VIRUS RESPIRATORIO SINCICIAL BOVINO (BRSV) ETIOLOGÍA El Virus Respiratorio Sincicial Bovino (VRSB) es la causa de una neumonía viral primariamente en ganado bajo los 6 meses de edad, en terneros de 1 año y ganado adulto (Radostits et al ., ., 2007). Este virus fue por primera vez detectado el año 1970, y luego fue identificado en 1974 (Paccaud y Jacquier, 1970; Wellemans et al., 1970).
Es un virus envuelto, posee una molécula de ARN de hebra simple, no segmentada y de sentido negativo (Murphy et al., 1999; Sharma y Adklakha, 2009). Pertenece al orden Mononegavirales, familia Paramyxoviridae, subfamilia Paramyxovirinae y al género Pneumovirus (Maclachlan y Dubovi, 2011).
Los virus de la familia Paramyxoviridae son usualmente esféricos con un diámetro de 100-150 nm., poseen filamentos de varios micrómetros de largo. Tiene una bicapa lipídica que contiene proteínas de la matriz y puntas de glicoproteínas (Sharma y Adklakha, 2009). Estas glicoproteínas son la proteína G de 84 kDa responsable de la unión del virus a la célula blanco y la proteína F de 20-48 kDa que tiene que ver con la entrada del virus a la células y su posterior diseminación entre células por fusión celular, ambas son fundamentales en la patogénesis de la infección. Contienen una nucleocápside con forma de “espinas de pescado” helicoidalmente simétrica, esta tiene 600-800 nm. de largo y 13 nm. de diámetro en el caso de los Pneumovirus (Murphy et al ., ., 1999; Berrios-Etchegaray, 2011). Su genoma tiene un tamaño de 15-16 kb y presenta 6 a 10 genes separados por secuencias conservadas no codificantes de término, poliadenilaciones y señales de inicio. El orden de genes es generalmente conservado dentro de la familia, los virus pertenecientes al género Pneumovirus contiene 10 genes los cuales
codifican 10 proteínas, de las cuales la mayoría son estructurales (Murphy et al ., 1999). Antigénicamente está relacionado con el virus respiratorio sincicial humano (VRSH) aunque no son serológicamente idénticos. También puede afectar a los bovinos los que pueden ser reservorios para este virus (Berrios-Etchegaray, 2011). Poseen un estrecho rango de hospedadores y han sido identificados solo en vertebrados, principalmente en mamíferos y aves. Son lábiles al calor o a la desecación y son destruidos fácilmente por desinfectantes y solventes lipídicos (Murphy et al ., 1999).
EPIDEMIOLOGÍA El VRSB es el principal componente del Complejo Respiratorio Bovino (BerriosEtchegaray, 2011). Estudios en vacas lecheras, indican que el 90 % de las infecciones primarias ocurren en terneros y vaquillas; poco en ganado por sobre 2 años, y todo el ganado en el rebaño son seropositivos cuando tienen sobre 3 años de edad (Radostits et al ., 2007). También la enfermedad ha sido reportada en distintas áreas y bajo diferentes sistemas de manejo en sistemas lecheros y de carne (Paccaud y Jacquier, 1970). En las vacas lecheras, introducciones recientes de ganado joven pueden introducir la infección en el ganado local que no han tenido exposiciones previas al virus, o en los cuales su inmunidad, por infecciones previas, ha disminuido (Radostits et al ., 2007).
Los teneros lactantes de carne con anticuerpos VRSB calostrales no están protegidos contra la infección, pero la incidencia y severidad de la enfermedad clínica está asociado inversamente a los niveles de anticuerpos maternos en teneros bajo los 3 meses. El alto porcentaje de reinfección ocurre mayormente en vacas durante su primera lactancia. Animales viejos pueden tener inmunidad más efectiva debido a exposiciones previas (Radostits et al ., 2007).
