaridae, que ha colonizado los mares.

Especies fitófagas. •

Subterráneas. Son las que se alimentan de raíces o bulbos, perforando las células y absorbiendo el contenido, o triturando el tejido con los quelíceros. Se trata de ácaros poco esclerotizados, de patas cortas y movimientos lentos. Pertenecen generalmente a los astigmata (Figura 11) y Oribátidos.

Figura 11. Población de Rhyzoglyphus robini sobre el bulbo de gladiolo de suelos infestados •

En las partes aéreas de las plantas. Suelen tener los quelíceros modificados en forma de estilete. Se alimentan introduciendo el estilete en las células epidérmicas de la planta y succionando el contenido. Son de movimientos lentos o muy lentos, poco esclerotizados. Pertenecen al suborden Prostigmata (Figura 12).

Figura 12. Daños y población de Tetranychus

tumidus

en hojas de fríjol.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 •

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En productos almacenados. Se alimentan tanto de los productos como de los hongos que pueden crecer en ellos. De color blanco o translúcido, tienen forma redondeada, patas cortas y movimientos lentos. Pertenecen al suborden Astigmata (Figura 13).

Figura 13. Alta población de acáridos alimentándose en productos almacenados.

Especies micófagas. Muchas especies de ácaros de todos los tipos (excepto los Ixodida) se alimentan de hongos, incluso ácaros que son depredadores. La frontera entre este tipo de ácaros y el siguiente, no siempre es clara.

Especies saprófagas. Como en el caso anterior, en la mayoría de los subórdenes existen representantes en esta categoría, aunque la mayor parte pertenecen a los Oribatida. Desempeñan un papel importantísimo en la descomposición de la materia orgánica y en el reciclaje de los nutrientes. Existen tres categorías que cubren la mayor parte de la materia orgánica: 1. Los macrofitófagos que se alimentan de materia vegetal muerta y madera 2. Los microfitófagos lo hacen de hongos, bacterias y algas 3. Los panfitófagos que no muestran una especialización clara Este autor también incluye las especies foréticas; coprófagas; necrófagas; ectoparásitas y endoparásitas (vertebrados e invertebrados).


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3. Importancia económica de los ácaros en la agricultura. 3.1. Importancia general. Los sistemas agrícolas son simples con respectos a los naturales. La diversidad de especies de ácaros que se encuentran sobre las plantas es menor que la observada sobre la vegetación espontánea. A ello contribuye el monocultivo, practicas culturales, aplicación de químicos u otras que disminuyen la diversidad biológica de los agroecosistemas. Estas particularidades de los sistemas de cultivos tiene como consecuencias que aquellas especies adaptadas pueden manifestar oscilaciones en sus niveles de población que no son característicos de su patrón de crecimiento en medios naturales. Las comunidades de ácaros sobre plantas cultivadas son por lo general poco diversas, pero su abundancia relativa es mayor. Los grupos de ácaros asociados a los cultivos pueden ser micófagos, saprófagos y otros como los depredadores y auxiliares. Estos contribuyen a la disminución de las plagas directamente por su consumo (fitoseidos) o como alimento (tideidos) para éstos cuando no existen las presas (Plagas) para su alimentación, reproducción y equilibrio en esos sistemas de cultivo, sea sobre los ácaros o insectos como cóccidos, trips u otros. Los ácaros fitófagos se establecen en las plantas y con ayuda de sus quelíceros succionan directamente el contenido de células epidérmicas de las hojas y otros órganos, disminuyendo la capacidad fotosintética y produciendo alteraciones en el crecimiento de las plantas. En las hojas afectadas se incrementa agudamente la transpiración, se rompe el balance hídrico, se interrumpe el proceso de fotosíntesis y se producen pérdidas agrícolas. Esto ocurre cuando los niveles de población sobrepasan el límite de fitófagos a plagas agrícolas, siempre asociado a factores antropológicos, climáticos, tecnológicos y a las particularidades alimenticias, reproductivas y ecológicas de algunos de los grupos de ácaros: Eriofidos, Tetranicos, algunas especies de Acáridos y Tarsonemidos. Los ácaros plagas pueden afectar los cultivos y producir pérdidas por daños directos de alimentación ( Phyllocoptruta oleivora; Eriohpyes guerreronis ), además de eficientes vectores de graves enfermedades virales ( Eriophyes tulipae, Brevipalpus sp p), eficientes diseminadores de hongos y bacterias (Steneotarsonemus spinki; Rhyzoglyphus sp p) , así como la inyección de severos tóxicos en el proceso de alimentación ( Polyphagotarsonemus latus) y por último se ha observado que en los daños mecánicos producidos por estos fitófagos aparecen síntomas muy severos en su mayoría producidos por organismos oportunistas que agudizan el cuadro de daño y pérdidas de calidad y cantidad de las producciones agrícolas. Las acariosis conllevan al debilitamiento general de la planta, deformaciones de los órganos vegetativos y frutos, reducción de la cosecha. Se señalan 56-65 % de reducción de cosecha de frutos en manzano, 50-65 % en algodón, 47 % en bayas de cerezas, 30 a 70 % del rendimiento en arroz y hasta 70 % de frutas manchadas en cítricos. Frecuentemente los ácaros reducen la producción de vegetales, frutos y granos entre otras producciones de interés para la alimentación del hombre y los animales. Por las características de estos artrópodos y como ya se explicó anteriormente, el desconocimiento de las especies fitófagas, y por ende de aquellas que constituyen plagas para nuestros cultivos, es


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importante indicar la importancia de establecer en cada país y para cada cultivo de interés económico, más aun si se tiene en cuenta que ya están establecidas, barreras cuarentenarias para muchas plagas de cultivos que su primer objetivo es la exportación, así como limitar la entrada de organismos exóticos con los riegos económicos y ambientales que producen.

3.2. Especies de ácaros de interés para la cuarentena en diferentes países u organismos regionales. Hasta la década de los 70, sólo se encontraba entre las listas de ácaros plagas de interés para la cuarentena de la mayoría de los países en el ámbito mundial, Rhyzoglyphus echinopus (Acaridae). En Cuba se incluía además a Aceria tulipae (Eriophyidae), Panonychus ulmi Koch 1836; Bryobia praetiosa Koch (complejo) (Tetranychoidea) y Steneotarsonemus ( Phytonemus) pallidus Banks 1901 (Tarsonemidae). A mediados de los 80, por la diversidad del intercambio y la comercialización y por la inexistencia de requisitos cuarentenarios sobre los ácaros en la región y en el mundo, y el desarrollo alcanzado en el conocimiento y control de estas plagas en el país, se flexibilizó el grado de riesgo de este grupo. A partir de 1988, la detección en los cargamentos de P. ulmi Koch 1836; B.practiosa Koch (complejo); Oligonychus coffeae (Nietner) 1955; Brevipalpus lewisi Mc Gregor (Tetranychoidea) y P. pallidus Banks 1901, sólo se aplican las medidas de control orientadas. Sin embargo, en los últimos años del siglo pasado y en los primeros de éste, han aparecido varias organizaciones regionales y mundiales de Sanidad Vegetal que han elaborado exigencias fitosanitarias que abarcan un número mayor de especies (Almaguel, 2002). •

•

(Banks) (Acarina: Tenuipalpides*), por su asociación con el virus de la leprosis de los cítricos; COSAVE, elaboró una Ficha Cuarentenaria para todos los países miembros (http://www.protecnet.go.cr/cuarentena/leprosis.htm). Brevipalpus californicus

Steneotarsonemus pallidus. Fragaria sp p. (Frutilla, morango); MERCOSUR, estableció los

requisitos fitosanitarios generales y específicos para el manejo cuarentenario de esta especie (http://www.mercosur.org.uy/espanol/snor/normativa/resoluciones/1996/RES96107.htm) •

También aparecen requisitos de la OIRSA, sobre Plagas de cultivos de frutas por insectos y nematodos (http://ns1.oirsa.org.sv/Di05/Di0512/Manualparaelcontrolyaseguramiento0903.htm) en los países miembros que incluye los ácaros que se presentan en la próxima tabla.

NOMBRE CIENTÍFICO NOMBRE COMÚN PRODUCTO Oligonychus sp., sp. púnica, Araña roja Aguacate, papaya, mango, piña. Panonychus citri Brevipalpus sp., sp. phoenicis Acaro plano, arácnido Cítricos, papaya, mango, guayaba, (Geijskes), (Acari:Tenuipalpidae) falso. maracuya. Phyllocoptruta sp., sp. oleivora Cítricos. Fuente: Morton, N., 1997, Trabanino, R., s/f. * Aparece así en el documento revisado, debía decir Acari: Tenuipalpidae •

Listado de plagas cuarentenadas A1. SENASA (http://www.senasa.gob.pe/sanidadvegetal/vigilancia/lista-plagas-a1.htm) Posee un Listado en constante actualización, que tiene


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por objetivo definir a las plagas con mayor riesgo fitosanitario para los cultivos y de ellos mostramos las de ácaros de acuerdo a su ordenamiento taxonómico en la siguiente tabla:

1 2

ÁCAROS Aceria sheldoni Aculus sp p.

3

Brevipalpus chilensis

4 5 6 7 8 9

Brevipalpus californicus Brevipalpus formicus Brevipalpus obovatus Brevipalpus phoenicis Bryobia rubrioculus Diptacus gigantorhynchus

HOSPEDANTES Cítricos Ciruelo, Durazno, Manzano Frutales de carozo y Pepita, Vid, Chirimoyo, Frambuesa, Higuera, Cítricos Cítricos Cítricos Cítricos, Orégano, Vid Cítricos Frutales De Carozo Y Pepita Ciruelo

10 Eotetranychus lewisi

Cítricos, Papaya, Duraznero, Rosa, Forestales

11 12 13 14 15 16 17 18 19

Pera Cítricos Café Coníferas Ciruelo Pera Gladiolo Fresa Frutales, Vid

Epitrimerus pyri Eutetranychus orientalis Oligonychus coffeae Oligonychus perditus Phyllocoptes abaenus Phytoptus pseudoinsidiosus Steneotarsonemus laticeps Steneotarsonemus pallidus Tetranychus pacificus

•

También existen los R equisitos fitosanitarios para la importación de Frutas, hortalizas y tubérculos para consumo fresco o para la industria (GUIA TECNICA ARF 05/INTERNET feb/2002). El listado incluye como países de Origen: Alemania (De); Argentina (Ar); Bélgica (Be); Brasil (Br); Canadá (Ca); China (Cn); Chile (Cl); Colombia (Co); Cuba (Cu);Ecuador (Ec); El Salvador (Sv); España (Es); Estados Unidos (Us); Francia (Fr); Guatemala (Gt); Holanda (Nl); Honduras (Hn); Israel (Il); Italia (It); Kenia (Ke); México (Mx); Nicaragua (Ni); Noruega (No); Panamá (Pa); Perú (Pe); Puerto Rico (Pr); Taiwán (Tw); Turquía (Tr);Venezuela (Ve), pero sólo presentan referencias a ácaros los indicados en la siguiente tabla:


ISO

•

Nombre común

nombre científico

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Requisitos fitosanitarios

AR(Argent)

Ajo

Allium sativum

Envió libre de Eriophyes tulipae.

BR (Brasil)

Ajo

Allium sativum

Envió libre de Eriophyes tulipae.

CN China)

Ajo

Allium sativum

Envió libre de Eriophyes tulipae (Bromuro)

CL Chile)

Ajo

Allium sativum

Envió libre de Eriophyes tulipae

CL

Cebolla

Allium cepa


CL

Uva

Vitis vinifera

Certificado Fitosanitario. Envió Libre de Brevipalpus chilensis.

CU(Cuba)

Ajo

Allium sativum


US

Ajo. Cualquier Estado

Allium sativum


US

Cítricos. California

Citrus sp p.

No se autoriza su importación por , Eotetranychus yumensis.

GT(Guatem) Ajo

Allium sativum

Certificado tulipae

MX

Aguacate

Persea americana Envió libre de , Lorrya formosa.

MX

Ajo

Allium sativum

Envió libre de , Lorrya formosa

MX

Arveja

Pisum sativum

No se autoriza su importacion por: Oligonychus stickneyi

fitosanitario,

Eriophyes

En la Florida, casi cada mes, se descubre un nuevo artrópodo exótico. Algunos resultan ser plagas agrícolas serias. Desde 1986, 150 especies de insectos, arañas y ácaros han sido introducidos y establecido en el estado. Es probable que las poblaciones de algunas de estas especies no han persistido en la Florida; es igualmente probable que hayan muchos otros exóticos que no han sido descubiertos. La mayoría de los órdenes están representados, pero algunos predominan, como Thysanoptera. De 150 especies de artrópodos exóticos establecidos en la Florida desde 1986 hasta 2000, 9 de ellas eran acarinos y 8 fitoacaros (Ver Tabla ). El 1 de marzo de 2001, un nuevo ácaro exótico se identificó en Florida, colectados de una palma ( Ptychosperma sp.) en Lauderdale (Broward Co.). Este ácaro ( Eutetranychus sp) se ha encontrado subsecuentemente en, por lo menos, dos especies de palmas y dos de crotón (Codiaeum variegatum ) en la misma vecindad. Es una especie exótica y debe tratarse como una plaga potencialmente seria. Recientemente fue encontrado el eriofido Aceria zelkoviana Kim infestando un bonsai ( Zelkova serrata Makino) (Ulmaceae), importado de


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China en un jardín de la Florida. The Exotic Invasion of Florida (.http://doacs.state.fl.us/~pi/enpp/ento/entcirc/Entcirc74.pdf ) , (Actualizado enero 2001).

Familia Eriophyidae Varroidae Eriophyidae Eriophyidae Eriophyidae Eriophyidae Phytoptidae Eriophyidae

Especie

Año 1987 Acalitus ipomocarneae Keifer 1987 Varroa jacobsoni Oudemans 1991 Tegolophus perseaflorae Keifer 1993 Aceria letchii Keifer 1995 Cecidophyopsis n. sp. Vittacus bougainvilleae Abou-Award & El 1995 Banhawy Acathrix trymatus Keifer 1996 2000 Acercia zelkoviana Kim

Origen Neotropical Asia Neotropical Asia Asia África Asia Asia

En Australia se indica que aunque hay muchas especies de ácaros que son plagas mayores en agricultura, y aunque ellos ha importado (y continúa importando) varios de esos intrusos, todavía están libres de algunos de los más dañinos parásitos de plantas. Nuevas incursiones para la detección de una especie exótica, tan pequeña como un ácaro, demuestran que no siempre es fácil, como los recientes descubrimientos de dos plagas importadas, mucho más grandes - la Hormiga de Fuego Roja y la Hormiga Loca Amarilla. A menudo la introducción de las plagas, se detecta, después que se establecen y se mezclan con la fauna natural, coexistiendo hasta alcanzar altas poblaciones y comience a causar daño. La clave para resolver esta problemática, es la vigilancia exitosa y diagnóstico simple y rápido. ( http://www.uq.edu.au/entomology/project1.html#population.). Los elementos antes señalados y la frase final “La clave es vigilancia exitosa y diagnóstico simple y rápido” deben ser bien tomados en consideración en la ejecución de esta importante y difícil tarea de detectar, caracterizar y limitar los daños y la entrada de especies exóticas al país.


