Cómo hacer una colección de anfibios y reptiles

CÓMO HACER UNA COLECCIÓN DE ANFIBIOS Y REPTILES Gustavo Casas,Andreu Guadalupe Valenzuela,López Aurelio Ramírez,Bautista

Departamento de Zoología, Instituto de Biología

UNIVERSIDAD

NACIONAL AUTÓNOMA México, D.F.

1991

DE MÉXICO

Primera edición: abril de 1991 D.R. Universidad Nacional Autónoma Instituto de Biología, UNAM Apartado Postal 70-233 04510 México, D.F.

de México

ISBN-968-36-1728-X Impreso en México

CuadL'T7los del Instituto de Biología

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Diseño de portada: Elvía Esparza A. Cubierta: Smilisca Baudinii, fotografía de Gustavo Casas-Andreu Ilustraciones: Elvia Esparza A., Felipe VilIegas y Laura Niembro.

A la Memoria de Rafael Martín del Campo

y Sánchez, decano de los herpetólogos mexicanos de la era moderna.

PRÓLOGO La dedicatoria de los autores de este manual a la memoria del Maestro Rafael Martín del Campo y Sánchez, decano de los herpetó10gos mexicanos, es al mismo tiempo que un reconocimiento a su inva1uab1elabor corno pionero en esta rama de la zoología y farmador de numerosas generaciones de biólogos, una prueba del desarrollo y establecimiento de jóvenes herpetó10gos que avanzan en el conocimiento de los anfibios y reptiles corno parte de la fauna de México y en su adecuada representación en colecciones científicas instituciona1es. La transmisión de estos conocimientos y en particular de la experiencia del especialista, reflejada en obras corno ésta, es fundamental en el proceso continuo de preparación de futuros investigadores, de personal técnico que requiere adiestramiento especial o de aficionados interesados formalmente en la recolección y manejo de colecciones herpeto1ógicas. Cómo hacer una colección de anfibios y reptiles es en realidad una edición que abarca con cuidado otros aspectos de interés más general y que van desde la ética en la formación de colecciones biológicas hasta recomendaciones para evitar mordeduras de serpientes venenosas. Este manual se suma a las ya numerosas contribuciones que con este enfoque el Instituto de Biología ha venido promoviendo desde siempre y con especial estímulo desde hace un año a través de la edición de la Serie Cuadernos que cuenta con sus diez primeros títulos a la fecha, y que esperamos se mantenga con el mismo vigor y apoyo con que sus contribuyentes le dieron vida a esta colección dedicada a la divulgación de la biología en México. Antonio Lot-Helgueras Invierno, 1990.

AGRADECIMIENTOS Un libro de esta naturaleza está basado en la experiencia de un sinfín de :,crsonas, muchas de ellas anónimas, pero que de alguna manera hicieron llegar su -:onocimiento hasta nosotros; no obstante lo anterior, quisieramos agradecer la ::suda, críticas, sugerencias y estímulos para la consecución del mismo, que recibi~ :':105 por parte de Hobart M. Smith de la Universidad de Colorado, de Gustavo .-\guirre León del Instituto de Ecología en Durango, de Antomo Lot~f-ielgueras del Instituto de Biología de la UNAM y del Comité Editorial de la Serie Zoología del Instituto de Biología de la UNAM, en especial de Rafael Lamothe Argumedo.

CONTENIDO

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!~lRODUCCIÓN . ......................................................... Ética en la Formación de Colecciones

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RECOLECTA. 2.1. Material de Recolecta 2.2. Dónde Recolectar 2.3. Cuándo Recolectar 2.4. Técnicas de Recolecta 2.4.1. Anfibios 2.4.2. Reptiles 2.5. Cómo Matar los Ejemplares 2.6 Libretas y Notas de Campo

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3. FIJACIÓN Y PRESERVACIÓN. 3.1. Fijadores 3.1.1. Preparación de los Animales. Anfibios Reptiles 3.1.2. Posiciones 3.1.3. Preparaciones Especiales Serpientes Tortugas Lagartos, Caimanes y Cocodrilos 3.1.4. Refijación 3.2. Preservación 3.3. Preparación de Esqueletos y Partes Óseas 4. MANEJO DE COLECCIONES. 4.1. Recipientes para Especímenes 4.2. Evaporación y Revisión de Colecciones 4.3. Catalogación 4.4. Locales para Colecciones y sus Características 4.5. Archivos de Información y Servicios 4.5.1. Almacenamiento 4.5.2. Archivos 4.6. Servicios 4.7. Recomendaciones Especiales

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5. LITERATURA

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6. APÉNDICES. 6.1. Colecciones Herpetológicas en México 6.2. Mordeduras por Serpientes Pon:oñosas 6.2.1. Síntomas de Envenenamiento 6.2.2. Primeros Auxilios 6.3. Preparación de Fijadores 6.4. Lista de Claves de Identificación 6.5 . Transporte de Ejemplares Fijados o Preservados 6.6. Mantenimiento de Anfibios y Reptiles en Cautiverio 6.6.1. Terrarios Húmedos para Anfibios 6.6.2. Terrarios Secos para Reptiles 6.6.3. Acuaterrarios y Acuarios

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1. INTRODUCCIÓN

El desarrollo de un país implica el avance armónico de sus procesos sociales, económicos, políticos y culturales. No obstante lo anterior, muchas veces la cultura se considera como un lujo y por lo tanto en la planeación del desarrollo se le coloca en niveles secundarios. En las sociedades actuales, si consideramos a la ciencia como parte de la cultura, el conocimiento ecológico es fundamental para contar con condiciones de vida adecuada en el futuro. Países como México, con un acelerado deterioro y destrucción de sus selvas, bosques, ríos, lagunas, etc., requieren, como estrategia de desarrollo, conocer los recursos naturales con los que cuentan, en particular la flora y la fauna de sus diferentes regiones, conocimiento que permitirá el uso adecuado de los mismos. Debido al gran estancamiento de las ciencias biológicas en el primer cuarto de este siglo en México, se perdió la tradición por el desarrollo de museos de historia natural, y ha sido tan sólo en los últimos veinte años que gracias al esfuerzo de diferentes biólogos mexicanos, se ha impulsado el desarrollo de colecciones a nivel personal que se han institucionalizado posteriormente. Cabría preguntamos entonces, ¿Qué importancia puede tener el hacer colecciones de las especies de la flora y la fauna de alguna región? La respuesta sería que constituyen el inventario florístico o faunístico de cierta área geográfica, proporcionando información sobre cuáles son los patrón es de distribución de cierta especie o del conjunto de especies que la integran, cuáles de éstas son nocivas o perjudiciales para el hombre, cuáles son comestibles o potencialmente comestibles o tienen usos diversos, cuáles son sus hábitos de vida y muchos otros datos importantes para el desarrollo social de las comunidades humanas que habitan en ella y que pueden coadyuvar para el mejor manejo y conservación de las especies de la misma. Por otra parte, es importante considerar que las colecciones constituyen la unidad básica de la investigación en biosistemática., por lo que la información derivada de ellas es primordial para el avance de otras áreas como la biología evolutiva, biogeografía, anatomía comparada, ecología, paleontología, arqueología, etc. Particularmente, en México, donde el pasado geológico ha producido una gran diversidad vegetal y animal, la conservación de especímenes en colecciones científicas reviste gran interés. En el caso de la herpetofauna, Smith y Smith (1976)

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estimaron 1210 especies y subespecies de reptiles y señalan que ninguna otra área continental de las dimensiones de México, posee tal diversidad. Casas y McCoy (1979) indican que la diversidad de anfibios es también notable. Las colecciones científicas son importantes también para la formación de recursos humanos (taxónomos) , particularmente en países como México (Reyes-Castillo, P. 1980). Lo anterior ha provocado de tiempo atrás un gran interés por el estudio de la herpetofauna mexicana; sin embargo, la mayor parte de las investigaciones han sido realizadas por extranjeros, por lo que es en otros países en donde se encuentran las más extensas colecciones sistemáticas de especímenes mexicanos, así como los ejemplares tipo en que se han basado las descripciones (Barrera, 1974). Por otra parte, si consideramos el continuo e irreversible deterioro del ambiente; el incremento, mantenimiento y estudio de las colecciones científicas adquieren una importancia cada vez mayor. Asimismo, puesto que gran parte de los especímenes de una colección son o serán irremplazables, es necesario el empleo de técnicas adecuadas de recolecta, fijación y preservación que aseguren la conservación de los especímenes, ya que de esto dependerá, en parte, la investigación taxonómica del futuro. Se han escrito muchas guías en inglés para la recolecta y preparación de anfibios y reptiles a partir de la clásica obra escrita por Slevin (1927), hasta la escrita más recientemente por Simmons (1987), la cual presenta técnicas de recolecta y preparación de especímenes, con énfasis especial en el manejo de las colecciones; no obstante, lo que se ha escrito en español al respecto es muy escaso, por lo que con este trabajo se pretende subsanar la falta de información existente sobre la materia. Ética en la Formación de Colecciones Cuando se desea iniciar una colección de cualquier tipo de organismos, debemos considerar que las colecciones son un acervo nacional y constituyen una fuente de información que debe ser asequible a la consulta del público interesado, por lo que no es conveniente la formación de colecciones privadas sin fines científicos o de divulgación. En el caso de aficionados se sugiere la donación del material a una colección institucional (ver apéndice). El recolectar material biológico no debe ser observado como algo curioso, casual y por lo tanto carente de responsabilidad; por el contrario, debe ser una actividad formal y responsable, ya que en la medida que se desarrolle en forma seria, ayudará a evitar el deterioro biológico de los lugares en que se realice. Por lo tanto, conviene reflexionar en el objetivo de la recolecta antes de capturar cualquier organismo. Si la respuesta es clara y precisa, entonces, este manual responderá a su vez a las siguientes preguntas: ¿Dónde recolectar anfibios y reptiles? ¿Cuándo recolectarlos? ¿Cómo mantenerlos y preservados? ¿Cómo manejados en una colección? ¿Qué equipos y materiales se requieren para formar una colección? Si se decide formar una colección, debemos hacemos siempre la. siguiente