También la enfermedad ocurren en terneros de carne lactantes de 1-8 meses de edad en pradera, con madres sin ninguna historia de estrés previo. Una ocurrencia común es en teneros de carne destetados de 6-8 meses de edad después de 2-3 semanas del destete y en confinamiento. Ganado de 1 año en engorde a corral también son susceptibles (Radostits et al ., 2007). La infección inaparente del ganado también es muy común (Maclachlan y Dubovi, 2011). Encuestas seroepidemiológicas en ganado de engorda resulto que la seroconversión del virus puede ocurrir por sobre el 70% de los animales 1 mes después de su llegada. Animales con bajos títulos para el virus presentan mayor riesgo, en cambio los que presentan altos niveles de anticuerpos séricos contra VRSB están asociados a menor riesgo de una enfermedad respiratoria (Radostits et al ., 2007).
Hay evidencia de que el virus circula durante el verano y primavera a muy bajos niveles o simplemente no circula (Radostits et al ., 2007). La infección se produce a menudo durante los meses de invierno cuando el ganado son mantenidos en condiciones de confinamiento, sin embargo, han habido importantes brotes en rebaños de vacas y teneros en verano (Maclachlan y Dubovi, 2011). La infección persistente en algunas vacas en el rebaño puede ser un medio por el cual el virus sobrevive durante el verano, pero un estado estacionario de reinfección en vacas seropositivas a través del año a niveles bajos, puede mantener un reservorio de infección (Radostits et al ., 2007). El virus se disemina rápidamente, probablemente a través de aerosoles o gotas de excreciones del tracto respiratorio. Los anticuerpos prexistentes, que pueden derivar de manera pasiva desde la transferencia materna o de manera activa a través de una infección previa o vacunación, no previenen la replicación y excreción del virus, aunque los signos clínicos puede que sean menores (Maclachlan y Dubovi, 2011).
La tasa de morbilidad en el rebaño de la enfermedad clínica puede variar desde 30-50% o mas alta, En el caso de la letalidad, la tasa es usualmente baja, 3-5 % pero puede ser más alta (Radostits et al ., 2007).
PATOGENIA El VRSB causa rinitis, traqueítis, bronquitis, bronquiolitis y una neumonía intersticial leve. En infecciones naturales, las lesiones principales son la bronquitis y la bronquiolitis en porciones craneoventrales del pulmón además de enfisema y edema extendido por los pulmones. Estas zonas del pulmón están pobremente ventiladas y se produce una hipoxemia arterial asociada a la alteración de la ventilación y perfusión (Radostits et al ., 2007). La patogénesis de la neumonía aguda fatal por VRSB no es muy clara. Se producen lesiones exudativas o necrotizantes, bronquiolitis, atelectasia, edema intersticial y enfisema. La enfermedad es precedida de una enfermedad respiratoria leve, varios días antes, lo que sugiere que la hipersensibilidad puede jugar un rol en las lesiones pulmonares (Radostits et al ., 2007). Presenta un período de incubación entre 5 y 7 días (Berrios-Etchegaray, 2011). La etapa siguiente puede producirse una leve mejora de la enfermedad respiratoria leve y es asociada al comienzo de la enfermedad respiratoria más severa. El anticuerpo IgE especifico del virus puede jugar un rol en la patogénesis de la enfermedad severa, como parte de la reacción de hipersensibilidad (Radostits et al ., 2007). La enfermedad severa altamente letal está asociada a la degranulación de mastocitos (por la unión de alérgeno-IgE-mastocito), los cuales producen cambios significativos en el tono muscular y la permeabilidad vascular del tracto respiratorio. Las sustancias liberadas son al menos, parcialmente responsables por el edema pulmonar, a través de la vasoconstricción y el aumento de la permeabilidad dada por la histamina. El efecto de la histamina en terneros y ganado joven, produce una alteración de la función respiratoria, a través de contracción de la tráquea y venas lo que produce hipertensión (Radostits et al ., 2007).
Esto trae como consecuencia una predominancia de la respuesta de Th2, con liberación preferencial de citoquinas inflamatorias en ausencia de una respuesta de las células T CD8. Esta respuesta anormal de las células Th2 con eosinofilia pueden ser reproducidas por inmunización con vacunas recombinantes que expresan solo la proteína G del virus. Esta proteína es una de las más singulares entre las proteínas virales como resultado de su alto grado de glicolización, una propiedad que puede ayudar a evadir la vigilancia inmunitaria y comprometer esfuerzo para desarrollar una vacuna efectiva (Maclachlan y Dubovi, 2011). Esta reacción inflamatoria produce que los septos interalveolares e interlobulares a menudo queden fibróticos, hiperplasia de los neumocitos tipo II y del epitelio bronquiolar. También se observan células gigantes multinucleadas o sincicios (Radostits et al ., 2007; Ellis et al., 1996; Berrios-Etchegaray, 2011).
