UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARANÁ CURSO DE MEDICINA VETERINÁRIA
CLÍNICA DE ANIMAIS A NIMAIS SILVESTRES SILVESTRES E DE ZOOLÓGICO
Prof. Rogéri o Ribas Lange, MV, MV, MSc MSc
2004
INTRODUÇÃO À MEDICINA DE ANIMAIS SILVESTRES
INTRODUÇÃO À MEDICINA DE ANIMAIS SILVESTRES O Médico Veterinário de animais silvestres: Perfil: pesquisa, Perfil: pesquisa, constantes novidades e desafios, inter-relacionamento com outras especialidades, forte associação com a zoologia e a biologia, visão conservacionista, capacidade de extrapolação e adaptação. Atuação e envolvimento em campos diversos como zootecnia, nutrição, manejo, contenção, anestesiologia, clínica, cirurgia, patologia, parasitologia, odontologia, planejamento, educação. Estreito envolvimento com as três grandes áreas de atuação do Médico Veterinário: • • •
SAÚDE PÚBLICA SAÚDE ANIMAL PRODUÇÃO ANIMAL
Áreas de atuação do Médico Veterinário de animais silvestres ou selvagens: Cativeiro: Vida livre: # Exposição (zoológicos); # Unidades de conservação; # Produção (criadouros científicos; # Pesquisa; comerciais e conservacionistas); # Reabilitação. # Animais de estimação (clínica); # Circos. Capacitação: Disciplinas de graduação; Cursos de aperfeiçoamento; Estágio; Residência; Autodidatismo. • • • • •
Conceitos: Conceitos: Nomenclatura científica Conservação Preservação Distribuição geográfica Expansão de distribuição Nativo, indígena, natural Exótico, alienígena, estrangeiro Introduzido Relocação, repatriação, translocação Espécie rara (naturalmente rara) Espécie ameaçada de extinção
Espécie sinantrópica Espécie especialista Espécie generalista Espécie cosmopolita Espécie endêmica Procedência Origem Plano de manejo CITES IATA
UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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INTRODUÇÃO À MEDICINA DE ANIMAIS SILVESTRES O Médico Veterinário de animais silvestres: Perfil: pesquisa, Perfil: pesquisa, constantes novidades e desafios, inter-relacionamento com outras especialidades, forte associação com a zoologia e a biologia, visão conservacionista, capacidade de extrapolação e adaptação. Atuação e envolvimento em campos diversos como zootecnia, nutrição, manejo, contenção, anestesiologia, clínica, cirurgia, patologia, parasitologia, odontologia, planejamento, educação. Estreito envolvimento com as três grandes áreas de atuação do Médico Veterinário: • • •
SAÚDE PÚBLICA SAÚDE ANIMAL PRODUÇÃO ANIMAL
Áreas de atuação do Médico Veterinário de animais silvestres ou selvagens: Cativeiro: Vida livre: # Exposição (zoológicos); # Unidades de conservação; # Produção (criadouros científicos; # Pesquisa; comerciais e conservacionistas); # Reabilitação. # Animais de estimação (clínica); # Circos. Capacitação: Disciplinas de graduação; Cursos de aperfeiçoamento; Estágio; Residência; Autodidatismo. • • • • •
Conceitos: Conceitos: Nomenclatura científica Conservação Preservação Distribuição geográfica Expansão de distribuição Nativo, indígena, natural Exótico, alienígena, estrangeiro Introduzido Relocação, repatriação, translocação Espécie rara (naturalmente rara) Espécie ameaçada de extinção
Espécie sinantrópica Espécie especialista Espécie generalista Espécie cosmopolita Espécie endêmica Procedência Origem Plano de manejo CITES IATA
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ANIMAIS DOMESTICOS Há mais de 10 mil anos os habitantes do sudeste asiático iniciaram a domesticação de animais e o plantio de vegetais. Isto proporcionou uma maior disponibilidade de alimento e o conseqüente crescimento da civilização humana. Os primeiros animais domesticados foram os cães e depois os bois, as ovelhas e as cabras. Mais tarde o asno, o cavalo e os camelídeos. A seleção zootécnica promoveu a redução da ferocidade e o aumento da produtividade. A atual relação de espécies domésticas está intimamente int imamente ligada à história da civilização humana e a sua cronologia. O homem, quando ocupava novos territórios, sempre levava consigo os animais domesticados, isto tornou as espécies domésticas cosmopolitas, muitas vezes perdendo-se no tempo t empo a sua origem precisa. Com certeza, muitas espécies silvestres têm grande potencial zootécnico. Porém, o aprimoramento genético já alcançado nas espécies domésticas, e os avanços zootécnicos continuados tornam bastante difícil a competição entre espécies silvestres e as domésticas. A inclusão de novas espécies na relação de domésticas representa um grande desafio. Isto se justifica em função da existência de uma grande defasagem de tempo investido em pesquisa, decorrente principalmente da cronologia histórica e da ocupação dos continentes pela civilização humana. Conceitos A domesticação é diferente do amansamento, porém aí tem seu início. A domesticação se refere à espécie e o amansamento ao indivíduo. REQUERIMENTOS E MECANISMOS PARA A CONVERSÃO DE UMA ESPÉCIE SELVAGEM EM DOMÉSTICA: 1. Alteração do ambiente natural para artificial. 2. Seleção zootécnica de características econômicas (produtivas), estéticas ou esportivas esportivas em função do interesse humano. Estimular:
Sociabilidade Adaptabilidade Conversão alimentar Produtividade Fertilidade Precocidade Resistência a doenças
Reduzir:
Territorialidade Dominância Mecanismos reprodutivos intrincados
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RELAÇÃO DAS ESPÉCIES ANIMAIS CONSIDERADAS DOMÉSTICAS AVES (14) Nome comu m Marreco Ganso Ganso-do-canadá Pato Cisne-branco Pombo Codorna Galinha Peru
Anas platyrhyncos Anser anser Branta canadensis Cairina moschata Cygnus olor Columba livia Coturnix coturnix Gallus gallus Meleagris gallopavo
Galinha-de-angola Pavão Faisão-de-coleira Canário-belga Periquitoaustraliano
Numida meleagris Pavo cristatus Phasianus colchicus Serinus canarius Melopsittacus undulatus
Nome científi co
Ordem Anseriformes Anseriformes Anseriformes Anseriformes Anseriformes Columbiformes Galliformes Galliformes Galliformes
Família Anatidae Anatidae Anatidae Anatidae Anatidae Columbidae Phasianidae Phasianidae Phasianidae
Galliformes Galliformes Galliformes Passeriformes Psittaciformes
Phasianidae Phasianidae Phasianidae Fringelidae Psittacidae
Origem Ásia Ásia Ásia Ásia Eurásia e África Ásia Ásia Ásia Ásia
Ordem Artiodactyla Artiodactyla Artiodactyla Artiodactyla Artiodactyla Artiodactyla Artiodactyla Artiodactyla Artiodactyla
Família Bovidae Bovidae Bovidae Bovidae Bovidae Bovidae Bovidae Bovidae Camelidae
dromedarius Arábia Camelus bactrianus América do Sul Lama pacos América do Sul Lhama glama Eurásia Rengifer tarantus Eurásia Sus scrofa América do Vulpes fulva
Artiodactyla Artiodactyla Artiodactyla Artiodactyla Artiodactyla Carnívora
Camelidae Camelidae Camelidae Cervidae Suidae Canidae
Carnívora Carnívora Carnívora Carnívora
Canidae Felidae Mustelidae Mustelidae
MAMÍFEROS (28) Nome comum Nome científico Gayal Bos gaurus Yak Bos grunniensis Banteng Bos javanicus Kouprey Bos sauveli Boi Bos taurus Búfalo Bubalus bubalis Cabra Capra hircus Ovelha Ovis aries Dromedário Camelus Camelo Alpaca Lhama Rena Porco Raposa Cão Gato Ferret Mink
Canis familiaris Felis catus Mustela putorinus Mustela vison
Origem Eurásia e África Ásia Canadá América do Sul Eurásia Eurásia Ásia Ásia América do Norte África Índia Eurásia Ilhas Canárias Oceania
Norte Eurásia África (Egito) Europa América do Norte
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Elefante asiático Elephas maximus Coelho Asno Cavalo Porquinho-daíndia Chinchila Hamster Camundongo Ratazana
Oryctolagus cuniculus Equus asinus Equus caballus Cavia porcellus Chinchila laniger Mesocricetus auratus Mus musculus Rattus norvegicus
Síria, Índia e China Europa
Probocideat
Elephantidae
Lagomorpha
Leporidae
África Perissodactyla Eurásia Perissodactyla América do Sul Rodentia
Equidae Equidae Caviidae
América do Sul Ásia
Rodentia Rodentia
Chinchilidae Muridae
Eurásia Ásia (China)
Rodentia Rodentia
Muridae Muridae
INSETOS (2) Nome comu m Nome científico Origem Ordem Família Abelha Europa Hymenoptera Apidae Apis mellifera Bicho-da-seda Bombix mori China Lepidoptera Bombicidae PEIXES (1) Nome comum Nome científi co Origem Ordem Família Carpa Cyprinus carpio Eurásia e África Cypriniforme Cyprinidae Ungulados: nome genérico de qualquer mamífero cujas extremidades terminem em cascos. Incluem o cavalo, o rinoceronte, a anta (com número ímpar de dedos), o porco, o camelo, o cervo, o gado bovino, a ovelha (com número par de dedos), o elefante e o daimão (hiracoide). Na maioria, são herbívoros e se espalharam por todos os continentes, exceto a Austrália. Classificação científica: os ungulados com dedos ímpares são os Perissodáctilos e os que têm dedos pares, são os Arti odáctilos. Arti odáctilo: qualquer membro da Ordem de mamíferos com cascos e um número par de dedos em cada pé. Neste grupo se incluem o gado bovino, os porcos, as cabras, as girafas, os camelos, os cervos, os antílopes e os hipopótamos. Compõese de 09 famílias: Suidae (porcos, javalis, potomoqueros, babirousa) Tayassuidae (cateto, queixada e catagonus) Hippopotamidae (hipopótamo e hipopótamo-anão) Camelidae (camelo, dromedário, alpaca, lhama, guanaco e vicunha) Tragulidae (chevrotan e veado-rato) Cervidae (cervos, veados, alces e renas) UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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Anti locapr idae (pronghorn) Bovidae (antílopes, bois, cabras, ovelhas, búfalos e bisões) Classificação científica: Ordem Artiodactyla. Perissodáctilo: termo que se aplica a qualquer membro dessas três famílias dos mamíferos: Equidae (cavalos, zebras, asnos) Tapiridae (antas) Rinocerontidae (rinocerontes). Têm um número ímpar de dedos: um em cada pata nos cavalos e três nos rinocerontes. Os membros da família da anta têm quatro dedos nas patas dianteiras e três dedos nas traseiras. Classificação científica: Ordem Perissodactyla DIVERSIDADE São aproximadamente 47.668 as espécies de animais vertebrados atuais que habitam o Planeta Terra. Nome comum Grupo taxonômico Número de espécies PEIXES Myxinoidea + Petromyzontoidea 80 (24.587) (lampreia e peixe-bruxa) Chondricthyes 800 (tubarões, raias e quimeras) Actinopterygii 2.3700 (peixes de nadadeiras raiadas) Acnistia + Dipnoi 7 (peixes de nadadeiras carnosas – celacanto) ANFÍBIOS Caudata 400 (4.310) (salamandras) Anura 3.750 (sapos, rãs e pererecas) Gymnophiona 160 (cicília) RÉPTEIS Testudinomorpha 250 (5.971) (tartarugas) Lepidosaura 5.700 (cobras, lagartos e tuatara) Crocodilia 21 (jacarés, crocodilos, gaviais e aligátor) AVES Aves 8.750 (8.750) MAMÍFEROS Mammalia 4.050 (4.050) UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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LEGISLAÇÃO REFERENTE À FAUNA SILVESTRE •
DECRETO N. 24.645 DE 10 DE JULHO DE 1934 - Estabelece medidas de proteção aos animais.
•
L EI 5.197
DE
03
DE JANEIRO DE
1967 - Dispõe sobre a Proteção à Fauna e dá
outras Providências. •
L EI N.° 6638 DE 8 DE MAIO DE 1979 - Estabelece normas para a pratica didático cientifica da vivissecção de animais.
•
RESOLUÇÃO
DO
CONAMA N.° 017
DE
07
DE DEZEMBRO DE
1997 - Define a
destinação de animais silvestres apreendidos pelo IBAMA. •
L EI N.° 9.605
DE
12
DE FEVEREIRO DE
1998 - Lei de Crimes Ambientais -
Capitulo IX – Fauna. •
PORTARIA N.º 1.522 DE 19
DE DEZEMBRO DE 1989 – Estabelece Lista Oficial de
Espécies da Fauna Brasileira Ameaçada de Extinção. •
PORTARIA N.º 45-N,
DE
27
DE ABRIL DE
1992 - Complementa a Lista Oficial de
Espécies da Fauna Brasileira Ameaçada de Extinção. •
PORTARIA N.º 062 DE 17 DE
JUNHO DE
1997 - Complementa a Lista Oficial de
Espécies da Fauna Brasileira Ameaçada de Extinção. •
PORTARIA N.º 332
DE
13 DE M ARÇO
DE
1990 – Dispõe sobre a coleta de
material zoológico, destinado a fins científicos ou didáticos. •
INSTRUÇÃO NORMATIVA N°109/97,
DE
12 DE SETEMBRO DE 1997 – Dispõe sobre
a coleta de material zoológico, destinado a fins científicos ou didáticos em Unidades de Conservação Federal. •
PORTARIA NORMATIVA N°113/97 DE 35 DE SETEMBRO DE 1997 – Dispõe sobre o registro do Cadastro Técnico Federal de Poluidoras e usuárias de Recursos Ambientais.
•
PORTARIA N.º 016 DE 04
Atividades
Potencialmente
DE MARÇO DE 1994 – Dispões sobre a manutenção e
ou criação em cativeiro da fauna silvestre brasileira com finalidade de subsidiar pesquisas científicas em Universidades, Centros de Pesquisa e Instituições Oficiais ou Oficializadas pelo Poder Público. •
PORTARIA Nº 108/94
DE 06 DE OUTUBRO DE 1994 - Normatiza o funcionamento
de mantenedores de felídeos do gênero Panthera; família Ursidae; primatas das famílias Pongidae e Cercopithecidae; família Hippopotamidae e ordem Proboscidae.
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PORTARIA N.º 118-N DE 15
DE OUTUBRO DE 1997 - Normatiza o funcionamento
de criadouros de animais da fauna silvestre brasileira com fins econômicos e industriais. •
PORTARIA Nº 102/98 DE 15 DE JULHO DE 1998 - Normatiza o funcionamento de criadouros de animais da fauna silvestre exótica com fins econômicos e industriais.
•
PORTARIA N.º 142/92
DE
30
DE DEZEMBRO DE
1992 - Normatiza a criação em
cativeiro da tartaruga-da-amazônia Podocnemis expansa, e do tracajá Podocnemis unifilis, em criadouros com finalidade comercial, nas áreas de sua distribuição geográfica. •
PORTARIA N.º 2314
26
DE
DE NOVEMBRO DE
1990 - Institui os criadouros
destinados à reprodução de insetos da Ordem Lepidóptera da fauna silvestre com finalidade econômica. •
PORTARIA 324/87-P
22
DE
DE JULHO DE
1987 - Proíbe a implantação de
criadouros de jacaré-do-pantanal (Caiman crocodillus yacare) fora de sua área de ocorrência (Bacia do Rio Paraguai). •
PORTARIA N.º 126
DE
13
DE FEVEREIRO DE
1990 – Dispõe sobre o registro de
criadouro com finalidade comercial, destinado a recria em cativeiro de Caiman croc odylus yacare na Bacia do Rio Paraguai. •
PORTARIA Nº 139-N DE 29 DE DEZEMBRO DE 1993 – Dispõe sobre a implantação de Criadouros Conservacionistas.
•
PORTARIA Nº 138
DE
14
DE NOVEMBRO DE
1997 – Estabelece que Criadouros
Conservacionistas poderão receber visitas de caráter técnico, didático ou programas de educação ambiental da rede pública ou privada de ensino quando supervisionadas por monitores. •
PORTARIA N.º 117
DE
15
DE OUTUBRO DE
1997 - Normatiza a comercialização
de animais vivos, abatidos, partes e produtos da fauna silvestre brasileira provenientes de criadouros com finalidade econômica e jardins zoológicos. •
PORTARIA
N.º
119-N,
DE
17
DE NOVEMBRO DE
1992 - Normatiza a
comercialização de peles de crocodilianos brasileiros, das espécies Caiman crocodilus yacare e Caiman crocodilus crocodilus, produzidas pelos criadouros comercias. •
PORTARIA N.º 70 DE 23
DE AGOSTO DE 1996 - Normatiza a comercialização de
produtos e subprodutos das espécies de quelônios Podocnemis expansa, tartaruga-da-amazônia e Podocnemis unifilis , tracajá, provenientes de criadouros comerciais.
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L EI N° 7173
14
DE
DE DEZEMBRO DE
1983 - Institui jardins zoológicos e
estabelece categorias. •
PORTARIA N° 283/P
18
DE
DE MAIO DE
1989 - Normatiza jardins zoológicos e
define a documentação necessária. •
INSTRUÇÃO NORMATIVA Nº 04
DE
04
DE MARÇO DE
2002 – Estabelece
recomendações técnicas para recintos de jardins zoológicos (substitui a IN nº 1 de 1989). •
PORTARIA N.° 019
DE
17
DE JANEIRO DE
1990 – Proíbe a permuta de animais
entre Zoológicos, criadouros científicos e comerciais que não estejam regularizados junto ao IBAMA. •
PORTARIA N.° 2114
DE
24
DE OUTUBRO DE 1990 - Proíbe a compra, doação ou
qualquer tipo de transação de animais nativos e exóticos entre circos e Zoológicos de nacionalidade brasileira e estrangeira. •
PORTARIA 005/91-N
25
DE
DE ABRIL DE
1991 - Obriga o acasalamento de
animais solteiros, pertencentes à lista Oficial de Espécies Ameaçadas de Extinção da fauna nativa, mantidos em cativeiro. •
PORTARIA Nº 057
11
DE
“Clubes Ornitófilos BRASILEIRA”. •
DE JULHO DE
de
1996 – Estabelece as atividades dos
PASSERIFORMES
DA
FAUNA
SILVESTRE
PORTARIA N.º 99 DE 28 DE AGOSTO DE 1997 – Determina que os passeriformes da fauna brasileira, com anilhas abertas, somente poderão participar de torneios, exposições, bem como transitar f ora do domicílio do mantenedor, até 31 de Dezembro de 1997. Ficam desta maneira, a partir do ano de 1998, os torneios e exposições restritos a passeriformes portadores de anilhas fechadas e invioláveis.
•
PORTARIA Nº 93
DE
1998 - Normatiza a importação e exportação de Animais
da Fauna Silvestre. •
PORTARIA Nº 163
1998 - Autoriza a importação de espécimes de furão - Mustela putorius f uro , para importação com finalidade DE
08
DE DEZEMBRO DE
comercial para a manutenção em cativeiro como animal de estimação. •
INSTRUÇÃO NORMATIVA Nº 01
DE
15
DE ABRIL DE
1999 - Estabelece critérios
para o Licenciamento Ambiental de empreendimentos e atividades que envolvam manejo de fauna silvestre exótica e nativa em cativeiro
LEGISLAÇÃO REFERENTE À CAÇA AMADORISTA •
PORTARIA N.° 108-P
DE
02
DE ABRIL DE
1982 - Dispõe sobre a permissão de
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caça amadorista. •
PORTARIA N.° 310-P
DE
26
DE MAIO DE
1989 - Dispõe sobre a concessão de
clubes e sociedades amadoristas de caça e tiro ao vôo. •
PORTARIA N.° 047
DE
22
DE MAIO DE
1997 - Dispõe sobre a autorização de
caça amadorista no Rio Grande do Sul. •
PORTARIA N.° 70 DE 4 DE JULHO DE 1997 - Autoriza o controle Populacional da caturrita (Myopsitta monachus) por abate direto ou captura.
•
PORTARIA N.° 142-N
DE
21
DE OUTUBRO DE
1998 - Autoriza o controle
Populacional de garibaldi ( Agelaius ruficapillus) por abate direto ou captura.
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LISTA OFICIAL DE FAUNA AMEAÇADA DE EXTINÇÃO Através da Portaria nº 1.522, de 19 de dezembro de 1.989 e da Portaria nº 45-N, de 27 de abril de 1.992, o IBAMA tornou pública a lista oficial de espécies da fauna brasileira ameaçada de extinção. Espécies marcadas com asterisco (*) estão provavelmente extintas
1.0. MAMMALIA - MAMÍFEROS 1.1. Primates - Macacos •
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Alouatta belzebul belzebul (Linnaeus, 1766). Família Cebidae. Nome popular: guariba. Alouatta fusca (E. Geoffroy, 1812). Família Cebidae. Nome popular: barbado, guariba. Ateles belzebuth (E. Geoffroy, 1806). Família Cebidae. Nome popular: macaco-aranha. Ateles paniscus (Linnaeus, 1758). Família Cebidae. Nome popular: macacoaranha. Brachyteles arachnoides (E. Geoffroy, 1806). Família Cebidae. Nome popular: muriqui, mono-carvoeiro. Cacajao calvus (I. Geoffroy, 1847). Família Cebidae. Nome popular: uacari. Cacajao melanocephalus (Humbolt, 1812). Família Cebidae. Nome popular: uacari-preto. Callicebus parsonatus (E. Geoffroy, 1812). Família Cebidae. Nome popular: guigó, sauá. Callimico goeldii (Thomas, 1904). Família Callimiconidae. Nome popular: calimico. Callithrix argentata leucippe (Thomas, 1922). Família Callitrichidae. Nome popular: sagui. Callithrix aurita (Humbolt, 1812). Família Callitrichidae. Nome popular: saguida-serra-escuro. Callithrix flaviceps (Thomas, 1903). Família Callitrichidae. Nome popular: sagui-da-serra. Callithrix humeralifer (E. Geoffroy, 1812). Família Callitrichidae. Nome popular: sagui. Cebus apella xanthosternos (Wied, 1820). Família Cebidae. Nome popular: macaco-prego-do-peito-amarelo. Chiropotes albinasus (I. Geoffroy & Deville, 1848). Família Cebidae. Nome popular: cuxiu-de-nariz-branco. Chiropotes satanas utahicki (Hershkovitz, 1.985). Família Cebidae. Nome popular: cuxiu. Chiropotes satanas satanas (Hoffmansegg, 1807). Família Cebidae. Nome popular: cuxiu. Lagothrix lagotricha (Humbolt, 1812). Família Cebidae. Nome popular: barrigudo. Leontopithecus chrysomelas (Kuhl, 1820). Familia Callitrichidae. Nome popular: mico-leão-de-cara-dourada. Leontopithecus chrysopygus (Mikan, 1923). Família Callitrichidae. Nome popular: mico-leão-preto. UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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Leontopithecus rosalia (Linnaeus, 1766). Família Callitrichidae. Nome popular: mico-leão-dourado. Leontopithecus caissara (Persson, 1990) Família Callitrichidae. Nome popular: mico-leão-da-cara- preta. Pithecia albicans (Gray, 1860). Família Cebidae. Nome popular: parauacubranco Saguinus bicolor (Spix, 1823). Família Calliitrichidae. Nome popular: soim-decoleira. Saguinus imperator (Goeldi, 1907). Família Callitrichidae. Nome popular: sagui-bigodeiro. Saimiri vanzolinii (Ayres, 1985). Família Cebidae. Nome popular: mico-decheiro
1.2. Carnivora - Carnívoros •
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Atelocynus microtis (Scalter, 1883). Família Canidae. Nome popular: cachorro-domato-de-orelha-curta. Chrysocyon brachyurus (Illiger, 1815). Família Canidae. Nome popular: lobo-guará. guará, lobo-vermelho, Felis colocolo (Molina, 1810). Família Felidae. Nome popular: gato-palheiro Felis concolor (Linaeus, 1771). Família Felidae. Nome popular: sussuarana, onçaparda. Felis geoffroyi (d'Orbigny & Gervais, 1844). Família Felidae. Nome popular: gato-domato. Felis pardalis (Linaeus, 1758). Família Felidae. Nome popular: jaguatirica. Felis tigrina (Scheber, 1775). Família Felidae. Nome popular: gato-do-mato. Felis wiedii (Schinz, 1821). Família Felidae. Nome popular: gato-do-mato, maracajá. Grammogale africana (Desmarest, 1818). Família Mustelidae. Nome popular: doninha amazônica. Lutra longicaudis (Olfers, 1818). Família Mustelidae. Nome popular: lontra. Panthera onca (Linnaeus, 1758). Família Felidae. Nome popular: onça-pintada, canguçu, onça-canguçu, jaguar-canguçu Pteronura brasiliensis (Gmelin, 1788). Família Mustelidae. Nome popular: ariranha. Speothos vinaticus (Lund, 1842). Família Canidae. Nome popular: cachorro-do-matovinagre.
1.3. Xenarthra - Desdentados •
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Bradypus torquatus (Desmarest, 1816). Família Bradypodidae. Nome popular: preguiça-de-coleira. Mymercophaga tridactyla (Linnaeus, 1758). Família Mymercophagidae. Nome popular: tamanduá-bandeira. Priodontes maximus (Kerr, 1792). Família Dasypodidae. Nome popular: tatucanastra, tatuaçu. Tolypeutes tricinctus (Linnaeus, 1758). Família Dasypodidae. Nome popular: tatubola, tatuapara.
1.4. Sirenia - Peixes-boi
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Trichechus inunguis (Natterer, 1883). Família Trichechidae. Nome popular: peixe-boi, guarabá. Trichechus manatus (Linnaeus, 1758). Família Trichechidae. Nome popular: peixeboi-marinho, manati.
1.5 Cetacea - Baleias e Golfinhos •
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Eubalena australis (Desmoulins, 1822). Família Baleanidae. Nome popular: baleiafranca, baleia-franca-austral. Megaptera novaeangliae (Borowsky, 1781). Família Balaenopteridae. Nome popular: jubarte. Pontoporia blainvillei (Gervais & d'Orbigny). Família Pontoporiidae. Nome popular: toninha, boto-cachimbo.
1.6 Rodenti a - Roedores • •
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Abrawayaomys ruschii (Cunha & Cruz, 1979). Família Cricetidae. Chaetomis subspinosus (Olfers, 1818). Família Erethizontidae. Nome popular: ouriçopreto. *Juscelinomys candango (Moojen, 1965). Família Cricetidae. Kunsia tomentosus (Lichtenstein, 1830). Família Cricetidae. Phaenomys ferrugineus (Thomas, 1894). Família Cricetidae. Nome popular: rato-domato-ferrugíneo. Rhagomys rufescens (Thomas, 1886). Família Cricetidae. Nome popular: rato-domato-laranja. Wilfredomys oenax (Thomas, 1928). Família Cricetidae. Nome popular: rato-do-mato.
1.7 Artiodactyla - Veados •
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Blastocerus dichotomus (Illiger, 1815). Família Cervidae. Nome popular: cervo-dopantanal. Odocoileus viginianus (Zimmermann, 1780). Família Cervidae. Nome popular: cariacu. Ozotocerus bezoarticus (Linnaeus, 1758). Família Cervidae. Nome popular: veadocampeiro.
2.0. AVES 2.1. Tinamiformes - Codornas •
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Crypturellus noctivagus (Wied, 1820). Família Tinamidae. Nome popular: jaó-do-sul, zabelê, juó. Nothura minor (Spix, 1825). Família Tinamidae. Nome popular: codorna-mineira, codorna-buraqueira, buraqueira. Taoniscus nanus (Temmink, 1815). Família Tinamidae. Nome popular: codornaburaqueiira, perdigão, inhambu-carapé. Tinamus solitarius (Vieillot, 1819). Família Tinamidae. Nome popular: macuco, macuca.
2.2. Ciconi iformes •
Eudocimus ruber (Linnaeus, 1758). Família Threskiornithidae. Nome popular: guará.
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Tigrisoma fasciatum fasciatum (Such, 1825). Família Ardeidae. Nome popular: socóboi.
2.3 Phoenicopterifor mes •
Phoenicopterus ruber (Linnaeus, 1758). Família Phoenicopteridae. Nome popular: flamingo, ganso-do-norte, ganso-cor-de-rosa, maranhão.
2.4 Anserifor mes •
Mergus octosetaceus (Vieillot, 1817). Família Anatidae. Nome popular: mergulhão, patão, pato-mergulhão.