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4. Caracterización morfológica y bioecológica de las principales familias y especies de ácaros fitófagos. 4.1. Clasificación de los ácaros de interés agrícola. Según Evans 1992, la subclase Acari se divide en dos superórdenes: Acariformes (Actinotrichida) y Parasitiformes (Anactinotrichida), las cuales a su vez, se dividen en varios ordenes, pero sólo incluiremos los pertenecientes a los de Acariformes, superorden donde están ubicadas las familias y especies de interés como plagas agrícolas.

SUPERORDEN

ORDEN

ACARIFORMES

FAMILIA

ACTINEDIDOS (= Prostigmata)

ACARIDIDOS (= ASTIGMATA)

Eriophyidae Tetranychidae Tenuipalpidae Tarsonemidae

Acaridae

Características morfológicas distintiva de cada orden: ACTINEDIDOS: Quelícero generalmente en forma de estilete. Ambulacro de las patas muy variadas, pero nunca con 3 uñas (Figura 14)

A

B

C

Figura 14. Vista ventral Tetranychus sp(hembra), mostrando el quelícero transformado en estilete, contenido en el estiloforo(A). Ambulacro con pelos aferradores ( B) y garra sin pelos aferradores(C)


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ACARIDIDOS: Palpos pequeños con solo 2 segmentos. Quelíceros quelado–dentados. Ambulacro de las patas con una uña media (empodio) y un pulvillo o almohadilla asociada a ella (Figura 15). Sin estigmas ni peritrema. Ácaros poco esclerotizados, sin placas y con la cutícula blanquecina.

D A

B

C

Figura 15. Vista dorsal del gnatosoma y el aparato bucal de acáridos (A), palpos rudimentarios(B); tarso I de la hembra (C) y IV del macho(D), mostrando la carúncula y la garra o uña

Claves para ACTINEDIDOS que agrupan las plagas agrícolas. (Síntesis de la clave de familias de Actinedidos de García Marí et al, 1994) 1. Idiosoma fusiforme y anillado. Ácaros con solo 2 pares de patas, situadas cerca del gnatosoma, y aspecto vermiforme (Figura 16). Ácaros de tamaño muy pequeños, viviendo generalmente en el interior de agallas u otros tejidos vegetales------------- ERIOPHYOIDEA •

Idiosoma de forma variada, pero nunca vermiforme ni anillado. Ácaros con cuatro pares de patas en estado adulto y vida libre.----------------------------------------------------------------- 2

2. Gnatosoma con palpos y queliceros muy reducidos. Dorso del idiosoma cubierto con una serie de placas superpuestas, que se aprecian bien cuando se observan los ácaros de perfil. Vientre del idiosoma con apodemas prominentes (suturas) entre los dos primeros pares de patas. Hembra con el par de pata IV mas delgados que los anteriores y terminados en dos quetas (setas, cerdas, pelos) largas. Machos con el IV par de patas muy desarrollado y terminado en una fuerte uña (Figura 17). Ácaros de tamaño pequeño, color marrón o ámbar, poco móviles asociados a hongos melazas o son fitófagos----------------TARSONEMIDAE •

Gnatosoma con palpos simples o robustos, pero nunca con un complejo de quetas en forma de hoz y pectinadas. Idiosoma sin apodemas ventrales. Adultos con cuatro pares de patas idénticos ----------------------------------------------------------------------------------------------- 3

3. Parte basal de los quelíceros fusionada formando un estilóforo. Estiletes largos y recurvados basalmente ------------------------------------------------------------------------------------------- 4 4. Palpos robustos, con 5 segmentos y una uña en la tibia. Tarso del palpo transformado en una estructura en forma de dedo pulgar (proceso palpal), relacionado con la producción de seda (Figura 18). Ácaros globosos de tamaño medio a grande, y colores rojos o


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amarillentos, viviendo en colonias mas o menos numerosas y en la parte áreas de las plantas. Fitófagos.------------------------------------------------------------ TETRANYCHIDAE •

Palpos delgados y cilíndricos, de 1 a 5 segmentos, sin uña en la tibia ni proceso palpal (Figura 19). Ácaros de color rojo y pocos móviles. Cuerpo muy comprimido dorsoventralmente y patas cortas(ácaros planos). Fitófagos. ------------ TENUIPALPIDAE Seta dorsal Seta subdorsal

Base del rostro Línea admedial L. media

Seta accesoria L. submedial Seta lateral

2da seta 1era seta ventral ventral

Tubérculo dorsal Seta dorsal

1 Figura 16. Vista lateral de la hembra adulta de eriofidos (A) y dorsal del escudo (B)

Figura 17. Vista dorsal y ventral del macho (1) y de la hembra (2)de Tarsonemidae (Stneotarsonemus sp.).


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Leyenda de C e. Setas táctiles f. Seta en forma de club g. seta en forma de espina h. Perilla d. Uña de la tibia a. Fémur b. Gena c. Tibia

A

B

C

Figura 18. Vista dorsal (A), ventral (B) y palpo (C) de Tetranychus urticae .


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Figura 19. Dolychotetranychus floridanus. Arriba, aspecto dorsal y ventral con detalles del chaetophoro. Abajo izquierda, aspecto dorsal del macho y detalle del chaetophoro, derecha arriba tarso I del macho, debajo, tarso I de la hembra.

Figura 19. Dolychotetranychus floridanus. Arriba, aspecto dorsal y ventral con detalles del chaetophoro. Abajo izquierda, aspecto dorsal del macho y detalle del chaetophoro, derecha arriba tarso I del macho, debajo, tarso I de la hembra.

Clave de las especies (plagas agrícolas) por familia más importantes para Cuba. (Síntesis a partir de Moraza, 1999) Clave de las especies de Eriophyidae. 1. Opistosoma en forma de gusano, con anillos de igual forma tanto ventral como dorsalmente, al menos en las dos terceras partes anteriores del mismo. Anillos usualmente con muchos microtubérculos dorsales y ventrales. Escudo prodorsal no proyectado sobre la base del gnatosoma (ERIOPHYINAE).Tubérculo de la seda del escudo dorsal en o muy cerca del borde posterior del escudo con su eje de rotación transverso; la seda de este tubérculo dirigida posteriormente y divergentes. Coxas delanteras con 2 pares de sedas----------------- 2 •

Opistosoma usualmente fusiforme, con anillos más anchos y poco númerosos en el dorso que en la parte ventral. Anillos con pocos o ningún microtubérculo dorsal, presentes en la parte


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ventral. Escudo prodorsal con base ancha y proyección rígida anterior sobre la base del gnatosoma (PHYLLOCOPTINAE)------------------------------------------------------------------ 3 2. Coloración amarillenta; hembra con garra plumosa de 6 rayos. Escudo dorsal con línea media larga que sobrepasa el largo del escudo. Placa genital de la hembra con 9-12 surcos longitudinales. En Cocos nucifera (Figura 20)------------------- Eriophyes guerreronis Keifer •

Coloración blancuzca; hembra con garra plumosa de 7 rayos. Escudo dorsal con línea media corta, no llega a la mitad del largo del escudo. Placa genital de la hembra con 10 surcos longitudinales. En Allium sp p.(Figura 21)-------------------------------Eriophyes tulipae Keifer

3. Tubérculo de la seda del escudo dorsal usualmente ubicado a cierta distancia del borde posterior del escudo. Seda dorsal del escudo dirigida anterior, dorsal o convergente. Seda dorsal pequeña. Garra plumosa simple de 5 rayos. Surco dorsal ancho longitudinalmente. En Citrus sp p.(Figura 22) ---------------------------------------- Phyllocoptruta oleivora (Asmead) •

Tubérculo de la seda del escudo dorsal en o cerca del borde posterior del escudo. Seda dorsal del escudo dirigida posteriormente y divergente. Lóbulo frontal del escudo prodorsal usualmente más estrechamente redondeado. Seda dorsal del largo del escudo. Garra plumosa de 4 rayos sin surco dorsal. En Solanaceas (Figura 23)-------- Aculops lycopersici (Massee)


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Figura 20. Eriophyes guerreronis . Hembra: SA, Vista lateral de la parte anterior del escudo y las patas; ES, microtubérculos laterales; CS, telosoma o región caudal; L1, primer par de patas; F, garra o uña plumosa; DA, patrón del escudo; AP1, estructura genital interna de la hembra; GF1; coxas y genitalia externa de la hembra (Tomado de Keifer et al., 1982)


Figura 21. Eriophyes tulipae. Hembra: S, Vista lateral del cuerpo; A, patrón del escudo dorsal; ES, microtubérculos laterales; F, garra o uña plumosa; GF1, coxas y genitalia externa; AP1, estructura genital interna de la hembra de la hembra; L, primer y 2do par de patas (Tomado de Keifer et al., 1982)

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Figura 22. Phyllocoptruta oleivora. Hembra: D, vista dorsal del cuerpo; F, garra o uña plumosa; S, vista lateral del cuerpo; AP1, estructura genital interna de la hembra de la hembra; ES, microtubérculos laterales; GF1, coxas y genitalia externa; SA, vista lateral del rostro, primer y 2do par de patas (Tomado de Keifer et al., 1982)


Figura 23. Aculops lycopersici. Hembra: S, vista lateral del cuerpo; F, garra o uña plumosa; DA, patrón del escudo dorsal; ES, microtubérculos laterales; AP1, estructura genital interna de la hembra; GF1, coxas y genitalia externa; L, primer y 2do par de patas (Tomado de Keifer et al., 1982)

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Claves para superfamilias y familias de ácaros "Tetránicos"(Tomado de Livshitz y Salinas, 1968) 1 (10) Tibia de los palpos con una uña. Chaetophoro con 6-7 setas, uno o dos pares de setas verticales.............................................. ..(superfamilia TRETRANYCHOIDEA Reck,1952). 2 (5) Stilophoro usualmente destacado en la región delantera del cuerpo, su longitud generalmente no excede en dos veces su ancho. Palpos con 4 segmentos, con uña bien desarrollada en la tibia. Chaetophoro siempre con 7 setas. Setas post-anales presentes y setas sub-genitales ausentes. Orificio genital rodeado de pliegues curvos. Tarso I y II generalmente con doble setas. 3 (4) Un par de setas verticales, dos pares de setas anales. Ambulacros reducidos, con una o más setas y algunas veces reducido.(ver Figs 8,9,14,18).............................1 TRETRANYCHIDAE. 4 (3) Uno o dos pares de setas verticales, 3 pares de setas anales. Ambulacros siempre desarrollados, rectos o curvos con no menos de 2 setas. Empodio siempre con setas ................... 2 BRYOBIIDAE. 5 (2) Stilophoro no destacado, situado siempre dentro del cuerpo, su longitud generalmente más del doble del ancho. Palpos con 5 segmentos. Chaetophoro con 6-7 setas. Longitud del hipostoma más del doble del ancho de la base. No hay setas post-anales, generalmente hay setas sub-genitales. Área genital no destacada. Tarso I y II sin doble setas. Hay setas en forma de club o de bastón. 6 (7) Chaetophoro con 7 setas. 3 pares de setas propodosomales. Setas anales ramificadas. Ambulacros en su parte ventral usualmente con una hilera de setas................................................. ............................................................................................................ 3 ALLOCHAETOPHORIDAE. 7 (8) Chaetophoro con 6 setas. 4 pares de setas propodosomales. Setas anales no ramificadas. Ambulacros con 2 ó más hileras de setas. 8 (9) propodosoma con 2 pares de ojos. Setas genitales más subgenitales 4 pares. No hay setas en el fémur de los palpos. Coxa II con 2 setas.......................................................... 4 TUCKERELLIDAE 9 (8) Sin ojos. Setas genitales más subgenitales 3 pares. Fémur de los palpos con setas. Coxa II con una seta........................................ ...................................................................5 LINOTETRANIDAE. 10 (1) Tibia de los palpos sin uña. Chaetophoro no más de 3 setas. Un par de setas verticales (Ver Figs 8,19)........................................................................................................... 6 TENUIPALPIDAE.


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Clave para géneros de la familia Tetranychidae 1 (16) Tarso I con 2 doble seta, tarso II con una doble seta. Hebras con la perilla generalmente bien desarrollada. Seta del fémur de los palpos en los machos convertida en una fuerte espina. 2 (3) Propodosoma con un par de ojos. Región dorsal con aspecto reticulado en algunas zonas. Setas del dorso y algunas de las patas con aspecto foliáceo. Fémur I hasta 3 setas. Fémur IV sin setas. Empodio en forma de hoz, desprovisto de proyecciones... 1 TENUIPALPOIDES 3 (2) Propodosoma con dos pares de ojos. Dorso con arrugas sin zonas reticuladas. Setas dorsales sin aspecto foliáceo. Fémur I con mas de 3 setas, fémur IV con setas. Hembras con la región terminal del empodio dividida en 6 ó 7 agujas o en forma de hoz con hacecillos de agujas cercanos a la base. 4 (13) Setas dorsales y post-anales en las hembras en número de 15 pares: 2+4+6+4+4+4+2+4=30. Región ventral con 4 setas post-anales. 5 (8) Empodio en forma de hoz, hacecillos de aguja en la parte ventral. Hembras con región dorsal muy convexa. Peritrema sin gancho terminal. 6 (7) Setas dorsales gruesas y situadas sobre prominencias bien desarrolladas. Femur IV con una seta. Tibia I y II con 8 y 5 setas respectivamente. Doble-setas muy próximas en el tarso I (Figura 24)................................................................................................. 2 PANONYCHUS 7 (6) Setas dorsales finas y no situadas en prominencias. Mayor cantidad de setas en el fémur IV y en las tibias I y II que en Panonychus. Doble-setas del tarso I también más separadas que en el anterior......................................................................................................... 3 ALLONYCHUS 8 (5) Empodios divididos en su porción terminal en 2 - 7 agujas. Hembras con región dorsal ligeramente o muy convexa. Región terminal del peritrema a veces en forma de gancho. 9 (12) Región dorsal muy convexa. Setas dorsales situadas en grandes prominencias. 10 (11) Región terminal del peritrema sin gancho. Hembras con la porción distal del empodio del primer par de patas dividido hasta la mitad en dos agujas gruesas...............4 PERITETRANYCHUS 11 (10) Región terminal del peritrema con ganchos bien definidos. Hembras con la región terminal del empodio I dividido en un hacecillo de finas agujas................................ 5 NEOTETRANYCHUS 12 (9) Región dorsal más aplanada. Prominencias, si las hay, muy pequeñas...................................................................................................6 SCHIZOTETRANYCHUS 13 (4) Setas dorsales más post-anales en las hembras en número de 14 pares: 2+4+6+4+4+4+4=28 ó 2+4+6+4+4+4+2+2=28. Región ventral con 1 ó 2 pares de setas post-anales.