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pregunta: ¿Es necesario recolectar esa planta o ese animal? Cuando la respuesta es positiva, debemos continuar con las técnicas adecuadas para integrarla. Cuando esta respuesta es negativa, es conveniente ni siquiera recolectar ningún espécimen. T ene~ mas que recordar siempre que el planeta y en particular el país, se encuentra expuesto a un gran deterioro de los bosques, contaminación de suelos, agua, atmósfera, etc., por lo que, conviene considerar la necesidad de tener un determina~ do organismo, así corno la legislación vigente para su captura. Especialmente en el caso de las especies en peligro de extinción, solamente se deberá de hacer uso de aquellos especímenes que mueren por causas naturales o por enfermedades, o bien recolectar para estudios con objetivos bien definidos y en números muy bajos. Se debe prestar especial atención a las especies que anidan en ciertas estaciones por lo que su recolecta en la época de anidación debe de evitarse a menos que esté justificada por razones científicas. Cuando sea necesario recolectar, se debe considerar también la importancia de conservar el hábitat, por lo que es recomendable regresar a su sitio cualquier objeto que se haya removido (roca, troncos, etc.), utilizando técnicas que alteren lo menos posible y recolectar exclusivamente el material que requerimos. El caso que nos interesa aquí es el de formar una colección de anfibios y reptiles, por lo cual enfocaré~ mas nuestra atención a estos grupos de animales. Tanto en lviéxico corno en otros países l¡J.sleyes establecen que para recolectar plantas y animales silvestres, es necesario tener un permiso especial. Por lo mismo, es recomendable averiguar cuál agencia u oficina de gobierno expide esos permisos y cuáles son los requisitos indispensables para obtenerlos. En México, los permisos para la recolecta de fauna silvestre se obtienen en: Dirección General de Conservación Ecológica de los Recursos Naturales. Secretaría de Desarrollo Urbano y Ecología. Río Elba No. 20, 80. piso. Col. Cuauhtémoc. 06500 México, D.F. También se pueden obtener permisos en el interior del país en algunas delega~ ciones regionales de la Secretaría de Desarrollo Urbano y Ecología.

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2.RECOLECTA

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2.1. Material de Recolecta A continuación se menciona el equipo mínimo para la recolecta de anfibios y reptiles. Dependiendo del hábitat, puede ser necesario equipo adicional, como redes para capturar tortugas dulceacuícolas y si se desea recolectar en árboles de gran altura, equipo para trepar. Hjadores: Formol diluído (formalina) y F.A.A. (Formalina A1cohol~Acido acético) (ver apéndice 6.3), Anestésicos: Nembutal, cloretona, cloroformo, éter, alcohol, etc. lnyectores múltiples y jeringas desechables (o de vidrio). Frascos u otros recipientes para sacrificio (Fig. 1). Recipientes para los ejemplares. Para fijar .los ejemplares pequeños en el

Fig. 1. Recipientes para conservar ejemplares herpetológicos.

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campo es conveniente el uso de cajas de plástico con tapa hermética. Para ejemplares grandes se recomienda el uso de cubetas de plástico (fig. 2) con tapa hermética (del tipo utilizado para pintura de fachadas de casa). Papel para etiquetas. Debe de e1egirseun papel resistente al formal y al alcohol. Para el campo se recomienda hacerlas con papel cristal delgado y utilizar lápiz duro para rotularlas. Se pueden utilizar también etiquetas importadas de fabricación especial. Hilo de algodón para etiquetar. Se recomienda hilo de cáñamo blanco del número O. Lápiz y estilógrafo para etiquetas y notas de campo. Libreta de campo. Las libretas de tránsito, de las utilizadas por los topógrafos, son muy adecuadas, pero una libreta de tamaño esquela y pasta dura puede' ser apropiada. Estopa, toallas de papel o tela y gasa para envolver especímenes. Pinzas, bisturí y tijeras. Lámpara de mano o de cabeza, para la captura de anfibios y reptiles nocturnos. Bolsas de recolecta. Las bolsas para recolecta se pueden hacer facilmente, utilizando una tela gruesa (manta). Es conveniente tener diferentes tamaños de bolsas, cuando menos una grande de 50 X 90 cm. y otras más chicas. Algunos

Fig. 2. Cubetas de plástico para la preservación de ejemplares grandes.

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Fig. 3. Pinzas y ganchos para la captura de serpientes.

colectores prefieren utilizar bolsas de plástico medianamente grueso y de diferentes tamaños. Rifle de municiones y rifle o pistola calibre 22 Cartuchos normales y de mostacilla. Resortera y ligas gruesas y anchas. Ganchos, bastones y pinzas para capturar serpientes. Algunos colectores utilizan ganchos que pueden fábricarse facilmente: el tipo más sencillo consiste de un ángulo de acero que puede atornillarse a un mango (fig. 3). Sin embargo, las pinzas para serpientes (pinzas herpetológicas) son más recomendables que los ganchos y consisten de unas tenazas provistas de un dispositivo mécanico, que depende de la acción de un resorte (fig. 3). Por presión del mango, las tenazas permiten apresar la cabeza de una serpiente, iguana o cocodrilo pequeño. 2.2. Dónde Recolectar Para la recolecta de anfibios y reptiles de regiones tropicales y templadas debemos tener en cuenta que podemos encontrarlos en muchos lugares, por lo que si nos interesa conocer la herpetofauna de una localidad, es necesario bus carlos en todos los tipos de hábitats (fig. 4). Algunos ambientes a los que se debe prestar especial interés para la recolecta son: Bosque Tropical Perennifolio (Selva Alta Perennifolia). Estos bosques o selvas constituyen los sitios más productivos y difíciles para recolectar anfibios y reptiles debido a la enorme diversidad de hábitats. Se deben tener en cuenta la mayoría de las consideraciones mencionadas para otros sitios, así como otras específicas, ya que las 21

selvas contienen desde formas cavadoras y acuáticas hasta formas arborícolas, algunas de estas últimas nunca bajan voluntariamente al suelo, como el caso de los pletodóntidos que habitan en las bromelias. Los arroyos, lagos y estanques de las selvas frecuentemente albergan formas diferentes a las de otros sitios. Debido a que en las selvas es posible hallar formas distintas de reptiles y anfibios en cada sitio (suelo, vegetación que crece sobre el suelo, troncos de árboles) es necesario muestrear todos los microhábitats disponibles en el mayor número de árboles. Ya que la diversidad vegetal característica de las selvas es muy grande, se debe revisar de muchas formas. Sobre el suelo. Caminando a través de la selva durante el día, es posible ver algunas serpientes y lagartijas, claro es, que esto está en función de la estación. del año. Es conveniente caminar lentamente, con paradas frecuentes y sin moverse por completo. Para la recolecta nocturna de anfibios, es necesario marcar algunos sitios para visitados por la noche, ya que de esta manera es fácil orientarse. Troncos de árboles. Algunas ranas, lagartijas y salamandras pueden recolectarse sobre troncos de árboles usando ligas o resortera, para el caso de las lagartijas y directamente con las manos para las restantes. En los troncos cubiertos de líquenes viven especies diferentes de las que se pueden hallar en las que no los tienen. También es conveniente revisar en la base y entre los contrafuertes de grandes árboles, ya que ahí se pueden localizar algunos anfibios y reptiles. Plantas epífitas. Son muy productivas, para la recolecta de herpetofauna,

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Fig. 4. Dónde buscar para la recolecta de anfibios y reptiles.