2.5 Falconiformes - Falcões e Águias •
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Accipiter poliogaster (Temminck, 1824). Família Accipitridae. Nome popular: tauatópintado,gavião-pombo-grande. Falco deiroleucus (Temminck, 1825). Família Falconidae. Nome popular: falcão-depeito-vermenho. Harpia harpyja (Linnaeus, 1758). Família Accipitridae. Nome popular: gavião-real, gavião-de-penacho, uiraçu-verdadeiro, cutucurim, harpia. Harpyhaliaetus coronatus (Vieillot, 1817). Família Accipitridae. Nome popular: águiacinzenta. Leucopternis lacernulata (Temminck, 1827). Família Accipitridae. Nome popular: gavião-pomba. Leucopternis polionota (Kaup, 1847). Família Accipitridae. Nome popular: gaviãopomba Morphnus guianensis (Daudin, 1800). Família Accipitridae. Nome popular: gavião-depenacho, uiraçu-falso. Spizastus melanoleucus (Vieillot, 1816). Família Accipitridae. Nome popular: gaviãopreto, gavião-pato.
2.6. Gallif ormes - Mutu ns •
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Crax blumembachii (Spix, 1825). Família Cracidae. Nome popular; mutum-dosudeste. Crax fasciolata pinima (Pelzeln, 1870). Família Cracidae. Nome popular: mutum-depenacho, mutum-pinima. Mitu mitu mitu (Linnaeus, 1766). Família Cracidae. Nome popular: mutum-cavalo, mutum-etê, mutum-da-várzea, mutum-piry, mutum-do-nordeste. Penelope jacucaca (Spix, 1825). Família Cracidae. Nome popular: jacucaca. Penelope obscura bronzina (Hellmayr, 1914). Família Cracidae. Nome popular: jacuguaçu, jacuaçu. Penelope ochrogaster (Pelzeln, 1870). Família Cracidae. Nome popular: jacu-debarriga-castanha. Pipile jacutinga (Spix, 1825). Família Cracidae. Nome popular: jacutinga.
2.7. Charadriif ormes - Maçaricos •
Numenius borealis (Forster, 1772). Família Scolopacidae. Nome popular: maçaricoesquimó.
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2.8 Columbiformes - Pombos •
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Claravis godefrida (Temminck, 1811). Família Columbidae. Nome popular: pararu, pomba-de-espelho. Columbina cyanopis (Pelzeln, 1870). Família Columbidae. Nome popular: rolinha-doplanalto, rolinha-do-Brasil-central.
2.9 Psittacif ormes - Papagaios, periquit os e araras •
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Amazona brasiliensis (Linnaeus, 1758). Família Psittacidae. Nome popular: papagaio-da-cara-roxa, chauá. Amazona petrei (Temminck, 1830). Família Psittacidae. Nome popular: chorão, charão, papagaio-da-serra, serrano. Amazona rhodocorytha (Salvadori, 1890). Família Psittacidae. Nome popular: Chauáverdadeiro, jauá, acumatanga, camutanga. Amazona vinacea (Huhl, 1820). Família Psittacidae. Nome popular: papagaio-depeito-roxo, papagaio-caboclo, papagaio-curraleiro, jurueba. * Anodorhynchus glaucus (Vieillot, 1816). Família Psittacidae. Nome popular: araraazul-pequena. Anodorhynchus hyacinthinus (Latham, 1720). Família Psittacidae. Nome popular: arara-azul-grande, ararauna Anodorhynchus leari (Bonaparte, 1857). Família Psittacidae. Nome popular: araraazul-de-Lear. Aratinga guarouba (Gmlin, 1788). Família Psittacidae. Nome popular: guaruba, ararajuba. Cyanopsitta spixii (Wagler, 1832). Família Psittacidae. Nome popular: ararinha-azul. Pyrrhura cruentata (Wied, 1820). Família Psittacidae. Nome popular: tiriba, fura-mato, cara-suja. Pyrrhura leucotis (Kuhl, 1820). Família Psittacidae. Nome popular: fura-mato, tiribade-orelha-branca Touit melanonota (Wied, 1820). Família Psittacidae. Nome popular: apuim-de-caudavermelha. Touit surda (Kuhl, 1820). Família Psittacidae. Nome popular: apuim-de-caudaamarela. Triclaria malachitacea (Spix, 1824). Família Psittacidae. Nome popular: sabiá-cica, araçu-aiava.
2.10 Cuculi formes - Jacus •
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Neomorphus geoffroyi dulcis (Snethlage, 1927). Família Cuculidae. Nome popular: aracuão, jacu-molambo, jacu-porco, jacu-verde, jacu-taquara. Neomorphus geoffroyi geoffroyi (Temminck, 1820). Família Cuculidae. Nome popular: jacu-estalo.
2.11 Caprimulg iformes - Bacuraus •
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Caprimulgus candicans (Pelzeln, 1867). Família Caprimulgidae. Nome popular: bacurau, rabo-branco. Eleothreptus anomalus (Gould, 1837). Família Caprimulgidae. Nome popular: curiango-do-banhado.
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Macropsalis creagra (Bonaparte, 1850). Família Caprimulgidae. Nome popular: bacurau, tesoura-gigante. Nyctibius leucopterus (Wied, 1821). Família Nyctibiidae. Nome popular: mãe-da-lua.
2.12. Apodiformes - Beija-flores •
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Phaethornis superciliosus margarettae (Ruschi, 1972). Família Trochilidae. Nome popular: besourão-de-rabo-branco. Ramphodon dohrnii (Boucier & Mulsant, 1852). Família Trochilidae. Nome popular: balança-rabo-canela.
2.13. Piciformes - Pica-paus e martins-pescadores •
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Campephilus robustus (Lichtenstein, 1819). Família Picidae. Nome popular: picapau-rei. Celeus torquatus tinnunculus (Wagler, 1829). Família Picidae. Nome popular: picapau-de-coleira. Dryocopus galeatus (Temminck, 1822). Família Picidae. Nome popular: pica-pau-decara-amarela. Jacamaralcyon tridactyla (Vieillot, 1817). Família Galbulidae. Nome popular: cuitelão, bicudo, violeiro.
2.14. Passeriformes - Passarinhos •
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Amaurospiza moesta (Hartlaub, 1853). Família Emberizidae. Nome popular: negrinho-do-mato. Alectrurus risoria (Vieillot, 1824). Família Tyrannidae. Nome popular: galito, tesourado-campo, bandeira-do-campo. Anthus nattereri (Sclater, 1878). Família Motacillidae. Nome popular: caminheirogrande. *Calyptura cristata (Vieillot, 1818). Família Cotingidae. Nome popular: tietê-de-coroa. Carduelis yarrellii (Audubon, 1839). Família Emberizidae. Nome popular: coroinha, pintassilgo-do-nordeste. Carpornis malanocephalus (Wied, 1820). Família Cotingidae. Nome popular: sabiápimenta. Cercomacra carbonaria (Sclater & Salvin, 1873). Família Formicariidae. Clibanor nis dendrocolaptoides (Pelzeln, 1859). Família Furnariidae. Conothraupis mesoleuca (Berlioz, 1939). Família Emberizidae. Cotinga maculata (Müller, 1776). Família Cotingidae. Nome popular: crejoá, quiruá, catingá. Culicivora caudacuta (Vieillot, 1818). Família Tyrannidae. Nome popular: papamoscas-do-campo. Curaeus forbesi (Sclater, 1886). Família Icteridae Nome popular: anumará. Dacnis nigripes (Pelzeln, 1856). Família Emberizidae. Nome popular: saí-de-pernaspretas. Formicivora erythronotos (Hartlaub, 1852). Família Formicariidae. Formicivora iheringi (Hellmayr, 1909). Família Formicariidae. Nome popular: papaformiga. Gubernatrix cristata ( Vieillot, 1817). Família Emberizidae. Nome popular: cardealamarelo.
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Hemitriccus aenigma (Zimmer, 1940). Família Tyrannidae. Hemitriccus furcatus (Lafresnaye, 1846). Família Tyrannidae. Nome popular: papa-moscas-estrela. Hemitriccus kaempf eri (Zimmer, 1953). Família Tyrannidae. Herpsilochmus pectoralis (Sclater, 1857). Família Formicariidae. Iodopleura pipra (Lesson, 1831). Família Cotingidae. Nome popular: anambezinho. Lipaugus lanioides (Lesson, 1844). Família Cotingidae. Nome popular: sabiá-damata-virgem, sabiá-do-mato-grosso, sabiá-da-serra, virussu, tropeiro-da-serra. Megaxenops parnaguae (Reiser, 1905). Família Furnariidae. Nome popular: bicovirão-da-caatinga. Merulaxis stresemanni (Sick, 1960). Família Rhinocryptidae. Myadestes leucogenys leucogenys (Cabanis, 1851). Família Turdidae. Nome popular: sabiá-castanho. Myrmeciza ruficauda (Wied, 1831). Família Formicariidae. Mymerciza stictothorax (Todd, 1927). Família Formicariidae. Myrmotherula minor (Salvadori, 1867). Família Formicariidae. Nome popular: choquinha. Nemosia roourei (Cabanis, 1870). Família Emberezidae. Nome popular: saíraapunhalada. Oryzoborus maximiliani (Cabanis, 1851). Família Emberezidae. Nome popular: bicudo, bicudo-verdadeiro, bicudo-preto. Phibalura flavirostris (Vieillot, 1816). Família Cotingidae. Nome popular: tesourinha. Phylloscartes ceciliae (Teixeira, 1987). Família Tyrannidae. Phylloscartes roquettei (Snethlage, 1928). Família Tyrannidae. Philydor novaesi (Teixeira & Gonzaga, 1983). Família Furnariidae. Pipitres pileatus (Temminck, 1822). Família Cotingidae. Nome popular: cameleirinhode-chapéu-preto. Platyrinchus leucoryphus (Wied, 1831). Família Tyrannidae. Nome popular: patinhogigante. Poecilurus kollari (Pelzeln, 1856). Família Furnariidae. Poospiza cinerea (Bonaparte, 1850). Família Emberizidae. Nome popular: andorinhado-oco-do-pau. Procnias averano averano (Hermann, 1783). Família Cotingidae. Nome popular: araponga-do-nordeste, guiraponga. Pyriglena atra (Swainson, 1825). Família Formicariidae. Nome popular: papaformigas. Pyroderus scutatus scutatus (Shaw, 1792). Família Cotingidae. Nome popular: pavoa, pavão, pavó, pavão-do-mato. Rhopornis ardesiaca (Wied, 1831). Família Formicariidae. Nome popular: papaformigas-de-gravatá Scytalopus novacapitalis (Sick, 1958). Família Rhinocryptidae. Sporophila falcirostris (Temminck, 1820). Família Emberizidae. Nome popular: papacapim, cigarra-verdadeira. Sporophila frontalis (Verreaus, 1869). Família Emberizidae. Nome popular: pichochó, papa-arroz. Sporophila palustris (Barrows, 1883). Família Emberizidae. Nome popular: caboclinho-de-papo-branco.
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Sturnella defilippii (Bonaparte, 1851). Família Icteridae. Nome popular: peitovermelho-grande. Synallaxis infuscata (Pinto, 1950). Família Furnariidae. Tangara fastuosa (Lesson, 1831). Família Emberizidae. Nome popular: pintorverdadeiro. Terenura sicki (Teixeira & Gonzaga, 1983). Família Formicariidae. Thamnomanes plumbeus (Wied, 1831). Família Formicariidae. Thripophafa macroura (Wied, 1821). Família Furnariidae. Nome popular: raboamarelo. Xanthopsar flavus (Gmelin, 1788). Família Icteridae. Nome popular: pássaro-pretode-veste-amarela Xiphocolaptes falcirostris (Spix, 1824). Família Dedrocolaptidae. Nome popular: arapaçu-do-nordeste. Xiphocolaptes franciscanus (Snethlage, 1927). Família Dendrocolaptidae. Nome popular: arapaçu. Xipholena atropurpurea (Wied, 1820). Família Cotingidae. Nome popular: amambéde-asa-branca, cotinga, ferrugem.
3.0. REPTILIA - RÉPTEIS 3.1. Chelonia - Tartarug as •
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Caretta caretta (Linnaeus, 1758). Família Chelonidae. Nome popular: cabeçuda, tartaruga-meio-pente. Chelonia mydas (Linnaeus, 1758). Família Chelonidae. Nome popular: tartarugaverde. Dermochelys coriacea (Linnaeus, 1758). Família Chelonidae. Nome popular: tartaruga-de-couro, tartaruga-gigante, tartaruga-de-pele. Eretmochelis imbricata (Linnaeus, 1766). Família Chelonidae. Nome popular: tartaruga-de-pente. Lepidochelys olivacea (Escholtz, 1829). Família Chelonidae. Phrynops hogei (Mertens, 1967). Família Chelidae.
3.2 Squamata - Serpent es •
Lachesis muta rhombeata (W ied, 1825). Família Viperidae. Nome popular: surucucupico-de-jaca, surucucu.
3.3 Crocodilia - Jacarés •
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Caiman latirostris (Daudin, 1802). Família Crocodilidae. Nome popular: jacaré-depapo-amarelo. Melanosuchus niger (Spix, 1825). Familia Crocodilidae. Nome popular: jacaréaçu.
4.0 AMPHIBIA - rãs •
Paratelmatobius gaigeae (Cochran, 1938). Família Leptodactylidae.
5.0 INSECTA - insetos 5.1 Lepidopt era - borboletas • •
*Dasyophthalma vertebralis (Butler, 1869). Família Nymphalidae. Eresia erysice (Geyer, 1832). Família Nymphalidae.
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*Eurytides iphitas (Hübner, 1821). Família Papilionidae. Eurytides lysithous harrisinus (Swainson, 1822). Família Papilionidae. Eutresis hypareia imeriensis (Brown, 1977). Família Nymphalidae. Heliconius nattereri (Felder & Felder, 1865). Família Nymphalidae. *Hyalyris fiammetta (Hewitson, 1852). Família Nymphalidae. *Hyalyris leptalina leptalina (Felder & Felder, 1865). Família Nymphalidae. Hypoleria fallens (Haensch, 1905). Família Nymphalidae. Hypoleria mulviana (D'Almeida, 1945). Família Nymphalidae. Joiceya praeclara (Talbot, 1928). Família Lyceanidae. Mechanitis bipuncta (Forbes, 1948). Família Nymphalidae. Melinaea mnaisas (Hewitson, 1855). Família Nymphalidae. Moschoneura methymna (Godart, 1819). Família Pieridae. Napeogenis cyrianassa xanthone (Bates, 1862). Família Nymphalidae. Orobrassolis ornamentalis (Stichel, 1906). Família Nymphalidae. Papilio himeros himeros (Höpffer, 1866). Famíla Papilionidae. Papilio himeros baia (Hothschild & Jordan, 1906). Família Papilionidae. Papilio zagreus zagreus (Doubleday, 1847). Família Papilionidae. Papilio zagreus neyi (Niepelt, 1909). Família Papilionidae. Papilio zagreus bedoci (Le Cerf, 1925). Família Papilionidae. Parides ascanius (Cramer, 1775). Família Papilionidae. Parides lysander mattogrossensis (Talbot, 1928). Família Papilionidae. Perrhybris flava (Oberthür, 1895). Família Pieridae. Scada karschina delicata (Talbot, 1932). Família Nymphalidae.
5.2 Odonata - Libélulas • • • •
Leptagrion dardanoi (Santos, 1968). Família Coenagrionidae. Leptagrion siqueir ai (Santos, 1968). Família Coenagrionidae. Mecistogaster asticta (Selys, 1860). Família Psedostigmatidae. *Mecistogaster pronoti (Sjoestedt, 1918). Família Pseudostigmatidae.
6.0 Onychop hora •
Peripatus acacioli (Marcus & Marcus, 1955). Família Peripatidae.
7.0 Cnidari a - Corais •
Millepora nitidae (Verreill, 1868). Família Milleporidae. Nome popular: coral-de-fogo.
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RELAÇÃO DAS PRINCIPAIS ESPÉCIES DE ANIMAIS DE INTERESSE PARA O MÉDICO VETERINÁRIO DE SILVESTRES (ÊNFASE NA FAUNA NATIVA BRASILEIRA) AVES
Cathartes aura urubu-de-cabeça-vermelha
Família Accipitridae (Gaviões)
Cathartes burrovianus urubu-de-cabeça-
Buteo magnirostris gavião-carijó
amarela
Elanus leucurus gavião-peneira
Coragyps atratus urubu
Geranoaetus melanoleucus águia-chilena
Sarcoramphus papa urubu-rei
Harpia harpyja gavião-real
Vultur gryphus condor
Heterospizias meridionalis casaca-de-couro Spizaetus tyranus gavião-pega-macaco
Família Charadriiae Vanellus chilensis quero-quero
Família Anatidae (Patos, marrecos, cisnes.) Amazonetta brasiliensis marreca-ananaí
Família Cicon iidae
Anas platyrhynchos marreco-mallard
Cyconia maguari maguari
(exótico)
Jabiru mycteria jaburu, tuiuiú
Cairina moschata pato-do-mato
Mycteria americana cabeça-seca
Coscoroba coscoroba capororoca Cygnus atratus cisne-negro (exótico)
Família Colum bidae
Cygnus cygnus cisne-cantor (exótico)
Columba livia pombo-doméstico
Cygnus melanocorryphus cisne-de-pescoço-
Columbina talpacoti pomba-paruru
preto
Columba picazuro pomba-asa-branca
Cygnus olor cisne-branco (exótico)
Leptotila rufaxila juriti
Dendrocygna autumnalis marreca-cabocla
Geotrygon montana pomba-caminheira
Dendrocygna bicolor marreca-caneleira
Scardafella squamata pomba-cascavel
Dendrocygna viduata marreca-irerê
Família Cracidae Família Anhimidae
Crax fasciolata mutum-de-penacho
Anhima cornuta anhuma
Penelope obscura jacu-guaçu
Chauna torquata tachã
Pipile jacutinga jacutinga
Família Ardeidae (Garças e socós)
Família Falconidae (Falcões)
Ardea cocoi garça-moura
Falco femoralis falcão-de-coleira
Bubulcus ibis garça-vaqueira (exótico-
Falco peregrinus falcão-peregrino
introduzido)
Falco sparverius quiri-quiri
Casmerodius albus garça-branca-grande
Polyborus plancus Carancho
Egretta thula garça-branca-pequena Nycticorax nycticorax socó-dorminhoco
Família Fringil lidae
Syrigma sibilatrix garça-maria-faceira
Paroaria coronata cardeal
Tigrisoma lineatum socó-boi
Saltator similis trica-ferro Sicalis flaveola canário-da-terra
Família Cariamidae
Serinus canarius canário-belga
Cariama cristata seriema
Spinus magellanicus pintassilgo Sporophila caerulescens coleirinha
Família Cathartidae (Urubus)
Zonotrichia capensis tico-tico
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Oryzoborus angolensisI curió
Psittacus erithacus papagaio-africano (exótico)
Família Jacanidae
Pyrrhura frontalis tiriva
Jacana jacana jaçanã
Família Rallidae (Saracuras e frangos d’água) Família Laridae
Aramides saracura saracura-do-mato
Larus dominicanus gaivota
Gallinula chloropus frango-d’água
Sterna hirundinacea gaivota-trinta-reis
Rallus nigricans saracura-preta Rallus sanguinolentus saracura
Família L oridae Trichoglossus haematodus loris-arco-iris
Família Rhanphastidae Rhamphastos toco tucano-toco
Família Phasianidae
Rhamphastos dicolorus tucano-de-bico-verde
Odontophorus capueira uru
Família Rheidae (Emas e avestruzes)
Pavo cristatus pavão Phasianus colchicus faisão-coleira
Rhea americana ema Struthio camelus avestruz (exótico)
Família Phoenicopteridae Phoenicopterus ruber flamingo
Família Scolopacidae (Maçaricos e narcejas) Gallinago gallinago narceja
Família Picidae
Tringa flavipes maçarico-perna-amarela
Colaptes campestris pica-pau-do-campo
Família Spheniscidae Spheniscus magellanicus pingüim-demagalhães
Família Strigidae Otus choliba coruja-do-mato
Família Psittacidae
Rhinoptynx clamatur mocho-orelhudo
Agapornis personata agapornis (exótico)
Speotyto cunicularia coruja-buraqueira
Amazona aestiva papagaio-verdadeiro Amazona amazonicaI papagaio-do-mangue
Família Tinamidae (Perdizes e codornas)
Amazona farinosa papagaio-moleiro
Crypturellus obsoletus nambu-guaçu
Amazona vinacea papagaio-de-peito-roxo
Crypturellus parvirostris nambu-xororó
Anodorynchus hyacinthinus arara-azul
Crypturellus tataupa nambu-xintã
Ara ararauna arara-canindé
Nothura maculosa codorna
Ara chloroptera arara-vermelha
Rhynchotus rufescens perdiz
Ara macao arara-canga
Tinamus solitarius macuco
Aratinga aurea periquito-áurea Brotogeris tirica periquito-verde Melopsittachus undulatus periquitoaustraliano (exótico) Myopsitta monachus caturrita Nymphicus hollandicus calopsita (exótico)
Família Tyranidae Pitangus sulphuratus bem-te-vi
Pionopsitta pileata cuiú-cuiú Pionus maximiliani baitaca
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Família Tytonidae
Dolichotes patagonum mara ou lebre-da-
Tyto alba coruja-das-torres, suindara
Família Tro chilid ae
patagônia
Família Chinchilid ae
Colibri serrirostris beija-flor-do-campo
Chinchila laniger chinchila
Leucochloris albicollis beija-flor Thalurania glaucopis beija-flor-de-frontevioleta
Família Leporidae Oryctolagus cuniculus coelho-doméstico Sylvilagus brasiliensis tapiti
Família Turdiadae Turdus rufiventris sabiá-vermelha Turdus albicollis sabiá-coleira
Família Cricetidae Mesocricetus auratus hamster-dourado
MAMÍFEROS Família Bovidae
(exótico) Cricetulus griseus hamster-chines (exótico)
Amnotragus lervia aoudade
Cricetulus cricetus hamster-europeu (exótico)
Antilope cevicapra cervicapra
Meriones unguiculatus gerbil ou merione
Bison bison bisão-americano
(exótico)
Bison bonasus bisão-europeu Connochaetes taurinus gnu
Família Muridae
Taurotragus oryx elande
Rattus norvegicus rato ou ratazana (exóticointroduzido )
Famila Bradypodid ae
Rattus rattus rato-das-casas (exótico-introduzido )
Bradypus variegatus preguiça
Família Camelidae
Mus musculus camundongo (exótico-introduzido )
Família Cebidae
Camellus bactrianus camelo
Alouatta caraya bugiu-preto
Camelus dromedarius dromedário
Alouatta fusca bugio-ruivo
Lama glama lhama
Ateles paniscus macaco-aranha
Lama guanicoe guanaco
Cebus apella macaco-prego
Lama pacos alpaca
Lagothrix lagothricha macaco-barrigudo
Lama vicugna vicunha
Saimiri sciureus mico-de-cheiro
Família Canidae
Família Cervidae
Canis lupus lobo-europeu
Blastocerus dichotomus cervo-do-pantanal
Chrysocyon brachyurus lobo-guará
Cervus elaphus cervo-nobre
Dusicyon gimnocercus cachorro-do-campo
Cervus elaphus cervo-nobre (exótico)
Dusiyion thous cachorro-do-mato
Dama dama cervo-dama (exótico)
Speothus venaticus cachorro-vinagre
Mazama americana veado-mateiro Mazama gouazoubira veado-pardo
Família Capromydae
Mazama rufina veado-cambuta
Myocastor coypus ratão-do-banhado
Família Caviidae
Ozotocerus bezoarticus veado-campeiro
Família Dasypodidae
Cavia aperea preá
Dasypus novencinctus tatu-galinha
Cavia porcellus porquinho-da-índia
Euphactus sexcintus tatu-peludo
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Priodontes maximus tatu-canastra
Lepus capensis lebre Sylvilagus brasiliensis tapiti
Família Dasyproctidae
Família Mustelidae
Dasyprocta azarae cutia Dasyprocta leporina cutia
Conepatus chinga zorilho, cangambá
Dasyprocta punctata cutia
Eira barbara irara
Agouti paca paca
Galictis cuja furão Lutra longicaudis lontra
Família Didelphidae
Pteronura brasiliensis ariranha
Caluromys lanatus cuíca-lanosa
Mustela putorinus ferret
Didelphis albiventris gambá-de-orelha-branca Didelphis marsupialis gambá-de-orelha-preta Philander opossum cuíca-de-quatro-olhos
Família Myrmecophagidae Myrmecophaga tridactyla tamanduá-bandeira Tamandua tetradactyla tamanduá-mirim
Família Elephantidae Elephas maximus elefante-indiano (exótico)
Família Calitrichydae
Loxodonta africana elefante-africano
Callithrix jacchus sagui
(exótico)
Callithrix penicillata sagui Leontopithecus rosalia mico-leão-dourado
Família Equidae
Leontopithecus caiçara mico-leão-dourado
Equus grevyi zebra (exótico)
Família Pongidae Família Erethizontidae
Pan troglodites chimpanzé
Coendu villosus ouriço
Pongo pygmaeus orangotango
Família Procyo nidae Família Felidae
Nasua nasua quati
Felis concolor puma
Procyon cancrivorus mão-pelada
Felis geoffroy gato-do-mato-grande
Potos flavus jupará
Felis pardalis jaguaratirica Felis tigrina gato-do-mato-pequeno Felis wiedii gato-maracajá
Família Scuridae Sciurus ingrami serelepe
Felis yagouaroundi gato-mourisco Panthera leo leão Panthera onca onça Panthera pardus leopardo
Famillia Giraffidae Girafa camelopardalis girafa
Família Hyaenidae
Família Tapiridae
Hyaena hyaena hiena-listrada
Família Hydrochaeridae
Tapirus terrestris anta
Família Tayassuidae
Hydrochaeris hydrochaeris capivara
Tayassu tajacu cateto Tayassu pecari queixada
Família Leporidae UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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RÉPTEIS Família Alligatoridae (Jacarés)
Trachemys dorbignyi tigre-d´água (nativo) Trachemys elegans tigre-d´água (exótico)
Caiman crocodilus jacaré-tinga Caiman latirostris jacaré-de-papo-amarelo Crocodilus niloticus crocodilo (exótico) Melanosuchus niger jacaré-açu
Família Iguanidae Família Amphisbaenidae
Iguana iguana iguana ou sininbú
Anphisbaena alba cobra-cega
Família Anguidae
Tropidurus torquatus lagarto
Família Chelydridae
Ophiodes striatus cobra-de-vidro
Família Boidae
Chelydra serpentina tartaruga-mordedora
Família Trionyc hidae
Boa constrictor jibóia
Trionyx sp. tartaruga tartaruga-de-casco-
Corallus caninus cobra-papagaio
mole
Enectes murinus sucurí Epicrates cenchria salamanta Phyton regius píton-bola (exótico)
Família Ki nosternid ae Kinosternom scorpioides muçuã
Phyton reticulatus píton- (exótico)
Família Pelomedusidae Família Chelidae
Podocnemis expansa tartaruga-da-amazônia
Acanthochelys spixii cágado-preto
Podocnemis unifilis tracajá
Chelus fimbriatus matamatá Hydromedusa tectifera cágado-pescoço-decobra
Família Scincidae Mabuya mabuya lagartixa
Phrynops williansi cágado-de-barbicha
Família Hemidactylidae Família Chelonidade
Hemidatylus mabuya lagartixa-de-parede
Caretta caretta tartaruga-marinha
(exótico-introduzido)
Chelonia mydas tartaruga-do-mar
Família Teidae Família Colubridae
Ameiva ameiva bico-doce
Chironius carinatus cobra-cipó
Tupinambis merianae teiú
Clelia clelia mussurana Hydrodinastes gigas boipevaçu
Família Testudin idae
Liophis miliaris cobra-d’água
Geochelone denticulata jabuti-tinga
Oxyrhopus trigeminus falsa-coral
Geochelone carbonaria jabuti-piranga
Spilotes pullatus caninana Waglerophis merremii boipeva
Família Viperidae Bothrops alternatus urutu
Família Elapidae
Bothrops cotiara cotiara
Micrurus frontalis coral-verdadeira
Bothrops jaracussu jararacuçu
Micrurus corallinus coral-verdadeira
Bothrops jararaca jararaca Crotalus durissus cascavel
Família Emydidae
Lachesis muta surucucu
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CONTENÇÃO DE ANIMAIS SILVESTRES Introdução Os preceitos e procedimentos básicos da clínica são universais (semiologia, propedêutica, terapêutica), e são comuns a animais selvagens e domésticos. Entretanto, o acesso aos animais silvestres, na maioria das vezes, é muito mais limitado se comparado com os domésticos. O conhecimento das técnicas de contenção física e química é portanto de grande importância para o Médico Veterinário de animais silvestres. Um sólido conceito de stress e o entendimento de sua fisiologia e patologia, são indispensáveis para a utilização das técnicas de contenção. STRESS OU ESTRESSE Todo o ser vivo relaciona-se com o meio ambiente em que vive e luta permanentemente contra forças potencialmente fatais. A relação do ser vivo com o meio é mediada por receptores (estruturas ou órgãos dos sentidos ou sensitivos). Toda alteração ambiental é portanto um estímulo e atua sobre um organismo através de seus receptores. Os receptores estimulados encaminham mensagens que desencadeiam reações. Todas as respostas ou reações são primariamente orientadas para enfrentar a alteração ambiental, supera-la e retornar o ser vivo ao equilíbrio orgânico (homeostase). Organismos primitivos podem reagir ao calor, ao frio, à dissecação, à umidade ou à falta de nutrientes entre outros estímulos. Os seres mais complexos desenvolveram sistemas de informação sobre as mais diversas variações ambientais que estimulam receptores e desencadeiam reações promovendo a adaptação orgânica ás novas condições. Conceitos: STRESS ou ESTRESSE é o conjunto de reações de um organismo frente a agressões de ordem física, psíquica, infecciosa e outras capazes de perturbar a homeostase. O stress é um fenômeno adaptativo, uma resposta cumulativa resultante da interação do animal com o ambiente, mediado por receptores. Por princípio, todo o estímulo recebido por um ser vivo (através dos seus receptores) é um agente estressante. Define-se homeostase como a normalidade orgânica, ou seja o estado de equilíbrio fisiológico. Denomina-se adaptação fisiológica à capacidade que um organismo tem de atingir a homeostase através de processos fisiológicos coordenados. Define-se exaustão como a falência destes processos e a incapacidade de atingir a homeostase. Os agentes estressantes podem ser classificados em somáticos , psicológicos, comportamentais ou diversos. O animal é estimulado por esses agentes ambientais através de receptores. O sistema nervoso analisa e processa os impulsos vindos dos receptores e envia mensagens aos órgãos efetores, produzindo reações específicas ou inespecíficas . Agentes somáticos podem ser sons, imagens, odores, toques, mudanças de posição, calor, frio, pressão atmosférica, estiramento anormal de músculos ou tendões e também o efeito de drogas e agentes químicos. UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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Agentes psicológicos exercem um importante papel na adaptação das espécies selvagens ao cativeiro e aos métodos usados na contenção. Um animal apreensivo pode ser considerado sob o efeito de um agente estressante suave, mas que se intensificado pode evoluir para a ansiedade, o medo ou, na sua forma mais severa, o terror e a fúria. Outro importante agente psicológico estressante é a frustração. Quando em ambiente natural e frente a uma situação estranha, o animal foge ou luta. A frustração é determinada pela impossibilidade ou impedimento do exercício destes comportamentos. Intimamente ligado aos agentes psicológicos impostos pelo cativeiro estão os agentes estressantes comportamentais: São: a vizinhança não familiar, a superpopulação, as disputas territoriais e/ou hierárquicas, as alterações dos ritmos biológicos ou circadianos, a falta de contato social (ou ao contrário, a falta de privacidade), a falta de alimentos habituais à espécie ou cuja necessidade foi induzida pelo homem “imprinted”. Os agentes diversos incluem má nutrição, toxinas, parasitoses, agentes infecciosos, queimaduras, cirurgias, imobilizações físicas ou químicas e confinamento. Quando estes fatores atuam durante um longo período podem contribuir para a fase de exaustão na síndrome geral de adaptação. O stress ou seja, a resposta orgânica, decorrente da estimulação de receptores pode seguir as seguintes VIAS DE REAÇÃO: •
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Via Motora Voluntária – (neuromuscular) Reação imediata. Trata-se de resposta característica da espécie, são as chamadas defesas: morder, escoicear, unhar, bicar, vocalizar... Via Sistema Nervoso Simpático – (endócrina: medular da adrenal) - Reação de alarme. Trata-se de preparação para a fuga ou luta. A liberação de catecolaminas, como a adrenalina e a noradrenalina, induz a uma série de alterações fisiológicas como: vasodilatação na musculatura esquelética e cardíaca, vasoconstrição na pele e nos intestinos, hipertensão arterial, hiperglicemia, broncodilatação, aumento da taxa metabólica, midríase, piloereção e fasciculação muscular. Via Hipotálamo - Adenohipófise – (endócrina: cortical da adrenal) - Reação crônica. Hiperfunção adrenocortical (cortisol). Efeitos somáticos: fraqueza muscular, tremores, alopecia simétrica bilateral, aumento do volume abdominal, perda de peso, aumento da susceptibilidade a infecções, queda de resposta imunitária (falha vacinal), hipertensão arterial, má cicatrização, neutrofilia e redução da atividade de linfócitos e eosinófilos. Efeitos psicológicos/comportamentais: tendência anti-social, aumento da agressividade, anorexia/bulimia, adipsia/polidipsia, hipo/hiper sexualidade.