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14 (15) Empodio en forma de hoz con hacecillos de agujas en la región ventral. Doble-setas del tarso I situadas próximas .................................... 7 PARATETRANYCHUS (OLIGONYCHUS) 15 (14) Empodio dividido en su región terminal en 2 - 7 agujas. Doble-setas del tarso I distantes.(ver Fig.18)................................................................................. 8 TETRANYCHUS 16 (1) Tarsos I y II sin doble-setas. Setas típicas en forma de arco. Perilla del chaetophoro en las hembras recta y más o menos cónicas. 17 (20) Empodio pequeño en forma de hoz. Sin proyecciones. 18 (19) Setas dorsales más setas post-anales en número de 15 pares: 2+4+6+4+4+4+2+4=30. Dos pares de setas post-anales en la región ventral................................... 9 EURYTETRANYCHUS 19 (18) Setas dorsales más setas post-anales en número de 14 pares: 2+4+6+4+4+4+2+2=28. Un par de setas pos-anales en la región ventral.............................. 10 EURYTETRANYCHOIDES 20 (17) Sin empodio ................................................................................. 11 EUTETRANYCHUS

Clave para identificar especies del género Tetranychus 1 (4) Tarso I de las hembras con las setas proximales dispuestas en una línea a nivel de la segunda doble-seta. 2 (3) Perilla del aedeagus sin proyección posterior ............................................. 1 T. ludeni Zacher 3 (2) Perilla del aedeagus con proyección posterior ....................................... 2 T. desertorum Banks 4 (1) Tarso I de las hembra con las setas proximales detrás de la segunda doble-seta. 5 (8) Empodio I de las hembras con gancho bien desarrollado, no menor que un tercio del largo de las agujas. 6 (7) Proyección anterior del aedeagus redondeada y prominente, proyección posterior corta y aguda .......................................................................................................... 3 T. tumidus Banks 7 (6) Proyección anterior del aedeagus corta y angulosa, proyección posterior larga y aguda en forma de pico de ave ...................................................................... 3 T. mexicanus (McGregor) 8 (5) Empodio I de las hembras sin gancho o con gancho muy poco desarrollado. 9 (10) Perilla del aedeagus redondeada, su proyección anterior más desarrollada que la proyección posterior ........................................................................................ 5 T. neocaledonius André 10 (9) Proyección posterior del aedeagus aguda.


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11 (14) Perilla del aedeagus asimétrica, el eje longitudinal de la perilla forma un ángulo con el eje longitudinal del mango. 12 (13) Proyección posterior de la perilla del aedeagus considerablemente más larga que la proyección anterior ............................................................................. 6 T. marianae (McGregor) 13 (12) Proyección posterior de la perilla del aedeagus no más larga que la proyección anterior ......................................................................................................... 7 T. cinnabarinus (Boisduval) 14 (11) Perilla del aedeagus simétrica, su eje longitudinal paralelo al eje longitudinal del mango. Proyecciones anterior y posterior cortas y con el mismo ángulo................... 8 T. telarius (Linnaeus) GENERO EUTRANYCHUS Cuerpo de las hembras muy ancho, dorsalmente convexo, las setas dorsales más post-anales suman 15 pares: 2+4+6+4+4+4+2+4=30. Dos pares de setas post-anales. Setas dorsales de largo y forma variables, pueden o no estar situadas en prominencias. Región terminal del peritrema erecta y debilmente ensanchada. En los tarsos I y II no se encuentran las doble-setas típicas, sino setas sensoriales en forma de arco. Empodios completamente reducidos. Se conocen cuatro especies que son: E. banksi, E. schultzi, E. spinosus y E. pantopus.Para Cuba solo se conoce como fitófago E.banksi asociado a los cítricos.

Clave para identificar especies del género Schizotetranychus 1 (2) Setas dorsales en el histerosoma más cortas que la distancia entre-filas de setas. Tibia I con 8 setas táctiles. Ramas del empodio divididas, sólo en la región terminal, en 3 agujas muy finas. Perilla del chaetophoro 2.5 veces más largas que su ancho.... 1 Sch. caribbeanae (McGregor) 2 (1) Setas dorsales en el histerosoma más no más cortas que la distancia entre-filas de setas. Tibia I con 9 setas táctiles. Ramas del empodio con 3 pares de agujas bien desarrolladas. Largo de la perilla igual a su ancho ......................... ....................2 Sch. planki (McGregor)


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Aspectos de la morfología de los Tenuipalpidae (Figura 24; ver además Figs 8 y 19)

D

C A

Setas de A: a,b,c- Intercoxales d- Pregenitales e-Genitales Setas de B: g- Verticales h- Escapulares i- Centrales j- Sublaterales k- Laterales

1.

Figura 24. Hembra de Tenuipalpidae: Vista ventral ( A) y dorsal ( B) con detalles de la placa anal y genital y el patrón de setas. Detalle del palpo ( C) y el tarso II ( D) (Livschitz y Salinas , 1968)

Clave para géneros de la familia Tenuipalpidae (Ver Figs 8, 19 y 24) 1 (2) Palpos con 3-4 segmentos. Dos pares de setas anales. 12-14 pares de setas dorsales. Un par de setas sublaterales o carentes de ellas. 2 (7) Cuerpo ancho o medianamente ancho. Coxas III y IV situadas en la mitad del cuerpo. 12-14 pares de setas dorsales. 3 (6) Cuerpo oval u ovoide sin depresiones laterales a nivel de la coxa IV. Sin setas flageladas en la región terminal del cuerpo. Región dorsal del histerosoma generalmente con dos órganos en forma de cráter. Palpos con 4 segmentos. Un par de setas intercoxales II, situadas a nivel de la coxa III. Detrás de la sutura que divide ventralmente el propodosoma del histerosoma. Un par de setas intercoxales III. Placa pregenital bien desarrollada. 4 (5) 13-14 pares de setas dorsales. Un par de setas sublaterales. Las setas de la placa pregenital situadas en la región media. Seta sensorial del tarso I en situación dorsal, larga y aguda ....................................................................................................................... 3 CENOPALPUS 5 (4) 12-13 pares de setas dorsales. Sin setas sublaterales. Setas de la placa pregenital situadas en el tercio posterior. Seta sensorial del tarso I en situación dorsal, corta y ancha ...................................................................................................................... 4 BREVIPALPUS


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6 (3) Cuerpo generalmente deprimido lateralmente, a nivel de la coxa IV, que le da aspecto de pera o seta. El borde de la región terminal generalmente con 2 setas flageladas. 2 círculos en la región dorsal del histerosoma. Palpos con 1-3 segmentos. 1-2 pares de setas intercoxales II, situadas delante del surco que divide ventralmente el propodosoma del histerosoma. Hasta 6 pares de setas intercoxales III. Placa pregenital debilmente desarrollada... 5 TENUIPALPUS. 7 (2 ) Cuerpo alargado. Coxas III y IV desplazadas hacia el tercio posterior del cuerpo. 11-12 pares de setas dorsales .................................................................... 6 DOLICHOTETRANYCHUS

Clave para identificar especies del género Brevipalpus 1 (4) 6 pares de setas laterales. Región dorsocentral del propodosoma lisa. 2 (3) Tarso II con 2 setas sensoriales dorsalmente.................... 1 B. phoenicis (Geijskes) 3 (2) Tarso II con 1 seta sensorial dorsalmente..........................2 B. obovatus Donn 4 (1) 7 pares de setas laterales. Región dorsocentral del propodosoma lisa o con retículo. 5 (6) Región dorsal sin retículo. Órganos de cráter bien delimitados en forma de embudo. 6 (5) Región dorsal del cuerpo con retículo. Órganos de cráter con aspecto estrellado. 7 (8) Región dorsocentral del propodosoma lisa. Tarso II con una seta sensorial dorsalmente. Ninfa con las setas propodosomales y laterales de igual longitud, bien desarrolladas, lanceoladas y muy pubescentes .............................................................. 3 B. pseudolillium Livschitz n. sp. 8 (7) Región dorsocentral del propodosoma con retículo. Tarso II con 2 setas sensoriales dorsalmente. Ninfa con las setas verticales y segundo y tercer par de setas laterales muy cortas .............................................................................................. 4 B. californicus (Banks)

Género Dolichotetranychus. Cuerpo de las hembras alargado, a veces con una ligera depresión lateral, delante de la coxa III. Sin corona. Arrugas del dorso longitudinales. Sin arrugas transversales entre el metapodosoma y el opistosoma. Setas dorsales filiformes; estas suman 11-12 pares; entre ellas, el histerosoma presenta: dos pares dorsocentrales, 0-1 par de setas sublaterales y 6-7 pares laterales. Palpos con 3 segmentos. Coxas III y IV situadas en el tercio posterior del cuerpo, más desplazadas hacia atrás que en otros géneros de ácaros de cuerpo plano. Especie: floridanus (Banks), es un fitófago, que alcanza el status de plaga( muy restringida), ocasionalmente en Ciego de Ávila, Camagüey.


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Morfología de Tarsonemidae (Tomada de Beer y Nucifora,1965)(Figura 25)

Morfología externa de Tarsonemidae(Beer y Nucifora 1965)

1. Hembra típica de Tarsonemidae. A: Vista dorsal ( nomenclatura de las setas) P1 y P2, primera y segunda seta propodosomal órgano pseudoestigmático; Pe, pedicelo d1, seta dorsal y dc, dorso central histerosomales st, seta subterminal y te, seta terminal de la pata IV

B: Vista ventral ( los apodemas) ta, apodema transversal PS, ga, apodema genital

2. Macho típico de Tarsonemidae A: Vista dorsal (nomenclatura de las setas) B: Vista ventral ( los apodemas) P1, P2, P3 y P4, setas propodosomales dorsales ap1, ap2, ap3 y ap4, apod. ventrales H1, h2, h3 y h4, setas histerosomales dorsales am, apod. Medio anterior gp, papila genital te, apod. transversal CS, envoltura quericeral mp, apod. Medio posterior C: pata IV del macho. v1, primera y v2 segunda seta femoral ventral; t1, seta táctil de la tibia; d1, seta dorsal femoral Figura 25 Morfología de Tarsonemidae (Tomada de Beer y Nucifora,1965)


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Clave de las especies de Tarsonemidae 1. Hembra y macho con 4 pares de sedas coxales metapodosomales. Hembra con idiosoma oval. Pata I con garra empodial fuerte(Figura 27)------- ---------- Polyphagotarsonemus latus (Banks) •

Hembra y macho con 2 pares de sedas coxales metapodosomales------------------------------- 2

2. Hembra y macho con idiosoma elongado Presencia de lámina hialina bien desarrollada en el borde interno de la pata IV del macho (Figura 26 y 28). Ambos sexos tienen el gnatosoma tan largo como ancho. Estigma en la hembra localizado cerca de la seda v1. A podemas sejugales y postesternales reducidas. Palpos cortos convergentes adosados a la cápsula gnatosomal; la seta espinosa subunguinal del tarso I y la unguinal ú del tarso II y III es hendida o truncada apicalmente. Encontrado usualmente en Monocotiledóneas------------------------------------------------------------------------------------------------ Steneotarsonemus Beer •

Hembra y macho con idiosoma oval o piriforme. Carecen de lámina hialina en la pata IV del macho, de tener esta es pequeña. Gnatosoma más largo que ancho. Estigma en la hembra alejado de la seda v1. A podemas sejugales y postesternales bien desarrollados Palpos alargados; la seta espinosa subunguinal del tarso I y la unguinal ú del tarso II y III termina en punta. Sobre muchos substratos ---------------------------------------- -Tarsonemus Can. & Fanz.

Polyphagotarsonemus latus

Steneotarsonemus sp.

Tarsonemus sp.

Figura 26 Modificaciones morfológicas de la pata IV del macho, en varios géneros de la familia Tarsonemidae( Polyphagotarsonemus, Steneotarsonemus y Tarsonemus).


Hembra de P.latus

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Macho de P.latus

Figura 27. Polyphagotarsonemus latus. Vista dorsal y ventral de la hembra y el macho; características de las setas y del IV par de patas de ambos sexos(Almaguel, 1978).


Macho S.spinki 1. Vista dorsal 2. vista ventral

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Hembra de S.spinki 3. Vista dorsal 4. vista ventral

5 y 6. Pata I y II del macho 7 y 8. Pata I y II de la hembra 9. Órgano pseudoestigmático de la hembra de S.spinki Figura 28. Steneotarsonemus spinki : Vista dorsal y ventral del macho y la hembra. Características de las patas, patrón y del órgano pseudoestigmático (Tomado de Smiley,1967).


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Morfología de Acaridae (Figura 29) Quelíceros Hipostoma Apodemas Seta coxal Setas genitales

Escudo dorsal vi y ve= setas verticales, interna y externa Sci y sce = setas escapulares

Aedeagus Ventosa anal Glándula opistosomal

d = setas dorsocentrales (1,2,3,4) h = setas histerosomales (e,i) l = setas laterales (a,p) sa= setas anales(e,i) a = setas aranales 1 2

Bursa copulatoria

Figura 29. Rhizoglyphus echinopus. Arriba, Macho; Abajo, hembra: Vista ventral y dorsal de ambos sexos mostrando la morfología externa y de utilidad para la identificación de los acáridos.


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Clave de las especies de Acaridae (Figura 29) 1. Seda vertical externa ve cerca del ángulo anterior del escudo propodosomal dorsal al mismo nivel que vi o ligeramente posterior----------------------------------------------------------------2 •

Seda ve rudimentaria o ausente; cuando este presente, cerca del medio del borde lateral del escudo propodosomal----------------------------------------------------------------------------------4

2. En la gena I , sigma 1 es mas de tres veces el largo de sigma 2.Garra de la hembra nunca bífida. Fémur del macho con un proceso cónico ventralmente ------------------------- Acarus L. •

En la gena I, sigma 1 menos de tres veces el largo de sigma 2. Fémur del macho sin proceso cónico-----------------------------------------------------------------------------------------------------3

3. Seda escapular interna sci más larga que la escapular externa sce. Quelíceros y patas poco coloreadas-------------------------------------------------------------------- Tyrophagus. Oudemans •

Seda escapular interna sci más corta que la escapular externa sce. Quelíceros y patas de color rojo marrón ---------------------------------------------------------- Aleuroglyphus ovatus (Tropeau)

4. Cutícula finamente ornamentada con un patrón reticulado-------------------Suidasia Oudemans •

Cutícula lisa ---------------------------------------------------------------------------------------------5

5. En los tarsos I y II, la seda ba es en forma de espina cónica robusta y situada cerca de omega1----------------------------------------------------------------------------------------------------6 •

En tarso I y II, la seda ba es alargada y fina--------------------------------- Caloglyphus Berlese

6. Macho con dos pares de sedas post anales. Hembra con los dos pares posteriores de sedas anales mucho más largas que las otras----------------------------- Rhizoglyphus setosus Manson •

Macho con un par de sedas post anales. Seda sci corta (6-22 μ m). Hembra con los dos pares posteriores de sedas anales de igual tamaño que las otras--- --Rhizoglyphus robini Claparede

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre Octubre 2002

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4.2. Ciclo evolutivo de las principales familias de ácaros fitófagos. Se refiere a los diferentes estados de desarrollo por los cuales pasan los ácaros desde el huevo hasta el adulto (todos los referidos en estos grupos son ovíparos); estos artrópodos en general pasan por los siguientes estadíos; huevo, larva, ninfa y adulto; dentro del estado ninfal se pueden presentar diversos estadíos: protoninfa o ninfa I, deutoninfa o ninfa II y tritoninfa o ninfa III. A partir del estado larval, entre uno y otro estado y/o estadio se produce un estado inmóvil de reposo o muda. Este patrón de desarrollo varía en función de los grupos; para eriofidos del huevo emerge un individuo, que por sus características morfológicas y ontogénicas corresponde al estadio de ninfa I o protoninfa, se produce la muda y aparece deutoninfa, muy semejante al adulto, pero algo más pequeña, de color más claro y un desarrollo incompleto del aparato genital. El desarrollo larval puede ocurrir en el período de incubación del huevo, que para todos los ácaros es el mas largo y representa algo más del 50% del tiempo total. El adulto y los estadíos móviles de eriofidos poseen solo 2 pares de patas (Ver esquema). Huevo

Eriofidos Adulto

Proninf a

Deutoninfa

Los tarsonemidos presentan el ciclo de vida más simple y corto, dentro del grupo de los ácaros fitófagos. Pasa por 3 estados: huevo, larva y adulto (hembra y macho, dimorfismo sexual bien marcado desde la parte final de su única muda), no hay verdaderas ninfas, el adulto se forma dentro de la piel de la larva en muda o larva inactiva o falsa ninfa, ésta es hexápoda, pequeña y de color más claro que los adultos y se le llama larva activa (Ver esquema)

Huevo

Tarsonemidos Adulto

Larva

Al contrario que los tarsonemidos los acáridos poseen el ciclo más complejo y largo de los ácaros que estamos estudiando, posee el número de estados clásicos antes señalados, pero presenta tres estadíos ninfales, además en condiciones adversas en particular en el estadio de deutoninfa, produce una ninfa heteromórfica o Hipopus, muy resistente a estrés ambientales, alimentarios y muy eficiente para la diseminación forética, al menos en Rhyzoglyphus Rhyzoglyphus robinii y R. setosus, es facultativa y es la forma mas común de sobrevivencia en suelos sin restos de cosechan cultivo; en las condiciones de Cuba son móviles, a pesar de que muchos autores han planteado lo contrario. Presentan muchas modificaciones morfológicas con respecto a los estadíos ninfales normales y al adulto. Existen claves taxonómicas para su determinación (Ver esquema). esqu ema).