SIGNOLOGÍA Signos clínicos de infección en ganado más viejo, particularmente aquellos que fueron expuestos previamente al virus, presentan signos menos severos. En casos más de enfermedad leve, presentan fiebre, anorexia y descenso en la producción de leche por 3-5 días. En vacas lactantes produce un considerable descenso de la producción diaria de leche (Radostits et al ., 2007). En brotes de enfermedad aguda, la enfermedad es más severa. Se produce tos no productiva, disnea y descarga nasal bilateral. Fiebre entre 40-42 °C, anorexia y descenso en la producción de leche. En la auscultación de los pulmones se escucha una respiración ruidosa sobre la zona ventral lo que indica consolidaciones y sibilancias indicando bronquiolitis (Radostits et al ., 2007).
DIAGNÓSTICO Es difícil obtener un diagnostico etiológico definitivo, porque el virus es muy lábil en muestras de tejido y la detección del virus en especímenes es pobre, debido a técnicas de laboratorio inadecuadas (Radostits et al ., 2007).
Es importante no confundir con el Virus Sincicial Bovino que pertenece a la subfamilia Spumaviriane de la familia Retroviridae y que es un virus apatógeno para el bovino (Berrios-Etchegaray, 2011). La alta prevalencia de títulos de anticuerpos y la necesidad de personal capacitado para procesar e interpretar las pruebas diagnosticas, ha obstaculizado el desarrollo de una rutina diagnostica. Un aislado exitoso del virus, de un caso típico de la enfermedad es poco frecuente y puede tomar 11-21 días debido a la tardía aparición de efecto citopático (Radostits et al ., 2007). El aislamiento del virus se confirma con la utilización de suero hiperinmune (Smith et al., 1975). Debido a todo estas dificultades, el aislamiento del virus no es comúnmente recomendado como un acercamiento diagnostico (Radostits et al ., 2007). La muestra ideal del virus es el aspirado transtraqueal en etapas tempranas de la enfermedad. La muestra también provee células para la técnica de tinción de anticuerpos con inmunofluorescencia (IFA). El anticuerpo fluorescente es una de las pruebas más rápidas, seguros y sensitivas para diagnosticar la infección (Radostits et al ., 2007). La fluorescencia positiva está limitada a 2-4 días en corderos infectados experimentalmente con VRSB, también se pueden producir inmunofluorescencias no específicas cuando se examina material nasofaríngeo (Thomas y Stott, 1981). El ensayo PCR es rápido, sensitivo y puede ser recomendado como método de elección para el análisis clínico. La presencia del virus puede ser determinada por el uso de PCR en muestras nasales tomadas en la fase aguda de un brote sospechoso y también en homogeneizados de órganos (Radostits et al., 2007; Quinting et al., 2007). El virus puede ser detectado y cuantificado en cultivos celulares con el RT-PCR y ensayos cuantitativos y competitivos de RT-PCR (Radostits et al ., 2007). Una comparación entre ELISA, inmunoensayo de captura de antígenos (EIA) e inmunofluorescencia indirecta (IIF) con RT-PCR. ELISA mostró tener una sensibilidad de 60% y especificidad de 100% comparado con RT-PCR. En el caso
de EIA e IIF tienen una sensibilidad de 47% y una especificidad de 99% y 97% respectivamente, comparados con RT-PCR (Brodersen, 2010). La inmunohistoquímica (IHC) tiene una ventaja por sobre la IIF y es que la tinción permanente muestra el antígeno a través del microscopio en asociación con las lesiones. La tinción usada es formalina la cual aborda el problema de labilidad de los tejidos y perdidas del antígeno (Haines et al ., 1989). La prueba estándar para los anticuerpos VRSB es la prueba neutralización del virus. Lo ideal es usar muestras de enfermedad aguda y de animales convalecientes (Radostits et al ., 2007).
TRATAMIENTO Antimicrobianos de amplio espectro por 3-5 días para neumonía secundaria bacteriana. Recuperación ocurre gradualmente en un periodo de 3-5 días. También se pueden usar AINES pero no hay evidencia de que sea efectivo (Radostits et al ., 2007).