CONTENÇÃO E ÓBITO POR STRESS A contenção é possivelmente o momento de maior stress na vida de um animal silvestre e pode levar o organismo a reações potencialmente fatais. O óbito decorrente da contenção, pode ser superagudo (durante a realização da contenção), agudo ou mediato (até 60 minutos após a contenção) e tardio (horas a dias após a contenção). UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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SUPERAGUDO •
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Fibrilação ventricular Bradicardia colinérgica Anóxia Hipoglicemia Trauma
AGUDO •
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Insuficiência Adrenal Timpanismo Acidose Hipo/hipertermia Hipocalcemia Fratura cervical
TARDIO • •
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Miopatia de captura Pneumonia “aspirativa” Choque
ACIDOSE A excessivo esforço muscular decorrente da resistência aos procedimentos de contenção leva a um grande consumo de glicose e produção de ácido lático. A acidose determina polipnéia, confusão mental, tremores, convulsão, coma e morte. O tratamento indicado é a manutenção das vias aéreas livres de obstruções (hiperventilação compensatória), respiração assistida e aplicação endovenosa de bicarbonato de sódio (4 a 6 mEq/kg). FIBRILAÇÃO VENTRICULAR A causa primária é a liberação de catecolaminas (adrenalina e noradrenalina) durante a reação de alarme levando a taquicardia que somada a acidose e hipóxia resulta em fibrilação. O animal debate-se e agoniza o que pode ser confundido com resistência à contenção. A fibrilação impossibilita o bombeamento sanguíneo determinando insuficiência circulatória, a inconsciência e morte. BRADICARDIA COLINÉRGICA (SÍNCOPE FATAL OU BRADICARDIA VAGAL) Os centros hipotalâmicos quando estimulados desencadeiam reações principalmente do sistema nervoso simpático e, em menor grau, do sistema nervoso parassimpático. Desta forma resulta uma reação adrenérgica, a típica reação de alarme, com taquicardia e hipertensão arterial. Porém, se durante a contenção, houver excessiva pressão sobre os globos oculares, os seios carotídeos (região cervical) ou o abdômen ocorrerá estimulação hipotalâmica tão intensa que prevalecerá o “domínio” do sistema nervoso parassimpático. Desta forma, a ação colinérgica supera a adrenérgica, observa-se redução do pulso e da freqüência cardíaca, queda da pressão arterial, perda da consciência e óbito devido ao choque hipovolêmico. Como protocolo preventivo, indica-se a aplicação de sulfato de atropina (0,05 mg/Kg) que age bloqueando o impulso colinérgico (vagal). A ação do cloridrato de atropina é parassimpaticolítica ou simpaticomimética. MIOPATIA DE CAPTURA Também conhecida como miopatia por stress ou esforço, é uma doença muscular degenerativa de prognóstico extremamente reservado. Pode apresentar-se sob a forma aguda (1 a 12 horas), subaguda (7 a 14 dias) ou crônica (semanas). É observada principalmente nos bovídeos (antílopes, bisões), cervídeos (cervos e veados) e eqüídeos (zebra, cavalo, asno e anta). A anóxia localizada, devido à contratura de massas musculares é o fator determinante. A patogenia da miopatia de UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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captura envolve a alteração do pH, hipóxia e morte de fibras musculares com liberação de potássio, mioglobina (necrose tubular aguda devido à toxicidade) e lactato. Os sinais clínicos incluem dificuldade na marcha, rigidez e dor à palpação dos membros (especialmente nas porções mais altas da região pélvica), paresia e decúbito. Observam-se ainda dispnéia e taquicardia. As principais alterações laboratoriais são acidose, elevação da creatinina fosfoquinase e de desidrogenase láctica, sendo menos freqüente a hiperpotassemia. PRINCÍPIOS DE CONTENÇÃO (MANEJO) DE ANIMAIS SILVESTRES A primeira dificuldade com que se depara um profissional de zoológico é o acesso ao animal. É a grande limitação identificada quando traçamos um paralelo entre o manejo de animais domésticos e o de silvestres. As práticas de contenção, ao longo dos tempos, levaram à domesticação diversos animais silvestres. É fácil justificar e todos concordam que há necessidade de se conter animais domésticos para os mais diversos fins (transporte, medicação, cirurgia. etc.) porém quando animais silvestres são mantidos em cativeiro estas mesmas necessidades são também observadas. Ao longo da história da ocupação humana, os ecossistemas tem sido modificados para garantir o máximo de produção a partir de poucas espécies animais ou vegetais, ou seja, ecossistemas em estágios imaturos, forçosamente instáveis e mantidos unicamente pela constante interferência humana. A redução da primitividade e da diversidade comprometem especialmente as espécies naturalmente vulneráveis (endêmicas, raras, especialistas, variedades regionais ou subespécies e aquelas associadas a ambientes extensos e primitivos). Na medida em que áreas naturais primitivas residuais configuram-se como ilhas ou bolsões, circundados pela alteração antrópica, o manejo ambiental surge como a ciência que procura adaptar as características das interações dos hábitats, das populações animais e do homem, com finalidades específicas. A fauna silvestre nestes ambientes restritos passa a comportarse de forma semelhante à de animais em cativeiro, carecendo portanto de manejo. No manejo de animais silvestres, o conceito de contenção é utilizado com uma variada gama de intensidades, pode significar desde confinamento até a total imobilização através de recursos químicos ou mecânicos. O manejo compreende na acepção mais restrita do conceito, a contenção animal.. CONTENÇÃO (“ First you need to catch your ti ger” ) Conforme recomenda o Prof. Fowler: devemos refletir antes de praticar uma contenção e algumas questões básicas devem ser respondidas: • •
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Por quê – qual a justificativa ou o motivo para o animal ser contido ? Quando – em que horário (estação) será mais conveniente praticar a contenção ? Como – que procedimento (técnica) apresenta o melhor custo benefício ? Quem – qual pessoa está mais qualificada/habilidata para praticar a contenção, no menor tempo e com o menor stress ? Onde – qual o melhor local para o procedimento de contenção planejado ?
Quanto à técnica quatro questões devem ser respondidas para a seleção do procedimento de contenção: UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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É segura para o operador ? É segura para o animal ? Será possível realizar o procedimento planejado utilizando o método de contenção escolhido ? Após a contenção será possível o acompanhamento até a recuperação plena ?
Inúmeros equipamentos ou recursos podem ser empregados na contenção, seja ela química ou física. A diversidade dos animais silvestres em função do grupo ao qual pertençam (mamíferos, aves, répteis, peixes ou anfíbios – dentre os mais freqüentemente mantidos em cativeiro) ou quanto ao porte e grau de periculosidade determina uma grande variedade de métodos e técnicas. A correta e adequada contenção de um animal silvestre depende de vários fatores tais como o conhecimento do seu comportamento e hábitos, o seu grau de vulnerabilidade ao estresse, a capacidade de previsão das suas reações, o pleno domínio do uso das técnicas e equipamentos a serem empregados e um planejamento criterioso de todo o procedimento. Inicialmente devem ser identificadas as chamadas “defesas” dos animais, para reduzirem-se os riscos. Por exemplo, aves de rapina defendem-se e oferecem mais perigo com as garras, felinos primariamente com os membros anteriores secundariamente com a boca, os canídeos defendem-se com mordidas, as emas e, as avestruzes podem causar graves acidentes com seus fortes chutes armados pelas unhas que se assemelham a cascos, os primatas cebídeos mordem e tendo oportunidade puxam as mãos do operador com qualquer um dos seus quatro membros e também com a cauda. Os cervídeos, especialmente durante a época reprodutiva podem atacar com chifradas, animais sociais podem defender elementos do grupo (um macaco-prego que grite ao ser contido promove o ataque de outros indivíduos do grupo). Aves do grupo dos tinamídeos (macucos, codornas e perdizes) quando submetidas à contenção podem morrer por estresse em poucos minutos além de perderem penas com muita facilidade. CONTENÇÃO MECÂNICA Diversos equipamentos são utilizados na contenção, desde redes, puçás, ganchos, laços, cordas, peias, cambões, caixas e jaulas de pressão (com parede móvel para apertar o animal contra uma lateral de tela), tubos plásticos (aves, répteis e alguns mamíferos como os ouriços), tubos transparentes para répteis, luvas de couro, vendas, sacos de pano, escudos, eletro-choque, extintor de incêndio, abre bocas, fitas adesivas e muitos outros em conformidade com o animal e o objetivo da contenção. CONTENÇÃO QUÍMICA Para a contenção química, diferentes drogas e equipamentos de aplicação são utilizados, porém, alguns quesitos são especialmente importantes para animais silvestres. Uma boa droga deve permitir o uso intramuscular, deve ter uma grande margem de segurança (DL 50), deve ter o menor período de indução e apresentar um pequeno volume. Isto para permitir o uso de métodos de aplicação à distância (dardos), através de rifles, pistolas (pólvora ou ar comprimido) e zarabatanas, quando o peso real do paciente é desconhecido.
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Armas de arr emes so de d ard os : Atualmente existem diversos equipamentos disponíveis no mercado, com grande precisão e eficiência. Todos têm no entanto uma grande desvantagem, são importados e o processo de importação é difícil e custoso. Além da arma, os acessórios como dardos, agulhas, tufos, borrachas e especialmente as diferentes espoletas (de arremesso do dardo e de impulsão do êmbolo) são também importadas e necessitam de constante reposição. As armas permitem tiros a longa distância (mais de 100 m) e volumes relativamente grandes de drogas a serem aplicadas (cerca de 20 ml). O operador do equipamento deve ser um atirador experimentado. Para diferentes distâncias são utilizados diferentes espoletas de arremesso dos dardos e para dif erentes tamanhos de dardos são utilizados diferentes espoletas de impulsão do êmbolo. O erro na utilização das espoletas pode promover acidentes graves e até fatais. Outro inconveniente é o de fazerem muito barulho. Zarabatana De confecção artesanal, as zarabatanas e os dardos (feitos a partir de seringas descartáveis), são práticas, baratas e de fácil reposição. O impacto do dardo da zarabatana sobre o animal é sensivelmente menor que o promovido pelo dardo da espingarda e os riscos de acidentes são reduzidos. O tiro da zarabatana é silencioso. Suas grandes limitações são o volume disponível do dardo (cerca de 5 ml) e a distância de alcance (cerca de 15 metros no máximo). O operador deve ser experiente e manterse continuamente em treinamento pois as variáveis de tiro são diversas (diferentes pesos dos dardos em conformidade com o volume da droga, interferência dos ventos, tamanho do animal-alvo, distâncias).
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SÍNDROME DA MIOPATIA DE CAPTURA Introdução Também conhecida como miopatia do stress ou do esforço, é uma doença muscular degenerativa de prognóstico extremamente reservado, associada ao stress de captura, contenção física e/ou química e transporte de animais selvagens. Além dos herbívoros silvestres, a miopatia de captura já foi descrita em diversas espécies de mamíferos e aves, incluindo primatas, pinípedes, marsupiais, bovinos, eqüinos, canídeos, ovinos e flamingos. Pode apresentar-se em forma aguda (1 a 12 horas), subaguda (7 a 14 dias) e crônica (semanas). O termo stress é descrito como: a reação adaptativa de um animal desencadeada por um estímulo interno (fisiológico ou psicogênico) ou ambiental que altera o estado de homeostasia. O stress pode ser classificado em três subtipos: Eustress - estímulo benéfico para o animal Stress neutro - envolve respostas que não afetam o bem estar, conforto ou reprodução Distress - prejudica, causa respostas que interferem no bem estar e/ou na reprodução • •
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O distress prolongado pode causar diferentes graus de perturbações, consideram-se como fatores predisponentes o medo, a ansiedade, a hipertermia, o esforço muscular intenso e a tensão muscular constante (reação de alarme prolongada), manipulações repetidas e transporte prolongado. A anóxia localizada, devido à contratura de determinadas massas musculares em posições anormais, pela manutenção de animais em redes ou jaulas de contenção, é também é fator determinante da ocorrência dessa enfermidade. Sinais característicos: Acidose grave Choque e óbito Necrose de músculos esqueléticos Necrose cardíaca (devido à acidose) A patogenia da miopatia de captura envolve duas teorias inter relacionados: a alteração do pH e a hipóxia tecidual; levando fibras musculares à morte e liberando potássio, mioglobina e lactato, substâncias que desempenham importante papel na gênese da enfermidade. O potássio age na musculatura cardíaca produzindo fibrilação, e a hiperpotassemia explicaria a morte por insuficiência cardíaca. A hipermioglobinemia, devido à extrema toxicidade da mioglobina, leva a necrose tubular aguda que por sua vez induz a insuficiência renal aguda. A acidose devida a altos níveis de lactato reduz o pH ocasionando choque e f alência geral. As principais alterações laboratoriais são acidose, elevação da creatinina fosfoquinase e de desidrogenase láctica, sendo menos freqüente a hiperpotassemia. Sinais clínicos: UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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Insuficiência cardíaca e morte Enrijecimento do dorso, ancas e membros posteriores. Paresia paralisia ataxia prostração Trauma de membros Dipnéia e taquicardia Mioglobinúria Os sinais clínicos normalmente observados incluem dificuldade na manutenção da estação (postura em pé), rigidez e dor à palpação dos membros (especialmente nas porções mais altas da região pélvica), paresia e evolução para paralisia, prostração e decúbito. Observam-se ainda dispnéia e taquicardia. O prognóstico da Miopatia de Captura tende a ser desfavorável, de maneira que o veterinário deve atuar com presteza na sua prevenção, tendo em mente que tal enfermidade pode ocorrer com freqüência após procedimentos de contenção. Para tanto se deve minimizar o concurso de diversos fatores etiológicos, trabalhando de forma a evitar o stress, habituando o animal ao seu ambiente de cativeiro. A instituição de jejum previamente aos procedimentos de contenção permite a obtenção de menores taxas de glicogênio na musculatura, o que atua de maneira protetora contra a excessiva liberação de lactato no músculo. Na medida do possível devemos evitar trabalhar com indivíduos predispostos em ambientes ou recintos muito quentes, bem como evitar o uso de drogas que causam hipertermia como o cloridrato de xilazina. É muito importante o controle da temperatura retal e o resfriamento do paciente com banhos frios em caso de hipertermia. Alguns cuidados que devem ser tomados: •
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Quando do planejamento de uma captura/imobilização, constitua uma equipe composta por um grupo reduzido de pessoas bem treinadas e entrosadas. Evite ruído e movimentos bruscos. Evite procedimentos de captura/imobilização durante os períodos mais quentes e úmidos do ano e/ou dia. Caso isso não seja possível, mantenha a cabeça, as patas e as orelhas do animal constantemente úmidas e providencie para que uma vez capturado, o animal seja prontamente transportado para um lugar arejado e sombreado. Durante a contenção monitore continuamente a temperatura corpórea do animal e tenha equipe e equipamentos necessários para o pronto tratamento da hipertermia. Escolha o método de captura, dando preferência a contenção em cambiamentos em vez das técnicas que requeiram perseguição. Caso esta seja necessária, limite-a ao menor tempo possível. Se a captura do animal limita-se a translocação, providencie para que o meio de transporte tenha as condições necessárias, principalmente no que se refere à ventilação e espaço. Logo após a captura a maioria dos animais está desidratada, por isso um suprimento farto de água fresca deve ser fornecido. UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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Uma vez liberado no recinto, alguns cuidados especiais devem ser tomados. Certifique-se que o animal não seja fustigado por animais residentes e evite nova contenção nos próximos 14 dias. O tratamento de processos agudos deve incluir a oxigenação adequada do paciente e a administração, por via intravenosa, de Bicarbonato de sódio, em doses de 4 a 6 mEq/Kg (1g de bicarbonato = 12 mEq; 500ml de solução a 6% contêm 30g de bicarbonato; na solução de bicarbonato a 8,4% 1ml = 1 mEq). •
A miopatia de captura pode ser classificada em subtipos: 1. Síndrome do choque de captura 2. Síndrome da ataxia mioglobinúrica 3. Síndrome da ruptura muscular 4. Síndrome da morte súbita 1. Síndrome do choque de captura Pode ser observada em animais capturados recentemente ou pode ocorrer durante a contenção. A morte advém de 1 a 6 horas após a captura. Os sinais clínicos incluem: depressão, taquicardia, hipertermia, hipotensão (pulso filiforme) e morte. Na necropsia observam-se congestão e edema dos pulmões e severa congestão do intestino delgado e do fígado. 2. Síndrome da ataxia mioglobinúrica É mais freqüente, pode ocorrer horas ou dias após a captura. Os sinais clínicos incluem: ataxia, torcicolo e mioglobinúria podendo ser severa ou mediana. Os casos medianos podem sobreviver. Na necropsia são observadas lesões renais e da musculatura esquelética. Bexiga urinária vazia ou com pequena quantidade de urina escura. Músculos lombares e cervicais e flexores e extensores dos membros com áreas multifocais pálidas, moles, linhas claras. As lesões são bilaterais mas não simétricas, são tênues em animais que sobrevivem 1 a 2 dias e pronunciadas em animais com leões mais antigas. 3. Síndrome da ruptura muscular Após a captura aparentam estar normais apresentando sintomas após 1 a 2 dias. Os sinais geralmente são uma marcada linha nos quartos posteriores e hiper flexão dos cascos. Ocorre geralmente a ruptura uni ou bilateral do músculo gastrocnêmico. Podem sobreviver diversas semanas mas a maioria morre. Na necropsia observam-se extensos hematomas subcutâneos, e multifocais lesões pálidas e moles em porções dos membros, diafragma, músculos lombares e cervicais 4. Síndrome da morte súbita Geralmente ocorre em animais que foram submetidos à captura nas últimas 24 horas. Estes animais parecem normais enquanto não são perturbados. Se perturbados, contidos ou repentinamente estressados eles tentam correr, escapar, porém param abruptamente e permanecem em postura ou deitam quietos alguns momentos, os olhos ficam dilatados e morrem após alguns minutos. Esta forma é rara. Morrem com fibrilação ventricular e na necropsia não são observadas lesões características.
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CONCLUSÃO A miopatia de captura é uma síndrome para a qual mesmo a mais agressiva terapêutica costuma ser infrutífera. A compreensão apenas parcial da sua fisiopatologia aponta para a necessidade de estudos detalhados desse processo. Com as informações disponíveis até o momento, fica claro que o melhor tratamento é o profilático. A escolha certa dos métodos de captura, contenção e transporte, associada ao manejo executado por uma equipe treinada e entrosada pode reduzir significativamente a incidência da miopatia.
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ANESTESIOLOGIA EM ANIMAIS SILVESTRES ANESTESIOLOGIA EM AVES SIL VESTRES
1. RESTRIÇÃO ALIMENTAR Devido à alta taxa metabólica e pequena estocagem de glicogênio hepático, não é recomendado grande tempo de restrição alimentar para aves antes da anestesia. Por outro lado, é comum observar regurgitação em alguns animais após a indução anestésica. Recomendam-se, os seguintes tempos de restrição alimentar para diferentes espécies: Aves menores de 100g: sem restrição alimentar 12 horas Grandes aves carnívoras: 12 a 24 horas Ratitas: 1 a 2 horas Grandes psitacídeos: 2 a 3 horas Aves em geral Quando for necessário grande tempo de anestesia, o paciente não apresentar boas condições pré-operatórias ou não se alimentar adequadamente é recomendada a administração por via oral de 4 ml/kg de glicose 5% antes da indução anestésica. 2. MEDICAÇÃO PRÉ-ANESTÉSICA Não é indicada a utilização de sulfato de atropina na presença de secreções respiratórias, pois elas tornam os fluidos mais viscosos, o que pode provocar obstrução das vias aéreas. Medicamentos pré-anestésicos são raramente indicados para aves, devido a fácil contenção física e rápida indução anestésica. Aves grandes podem requerer um pré-anestésico antes da contenção física, podendo ser utilizado diazepam, midazolam, alfa-2 agonistas, ou pequenas doses de tiletamina e zolazepam. 3. ANESTÉSICOS INJETÁVEIS Os anestésicos injetáveis são muito utilizados em aves devido ao seu baixo custo, facilidade de uso, rapidez da indução e por não ser necessária a aquisição de aparelhos caros. Por outro lado, a variação das doses anestésicas entre indivíduos de uma mesma espécie e de diferentes espécies, a dificuldade em aferir um volume anestésico seguro para pequenas aves, a facilidade de overdose, a dificuldade de manutenção da anestesia cirúrgica sem depressão cardiopulmonar e a recuperação prolongada e traumática são desvantagens desses anestésicos. A anestesia injetável em aves é mais indicada para procedimentos curtos ou para indução anestésica e posterior manutenção inalatória. A via preferencial de administração dos anestésicos é a intravenosa. Podem ser canuladas as veias ulnar, metatársica dorsal ou jugular. Quando o paciente é muito pequeno ou não há a possibilidade da administração intravenosa, opta-se pela administração intramuscular, utilizando-se o músculo peitoral. A anestesia por via intramuscular traduz em um tempo de recuperação anestésica maior.
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Cetamina A cetamina é uma droga anestésica dissociativa que provoca uma amnésia profunda, analgesia superficial e catalepsia. É o anestésico injetável mais utilizado em aves devido sua segurança e facilidade de uso. Outra característica é a manutenção dos reflexos oculares e de deglutição. Provoca um aumento da pressão intracranial e ocular. Há um aumento da freqüência cardíaca e estimulo da salivação e secreções do aparelho respiratório. O relaxamento muscular proporcionado pela cetamina é pobre e normalmente é induzido um estado de catalepsia, onde há uma contração muscular excessiva, podendo proporcionar ainda convulsões. Por isso, a cetamina nunca deve ser utilizada sozinha, devendo ser associada com outra droga que produza bom relaxamento muscular. Em aves a cetamina produz uma boa analgesia somática e pobre analgesia visceral. A recuperação anestésica é demorada e turbulenta. Pode ser associada com um benzodiazepínico para proporcionar bom relaxamento muscular mantendo a segurança, ou com a xilazina resultando em uma maior analgesia, porém com a possibilidade de bradicardia e bloqueio atrioventricular. Diazepam É um benzodiazepínico que produz pequena depressão do sistema nervoso central, excelente relaxamento muscular e mínimos efeitos cardiopulmonares. O diazepam não apresenta boa analgesia e é utilizado dentro da anestesia cirúrgica associado com a cetamina. Também pode ser utilizado como tranqüilizante antes da indução anestésica com um agente inalatório através de máscara facial. Devido ao seu efeito ansiolítico proporciona uma indução anestésica mais calma, diminuindo os efeitos do estresse. Apresenta uma duração e recuperação relativamente curta. Midazolam Como o diazepam, também é um benzodiazepínico, porém com duração menor. Outra diferença em relação ao diazepam é ser solúvel em água (enquanto o solvente do diazepam é o propilenoglicol, que além dos efeitos hipotensores provoca dor muscular), sendo indicado então quando há necessidade de administrações por via intramuscular. Sua meia-vida, porém, pode ser menor que a da cetamina, por isso, dificilmente é usada esta associação. Tiletamina+zolazepam A tiletamina, assim como a cetamina, é uma ciclohexamina, e produz anestesia dissociativa. Sua potência analgésica é maior que o da cetamina. Sempre está associado ao zolazepam, que é um benzodiazepínico. Esta associação apresenta rápida indução anestésica, grande margem de segurança, boa analgesia somática e regular analgesia visceral. Seus efeitos são muito semelhantes aos efeitos da associação de cetamina e diazepam.