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Huevo Adulto

Acaridos Larv a

Tritoninfa Hipopus

Deutoninfa

Proton

Para los tetranicos y tenuipalpidos se cumple el esquema clásico; 4 estados (huevo, larva, ninfa y adulto, en general con dimorfismo sexual evidente en muchas especies), duración mayor que la de los eriofidos y menor que la de los acaridos (Ver esquema) Huevo Adulto

Tetranicos Tenuipalpidos

Deutoninfa

Larva Proton.

En general, la duración del ciclo biológico de los ácaros, depende no sólo de sus características genéticas, sino que es muy dependiente de la temperatura ambiente y de otros factores como la humedad relativa y la alimentación.


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4.3. Características bioecológicas y medidas de lucha de las principales especies de ácaros fitófagos por familia y cultivo, según los resultados obtenidos en Cuba. 4.3.1. Especies por familias. Eriophyiidae • • • •

Phyllocoptruta Phyllocoptruta oleivora oleivora Ashmead. Eriophyes guerreronis guerreronis Keifer. Eriophyes tulipae Keifer. Vasates ( Aculops) destructor destructor (Keifer).

Tetranychidae • • • •

Tetranychus tumidus Banks. Panonychus Panonychus citri (Mc Gregor). Eutetranychus Eutetranychus banksi banksi (Mc Gregor) Schizotetranychus caribbeanae (Mc Gregor).

Tarsonemidae • •

Polyphagotarsonem Polyphagotarsonemus us latus Beer y Nucifora. Steneotarsonemus spinki Smiley

Tenuipalpidae •

Brevipalpus Brevipalpus phoenicis phoenicis (Geijskes).

Acaridae • •

Rhizoglyphus Rhizoglyphus setosus setosus . Rhizoglyphus Rhizoglyphus robini.


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4.3.2. Especies plagas por cultivos agrícolas. 4.3.2.1 Arroz (Oryza sativa) Los ácaros tetraniquidos señalados en Cuba no han tenido interés económico y sólo en algunos países suramericanos sur americanos se han observado obser vado daños de estas especies. Sin embargo desde des de finales de 1997, se detecto por primera vez, la presencia del ácaro Steneotarsonemus spinki Smiley (Acari: Tarsonemidae). Asociado con los síntomas de este ácaro se registró la presencia del hongo Sarocladium oryzae (Sawada) Gams & Hawksw en áreas de cultivo de arroz en Nueva Paz La Habana, produciendo la enfermedad conocida en Cuba como “Vaneado de la panícula y pudrición de la vaina de arroz”. S. spinki, se presentó en China a mediados de la década de los años 70 al Sur del río Yangtse y se registraron pérdidas en sentido general del 30%. En Taiwan (1976) causó severos daños de 20-60% de granos vacíos, equivalentes a 20 mil ton métricas. Además de los daños directos, este ácaro transporta las esporas del hongo Acrocylindrium (Sarocladium) oryzae Sawada, el cual causa pudrición de la vaina y manchado del grano y lo nombran “síndrome de esterilidad del grano”. grano” . 4.3.2.1.1

Steneotarsonemus spinki , Smiley (Ácaro del vaneado de la panícula del arroz)

Características biológicas. En los ensayos de laboratorio realizados en Cuba, este ácaro alcanzó una duración del desarrollo de huevo a adulto de 11.33 días y 4.88 a 20 y 34º C, umbral mínimo de desarrollo de 16 ºC con 45 a 55 generaciones al año. El ácaro vive y se desarrolla en el interior de las vainas de todas las hojas, preferiblemente en la parte basal (Foto 1,2). La mayor incidencia del ácaro se favorece por altas temperaturas, disminución de las lluvias, por la aplicación de fertilizantes y alta densidad de siembra. El ácaro se disemina en el campo, al trasladarse de una planta a otra, por medio de fuertes vientos, por el agua y por otros insectos. En los experimentos de dinámica de población del ácaro y sus enemigos naturales en parcelas experimentales en Cuba, los máximos de población coincidieron con la fase de emersión o salida de la panícula; los incrementos mayores los alcanza a medidas que se aproximan los meses más calientes del año, se acortan los ciclos del ácaro y sobreviene un mayor número de generaciones. El ácaro no vive en la semilla pero las plantas pueden infestase desde los primeros 20- 30 días de germinadas.

Síntomas y daños. Los síntomas consisten en panículas vanas, algunas con curvaturas anormales del pedúnculo y las que están en fase de maduración permanecen erectas. Los granos vanos, deformados (Foto 3),o)(Foto 4). En las vainas de las hojas banderas se observa pudrición visible a lo largo de los bordes de estas y partiendo del punto de salida de la panícula (daño de Sarocladium oryzae). En Cuba se produjeron perdidas de 2 t/ha.


Foto 1. Vista interior de la vaina de la hoja de Arroz, población del ácaro (circulo rojo) y con necrosis producidas por la alimentación de S.spinki.

Foto 3. Puntos necróticos, granos vanos y deformados, por la alimentación de S.spinki en la cara externa e interna del grano en la primera fase de su formación.

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Foto 2. Vista exterior de la vaina de la hoja de Arroz, con necrosis producidas por la alimentación de S.spinki en su interior

Foto 4. Granos parcialmente llenos y llenos muy manchados (manchas aisladas, generalizadas, desde color pardo claro, todas las tonalidades hasta el negro).resultado del daño de S.spinki y S.oryzae.


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Distribución y plantas hospederas. Desde 1985 S.spinki, ha sido considerado como plaga del arroz de toda el Asia Tropical. No se ha encontrado información sobre su presencia, en otras áreas geográficas, sin embargo esta especie fue descrita por R. Smiley en 1967, como nueva especie para la ciencia, colectados sobre Sogata(Tagasodes) orizicola Muir en la localidad de Boton Rouge, Lusiana , E. U. Desde 1999 esta totalmente distribuido en Cuba y fue señalado desde finales de 1998 para Republica Dominicana y Haití. Los hospedantes silvestres de este ácaro, Eleusine indica, Lingnania chungii, Schizostachyum funghumi, Imperata cylindrica, Leersia hexandra y Paspalum sp. sólo se indican para las condiciones de la Republica Popular China, como hospedantes alternativos. En Cuba hasta diciembre de 2000 el ácaro no ha sido detectado sobre plantas asociadas y botánicamente similares al arroz. Métodos de lucha. Según los resultados obtenidos en Cuba la dificultad para el control de este ácaro esta dada por sus características etológicas y no por su alto potencial reproductor, la ubicación del ácaro en el interior de las vainas de todas las hojas del arroz, su frecuencia y abundancia en la base de las mismas lo hacen invulnerable a la acción de la mayoría de los productos químicos y biológicos. Actualmente se aplica un sistema de monitoreo y registro dentro de un programa de Prevención y control que incluyen medidas legales, fitotécnicas y de intervención dirigidas de químicos y biológicos.

4.3.2.2 Cítrico (Citrus spp) Los cítricos constituyen el segundo cultivo de importancia económica en Cuba. Citrus sinensis (L) es la más extendida y le siguen Citrus paradisi Macf y Citrus latifolia Tan. Se conocen un gran número de especies de insectos y ácaros fitófagos, parásitos y depredadores, así como algunas enfermedades de gran significación en algunas especies citrícolas. El ácaro Phyllocoptruta oleivora constituye una de las plagas más importantes por sus daños y distribución a nivel nacional, con significación ocasional o local, se señala a Polyphagotarsonemus latus , Panonychus citri; Brevipalpus phoenicis ; Eutetranychus banksi y otras especies del género Tetranychus .

4.3.2.2.1 Phyllocoptruta oleivora (ácaro del moho). Características biológicas. Las ninfas (I y II) similares al adulto, pero más pequeñas, presentan dos pares de patas, cuerpo en forma de cuña y de color blanco hasta amarillo pálido o beige(Foto 5). El huevo es ovalado blanco hialino. No hay dimorfismo sexual. Completa su ciclo de vida entre 7 - 11 días a temperaturas de 28 - 31 ºC y 20 - 22 ºC respectivamente. Las hembras ponen hasta 18 huevos en 7, 5 ± 2,6 días, con puestas máximas entre el 3º y 5º día.


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Foto5. P. oleivora, población en frutos de naranja “Valencia”, adultos en forma de cuña (marcados en circulo)

Las condiciones favorables para el desarrollo de Phyllocoptruta oleivora en Naranja Valencia, están enmarcadas en temperaturas de 22 ºC a 29,5 ºC, con óptimos de 25 - 27,5 ºC y 70 - 80% de humedad relativa. La humedad relativa no es un factor limitante en nuestras condiciones, pero favorecen el incremento del patógeno Hirsutella thompsonii (temperaturas por encima de 27.5 ºC y más de 80% de humedad relativa)(Foto 6).

Foto 6. P.oleivora parasitado por H. thompsonii (Microfotográfica tomada de Cabrera, 1977)

En la región de La Habana los meses óptimos para el desarrollo del ácaro del moho son mayo, junio, julio y agosto, con condiciones favorables septiembre y octubre; aunque en esta etapa la limitación del crecimiento es biológica por los incrementos del hongo patógeno. Las condiciones poco favorables se presentan en febrero, noviembre y diciembre; la disminución del ácaro en estos meses está asociada a bajas temperaturas y al efecto de la maduración de los frutos.

Síntomas y daños. En las hojas los síntomas iniciales no se detectan; en aquellas con niveles altos de población se observa deshidratación (hojas encartonadas) y al estereoscopio se definen como puntos necrosados (apariencia ferrumbrosa o con moho)(Foto 7).En los frutos jóvenes el daño se inicia cuando la población alcanza una densidad de 15 ácaros por cm², se produce una decoloración de la corteza del fruto, de amarillo tenue o plateado que en un período de 2-3 semanas se transforma y adquiere un color pardo oscuro. (Foto 8 ,9).


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Foto 7. Daño de P.oleivora en hojas de naranja “Valencia” (Puntos herrumbrosos). Foto 8. Daño inicial de P.oleivora en frutos de naranja “Valencia” Foto 9. Daño tardío de P.oleivora en frutos.

Los mayores daños aparecen en junio y en algunos años en julio y agosto. Los daños tempranos pueden producir rotura de la cutícula del fruto y disminuciones significativas de vitamina C y cambios en el contenido de azúcar, las pérdidas más notables se encontraron a partir de daños fuertes, que ocupen mas del 50% de la superficie del fruto.

Distribución y plantas hospedantes. El ácaro del moho vive y se desarrolla en todas las variedades y especies citrícolas que se conocen en nuestro país y está presente en todas las zonas productoras, jardines y patios. Sus daños son más severos en Naranjas (Citrus sinensis L) en especial en la Valencia, le siguen las Toronjas (Citrus paradisi Macf) y las Limas (Citrus latifolia Tan) en Mandarinas (Citrus reticulata Blanco) y otras especies de menor importancia económica. Señalización y pronóstico . La metodología de señalización introducida actualmente en el país (1990) recoge además de la síntesis del comportamiento de Phyllocoptruta oleivora (biología, dinámica, daños entre otros) un sistema de monitoreo y conteo del ácaro y el hongo patógeno Hirsutella thompsonii y los umbrales de tolerancia en hojas y frutos de ambos elementos biológicos. Se indica que durante enero, febrero, marzo antes de la brotación anual se utiliza de 15 30% de hojas ocupadas como umbral y en la etapa de fructificación hasta 10% de frutos con hasta 10 ácaros/cm² siempre que los niveles de H. thompsonii sean inferiores a 30%. Enemigos naturales y lucha biológica. En condiciones naturales se han observado niveles importantes de parasitismo del ácaro por el hongo H. thompsonii Fisher. Se ha encontrado el ácaro Agistemus sp. (Stigmaidae) asociado a población de Phyllocoptruta oleivora .


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Desde los años 90 se hacen producciones de H. thompsonii en Centro de Reproducción de Entomófagos y Entomopatógenos (CREE) en diferentes regiones citricolas del país, con el objetivo de colonizar este patógeno. En condiciones naturales este hongo se encuentra todo el año, alcanza porcentajes altos de parasitismo a partir de finales de mayo y hasta octubre, de manera que durante marzo, abril, hasta mediados de mayo, que es la época de grandes riesgos de daños por P. oleivora, este patógeno no logra mantener el ácaro por debajo de los niveles de tolerancia, determinado especialmente por límites climáticos (humedad relativa - temperatura) Durante 1991 - 1993 se terminaron trabajos de investigación y extensión que demostraron la factibilidad biológica y práctica de la utilización de un preparado a base de Bacillus thuringiensis (Bt-13) para el control del ácaro, compatible con H. thompsonii, y la mayoría de los plaguicidas, excepto oxicloruro de cobre, producto restringido en el cultivo por su incompatibilidad con el hongo entomopatógeno y responsable de la proliferación del ácaro del moho entre otros desordenes que produce su utilización en el cultivo.