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especialmente las bromelias o "magueyitos", ya que en estas se encuentran muchas especies de ranas, lagartijas y serpientes. Algunas de estas plantas, que retienen agua, actúan como acuarios para renacuajos y ranas. Es conveniente subir a los árboles y revisar cuidadosamente a cada planta, buscando ranas, salamandras y quizás algunas lagartijas. Como algunas ranas huyen de las bromelias antes de que sean cortadas, es necesario que antes de cortarlas, se envuelvan en un saco de manta o una bolsa de plástico y ya en el suelo examinarlas. Copa de los árboles. Algunas especies de lagartijas y ranas se encuentran únicamente en las copas de los árboles, por lo que es necesario trepar a éstos (es conveniente tomar precaución contra posibles hormigueros), para poder recolectarlos. Troncos en estado de putrefacción. Se deben revisar especialmente los troncos en estado de putrefacción; abajo de éstos pueden encontrarse salamandras, lagartijas y culebras. La hojarasca también debe revisarse con un gancho, un bastón o un palo, ya que alberga numerosas ranas, salamandras, lagartijas y culebras de tamaño pequeño. T ermiteros. Ciertos sapos, algunas lagartijas y serpientes son habitantes de termiteros y pueden obtenerse únicamente rompiendo estas estructuras. Bosque Tropical Caducifolio (Selva Baja Caducifolia). Este tipo de ambiente posee una herpetofauna diferente a la del bosque tropical perennifolio, debido a que presenta dos estaciones bien marcadas, una seca y otra de lluvia; no obstante lo anterior, se recomienda el buscar anfibios y reptiles en los mismos lugares sugeridos para el bosque tropical perennifolio. En los ríos y lagunas se pueden encontrar tortugas que se recolectan por medio de trampas; también se pueden encontrar cocodrilos. Debido a la menor altura de sus árboles, las lagartijas arborícolas son más 'visibles en la época de secas y es posible recolectarlas con resortera o rifle de diábolos, mostacilla o directamente con las manos; en el caso de especies pequeñas de lagartijas, como en el bosque tropical perennifolio, debido a su gran diversidad, es necesario recolectar en todos los sitios posibles. Bosque de Coníferas (Bosque Templado). En este tipo de bosque existen diferentes estratos en los que se pueden encontrar diferentes especies. El primer estrato es el arbóreo, en el cual se requiere revisar los troncos de los árboles, los huecos y hendiduras de los troncos, o bien, entre las hojas de las plantas epífitas que se pueden encontrar sobre éstos. Se debe buscar bajo los troncos de árboles caídos, debajo de sus cortezas flojas y sobre tocones, ya que son los sitios preferidos por algunas lagartijas y serpientes; las acumulaciones o montones de ramas y hojarasca sobre el suelo también son refugio de muchas especies en estos bosques, Otro de los estratos en los que se pueden recolectar anfibios y reptiles son los pastizales característicos de estos lugares, en particular entre los pastos amacoyados, en cuya base se pueden encontrar madrigueras de lagartijas o salamandras. Debajo de piedras y troncos en descomposición se pueden localizar serpientes y salamandras, estas últimas particularmente en temporada de lluvia o cuando el lugar tiene suficiente humedad. El estrato rocoso es el preferido por algunas especies de lagartijas ya que es 23

buen lugar de refugio, sobre todo entre las grietas que se forman en grandes rocas. Durante la temporada de lluvias, es posible encontrar grandes concentraciones de ranas o sapos y sus huevos o renacuajos en los alrededores de charcas temporales o lagunas. Al recorrer la ribera de los arroyos se pueden encontrar ajolotes nadando, particularmente en los remansos de los mismos. En los bosques con alteración humana, es posible encontrar lagartijas en las cercas construídas con acumulaciones de piedras o en casas y edificaciones abandonadas. Bosque Espinoso (Chaparral). Estos bosques tienen una fauna diferente; es posible encontrar lagartijas y serpientes, buscando sobre los árboles y sobre y bajo rocas. En este tipo de ambiente, es necesario el uso de resortera o rifle de municiones o mostacilla para la recolecta de lagartijas, ya que la mayoría son muy veloces. Pastizal. En este ambiente son comunes las lagartijas y serpientes. En los páramos y en las áreas de gran altitud se pueden encontrar lagartijas y serpientes y quizás algunas salamandras buscando bajo cualquier objeto. Matorral Xerófilo (Matorral Espinoso, Nopalera). Revisar cuidadosamente los matorrales y bajo cualquier objeto para recolectar lagartijas y serpientes. Entre las hojas de magueyes (Agave sp.) y plantas parecidas es posible hallar geckos, otras lagartijas y ranas. Zonas Desérticas. Son muy diferentes de la mayoría de los hábitats menciona~ dos. Se debe tener en cuenta que las áreas desérticas tienen altas temperaturas al medio día, por lo que muchos animales son nocturnos o crepusculares. La recolecta a pie con una lámpara de mano o en un vehículo con las luces encendidas, que avance lentamente a lo largo de las carreteras, puede ser muy productiva, principalmente durante las primeras noches calientes del año y después de fuertes lluvias, que es cuando se activan muchos anfibios y reptiles del desierto. Moviendo rocas o cúmulos de arena, podemos encontrar serpientes y lagartijas. Sobre las rocas es posible recolectar iguánidos y serpientes. La revisión de los huecos o pequeñas cuevas puede ser muy productiva, ya que son sitios adecuados para evitar las altas temperaturas que prevalecen durante algunas horas del día. Otros sitios en los que se pueden hallar organismos son los siguientes: Pueblos y Ciudades. Aunque generalmente se recolecta en el campo, al investi~ gar la fauna urbana, se han encontrado algunas especies de anfibios y reptiles que habitan en las ciudades que se encuentran ubicadas en diferentes tipos de ambientes. Así, durante la noche es posible encontrar algunas lagartijas (Geckos) dentro o sobre las casas y corteza de los árboles en ambientes tropicales. En los estanques de jardines y parques se pueden hallar sapos y ranas sobre el suelo, árboles y paredes. Revisando pozos y casas abandonadas se pueden obtener otros organismos, como pequeñas culebras, lagartijas, salamandras y ranas. Tierras de Cultivo. Aun en áreas cultivadas es posible hallar serpientes, salaman~ dras y lagartijas que salen al arar los terrenos. En los estanques y zanjas de irrigación es posible encontrar ranas y sapos y, en algunas ocasiones, tortugas. Los platanares (bananares) y árboles parecidos pueden constituir una fuente importante de sala, mandras, ranas y algunas serpientes, por lo que es conveniente revisar en las axilas de las hojas.

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Rocas. Muchas especies habitan en áreas rocosas. Algunas lagartijas, salaman~ dras y ranas habitan bajo éstas. Ciertas ranas se reproducen en estanques formados sobre rocas y es posible hallar renacuajos deslizándose sobre su superficie. En riscos o pilas de rocas es conveniente revisar donde hay grietas, arrancar los musgos, voltear las rocas y registrar las lajas de rocas con un gancho o pinzas herpetológicas, para capturar ranas, lagartijas y frecuentemente serpientes que se esconden debajo. Lugares Arenosos. Los sitios arenosos en trópicos húmedos o no áridos frecuentemente albergan sapos, serpientes y lagartijas de diferentes especies, y es necesario visitarlos tanto en la noche como en el día y cavar al pie de la vegetación para hallar formas cavadoras. Cuevas. Revisar minuciosamente con una lámpara; en ellas se pueden encontrar salamandras, ranas y algunas serpientes. Arboles Caídos. Debajo de los árboles caídos viven formas cavadoras que pueden capturarse removiéndolos. Bajo la corte~ za de estos árboles también se pueden encontrar diversas especies de salamandras. Estanques y Cuerpos de Agua Temporales. Durante el día se pueden buscar culebras y tortugas; por la noche sapos y ranas. Aun los charcos pequeños pueden tener renacuajos, ranas y sapos por la noche. Algunas ranas y sapos se pueden encontrar en la orilla y otras solamente sobre los junquillos. La captura de serpientes acuáticas, tortugas V ranas, frecuentemente es más fácil durante la noche. Riachuelos y Otras Corrientes. Se deben tener en cuenta las mismas recomendaciones que para la recolecta en estanques. En los riachue10s, principalmente en la noche, se pueden encontrar especies que no hay en otras partes. Se debe buscar tanto en el agua, como en las orillas. Revisar bajo las caídas de agua, buscando sapos y sa1amandras. Buscar entre los musgos. Revisar bajo las hierbas en las riberas. Los renacuajos se pueden buscar en charcos o bajo caídas de agua. Para encontrar ranas arboríco1as es conveniente revisar sobre las plantas y rocas de los arroyos. En las corrientes grandes se debe buscar en remansos y embalses y utilizar trampas para tortugas dulceacuíco1as. Pantanos y Ciénegas. Se pueden seguir las mismas recomendaciones menciona~ das para los estanques. Los Cecílidos frecuentemente habitan en el suelo alrededor de pantanos, donde el cieno se empieza a solidificar y es posible descubrirlos cavando con palas. También pueden encontrarse ranas y algunas culebras. Es conveniente revisar la vegetación circundante. Ríos Caudalosos. Pueden estar habitados por cocodrilos y tortugas dulceacuíco~ las. Se pueden utilizar trampas para tortugas y revisar los alrededores buscando tortugas y anfibios. Playas. Hay muchas especies características de la playa, principalmente las lagartijas y algunas serpientes que habitan en la arena, escondidas bajo la vegetación costera. Las playas rocosas tienen otras especies; es conveniente revisar las rocas buscando lagartijas y serpientes. Se deben examinar los estanques detrás de las playas y la vegetación cercana durante la noche y durante el día. Aun en el manglar es posible hallar algunas lagartijas, serpientes y cocodrilos. Océano. En regiones tropicales se pueden encontrar tortugas y serpientes marinas. Las serpientes se pueden capturar sobre costas de atolones o islas de coral a 25