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Xilazina É um alfa-2 agonista adrenérgico que apresenta boa atividade sedativa e potente efeito analgésico, principalmente analgesia visceral. Pode ser utilizada para contenção química em procedimentos diagnósticos e para pequenas cirurgias. Provoca bradicardia, arritmias, sensibilização à ação arrítmica da adrenalina e bloqueio atrioventricular. Também pode propiciar depressão respiratória, hipoxemia, hipercapnia, excitação e convulsão em algumas espécies. A associação anestésica da xilazina com a cetamina é a mais utilizada dentro da anestesiologia de aves, devido a sua excelente a imobilização e profundo grau de analgesia. Suas desvantagens são os efeitos deletérios já relatados para a xilazina e o grande tempo necessário para a recuperação anestésica. Uma vantagem da xilazina é a existência de antagonistas alfa-2 adrenérgicos como a yoimbina e mais especificamente o atipamezole. Opioides Os opioides tem uma utilização pouco comprovada em aves. Em outros animais é caracterizado pelo grande potencial analgésico que provoca. O déficit motor provocado pelos opioides nas aves, pode ser confundido com analgesia e mascarar um efeito de dor. Existem estudos que demonstram que a morfina provoca analgesia e outros relatam hiperalgesia. Acredita-se que os opioides kappa-agonistas, como o butorfanol pode ter melhores efeitos analgésicos que os demais. Outros anestésicos O propofol é um anestésico com poder de rápida indução e recuperação anestésica. Seu uso é estritamente intravenoso, mais em aves é relatada sua utilização por via intra-óssea com o mesmo poder de ação. Produz uma duração anestésica extremamente curta nestes animais, porém suficiente para uma entubação traqueal e manutenção com anestesia inalatória. Como sua administração é relativamente difícil, seu uso é extremamente limitado. Produz uma leve depressão respiratória e pode provocar uma apnéia. Barbitúricos de longa ação, como o fenobarbital, podem ser utilizados para produzir anestesia de longa duração. O pico anestésico do fenobarbital ocorre em 15 a 30 minutos, e seu efeito pode durar até 24 horas. Existe, porém, uma pequena margem de segurança entre a anestesia cirúrgica e uma severa depressão cardíaca e morte. Anest ési cos L ocais Sua utilização em pequenos pássaros é restrita devido ao risco de intoxicação, mesmo com pequenos volumes. A droga deve ser muito diluída para uma aplicação segura. Outro problema de sua utilização é por não atenuar o estresse proporcionado pela contenção física se não for realizada uma restrição química. 4. ANESTÉSICOS INALATÓRIOS Os anestésicos inalatórios são mais indicados para a anestesia de aves em relação aos injetáveis devido à rápida indução e recuperação anestésica, facilidade de controle de planos profundos, uso concomitante de oxigênio, proporcionando um maior suporte respiratório e também por que não depende de vias metabólicas e excretórias para recuperação anestésica. A utilização de gases com m enor solubilidade sangüínea, UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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como o isoflurano e o halotano, tornam a indução e a recuperação anestésica mais rápidas. A desvantagem da anestesia inalatória é principalmente a necessidade de equipamentos anestésicos como vaporizadores, cilindros de oxigênio, válvulas, circuitos respiratórios. Equipamentos anestésicos Os sistemas: fechado e semi-fechado normalmente utilizados para anestesia em mamíferos não são indicados no caso da maioria das aves (menores de 8 kg). Devido a existência de um circuito que permite a reinalação do gás expirado, há um aumento na resistência respiratória, o que pode ultrapassar o limite em aves. Os chamados “nonrebreathing circuits”, ou seja, circuitos abertos ou semiabertos de anestesia inalatória, como o circuito de Bain, são os indicados, devido a mínima resistência à respiração do paciente. Método s de Induç ão “O número e a variedade de técnicas para indução da anestesia inalatória em aves é limitado apenas pela imaginação do anestesista”. Podem ser utilizadas as máscaras anestésicas convencionais, fabricadas para pequenos animais, ou máscaras produzidas de forma artesanal feitas com frascos plásticos, seringas ou mangueiras dos circuitos respiratórios. A utilização das máscaras é bem sucedida em uma grande variedade de aves. Outra forma bastante utilizada é com o uso de câmaras ou sacos plásticos, onde será introduzida a cabeça da ave. O gás anestésico e oxigênio são administrados diretamente no saco plástico. Outro método é a câmara anestésica, que consiste de uma cuba transparente onde será colocada a ave e serão vaporizados o gás anestésico e oxigênio. A desvantagem desse método é não poder reconhecer a profundidade anestésica durante a indução devido à falta de contato físico. Entubação endotraqueal Algumas espécies podem apresentar dificuldade para entubação devido a diferenças anatômicas do aparelho respiratório, como a presença de um septo traqueal médio nos tucanos e flamingos. Na maioria das aves, porém, é fácil a visualização da glote e a entubação da traquéia. Aves com mais de 100 gramas podem ser entubados. Podem ser utilizados pequenos tubos traqueais infantis, com 2 mm de diâmetro, para aves médias e grandes. Os tubos preferencialmente devem ser sem balonete, porque aves apresentam anéis traqueais completos que não podem se expandir se grandes quantidades de ar são utilizadas. Também podem ser adaptados tubos traqueais a partir de sondas uretrais ou cateteres endovenosos. Vários são os agentes anestésicos já utilizados para aves. Devido as suas maiores recomendações e melhores resultados serão descritos apenas o halotano e o isoflurano. Existem outros agentes anestésicos inalatórios mais sofisticados, porém suas utilizações em aves ainda não são bem descritas.
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Halotano O halotano é um anestésico inalatório de fácil utilização, não explosivo, com um custo baixo e de odor agradável que proporciona um razoável relaxamento muscular e poucas mudanças no nível da anestesia, rápida recuperação da consciência e da temperatura corporal. Suas desvantagens, principalmente nas aves, são a possibilidade de produção de arritmias cardíacas, toxicidade renal e hepática, ressaca prolongada, apresentar metabolização hepática (15%), monitorização extensiva, depressão respiratória, aumento de secreções mucosas, recomendação para entubação e curto espaço de tempo entre apnéia e parada cardíaca. Para indução anestésica é necessária uma concentração de 3 a 5%, com um volume de oxigênio de 2 a 3 litros por minuto, e para a manutenção recomenda-se uma concentração anestésica de 1,5 a 2% em aproximadamente 0,5 a 1 litro de oxigênio por minuto. Isoflurano É o anestésico mais recomendado para aves. É seguro para pacientes críticos, há um grande espaço entre apnéia e parada cardíaca, apenas 0,3% é metabolizado pelo corpo, não apresenta ressaca nem toxicidade, requer menor monitorização, excelente relaxamento muscular, pequena produção de secreções, rápida recuperação da temperatura corporal e da alimentação, baixa solubilidade e rápida recuperação anestésica. Além disso não é explosivo e não é afetado pela luz ultravioleta. Suas desvantagens são o alto custo, odor desagradável, depressão respiratória, diminuição da pressão arterial devido ao relaxamento muscular e possibilidade de provocar vômito em alguns animais. Para indução anestésica é necessária uma concentração maior que 5%, com um volume de oxigênio de 2 a 3 litros por minuto, e para a manutenção recomenda-se uma concentração anestésica de 2 a 3% em aproximadamente 0,5 a 1 litro de oxigênio por minuto. ANESTESIOLOGIA EM RÉPTEIS
Os procedimentos anestésicos realizados em répteis nem sempre se referem a uma cirurgia concomitante. Por vezes, é necessária a realização de uma contenção química para um exame físico ou exames complementares como radiografia, endoscopia e colheita de sangue. 1. FISIOLOGIA E ANATOMIA Os répteis são ectotérmicos, isto é, eles poderão apresentar variações de temperatura conforme a temperatura ambiente e, portanto apresentaram variações de sua taxa metabólica. Por isso, as respostas às drogas anestésicas, como o tempo de indução e recuperação, poderão apresentar grandes variações. É interessante manter o paciente durante o período anestésico e mesmo nos períodos pré e pós-anestésicos numa condição de temperatura ideal. Em relação à anatomia, deve ser dada uma especial atenção ao aparelho respiratório, por não apresentarem diafragma e por terem uma área de troca gasosa menor que nos mamíferos. A ausência do diafragma é compensada pelos movimentos UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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da musculatura torácica e, no caso dos quelônios, pelos membros dianteiros e traseiros. Existe em alguns répteis o sistema porta-renal e devido a este fato os anestésicos devem ser aplicados sempre no terço anterior do corpo do paciente. 2. REQUERIMENTOS ANESTÉSICOS Contenção Em alguns casos, como aquelas anestesias para auxiliarem um exame físico, será necessário um leve grau de contenção e em casos cirúrgicos será desejado um maior grau de contenção Relaxamento muscular Para certas cirurgias, principalmente as tóraco-abdominais, será necessário um excelente grau de miorrelaxamento. Outros procedimentos como em exames físicos e cirurgias de pele não será necessário. Analg esi a É extremamente difícil observar um estado de completa analgesia em répteis. Eles nunca podem ser considerados incapazes de sentir dor. Recuperação tranqüila Normalmente os répteis apresentam uma recuperação prolongada, podendo chegar a vários dias. Por isso, deve ser dada preferência àquelas drogas que proporcionam recuperação rápida e tranqüila. 3. MEDICAÇÃO PRÉ-ANESTÉSICA Atropina pode ser administrada para provocar diminuição da atividade secretória e prevenção de bradicardia. Esta droga, porém, não é indicada na rotina da anestesia de répteis, pois excessos de líquidos salivares são raros. O glicopirrolato, que apresenta ação anti-secretória mais seletiva pode ser uma boa opção nesses casos. Medicação sedativa pode ser interessante para auxiliar a indução anestésica e diminuir a dose necessária. 4. ANESTÉSICOS INJETÁVEIS É a anestesia mais freqüentemente realizada em répteis devido ao seu baixo custo e facilidade de uso. Apresenta, porém, diversas desvantagens como a dificuldade de obtenção de um plano anestésico adequado, risco de overdose e recuperação anestésica prolongada, podendo chegar, em casos de cirurgias demoradas, a 3 ou 4 dias. Pentobarbital Apresenta um longo tempo de indução anestésica, variando de 40 a 60 minutos, recuperação muito prolongada, podendo ser superior a 3 dias com uma única dose, depressão respiratória severa e dificuldade de atingir um plano anestésico. Deve ser administrado por via intravenosa ou intraperitoneal.
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Tiopental Deve ser administrado intravenosamente, pois a injeção intraperitoneal pode causar peritonite. A indução ocorre em 30 a 45 minutos e é relatada alta mortalidade por depressão respiratória severa. A recuperação anestésica é superior a 6 horas. Metomidato Muito utilizada para sedação, possibilitando exame físico e inclusive contenção suficiente para realizar debridação, limpeza e tratamento de estomatite. Depois de injeção intramuscular, o animal apresenta-se sedado em 15 a 20 minutos, porém não apresenta propriedades analgésicas. Também pode ser utilizado antes de indução intravenosa ou inalatória. Etorfina A indução ocorre em 10 a 30 minutos e produz excelente analgesia com duração de 45 a 100 minutos. Deve ter extremo cuidado para os efeitos da droga em uma administração acidental em humanos. Recomenda-se trabalhar com antídotos da droga, que podem se a nalorfina ou a diprenorfina. MS222 Produz uma analgesia de 30 a 60 minutos depois de 12 a 14 minutos de sua aplicação intrapleurperitoneal, provocando imobilização satisfatória. O tempo de recuperação pode chegar a 10 horas. Succinilcolina É um bloqueador neuromuscular muito utilizado para contenção químicas e prémedicação antes da indução com anestesia inalatória. Deve-se ter a disposição um equipamento para ventilação controlada caso ocorra apnéia. Recuperação anestésica ocorre em aproximadamente 9 horas. Apesar desta droga proporcionar uma excelente imobilização, esta ocorre por paralisia muscular, isto é, não proporciona nenhuma analgesia, então não deve ser utilizada como único anestésico para cirurgias. Cetamina É o agente anestésico mais utilizado, tanto isolado, como em associação a outras drogas devido apresentar extrema segurança. Pode ser administrada por via subcutânea, intramuscular ou intravenosa. Em doses baixas vai proporcionar tranqüilização ou sedação e em doses altas uma anestesia satisfatória para procedimentos cirúrgicos. Possui metabolização hepática e eliminação renal, então é contra-indicada para pacientes com problemas nesses órgãos. Produz um tempo de recuperação extremamente prolongado quando são utilizadas várias sobre-doses, podendo chegar a 3 dias. Tiletamina Assim como a cetamina, é uma ciclohexamina, porém 2 a 3 vezes mais potente que aquela. Sua ação é similar a da cetamina, mas apresenta uma maior capacidade de provocar convulsões, por isso está sempre associada a um benzodiazepínico.
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Xilazina Promove imobilização e analgesia regular após 45 minutos a 12 horas. É utilizada associada à cetamina para melhorar os efeitos daquela. Al fax alone/al fadol one Produz boa e rápida anestesia depois de sua aplicação intravenosa, com uma duração de 15 a 35 minutos. Depois de sua aplicação intramuscular apresenta seus efeitos em 25 a 40 minutos. Recuperação completa ocorre em aproximadamente 2,5 horas. Propofol É um anestésico de indução rápida e acúmulo mínimo depois de várias doses. Pode ser considerado o anestésico injetável de escolha para répteis, apresentando aproximadamente 20 minutos de anestesia e recuperação rápida. Sua desvantagem é a necessidade de ser administrado por via intravenosa, apesar de existir relatos de sua utilização por via intra-óssea. Uma pré-medicação com metomidato poderá auxiliar na canulação de uma veia para sua indução. 5. ANESTÉSICOS INALATÓRIOS Os anestésicos inalatórios apresentarão como vantagens sobre os injetáveis o poder de melhor controle da profundidade anestésica, além de uma indução e recuperação anestésicas mais rápidas. Em animais menores de 10 kg, os circuitos aberto e semi-aberto são os mais indicados, porém, para animais grandes podem ser utilizados circuitos fechados de anestesia inalatória. Ventilação controlada é freqüentemente necessária em répteis. A indução anestésica pode ser realizada por máscaras faciais fabricadas para mamíferos ou artesanais. Câmaras anestésicas também podem ser bem utilizadas, principalmente para cobras. A entubação é facilmente realizada, normalmente sem a necessidade do uso de um laringoscópio. Devem ser utilizados tubos endotraqueais sem balonete, principalmente em quelônios e crocodilianos, que possuem anéis traqueais completos. Quelônios apresentam a traquéia mais curta, por isso deve-se ter cuidado para não atingir os brônquios. Óxido Nitros o É incapaz de produzir anestesia completa quando utilizado isolado, mas em associação com outro anestésico inalatório produz excelente analgesia e relaxamento muscular. Halotano Pode ser considerado um anestésico seguro para répteis, porém a indução em uma concentração de 3 a 5% pode levar de 20 a 30 minutos. A manutenção anestésica é fácil e pode ser realizada com uma concentração de 1,5 a 2,5%. Por apresentar metabolização corporal (15 a 20%), não devem ser administrados para hepatopatas e nefropatas. Provoca depressão respiratória e moderado relaxamento muscular, além da apnéia ser muito próxima à parada cardíaca. É recomendada uma oxigenação por algum tempo após o término da administração do anestésico. UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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Isoflurano É considerado o anestésico inalatório de escolha para répteis. Apenas 0,3% do produto é metabolizado no organismo e apresenta baixa solubilidade sangüínea, isto é, promove uma indução e recuperação anestésica mais rápida. Também promove uma excelente analgesia e relaxamento muscular, apesar de provocar alguma depressão respiratória. A parada cardíaca em doses muita elevadas ocorrerá muito tempo depois da apnéia. 6. PROTOCOLOS ANESTÉSICOS ESPECÍFICOS Como relatado anteriormente, os anestésicos inalatórios, especialmente o isoflurano, apresentam um efeito mais adequado para répteis. A seguir serão relatados protocolos anestésicos para quelônios, crocodilianos, lagartos e serpentes. Quelônios O anestésico injetável mais utilizado é a cetamina provocando sedação em doses de 22 a 44 mg/kg ou planos cirúrgicos com doses de 55 a 88 mg/kg. É recomendada a associação com 0,2 a 1 mg/kg de diazepam ou 2 mg/kg de midazolam. Sua associação com 0,5 a 1,5 mg/kg de butorfanol aumentará a analgesia para procedimentos cirúrgicos. No geral, a cetamina deve ser utilizada para procedimentos curtos ou indução anestésica, por causa de seu grande tempo de recuperação depois de várias doses. A tiletamina associada com o diazepam na dose de 5 a 10 mg/kg, normalmente provoca planos superficiais de anestesia e prolongada recuperação. Etorfina, na dose de 0,22 mg/kg, proporciona analgesia e sedação adequada para pequenos procedimentos cirúrgicos. Alfaxalone/alfadolone é recomendado como pré-medicação para anestesia inalatória. Depois de uma dose de 15 mg/kg provoca indução em 2 a 4 minutos. Injeções intramusculares devem ser realizadas em vários pontos, devido ao grande volume requerido. Quando existe a possibilidade de canulação de um vaso, propofol, na dose de 5 a 10 mg/kg, é o anestésico de eleição para répteis, podendo depois realizar a entubação e manutenção inalatória. Porém, na dose de 1 mg/kg/min, o propofol é bem utilizado na manutenção anestésica de procedimentos rel ativamente curtos. Crocodilianos Bloqueadores neuromusculares, principalmente a succinilcolina (3 a 5 mg/kg) tem sido dado para induzir imobilização, sem nenhuma analgesia, em grandes crocodilos. Deve-se ter o cuidado de ter a disposição um equipamento para manutenção da ventilação se ocorrer uma paralisia prolongada dos músculos respiratórios. 12 a 15 mg/kg de cetamina ou 2 a 10 mg/kg de tiletamina e zolazepam podem ser dados posteriormente a succinilcolina para induzir anestesia e possibilitar entubação traqueal. Pequenos crocodilos podem ser induzidos à anestesia apenas com a Tiletamina e zolazepam ou com a cetamina isolada ou associada com diazepam. Etorfina poderá induzir sedação e analgesia na dose de 0,5 a 1,5 mg/kg. Esta droga pode ser utilizada para realizar a captura e contenção de grandes crocodilos.
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Sáurios Os pequenos lagartos, como a iguana verde podem ser facilmente induzidos à anestesia através da inalação de gases anestésicos por meio de máscara ou câmaras anestésicas. Pode ser administrado 5 a 10 mg/kg de cetamina para a indução anestésica, ou então, 1 a 1,5 mg/kg de butorfanol 30 minutos antes da indução com isoflurano para aumentar a analgesia e diminuir o tempo de indução. Serpentes Cetamina, na dose de 22 a 44 mg/kg para sedação, e na dose de 55 a 88 mg/kg para indução anestésica, isolada ou associada a 0,2 a 1 mg/kg de diazepam ou 1,5 mg/kg de butorfanol pode ser utilizada para serpentes. Não é recomendada a manutenção com essas drogas por muito tempo por causa de sua prolongada recuperação. Indução por agentes inalatórios pode ser realizada através de câmara anestésica. Metomidato pode ser utilizado por via intramuscular provocando sedação suficientes para realização de métodos diagnósticos não invasivos, sem provocar analgesia, e tendo uma duração de 10 a 20 minutos. ANESTESIOLOGIA EM MAMÍFEROS SIL VESTRES
Este capítulo tem como intenção principal discutir a anestesiologia em mamíferos selvagens e não apenas métodos de captura e contenção química de animais selvagens. 1. ANIMAIS DE LABORATÓRIO OU PETS Roedores A restrição alimentar para os pequenos roedores não deve ultrapassar 2 horas devido a possibilidade de ser provocada uma hipoglicemia. Deve-se controlar a temperatura ambiente ou manter o paciente sobre uma fonte térmica para evitar uma hipotermia pós-operatória. Pode ser realizada a administração de 0,05 a 0,1 mg/kg de sulfato de atropina para evitar bradicardia e excesso de fluidos respiratórios. No geral, a anestesia inalatória é a mais indicada para esses animais, principalmente com a utilização de halotano, isoflurano e óxido nitroso. Suas vantagens principais são o maior controle da profundidade anestésica e a possibilidade de maior duração da anestesia com rápida recuperação. A indução anestésica pode ser realizada através de máscara facial, câmara anestésica ou uma câmara que cubra apenas a cabeça. Para manutenção anestésica pode ser utilizada a máscara facial, a câmara para cabeça ou então realizada a entubação traqueal por meio de cateteres endovenosos n.º 20 ou tubos pediátricos de 2 mm. Como substituição de laringoscópio, pode ser usado um otoscópio. A anestesia injetável apresenta como desvantagens respostas variáveis a partir de uma mesma dose, por vezes não atingindo o plano anestésico desejado e a manutenção de uma longa anestesia, por conseqüência terá grande período para recuperação.
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O protocolo mais indicado para essas espécies é a associação de 40 mg/kg de cetamina, 2 mg/kg de diazepam e 0,5 a 2 mg/kg de butorfanol. Essa associação produz a partir de uma única dose intramuscular um plano cirúrgico em 5 a 10 minutos, com duração média de 45 minutos e recuperação anestésica relativamente rápida, caracterizada por excelente relaxamento muscular e analgesia. Pentobarbital, na dose de 28 mg/kg, administrado por via intraperitoneal, provocará uma anestesia em 15 minutos, com duração de 1 a 2 horas. A recuperação anestésica ocorrerá em aproximadamente 12 horas. A dose letal do pentobarbital é muito próxima da dose para atingir um plano cirúrgico, portanto não pode ser considerado um anestésico seguro. Anestesia através de dióxido de carbono, liberado por meio de um cilindro e diluído em oxigênio, ou por meio de gelo seco, provoca anestesia em cerca de 10 a 15 segundos, com duração de 45 segundos e a recuperação ocorrerá em cerca de 1 a 2 minutos. Este método mostra grande segurança e pequenas modificações hematológicas. Neuroleptoanalgesia através da associação de fentanil e droperidol (Innovar) na dose de 0,88 ml/kg produz anestesia de excelente qualidade, porém a sua administração intramuscular provoca analgesia e insensibilidade no local de aplicação, o que poderá redundar em automutilação. Administração de 40 a 150 mg/kg de cetamina associado a 5 a 10 mg/kg de xilazina, ou 0,5 mg/kg de detomidina provocarão resultados variados, não proporcionando, por vezes, imobilização e analgesia suficientes para determinadas cirurgias. A vantagem é a existência de drogas, como o atipamezole, que antagonizarão os alfa-2 agonistas adrenérgicos. Lagomorfos Nos coelhos deve ter atenção especial para a contenção física antes da indução anestésica. Ao se debater, os lagomorfos poderão utilizar os chutes para sua defesa, o que poderá provocar fratura ou luxação dos membros e coluna vertebral, podendo ser traduzida em paralisia. Coelhos possuem uma atropinase, que inativará rapidamente a atropina administrada. São recomendadas altas (1 a 2 mg/kg) e repetidas (a cada 15 minutos) doses. 0,01 a 0,02 mg/kg de glicopirrolato é uma alternativa como anticolinérgico. Mais uma vez a anestesia inalatória é recomendada para poder atingir planos anestésicos profundos e com recuperação rápida. A entubação, porém é mais difícil que nas espécies domésticas, devido ao grande comprimento da orofaringe e largura da epiglote. O diâmetro da laringe é menor que o da traquéia e tubos pequenos serão mais facilmente inseridos. Cetamina (44 mg/kg) isolada não produz analgesia e relaxamento muscular adequado nos coelhos, por isso deve ser associada com xilazina (5 mg/kg), medetomidina (0,5 mg/kg) ou acepromazina. Pentobarbital na dose de 30 a 45 mg/kg pode ser administrado por via intravenosa produzindo boa anestesia. Muitas vezes doses complementares serão necessárias para que seja atingido um plano cirúrgico. Propofol produzirá um leve plano anestésico na dose de 10 mg/kg, porém o incremento desta dose poderá resultar em depressão respiratória intensa antes de provocar um plano mais profundo. UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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Anestésicos injetáveis são normalmente administrados como pré-medicação ou agentes de indução anestésica, para um posterior complemento da indução e manutenção com agentes inalatórios como halotano e isoflurano. 2. ROEDORES SELVAGENS Anestésicos injetáveis poderão ser bem utilizados para provocarem uma contenção química eficiente para a realização de procedimentos não invasivos como exame físico, colheita de sangue e ultra-sonografia. A contenção física para a administração de anestésicos poderá provocar, nestes animais, estresse e reação de alarme. Excitação excessiva normalmente provoca a liberação de catecolaminas endógenas atrapalhando a ação dos anestésicos. A associação numa mesma seringa de 30 mg/kg de cetamina, 2 mg/kg de xilazina e 0,1 mg/kg de sulfato de atropina provocará uma anestesia em cerca de 5 minutos, caracterizada por pequena analgesia e relaxamento muscular moderado, com duração de aproximadamente 40 minutos e recuperação anestésica em torno de 2 a 4 horas, proporcionando extrema segurança. A associação de cetamina e acepromazina também é bem utilizada, porém com uma menor analgesia e relaxamento muscular. A associação de fentanil (0,4 mg/ml) e droperidol (20 mg/ml - Innovar), num volume de 0,3 a 0,4 ml/kg promoverá uma leve anestesia com duração de 30 a 60 minutos. Também a indução com anestésicos inalatórios poderá ser efetuada por meio de uma câmara anestésica nos roedores menores. A entubação não é muito difícil e pode ser realizada com um tubo traqueal de 5 mm para roedores de 3 a 5 kg. Anestésicos inalatórios redundaram em melhores planos anestésicos e recuperação mais rápida. 3. MUSTELÍDEOS Sulfato de atropina deve ser administrado, na dose de 0,05 mg/kg, por via subcutânea ou intramuscular antes de qualquer procedimento anestésico. Anestesia injetável pode ser bem sucedida com a utilização ut ilização de 26 mg/kg de cetamina associado a 0,22 mg/kg de acepromazina, produzindo um leve plano cirúrgico. Cetamina (25 mg/kg) e xilazina (2 mg/kg) também produzem bons planos anestésicos com duração de 30 a 40 minutos e analgesia suficiente para cirurgias abdominais. A associação de cetamina (5 mg/kg) e medetomidina (0,1 mg/kg) é bem utilizada para contenção química desses animais. Também é utilizada uma mistura de Telazol (250 mg de tiletamina e 250 mg de zolazepam) solubilizado em 4 ml de cetamina (400 mg) e 1 ml de xilazina (100 mg) pode ser utilizado em ferretes num volume de 0,03 a 0,04 ml/kg. Essa associação produz imobilização e analgesia adequadas para a maioria dos procedimentos cirúrgicos. Neuroleptoanalgesia com 0,05 mg/kg de fentanil e 0,2 mg/kg de azaperone também é relatada. Ferretes podem ser induzidos por meio de máscara ou câmara anestésica. O plano induzido pelo halotano e isoflurano é o mais interessante para a realização de cirurgias, com uma recuperação é rápida e tranqüila. A entubação é relativamente difícil e deve ser feita com tubos traqueais finos, porém, os tubos mais finos normalmente são muito curtos para os mustelídeos. Halotano pode ser utilizado com uma concentração de 5% para indução indução e 2% para a manutenção anestésica. UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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4. PROCIONÍDEOS Recomenda-se a utilização de 0,05 mg/kg de sulfato de atropina antes de qualquer procedimento anestésico. Cetamina isolada (20 a 30 mg/kg) promoverá uma indução em 3 a 7 minutos e duração de 45 a 90 minutos, caracterizando um pobre relaxamento muscular e riscos de convulsões. Quando utilizada uma dose de 10 mg/kg associada a 2 mg/kg de xilazina ou 0,1 mg/kg de medetomidina promoverá uma eficiente contenção química e analgesia por aproximadamente 20 minutos. Benzodiazepínicos, como o diazepam (1 mg/kg), poderão ser utilizados para incrementar o relaxamento muscular. Tiletamina/zolazepam na dose de 10 mg/kg também promove boa contenção química. Manutenção anestésica poderá ser realizada por meio de máscara f acial ou tubo traqueal depois da indução com agentes injetáveis, com excelentes resultados. 