Lucha química. Hasta los años 1980 - 85 en Cuba se realizaban más de 10 aplicaciones para el control de P. oleivora, especialmente con zineb, dicofol y azufre entre otros, utilizando de 15 - 30% de hojas ocupadas (infestadas) como umbral de aplicación (o señal). A partir de 1985 con el conocimiento de la dinámica de población, los daños y otros elementos de esta importante plaga, se reelaboró la concepción de lucha. Se eliminó el doble tratamiento de zineb, se introdujo el uso de dosis reducida de bromopropilato y se indicaron umbrales diferenciados por fases de desarrollo del ciclo anual del cultivo en función de la especie o variedad. En algunos territorios aun se realizan hasta 4 aplicaciones de zineb o bromopropilato. Según los resultados de la lucha química dirigida se ha demostrado que con dos aplicaciones y protegiendo el parasitismo natural de H. thompsonii se obtiene buena calidad y cantidad de frutos por árbol. En 1993 con la introducción de Bt-13 se pudo sustituir las aplicaciones químicas contra este ácaro y se obtuvieron resultados similares que en aquellas parcelas donde se utilizaron medios químicos.

4.3.2.2.2 Polyphagotarsonemus latus (ácaro blanco) Características biológicas. P. latus completa su ciclo en 4,29 ± 0,9 días en hojas y de 3 - 4 días en frutos de Lima Persa con 6 - 17% de mortalidad a 22,4 ± 1,9 ºC y 63 ± 8% de humedad relativa con R o= 20,09 (hembras /hembras / generación), r = 0,93 (individuos /hembra /días) y T = 3,22 (duración total de una generación) superiores a los obtenidos en otras variedades o especies citricolas.


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El umbral mínimo de desarrollo del ácaro blanco está entre 8 - 11 ºC, la suma de temperatura efectiva para completar el ciclo es de 51,1 ± 6,8 grados/ días; con sobrevivencia mínima (40%) a los 15 ºC y máxima (80%) a 22,2 ± 2,3 ºC en condiciones ambientales. El 94 - 97% de los cambios ocurridos en la velocidad de desarrollo de este ácaro depende de la temperatura. Además de los factores señalados se ha observado un fuerte efecto denso dependiente a partir de 16 adultos/ hojas se manifiesta por disminución de la puesta y del número de hembras/ hembras y un incremento de la mortalidad de los estadíos inmaduros. El ácaro blanco se encuentra durante todo el año en la plantación (Foto 10), pero de septiembre a enero, sus poblaciones son muy bajas y se localizan en órganos jóvenes que brotan fuera de los ciclos fundamentales de la planta.

10 B. Macho con ninfa cargada para aparearse( estereoscópica)

B

C A

10 C. Hembra adulta y huevo (Tomada de Internet)

Foto 10 . Polyphatarsonemus latus 10 A. Población en hojas de “Lima persa” (vista estereoscópica).

Síntomas y daños. Este ácaro provoca deformación y bloqueo del crecimiento en los brotes jóvenes de la planta (B, C ó D) (Foto11)y es característica la asimetría foliar como daño típico en cítrico. En fruto el síntoma inicial es clorosis amarilla - verdosa que cambia a colores más intensos y finalmente la superficie se suberifica con apariencia plateada(Foto 12)


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Foto 11. Número de hojas en brotes de L.persa dañado por P.latus, comparado con los sanos Foto 12. Daño inicial y final de P.latus en frutos de “Lima persa”.

Distribución y plantas hospedantes. Es una especie cosmopolita y polífaga desde 1918 se conoce en Cuba sobre Limón (Citrus limonum L) y actualmente vive sobre todas las especies y variedades de cítrico, pero cobra importancia económica fundamentalmente en la región occidental del país, particularmente en Lima Persa (Citrus latifolia) por los daños que produce en los brotes y frutos. Puede ser importante en algunas localidades sobre Toronja (Citrus paradisi ). Señalización y pronóstico. En general en el país y en particular en la región occidental se realiza desde 1985, el muestreo sistemático durante los meses de enero a junio en limas y toronjas y se hacen los tratamientos según los umbrales establecidos y en la actualidad con dos aplicaciones se resuelve el control de esta especie en años normales. Enemigos naturales y lucha biológica. Desde 1978 se conoce el hongo H. thompsonii como patógeno potencial de P. latus, pero en condiciones de campo no se ha observado. En 1993 se introdujo el control con Bt-13, efectivo para el control del eriofido, tetranicos y otros ácaros fitófagos del cultivo. Lucha química. Todos los productos químicos utilizados en el cultivo regulan cierto nivel de población de P. latus excepto dimetoato y malathion. Son efectivos zineb+citol, azufre y muy similar al dicofol, oxicloruro de cobre+citol, estos productos se utilizan para el control de P. oleivora y Mycosphaerella citri (mancha grasienta). Tradicionalmente en Cuba se utiliza dicofol para el control de P. latus con buena eficiencia.


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4.3.2.2.3 Panonychus citri (ácaro rojo de los cítricos) Actualmente este ácaro no constituye plaga de importancia económica en las plantaciones de cítrico en producción, esto se debe esencialmente a la regulación de los plaguicidas y el establecimiento de los enemigos naturales en el cultivo. En condiciones de viveros en La Habana, se presenta clorosis y reducción del crecimiento de las plantas con proliferaciones de P. citri motivadas por aplicaciones indiscriminadas de plaguicidas. En 1992-93 se demostró la eficiencia de la liberación (inoculación) y protección de ácaros depredadores especialmente Phytoseiulus macropilis Athias-Henriot, Amblyseius aerialis y otras especies de fitoseidos asociados a los ácaros fitófagos en cítrico. En los programas de manejo de plagas en el cultivo no se recomienda medidas de control químico. LBt-13 tiene efecto acaricida sobre ácaros tetranicos.

4.3.2.2.4 Brevipalpus phoenicis. (ácaro chato de los cítricos)(Foto 13, 14)

Foto12. Hembra de B.phoenicis, en una vista estereoscópica.

Foto12. Hembra de (Tomada de Internet).

B.phoenicis


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Es plaga de importancia local y esporádica, daña como P. citri, hojas y frutos, las lesiones en el fruto son más limitantes en la calidad externa de las frutas. Se encuentran asociado con B. californicus Banks y B. obovatus Donnadien, aunque predomina en los cítricos especialmente en el territorio occidental. En la región oriental se han presentado niveles y daños importantes de este ácaro, en ocasiones superiores a los producidos por P. oleivora . No se ha señalado para Cuba, la presencia del virus de la “Leprosis de los cítricos”, aunque desde inicio de siglo están presentes las especies de Brevipalpus, vectores de esta peligrosa enfermedad. Esta especie y P. oleivora presentan relaciones antagónicas. B. phoenicis posee un potencial reproductor más bajo, pero potencialmente puede ser más peligrosa que el eriofido aun con niveles de población más bajos. Esta especie posee metodología de señalización con sistema de muestreo y umbrales de tolerancia para su control; H. thompsonii esta señalado como patógeno de este ácaro(Foto 14).

Foto 14. B. phoenicis, afectado por el hongo H.thompsonii (Vista microscópica a 225 X, tomado de Cabrera 1977).

4.3.2.2.5 Eutetranychus banksi. (ácaro de Texas) Este ácaro al igual que P. citri actualmente presenta alguna importancia en viveros y plantaciones en desarrollo, antes del 80 era más abundante en Isla de la Juventud y La Habana. Todas estas especies antes de la introducción en 1978 del sistema de señalización para el control químico, constituían problemas serios en diversas regiones; con la introducción de programas de manejo, están en equilibrios y sólo P.oleivora requiere de medidas de control en todas las regiones citrícolas del país.


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4.3.2.3 . Plátano ( Musa sp p) Las áreas de plátano, se han incrementado en los últimos años, por la importancia para el consumo de la población. En este cultivo se prioriza la introducción de nuevas tecnologías buscando incrementos en el rendimiento, afectado en primer lugar por enfermedades foliares, insectos y nemátodos en la parte subterránea, y T. tumidus que afecta el follaje y puede provocar pérdidas de rendimiento.

4.3.2.3.1 Tetranychus tumidus (araña roja del plátano) Características biológicas. Los huevos de T. tumidus son amarillo naranja, tornándose rojizo a medida que se acerca la eclosión y próxima a éstas se observa un par de puntos rojos (ojos) y el corium se cuartea; la larva al emerger es pequeña con tres pares de patas, poco móvil, de color amarillo claro, paulatinamente crece y toma un color verde rojizo, durante la muda da lugar a la protoninfa, con cuatro pares de patas, muy activas de color verde rojizo que cambia a pardo rojizo en la muda a deutoninfa, semejantes a los adultos jóvenes en el color y la talla. La hembra es rojo carmín ovoide y convexa dorsalmente, mientras que el macho es rojo naranja, de cuerpo triangular más pequeño y patas más largas que las hembras(Ver Figura 12). La duración del ciclo de vida de T. tumidus es de 10 - 11 días a temperatura de 26 - 27 ºC y 78 80% de humedad relativa y entre 8 - 9 días en temperaturas por encima de 30 ºC y humedad relativa entre 80 - 85% con pequeñas diferencias entre variedades. El umbral mínimo de desarrollo es de 12,9 ºC para el adulto y 14 ºC para el período de incubación con valores totales para el ciclo de 19,7; 9,3 y 7,1 a 20, 25 y 30 ºC respectivamente. En condiciones naturales se obtuvo una sobrevivencia total de huevo a adulto de 35,1%; en laboratorio se alcanzo 37,2%. La mayor mortalidad se produce en los estadíos ninfales (hasta 50,7%).Las hembras pueden vivir desde 10 - 15 días, pero entre 6 y 7 alcanzan su máxima reproducción. El crecimiento de la población de T. tumidus esta muy relacionado con factores climáticos, fenológicos y varietales, es así que hay dos períodos bien definidos de crecimiento poblacional de marzo - abril y de agosto - octubre. La población máxima de T. tumidus se alcanza durante la fase de fomento en plantaciones realizadas en noviembre - diciembre, a los 22 a 24 ºC y lluvia por debajo de 30 mm, y no consecutivas. Los menores niveles de población cuando se presentan hasta 4 días de lluvias y alcanza más de 45 mm (acumulada), este comportamiento fue similar en La Habana, Villa Clara y Cienfuegos. El comportamiento de T. tumidus esta influenciado de manera significativa por la regulación que ejercen los enemigos naturales, ácaros e insectos depredadores, que se desarrollan en condiciones de


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producción, se alimentan de todos los estadíos de la plaga y se mantienen durante todo el año aunque son más abundantes de febrero - marzo y de mayo - junio. Los fitoseidos y la larva de cecidomidos son los más frecuentes y bien estructurados con respecto a la plaga. Actualmente se presentan infestaciones severas de T. tumidus en vivero (fase del cultivo en sistema de Micro jet) a partir de 15 - 20 días de plantado.

Síntomas y daños. Ácaro polífago, generalmente vive en el envés de las hojas, forma grandes colonias y abundantes telaraña, a lo largo del nervio central y otras nervaduras importantes (Foto 15) . Prefiere hojas bien formadas con nervaduras salientes, las zonas lisas no permiten una buena protección con la telaraña.

Foto 16. Daño de T.tumidus (clorosis y necrosis) en plantas de plátano.

Los daños se manifiestan como clorosis típica (tetranicos) que evoluciona hasta formar tejidos necrosados de color pardo, que puede abarcar toda la hoja y parte importante de la planta, en casos severos se observa la plantación con aspecto de quemada, así como abundante tela y ácaros que se pegan a la ropa de los trabajadores. Están determinados por la fase del cultivo, momento de aparición, condiciones climáticas y agrotécnicas. En la primera edad de la planta (2 - 4 meses) se observa reducción del peso del racimo por una disminución del número de dedos total y los de valor comercial que implican pérdidas de los rendimientos, se mantiene con importancia hasta el primer racimo(fomento), en otros ciclos disminuyen las poblaciones del ácaro y el daño por una modificación de las condiciones fitoclimáticas.


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Distribución y plantas hospedantes. Esta especie es polífaga y esta distribuida en todo el país, posee mayor importancia económica en las regiones plataneras de Pinar del Río, La Habana, Isla de la Juventud, Villa Clara, Cienfuegos, Las Tunas, Granma, Santiago de Cuba y Guantánamo. Aunque este ácaro vive en todas las variedades y/o clones de plátano cultivados en Cuba sus daños son mayores en los viandas (CENSA 3/4, Macho 3/4, Hembra 3/4) que en los frutas (Robusta, Vietnamita, Victoria, Similar al Rey Valery y Lacatan) siendo el plátano burro el menos afectado. Además en el país se conocen otras 53 especies de plantas hospedantes de T. tumidus entre ellas Phaseulus sp p, Solanum melongena L., Zea mays L., Xanthosoma robusta S; Manihot esculenta L., Carica papaya L y otras ornamentales y silvestres. Señalización y pronóstico. En todo el país se realizan muestreos sistemáticos y determinación de los umbrales para el control de T. tumidus. En 1990 - 93 se trabaja en la comprobación de un método de pronóstico, basado en el efecto de los factores climáticos y de población y que predice los niveles de población esperada, después de definir los períodos favorables para el desarrollo de la plaga. Favorables: Cuando las temperaturas medias durante la semana oscilan entre 21 - 25 ºC, o con más de 4 días sin precipitación o se produzcan 2 ó menos días de lluvias inferiores a 30 mm. No favorables: Temperatura media de la semana inferior a 21 ºC o superior a 25 ºC (por más de 5 días) y/o precipitaciones superiores a 30 mm ó 3 ó más días de lluvias. Enemigos naturales y lucha biológica. En condiciones favorables de campo en Cuba se han detectado a Stethorus picipe (Coccinellidae), Chrysopa cubana (Chrysopidae), Scolothrips pallidus (Thripidae), Arthronodax sp. (Cecidomidae), Amblyseius sundi y Phytoseiulus macropilis (Phytoseiidae). Las especies más comunes fueron los ácaros fitoseidos (Amblyseius), las larvas de cecidomido y las de coccinelidos. La eficiencia de estos depredadores fue estudiada y se comprobó que las larvas y adultos de S. picipe se alimentan de todos los estadíos del ácaro y sus mayores poblaciones aparecen en febrero marzo y de mayo - junio. S. pallidus depreda todas las fases del ácaro, aunque consume menos adultos, permanece todo el año en las plantaciones, con máximos en febrero, marzo y abril. Los ácaros fitoseidos son más abundantes de enero a febrero y mayo - junio. En 1992 - 93 se estudió la efectividad de B. thuringiensis Bt-13 sobre T.tumidus , factibilidad de aplicación y compatibilidad con los enemigos naturales y los productos químicos tradicionales del cultivo. Bt-13 fue efectivo como acaricida, tanto por la mortalidad como por la reducción de la tasa de multiplicación del ácaro. No mostró toxicidad frente a los ácaros depredadores, pero se observó disminución de los insectos depredadores con respecto al testigo sin tratar, pero superiores a los de las áreas con aplicaciones químicas (dicofol).


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En condiciones de vivero T. tumidus aparece entre 15 - 20 días después de plantado, alcanza niveles importantes de población y para su control efectivo se realizan liberaciones del ácaro depredador P. macropilis a razón de 1:20 tetranicos.