donde llegan para dar nacimiento a sus crías. Debido a la sobre explotación que han sufrido las tortugas marinas, sólo se recomienda la compra de ejemplares de talla pequeña a los pescadores o quizás ni siquiera esto, ya que son especies que hay que proteger. 2.3. Cuándo Recolectar En ocasiones, los anfibios y reptiles son difíciles de localizar, ya que sus patrones de actividad, además de ser diferentes para cada especie, son altamente dependientes de las condiciones climáticas, por lo que varian según la estación. En consecuencia, el éxito de la recolecta depende en gran medida de las horas y la estación en que se colecte. Idealmente se deben realizar recolectas durante cada estación a diferentes horas del día y revisar las diferentes comunidades vegetales, con la finalidad de obtener la mayor diversidad de especies. Cuando esto no es posible, debemos considerar que en términos generales, las estaciones más favorables serán aquellas con mayor temperatura y mayor humedad ambiental y precipitación. En el bosque tropical perennifolio muchos de los reptiles son diurnos, por lo que las mejores horas del día para la recolecta son las de la mañana. Si bien, es necesario buscar por la tarde y por la noche para organismos crepusculares y nocturnos, como son las ranas y algunas serpientes. Las mejores estaciones para recolectar son la primavera, el verano y el otoño. Las mismas horas son adecuadas para buscar a estos organismos en un bosque tropical caducifo1io, pero la mejor recolecta se obtendrá durante la temporada de lluvias, principalmente para los anfibios y serpientes. En los bosques de coníferas, las horas más adecuadas son las más calientes del día y se recolectará en mayor cantidad en primavera y verano. Durante el invierno es difíci110calizar a los organismos activos, debido a la baja temperatura. En desiertos, las recolectas deben realizarse durante las primeras horas de la mañana (generalmente entre 6 y 11 A.M.), ya que los organismos tienden a evadir las altas temperaturas del medio día. Debido a que existe un gran número de formas crepusculares y nocturnas, la recolecta durante el crepúsculo e inmediatamente después de las primeras horas de la noche es imprescindible. La recolecta de muchas especies de ranas y sapOs es más productiva durante la temporada de lluvias y, algunas veces, es más fáci110calizarlos en los momentos en que está lloviendo o inmediatamente después de que ha pasado la lluvia. 2.4. Técnicas de Recolecta Tanto las técnicas, como el material utilizado para recolectar anfibios y reptiles, dependen en gran medida del hábitat, por lo que a continuación mencionamos las más utilizadas, pero debemos tener en cuenta, que en ocasiones será necesario modificarlas e incluso innovar otras técnicas, en función de la habilidad y experiencia del colector o del material que haya disponible. 2.4.1. Anfibios Algunas especies de sapos y sa1amandras son residentes permanentes de estan26

ques y lagos y pueden encontrarse durante todas las estaciones de! año, mientras que otras especies migran hacia los cuerpos de agua en la temporada de reproducción y pueden recolectarse ahí. Para su captura se pueden utilizar redes con luz de malla pequeña y un chinchorro puede ser de gran utilidad para la captura de adultos y larvas de anfibios. Sin embargo, debido a que algunas especies de regiones húmedas ponen sus huevos en los sitios más húmedos sin aproximarse nunca a los cuerpos de agua, no se debe de omitir la revisión de esos sitios. La recolecta nocturna de ranas y sapos con lámpara en la época de reproducción puede ser muy exitosa, ya que los machos tienen cantos característicos que son muy evidentes en esa temporada. Para la recolecta se busca el sitio de origen del canto con la luz de la lámpara, muchos ejemplares pueden dejar de cantar al aproximarse e! colector al sitio donde se encuentran estos organismos, pero al apagar la luz reanudan e! canto, por lo que es posible localizarlos encendiendo y apagando la luz de la lámpara; debido a que la luz los inmoviliza (por deslumbramiento), será muy fácil capturarlos utilizando una red con mango largo o simplemente con la mano (fig. 5). Las salamandras terrestres pueden recolectarse facilmente utilizando un gancho para voltear troncos y rocas, capturando los ejemplares con la mano. Los cecílidos pueden encontrarse debajo de madera húmeda o cavando con una pala, especialmente cerca de lugares pantanosos en e! sitio donde e! cieno empieza a solidificar. Algunos habitan en el suelo debajo de pilas de estiercol y se les puede obligar a salir removiéndolo. Frecuentemente las lluvias fuertes hacen que salgan a la superficie (Myers, 1956).

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Fig. 5. La Captura de ranas y sapos.

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Fig. 6. Vara con lazada para la captura de lagartijas.

Los especímenes recolectados deben guardarse en bolsas o reCIpIentes de plástico provistos de toallas de papel húmedas, musgos y hojas. Se requiere de un gran número de recipientes o bolsas, ya que los organismos deberán ser separados (de preferencia) según el sitio de recolecta y la especie, o cuando menos por género, ya que casi todos los anfibios secretan substancias mucosas que pueden ser ponzoñosas para las orras especies y por lo tanto matarlas. 2.4.2. Reptiles Los reptiles son muy abundantes en México, y son las lagartijas las que se capturan más fácilmente, usando diversos métodos. Uno de estos métodos consiste en el uso de una vara larga, en cuyo extremo se coloca una cuerda en forma de asa o lazada, que se introduce en el cuello del reptil y se tira con rapidez hacia arriba o hacia atrás del animal (fig. 6). Este método, aunque tardado, es de gran eficacia para recolectar a los organismos vivos. En lagartijas pequeñas es apropiado el uso de ligas y resortera, y según el hábitat y la especie, la captura se puede hacer a mano. Para las lagartijas grandes o arborícolas se puede utilizar pistola o rifle calibre 22, pero procurando tirar al cuello del espécimen, o bien utilizar cartuchos de mostacilla, con la finalidad de no dañar carácteres taxonómicos. Es de gran importancia ser muy cuidadoso con las colas de las lagartijas, ya que en la gran mayoría, son extremadamente quebradizas por lo que se recomienda no capturarlas por la cola. Las serpientes son los reptiles, aunque abundantes, mas difíciles de capturar, ya que su hallazgo es menos frecuente, dependiendo de la estación en que se esté recolectando. Las serpientes no venenosas pueden capturarse usando solo un gancho común, vara o directamente con las manos. Sin embargo, si existen dudas, lo más conveniente es tratarlas como si fueran venenosas. Para ejemplares pequeños se recomienda usar una varita, colocándola sobre el cuello para inmovilizarlos y poder 28