5. CANÍDEOS SELVAGENS Contenção química de cães selvagens tem sido bem descrita na literatura moderna com utilização de ciclohexamínicos (cetamina e tiletamina), alfa-2 agonistas (xilazina e medetomidina), benzodiazepínicos (diazepam, midazolam e zolazepam). Cetamina pode ser utilizada numa dose de 11 mg/kg, para provocar anestesia dissociativa. Esta droga promove efeitos catalépticos e por isso deve ser sempre associada com 2 mg/kg de xilazina ou 0,1 mg/kg de medetomidina, administrados por via intramuscular, normalmente por meio de um dardo. Diazepam (1 mg/kg) pode ser introduzido nesta associação. Devido ao grande volume necessário da droga para animais de grande porte, normalmente é utilizada a associação de tiletamina e zolazepam, com o nome comercial de Telazol (500 mg) ou Zoletil (250 mg) que vem em formulação liofilizada. É recomendada a diluição do pó anestésico em 5 ml de água estéril, porém pode ser diluída em menores volumes, inclusive com outras soluções anestésicas, reduzindo assim o volume necessário, podendo então, ser administrado com um único dardo. Utiliza-se uma diluição de 250 mg de tiletamina e zolazepam em 5 mg de medetomidina ou 100 mg de xilazina, podendo então, administrar toda essa solução anestésica em cães com peso de 50 kg. Indica-se sempre a utilização de 0,05 mg/kg de sulfato de atropina em qualquer protocolo anestésico. Para procedimentos cirúrgicos é recomendada, após a contenção química através das técnicas descritas acima, a entubação do animal e manutenção por meio de anestesia inalatória com halotano ou isoflurano, utilizando as mesmas técnicas e concentrações daquelas indicadas para cães domésticos. 6. FELÍDEOS SELVAGENS Como em todos os mamíferos selvagens, é recomendada a utilização de 0,05 mg/kg de sulfato de atropina em qualquer procedimento anestésico para felídeos. A contenção química por meio m eio de cetamina isolada normalmente normalm ente promove uma anestesia de má qualidade, sendo observada freqüentemente salivação excessiva, rigidez muscular e convulsões. Associação de 10 a 20 mg/kg de cetamina e 2 mg/kg de xilazina induz períodos curtos de analgesia, sendo necessário normalmente sobredoses anestésicas para a realização de procedimentos. Medetomidina (0,03 mg/kg) UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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também tem sido bem utilizada, associada a cetamina, para a imobilização de felídeos selvagens. Tiletamina e zolazepam (1,5 a 5 mg/kg) providenciam uma rápida indução anestésica com duração de 15 a 30 minutos, caracterizada por boa imobilização e analgesia. Esta última associação, porém, não deve ser utilizada para tigres e leopardos por manifestarem processos convulsivos com longa duração. A mistura de Telazol (250 mg de tiletamina e 250 mg de zolazepam) solubilizado em 4 ml de cetamina (400 mg) e 1 ml de xilazina (100 mg) é relatada por produzir boa contenção química e analgesia, com recuperação anestésica mais suave. Etorfina (M-99), na dose de 0,5 mg/kg, foi utilizada com sucesso para imobilização de grandes leões. Tremores musculares provocados pela etorfina são plenamente controlados com doses de 0,25 mg/kg de acepromazina. Succinilcolina, um bloqueador muscular, por muito tempo foi utilizado para provocar paralisia na dose de 60 a 120 mg/kg, com duração de até 60 minutos. Sua utilização, porém, necessita de equipamento para manter uma ventilação controlada, além de não induzir nenhuma analgesia. Para procedimentos cirúrgicos longos é recomendada a utilização de halotano ou isoflurano proporcionando um maior controle anestésico e sem a recuperação demorada característica dos anestésicos injetáveis. Entubação é preferida em relação à máscara facial principalmente para longas cirurgias. A inserção do tubo traqueal é relativamente fácil e por vezes dispensa o uso de um laringoscópio. 7. SUÍNOS SELVAGENS Contenção química pode ser realizada com anestésicos dissociativos (tiletamina, cetamina) associados a benzodiazepínicos (zolazepam, diazepam) e/ou alfa-2 agonistas (xilazina, medetomidina). O padrão de imobilização e analgesia dificilmente atinge níveis adequados para cirurgias. Se for possível contenção física 10 mg/kg, por via intravenosa, de tiopental sódico produz rápida anestesia com curta duração, porém grande tempo de recuperação. Cetamina, na dose de 15 a 20 mg/kg, isolada produz sedação e contenção química, com rápida diminuição da temperatura. Tiletamina e zolazepam (2,18 mg/kg) produzem boa e segura imobilização, com indução e recuperação suave e bom relaxamento muscular, porém com pobre analgesia. Se associado com xilazina, promoverá eficiente analgesia para a realização de procedimentos cirúrgicos curtos. Depois de induzido, os suínos devem ser entubados e mantidos com halotano e isoflurano para procedimentos cirúrgicos. Manutenção anestésica com agentes injetáveis normalmente são ineficazes e traduzem num grande tempo de recuperação. As técnicas utilizadas para porcos domésticos podem ser adaptadas aos selvagens. selvagens. 8. RUMINANTES SELVAGENS Bovídeos Antigamente era extensamente utilizado 6 a 10 mg/45 kg de succinilcolina, provocando paralisia muscular associada com apnéia. Hoje, neuroleptoanalgesia é extensamente utilizada com bons resultados. Carfentanil, um potente opioide, pode ser usado em doses de 11 a 13 µg/kg associado a 0,75 mg/kg de azaperone para a imobilização de antílopes, provocando excelente imobilização e analgesia. Etorfina (22 µg/kg), combinada com acepromazina (15 mg) para evitar tremores musculares e aumentar o tempo de contenção, é utilizada UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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para pequenos bovídeos para contenção química. Associação de fentanil e xilazina também apresentam bons resultados em vários estudos relatados. Associação de cetamina (12 mg/kg) e xilazina (0,25 mg/kg) pode ser usada para promover contenção química. Salivação excessiva depois da cetamina é comumente observada, além de bradicardia após a xilazina. Sulfato de atropina (0,05 mg/kg) pode ser indicado, porém deve-se ter especial cuidado com timpanismos conseqüentes. Nestes casos, uma sonda oro-gástrica será necessária. Em anestesias para longas cirurgias pode ser utilizado o halotano e o isoflurano através de entubação traqueal. Máscara facial não é indicada por causa do refluxo de conteúdo ruminal normalmente envolvido, já que dificilmente é possível a restrição alimentar de 48 horas recomendada. Cervídeos Xilazina pode ser usada isoladamente com doses variando de 0,3 a 3 mg/kg para sedação em alguns animais. Em doses altas, promove boa sedação e analgesia, porém em doses consideradas seguras, a contenção e o relaxamento muscular são insuficientes. Depois da sedação, analgesia local pode ser realizada para procedimentos cirúrgicos. Cetamina ou tiletamina/zolazepam associada com xilazina é extensamente usada para a contenção de cervídeos, apresentando excelentes resultados de imobilização e analgesia. Sulfato de atropina pode ser administrado para evitar salivação em excesso, raramente traduzindo em timpanismo. Medetomidina também é uma opção para relaxamento muscular e analgesia nessas associações. Alfa-2 antagonistas, como o atipamezole, devem ser presença obrigatória na anestesia de animais selvagens e pode ser usada para diminuir o tempo de recuperação anestésica. Neuroleptoanalgesia com etorfina (0,02 mg/kg) e xilazina (0,3 mg/kg) ou fentanil (0,3 a 0,66 mg/kg) e xilazina (0,5 a 1,3 mg/kg) também é muito utilizada em cervídeos. Tranqüilização pode ser produzida através da mistura de benzodiazepínicos na alimentação, facilitando assim a contenção física. 125 a 250 g de diazepam misturado em 10 kg de comida. Os efeitos aparecem em 4 a 8 horas e podem persistir por vários dias, dependendo da quantidade de alimento ingerido. Camelídeos Xilazina é facilmente utilizada provocando boa sedação para facilitar a manipulação de grandes camelídeos em doses variando de 0,4 a 0,9 mg/kg. Regurgitação é rara e a recuperação é livre de excitação. Cirurgias podem ser realizadas depois de analgesia local ou regional, como paralombar ou epidural. Tiopental (4,4 mg/kg) também foi administrado por via intravenosa para indução de anestesia geral e posterior manutenção com gases anestésicos, depois de inserido um tubo traqueal. Girafas Neuroleptoanalgesia associando etorfina, na dose total de 1,5 a 2,5 mg, associado a 0,3 a 0,4 mg/kg de xilazina promovem contenção química de alta qualidade e pode ser revertido posteriormente com um antagonista opioide (nalorfine, diprenorfine) e um antagonista alfa-2 adrenérgico (yoimbina, atipamezole). Decúbito pode ser provocado com a associação de etorfina, xilazina e acepromazina (30 mg) e UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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anestesia cirúrgica é completada com doses adicionais de etorfina. Carfentanil também já foi utilizado associado a xilazina. 9. EQUÍDEOS SELVAGENS Etorfina (0,017 mg/kg) isolada ou associada com 0,04 mg/kg de acepromazina é utilizada para contenção química. Carfentanil também pode ser utilizado na dose de 0,015 a 0,033 mg/kg provocando imobilização em cerca de 10 minutos. Xilazina (0,6 mg/kg) pode ser associada ao carfentanil para aumentar a sedação e diminuir a rigidez muscular. Como nos equídeos domésticos, opioides podem provocar excitação, aumento da taxa metabólica, rigidez muscular taquicardia e hipertermia. Cetamina (1,5 a 2 mg/kg) e medetomidina (0,06 a 0,08 mg/kg) promovem boa imobilização e relaxamento muscular, podendo ser revertido rapidamente com atipamezole. Anestesia inalatória é a de escolha para procedimentos cirúrgicos. Técnicas e drogas empregadas para eqüinos domésticos podem ser utilizadqas nos animais selvagens depois de sedados. 10. RINOCERONTES Imobilização pode ser conseguida após 30 a 40 minutos da aplicação intramuscular de 1,5 g de morfina, 175 mg de escopolamina e 725 mg de clorpromazina. Associações de etorfina (2,0 mg), acepromazina (20 a 25 mg) e azaperone (200 a 250 mg) produzem imobilização, prontamente revertida com o uso de nalorfina. Carfentanil isolado na dose de 1,0 a 1,5 mg para jovens e 2,5 a 3,0 mg para adultos também promove excelente sedação, imediatamente reversível com a diprenorfina. 11. TAPIRÍDEOS Contenção química pode ser realizada com a utilização de 10 µg/kg de etorfina ou 20 µg/kg de carfentanil. Associação de 0,15 mg/kg de butorfanol e 0,3 mg/kg de xilazina ou 0,05 mg/kg de detomidina para sedação, seguida de administração intravenosa de 0,5 mg/kg de cetamina proporciona boa imobilização e relaxamento muscular prontamente revertidos com antagonistas opioides e alfa-2 adrenérgicos. Xilazina (3,6 a 4,5 mg/kg) promove sedação suficiente para a administração intravenosa da mesma dose de cetamina, promovendo então plano suficiente para a realização de cirurgias. Pode ser associado a esse protocolo 0,5 mg/kg de midazolam para promover maior relaxamento muscular. Detomidina (0.05 mg/Kg) e tiletamina/zolazepam (4 a 6 mg/Kg) proporcionam boa imobilização e grande relaxamento muscular. Manutenção anestésica é melhor sucedida depois de entubação e utilização de anestésicos inalatórios. Depois da contenção química, pequenas doses de propofol, por via intravenosa promovem planos suficientes para a entubação. 12. ELEFANTES Várias drogas já foram estudadas para promoverem contenção química e anestesia em elefantes, porém a droga mais utilizada nos dias atuais é a etorfina, numa dose de 0,0017 a 0,0022 mg/kg. Também pode ser utilizada sua associação com a acepromazina, provocando sedação, decúbito e imobilização. Transporte pode ser
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realizado com a administração de 100 a 175 mg de xilazina a cada 3 horas. Azaperone também pode ser utilizado para sedação de elefantes. Foi relatada a indução anestésica por meio de etorfina intramuscular e posteriormente intravenosa e então a entubação com um tubo traqueal de 40 mm de diâmetro com balonete através de um tubo gástrico introduzido por meio de palpação digital. Foram utilizados 2 vaporizadores para proporcionar inicialmente uma concentração de 5% de isoflurano em 15 l/min de oxigênio e depois variações de 2 a 3% de isoflurano em 5 l/min de oxigênio e redução gradativa do isoflurano. 13. HIPOPÓTAMOS Etorfina, na dose total de 4 a 8 mg, é a droga mais utilizada para imobilização e anestesia desses animais. Pode ser associada com 0,1 mg/kg de xilazina. Deve-se tomar cuidado para impedir a entrada desses animais na água após realizada a administração das drogas. 14. URSÍDEOS A associação de cetamina e xilazina é a mais relatada para ursos. Cetamina na dose de 4,5 a 9 mg/kg e xilazina na dose de 2 a 4,5 mg/kg induzem anestesia tranqüila e com boa qualidade de analgesia e contenção. Esse protocolo pode ser usado para procedimentos cirúrgicos, porém com conseqüente grande tempo para recuperação. Medetomidina, na dose de 0,03 a 0,06 mg/kg, tem sido utilizada em substituição da xilazina com excelentes resultados, diminuindo inclusive a dose necessária de cetamina para 2,5 a 4 mg/kg. Sulfato de atropina é sempre recomendado para evitar excesso de salivação e bradicardia. Etorfina (10 a 60 µg/kg) é muito utilizada por necessitar de menor volume, podendo ser administrada toda dose em um dardo. Carfentanil é mais potente que a etorfina e pode ser dado em dose de 12 a 28 µg/kg. Pequenos ursos podem ser induzidos à anestesia com a utilização de drogas por via intravenosa, como barbitúricos e propofol, e posterior manutenção inalatória. 15.PRIMATAS A associação de cetamina e xilazina é a mais utilizada para a contenção química de primatas. Doses de 5 a 15 mg/kg de cetamina isolada promove uma contenção química de 10 a 15 minutos e ampla margem de segurança será promovida. A associação com 0,5 mg/kg de xilazina proporciona maior relaxamento muscular e analgesia. Se aumentarmos a dose de cetamina para 20 a 40 mg/kg e associarmos com 0,5 mg/kg de midazolam e/ou 0,5 mg/kg de xilazina um plano anestésico suficiente para a realização de curtos procedimentos cirúrgicos será obtida. Sulfato de atropina (0,01 a 0,05 mg/kg) reduz a salivação e o risco de vômito. Tiletamina/zolazepam (1,5 a 10 mg/kg) produz contenção de alta qualidade e se associado com opioides, como a oximorfina (0,15 mg/kg), promove uma analgesia adequada para procedimentos cirúrgicos. Neuroleptoanalgesia com fentanil (0,02 a 0,04 mg/kg) e droperidol (1 mg/kg) por via intramuscular ou por via oral (diluído no leite ou suco de frutas) produz excelente imobilização e analgesia suficientes para a realização de cir urgias por 30 a 60 minutos. Anestesia intravenosa pode ser realizada em animais onde a contenção física é mais fácil, com o uso de barbitúricos ou propofol (2 a 4 mg/kg). Nestes animais, UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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principalmente filhotes e recém-nascidos, a indução pode também ser realizada por meio de máscara facial com halotano ou isoflurano. Devido ao seu odor agradável o halotano promove uma indução mais tranqüila. Por outro lado o isoflurano apresenta uma maior segurança e menores tempos de indução e recuperação anestésicas. Cirurgias prolongadas requerem manutenção por meio de anestesia inalatória. Pode ser inserido um tubo traqueal, usada a máscara facial e também já foi relatada em chimpanzé a utilização de máscara laríngea com excelente resultado. Técnicas de anestesia local e regional, utilizadas para humanos, como o bloqueio subclavicular e a anestesia epidural, podem ser copiadas com sucesso semelhante.
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SISTEMA PORTA-RENAL (SPR) O SPR está presente na maior parte dos peixes, em todos os anfíbios, répteis e aves (é encontrado em embriões de mamíferos). Nos mamíferos a circulação esplâncnica ou sistema porta hepático determina que um certo volume de sangue procedente do estomago, intestino, pâncreas e baço seja transportado para o fígado onde as veias ramificam-se de maneira análoga ao que acontece com as arteríolas, deste modo, o sangue deste sistema passa por uma segunda série de capilares antes de ser transportado ao coração através da veia cava posterior. Nas aves, répteis, anfíbios e peixes a circulação, através do SPR, determina que o sangue venoso proveniente da cauda, pernas e região pélvica possa sofrer dois trajetos: 1) Passar através dos rins (túbulos) e ir para a circulação sistêmica. 2) Desviar dos rins indo diretamente para a circulação sistêmica. O SPR apresenta válvulas localizadas na junção das veias ilíacas externas e veias renais que, quando abertas (adrenalina), permite que o sangue flua diretamente para a veia cava caudal e ao coração ou quando fechadas (acetilcolina) determina que o sangue sofra percolação nos túbulos renais desaguando em seguida na veia cava caudal, indo ao coração. A função do SPR: peixes, anfíbios e répteis não podem produzir urina hipertônica porque não apresentam “Alça de Henle”. Durante períodos de desidratação, para diminuir a perda d’água, a taxa de filtração glomerular precisa ser reduzida. Isto ocorre através da ação da vasopressina argenina que causa constrição das arteríolas aferentes aos glomérulos. O SPR continua com o suprimento de sangue para perfusão nas células dos túbulos renais, prevenindo-as da necrose isquêmica. Dependendo da necessidade momentânea (balanço hídrico do organismo) o sangue pode ser conduzido para os rins (túbulos) ou dele ser desviado. Quase a totalidade dos autores de textos de medicina de animais silvestres vem historicamente recomendando que as aplicações de medicamentos injetáveis em aves e répteis sejam evitadas na região drenada pelo SPR (cauda, pernas e região pélvica), deduzindo que a droga hidrossolúvel aplicada irá sofrer ação da filtragem renal antes de cair na circulação sistêmica. Recentes experimentos farmacocinéticos descritos no Capítulo 32: “The Reptilian Renal-Portal System: Influence on Therapy” de Peter H. Holz, no livro Zoo & WIld Animal - Medicine Currente Therapy 4 - Fowler & Miller (1999), concluem que não foram observadas diferenças significativas entre aplicações efetuadas na região anterior e posterior de répteis (Tigre-d’água - Trachemys scripta) e aves (avestruz - Struthio camelus), não sendo necessário obedecer esta antiga regra, desta maneira facilitando-se o manejo. Cita ainda que a gentamicina (aminoglicosídeo) é filtrada no glomérulo renal e não no túbulo, logo uma aplicação efetuada na região posterior irá passar pela circulação sistêmica antes de sofrer a filtração glomerular. Experimentos farmacocinéticos não têm demonstrado diferenças significativas com UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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relação à nefro-toxicidade quando aplicadas na região anterior ou posterior de aves e répteis. Entretanto, especialmente quando se utilizam drogas potencialmente nefrotóxicas como os antibióticos do grupo dos aminoglicosídos, entre eles a gentamicina que pela sua eficiência em germes Gran-negativos é amplamente utilizada em répteis, reitera-se a recomendação de fluidoterapia concomitante.
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TÉCNICAS DE COLHEITA DE SANGUE EM ANIMAIS SILVESTRES Introdução A hematologia é um recurso de auxílio diagnóstico universalmente importante na clínica médica, e torna-se ainda mais relevante na medicina de animais silvestres onde a anamnese e a semiologia podem apresentar restrições e limitações (sinais clínicos nem sempre perceptíveis). A colheita de sangue pode ser praticada essencialmente sob duas condições, com o animal sob contenção física (mecânica) ou farmacológica (química). O domínio das técnicas de sedação/anestesia e contenção, portanto é imprescindível. A contenção química pode ser indispensável para ser preservada a integridade física do paciente e/ou do operador. O aquecimento ambiental (répteis), a irrigação da área a ser puncionada com água quente, ou a aplicação tópica de xilol podem facilitar o sucesso na colheita de sangue. O estabelecimento de valores de referência para hematologia e bioquímica clínica é de grande importância na medicina de animais silvestres, pois ainda são poucas as espécies da fauna silvestre sul-americana que foram submetidas a trabalhos de pesquisa com definição do padrão hematológico. Volume de sangue a ser colh ido Um cálculo aproximado pode ser utilizado para a definição do volume máximo de sangue a ser colhido de um animal. Consideremos que o volume total de sangue de um vertebrado é da ordem de 10% do seu peso corporal (em répteis pode ser menor: 5% a 8%) e que do total de sangue existente em um organismo, podemos retirar uma amostra de até 10% sem prejuízos importantes. Portanto podemos colher seguramente, sem prejuízo do paciente (saudável) uma amostra de até 1% do peso corporal. Alguns ani mai s e s eus volumes d e sangue pas síveis de s erem colhi dos: Beija-flor – 8g 1% 0,08ml de sangue. Curió – 15g 1% 0,15ml de sangue. Periquito-australiano – 30g 1% 0,3ml de sangue. Papagaio – 400g 1% 4ml de sangue. Arara – 1500g 1% 15ml de sangue. Cisne-negro 5000g 1% 50ml de sangue. Mico-leão 700g 1% 7ml de sangue. Onça 90000g 1% 900ml de sangue. Diversidade de pacientes Decorrente da grande variedade de vertebrados (ver quadro abaixo) fica claro que as diferenças com relação ao tamanho, peso, anatomia, fisiologia, comportamento (stress), periculosidade e especificidades irão determinar o procedimento de colheita de sangue. As técnicas de colheita podem ser muito diversas e as dificuldades podem ser muito grandes.
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Diversidade de vertebrados vivos ( 47.668 espécies) Peixes 24.587 spp Aves 8.750 spp Répteis 5.971 spp Anfíbios 4.310 spp Mamíferos 4.050 spp
Locais de eleição para a colheita de sangue (punção venosa) Répteis Geralmente podem ser submetidos à colheita de sangue apenas com contenção mecânica, mas em algumas espécies a sedação/anestesia é indispensável. Serpentes jugulares, caudais, periorbitais, pterigo-palatinas Quelônios jugulares, seios (sinusoides) pós-occipitais (supravertebrais), punção cardíaca. Lagartos caudais Crocodilianos seios (sinusoides) pós-occipitais (supravertebrais)
Aves Geralmente as aves podem ser submetidas à colheita de sangue através de contenção física, pois não apresentam tamanho muito avantajado. Também os vasos sanguíneos costumam ser facilmente acessíveis. Locais para a colheita: Jugular direita Veias ulnares (asas) – braquiais Tarso-mediais Mamíferos Ë grande a variabilidade, a sedação/anestesia pode ser necessária, independentemente do porte do animal, em alguns casos é impossível a colheita sem anestesia profunda. Ordem Marsupialia: Gambás e cuícas veias femorais ou ventrais da cauda. Cangurus veias cefálicas e dorsolaterais da cauda. Ordem Edentata: Tamanduá-bandeira Veias femorais, jugulares, ventrais da cauda. Ordem Primates: Veias jugulares, radiais e femorais. Ordem Carnivora
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Veias braquiais, safenas, femorais, jugulares, radiais, dorsolaterais da cauda (grandes felinos), sublinguais (ursos). Ordem Rodentia e Lagomorpha (coelhos) Veias safenas laterais, femorais, jugulares, caudais, marginais das orelhas. Ordem Artiodactyla Hipopótamos veias femorais e braquiais. Suídeos e taiassuídeos veias jugulares e femorais, marginais das orelhas, cava. Cervídeos, bovídeos e girafídeos veias jugulares, safenas e femorais. Tapirídeos veias femorais e braquiais. Rinocerontídeos veias dorsolaterais da cauda e articulares. Peixes e anfíbios não serão abordados devido a falta de experiência do autor nesta prática.
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TERMORREGULAÇÃO 1) INTRODUÇÃO Apenas poucos, dentre todos os seres vivos que habitam a Terra, são capazes de controlar sua temperatura interna, a grande maioria está sujeita às limitações impostas pelas condições térmicas ambientais. Somente as aves e os mamíferos são capazes de produzir calor metabólico suficiente para controlar a temperatura corporal. Exceções são registradas entre alguns répteis, peixes, insetos e plantas que apresentam capacidade de produzir algum calor metabólico. A temperatura corporal dos animais em atividade pode variar de -2ºC a +50ºC, contudo, alguns podem sobreviver a temperaturas mais baixas ou mais altas, em estado de inatividade (dormência). A velocidade das reações químicas (celulares ou não), depende da t emperatura, logo as reações mediadas por enzimas são também dependentes da temperatura. Entretanto, no caso das reações enzimáticas, deve ser considerado um outro fator relacionado à temperatura, a inativação térmica. As enzimas são muito susceptíveis à inativação térmica, quanto mais alta a temperatura, mais rapidamente uma enzima é deteriorada e perde suas propriedades catalíticas. A temperatura ótima de uma reação intermediada por enzimas é aquela na qual um máximo de alteração química é catalisado. Um aumento na temperatura embora aumente a velocidade de reação, também encurta a vida da enzima, de modo que a temperatura ótima deve ser expressa em relação ao tempo disponível para a reação. Em geral, as enzimas envolvidas nos processos metabólicos dos mamíferos e das aves apresentam temperaturas ótimas na faixa dos 30º a 40ºC, na qual são relativamente estáveis, no entanto muitas enzimas de répteis, anfíbios e invertebrados apresentam temperaturas ótimas mais baixas, apropriadas às condições térmicas destes animais. É provável que a adaptação das propriedades enzimáticas, para torná-las compatíveis com o ambiente térmico interno de um animal, seja resultante de processos evolutivos de longa duração (evolução). No entanto, algumas alterações metabólicas notáveis podem ocorrer em períodos curtos, durante o processo de adaptação chamado de aclimação ou aclimatação (experimentos com gaivotas mostraram que as aves que saem de um meio quente e são colocadas subitamente ao ar livre em temperaturas muito baixas, sofrem congelamento das extremidades, ao passo que as aves condicionadas ao frio nada sofrem). Vertebrados conseguem viver em diferentes ambientes. Anfíbios podem viver em desertos (os sapos Scaphiopus couchi do deserto do Colorado, aonde a temperatura chega a 50ºC e a pluviosidade média anual é de 5 a 7 centímetros, permanecem enterrados durante as secas na areia úmida das poças potenciais, a desidratação é reduzida por elevadas concentrações osmóticas sanguíneas). Alguns lagartos vivem em montanhas com altitudes superiores a 4000 metros e se movem, no início da manhã, em temperaturas ambientais abaixo do ponto de congelamento, eles elevam a temperatura corporal rapidamente orientando-se adequadamente em relação ao sol, deste modo absorvendo a radiação direta e também a refletida pelo substrato. UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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Aves e mamíferos podem viver próximo aos pólos onde são registradas as temperaturas mais baixas da Terra. Interessante é o fato de que são pequenas adaptações que permitem aos animais conviver com temperaturas ambientais que podem variar de -70ºC a +70ºC. A adaptabilidade dos vertebrados é suportada pela combinação de um grande número de modificações de ordem ecológica, comportamental, morfológica e fisiológica. 2) CONCEITOS Os termos: “sangue quente” e “sangue frio”, “homeotérmico” ou “homeotermia” (homotermo: do grego, homos = igual) e “poiquilotérmico” ou “poiquilotermia” (poiquilotermo, do grego: poikilos = variado), são termos que foram utilizados na primeira metade do século XX, porém, os novos conhecimentos obtidos sobre termorregulação levaram ao uso novos vocábulos, surgindo os conceitos: endotermia e ectotermia. Os animais são considerados endotérmicos quando há uma produção metabólica de calor relativamente alta, juntamente com uma baixa condutividade térmica, indicando que sua temperatura corporal depende amplamente de sua própria atividade oxidativa. Os ectotérmicos apresentam baixa produção de calor e condutividade térmica relativamente alta. Assim, o calor metabólico é de menor importância do que o calor ambiental na determinação da temperatura interna. Mecanismos de termorregulação ecto e endotérmica não são mutuamente excludentes, muitos animais usam-nos combinadamente. 3) OS ANIMAIS E SEUS AMBIENTES TÉRMICOS ECTOTÉRMICOS
Os animais ectotérmicos são subordinados a seus ambientes, já que sua atividade e mesmo sua sobrevivência estão permanentemente sujeitas à temperatura ambiental prevalente. Existem, no entanto, várias maneiras pelas quais eles podem valer-se das propriedades térmicas de seus ambientes para promover modificações favoráveis em sua temperatura corporal. São principalmente atitudes comportamentais, ações fisiológicas e seleção de micro-ambientes. ECTOTÉRMICOS AQUÁTICOS
De várias maneiras o ambiente aquático simplifica o modo de vida ectotérmico (a água tem alta condutividade térmica). As grandes massas de água proporcionam um ambiente térmico particularmente estável. As variações térmicas entre o dia e a noite são reduzidas e as alterações sazonais da temperatura desenvolvem-se lentamente. ECTOTÉRMICOS TERRESTRES
O ambiente terrestre representa um difícil desafio para os ectotérmicos. O ar tem um calor específico baixo, e deixa passar sem dificuldade a energia radiante. Esta pode ser rapidamente absorvida do sol pelo animal e, por outro lado, perdida para o espaço com igual rapidez, desta forma aumentando muito o risco térmico.