Lucha química. Se realizan 2 aplicaciones químicas por campo para el control de T. tumidus en la provincia La Habana, se han utilizado zineb, dimetoato, dicofol, clorobenzilato con buen control sobre la plaga. Se ha recomendado el uso de aceite mineral, este se emplea en el cultivo para el control de Mycosphaerella musicola Leach.

4.3.2.4 . Papa (Solanum tuberosum). Este cultivo posee gran importancia económica en el país, especialmente en la alimentación humana, las mayores áreas se cultivan desde Pinar del Río a Ciego de Ávila, con predominio en La Habana. Se aplican funguicidas, insecticidas y otros plaguicidas para el control de plagas y enfermedades de importancia económica, por las pérdidas que causan; el ácaro P. latus , es la única especie de ácaro asociada a este cultivo.

4.3.2.4.1 P. latus (ácaro blanco) Los daños de ácaro en la papa abarcan todas las hojas de las plantas, pero su preferencia es por los puntos de crecimiento, produce brillo, bronceado y hasta necrosis y deformación de las yemas terminales, bloqueando el desarrollo de la planta y provoca la reducción del ciclo del cultivo(Foto 17).

Foto 17. Deformación, reducción del área foliar producida por P.latus en papa, comparado con plantas sanas.


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Las primeras poblaciones se observan a partir de los 20 días de la brotación del cultivo y las máximas entre 45-60 días, la intensidad del daño depende de la fenología de la planta, condiciones climáticas y agrotécnicas. Los cultivos colindantes y las malezas que se encuentran en los canales de riego constituyen y focos de infestación de P. latus en fases tempranas de la planta. Los tratamientos químicos contra este ácaro se realizan con dicofol cuando se detectan de 10 - 15% de infestación (según la señalización). Se han obtenido buenos resultados con endosulfan utilizado en el cultivo para el control de crisomelidos y larvas de lepidopteros y con methamidophos aplicado contra afidos, minador y otras plagas foliares. A partir de 1993 se obtuvieron buenos resultados con el empleo de LBt-13. Este ácaro es sensible al azufre, zineb y muchos productos, su control se complica cuando no se toman las medidas con índices de infestación bajos y en especial cuando se cierran los campos.

4.3.2.5 . Pimiento (Capsicum spp. ) Este cultivo se siembra a lo largo de todo el país, posee importancia como condimento, fruto fresco y para la exportación, al igual que la papa presenta varias especies de plagas y enfermedades que afectan su rendimiento y encarecen los costos de producción, entre ellas el ácaro P. latus que produce daños en todas las especies y variedades cultivadas en el país.

4.3.2.5.1 P. latus (ácaro blanco) En Cuba se determinó que la fase más sensible de la planta a los daños del ácaro es a partir de los 15 a 30 días (anclaje en el suelo) de plantado, es decir al inicio de la división de segundo orden y hasta la séptima de la ramificación lateral. Estos daños pueden provocar pérdidas hasta de 80% de los rendimientos, por necrosis de los puntos de crecimiento, aborto de las flores, deformación de los frutos (bloqueo en el crecimiento y desarrollo) en plantaciones en fecha óptimas para el cultivo (noviembre - diciembre - enero) y en la variedad más sensible “California wonder”)(Foto 18)


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Foto 18. Deformación, necrosis y muerte de la yema terminal en de pimiento con ataque de P.latus en la primera división del tallo principal (dicotomía ) de la planta, en invernadero (Montpellier, Francia) y en campo(Alquizar, La Habana)

Las aplicaciones químicas o con otros medios se recomiendan cuando hayan de 1 - 2 ácaros por hojas antes de la floración y de 3 - 5 ácaros a partir de esta fase y hasta la tercera (fase) cosecha que se suspende el control. Estos índices de población equivalen de 10 - 15 y 15 - 25 % de órganos infestados respectivamente. En plantaciones fuera de época se tratan con el mismo sistema de la segunda fase en épocas normales de plantación. Para el control de P. latus en pimiento se utiliza dicofol y azufre, en general se pueden emplear como para la papa Bt-13 u otros productos insecticidas o fungicidas con buena acción secundaria sobre este ácaro.

4.3.2.6 . Tomate ( Lycopersicum esculentum, Wild). Este cultivo se planta a lo largo de todo el país, en general en invierno y primavera. Se conocen varias plagas y enfermedades que afectan la calidad y cantidad de los rendimientos. A finales de la década de 1970 se observaron daños intensos del ácaro Aculops lycopersicum en condiciones de campo en Granma y posteriormente en hidropónicos de Pinar del Río.

4.3.2.6.1 Aculops lycopersici (Massee) (ácaro tostador del tomate) Este ácaro vive y se desarrolla en todos los órganos de la planta, produce clorosis y bronceado como síntoma inicial, secado y caída de las hojas en estado final, así como aborto, deformaciones y


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necrosis de las flores y frutos, estos pueden presentar la superficie cuarteada, los daños dependen del momento fenológico y la intensidad del ataque del ácaro, son muy fuertes en cultivos de hidropónico(Foto 19).El ácaro se ha interceptado en 11 variedades de tomate, además en Granma se detectó sobre Solanum nigrum L y Solanum erianthum D. Don

Foto 19. A. lycopersici(Vasates destructor ) en diferentes grado de afectación en plantas, inflorescencias y frutos de tomate. Secado del follaje, aborto de la flor y el fruto, deformación, necrosis y manchado .

4.3.2.7 . Ajo ( Allium sativa L) Este cultivo, exige condiciones fitotécnicas optimas, aunque se cultiva en todo el país es más importante en La Habana, Sancti Spiritus y Holguín, en general no se siembran grandes superficies, el sector campesino predomina en esta producción. Los principales problemas sanitarios son la alternariosis, trips, minadores y los ácaros Eriophyes tulipae y Rhizoglyphus sp p. ( R. setosus y R. robini) señaladas en Cuba desde 1980.

4.3.2.7.1 Eriophyes tulipae Keifer (ácaro del vaneado del bulbo) Características biológicas. El huevo y las ninfas son blancos brillante, el adulto blanco amarillento, completa su ciclo entre 8,2 - 10 días en temperaturas de 22 -24 ºC, umbral mínimo de desarrollo 10,8 ºC y 113,9 ± 3,6 grados días (constante térmica) para completar una generación.


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Las primeras poblaciones de este ácaro aparecen 10 días después de la brotación masiva del cultivo y los primeros síntomas 6 días después. El máximo de población se presenta a los 35 - 40 días en plantaciones de noviembre y diciembre.

Síntomas y daños. Este ácaro vive y se desarrolla en bulbos almacenados y en condiciones de campo (Foto 20) . En bulbos afecta la capacidad de almacenamiento por desbalance hídrico, vaneado de los dientes y disminución del poder de brotación. En las plantas las afectaciones foliares provocan acortamiento del ciclo vegetativo por interrupción de la fotosíntesis, poco desarrollo del bulbo, las plantas dañadas muestran raquitismo, torceduras, enrollamiento y clorosis aisladas o en bandas en los bordes del limbo foliar, en ataques severos las puntas no se despliegan y en muchos casos aparecen en forma de acordeón, (Foto21) esta sintomatología puede estar asociada a enfermedades vírales que este ácaro puede trasmitir.

Foto 20. Necrosis y vaneado del ajo producido por E..tulipae

Foto 21. Enrollamiento y delas plantas de ajo causado por E..tulipae

Distribución y plantas hospedantes. Ha sido detectado en todo el país, los mayores daños en La Habana y Sancti Spiritus. No se han encontrado otros hospedantes. Señalización y métodos de lucha. Se determinaron como umbrales, de 3 - 4 ácaros /hoja, desde la brotación de la tercera hoja hasta 60 días, y de 5 - 10 ácaros /hoja desde los 60 hasta los 75 días de plantado, para aplicaciones foliares con dicofol u otro acaricida, entre ellos BT-13. El control del ácaro en los bulbos almacenados se puede realizar por desinfección con bromuro de metilo (40 - 48 g/m3 con 2 horas de exposición) o fosfamina (7 tabletas/m3 con 72 horas de exposición). Antes de la plantación por remojado previo (al ajo desgranado próximo a la ¨siembra¨) durante 2 horas con agua corriente y tratamiento por 10 minutos en solución al 0,4 % i.a. de dicofol más 0,1% de citol.


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4.3.2.7.2 Rhizoglyphus setosus Características biológicas. Pasa por los estados de huevo, larva, ninfa I y II y adulto. Todos de color blanco lechoso brillante, las ninfas y adultos tienen sus patas fuertes (4 pares) de carmelitas a rosadas, movimientos lentos y dimorfismo sexual marcado. Este ácaro completa su ciclo entre 9 11,5 en temperaturas de 23 - 25 ºC, con umbrales mínimos de 11,9 ºC y 183,4 grados días para completar una generación. La población de R. setosus (hipopus detectado en muestras antes de la plantación) presentes en el suelo, infesta las plantas provenientes de semilla libre de ácaros. Los primeros estadíos móviles aparecen a los diez días de la brotación masiva del cultivo. La población máxima se presenta entre los 35 a 40 días.

Síntomas y daños. Este ácaro hace todo su ciclo de vida y desarrollo en el bulbo, daña la raíz y como consecuencia también el follaje (Foto 22). Como E. tullipae se encuentra en ajo almacenado y en campo. En las plantas se observa clorosis apical en las hojas más viejas, que pasa al resto según se incrementa la población. En el sistema radical se observa pérdida de las raíces y lesiones en forma de túneles (Foto23). Cuando el bulbo está formado los ácaros se alimentan del disco o plato, el que se deteriora, toma aspecto esponjoso y los dientes se desgranan con facilidad.

Foto 23. Apariencia de las plantas de ajo sin sistema radical por los daños de R. setosus en campo. Foto 22. Población de Rhizoglyphus setosus y daño en plantas de ajo en campo. Planta sin sistema radical

Distribución y plantas hospedantes. En Cuba existen las especies R. setosus y R. robini asociadas y produciendo daños en diferentes cultivos y territorios del país, en La Habana R. setosus es


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predominante en ajo, además se han señalado daños sobre Colocasia esculenta Schott (malanga), Allium cepa L. (cebolla), Solanum tuberosum L. (papa), Gladiolus comunis L. e Ipomea batata L. (boniato), es una plaga de importancia económica en ajo, malanga y gladiolo.

Señalización y métodos de lucha. Los tratamientos contra este ácaro se realizan cuando hay entre 2 a 3 ácaros /dientes o plantas desde los 5 días de plantada (trampas de dientes) y hasta los 45 días. Pero más eficiente resultan las medidas preventivas de saneamiento a las semillas y en las áreas de siembra y almacenamiento. Las aplicaciones foliares de plaguicidas no son efectivas y BT-13 no controla su población. 4.3.2.8 . Coco (Cocos nucifera L.) Este cultivo es muy importante en las provincias orientales y en particular en la zona de Baracoa, donde hay grandes áreas cultivadas, cocotales naturales de gran diversidad de variedades e híbridos. Uno de los problemas fundamentales del cultivo lo constituye el ácaro de la roña del cocotero.

4.3.2.8.1 Eriophyes guerreronis (ácaro de la roña del cocotero). Características biológicas. Este ácaro vive y se desarrolla debajo de las bracteas del fruto; en Cuba, el ciclo de vida dura entre 8 a 11 días a temperaturas de 25 a 29 ºC y humedad relativa de 80%. El máximo de población de E. guerreronis en Baracoa, se observa en los meses de junio a agosto. El hongo Hirsutella sp. ejerce un efecto depresivo sobre las poblaciones móviles del ácaro con mayor parasitismo sobre los adultos. Los ácaros depredadores pertenecientes a la familia Phytoseiidae se encuentran en los frutos durante todo el ciclo, con poblaciones máximas en los momentos de incremento de la plaga, pero sus niveles no son suficientes para ejercer un control eficiente sobre ellos.

Síntomas y daños. Los primeros síntomas del acaro, se manifiestan como una mancha decolorada triangular que se sitúa en el plano de las piezas florales, la epidermis del fruto se necrosa y cuartea, al desarrollar el fruto la lesión sale al exterior, hundiéndose el mesocarpio hasta la formación de profundas grietas (Foto 24). En casos de ataques severos, la nuez no puede desarrollarse y se desprende del racimo. En ataques tardíos las nueces presentan manchas que no entorpecen el desarrollo del fruto, pero en ataques severos y precoces se presenta deformación y una notable disminución de tamaño del fruto (Foto 25).


Foto 24. Clorosis inicial y necrosis final en racimos de coco de diferentes edades, producidos por E.guerreronis

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Foto 25. Fruto maduro con necrosis severa, reducción del rendimiento y la calidad agrícola e industrial, producidos por daño temprano de E.guerreronis

Distribución y plantas hospedantes. Se conoce en todo el país, las variedades criollas de porte alto son las más sensibles; con repuestas diversas en los híbridos cultivados, en particular en Baracoa.. Métodos de lucha. En nuestro país no se ha recomendado la lucha química sobre esta plaga, debido en particular por los requisitos ecológicos de la zona de Baracoa (Reserva Natural) y de otro lado las condiciones agrotécnicas de este cultivo. Se han detectado diversos enemigos naturales asociados al acaro: Amblyseius lula (Phytoseiidae); el insecto Entomobrya sp (Colembola) y los ácaropatógenos, Hirsutella thompsonii Fisher; H. thompsonii var. synematosa e H.nodulosa Petch.. A partir de los resultados obtenidos durante 1985 - 90 sobre el control de esta plaga, basado en el saneamiento post-cosecha, el intercalado con plantaciones de cacao y la aplicación de biopreparados biológicos de H. thompsonii, se aplican en un programa de medidas que disminuye los daños y no produce alteraciones


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5. BIBLIOGRAFÍA BÁSICA CONSULTADA 1. Almaguel Lérida. 2002. Ácaros de Importancia económica en América latina y el Caribe. Conferencia en el Taller Nacional de Ácaros. Instituto de Investigación de los Alimentos. Guatao Ciudad de la Habana. 23 al 26 de junio del 2002. 2. Baker , E. W. and G.M. Wharton. 1952. An Introduction to Acarology. The McMillan, Co.N.Y. 3. Baker , E. W. and G.M. Wharton. 1964. An Introduction to Acarology. Fourth Printing, the McMillan, Co.N.Y. 4. Beer ,R. y A.Nucifora. 1965. Revisine dei generi Tarsonemidae(Acarina).Bol.Agrariaedi Bachicultura per.11,7:19-43

della

famiglia

5. COSAVE. “Análisis de riesgo de la leprosis de los cítricos CiLV http://www.protecnet.go.cr/cuarentena/leprosis.htm).

’’.(

6. Evans ,G.O.1992. Principles of Acarology.C.A.B. International.563 pp 7. Evans, G. J.G. Sheals and D.Macfarlane. 1961. The terrestrial acari of the Bristish Isles. I. Introduction and and biology .219 pp. Bristish Museum, London. 8. Garcia Marí F., F.Ferragut y J.Costa. 1994. Curso de acarologia Agrícola. Universidad Politécnica de Valencia. 278pp 9. Hoffmann Anita y Guadalupe López- Campos. 2000. Biodiversidad de los ácaros en México. Laboratorio de Acarología, Facultad de Ciencias UNAM. Primera Edición, Jiménez Editores e Impresores, S.A de C.V. México. 230 pgs. 10. Iraola V. 2001. Introducción a los Ácaros (II): Hábitats e importancia para el hombre *. Aracnet 7 -Bol. S.E.A., nº 28 (2001) : 141—146. 11. Jeppson, L. , H. Keifer y E.Baker.1975. Mite injurious to economic plants. Univ. California. Berkeley. 614 pp. 12. Keifer H., E. Baker, T.Kono, Mercedes Delfinado and W.Styer. An Illustrated Guide to Plant Abnormalities Caused by Eriophyid Mites in North America.Agriculture Handbook Number 573. 178 pp. 13. Krantz, G.W. 1978. A MANUAL OF ACAROLOGY, Second Edition. Oregon State University Book Stores, Inc.Corvalis.509 pgs. 14. Lindquist, E.E. 1986. The World Genera of Tarsonemidae (Acari: Heterostigmata): A Morphological, Phylogenetic, and Systematic Revision, with a Reclassification of Family Group Taxa in the Heterostigmata. Entomological Society of Canada. Memoirs. Nº 136. 517 p.