atrapados, buscando inmediatamente la base de la cabeza. En el caso de ejemplares de mayor tamaño, además de sujetar el cuello con algún objeto, se debe de utilizar pinzas herpetológicas o un palo para inmovilizar la cabeza (fig. 7 y 8) y capturarlos , sujetándolos firmemente por detrás de la mandíbula (fig. 9). Para la captura de serpientes venenosas, sólo se recomienda el uso de pinzas herpetológicas, que mediante la presión del mango permitan apresar la cabeza de la serpiente (fig. 7), y el de pistola o rifle calibre 22 de preferencia con cartuchos de mostacilla. Las culebras vivas se pueden transportar en sacos de lona o manta, introduciendo primero la parte posterior, el saco debe torcerse, doblarse y amarrarse en el extremo (fig. 10). En estos casos es conveniente llevar la bolsa alejada del cuerpo y no es recomendable que un colector solitario lleve una serpiente venenosa, ya que podría necesitar ayuda en el caso de una mordedura ocasional (ver apéndice). Aunque generalmente no se utilizan trampas para recolectar lagartijas y serpientes, las trampas de embudo pueden ser de utilidad en algunas ocasiones. Para construidas, Fitch (1951) recomienda utilizar una tela de alambre de tamaño de malla de 1/4 ó 1/8 de pulgada. La tela se enrolla para formar un cilindro y se sostiene en esta forma, entrelazando las orillas entre sí. En cada extremo se ajusta firmemente una entrada en forma de embudo y cada extremo del cilindro se vuelve hacia adentro en ángulo recto, por media pulgada o más, formando una orilla (fig. 11). Para asegurar un reforzamiento extra pueden usarse grapas grandes para unir las mallas del embudo al extremo del cilindro, especialmente en trampas que pueden ser dañadas por depredadores. La efectividad de las trampas se incrementa poniéndoles una puerta de acrílico transparente dentro de cada entrada para el tunel. La puerta gira sobre su parte superior, la cual se perfora y se une a la trampa con un alambre fino. Estas trampas deben colocarse entre "barreras naturales" tales como troncos hundidos, paredes o rocas que guían al animal a la boca del embudo. Pueden usarse diferentes tamaños: Para lagartijas pequeñas, trampas de 20 cm de largo por 7.5 cm de diámetro; para culebras y lagartijas más grandes, trampas de 40 cm. de largo por 15 cm. de diámetro. Las tortugas terrestres pueden recolectarse a mano, después de habedas localizado visualmente. Para la captura de tortugas acuáticas pueden diseñarse diversas trampas o compradas a los pescadores en cuyas artes caen ocasionalmente. También se debe considerar que muchas tortugas acuáticas vagan sobre tierra durante la temporada de lluvias. Algunas tortugas acuáticas (como las pertenecientes a los generos Chelydra, Kinosternon y Trionyx) se encuentran en el fondo de aguas someras y con frecuencia decansan sus cabezas sobre el sustrato con el resto de sus cuerpos enterrados y pueden localizarse caminando en aguas someras y buscando en pequeñas depresiones en el lodo o la arena (Plummer, 1979); no obstante lo anterior, es recomendable tener precaución con Chelydra y con Trionyx, ya que son tortugas feroces que pueden morder, produciendo algunas veces heridas de gravedad. En el caso de que sea necesario el uso de trampas, Legler (1960), Conant (1976) y Plummer (1979) sugieren el uso de la trampa de embudo con cebo. Esta trampa consiste de un armazón cilíndrico (o serie de aros metálicos) cubierta con red de algodón o nylon; y un embudo invertido que se proyecta dentro del cuerpo de 29

Fig. 7. Cómo inmovilizar la cabeza de una serpiente.

Fig. 8 .. Cómo sujetar una serpiente por la cabeza.

Fig.9.

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Cómo sujetar la serpiente.

Fig. 10. Cómo colocar una serpiente venenosa en un saco.

Fig. 11. Trampas de embudo para lagartijas.

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la trampa y posee una abertura horizontal a través de la cual la tortuga puede entrar fácilmente (fig. 12). Las medidas y materiales varían entre los colectores, Legler (1960) recomienda una red de 4 aros de varilla de aluminio con un diámetro de 6 mm. y paredes de aproximadamente 60 cm de diámetro. Los cuatro aros se colocan dentro de un rectángulo de red de tamaño apropiado; debe ser suficientemente grande para ajustar alrededor de los aros y lo bastante largo para permitir el espaciamiento de los aros y la fabricación de un embudo invertido a cada lado; Conant (1975), recomienda utilizar 3 aros de 75 cm de diámetro y de una longitud de 1.2 a 1.5 m de largo. Para escoger el tipo de cebo se debe de considerar el tipo de alimentación de la especie que se desea atrapar; no obstante lo anterior, Legler (1960) menciona que algunas de las tortugas completamente herbívoras, son atraídas por cebos de carne; se recomienda utilizar carne molida fresca, pedazos de pescado fresco o hígado. El cebo debe colocarse en un contenedor, para evitar que la primera tortuga que entre lo consuma todo; para estos fines se puede utilizar un bote pequeño, con tapa, al que se le hacen hoyos en el fondo y en los lados (Conant, 1975). Una vez lleno debe colgarse de la parte superior y central de la trampa, en forma tal, que el cebo quede completamente sumergido. Cuando no es posible obtener cebo fresco se pueden utilizar sardinas enlatadas y en este caso el contenedor puede ser la misma lata (fig. 12). Para mantener la trampa abierta y rígida, puede sostenerse por medio de líneas, o hacerla flotar uniéndola a dos troncos o dos piezas de madera. Es necesario que la parte superior de la (rampa quede sobre la superficie del agua, para que las tortugas puedan respirar, de otro modo morirán ahogadas. Debido a que el tamaño que alcanzan las tortugas pueden constituir un problema para su conservación en colecciones, es preferible seleccionar ejemplares pequeños.

Fig. 12. Trampas de embudo con cebo para tortugas.

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Debido a la escasez de los cocodrilos, caimanes y lagartos, no es recomendable hacer uso de ellos para colección, sin antes hacer un estudio de las poblaciones dentro de su distribución, donde todavía es posible. detectarlos; de lo contrario se recomienda disponer para una colección, solo de ejemplares que se mueran por causas naturales o enfermedades en los criaderos o cultivos y de éstos sólo los ejemplares pequeños, ya que los adultos dificilmente se pueden conservar en una colección. Existe una técnica para la recolecta de cocodrilos pequeños (hasta de 1.2 m de longitud total), que consiste en el uso de una garrocha con una lazada de cable de acero o piola o cordel plástico. La captura debe realizarse en los cuerpos de agua en que habitan y preferentemente por la noche a bordo de una lancha. Los cocodrilos se localizan desde la lancha, utilizando una lámpara de cabeza para buscar el brillo de sus ojos y deslumbrados, una vez localizado el ejemplar se procede a su captura manio~ brando la lancha suavemente hasta estar a la altura del animal y colocando rápida~ mente la lazada en su cuello, cerrándola inmediatamente (Chabreck, 1963). (Fig. 13). Este método es recomendable siempre y cuando los ejemplares sean manejados vivos para un estudio que lo justifique. Algunas veces, cuando se requiere de la recolecta de grandes cantidades de ejemplares, o bién, cuando se requiere de estudios a largo plazo con anfibios y reptiles terrestres, se utilizan dos técnicas combinadas: las trampas de foso (botes de aceite para autómovil de cinco litros, que se entierran por los lugares en que pasan los animales) y los animales son guiados hacia los fosos por medio de un cercado de contención de lámina de plástico o lámina galvanizada lisa, o bien, con malla mosquitera plástica pero con un cintillo en la parte inferior que evite que los animales trepen y brinquen por la malla; la lámina o malla que se use deberá tener aproximadamente un metro de altitud (para mayores detalles sobre este método ver Whitfield y Semlitsch, 1981). 2.5. Cómo Matar los Ejemplares Los ejemplares que se capturan vivos deben matarse de la forma menos

Fig. 13. Garrocha con lazada para lagartos y caimanes.

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dolorosa y más piadosa posible, de forma tal que queden con los músculos relajados, para permitir posteriormente su fijación y endurecimiento en posiciones adecuadas para su examen en el laboratorio. Los anfibios deben colocarse en soluciones que contienen agentes narcotizanteso La cloretona (clorabutanol-hidratado) es el más adecuado. Se prepara una solución saturada de cloretona (hasta que por más que se agite el polvo o los cristales de cloretona, no se disuelvan), se filtra y se agregan cuatro partes de agua al filtrado. Los especímenes se colocan en recipientes con una cantidad suficiente de solución de cloretona para cubrirlos totalmente, tapando el recipiente. Los animales nadarán por algunos instantes antes de hundirse (Knudsen, 1972). Una alternativa más económica es utilizar una solución de alcohol al 1Oó 20% de la misma forma en que se usa la solución de cloretona. En el caso de los reptiles, el método menos doloroso es el de congelarlos. Para esto, los especímenes deben colocarse en bolsas con los datos de campo adentro y permanecer en el congelador por una noche o las horas necesarias para su congelación. Para evitar la ruptura de algunas partes del cuerpo como extremidades y cola, deben descongelarse completamente antes de proceder a su preparación como cualquier otro espécimen. Se debe evitar la descongelación brusca, porque daña los tejidos. Por otra parte se debe tener en cuenta que la permanencia prolongada de los especímenes en el congelador, los deshidrata y los hace inservibles para una colección. Cuando no es posible el uso del congelador, se recomienda el uso del nembutal (pentobarbital) inyectando en el corazón, en la cavidad del cuerpo, o bien, directamente en el cerebro. El nembutal se vende comercialmente en la concentración de 1 g por cc; para reptiles pequeños se recomienda usarlo en disolución de una parte o parte y media por 10 de agua destilada y concentrada para reptiles de gran tamaño. Si no se dispone de otros medios, para ejemplares pequeños se recomienda descerebrarlos, introduciendo una aguja hipodérmica por la base del cráneo y de aquí hacia el cerebro, removiendo la masa encefálica, o bien inyectar formol directamente al corazón, lo cual produce una muerte rápida. El uso de cloroformo y éter sólo se recomienda para tortugas o ejemplares muy grandes (boas), ya que en ejemplares pequeños produce convulsiones y pérdida de escamas. En este caso se colocan los ejemplares en recipientes de tamaño apropiado al del o los especímenes que se sacrificarán y que puedan ser cerrados o tapados herméticamente, agregando previamente un algodón o toalla de papel empapado en el anestésico. 2.6. Libretas y Notas de Campo Una parte muy importante del trabajo en el campo y en particular de recolectar anfibios y reptiles es el llevar un adecuado registro de las actividades que se realizan en el campo. Con este objeto, es adecuado tener una libreta de campo en forma personal, la cual puede ser cualquier tipo de cuaderno, portafolio o carpeta con hojas intercambiables, o las libretas de tránsito utilizadas por los topógrafos para hacer sus anotacio-