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Embora a temperatura corporal dos ectotérmicos terrestres geralmente esteja relacionada intimamente com a do ambiente, esses animais, ao contrário das formas aquáticas, podem mais facilmente manter uma temperatura corporal ligeiramente diferente da ambiental. Dois fatores contribuem para isso: primeiro, a condutividade do ar (o ar tem baixa condutividade térmica) e, em segundo lugar, o efeito do resfriamento pela perda da água por evaporação. ANFÍBIOS: Os anfíbios talvez sejam o caso extremo da importância da evaporação para a temperatura corporal. Na terra, ao ar livre não saturado, um anfíbio perde água de sua pele úmida por evaporação e a temperatura corporal cai abaixo da ambiental. O valor potencial da evaporação numa emergência durante stress por calor é ilustrado claramente em um experimento no qual uma rã manteve a temperatura de 35º C por mais de 3 horas, em ar seco, a 50ºC. Os anfíbios não têm a capacidade de regular a evaporação através da pele por meios fisiológicos, o controle é realizado por mecanismos comportamentais, selecionando micro-climas favoráveis, com taxas de evaporação aceitáveis. A evaporação controlada nos anfíbios não é absolutamente comparável ao controle precisamente regulado dos mamíferos. RÉPTEIS: Com exceção dos crocodilianos e alguns quelônios, os répteis desenvolveram uma vida completamente terrestre. Representam um estágio de transição em relação à evolução da termorregulação. São os primeiros grupos a apresentar os mecanismos fisiológicos encontrados nas aves e mamíferos. Os lagartos têm sido o grupo de répteis mais estudados neste aspecto. Em ambiente natural, em atividade, são capazes de manter suas temperaturas dentro de uma faixa notadamente estreita, modificando seu comportamento de forma a aproveitar as propriedades térmicas do ambiente. Espécies diferentes que vivem em um mesmo ambiente podem apresentar temperaturas ideais que diferem em vários graus. Para tal exercem um controle considerável sobre sua temperatura corporal. Esse resultado é obtido através de modificações comportamentais e alterações nos processos fisiológicos. Termorregulação comportamental : Está relacionada principalmente com a otimização da captação da energia radiante do sol (são denominados “heliotérmicos”). Este mecanismo pode implicar em estratégias muitas vezes requintadas, na maioria dos casos relacionadas com a superfície e o horário de exposição solar. Muitos lagartos podem variar a área corporal exposta ao sol ou a superfícies aquecidas pelo sol (aquecimento solar indireto - pedras aquecidas - imersão na água), abrindo suas costelas e alterando a forma do corpo, como também assumindo diferentes atitudes posturais. Algumas espécies podem também mudar as cores do corpo. Estratégias fisiológicas: mecanismos de alteração do fluxo sangüíneo da superfície e do pulso cardíaco, permitem o aumento da absorção térmica da radiação solar e a redução da perda por condução, convecção ou radiação. Faixa de temperatura de atividade ou temperatura ótima (FTA) é a temperatura em que organismos ectotérmicos realizam seu repertório completo de atividades.
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As atividades termorreguladoras de um ectotérmico são orientadas para mantêlos na FTA e dependem de variáveis internas e externas. Por exemplo, as serpentes em processo de digestão aumentam a temperatura corporal de forma a otimizar a atividade enzimática (temperaturas insuficientes, nos recintos de serpentes cativas levam-nas ao vômito: foi observado que a defecação em Boídeos é estimulada pela exposição solar, isto se deve provavelmente ao aumento da temperatura corporal que facilitaria a ação das enzimas digestivas permitindo que a digestão aconteça a contento, ao invés da putrefação que ocorre na insuficiência de temperatura corporal após a ingestão de alimento, levanto ao vômito). Febre comportamental: ectotérmicos com infecções induzidas experimentalmente, apresentam febre comportamental, mantendo a temperatura corporal acima da normal, por meios comportamentais. A febre comportamental é um mecanismo utilizado por artrópodes, peixes, sapos, salamandras, tartarugas e lagartos. A liberação de prostaglandina E1 que atua sobre os centros de termorregulação do hipotálamo anterior parece ser a causa imediata tanto das febres comportamentais dos ectotérmicos como das febres fisiológicas dos endotérmicos. A sobrevivência é aumentada pela febre, aparentemente porque o crescimento bacteriano é limitado por uma redução de ferro a temperaturas altas. Diferentes ectotérmicos têm diferentes sistemas de termorregulação, e nem todos têm um sistema tão estritamente preciso. O princípio fisiológico da ectotermia é baseado na capacidade do organismo captar calor do meio mais rapidamente do que perder. Aquecer rapidamente e esfriar lentamente, prolongando então o tempo que pode ser despendido em outras atividades, é a estratégia básica, a base deste comportamento reside em alterações da circulação periférica. Dormência: muitos répteis, anfíbios e peixes passam os períodos em que as condições ambientais são desfavoráveis em estado de dormência, com a taxa metabólica reduzida e com a temperatura corporal próxima à ambiental. A dormência difere da hibernação, pois na dormência, o despertar depende de aquecimento passivo, não existem “mecanismos de segurança”, como os observados nos mamíferos hibernantes, que aumentam seu metabolismo ou “acordam” quando a temperatura corporal se aproxima-se do ponto de congelamento. Nessas condições os ectotérmicos congelam e morrem enquanto que os endotérmicos despertam e regem. ENDOTÉRMICOS TERRESTRES O intercâmbio energético animal/ambiente é complexo, compreende o uso da energia química contida nos alimentos e das trocas térmicas com o meio, determinadas por processos físicos de condução, convecção , radiação e evaporação . Superfície cor poral Em animais pequenos, a razão entre a área superficial e o peso é grande (taxa metabólica específica alta). Sabe-se que 5000 camundongos pesam tanto quanto um homem, mas apresentam uma área superficial dezessete vezes maior. A área superficial determina a perda de calor, de forma que os animais pequenos perdem mais calor por unidade de peso corporal do que os animais grandes e, conseqüentemente, UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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devem comer proporcionalmente mais para sustentar o aumento da produção de calor necessário para compensar a perda térmica. Deduz-se daí que, termodinamicamente, é vantajoso que o endotérmico seja grande, principalmente em ambientes frios e quando a comida é escassa. Há, em conseqüência, uma tendência para que os membros de uma determinada espécie sejam maiores nas regiões mais frias de sua área de ocorrência ou distribuição geográfica. Essa tendência é conhecida como Regra de Bermann. 4) CONSIDERAÇÕES QUANTO A TERMORREGULAÇÃO EM DIFERENTES ANIMAIS Endo e ectotérmicos apresentam stress diferenciado frente às variações ambientais Os endotérmicos podem regular suas temperaturas e as concentrações salinas de seus fluidos corpóreos com grande precisão face às extremas flutuações dos seus ambientes. Os ectotérmicos também são capazes de grande homeostase, mas, a característica geral destes é a baixa taxa de consumo energético. Em muitos casos os ectotérmicos guardam energia relaxando seus limites de homeostase, enquanto que os endotérmicos gastam energia para manter a homeostase. A atividade dos ectotérmicos é reduzida pôr longos períodos durante as estações desfavoráveis, porque eles não são capazes de manter a homeostase. As necessidades energéticas da endotermia são um fator substancial em muitos aspectos da ecologia e do comportamento de aves e mamíferos. A inabilidade em obter energia suficiente pode excluir os endotérmicos da atividade em certos hábitats durante algumas fases do ano: alguns endotérmicos migram ou hibernam sob condições nas quais não podem conseguir energia para manter a homeostase. Aves e mamíferos desenvolveram independentemente padrões fisiológicos similares de regulação térmica, porém cada um deles apresenta consideráveis variações em suas temperaturas corporais nos diferentes grupos. Entre os mamíferos, os Monotremados (ornitorrinco e equidna) são o grupo que apresenta a menor temperatura corporal (28º a 32º C), seguidos pelos Xenartra (ou edentata: tamanduás, preguiças e tatus) (33º C), Marsupiais (gambás, cuícas e cangurus) e Insetívoros (toupeira) que apresentam temperaturas corporais entre 34º e 36º C. Membros de diversos grupos de mamíferos possuem temperaturas corporais entre 36º C (morcegos) e 38º C (primatas). Entre as aves, o grupo mais primitivo é o das ratitas (38º a 39º C). Existe uma variação considerável da temperatura corporal nos diferentes grupos de aves não passeriformes, que pode variar de menos de 40º C (pingüim) a 40º a 41º C (corujas), 41º a 42º C (psitacídeos), ou 42º C (pica-paus). Os passeriformes têm temperatura corporal ao redor de 42º C. A temperatura corporal dos endotérmicos é determinada essencialmente pela massa específica, pelo metabolismo e pela condutância térmica. As aves, especialmente as passeriformes, apresentam condutância térmica menor que a do que mamíferos. Os répteis, de maneira geral, têm capacidade de aumentar a velocidade de reação em 3 X a cada aumento de 10ºC da temperatura corporal, o que pôr sua vez está estreitamente relacionado com a temperatura ambiental (a velocidade das reações químicas aumenta em 2 a 3 X a cada 10ºC). O aumento da temperatura corporal em 1ºC, aumenta em 10 a 20 vezes a taxa metabólica basal. Observações com um
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aligátor de 1,5 m mostraram que, em exposição ao sol, requer 7,5 minutos para aumentar sua temperatura em 2ºC. Alguns poucos répteis como os Varanus sp., produzem calor metabólico afetando significativamente a temperatura corporal. No Varanus goldii da Austrália, o calor metabólico é o fator mais importante na produção da temperatura corporal, representando um elo de ligação entre os répteis típicos e os endotérmicos. 5) AQUECIMENTO PARA RÉPTEIS EM CATIVEIRO: O sistema de aquecimento utilizado em cada cativeiro para réptil deve estar adequado à espécie e ao terrário em questão. Será diferenciado em conformidade com estas duas variáveis; para terrários pequenos, o aquecimento do ambiente (sala), onde estejam instalados os terrários é o suficiente. É um bom sistema para coleções de pequenos espécimes em diferentes tamanhos de recipientes, facilitando o manejo, a alimentação de filhotes etc., porém para terrários grandes, o aquecimento interno é indispensável. É importante que o sistema de aquecimento seja dimensionado, testado e aferido anteriormente à decoração completa e instalação do animal. Para isto deve-se colocar no interior do terrário um termômetro de máxima e mínima que deverá ser lido criteriosamente durante alguns dias identificando a oscilação térmica no microambiente criado para a manutenção do espécime. A fonte de calor deverá ser instalada em uma porção extrema do terrário com o intuito de propiciar a formação de um gradiente térmico que será freqüentado pelo réptil em conformidade com as suas diferentes necessidades fisiológicas. O sistema de aquecimento deve ser calibrado de forma a permitir uma oscilação térmica entre o dia e a noite. Nos grandes terrários mantidos em ambientes internos, a desativação do sistema de aquecimento interno durante a noite é suficiente para fornecer esta oscilação térmica necessária. Em grandes terrários externos há que se dispor de um sistema de aquecimento regulável para os períodos noturnos. Muitas espécies necessitam desta variabilidade térmica diária pois foi demonstrado que a manutenção da temperatura ótima continuadamente, leva à anorexia, perda de peso e danos na espermatogênese. O uso de termostatos acoplados a um “timer” é indicado. A variabilidade sazonal de temperatura ambiental (micro-ambiente) pode ter maior ou menor influencia sobre os répteis, este é ainda um tema pouco explorado. O desenvolvimento de estudos e pesquisas correlacionando a biologia das espécies, seus ambientes e fisiologia, com a manutenção em cativeiro deverão ainda clarear muitas dúvidas e elucidar as necessidades dos répteis em cativeiro, particularmente a fauna sul-americana, tão pouco conhecida nos seus hábitos, biologia, comportamento e necessidades. Lâmpadas incandescentes podem ser utilizadas como fontes de calor em terrários, diferentes watts e quantidades de lâmpadas se testadas adequadamente podem surtir bons resultados. Lâmpadas incandescentes instaladas no interior de vasos de cerâmica perfurados são um antigo e eficiente sistema, o uso de recipientes com água sobre estes dispositivos contrabalança a dissecação do ambiente. Lâmpadas azuis ou vermelhas podem ser utilizadas para o aquecimento noturno pois aquecem emitindo radiações pouco visíveis aos répteis. Lâmpadas infravermelhas são muito utilizadas em grandes terrários; com refletores produzem calor direcionado formando-se interessantes áreas de assoalhamento no interior dos recintos que podem ser freqüentadas conforme as UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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necessidades fisiológicas dos seus habitantes. As lâmpadas de luz branca também podem ser utilizadas com funções similares. Cuidados especiais com estas lâmpadas devem ser tomados pois respingos de água provocam estouros. Algumas serpentes e iguanas costumam aproximar-se, encostar-se ou até enrodilhar-se nestas lâmpadas e podem ter sérias queimaduras (a sensibilidade dos répteis ao contato com calor extremo parece ser pequena), A instalação destas lâmpadas fora dos terrários é a alternativa ideal, permite inclusive a regulagem do calor pela aproximação ou afastamento das mesmas. Outras fontes de calor que podem facilmente ser utilizadas em terrários são os tradicionais aquecedores de aquários, disponíveis no comércio em diferentes watts e, quando de boa qualidade funcionam também fora d’água; devem ser colocados dentro de canos de proteção para evitar o contato direto do animal com o calor. Estes aquecedores dentro de recipientes com água no interior de aquários funcionam bem como fonte de calor úmido. O aquecimento de terrários para répteis de florestas tropicais pode ser apenas do ar, pois os seus ambientes naturais de origem não apresentam grandes variações térmicas por micro-ambientes ou variações dia/noite, porém para répteis de desertos e áreas abertas é importante a disponibilidade de substrato aquecido para contato direto permitindo maior eficiência nos mecanismos de termorregulação. O processo de aclimatação é também importante na adaptação dos répteis ao cativeiro, às modificações fisiológicas promovidas pôr este processo podem permitir a sobrevivência de indivíduos em ambientes térmicos bastante diversos dos observados nos locais naturais da sua distribuição geográfica. Diferentes indivíduos da mesma espécie podem portanto viver ou sobreviver em diferentes ambientes térmicos, apresentarão no entanto variações no crescimento e no exercício do seu repertório completo de atividades biológicas muitas vezes não executando a totalidade delas (principalmente a reprodutiva). Os répteis apresentam pouco isolamento externo: a gordura subcutânea é escassa e as escamas impedem muito pouco a transferência de calor,. A perda de calor, no entanto, pode ser diminuída tornando-se lenta a circulação do sangue dos tecidos profundos para os superficiais, Esse mecanismo é explorado com muita habilidade pelo iguana marinho ( Anblyrhynchus sp.), que consegue manter a temperatura corporal em torno de 37º C quando se expõe ao sol das praias rochosas dos Galápagos ou mesmo quando realiza incursões periódicas às águas marítimas relativamente frias em busca de sua dieta de algas. A velocidade em que a temperatura corporal profunda do iguana se aproxima da temperatura do oceano (22 a 27º C) é bastante diminuída pôr uma queda na freqüência cardíaca, Esse atraso no resfriamento permite que o animal permaneça no mar pôr um período mais longo, antes que as reações se tornem perigosamente lentas, tornando-o presa fácil para os tubarões. Quando sai do oceano em direção à praia, um aumento na freqüência cardíaca facilita o processo de aquecimento. Quando o superaquecimento das rochas vulcânicas escuras coloca a iguana em risco de hipertermia, ele assume posturas de forma a reduzir sua área corporal de exposição ao sol e afasta o corpo da pedra quente apoiando-se sobre a ponta dos membros permitindo que o vento resfrie o seu corpo através da evaporação, também a sombra do seu próprio corpo sobre a rocha reduz a reflexão da radiação solar.
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BIBLIOGRAFIA CONSULTADA COBORN, J.1987. Snakes & Lizards The Care and Breeding in Captivity. David & Charles - Newton Abbot London. 204 p. DUKES, H. H. 1973. Fisiologia de Los Animales Domesticos. Aguilar S. A. de Ediciones - Madrid. 962 p. ECKERT, R. 1988. Animal Physiology. 3th ed. W. H. Freeman and Company New York. 683 p. FOWLER, M. E. 1978. Restraint and Handling of Wild and Domestic Animals. Iowa State University Press, Ames. 332p. FOWLER, M. E. 1986. Zoo & Wild Animal Medicine. W. R. Saunders Company 1126 p. FRYE, F. L. 1981. Biomedical and Surgical Aspects of Captive Reptile Husbandry. Edwardsville, Kan.; Veterinary Medicine Publishing. 456 p. GUYTON, A. C. 1973. Tratado de Fisiologia Médica - Guanabara Koogan 4º ed. 975 p. HARDY, R. N. 1979. Temperatura e Vida Animal. Coleção Temas de Biologia. Vol. 24. 91 p. ORR, R. T. 1986. Biologia dos Vertebrados. 5º ed. Livraria Roca Ltda. São Paulo S. P. 508 p. PEAKER, M. 1969. Some aspects of the requeriments of reptiles in captivity. The International Zoo Yearbook volume 9, p 3-8. POUGH, F.H. & HEISER, J. B. & Mc FARLAND, W. N. 1993. A Vida dos Vertebrados. Atheneu Editora São Paulo 839 p. SCHIMIDT - NILSEN, KNUT, 1990. Animal Physiology: Adaptation and Anvironmental 4th ed. Cambridge Universiti Press 602p. WITHERS, P. C. 1992. Comparative Animal Phydiology. Saunders College Publishing. 949 p.
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PRINCÍPIOS BÁSICOS DA EXTRAPOLAÇÃO ALOMÉTRICA PARA POSOLOGIA TERAPÊUTICA EM ANIMAIS SILVESTRES 1. Introdução A determinação das doses de fármacos na rotina da clínica médica de animais silvestres é um problema difícil de ser resolvido. A enorme diversidade de tamanhos corporais e de padrões fisiológicos com que se depara o clínico de silvestres, somada a falta de dados farmacodinâmicos e farmacocinéticos justifica esta dificuldade. O clínico de animais de zoológico, na sua atividade diária atende animais tão diversos quanto os megamamíferos (elefantes, rinocerontes ou hipopótamos), roedores de porte médio (cutias, pacas ou nutrias); répteis (jacarés, iguanas, jibóias e jabutis); ou aves (mutuns, cisnes, araras, emas, avestruzes ou pequenos pássaros). As diferenças fisiológicas, conportamentais e de volume corporal entre os pacientes são enormes e não podem ser menosprezadas. O cálculo das doses medicamentosas, extrapolado a partir do peso, utilizando a proporcionalidade direta tem provocado acidentes graves ou até fatais. É impróprio o uso dos mesmos padrões posológicos (de um determinado fármaco) para um pequeno mamífero e um grande réptil, por exemplo. As características intrínsecas de grupos e indivíduos devem ser levadas em consideração no cálculo das doses para ser praticada uma posologia correta, adequada e eficiente. Se os pacientes são diferentes, e devemos adequar as doses medicamentosas ás características fisiológicas e volumétricas, a proposta de “extrapolação alométrica ” parece ser a mais eficaz e que contempla as variáveis na medida das informações disponíveis à luz dos conhecimentos atuais. O termo alometria é originário dos estudos de crescimento (biometria) e opõe-se a isometria. A isometria, isomorfia, isovolumetria ou isocoria é a transformação bionívoca que preserva distâncias, a alometria ou alomorfia é a passagem de uma forma para outra (metamorfose). As relações de crescimento são geralmente descritas como uma função exponencial da massa corpórea, uma vez que a relação entre um caracter e seu tamanho geralmente não é linear. Em estudos de biometria diz-se que o crescimento será isométrico quando apresentar em seu expoente valores da constante de crescimento próximos a 3 (cúbicos), com taxas iguais de incremento em diferentes partes do corpo. No incremento alométrico esta relação não é obedecida, apresentando outros valores, quando inferior a 3 denomina-se alometria negativa e quando superior a 3, denomina-se alometria positiva. O risco do uso empírico de medicamentos a partir de experimentos anteriores com outras espécies (utilizando-se a proporcionalidade direta – mg/kg), cresce enormemente na medida da disparidade de peso/tamanho entre os animais utilizados como modelo e o caso clínico em questão. Um pequeno animal, se comparado com um grande apresenta um tempo total de circulação menor, uma maior densidade de capilares por área de tecido, UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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uma maior superfície de trocas gasosas, uma taxa de filtração glomerular mais alta, mais elementos hepáticos e um maior número de mitocôndrias e citocromos em uma área corporal. (Sabe-se que 5000 camundongos pesam tanto quanto um homem, mas apresentam uma área superficial dezessete vezes maior. A área superficial determina a perda de calor, de forma que os animais pequenos perdem mais calor por unidade de peso corporal do que os animais grandes e, consequentemente, devem comer proporcionalmente mais para sustentar o aumento da produção de calor necessário para compensar a perda térmica). Conforme citou Schmidt-Nielsen, “pequenos animais tem mais ferramentas metabólicas do que grandes animais”. Convencionalmente, as doses de drogas são calculadas e expressas como quantidade por unidade de peso corporal (mg/kg). O método de extrapolação alométrica, entretanto, calcula e expressa doses utilizando a quantidade do fármaco (mg) por energia (kcal) consumida por um determinado animal em situação de metabolismo basal (mg/kcal). Uma vez que a absorção, a distribuição e a eliminação de todas as drogas ocorrem em função da taxa metabólica basal (SIDWICK & PORCAS, 1988), uma dose em mg/kg só poderá ser usada para animais de que absorvam, metabolizem e distribuam a droga da mesma maneira. A taxa metabólica basal (TMB) pode, portanto, ser utilizada para calcular a dose de determinada droga para um determinado animal, com base na dose estabelecida para outro, considerando e ajustando as diferenças metabólicas entre os dois animais. Os princípios de extrapolação alométrica pressupõem que a variação dos parâmetros fisiológicos observada entre diferentes animais apresente a mesma proporcionalidade da variação dos parâmetros farmacocinéticos. Partindo desta premissa e utilizando dados disponíveis de uma determinada espécie em que tenham sido efetuados estudos farmacocinéticos e farmacodinâmicos ou em que existam doses medicamentosas estabelecidas empiricamente e compatibilizandose as diferenças através de formulas matemáticas, pode-se determinar doses para “animais alvo” a partir de doses utilizadas em “animais modelos”.
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A extrapolação alométrica de doses farmacológicas utiliza como base de cálculo a tabela de valores de constantes estabelecidas por HAINSWORTH (1981). Grupo animal Constante Temperatura (K) corporal média Aves Passeriformes 129 42ºC Não passeriformes 78 40ºC Mamíferos Placentados 70 37ºC Marsupiais* 49 35ºC Répteis 10 37ºC * Também para Xenarthra (edentata=tatus, tamanduás, preguiças) e Monotrêmata (ornitorrinco/equidna). Com base em inúmeras investigações, em diferentes espécies animais, comparando a massa corporal com a taxa metabólica (curva “do rato ao elefante”) , observou-se que o valor 0,75 se repetia como inclinação da equação da reta em diferentes taxons. TMB = taxa metabólica basal K = constante teórica de proporcionalidade (eqüivale a quilocalorias utilizadas em um período de 24 horas por um espécime hipotético de 1 quilo em condições de metabolismo basal). M = massa corporal (quilos) Método de cálculo para a extrapolação alométrica interespecífica de doses de drogas: 1. Calcula-se a TMB para o animal modelo e para o animal alvo (TMA modelo e TMBalvo). 2. Divide-se a dose total indicada para o modelo por sua TMB. 3. Multiplica-se o resultado pela TMB do animal alvo. O resultado assim obtido é a dose total para o animal alvo. TME = K.M0,75 M TME = K.M-0,25 ÷
Método de cálculo da freqüência de aplicações: 1. Calcula-se a TME para o animal modelo e para o animal alvo (TME modelo e TMEalvo) 2. Multiplica-se a TME do animal modelo pelo intervalo de administração da droga no animal modelo (em horas) 3. Divide-se o resultado pela TME do animal alvo O resultado obtido será o intervalo de administração (horas) para o animal alvo UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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MEDICINA DE RÉPTEIS
MEDICINA DE RÉPTEIS Introdução Os répteis constituem um grupo animal com o qual a maioria das pessoas não esta habituada, isto dificulta sobremaneira a empatia. Nós, como mamíferos, conseguimos compreender com mais facilidade os “códigos” dos mamíferos mesmo quando estes são bastante diferentes dos nossos. Quanto às aves, apesar das barreiras, estas fazem parte do nosso cotidiano e nos acostumamos a observa-las, conhece-las e em parte compreende-las. Os répteis porém constituem um universo diferente com o qual não temos “afinidades” e não estamos envolvidos e habituados a entender e compreender. Os répteis, como muitos animais silvestres, não demonstram na fisionomia facial, de forma evidente, seu “estado de espírito”. Este pode ser percebido através da mímica ou ritualística corporal ou comportamental, menos evidente e mais sutil, que reflete o estado fisiológico e o conforto biológico. Para conseguirmos compreender estes aspectos, necessitamos conhecer a biologia os hábitos e o comportamento do grupo como um todo e das diferentes espécies em particular. Considerando que o diagnóstico e o tratamento de répteis enfermos é com freqüência difícil, devido à sua capacidade de mascarar os sinais manifestos da doença, o objetivo primário da medicina aplicada aos répteis consiste em evitar os problemas médicos. A detecção precoce da enfermidade requer um conhecimento mais aprofundado das atividades do réptil (individualmente) e o desenvolvimento e refinamento das técnicas diagnósticas. Répteis e aves originaram-se do mesmo ramo os Sauropsida. Portanto aves e répteis apresentam uma série de características comuns. Os répteis, como os costumamos agrupar, não são um grupo único (monofilético). Os crocodilianos e as aves, segundo a luz dos novos conhecimentos científicos (filogenética) são grupos irmãos. Características gerais Répteis (6.061 spp.) São ectotérmicos, apresentam respiração pulmonar, corpo coberto por escamas, não apresentam pêlos ou penas nem glândulas mamarias e possuem poucas glândulas. Reproduzem-se através de ovos ou nascimento de filhotes, não têm brânquias nem formas larvais como os anfíbios. Ausência de diafragma, respiração promovida pela musculatura intercostal (em quelônios pelos movimentos dos membros e gular). O crescimento é rápido nos primeiros anos de vida e lento nos últimos, porém são capazes de crescer durante toda a vida. •
Ordem Testudinata/Chelonia (200 spp.): tartarugas, cágados e jabutis. Ordem Crocodil ia (20 spp.): jacarés, crocodilos e caimãs. Ordem Squamata (5841 spp.) Subordem Ophídia (2700 spp.): serpentes ou cobras. Subordem Lacertili a (Sauria) (3000 spp.): lagartos e lagartixas. Subordem Anphis baenia (140 spp.): cobras-cegas. Subordem Sphenodonti a (1sp.): tuatara. UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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Ectotermia em répteis Os répteis com exceção dos crocodilianos e alguns quelônios, desenvolveram uma vida completamente terrestre. Representam um estágio de transição com relação à evolução da termorregulação, no reino animal e neste sentido os lagartos têm sido o grupo de répteis mais estudados. Em ambiente natural, quando ativos, são capazes de manter suas temperaturas dentro de uma faixa notadamente estreita, modificando seu comportamento de forma a aproveitar as propriedades térmicas do ambiente. Espécies diferentes que vivem em um mesmo ambiente podem manter temperaturas ideais que diferem em vários graus. Para tal exercem um controle considerável sobre sua temperatura corporal. Esse resultado é atingido através de modificações comportamentais e por alterações nos processos fisiológicos. •
Termorr egulação compor tamental: está relacionada principalmente com a otimização da captação da energia radiante do sol (são denominados “heliotérmicos”). Pode implicar em estratégias requintadas, na maioria dos casos relacionadas com a superfície corporal exposta e o horário de exposição solar. Muitos lagartos podem variar o tamanho da área corporal exposta ao sol ou a superfícies aquecidas pelo sol (aquecimento solar indireto - pedras aquecidas pelo sol - condução), abrindo suas costelas e alterando a forma do corpo, como também assumindo diferentes atitudes posturais. Algumas espécies podem também mudar as cores do corpo, otimizando a captação calórica. Respostas fisiológicas: mecanismos de alteração do fluxo sangüíneo da superfície permitem o aumento da absorção térmica da radiação solar e/ou a redução da perda por condução, convecção ou radiação. Particul aridades do grupo Anatô mi ca: os répteis (assim como as aves) apresentam um único côndilo occipital (os mamíferos tem 2), isto implica em uma fragilidade articular, especialmente na região cervical e requer cuidados especiais durante as práticas de contenção (boídeos volumosos). Fisiológica: a ausência da enzima proteolítica lisozima determina a formação de exsudato caseoso e abscessos consistentes que dificilmente fistulam. Esta condição é comum a aves e répteis em geral. Os abscessos desenvolvem-se lentamente (geralmente tem origem traumática). Os abscessos freqüentemente apresentam camadas concêntricas (semelhante à cebola) - deve-se tomar cuidado para diferencialos de tumores (biópsia aspirativa). A retirada de abscessos fechados é cirúrgica (deve ser retirada toda a cápsula). Abscessos abertos devem ser curetados e tratados como ferida aberta. Os répteis são acometidos por agentes infecciosos Gram-negativos, não são afetados por Clostridium sp. A radiação ultravioleta (UV) é indispensável para tartarugas, lagartos e jacarés e é benéfica para serpentes. A presença simultânea de UV, provitaminas-D e cálcio é necessária para a boa formação óssea e prevenção de doenças ósseo-metabólicas.