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15. Livschitz, I. Y A.Salinas.1968. Preliminares acerca de los ácaros “Tetranicos” de Cuba. Instituto del Libro. 150pp. 16. Los ácaros y la cuarentena. http://www.uq.edu.au/entomology/project1.html#population.

21Sept

1999.

17. MERCOSUL/GMC/RES Nº 107/96. SUB-STANDARD 3.7.23. XXIII GMC, Brasilia 11/10/96. Requisistos Fitossanitários Gerais e Específicos para Fragaria sp p. (frutilla, morango). Steneotarsonemus pallidus.. 18. Moraza, M.L.1999. Los ácaros: origen, evolución y filogenia 281-292. Evolución y Filogenia de Arthropoda Bol. SEA, 26. 806pp. 19. OIRSA. Guía técnica arf 05. Requisitos fitosanitarios para la importación de Frutas, hortalizas y tubérculos para consumo fresco o para la industria: Plagas de cultivos de frutas por insectos y nematodos en los países miembros (http://ns1.oirsa.org.sv/Di05/Di0512/Manualparaelcontrolyaseguramiento-0903.htm) 20. Resendíz B. 1985. Acarologia .Grupo de importancia agropecuaria. Universidad Autónoma de Chapingo. 230 pp. 21. SENASA. Listado de plagas cuarentenadas A1 (http://www.senasa.gob.pe/sanidadvegetal/vigilancia/lista-plagas-a1.htm) 22. The Exotic Invasion of Florida. Actualizado http://doacs.state.fl.us/~pi/enpp/ento/entcirc/Entcirc74.pdf )

enero

2001.

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ANEXO NO. 1

TRABAJOS DE REFERENCIAS REALIZADOS POR ESPECIALISTAS CUBANOS 1. Almaguel R. Lérida. Biologie, Ecologie de Polyphagotarsonemus latus (Banks). Acarien du Piment dans la province de La Havane (Cuba) These docteur de Specialité presentée a l´universite de Bordeaux I. 6 mars 1978. 99 pg. 2. Almaguel R. Lérida. Ácaros de importancia económica en Cuba. Bolletin Técnico No.2. Mayo 1996. 42 pg. INISAV. 3. Almaguel R. Lérida. Biología y ecología de Steneotarsonemus spinki en arroz. Informe final. Proyecto 738-01. INISAV e IIA.12/2000. 4. Almaguel R. Lérida, R. Pérez S., Ermita Feitó y G. Sánchez. Desinfección de semillas orgánicas de ajo con remojado previo al tratamiento contra A. tulipae . C.T.A. Protección de Plantas 9 (2). 1986. 5. Almaguel R. Lérida, R. Pérez S. y Ermita Feitó. Señalización del ácaro P. latus (Banks) en Lima Persa (Citrus latifolia L.) C.T.A. Protección de Plantas 10 (6). 1987. 6. Almaguel R. Lérida y R. Pérez S. Lucha química contra P. latus con productos tradicionales en Lima Persa. Inf. Final cod. 01003140202. INISAV. 1988. 7. Almaguel R. Lérida, Idalia Cáceres, Grisel Casas, Rosario Pérez, R. Machado y Pérez S. Comportamiento de poblaciones combinadas de ácaros en Cítrico. Informe Final cod. 5191401. INISAV. 1989. 8. Almaguel R. Lérida, R. Pérez S. y R. Pérez A. Determinación de los parámetros biológicos y de comportamiento de P. latus en Lima Persa. Informe Final 5191201. INISAV. 1989. 9. Almaguel R. Lérida y R. Pérez A. Elaboración del pronóstico de P. latus en Lima Persa.Informe Final 5191202. INISAV. 1989. 10. Almaguel R. Lérida y R. Pérez A. Comprobación del pronóstico de P. latus. Informe Final 5191203. INISAV. 1990. 11. Almaguel R. Lérida y R. Pérez S. Daños producidos en campo de cítrico por los ácaros P. latus y P. oleivora. 1er Congreso Nac. de Cítrico y Frutales. 13 - 15 abril. C. Habana. Resumen 3/8.1981. 12. Almaguel R. Lérida, R. Pérez S. y Ermita Feitó. Control del ácaro E. tulipae (Keifer) en ajo con bromuro de metilo y fosfamina 6 pag. 1981. Inf. S/publicar. INISAV. 13. Almaguel R. Lérida, R. Machado e Idalia Cáceres. Nuevas plantas hospedantes del ácaro P. latus. C.T.A. Protección de Plantas 7(1): 99 - 108. 1984.


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14. Almaguel R. Lérida, Idalia Cáceres, R. Pérez S. y Ermita Feitó. Método de cría y ciclo biológico de Aceria (Eriophyes) tulipae en ajo ( Allium sativus) C.T.A. Protección de Plantas 9(2). 1986. 15. Almaguel R. Lérida[et al.].. Dinámica de poblaciones. Ácaros e Insectos. Conferencia Magistral. 2do Sem. Científico Internacional de S. Vegetal. La Habana. 10 - 14 abril (22 pg). 1990. 16. Almaguel Lérida, R. Pérez Álvarez, Zuleika Martínez, Mayra Ramos y Elina Massó Utilización de Bacillus thuringiensis (Bt-13) en programas de lucha contra ácaros en cítrico, plátano y papa. Inf. Final 39 pg. INISAV. 1993. 17. Almaguel Lérida, A. Santos, P. de la Torre, E.Botta e Idalia Cáceres Comportamiento y pruebas preliminares de control del ácaro del vaneado del arroz Steneotarsonemus spinki (Acari: Tarsonemidae). En: I Encuentro Internacional de arroz. C. de La Habana: Palacio de las Convenciones. pp183. 1998. 18. Almaguel Lérida, A. Santos, P. de la Torre e Idalia Cáceres. Evaluación del comportamiento del ácaro Steneotarsonemus spinki (Acari: Tarsonemidae) en los estudios de regionalización desarrollados en Cuba. En: I Encuentro Internacional de arroz. C. de La Habana: Palacio de las Convenciones. pp186-187. 1998. 19. Almaguel, Lérida. Informe sobre el vaneado de la panícula y la pudrición de la vaina de arroz producido por el complejo del ácaro Steneotarsonemus spinki y el hongo Sarocladium oryzae. La Habana: MINAGRI. 26p. 1998. 20. Almaguel, Lerida, P.de la Torre y E.Botta. Dinámica de poblaciones e indicadores ecológicos del ácaro Steneotarsonemus spinki Smiley 1968.(Acari: Tarsonemidae) en Arroz de riego en Cuba: I Congreso Internacional de arroz de Riego y Secano del Caribe. Camaguey: Universidad de Camaguey. pp. 1999. 21. Cabrera, R. I., A.Garcia y A.Ginarte. Evaluación de plaguicidas químicos para el control del ácaro tarsonémido del arroz Steneotarsonemus spinki (Acari: Tarsonemidae). En: I Encuentro Internacional de arroz. C. de La Habana: Palacio de las Convenciones. pp188. 1998. 22. Cabrera, R. I, A. García y Lérida Almaguel. Microorganismos patógenos del ácaro Steneotarsonemus spinki (Acari: Tarsonemidae) en Cuba. En: I Encuentro Internacional de arroz. C. de La Habana: Palacio de las Convenciones. pp185-186. 1998. 23. Cabrera, R. I. [et al.]. En: I Congreso Internacional de arroz de Riego y Secano del Caribe. Camaguey: Universidad de Camaguey. pp. 1999. 24. Cabrera, R. I.[et al.]. En: I Congreso Internacional de arroz de Riego y Secano del Caribe. Camaguey: Universidad de Camaguey. pp. 1999. 25. Cabrera R. I. Estudio en Cuba de H. thompsonii. Control biológico del ácaro del moho, P. oleivora. Agrotecnia de Cuba. 9(1): 3:11. 1977. 26. Cáceres S. Idalia, L. Almaguel R. y R. Pérez A. Comportamiento varietal de nuevos clones de plátano sobre la incidencia del ácaro T. tumidus.1er Simposio Internacional de Sanidad Vegetal. Agric. Tropical. Universidad Central V. Clara. 1982. 27. Cao Josefina, Hildelisa Sarlegui, Zoe Briel. Alteraciones histólicas en la corteza de Naranja Valencia causadas por P. oleivora (Acarina: Eriophyidae). Resumen K-76.do Sem Científico Internacional de Sanidad Vegetal. La Habana. Cuba. 10 - 14 abril. 1990.


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28. Hernández J. L; P. J. Gómez ; A. Ginarte y L. Almaguel. Evaluación de germoplasma y puntualización de un método de screening para determinar resistencia al complejo del manchado del grano del arroz. En: I Encuentro Internacional de arroz. C. de La Habana: Palacio de las Convenciones. pp189. 1998. 29. González Nancy, V. Kalinin y E. Diaz. Dinámica de población del ácaro del moho ( P. oleivora) durante 4 años relacionada con la fenología de Naranja Valencia. C.T.A. Protección de Plantas 6(6): 35 - 62. 1983. 30. González Nancy. Determinación de los parámetros biológicos y comportamiento de P. oleivora en Naranja Valencia. Informe Final 5191201. INISAV. 1989. 31. González Nancy. Elaboración del pronóstico de P. oleivora. Informe Final 5191202. INISAV. 1989. 32. González Nancy Comprobación del pronóstico de P. oleivora Inf. Final. 5191203. INISAV. 1990. 33. Martínez Zuleika y R. Pérez A. Acarofauna sobre el cultivo del plátano Musa sp. en Valle del Yabu. 2do Evento Científico de Sanidad Vegetal. DNSV. 31 pg. 1976. 34. Mora M.J. Primeros ensayos de lucha química dirigida. 4ta Reunión de Investigación en Cítrico. La Habana. 9 - 12 abril. 1975. 35. Mora M. J. Distribución en Cuba del ácaro del moho P. oleivora (Acari: Eriophyidae).Resumen 409. Simp. Int. sobre Citricultura tropical. La Habana 6 - 10 octubre 1986. 36. Mora M. J., [et al.]. Evaluación ecológica y económica del trabajo Tecnología Integral de los Cítricos. Informe Final, cod. 0011037. ICF. 1990. 37. Montes Magda, J. Moram. Mesa redonda sobre lucha integrada en el cultivo de los cítricos. Resumen 429 Simp. Int. sobre Citricultura tropical. La Habana 6-10 oct. 1986. 38. Pérez R. y Lérida Almaguel. Los ácaros fitófagos de Cuba y sus principales plantas hospedantes. Ed. Centro de Información y Documentación Agropecuaria 21 pg. 1978. 39. Pérez R., Lérida Almaguel y E. de la Torre. Umbral mínimo de desarrollo de Tetranychus tumidus en el cultivo del plátano.MIP(Costa Rica).No.44,p 26-28,1997. 40. Pérez R. Parámetros biológicos y de comportamiento de T. tumidus en plátano. Inf. Final 5191201. INISAV. 1989 41. Pérez R. Elaboración del pronóstico de T. tumidus en plátano. Informe Final. 5191202. INISAV. 1989 42. Pérez R. Comprobación del pronóstico de T. tumidus en plátano Informe Final 5191203. INISAV. 1990. 43. Pérez R. Elementos para el Manejo integrado de Tetranychus tumidus en plátano y banano.Tesis presentada en opción al grado Científico de Doctor en Ciencias Agrícolas. UCLV . 110 p. 1996. 44. Pérez S. R. Dinámica, señalización y lucha química de P. latus en papa. Informe Final. INISAV. 1985. 45. Pérez S. R. Biología, Dinámica y control Rizhoglyphus sp. y Eriophyes tulipae en ajo. 46. Informe Final 5191401, 02, 03. INISAV. 1990. 47. Ramos Mayra. Parámetros poblacionales del ácaro blanco P. latus en cítrico. Revista Protección Vegetal 1: 37 - 42. 1986. 48. Ramos Mayra. Ciclo biológico de P. latus (Acari: Tarsonemidae) en 4 variedades de cítrico. Revista. Protección Vegetal 2: 119 - 123. 1986.


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49. Ramos Mayra. Uso de Phytoseiulus macropilis ( Acari : Phytoseidae ) en el control de Tetranychus tumidus ( Acari : Tetranychidae ) en viveros de plátano . Tesis presentada en opción al grado científico de Doctor en Ciencias Agrícolas. UCLV. 101 p 1995. 50. Ramos M. y H. Rodríguez. Steneotarsonemus spinki Smiley (Acari: Tarsonemidae):Nuevo Informe para Cuba.Rev. Protección Veg.Vol.13 No.1:25-30.1998. 51. Ramos M., H. Rodríguez y R. Chico. Ácaros biorreguladores (Acari: Gamasina) asociados a Steneotarsonemus spinki Smiley (Acari: Tarsonemidae) en el cultivo del arroz en Cuba. En: I Encuentro Internacional de arroz. C. de La Habana: Palacio de las Convenciones. pp187188. 1998. 52. Ramos M., O. San; R. Chico y Z. del Valle. Respuesta morfológica de vainas de arroz al daño producido por Steneotarsonemus spinki Smiley. En: I Encuentro Internacional de arroz. C. de La Habana: Palacio de las Convenciones. pp189. 1998. 53. Ramos M., H. Rodríguez y R. Chico. En: I Congreso Internacional de arroz de Riego y Secano del Caribe. Camaguey: Universidad de Camaguey. pp. 1999. 54. Rodríguez Neyda. Presencia de ácaros depredadores de cinco localidades occidentales del país. Resumen 413 Simp. Int. sobre Citricultura tropical. La Habana 6 -10 de octubre 1986. 55. Torres Blanca, Lérida Almaguel y P. Milanes. Dinámica, daño y control de V. destructor en tomate. Informe Final. INISAV. 1985. 56. Santos, A., Lérida Almaguel y de la Torre P. Duración del ciclo de vida en condiciones controladas del ácaro Steneotarsonemus spinki (Acari: Tarsonemidae) en arroz (Oriza sativa L.) en Cuba. En: I Encuentro Internacional de arroz. C. de La Habana: Palacio de las Convenciones. pp187. 1998. 57. Santos, A., Lérida Almaguel y de la Torre P. Longevidad y fecundidad de Steneotarsonemus spinki (Acari: Tarsonemidae) en arroz en Cuba. En: I Congreso Internacional de arroz de Riego y Secano del Caribe. Camaguey: Universidad de Camaguey. pp. 1999. 58. Suárez Aurora. Biología, dinámica, daño y control de Eriophyes guerreronis en coco. Informe Final 5151801. INISAV. 1990.