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nes sobre el relieve del terreno; de cualquier forma, lo conveniente es que la libreta contenga papel de buena calidad para resistir las condiciones ambientales, mientras se recolecta. Las anotaciones en esa libreta se deberán hacer de preferencia con tinta negra indeleble (tinta china), utilizando para ello estilógrafos (de los utilizados por dibujantes e ingenieros). Solamente en casos extremos, que no se tenga a la mano el material antes citado, se recomienda escribir con lápiz duro y nunca tomar notas con bolígrafo o con pluma fuente, ya que al contener tinta lavable, ésta puede correrse o lavarse al caerle algunas gotas de lluvia o de sudor. Las notas de campo deben de ser de dos tipos diferentes: El catálogo de campo y el diario de campo, o bien, una combinación de ambos. En e! catálogo de campo, se le da un número de catálogo a cada ejemplar recolectado, que se inicia con el número 01, que corresponde al primer ejemplar recolectado y llegará progresivamente a un número infinito dependiendo del material que se recolecta (fig. 14). Este número debe coincidir con el de la etiqueta que se coloque al ejemplar. Los datos mínimos que deben incluirse son: Localidad, citando país, Estado o Provincia, Municipio o Condado. Ciudades o vías de comunicación que se puedan referir, estimando la distancia en mapas, siempre que sea posible; fecha, escribiendo siempre el nombre completo del mes o indicándolo con números romanos; nombre del colector o colectores; hora de captura; características ambientales como humedad y temperatura; especies obtenidas (si son conocidas), asi como las especies observadas; notas sobre la coloración del cuerpo de los ejemplares recolectados y número de campo para cada espécimen (fig. 14). Otros datos de gran utilidad son: las características del microhábitat y observaciones sobre la actividad o inactividad, actividad reproductiva, puesta de huevos, asoleo, búsqueda de alimento, etc. El diario de campo, consiste en una libreta o parte de la misma libreta, en la que se hará una narración detallada de las observaciones de campo sobre las diferentes especies, las actividades desarrolladas por los integrantes del grupo de investigadores o colectores, características del hábitat, vegetación, etc. (fig. 15). Cada ejemplar debe ser etiquetado firmemente dándole un número de catálogo; las etiquetas deberán ser de un papel resistente a los fijadores y preservadores (se recomienda el uso de pape! cristal delgado) y escritas con tinta indeleble o lápiz duro haciendo referencia al número de la libreta de campo (fig. 16). La etiqueta deberá amarrarse utilizando hilo de cáñamo en el miembro posterior derecho, en el caso de anuros, salamandras y saurios, sin cubrir los poros femorales de las lagartijas. Mientras que los ofidios y cecílidos deberá colocarse a la mitad del tercio antenor del cuerpo ("cuello"). Los renacuajos, aun y cuando presenten extremidades, nI) se les amarran etiquetas, en lugar de esto se incluye una sola etiqueta de campo para todo e!lote, en el frasco o bolsa en que se colocan.

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Fig. 15. El diario de la libreta de campo.

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Fig. 16. La etiquetación

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del matetial colectado.

3. FIJACIÓN Y PRESERVACIÓN

3.1. Fijadores El fijador más utilizado es la formalina (formal diluido). Se prepara diluyendo la solución de formaldehido comercial a la concentración deseada (generalmente al 10%). Los especímenes deben permanecer en formalina hasta que los tejidos estén completamente penetrados por ésta y endurecidos; el tiempo requerido depende de la temperatura y el tamaño de los especímenes (Rink ee al., et al., 1978). En el caso de ejemplares que se recolectan ya muertos, es más conveniente el uso del F.A.A. (formal, alcohol y ácido acético); (ver apéndice 6.3). Aun cuando la mayor parte de las colecciones utilizan formalina no neutralizada, debe considerarse que la acidez de la formalina puede causar descalcificación de tejidos duros y esto puede constituir un serio problema con especimenes que deben ser aclarados y teñidos para estudios osteológicos (Rink ee al., 1978). Otro aspecto que debe considerarse es que el formaldehído se oxida formando ácido fórmico y, dado que este proceso ocurre más rápidamente en soluciones diluidas (corno la del 10i/{) más frecuentemente utilizada), la formalina deberá prepararse únicamente cuando es necesario y neutralizada si va hacer utilizada por mucho tiempo. El neutralizador más indicado es el fosfato de sodio (ver apéndice 6.3) y no borax que se utiliza frecuentemente. Observaciones de Rink eeal., (1978) indican que el borax puede causar un incremento en la velocidad de aclaramiento de especímenes y puede ser más perjudicial que el no neutralizar la formalina. En adición, Rink ee al., (1978) señala que se ha observado un efecto de capa en el pH de las soluciones de formalina usadas para la preservación de especímenes, con un pH ácido en el fondo del recipiente y dibásico en la parte superior, por lo que se sugiere que los frascos en que los especímenes son fijados se muevan periódicamente para mezclar la solución. 3.1.1. Preparación de los Animales ANFIBIOS Los sapos, ranas y salamandras de cuerpo grande deben inyectarse con formalina en la cavidad corporal o realizar un corte lateroventral (fig. 17), para permitir la fijación del contenido del tubo digestivo. Los anfisbénidos y cecílidos deben inyectarse a lo largo del cuerpo si son de tamaño grande. Las salamandras y ranas muy 39

Fig. 17. Lugares de corte para anfibios grandes.

pequeñas no requieren cortes ni inyección, sólo se colocan entre las toallas o gasas con suficiente formalina hasta su endurecimiento (fijación), sumergiéndose poste~ riormente en un recipiente con suficiente formalina. Es necesario prestar especial atención a la fijación de las larvas de anuros (renacuajos), ya que de no hacerla adecuadamente, se pueden afectar drásticamente los colores, medidas y formas del cuerpo. Para evitar estos inconvenientes, Altig (1970) recomienda fijarlos en formal al 10% neutralizado, procurando que la concentración del formal se altere lo menos posible por el agua de los renacuajos, ya que si los ejemplares se mantienen vivos, incluso por poco tiempo, se dañan y las partes bucales queratinizadas se pueden desprender. No se deben preservar junto con material vegetal, ni muchos ejemplares en poco formal. Después de 24 horas en fijación se deben de cambiar a formal al 1O(};") neutralizado, solución en la cual se almacenarán permanentemente. Los huevos también se conservan en formal al 10% neutralizado. REPTILES En el caso de los reptiles, todos, aun los más pequeños, deben ser inyectados ventralmente con formalina en la cavidad del cuerpo (Hg. 18 y 19). En los machos de lagartijas y serpientes. se deben de evertir los hemipenes, primero presionando ventrolateralmente la base de la cola y luego inyectando una dosis de formalina en el mismo sitio para evertirlo completamente (fig. 20). Para evitar que el hemipene pierda liquido y se contraiga, conviene amarrar su base con un hilo. 40

Fig. 18. Lugares para inyección (X) con formol al 10% y posicionamiento fijación.

Fig. 19. Lugares para inyección (X) con formol al 10% y posicionamiento

de ejemplares para

de serpientes para fijación.

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Fig. 20. Inyección (X) con formal al 10% para la eversión de hemipenes en lagartijas y serpientes.

Fig. 21. Lugares para inyección (X) con formal al 10% y posicionamiento

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en tortugas.