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A MAIORIA DOS ÓBITOS DE RÉPTEIS EM CATIVEIRO (75%) OCORRE EM DECORRÊNCIA DE MANEJO INADEQUADO LEVANDO A DOENÇAS INFECCIOSAS. Fatores p redisponentes a doenças i nfecciosas em r épteis: (Deficiências de higiene e manejo) # Temperatura ambiente (25º a 30º). A temperatura não deve ser constante, deve haver variação espacial e temporal que permita opção. # Fotoperíodo varia com as espécies, leva a alterações metabólicas. # Stress - fatores comportamentais. Adequar o ambiente às necessidades da espécie (conforto biológico). Condições sub ótimas de manutenção em cativeiro acarretam em depressão do sistema imunológico. # Poluição do recinto. Água, substrato, calor e umidade favorecem a proliferação de microorganismos. # Trauma. (tentativas de fuga, contenção, lacerações, hematomas). PRINCIPAIS AFECÇÕES QUE ACOMETEM OS RÉPTEIS • Quelônios Doenças respiratórias (pneumonia - desequilíbrio natatório) Hipovitaminose A (abscesso aural) Doença ulcerativa do casco Benekea chitinovora Doença cutânea ulcerativa septicêmica Citrobacter freudii •
Squamata Ofídios (ausência de pálpebras) Nutrição - ingestão de organismos inteiros - “alimento completo” Estomatite Doença vesicular cutânea Abscessos Disecdise - lentes oculares Ecto e endo parasitoses Lagartos Abscessos Doença ósseo-metabólica – ortopedia Disecdise – mutilação de adornos Parasitoses Crocodilianos (presença da prega naso-faríngea – respiração com a boca aberta) Lacerações
Disecdise (anomalia na muda): Decorre principalmente da temperatura e umidade relativa do ar inadequadas. A muda ou ecdise ocorre periodicamente, apresenta controle endócrino (tiroxina), a capa superficial córnea dos répteis se esfolia. Nas serpentes a troca da pele é total e cerca de uma semana antes da ecdise os olhos UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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ficam opacos. Neste período a serpente dificilmente alimenta-se. A muda inicia-se na ponta do focinho, na linha labial (uma lesão nesta área compromete a ecdise). A serpente esfrega-se contra objetos para se desprender da pele. Antes da muda mostram-se apáticas e permanecem freqüentemente dentro d’água (fornecer recipiente capaz de permitir a total imersão). A muda reflete o estado de saúde. Cuidados especiais devem ser dados aos olhos e cauda. Geralmente a ecdise é associada à defecação sendo seguida de ingestão de alimento. A ecdise em quelônios e jacarés é alternada, ocorrendo independentemente em escudos ou placas. A ecdise em lagartos pode ser total ou parcial, muitas vezes estes comem a pele velha. Devem ser tomados cuidados especiais com relação a adornos como espinhos, prega gular, dedos e ponta da cauda. A umidade relativa do ar sendo insuficiente pode dificultar a ecdise, ocorrendo retenção de porções de pele que levam a necroses localizadas decorrentes de estrangulamento. Tratamento (disecdise):
1. Corrigir as condições ambientais 2. Remoção manual da pele após manter o réptil em imersão em água morna (no interior de um saco de pano por 12 horas) - cuidados para prevenir o afogamento. 3. Observar os escudos oculares, não se desprendendo com a pele devem ser retirados com auxílio de uma pinça - irrigar com óleo mineral aquecido (Nujol - Parafina líquida). Estomatite: trata-se de afecção comum em ofídios. Ocorre inicialmente a parada alimentar e um discreto aumento de salivação. Geralmente é antecedida de traumatismo, corroboram todos os fatores predisponentes a infecção ( Aeromona e Pseudomona). Processo inflamatório, hemorragia - petéquias, exsudação, ulceração esfoliação dentária e necrose. Propagação de lesões pelo esôfago e intestinos levando a septicemia e morte. Lesões semelhantes a queimaduras, produção de crostas. Pode ocorrer contaminação entre indivíduos do mesmo recinto ou próximos. Traumatismos → hematomas → lesões ulcerativas → gengivas → alvéolos dentários → ossos adjacentes → osteomielite e esfoliação dentária → gastro enterite → septicemia → óbito Tratamento (estomatite): 1. Limpeza com H2O2 a 3% e iodo orgânico (PVPI). 2. Debridação e remoção de crostas 3. Antibioticoterapia tópica e sistêmica em casos graves Prognóstico reservado (principalmente em casos avançados) Hipovitaminose A: É freqüente em quelônios especialmente jovens (findo o estoque de vit. A do vitelo ou gema - depósito hepático - 6 meses). Caracteriza-se por olhos fechados, e aumentados de volume - edema ocular, blefarite, conjuntivite, atresia ocular, crescimento córneo do bico, metaplasia escamosa das glândulas produtoras de mucina. Freqüentemente associada à doença respiratória e abscessos aurais.
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Tratamento: Vitamina A hidrossolúvel injetável, IM na dose de até 50000 UI por quilo (5 a 50 UI/g), a cada 72 horas por 02 semanas. Tratamento da infecção ocular - limpeza (água boricada) antibiótico tópico (cloranfenicol). Suplementação profilática: Aderogil D3® - 2 gotas/kg/semanal - oral. Doença ulcerativa do casco : o agente causal é a bactéria Beneckea chitinovora (Gram-negativo), contaminação secundária por Mucor sp. Enfermidade contagiosa de quelônios aquáticos, afecção das placas córneas da carapaça e do plastrão. Sinais clínicos: perda de placas córneas e ulcerações. Tratamento: debridação, higienização, aplicação diária de iodo orgânico (PVPI). Manter em ambiente seco até a recuperação plena. Doença cutânea ulcerativa sistêmica: Citrobacter freundii (Gram-negativo), enfermidade característica de quelônios de água doce, altamente contagiosa, freqüente em águas contaminadas e sujas. Sinais clínicos: hemorragias, ulcerações, perda de unhas e dígitos, anorexia, letargia. Tratamento: Antibioticoterapia parenteral com Cloranfenicol (40 mg/kg a cada 24 horas), tratamento tópico com iodo orgânico (PVPI), melhoria na qualidade da água. Mortalidade de 100% dos animais não tratados. Conjuntivite Serpentes: As infecções oculares em cobras não são raras, podem ser uni ou bilaterais. O espaço córneo-palpebral pode tornar-se nublado (não confundir com a situação fisiológica que antecede a ecdise) e acumular restos celulares e pus (resíduos de parasitos podem se acumular na comissura ocular promovendo infecções), provocando a distensão da membrana palpebral transparente (escudo ocular). A oclusão do ducto lacrimal com restos celulares, agrava o processo. Ferimentos na membrana palpebral, penetração bacteriana ascendente (via ducto lacrimal) com origem em infecção bucal (estomatite) e massas periorbitais comprimindo o ducto lacrimal, são causas de infecção e de aumento de fluido no espaço córneo-palpebral. As afecções oculares das cobras são inicialmente tratadas pela drenagem do espaço córneo-palpebral. Isto é normalmente feito através da punção e abertura de uma pequena janela no “escudo” ou “lente” ocular, que permite o extravasamento do material acumulado e o acesso do medicamento. O ducto lacrimal pode ser canulado pelo véu palatino e desimpedido por lavagem com solução oftálmica de gentamicina. Doença cutânea vesicul ar Ocorre principalmente em boídeos. É provocada pela umidade ambiental excessiva e proliferação bacteriana. Formam-se vesículas contendo líquido que se rompem abrindo portas de entrada para contaminações secundárias. Tratamento: drenagem, desinfecção, correção ambiental.
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Salmonelose Comum em répteis, especialmente em quelônios. A presença de salmonelas sem manifestação clínica é freqüente (sub-clínica) tendo importância em saúde pública. Pode causar enterite, septicemia, e necrose focal em vísceras. Sinais clínicos: diarréia, anorexia, letargia e morte súbita. Tratamento: Antibióticoterapia - tetraciclinas, cloranfenicol e ampicilina Tuberculose Mycobacterium sp. acomete todos os répteis. Sinais clínicos: granulomas
cutâneos, tumores, dermatite, ulcerações, letargia e debilidade progressiva. Diagnóstico: cultura. Tratamento: não recomendado, eliminação de animais portadores. Parasitoses Répteis de vida livre ou em cativeiro, podem ser hospedeiros de uma grande variedade de parasitos. Como em outros grupos animais os répteis parasitados podem não apresentar sinais clínicos evidentes em condições normais, porém submetidos a stress expressam alterações. Existem muitos trabalhos publicados sobre parasitos em répteis, a maior parte deles pertinentes a taxonomia e poucos sobre terapia. Ectoparasitos: “piolhos” ( Ophionyssus sp.) e carrapatos ( Amblyoma sp.). A maior parte dos répteis terrestres de vida livre são portadores de “piolho”s. Os ““piolho”s” são freqüentes também em répteis em cativeiro, especialmente em serpentes. Ocorre proliferação e disseminação rapidamente (ciclo de 30 dias) a partir de um indivíduo parasitado, contaminando todo o plantel. Os ovos do parasito são depositados no ambiente (terrário). Cuidados profiláticos de quarentena e vistorias devem fazer parte do protocolo sanitário. Os pequenos “piolhos” são encontrados nos espaços entre as escamas e se acumulam na comissura ao redor dos olhos, onde podem ser encontrados (uma lente de 10 aumentos favorece o exame). Um terrário contaminado com “piolhos” pode ser identificado a partir da presença destes na superfície da água no bebedouro. Os “piolhos” causam anemia, e debilitação, complicações nas mudas. Carrapatos são encontrados geralmente em serpentes vindas da natureza. Geralmente o ciclo reprodutivo do parasito não se completa em cativeiro. Quarentena e medidas profiláticas evitam complicações. Tratamento e profilaxia: Ivermectin 400 µg/kg SC, banhos por imersão em Neguvon 0.5% e pulverização de terrários. O uso de Frontline spray (Fipronil) nos animais e nos terrários é bastante eficiente.
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Endoparasitos: Coccidiose. Contaminação fecal do ambiente. Anorexia, apatia, enterorragia. Tratamento: sulfas orais. Sulfametazina + sulfaquinoxalina, 40 mg/kg PO por 7 dias. Helmintose (ascaris, ancilostomos, oxiúrus, strongilos – pentastomídeos). Debilidade, inapetência, anorexia regurgitação, obstrução intestinal. Terapia Ivermectin 200 a 400 µg/kg SC Mebendazole 20 a 25 mg/kg PO Febendazole 50 a 100 mg/kg PO Levamizole 5 a 10 mg/kg SC Hemoparasitos (Hemogregarina), são intraeritrocitários, benignos, freqüentes. DOENÇAS DO APARELHO REPRODUTOR: • Retenção de ovos Freqüente em quelônios Sinais clínicos: edema e paralisia dos membros posteriores. Confirmação do diagnóstico: radiologia Tratamento: inicial - aquecimento, aplicação de gluconato de cálcio e ocitocina (1 a 10 UI/kg). Não havendo solução para o caso a alternativa é cirúrgica (obs. deve-se aguardar alguns dias, mantendo acompanhamento radiográfico – e repetindo a terapia). Prolapso de pênis Freqüente em jabutis (estação reprodutiva), especialmente quando mantidos em grupos. Causa: traumatismo em pisos ásperos. Edema, eritema, laceração, necrose. •
Tratamento: Conservador (quando não há lesão importante ou necrose): Higienização (PVPI) Lubrificação (Furacin) Redução do prolapso (gelo, xilocaina, atadura elástica aplicada a partir da extremidade – redução do edema) Sutura em bolsa de tabaco Radical (quando há necrose ou lesão extensa) Amputação cirúrgica – sutura da pele da parede interna com a pele da parede externa (sulco urinário).
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Sedação e anestesia O cloridrato de cetamina – anestésico dissociativo -, é freqüentemente utilizado como agente anestésico injetável. O seu efeito depende da dose e varia de espécie para espécie e mesmo de indivíduo para indivíduo. A dose recomendada para a sedação de répteis é de 22 a 44 mg/kg I.M. e para anestesia cirúrgica de 55 a 88 mg/kg. Doses superiores a 110 mg/kg freqüentemente causam paradas respiratórias e/ou bradicardia. Tomando-se o cuidado de aquecimento prévio, a indução ocorre em 10 a 30 minutos. A recuperação requer 24 a 96 horas (manter o aquecimento). Devido à variação na escala metabólica, os pequenos répteis necessitam das doses mais elevadas enquanto que os de grande porte as doses menores. A cetamina pode ser utilizada com melhor sucesso como agente de sedação ou indução para o uso subseqüente de anestésicos voláteis Alimentos u ti lizados par a répt eis em cativeiro Grupo de répteis Crocodilianos
Lagartos e lagartixas
Serpentes Quelônios
Alimentos
Intervalo entre refeições Peixe ou carne crua, 2 a 5 dias camundongos, baratas, tenébrios, grilos, pequenos peixes vivos, moluscos (caramujos), crustáceos, minhocas Tenébrios, grilos, moscas, 1 a 3 dias baratas, minhocas, frutas e verduras, peixe cru, pedaços de carne crua, ovo cru misturado em ração felina ou canina Roedores, aves, baratas, 7 a 15 ou mais dias tenébrios, grilos, peixes Carne e peixe crus, 2 a 3 dias crustáceos, moluscos, minhocas, tenébrios, grilos, baratas, roedores, ovo cru, ração felina ou canina, frutas e verduras
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MEDICINA DE AVES Introdução São reconhecidas mundialmente cerca de 9730 espécies de aves. Algumas das principais ordens são: Rheiformes (10 spp.): Ratitas - emas, avestruzes, casuares e emus. Tinamiformes (47 spp.): perdizes, codornas, macucos e inambus. Craciformes (69 spp.): mutuns, jacus, jacutingas e aracuãs. Galiformes (215 spp.): pavões, perus, faisões e cracídeos. Anser iformes (163 spp.): patos, marrecos, cisnes e gansos. Piciformes (354 spp.): tucanos, araçaris e pica-paus. Psitaciformes (360 spp.): araras, papagaios, periquitos, cacatuas, tirivas... Strigiformes (299 spp.): corujas, mochos, caburés. Columbiformes (315 spp.): pombos. Passeriformes (5749 spp.): tiranídeos, cotingídeos, fringilídeos, formicarídeos, corvídeos, furnarídeos... Principais afecções das aves silvestres. 1. Doenças causadas por traumas (traumatologia) Pele (carúncula, cera, crista, barbela, escamas), penas, unhas, esporas, bico e ossos. 2. Doenças infecciosas Psitacose, bouba, tuberculose, salmonelose, newcastle, butolismo, DCR. 3. Doenças nutricionais DOM, carências vitamínicas (vit. A). 4. Doenças dermatológicas Picacismo, sarnas (knemidocóptica), fungos. 5. Doenças parasitárias Aspergilose, candidíase Endoparasitos: coccidiose, nematoides, capillaria. Ectoparasitos: ornitonissus, dermanissus, miíases. 6. Doenças do aparelho reprodutor Retenção de ovos, prolapsos. 1. TRAUMATOLOGIA 1.1. Olhos Especialmente em rapinantes as afecções oftálmicas são freqüentes. A preservação funcional de ambos os olhos é indispensável para a visão binocular (profundidade), necessária na atividade da captura de presas. Isto deve ser considerado com atenção no caso de reabilitação. Deve-se verificar se a ave está enxergando. Em aves a avaliação da capacidade de visão pode ser procedida através de “ameaça” e avaliação da reação pois exames
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com oftalmoscópios não são plenamente eficientes. Observar também a simetria, a posição e a mobilidade dos olhos. No diagnóstico e avaliação de uma úlcera de córnea utiliza-se uma solução do corante orgânico fluorceína a 2%. Uma gota de solução estéril é aplicada na córnea e imediatamente se lava bem o olho com soro fisiológico. As áreas lesadas apresentarão a cor verde brilhante. Doenças da córnea: • Arranhões de córnea – recentes (traumatismos, viagens) • Ceratites – tardias (posteriores a lesões de córnea) • Ceratoconjuntivite – crônica (ceratites sem recuperação)
A exenteração ocular em aves necessita de técnicas próprias devido ao globo ocular ser proporcionalmente grande e cônico e a presença do anel ósseo (ossos esclerais). Em corujas a incisão cirúrgica atinge o orifício auditivo que fica lateralmente ao olho. 1.2. Fâneros (penas, unhas, bico, esporas) Acidentes envolvendo o bico, as unhas, as penas ou os membros de aves cativas são freqüentes provocando perturbações de ordem estética e/ou funcional. Fraturas ósseas das mandíbulas ou maxilas são de difícil reconstituição resultando em desgaste inadequado do bico promovendo deformações que podem comprometer seriamente a atividade alimentar. Acidentes durante a captura de aves agarradas na tela do recinto, especialmente psitacídeos e rapinantes que possuem muita força nos pés, são comuns e determinam freqüentemente a perda de unhas, dígitos e deformações (também agressões de aves vizinhas através de tela divisória provocam acidentes semelhantes). As fraturas em aves são comuns devido às características próprias da estrutura esquelética delicada (corticóide fina) e musculatura forte. Os ossos pneumáticos no papagaio (variam entre as aves em conformidade a espécie) são: costelas, vértebras, úmero, coracóide, clavícula, esterno, íleo, ísquio, púbis e crânio. Aves com deficiência nutricional são particularmente propensas a problemas ósseos (corujas, falcões, gaviões e outros alimentados exclusivamente com carne – equilíbrio Ca/P). No processo de crescimento das penas, enquanto elas emergem dos folículos plumários, estão envolvidas por uma camada de proteção, a bainha e são repletas de vasos sangüíneos. Nesta situação, traumatismos podem provocar lacerações de vasos sangüíneos e determinar graves hemorragias que podem levar à morte por exanguinação.
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1.3. Ossos MEMBRO TORÁCICO
CORACÓIDE CLAVÍCULA ÚMERO ULNA RÁDIO CARPOS RADIAIS CARPOS ULNARES CARPOMETACARPO Álula Menor Maior DÍGITOS
MEMBRO PÉLVICO
Maior (2 falanges) Menor (1 falange)
FÊMUR PATELA TIBIOTARSO+FÍBULA TARSOMETATARSO (metatarsais fusion ados) DÍGITOS (1 a 4 falanges)
Protocolo de atendimento i mediato em aves co m f raturas: • Avaliação preliminar: stress X fratura. • Prevenir novos acidentes. • Acomodar em recinto escuro, aquecido, pequeno, com poleiros baixos. Diagnóstico • Avaliar postura da ave (conhecer seus hábitos e comportamento) • Avaliar a movimentação (deslocamento e vôo) • Palpação ⇔ simetria comparação (2 asas) • Molhar penas com álcool visualização de estruturas (gordura) Tratamento Ortopédico – Princípios Básicos • Avalie o estado clínico geral - hidratação quando necessário • Preserve articulações evitando invadi-las • Evite imobilizações prolongadas • Em fraturas expostas a atuação deve ser a mais rápida possível • Imobilize a articulação acima e abaixo do osso fraturado (externa) Estado de choque: Deve ser revertido o choque antes do tratamento ortopédico. O choque deve ser tratado com hidratação, glicose, aquecimento e corticóides. Deve ser efetuada uma imobilização provisória, providenciado o estancamento de hemorragia (quando houver), através de pressão, cauterização química, térmica ou adrenalina tópica e efetuar o atendimento ortopédico após 24 a 48 horas. Dexametazona (Azium ®) 2 a 4 mg/kg. EV, IM Soro glicosado 5% 10 ml/500g. EV, SC, IO, PO UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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Ortopedia
não
cirúrgica (talas, bandagens, tipóias) cirúrgica (pinos, cerclagem)
Aves de pequeno porte é difícil intervenção cirúrgica. FRATURAS MAIS FREQÜÊNTES EM AVES: 1. Asas 1.1. Ombro (coracóide, escápula e fúrcula) A ave não levanta a asa acima do plano horizontal. Diagnóstico radiológico. Imobilização. Coracóide pino intramedular. 1.2. Úmero Proximal (tendem a ser estabilizadas pela musculatura imobilização). Medial (tendem a ser expostas pela contração muscular) pino intramedular e imobilização com bandagem em 8. Distal (tendem a ser transversas) pino intramedular e cerclagem. Expostas mau prognóstico infecção, lesão de tecidos e fragmentos expostos. 1.3. Radio e ulna Pode envolver apenas um osso ou ambos. Fratura única imobilização externa. Fratura dupla pino intramedular. 1.4. Carpometacarpo Pouco tecido mole. Imobilização. Ferida aberta prognóstico reservado (necrose). 2. Membros pélvicos 2.1. Fêmur Pequenas aves repouso Médio e grande porte pino intramedular e imobilização externa (tala de quadril). 2.2. Tibiotarso Freqüente Aves pequenas método de Altman. Aves grandes pino intramedular e imobilização externa. 2.3. Tarsometatarso Método de Altman. Tipóia de Ehmer. Tala de quadril. UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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2.4. Dígitos Imobilização externa. Tempo de imobilização*: • Pequenas aves 6 a 8 dias • Aves maiores 1 a 2 semanas • Formação do calo ósseo - 9 dias • União óssea 22 dias • Remodelação - 42 dias *Avaliar periodicamente através de palpação e radiologia. Obs.: A ossificação tardia é decorrente de mau posicionamento dos segmentos ósseos, infecção ou deslocamentos. 2. DOENÇAS INFECCIOSAS 2.1 Psitacose ou Orn itose – Chlamydia sp. Trata-se de importante zoonose, em aves afeta principalmente o aparelho digestório (fígado, baço – também aeroscaulite) e nos humanos o respiratório ( ≈gripe). Tratamento prolongado (tetraciclina 25 mg/kg a cada 12 horas por 45 dias). Embora recentemente tenha sido identificada como freqüente, faltam maiores estudos sobre a sua importância e casuística no Brasil. 2.2 Bouba aviária, varíola aviária - Pox vírus (DNA vírus) É doença de aves comerciais ou de produção, está distribuída por todo o mundo. Ultimamente tem se tornado importante em aves silvestres da América do Sul e Central, identificada especialmente em psitacídeos transportados para os EUA. Geralmente a bouba é uma doença cutânea e auto limitante. Trata-se do maior vírus animal, não afetando mamíferos. Afeta psitacídeos, canários, rapinantes e pombos. A multiplicação viral ocorre no citoplasma e produz os característicos corpúsculos de Bollinger. Existem diversas cepas virais divididas em subgrupos: peru, galinha, canário e pombo. A variação entre as diferentes cepas pode causar uma doença grave (espécie específica) ou benigna (espécie inespecífica). Uma ave contaminada desenvolve forte imunidade. Não existem aves verdadeiramente portadoras porém podem ocorrer infecções latentes. O vírus pode ser encontrado na saliva, secreções nasais, lágrima e eventualmente nas fezes. A transmissão ocorre por contato direto e através de insetos hematófagos (pernilongos). Duas formas de bouba em psitacídeos são conhecidas: a forma seca ou cutânea e a forma úmida ou diftérica. A forma cutânea é caracterizada por lesões proliferativas discretas que afetam as partes nuas como a cera, pele facial, margens dos olhos e pés. As lesões começam com vesículas e após 4 a 10 dias pápulas e escaras. A forma diftérica é caracterizada por lesões fibrinolíticas extensas na orofaringe, olhos, trato respiratório superior e esôfago. Um diagnóstico diferencial deve ser feito com relação a hipovitaminose A e trichomoniase. Pode ocorrer a perda ocular devido a UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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perfuração da córnea e panoftalmia. Lesões da cera podem perturbar o tecido germinativo do bico causando despigmentações ou deformações. Aves de todas as idades são vulneráveis, porém as jovens são mais sensíveis e severamente afetadas. Canários-belga ( Serinus canarius) também são afetados pelas duas formas da doença. 2.3 Doenças respiratór ias – Aeros aculit e Sinais clínicos: • Ave arrepiada/apática/prostrada • Dispnéia • Ruído respiratório (“click”) • Cauda com movimentos pendulares • Espirro/exsudato • Sinusite • Alteração na voz • Blefarite/conjuntivite Germes mais freqüentes: Pseudomona sp., E. coli, Pasterurela sp. 3. ALIMENTAÇÃO E NUTRIÇÃO (doenças nu trici onais) Introdução: As doenças ósseo metabólicas em animais silvestres são freqüentes e decorrentes principalmente dos seguintes fatores: • • •
Deficiência prolongada de cálcio ou vitamina D 3. Desequilíbrio cálcio/fósforo. Manejo inadequado, falta de radiação UV.
O METABOLISMO DO CÁLCIO O esqueleto funciona como um estoque de elementos minerais (principalmente de cálcio), para o organismo tanto de aves como de mamíferos e répteis. O metabolismo do cálcio é regulado pelos níveis de cálcio, fósforo e vitamina D na dieta alimentar como também por diversos hormônios. O principal controle hormonal é efetuado pela calcitonina, fabricada na paratireóide, e pela ativação metabólica da vitamina D. Quando o nível de cálcio do sangue começa a cair, o hormônio da paratireóide é ativado. A calcitonina aumenta a retenção de cálcio através da filtração renal, reduzindo a excreção e promove a retirada de cálcio dos ossos, liberando-o para o sangue. A calcitonina também estimula a liberação de vitamina D na forma metabólica ativa. A ativação da vitamina D aumenta a retirada de cálcio dos ossos e a absorção nos intestinos. Havendo excesso de cálcio sanguíneo a calcitonina ativa a deposição de cálcio nos ossos. * Para primatas sul americanos, aves e répteis, apenas a Vit D 3 tem eficiência farmacológica. UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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DESORDENS DO ESQUELETO Aves jovens são mais susceptíveis a desordens do esqueleto pois seus ossos ainda estão em formação. Trauma, stress ou nutrição inadequada podem resultar em deformações ósseas nas aves em crescimento. Findo o crescimento, com o desenvolvimento total do esqueleto, não ocorrem mais deformações e sim fraturas, deslocamentos ou luxações. DEFORMIDADES DO DESENVOLVIMENTO Raquitismo: O raquitismo é uma doença nutricional do crescimento, é causado pela deficiência de cálcio, de vitamina D ou do balanço de cálcio e fósforo. Para o adequado desenvolvimento ósseo, os níveis de cálcio e fósforo devem obedecer à proporção de 2:1. Cereais (sementes) são pobres em cálcio e ricos em fósforo. Cereal Milho Painço Alpiste Aveia Girassol
Cálcio 1 1 1 1 1
Fósforo 37 6 14 8 7
Para ajustar o equilíbrio entre cálcio e fósforo, devem ser fornecidos suplementos com altos teores de cálcio e pobres em fósforo. Osteomalacia: É doença ósseo-metabólica que afeta animais adultos. A deficiência de cálcio, fósforo ou vit. D, ou o desequilíbrio cálcio/fósforo resulta em excessiva reabsorção óssea na tentativa de manter os níveis sangüíneos de cálcio. Os ossos tornam-se finos e frágeis. Podem surgir fraturas espontâneas (fraturas em vara verde ou dobradura). Osteomielite: É a infecção dos ossos. Usualmente é decorrente de contaminação em fraturas expostas ou de infecções dos tecidos moles adjacentes. Artrite: É a inflamação da articulação. Pode ser séptica ou asséptica. Causada por bactérias, vírus ou depósitos de uratos, nos casos de gota, ou ainda pela irritação crônica decorrente do uso de uma articulação anormal (chamada de artrite degenerativa). Em psitacídeos idosos, a artrite degenerativa pode ocorrer em articulações que foram deformadas ou sofreram injúrias. Os ossos componentes da articulação, remodelam-se e formam superfícies anormais e projeções em resposta a inflamação. Isto é mais comum em espécies grandes e pesadas onde as articulações estão mais sujeitas a pressões.
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Fraturas e deslocamentos: São resultantes de trauma. Deslocamentos são pouco freqüentes, decorrentes de traumatismos severos são difíceis de corrigir. 4. DOENÇAS DERMATOLÓGICAS Problemas com muda de penas ou ecdise disecdise Uma das principais causas de disecdise é a presença de ectoparasitos. Entre os principais ectoparasitos destacam-se: • • •
Piolho vermelho (Dermanyssus sp.) Carrapato das penas ( Syringophilus sp. e Dermogliphidae sp.) Sarna das patas (Knemidokoptes sp.)
Também as deformações por sujidade ou recintos pequenos e inadequados freqüentemente perturbam o bom empenamento das aves. Síndrome da automutilação, picacismo ou apetite depravado Trata-se de uma das formas mais comuns de perda de penas. Pode ser decorrente de prurido por dermatose, parasitos, muda patológica ou stress. Principalmente as aves do grupo dos psitacídeos, quando submetidas a dif erentes tipos stress tais como: espaço reduzido, falta de atividade, alimentação monótona, pressão social, respondem com automutilação. Em casos extremos, todas as penas do corpo com exceção das da cabeça são eliminadas. Alterar o ambiente, eliminar os agentes estressantes, proporcionar atividade e ocupação auxiliam na recuperação. Em casos extremos é recomendável a aplicação de “colar isabelino” e uso de tranqüilizantes (Aldol® - aloperidol) Quistos/cistos de plumas : a pena forma-se no folículo porém não ocorre a erupção. Pode haver infecção, com a presença de exsudato caseoso. Pode ser decorrente de lesões no folículo plumário, perda de penas fora do período natural de muda (a falta de uma remige dificulta o crescimento da nova pena) ou estar associado a problemas genéticos. A localização dos cistos é principalmente nos f olículos das penas de vôo das asas (rêmiges), o tratamento é cirúrgico. 5. DOENÇAS PARASITÁRIAS Um protocolo profilático de doenças parasitárias é indispensável para manter a sanidade de populações de aves mantidas em cativeiro. 5.1. Todo indivíduo anexado ao plantel deve passar pelo seguinte procedimento: 1.1 Avaliação clínica preliminar. 1.2 Avaliação coproparasitológica. 1.3 Aplicação de vermífugos de ação interna e externa (*ver protocolo terapêutico). 1.4 Período de quarentena de no mínimo 1 semana.