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ANEXO NO. 2

TRABAJO PRACTICO DE LABORATORIO Y CAMPO. La prospección se ajustará al tipo de comunidad de plantas presentes y a las características del sitio donde se realice la visita de prospección. El trabajo de laboratorio se realizará según los Procedimientos Normalizados de Operaciones (PNO), ya establecidos en el Laboratorio de Acarologia del INISAV. Se describen a continuación.

I. Metodología para la toma de muestras en campo y colecta de los especimenes en el laboratorio. Materiales: Bolsas de papel o nylon transparente, bandas elásticas, lápiz, tarjetas de papel o libreta de campo, microscopio – estereoscopio, pincel fino, agujas finas, porta objeto excavado, placas Petrie y ácido láctico.

Condiciones de seguridad: 1. Las muestras de plantas o partes de ellas, no deben quedar muy apretadas dentro de las bolsas para que no se estropeen los especímenes. 2. Las bolsas con las muestras dentro, no deben exponerse al sol ya que esto puede provocar la muerte de muchos ejemplares. 3. Si las muestras de plantas no pueden ser procesadas en el día se conservarán en refrigeración. Los porta objetos con los ejemplares colectados se colocaran en una placa Petrie tapada y se pondrá en la estufa (no más de 400 C), o en un sitio apropiado para evitar la pérdida y contaminación de este material.

Procedimientos: A. Condiciones de campo: 1. Corte cuidadosamente las plantas o sus partes que necesita colectar. 2. Colóquelas en las bolsas e identifíquela. 3. Anote en las tarjetas de papel o en la libreta de campo (según su identificación) todos los datos que puedan ser útiles para trabajos posteriores, por ejemplo: ♦ Procedencia (Lote, Finca, Granja, Plan, Municipio y Provincia) ♦ Cultivo ♦ Variedad ♦ Características del cultivo y si hay síntomas visibles indíquelo. ♦ Parte de la planta ♦ Fase fenológica y edad (fecha de siembra, o edad de la plantación) ♦ Cultivo anterior ♦ Cultivos colindantes


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Tipo de suelo ♦ Topografía ♦ Sistema de riego ♦ Tratamiento fitosanitarios (Producto, dosis, blanco controlado y fecha) ♦ Persona que tomó la muestra ♦ Fecha de tomada la muestra 4. Aplique un poco de aire a la bolsa y ciérrela con bandas elásticas. ♦

B. Condiciones de laboratorio: 1. Revise visualmente cada componente de la muestra y separe aquellos con síntomas visibles de los sanos. 2. Observe toda el área externa e interna de los componentes dañados, buscando la presencia de los ácaros. Describa las características visibles(color, movilidad, hábitos y preferencias, asociaciones) 3. Coloque el material infestado al microscopio – estereoscopio. 4. Humedezca la punta de la aguja en agua o ácido láctico. 5. Con la aguja humedecida realice la colecta, por especie y de cada una tome él número mayor posible de ejemplares(todos los estadíos, énfasis en machos y hembras)

II. Metodología para la clarificación de los especimenes colectados. Materiales: Mechero, baño de maría, plancha caliente, ácido láctico, agujas finas, vidrio reloj, Placas Petrie, alcohol absoluto y Cl4C.

Condiciones de seguridad: A) Procedimiento rápido ( para dar respuestas rápidas) 1. Cuidar de que el ácido láctico no alcance nunca el punto de ebullición. 2. Cuidar de que el material quede transparente y no que pierda todo el color ya que hay especies que presentan el cuerpo muy quitinizado, lo cual es muy difícil de eliminar con este método pero si se puede lograr una buena clarificación. 3. Utilizar nasa - buco para evitar la aspiración de los gases que se puedan liberar. 4. Proteger el material biológico del polvo y los accidentes e identificarlos bien.

Procedimientos: A) 1. Coloque 1 ó 2 gotas de ácido láctico en el porta objeto excavado. 2. Con la ayuda de la aguja fina coloque los ejemplares en el ácido láctico. 3. Exponga el porta objeto excavado al calor de una llama suave. 4. La operación anterior se realizará varias veces hasta observar una clarificación eficiente del material.


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B) 1. Deposite 3 ó 4 gotas de ácido láctico en un vidrio reloj. 2. Con ayuda de las agujas finas coloque los ejemplares en el vidrio reloj que contiene el ácido láctico. 3. Exponer el vidrio reloj a los vapores del baño de maría durante el tiempo necesario hasta obtener una clarificación homogénea del material. También dejarlo en una estufa a 400C por varios días o simplemente bien protegidos, pueden aclararse con ácido láctico en un tiempo mas largo. C) 1. Mezcle una parte de Cl4C y una de alcohol absoluto. 2. Coloque los ácaros en esta solución durante 2 ó 3 días. III. Metodología para la recepción de muestras al laboratorio de acarología Procedimientos: 1. Toda muestra recibida en el laboratorio debe estar respaldada por un número de entrada bajo el cual estarán registrados todos los datos que identifican dicha muestra. 2. El número de muestra puede designarse consecutivamente dentro de cada año. 3. En el libro de control de muestras se registrarán los datos siguientes: ♦ Número de entrada ♦ Descripción de la muestra ♦ Procedencia u origen ♦ Fecha de entrada ♦ Cantidad de muestras ♦ Resultados del ánalisis ♦ Fecha de entrega del informe

Condiciones de seguridad: Si las muestras no pueden ser procesadas en el día se conservarán en refrigeración.

Requisitos de documentación: Libro de control de muestras.

IV. Metodología para la conservación de los especimenes y las partes dañadas de muestras en el Laboratorio de Acarología. Materiales: 1. Para preparación de muestras fijas: Porta objetos liso, líquido de montaje Berlese, agujas finas, cubre objetos, microscopio, estufa, laca o brillo de uñas, solución de Keifer A, Keifer B, Keifer C(eriofidos)


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2. Para preparaciones en tubos viales: Pequeños tubos viales, ácido láctico puro, alcohol etílico al 70%, agujas de disección con la punta achatada, pequeñas tarjetas de papel, lápiz, algodón, frascos de boca ancha con tapa.

3. Para conservación del material vegetal: Solución de ácido acético glacial al 50%, acetato de cobre, beaker, mechero, formol al 2%, frascos de cristal, tarjetas de papel, lápiz.

Procedimientos: 1. Para preparaciones fijas: A) General 1. Coloque una gota de líquido Berlese en el porta objetos liso. 2. Deposite, con ayuda de agujas finas, los especímenes previamente clarificados. 3. Con ayuda de las agujas finas haga que los ácaros se introduzcan en el interior de la gota con el objetivo de que al colocar él cubre objetos los ejemplares no rueden conjuntamente con el líquido y así obtener una mejor disposición de los apéndices para la observación microscópica. 4. Coloque las preparaciones a secar en una estufa a 38 – 400 C durante 72 horas aproximadamente. 5. Por último selle los bordes del cubre objetos con laca o, en su defecto, con brillo de uñas. B) Específico para especímenes de la familia Eriophyidae 1. Coloque 2 ó 3 gotas de Keifer A en un porta objeto excavado. 2. Deposite los ejemplares en este porta objetos excavado y proceda a clarificarlos, ya sea por el método de la llama suave o el del baño de maría. 3. Tome otro porta objetos excavado y coloque 2 ó 3 gotas de Keifer B. 4. Una vez clarificados los ejemplares transfiéralos al porta objetos que contiene el Keifer B y déjelos en esta solución durante 48 horas para lograr el teñido de los ejemplares. 5. Tome un porta objetos liso y coloque una gota de la solución de Keifer C. 6. Traslade los ejemplares teñidos al porta objeto liso con la solución de Keifer C. 7. Con ayuda de las agujas finas haga que los ácaros se introduzcan en el interior de la gota con el objetivo de que al colocar el cubre objetos los ejemplares no rueden conjuntamente con el líquido y así obtener una mejor disposición de los apéndices para la observación microscópica. 8. Coloque las preparaciones a secar en una estufa a 38 – 400 C durante 72 horas aproximadamente. 9. Por último selle los bordes del cubre objetos con laca o, en su defecto, con brillo de uñas. 2. Para conservar especimenes en tubos viales: 1. Coloque 1 ó 2 gotas de ácido láctico puro en los tubos viales. 2. Con ayuda de las agujas de disección con punta achatada deposite los ejemplares en los tubos viales que contienen el ácido láctico puro.


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3. Rellene los tubos viales con alcohol etílico al 70%. 4. Coloque en el interior del tubo una pequeña tarjeta con los datos de colecta y determinación escritos con lápiz 5. Tome pequeños pedazos de algodón y humedézcalos en alcohol y efectúe el tapado de dichos tubos viales. 6. Coloque los tubos dentro del frasco de boca ancha. 7. Llene el frasco de boca ancha que contiene los tubos con alcohol al 70% de modo que los tubos viales queden sumergidos en su totalidad. 8. Los frascos de boca ancha se utilizaran por familias o géneros.

(A)

B)

3. Para conservación de material vegetal: 1. Deposite en un beaker solución de ácido acético glacial al 50% y añada acetato de cobre hasta saturación. 2. En otro beaker tome 1 parte de esta solución y añada 4 partes de agua destilada. 3. Ponga esta solución a calentar a la llama del mechero hasta que observe el comienzo de la ebullición. 4. En este momento se introduce, en la solución, el material vegetal observandose un cambio de color del verde al carmelita y de éste al verde. 5. Una vez recuperado el color original se extrae el material y se lava con abundante agua para eliminar impurezas de la solución. 6. El material se deposita en frascos que contiene formol al 2%. 7. En cada frasco se colocará una tarjeta de papel con los siguientes datos escritos a lápiz: nombre científico de la planta, especie de ácaro que produce el daño, lugar de colecta, fecha, colector y quién lo determinó. 1. Sumerja los materiales vegetales a conservar, durante 5 ó 10, en agua destilada. 2. Deposite el material en frascos que contengan formol al 2%. 3. Añada unos cristales de acetato de cobre.

Condiciones de seguridad: 1. Para preparaciones fijas: 1. Para el inciso A) de los procedimientos se plantea que en caso de trabajar con ejemplares en cuya constitución haya poca quitina se debe añadir al líquido Berlese, durante su preparación, un gramo de yodo con el objetivo de obtener una mejor preparación microscópica. 2. Para el inciso B) el Keifer A puede ser sustituido por ácido láctico puro. 2. Para preparaciones en tubos viales: 1. Los algodones con que se taparán los tubos viales se deben humedecer en alcohol par evitar la formación de burbujas de aires en el interior de este. 2. El alcohol a utilizar debe estar al 70% para evitar el deterioro y la destrucción del material. 3. Para conservación de material vegetal: 1. El tiempo que debe permanecer el material vegetal en la solución está en dependencia de la consistencia del mismo.


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2. Se debe estar muy atentos al cambio de coloración pues este es el que indica el momento preciso de extracción del material objeto de conservación. 3. En caso de que sean frutas se pueden conservar en frascos con formol al 5%. 4. Para desarrollar todas estas operaciones es imprescindible el uso de guantes y batas.

V. Utilización del Microscopio Estereoscopio Materiales: Porta y cubre-objetos limpios y en buen estado físico. Reactivo según la técnica a emplear.

Procedimiento: 1. Quitar el cobertor 2. Conecte el transformador a la red eléctrica (110 Volt) 3. Conecte la lámpara al transformador (6 Volt como máximo) 4. Coloque el objetivo de menor aumento 5. Ponga la pieza a observar de modo tal que la luz incida totalmente sobre ella 6. Enfoque y busque el aumento deseado, siempre de menor a mayor aumento 7. Terminada la observación desconecte la lámpara del transformador 8. Limpie la platina 9. Desconecte el transformador de la red eléctrica 10. Ponga el cobertor al equipo

VI. Utilización del Microscopio Biológico Materiales: Porta y cubre-objetos limpios y en buen estado físico. Reactivo según la técnica a emplear.

Procedimiento: 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7.

Quite el cobertor al equipo Conecte el equipo a la red eléctrica (110 volt) Encienda la lámpara y mantener el voltaje por debajo de la zona roja del indicador Mueva el revolver porta objeto a su menor aumento Gradúe la distancia interpupilar y enfoque a los tubos oculares Coloque la preparación en la platina refractante alejada del objetivo Busque y enfoque el objeto con el menor aumento, ajustando las coordenadas de la platina, e ir aumentando de menor a mayor hasta llegar a utilizar el objetivo de 40x 8. En cada aumento haga coincidir la fase con la coordenada de cada fase 9. Para el uso del objetivo de inmersión se coloca una gota de Aceite de Cedro sobre el cubre objeto y se acerca el objetivo hasta que toque el líquido, mirando por el lado; luego se realiza el enfoque alejando lentamente con el tornillo micrométrico. Debe recordarse que el enfoque se


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realiza primero con el objetivo de menor aumento. Con el objetivo de inmersión es imprescindible el uso del condensador 10. Al terminar la observación con este objetivo debe limpiarse con Xilol o Benzol el Aceite de Cedro que queda adherido a la lente frontal y al cubre objeto. No deben usarse otros líquidos 11. Al cesar el trabajo con el equipo desconéctelo de la red eléctrica. 12. Ponga el cobertor sobre el equipo

VII. Metodología para la preparación de soluciones y líquidos de montajes en el Laboratorio de Acarología Materiales: A. Para preparación de Solución Berlese: ♦ Goma arábica seca ------ 30g ♦ Hidrato de coral --------- 200g ♦ Glicerina ----------------- 20g ♦ Agua destilada ---------- 30g ♦ Algodón de cristal o algodón higroscópico. B. Para preparación de Solución Keifer A: ♦ Resorcinol --------------- 50g ♦ Ácido diglycólico ------ 20g ♦ Glicerina ---------------- 25c.c. ♦ Cristales de Iodo (cantidad suficiente para producir color deseado) ♦ Agua destilada --------- 10c.c. C. Para preparación de Solución Keifer B: ♦ Pasta de azúcar de caña (licor concentrado) --- 25c.c. ♦ Hidrato de coral ----------------------------------- 25g ♦ Cristales de Iodo ---------------------------------- 2 ó 3 D. Para preparación de Solución Keifer C: ♦ Pasta de azúcar de caña caliente ---------------- 12c.c. ♦ Hidrato de coral ----------------------------------- 60g ♦ Iodo ---------------------------------------------- 9g ♦ Ioduro de potasio (Algunos cristales) ♦ Formol ------------------------------------------- 5c.c. E. Para la preparación de medio de montaje en P.V.A.: ♦ Alcohol polivinil (P.V.A.) ♦ Ácido láctico puro ♦ Agua destilada

Curso Introductorio a La Acarologia Aplicada

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