PREVENCIÓN Y CONTROL Un acercamiento racional al control seria un buen manejo del rebaño para minimizar los estresores como la inadecuada ventilación. Los ingresos de nuevos animales al rebaño deben ir primero a cuarentena por 2-3 semanas antes de mezclarlos con el rebaño (Radostits et al ., 2007). Calostro El calostro es importante para combatir las infecciones por su composición posee inmunoglobulinas maternas, se ha evaluado el efecto del VRSB en terneros no alimentados con calostro y otro grupo alimentado con calostro, el resultado fue que los privados de calostro desarrollaron una enfermedad mas severa que los alimentados con calostro (Belknap et al., 1993). Sin embargo la presencia de
anticuerpos pasivos ha mostrado efectos negativos cuando son los terneros son vacunados (Radostits et al ., 2007). Vacunas e inmunización Varias vacunas vivas modificadas e inactivadas están disponibles para el control, pero hay algunas pruebas clínicas que están evaluando la eficacia de la vacuna bajo condiciones naturales. Porque los terneros bajo 6 meses de edad son infectados más frecuentemente por el virus a pesar de la presencia de anticuerpos calostrales, por lo tanto, existe necesidad de una vacuna que sea efectiva para los terneros (Radostits et al ., 2007). Los intentos de vacunación contra los virus respiratorios sinciciales comenzaron con el uso de una vacuna inactivada con formalina, esta no solo falló en prevenir la enfermedad si no que indujo una respuesta clínica exagerada a la infección natural en jóvenes vacunados (Kapikjan et al ., 1969). Se realizó un estudio para determinar si las vacunas inactivadas inducían la misma respuesta de anticuerpos que una vacuna viva modificada. Los terneros que recibieron la vacuna viva modificada produjeron un titulo más alto de anticuerpos neutralizantes que los terneros que recibieron la vacuna inactivada. Sin embargo se han utilizado diferentes adyuvantes a las vacunas inactivadas con el objetivo de generar altos niveles de anticuerpos neutralizantes, proteger contra la infección natural e inducir la respuesta de linfocitos Th1 en vez de la Th2 (Brodersen, 2010). Existen vacunas combinadas como la CattleMaster 4 que contiene el VRSB como virus vivo modificado, el que induce una respuesta local por IgA y sistémica mediada por anticuerpos antiproteínas F y G, además de la inmunidad celular. Esta vacuna no cruza la placenta, no elimina virus después de su administración, no es inmunosupresora ni abortiva. Se administran dos dosis separadas por 2 y 4 semanas. Se pueden vacunar a vacas gestantes (Berrios-Etchegaray, 2011).
La presencia de anticuerpos pasivos interfieren con la inmunización a través de la vacunación de terneros con vacunas inactivadas, por lo que las vacunas tienen que ser efectivas y sobrepasar el efecto inmunosupresivo de los anticuerpos calostrales (Radostits et al ., 2007). Para solucionar esto, las investigaciones de los últimos años se han centrado en utilizar vacunas intranasales contra el VRSB, las cuales han probado ser eficaces en terneros sin anticuerpos maternos, los cuales desarrollaron signos leves de la enfermedad en comparación con el grupo control (no vacunado) (Xue et al., 2010). En otro estudio, donde se vacunaron grupos seronegativos y seropositivos intranasalmente con una vacuna viva modificada de administración subcutánea, tuvo como resultados que en ambos grupo se produjo una enfermedad respiratoria severa, pero en el grupo seropositivo se produjeron mayores cambios en la temperatura rectal y mayor número de días diseminando el virus (Ellis et al., 2010).
SITUACIÓN EN CHILE La infección por el VRSB se detectó mediante inmunofluorescencia al constatarse la presencia de antígenos del VRSB en aspirado nasofaríngeo de 13 teneros provenientes de la provincia de Valdivia, sugiriéndose que el VRSB jugaría un papel de importancia en los problemas respiratorios de terneros (Riedemann et al ., 1993). Posteriormente se detectó una seroprevalencia predial de 100% y una seroprevalencia individual de 51,8% (Riedemann et al ., 1996).
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