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5.2. Todo o plantel deve ser sistematicamente manejado no seguinte sentido: A cada 60 dias, individualmente, devem ser submetidos a exame coproparasitológico. Os resultados obtidos devem ser anotados em uma tabela anexada à ficha clínica do indivíduo. Havendo resultados positivos, deve se proceder à terapia. A cada 6 meses, todo o plantel deve ser medicado com ecto e endo parasiticidas, mesmo que os exames coproparsitológicos sejam negativos. Alguns grupos de aves são especialmente sensíveis a parasitismo, especialmente capillaria (tucanos e alguns psitacídeos) 5.3. Manejo ambiental: Devem ser evitados os riscos de contágio veiculados por aves de vida livre (pardais, pombos, urubus, garças etc) que visitem os viveiros. Este é um procedimento importante e muito difícil de ser praticado em determinadas localidades, porém a sua observação resulta em vantagens e maior sucesso na manutenção e reprodução em cativeiro. Aspectos quanto ao ciclo reprodutivo de parasitos devem ser observados. Com relação a capilariose principalmente, a possibilidade de auto contaminação e reinfestação estão sempre presentes pois os ovos deste parasito permanecem viáveis por diversos anos no solo. O tratamento ambiental recomendado em áreas contaminadas consiste na remoção e substituição de pelo menos 40 cm do solo dos recintos. Dada a dificuldade prática disto, os cuidados profiláticos são especialmente importantes. 5.4. Protocolo terapêutico: Os seguintes princípios ativos, vem dando bons resultados terapêuticos: • Endoparasiticidas: - Ivermectin (Ivomec® – Merck Sharp Dhome, 10 mg/ml). Injetável na dose de 200 a 400 µg/kg. - Doramectin (Dectomax® - Pfizer, 10 mg/ml). Injetável na dose de 200 a 400 µg/kg. - Levamisol (Ripercol-L ® – Cyanamid, 75 mg/ml). Injetável na dose de 8 mg/kg. Ectoparasiticidas: - Fipronil (Frontline® Spray – Rhodia-Mérieux, 2,5 mg/ml). Uso tópico e aplicação em ninhos e recintos. •
6. AFECÇÕES DO APARELHO REPRODUTOR EM AVES SILVESTRES; Introdução As afecções do aparelho reprodutor em aves silvestres ocorrem em machos e fêmeas. As aves acometidas por estes problemas são especialmente aquelas que estão em período reprodutivo. Em machos podem ocorrer problemas decorrentes de lesões traumáticas no pênis. o fato se deve geralmente a agressões promovidas por outros machos durante as atividades de corte e disputa de fêmeas. O pênis exposto é agredido com o bico pela ave oponente, as soluções de continuidade, as agressões continuadas e a UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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contaminação podem levar a complicações graves, edema pronunciado, necrose, miíases, lacerações e até amputação. Naturalmente este problema é pertinente às aves que apresentam pênis tal como as ratitas (emas, avestruzes, emus e casuares), os anatídeos (patos marrecos e gansos), os tinamídeos (macuco, inambu e perdiz) e os cracídeos (mutuns, jacus, jacutingas, urumutuns e outros). E principalmente nos que são eminentemente sociais e que apresentam um pênis volumoso que quando exposto torna-se um alvo fácil e visado pelo oponente como os anatídeos e as ratitas. O tratamento usual, dependendo do grau de comprometimento, vai do isolamento da ave afetada, limpeza e aplicação de pomadas umectantes com antibióticos, redução do edema, reposição do prolapso, sutura da abertura cloacal em bolsa-de-tabaco, até amputação cirúrgica. Em fêmeas os problemas mais freqüentes são de postura de ovos embora possam ocorrer complicações de ordem infecciosa, de má formação ou quistos de ovário e oviduto. Retenção de ovo e prol apso de oviduto e cloaca. Para o diagnóstico desta afecção deve-se avaliar precisamente o histórico da ave, o proprietário ou o tratador prestam informações preciosas. O quadro dos sinais é comum a muitas outras afecções. A ave apresenta-se arrepiada, apática, anoréxica, com a porção posterior do abdome dilatada e tenesmo. O histórico biológico e comportamental da ave, associado a uma cuidadosa palpação pode confirmar o diagnóstico (tomar cuidado na palpação para diferenciar o ovo da moela – a maioria dos ovos retidos estão na parte distal do oviduto ou da cloaca). O exame radiológico é definitivo. Estabelecido o diagnóstico, deve-se optar ou não pela anestesia. Na maioria dos casos a solução pode se obtida através de compressas quentes, lubrificação do canal de postura com vaselina/parafina líquida ou Furacin ® líquido e manipulação cuidadosa. O diagnóstico precoce é de extrema importância na solução do problema. Pode ser utilizado o hormônio ocitocina por via venosa (3 a 5 UI/kg). Para passeriformes de pequeno porte apenas manter a ave em ambiente aquecido e úmido pode ser o suficiente (estufa pediátrica). Quando o diagnóstico e o tratamento não são precoces, pode ser encontrado o oviduto (membrana) prolapsado e necrosado, necessitando remoção cirúrgica. Havendo prolapso sem necrose, procede-se a redução reintroduzindo-se tão profundamente quanto possível, pode ser necessária a aplicação de sutura da borda da cloaca, em bolsa-de-tabaco, que deverá ser retirada 24 a 48 horas após. A recidiva de retenção de ovo após 1 ou 2 dias geralmente é fatal. Não sendo possível a extração do ovo íntegro, este deve ser puncionado em um pólo através da cloaca, esgotado com auxílio de uma seringa e cânula e então comprimido, sem romper a membrana, e retirado com auxílio de fórceps, protegendo-se as paredes do oviduto e cloaca até retira-lo inteiramente. Qualquer fragmento de casca ou gema deve ser retirado. Deve então ser introduzida na cloaca uma pomada antibiótica (oftálmica de terramicina). Recomenda-se o uso de antibiótico sistêmico por uma semana (gentamicina). A laparotomia (“cesárea”) pode ser indicada nos casos em que a retirada através das manobras descritas não tenha sido possível (ovo estacionado em partes altas) e nos casos de prolapso pronunciado de oviduto. Nos casos de ovos muito grandes a UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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laparotomia pode ser complicada, necessitando de uma incisão muito grande. O extravasamento da gema na cavidade abdominal constitui um perigo pela ameaça de peritonite com prognóstico reservado.
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ADAPTAÇÕES DO ESQUELETO DAS AVES Quando comparadas aos mamíferos, as aves apresentam muitas particularidades decorrentes principalmente das adaptações que as capacitam ao vôo. Também entre as diferentes famílias da Classe Aves, grandes variações são observadas. Muitas destas adaptações afetam o esqueleto. O esqueleto nas aves serve para as mesmas funções que nos demais vertebrados: 1) Proteger e suportar os órgãos internos 2) Fornecer áreas de fixação para os músculos permitindo a estrutura e o movimento 3) Prover o organismo de reservas minerais CARACTERÍSTICAS ÓSSEAS DAS AVES # Estrutura leve e delgada # Redução numérica quanto comparadas com os mamíferos # Alta densidade e pequena espessura # Quilha ou carena desenvolvida (aves voadoras) # Cauda sem ossos # Diâmetro da luz medular grande # Ossos longos e elásticos # Presença de ossos pneumáticos # Formação do esqueleto extremamente rápida ADAPTAÇÕES PARA O VÔO A maior parte das aves voa. Entre as exceções está a família Rheidae ou ratitas (do latim rate=jangada), onde o esterno é achatado por ter perdido a quilha ou carena que dá sustentação aos músculos do peito. Os pingüins não voam, entretanto possuem carenas desenvolvidas e grandes massas musculares no peito, pois eles utilizam os mesmos movimentos do voar para nadar, eles na verdade “voam dentro d’água”. Para permitir o vôo as aves apresentam ossos leves, esqueleto compacto e muito rígido em certos locais para sustentar as grandes pressões que sofrem durante o deslocamento aéreo. Necessitam também de grandes e resistentes áreas para a fixação dos músculos envolvidos nos movimentos do vôo assim como fortes suportes para as grandes penas de vôo. É necessária a visão acurada além de rapidez de reflexos e respostas para prevenir colisões em grandes velocidades de vôo. As aves necessitam ainda da capacidade de andar no solo. Para tornarem-se leves, muitos dos ossos das aves são pneumáticos. Desta forma os espaços dos ossos das aves são completados com ar e não com retículos ou trabéculas como nos ossos dos mamíferos. Os ossos do crânio, vértebras, costelas, tórax e pélvis além dos ossos longos como os das asas, são pneumáticos nos psitacídeos assim como na maioria das demais famílias. De forma geral, aves pequenas apresentam menor grau de pneumatização óssea do que as grandes. Aves mergulhadoras tendem a apresentar pouca, ou nenhuma pneumatização, aumentando a densidade necessária para o mergulho.
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Ao longo da evolução as aves ganharam leveza, porém necessitaram de conservar a força e a resistência óssea. Muitos ossos que nos mamíferos são separados, nas aves são fusionados, entre estes a coluna vertebral, a cintura pélvica, a cauda, as asas e as pernas. Na cintura pélvica, o sacro, as vértebras lombares e as caudais são fusionados com os ossos da bacia formando uma estrutura rígida denominada sinsacro. Quase todos os ossos da cauda são fusionados formando o pigostílio (pigostilo) que suporta todas as penas da cauda. Nas asas, os ossos do punho foram reduzidos a apenas dois e os ossos da mão reduziram-se a apenas três, dois destes são fusionados entre si. Nas pernas, os sete ossos do tornozelo dos mamíferos são fusionados formando o final da tíbia e os ossos dos pés formando o chamado tibiotarso. Isto essencialmente cria um super osso que alonga as pernas das aves, dotando-as de velocidade, agilidade e protegendo a articulação do tornozelo de injúrias. Provavelmente a mais evidente e notável das adaptações seja a quilha ou carena no esterno. A quilha é o centro rígido do osso onde se inserem os grandes músculos peitorais. Aves mergulhadoras e rapinantes apresentam pronunciadas cristas em seus ossos das pernas para prove-los de áreas de inserção para os grandes e fortes músculos necessários para as poderosas pedaladas ou imobilização de prezas. As costelas das aves apresentam projeções, chamadas de processos uncinados, que se sobrepõem à costela lateral caudalmente. Estes protegem e dotam de força especialmente as aves mergulhadoras, provendo-as da estruturação que permite suportar a pressão d’água durante os mergulhos (esta estrutura óssea é uma característica única das aves). Os ossos do pescoço e da cabeça também apresentam características únicas, que não auxiliam no vôo, mas que compensam, as conseqüências das adaptações úteis para o vôo (estrutura óssea rígida). A cabeça é fixada ao pescoço através de uma vértebra com um único côndilo articular o que permite muito mais mobilidade às aves do que aos mamíferos que apresentam dois côndilos articulares (esta característica é comum aos répteis que são um grupo irmão). As aves assim como os répteis apresentam mais ossos em suas mandíbulas e maxilas do que os mamíferos, isto lhes permite uma grande flexibilidade e mobilidade. Apresentam também maior número de vértebras cervicais, as quais possuem projeções que permitem a fixação de músculos e ligamentos muito fortes. Estas adaptações permitem às aves o uso da cabeça e do bico na construção de ninhos, manipulação de alimentos, cuidados com filhotes e outros. Para possibilitar a locomoção no solo, o comprimento corporal das aves foi reduzido; os grandes músculos de vôo, assim como os grandes ossos (o esterno e o sinsacro), estão localizados próximo do centro de gravidade. Este centro de gravidade está posicionado acima das pernas nas aves. O fêmur e o joelho sofreram rotação para situarem os pés abaixo do centro de gravidade das aves. CARACTERÍSTICAS DAS AVES QUE PERMITEM O VÔO # Estrutura das asas pescoço e penas # Músculos peitorais e das coxas próximos à coluna (equilíbrio) # Músculos especializados, com pequeno volume, grande força e resistência
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MEDICINA DE MAMÍFEROS SILVESTRES 1. Introdução Existem 4635 espécies de mamíferos divididos em 20 ordens, as características mais marcantes dos mamíferos são além das glândulas mamárias, a endotermia e a sociabilidade. Classe Mammalia 4635 espécies Classifi cação Exemplos Nº de espécies Prototheria Eqüidna e 03 (Monotremata*) ornitorrinco. Theria** Metatheria*** Gambás, 272 (Marsupialia) cuícas, cangurus, coalas... Eutheria**** Ver tabela das 4360 (Placentata) ordens
Localidades Austrália Nova Guiné Austrália Novo Mundo Todo mundo menos Austrália
*Monotremados: Animais cordados, mamíferos, prototérios, da ordem Monotremata. Dentes presentes apenas nos jovens, tendo os adultos um bico córneo; cloaca; testículos abdominais; pênis, que conduz apenas esperma. Fêmeas ovíparas, desprovidas de útero ou vagina, com as glândulas mamárias sem tetas. Vivem na região australiana. **Térios: Subclasse de mamíferos atuais ou extintos, vivíparos, placentários ou aplacentários. São os marsupiais e mamíferos eutérios. Distinguem-se dos prototérios pelos dentes e pelas estruturas laterais do crânio, formadas, cada uma, por um alisfenóide e um escamoso (5). ***Metatérios: Animais mamíferos, térios, da seção Metatheria, formada por aqueles cujos filhos nascem em condição muito rudimentar, alojando-se numa bolsa marsupial para completar o desenvolvimento. Atualmente este grupo é dividido em diversas ordens, a saber: Didelphimorphia, Paucituberculata, Microbiotheria, Dasyuromorphia, Peramelemorphia, Notoryctemorphia e Diprotodontia. ****Eutérios: Animais mamíferos térios da seção Eutheria, que têm todos os caracteres gerais de sua classe, especialmente a placenta, o que exclui os marsupiais e os monotremados.
Ordem (tamanduás,
EUTHERIA Espécies Região preguiças, 29 Neártica e Neotropical
XENARTHRA tatus) PHOLIDOTA (pangolins) LAGOMORPHA (coelhos, lebres, tapetis, pikas)
07 80
RODENTIA (ratos, camundongos, pacas, cutias, capivara, esquilos...) MACROCELIDAE (mussaranhoselefante) INSECTIVORA (toupeiras, mussaranhos)
2021
SCANDENTIA (mussaranhos arborícolas)
19
15 428
Etiópica e Oriental Todo o mundo menos Antártida e Austrália (introduzido) Todo o mundo menos Austrália (introduzido) Etiópica Todo o Antártida Oriental
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mundo
menos
PRIMATES (lêmures, macacos, homem, antropóides) DERMOPTERA (lêmures voadores) CHIROPTERA (morcegos)
233
Mundial
02 925
Oriental Todo o mundo Antártida Todo mundo
CARNIVORA (cães, gatos, ursos, iraras, focas...) TUBULIDENTATA (Aardvark) ARTIODACTYLA (Porcos, hipopótamo, camelídeos, cervídeos, girafas...)
271
CETACEA (baleias, golfinhos) PERISSODACTYLA (cavalos, asnos, antas, rinocerontes) HYRACOIDEA (hyrax) PROBOSCIDEA (elefantes) SIRENIA (peixe-boi, manati)
78 18
zebras,
01 220
06 02 05
menos
Etiópica Todo o mundo menos Austrália e Nova Zelândia (introduzido) Todo o mundo África, Ásia, Américas Etiópica Etiópica e Oriental Tropical menos o leste do Pacífico
Clínica médica: Devido a grande diversidade dos mamíferos e a falta de conhecimento científico (médico) de muitas espécies, a utilização de informações pertinentes à medicina de mamíferos domésticos é amplamente utilizada na clínica de mamíferos silvestres. Seguem abaixo alguns exemplos da utilização de conhecimentos de diferentes especialidades clínicas de animais domésticos para a medicina de animais silvestres. Clínica de pequenos animais Canídeos e felídeos ⇒ grande semelhança com cães e gatos domésticos. • Mustelídeos - procionídeos - marsupiais - são úteis muitos conceitos da • medicina de pequenos animais (atentar para diferenças fisiológicas comportamentais e epidemiológicas). Clínica de Grandes animais Bovídeos (antílopes) e girafídeos ⇒ grande semelhança com bovídeos • domésticos. Suídeos e taiassuídeos ⇒ semelhança com suínos domésticos. • Cervídeos ⇒ são úteis muitos conceitos da medicina de animais de fazenda. • Perissodáctila (antas) ⇒ especialmente úteis os conhecimentos de medicina • de eqüinos domésticos. Grupos com grandes particularidades Primatas ⇒ são úteis muitos conceitos da medicina de pequenos animais e da • medicina humana •
Megamamíferos ⇒ muitas particularidades (grupo diversificado) - são úteis os conhecimentos de medicina de animais de fazenda
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Hipopótamo: Ordem Artiodactyla - Subordem Suiforme - Família Hipopotamidae São utilizáveis os conhecimentos da medicina de porcos domésticos. Rinoceronte: Ordem Perissodactila - Família Rinocerontidae. São utilizáveis os conhecimentos da medicina de cavalos domésticos. Elefante: Ordem Probocidea - Família Elefantidae. •
Xenarthra (Edentata) - (tamanduás, preguiças e tatus) conhecimentos de medicina de pequenos animais.
são úteis os
•
Roedores ⇒ são úteis os conhecimentos da clínica de pequenos animais e animais de laboratório, porém apresentam muitas particularidades.
•
Lagomorfa ⇒ assemelham-se a roedores (duplo par de dentes incisivos superiores) .
•
Camelídeos ⇒ são úteis os conhecimentos da clínica de animais de fazenda, porém apresentam muitas particularidades.
•
Chiropteros
⇒
apresentam características muito particulares.
⇒
Mamíferos marinhos ⇒ características e particularidades muito específicas. Dúvidas do clínico d e animais si lvestres: 1) Quais bichos estudar? (conhecer biologia, fisiologia, alimentação, distribuição geográfica, características, hábitos, comportamento e doenças): Os animais do acervo do Zôo ou criadouro sob sua responsabilidade. • Os bichos mais rotineiros como “pets” ou mascotes. • •
2) O que estudar? Traumatologia é um tema importante, pois é responsável pela maioria dos casos clínicos de animais silvestres em cativeiro. TERMINOLOGIA & TAXONOMIA: UNGULADOS (animais com cascos). Ordem ARTIODACTYLA Subordem Ruminantia • Subordem Suiforme 1. Família Bovidae - antílopes, • 1. Família Suidae - javali, bisões, carneiros, cabras babirussa, potomochero 2. Família Cervidae - cervos, 2. Família Tayassuidae - cateto, alces e veados queixada e catagonus 3. Família Girafidae girafa e 3. Família Hipopotamidae okapi hipopótamo e hipopótamoOrdem PERISSODACTYLA anão 1. Família Equidae - zebra, asno, Suborden Tylopoda jegue, cavalo • 1. Família Camelidae – camelo, 2. Família Tapiridae - antas (malaia, dromedário, lhama, alpaca, sul amerericana) guanaco e vicunha UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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3. Família Rinocerontidae rinoceronte-branco, rinocerontenegro
Ordem Carnívora 1. Família Canidae - lobos, graxains, raposas... 2. Família Felidae - gatos, tigres, onças, leopardo, leão... 3. Família Mustelidae - lontra, ariranha, irara, furão, arminho, vison... 4. Família Procionidae - quati, mão-pelada, jupará. 5. Família Ursidae - urso-de-óculos, urso-pardo, urso-himalaio, urso-polar... 6. Família Hienidae - hiena-pintada, hiena. Ordem Primates Subordem Catarrinos - Velho mundo (Eurásia e África) septo nasal estreito e narinas voltadas para baixo e 32 dentes. Subordem Platirrinos - Novo mundo (América do Sul e Central) septo nasal largo, 36 dentes e freqüentemente cauda preênsil. 1. Família Cebidae (unhas achatadas como as humanas) 2. Família Callitricidae (unhas em forma de garras) CORNOS, GARRAS E CASCOS São fâneros ou tegumentos, constituem-se em estruturas visíveis e persistentes, formadas por uma proteína insolúvel denominada queratina ou ceratina (escleroproteína - encontrada na epiderme, cabelo, unha e esmalte dentário). São fâneros, as penas, escamas, unhas, garras, cornos, pêlos, esporas, etc. Os cornos consistem em estruturas ósseas pares e simétricas formadas por projeções dos ossos frontais (geralmente com um centro oco constituído pelos seios frontais) e uma capa córnea. Algumas espécies apresentam particularidades: •
• •
Rinocerontes: cornos nasais (ímpares) formados por aglutinação de pelos (tecido epidérmico). Girafas: os cornos são projeções ósseas revestidas por pele e pêlos. Pronghorn, Antilocapra americana (USA): único mamífero atual com cornos bifurcados, também é o único em que ocorre substituição periódica da capa córnea.
CHIFRES Trata-se da única estrutura óssea de crescimento, reposição e reconstituição periódica. Durante o crescimento é revestido por pele com grande vascularização (velo ou veludo), que após o término do crescimento se desprende sendo então a estrutura do chifre destituída de vascularização ou inervação. Os chifres podem atingir proporções em peso de cerca de 5% do peso corporal. Os chifres são estruturas pares, UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc
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simétricas, unidas a projeções dos ossos frontais, através de uma estrutura chamada pedicelo. São característicos dos machos, sendo apresentado também por fêmeas apenas nas renas ou caribus sendo, no entanto maior nos machos. Susceptibilidade das principais famílias dos carnívoros às doenças infecciosas mais freqüentes. Família/doença Panleucopenia felina
Parvovirose canina
Cinomose
Canídeos Felídeos Procionídeos
-+ +
+ -+ (vírus específico)
+ -+
Mustelídeos Ursídeos
+
-+
+ +
±
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Hepatite Infecciosa canina + -±
±
+
CLÍNICA MÉDICA DE ROEDORES E LAGOMORFOS SILVESTRES Roedores
Os roedores sul-americanos são um grupo muito numeroso e diversificado (no Brasil representam quase 50% do total de mamíferos). É característica do grupo a presença de dois pares de dentes incisivos, de crescimento permanente, um grande diástema e a cavidade oral dividida em dois compartimentos separados por uma prega. O anterior associado ao comportamento de roer, onde o material triturado pode ser descartado ou transferido para o posterior onde é macerado e deglutido. Apresentam uma variação de peso de poucas gramas como os camundongos do gênero Akodon até os 70 ou mais quilos da capivara ( Hydrochaeris hidrochaeris), maior roedor vivo. Apresentam também uma enorme variação de hábitos, comportamento e hábitos alimentares. Apesar da grande variedade de espécies, apenas algumas são freqüentes em acervos de coleções zoológicas em cativeiro, entre elas destacam-se: 1. Capivara (Hidrochaeris hidrochaeris) 2. Paca ( Agouti Agouti paca) 3. Cutia (Dasyprocta sp.) 4. Cutiara (Myoprocta sp.) 5. Ratão-do-banhado ou nútria (Myocastor coypus) 6. Ouriço (Sphygghurus sp. e Coendu sp.) 7. Preá (Cavia aperea) 8. Serelepe (Sciurus ingrami) 9. Lebre-da-patagônia (Dolichotes patagonum) 10. Chinchila (Chinchila laniger ) 11. Porquinho-da-índia (Cavia porcellus) 12. Hamster-dourado (Mesocricetus auratus) 13. Camundongo (Mus musculus) 14. Gerbil (Meriones unguiculatus) 15. Ratazana (Rattus norvegicus) Lagomorfos
Quando aos lagomorfos sul-americanos, existe apenas um gênero, provavelmente monoespecífico (falta uma revisão taxonômica atualizada), o tapeti ( Sylvilagus sp.), a espécie que ocorre no Brasil é S. brasiliensis. Muito pouco se sabe quanto a sua taxonomia, biologia e menos ainda quando a dados médicos. Raramente tem sido mantido em cativeiro, não havendo registro de reprodução em cativeiro. Trata-se de espécie incomum na região sul do Brasil, sendo freqüente no norte e nordeste e centro. A lebre (Lepus sp.), espécie exótica, introduzida no Brasil é comum e até abundante em ambientes urbanos e rurais (praga agrícola), não sendo, no entanto freqüente em zoológicos.
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Contenção Física - com exceção das capivaras adultas, as demais espécies são passíveis de serem contidas mecanicamente sem grandes dificuldades. Isto pode ser feito com puçás fundos feitos de pano reforçado. Cuidados especiais devem ser tomados principalmente no caso das pacas que freqüentemente são agressivas. Farmacológica - oferece dificuldades, porém, o cloridrato de cetamina na dose de 60 mg/kg para serelepes, 50 mg/kg para pacas e cutias e 15 mg/kg para capivaras e nútrias é razoavelmente eficiente. Para a obtenção de miorrelaxamento e maior tempo de anestesia pode-se associar de 02 a 05 mg/kg de cloridrato de xylazina. Ocorrem quedas de temperatura corporal durante a anestesia (até abaixo de 30º C), porém sem maiores complicações mesmo que não seja procedido o aquecimento. Para coelhos, a dose de 40 mg/kg de cloridrato de cetamina associada a 02 mg/kg de cloridrato de xylazina permite intervenções cirúrgicas rápidas, para as de maior duração é recomendável a manutenção com anestesia volátil (isoflurano). Manejo Manejo nutr icional Cuidados criteriosos de nutrição são importantes para a manutenção, principalmente dos pequenos roedores. Ração industrializada para ratos de laboratório é uma boa alternativa como alimentação básica, complementada com frutas, legumes, verduras e sementes, em conformidade com o hábito alimentar da espécie. A deficiência dos aminoácidos metionina e lisina pode ocasionar alopecia e despigmentação da pelagem. A ração deve ser oferecida nas primeiras horas do dia e as frutas e verduras como complemento no período da tarde. Esta estratégia estimula o consumo da ração que tem maior importância nutricional. Devem ser oferecidos galhos e pedaços de madeira ou alimentos duros que permitam o indispensável desgaste dos incisivos, sem o qual graves complicações advêm, como a impossibilidade de oclusão dental e dificuldade de deglutição. A ração industrializada pelletizada favorece o desgaste dos dentes. As capivaras, grandes consumidoras de capim, não costumam apresentar sinais de carências nutricionais. Quase todas as espécies de roedores dispõem de grandes cecos onde ocorre fermentação. O uso de antibióticos orais por longos períodos costuma levar a complicações devido ao desequilíbrio da flora digestiva (há um predomínio de germes Gram-positivos na flora normal). O uso de antibióticos sistêmicos, não sendo por períodos extremamente dilatados, não costuma levar a complicações. Ambi Am bi ente ent e O ambiente a ser oferecido varia grandemente em conformidade com os hábitos da espécie, podendo ser: aquático (nútrias e capivaras), arborícola (serelepes e ouriços), ou de solo (cutias, preás e cutiaras). Abrigos (estresse) e proteção contra a exposição ao sol, evitando o excesso de calor (intermacão) devem ser oferecidos. of erecidos. Clinica médica Lesões podais decorrentes de pisos duros e/ou abrasivos são freqüentes e de difícil recuperação. Formam-se calos secos, queratinizados, na região da porção proximal dos metacarpianos que tendem aumentar com a idade.
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Ectoparasitos Piolhos, pulgas, carrapatos, sarna e trombiculídeos. Podem localizar-se nas orelhas ou de forma generalizada. Especialmente em capivaras, os ectoparasitos são freqüentes e exigem tratamento bem direcionado e planejado. Tratamento: Ivermectin (200 a 400 µg/kg SC) Piretróides: aplicação diretamente no animal e tratamento ambiental-locais onde se coçam (uso de óleo). Fipronil (Frontline® spray): tópico Endoparasitos Cestódeos, nematódeos e coccídeos Tratamento: Levamizole 08 a 10 mg/kg Ivermectin 200 a 400 µg/kg SC Sulfas Sexagem A identificação do sexo dos roedores requer cuidados para prevenir erros. As fêmeas têm como característica própria do grupo, um orifício urinário independente do orifício genital. O orifício genital está aberto no período da cópula (cio) e do parto, permanecendo lacrado fora destes. Esta característica torna o aspecto externo da genitália feminina semelhante a dos machos sendo que a sexagem pode ser efetuada com correção através da exposição de pênis como caráter diferencial.
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