Las tortugas deben fijarse con la cabeza, la cola y las piernas fuéra de la concha y la boca abierta. Se deben inyectar, en la cavidad del cuerpo, en el cuello, patas y la región de los humerales y marginales y en la región anal (fig. 21). Para mantenerlas con la boca abierta se les introduce un pedazo de algodón, gasa o corcho embebidos en formal, hasta su fijación. El espécimen deberá colocarse en un recipiente de plástico o cubeta grande con formalina. En el caso de que no se disponga de una jeringa para inyectar a los animales, se les puede hacer varias incisiones en la región ventral, permitiendo que el formal penetre en la cavidad del cuerpo y de esta manera fije las vísceras. 3.1.2. Posiciones Una vez que los animales han sido inyectados o abiertos para su correcta fijación, se colocan entre dos capas de gasa o toallas humedecidas con formal, en posiciones adecuadas que faciliten su estudio posterior. Los recipientes más adecuados son de fondo plano, material inoxidable y de poca profundidad, recomendamos el uso de cajas de plástico que cierren herméticamente. En el caso de que no se disponga de este tipo de recipientes, pueden utilizarse los que estén disponibles, procurando que los ejemplares queden completamente sumergidos en formal. Las salamandras y lagartijas se colocan sobre su vientre y con los miembros extendidos, pero ligeramente flexionados, los dedos deben quedar extendidos y las colas ligeramente curvadas para ahorrar espacio y evitar que se desprendan (fig. 18). Los anuros se colocan en la misma posición, pero prestando especial cuidado a los dedos, que deben quedar bien extendidos, ya que algunas estructuras digitales son importantes para su identificación; asimismo, las patas posteriores se colocan alargadas hacia atrás, buscando que los talones casi se toquen (fig. 17). Las serpientes se sumergen en la cámara húmeda en la misma posición que los especímenes anteriores, pero enrrollando la cola y cuerpo en forma de anillo, empezando por la cola y finalizando con la cabeza, quedando ésta en el exterior. Una vez que los ejemplares se han endurecido, después de algunas horas, conviene sumergirlos en formal al1 09(') mediante una cámara húmeda, permaneciendo en ésta, hasta que estén completamente fijados, por lo menos durante ocho días para su posterior preservación. 3.1.3. Preparaciones Especiales Cuando los especímenes capturados son demasiado grandes para ser conservados en colecciones, deben preservarse en forma diferente (Pisani y Villa, 1974). Los especímenes demasiado grandes, como muchas tortugas, iguanas, boas y otras serpientes, caimanes y lagartos, ya que requieren un frasco o recipiente con capacidad mayor a cuatro litros, constituyen un serio problema para cualquier colección, al requerir recipientes especiales y costosos, por lo que es necesario prepararlos en forma espeCial. Serpientes En el caso de serpientes grandes, se necesita eliminar el cuerpo, conservando la 43

Las tortugas deben fijarse con la cabeza, la cola y las piernasfuéra de la concha y la boca abierta. Se deben inyectar, en la cavidad del cuerpo, en el cuello, patas y la región de los humerales y marginales y en la región anal (fig. 21). Para mantenerlas con la boca abierta se les introduce un pedazo de algodón, gasa o corcho embebidos en formal, hasta su fijación. El espécimen deberá colocarse en un recipiente de plástico o cubeta grande con formalina. En el caso de que no se disponga de una jeringa para inyectar a los animales, se les puede hacer varias incisiones en la región ventral, permitiendo que el formal penetre en la cavidad del cuerpo y de esta manera fije las vísceras. 3.1.2. Posiciones Una vez que los animales han sido inyectados o abiertos para su correcta fijación, se colocan entre dos capas de gasa o toallas humedecidas con formal, en posiciones adecuadas que faciliten su estudio posterior. Los recipientes más adecuados son de fondo plano, material inoxidable y de poca profundidad, recomendamos el uso de cajas de plástico que cierren herméticamente. En el caso de que no se disponga de este tipo de recipientes, pueden utilizarse los que estén disponibles, procurando que los ejemplares queden completamente sumergidos en formaL Las salamandras y lagartijas se colocan sobre su vientre y con los miembros extendidos, pero ligeramente flexionados, los dedos deben quedar extendidos y las colas ligeramente curvadas para ahorrar espacio y evitar que se desprendan (fig. 18). Los anuros se colocan en la misma posición, pero prestando especial cuidado a los dedos, que deben quedar bien extendidos, ya que algunas estructuras digitales son importantes para su identificación; asimismo, las patas posteriores se colocan alargadas hacia atrás, buscando que los talones casi se toquen (fig. 17). Las serpientes se sumergen en la cámara húmeda en la misma posición que los especímenes anteriores, pero enrroUando la cola y cuerpo en forma de anillo, empezando por la cola y finalizando con la cabeza, quedando ésta en el exterior. Una vez que los ejemplares se han endurecido, después de algunas horas, conviene sumergirlos en formal al1 0% mediante una cámara húmeda, permaneciendo en ésta, hasta que estén completamente fijados, por lo menos durante ocho días para su posterior preservación. 3.1.3. Preparaciones Especiales Cuando los especímenes capturados son demasiado grandes para ser conservados en colecciones, deben preservarse en forma diferente (Pisani y Villa, 1974). Los especímenes demasiado grandes, como muchas tortugas, iguanas, boas y otras serpientes, caimanes y lagartos, ya que requieren un frasco o recipiente con capacidad mayor a cuatro litros, constituyen un serio problema para cualquier colección, al requerir recipientes especiales y costosos, por lo que es necesario prepararlos en forma espeCiaL Serpientes En el caso de serpientes grandes, se necesita eliminar el cuerpo, conservando la 43

cabeza y la cola íntegramente y unidas por la piel del cuerpo. Previamente se registra el color del espécimen y su longitud cabeza~cuerpo, anotando los datos en la libreta de campo. Posteriormente se corta la piel, a lo largo de la región ventral; a continuación se desprende la piel, jalándola y desprendiéndola de la región carnosa del cuerpo (y sólo el cuerpo), hasta que quede desnudo, con la cabeza y cola adheridas a la piel del cuerpo, cortando finalmente la porción desnuda; la cabeza al igual que la cola se inyectan con formol al 10% en las zonas musculosas; en caso de que el ejemplar sea macho, se sigue el procedimiento ya mencionado para evertir los hemipenes. La cabeza, la piel del cuerpo y la cola se sumergen, para su fijación, en formol a110% y la porción desnuda del cuerpo se puede desechar o conservar también en formol al 10% en otro recipiente. Con las boas es necesario tener el cuidado de que, cuando se corte posteriormente el cuerpo, no se eliminen los elementos óseos vestigiales de la pelvis. La piel también puede frotarse con bórax o jabón arsenicado, enrollarse y secarse, en este caso, es mejor preservar la cabeza y la cola separadamente en formalina. Si el ejemplar es macho es conveniente preservar también los testículos. Si es hembra deben de anotarse: la condición reproductiva, número de los huevos y tamaño, si los hay. En el caso de que se encuentren embriones es necesario preservar todo el aparato reproductor. La conservación del contenido estomacal también es recomendable. Tortugas Se debe cortar la cabeza, el cuello y los brazos juntos, como una sola unidad, la cola y los miembros posteriores como otra y conservar ambas en formol al 10%, junto con el estómago y los órganos reproductivos. El carapacho debe descarnarse y secarse cuidadosamente. Lagartos, Cocodrilos y Caimanes Se toma la longitud hocico~cloaca y la longitud total; se separa la piel del cuerpo como en las serpientes, pero quitando también la piel de la cola. Las patas no se despegan ni pelan, pero si se inyectan con formalina, al igual que la cabeza. Se pueden conservar en fijador o bien frotar la piel con bórax o jabón arsenicado, dejándolo secar posteriormente. 3..1.4. Refijación Algunas veces los especímenes se reblandecen o muestran signos de descompo~ sición, por lo que deben ser refijados. Generalmente se utiliza la formalina al 10%, aunque en algunos casos pueden utilizarse concentraciones mayores (15 al 25%). Para refijar, se repite el proceso de fijación antes citado. 3.2. Preservación Los especímenes de museo pueden ser almacenados en soluciones de alcohol transfiriéndolos directamente de la formalina o preferentemente siguiendo a un periodo de lavado en agua. Esto último es un tópico de controversia entre los

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curadores, ya que existen tendencias a cambiar los ejemplares al alcohol después periodos de lavado, desde muy largos hasta muy cortos, o bien a no lavar, ya que se considera que el lavado de los especímenes por un gran periodo de tiempo (depen~ diendo del tamaño), remueve gran parte de la formalina y permite la acción di>los microorganismos activando las-enzimas proteolíticas, por lo que Rink et al., (1978) sugieren que se deje una traza de formalina durante el lavado en agua a los especíme~ nes que se transfieran al alcohol, ya que ésto puede alargar significativamente su conservación. Entre los alcoholes utilizados, el etanol o alcohol etílico de caña se ha considera~ do más adecuado para trabajar que el isopropanol, en términos de olor y efecto sobre la piel. La concentración recomendada por los curadores de grandes colecciones es de 70 a 75% (Rink et al., 1978). Es necesario recordar que el alcohol normalmente se adquiere con una concentración del 96%. Los renacuajos no deben lavarse ni conservarse en alcohol, simplemente se pasan a formol al 10% para su conservación; si bien, algunos autores mencionan el uso de alcohol isopropílico o de otros alcoholes para su conservación, ya que el alcohol permite que las estructuras orales no queratinizadas se visualicen más facil~ mente, pero los renacuajos frecuentemente se ablandan o distorsionan y los patrones de los pigmentos se alteran más que con la formalina. Los especímenes distorsiona~ dos por la deshidratación pueden rehidratarse dejándolos en agua por una noche y transfiriéndolos a formalina al 20% por2~3 horas y después almacenándolos en formalina al 10% neutra (Altig, 1970). 3.3. Preparación de Esqueletos y Partes Óseas Los dos procedimientos más comunes para la preparación de esqueletos o sus partes son: uno de tipo químico (solución de amoniaco) y el otro de tipo biológico (con insectos derméstidos), los que se describen en forma breve a continuación. Solución de Amoniaco Un método muy utilizado es el empleo de una solución de amoniaco a110% en agua. En este procedimiento, las piezas óseas de un solo ejemplar, al que se le ha quitado previamente la piel, se hierven en la solución mencionada durante 20 minutos aproximadamente, quedando los músculos y tendones suficientemente reblandecidos para desprenderlos facilmente del hueso. El problema de este método es que las piezas óseas se pueden reblandecer a tal grado que se desarticulan, en particular los del cráneo, por lo que es necesario evitar que al estar hirviendo se desarticulen, revisando al espécimen de vez en vez. Cuando se ha terminado el tratamiento, el material se enjuaga en agua corriente en un tamiz o colador de malla fina y antes de desechar el amoniaco en que se hirvió el ejemplar, se hará pasar también por este tamiz, en ambos casos para evitar la pérdida de huesecillos y dientes. El tejido nervioso podría permanecer en el cráneo por lo que se eliminará con agujas de disección o pinzas finas vía el foramen magno. Una vez limpio el esqueleto y si así se desea, el material se puede blanquear al exponerlo seco a los rayos del sol, o bien, sumergiéndolo en agua oxigenada. En cualquier caso, es muy importante no perder el número de catálogo del colector o de

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la colección, ya que de lo contrario, el material perderá gran parte de su valor al perderse el origen y procedencia del animal (para más detalles sobre este método, se recomienda la consulta de Ramírez-Pulido et al., 1989). El U so de Insectos Derméstidos La utilización de organismos ha probado ser el método más eficiente para limpiar huesos y cráneos de vertebrados y en particular de todos los organismos utilizados, los derméstidos son los que mejor resultado han dado. Los derméstidos, son insectos del orden de los coleópteros y es la especie Dermestes maculatus la que se utiliza con mayor frecuencia. Se ha observado que las larvas de estos organismos siendo las más voraces y por lo tanto las que más pueden limpiar un esqueleto, conviene tener un número grande de ellas. Estos insectos se alimentan principalmente de músculos y cartílagos de cadáveres de vertebrados, aunque también consumen sus pieles, papel y madera. Para seguir esta metodología se recomienda la formación y mantenimiento de una colonia de derméstidos (Ramírez Pulido et al., 1989), en cajas de fibra de vidrio o de aluminio, que garanticen el cierre hermético y se eviten fugas hacia otras colecciones de ejemplares de colección tanto de plantas como de animales, ya que puede también atacarlos, por lo que se recomienda que se instalen lo más lejanamente que se pueda de éstos. Las cajas tendrán el tamaño que el usuario requiera, en función de la dimensión de los esqueletos a limpiar. A la caja se le pueden hacer compartimientos, mediante el empleo de cartones para el empaque de huevos, entre los que se pueden colocar pequeños cráneos o partes de esqueleto o esqueletos pequeños completos. Para evitar que una vez que estén limpios y para evitar que sus huesos se puedan mezclar con los de otros ejemplares, se recomienda amarrar los esqueletos y si éstos son medianos o grandes se deberán colocar en cajas separadas. Para la sobrevivencia de la colonia de derméstidos, se recomienda (Ramírez-Pulido et aL., 1989) mantenerlos a una temperatura entre 22° y 32°C, la humedad es también un factor importante, por lo que es recomendable colocar pliegos de papel absorbente en la caja y sobre la colonia y rociar agua sobre el mismo, pero no en exceso, para evitar la formación de hongos en los ejemplares a limpiar, lo que impide que los derméstidos limpien esas piezas. Los organismos que se sometan a la acción de los derméstidos, deben ser eviscerados y los huesos descarnados lo más que sea posible, los restos se deben secar en una campana de extracción para evitar olores desagradables y el contacto con moscas y otros insectos. En el caso de material que se halla fijado en formol o alcohol se debe remojar en agua durante 24 o 48 horas, después se deberá bañar en extracto de carne, se dejará secar y se introducirá al dermestario y si hay rechazo, se remoja en grasa de tocino y se introduce nuevamente a la colonia. Para mantener saludable esa colonia, se debera introducir un abasto de esqueletos regularmente, ya que de no ser así, la colonia declinará. En cualquier caso, una vez limpios los esqueletos se debe cuidar que las etiquetas permanezcan en ellos y los huesos resultantes se guardan en frascos o cajas 46

con tapa por separado. La colección de esqueletos se guardará de preferencia en un mueble por separado de los ejemplares preservados en líquidos. Los derméstidos se pueden recolectar en cualquier cadáver de animal que se localice al aire libre (más detalles sobre estas técnicas se pueden encontrar en Ramírez~Pulido et al., 1989).

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4. MANEJO DE LAS COLECCIONES

4.1. Recipientes para Especímenes Para la conservación adecuada de los especímenes, la elección de un recipiente durable y que cierre bien, es tan importante como el preservador. Existen en el mercado frascos de diferentes tamaños y cubetas de plástico con tapa hermética (figs. 1 y 2) que pueden utilizarse (ver apéndice); si bien ningún recipiente es perfecto, se pueden señalar algunas recomendaciones generales para su selección, siguiendo los criterios de diferentes autores (Rink et al., 1978; Smith, 1965) y de nuestra experiencia. La evaporación es el más serio problema de los recipientes. En la Colección del Instituto de Biología de la UNAM, el uso de vaselina neutra en las tapas ha dado buenos resultados para disminuirla. Una alternativa práctica y económica usada en otras colecciones es sellar los frascos con pedazos de polietileno. Las tapas deben ser resistentes al uso y a la oxidación y tener empaque de cartón; en el caso de que se utilize polietileno para sellar, éste se colocará antes de cerrar el frasco; si se utiliza la vaselina, ésta se aplicará en las zonas en que la tapa hace contacto con el frasco, para que éste cierre herméticamente. Es necesario seguir los mismos procedimientos cada vez que se abran los frascos para revisar los ejemplares. Idealmente los especímenes deben estar en recipientes suficientemente grandes y con boca suficientemente ancha para que sea posible removerlos sin dañarlos. Los especímenes nunca deben estar apiñados. En el caso de grandes series de organismos, éstos deben colocarse en recipientes grandes o acomodarse en más de un recipiente. Para ejemplares muy grandes se pueden utilizar tanques de acero inoxidable de fabricación especial, tanques de concreto o de. fibra de vidrio; sin embargo, estos recipientes son muy caros, además ocupan mucho espacio y su profundidad hace difícil remover especímenes, por lo que no se recomiendan para colecciones peque~ ñas. El uso de cubetas de plástico que cierran herméticamente, como las que fabrican para contener pintura, es una alternativa más práctica y económica, aunque su vida útil no es muy larga. Se recomienda que el volúmen del líquido sea cuando menos el doble del volúmen de los especímenes y llene por completo el recipiente, ya que así será más fácil detectar cualquier evaporación o falta de alcohol.

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4.2. Evaporación y Revisión de las Colecciones Puesto que ninguno de los recipientes utilizados en las colecciones es perfecto, se requiere de la revisión periódica de las colecciones para remplazar el líquido evaporado; sin embargo, debe considerarse que existen serios problemas con la práctica del llenado parcial de frascos en los cuales el alcohol se ha evaporado. Durante los primeros estados de pérdida del líquido, la primera porción que se evapora es el alcohol, que es más volátil que el agua. En caso de evaporación excesiva, sólo quedará el agua en el frasco. Si se utiliza una solución estándar (70 al 75%) de alcohol para llenar un frasco con alcohol más diluído, la concentración final no sería la deseada. Por otra parte, cuando se llena con una concentración mayor (80% por ejemplo), la concentración se elevará, pero esto no asegurará que la concentración sea la adecuada. Debido a esto es preferible cambiar todo el alcohol cuando sea posible, o cuando la evaporación ha reducido el contenido un 10% del volumen o más. Para evitar estos inconvenientes, se recomienda el llenado total de los recipientes, que permitiría advertir facilmente si existe evaporación de alcohol; para evitar grandes evaporaciones, es necesario la verificación periódica. La concentración del alcohol también puede verificarse mediante el uso de un alcoholímetro, que es un instrumento sencillo y lo suficientemente preciso para mantener los niveles de alcohol en los recipientes. 4.3. Catalogación Para el buen funcionamiento de una colección científica, la identidad taxonómica de cada espécimen debe ser determinada cuando menos a nivel de familia, e idealmente hasta especie y subespecie, (ver apéndice 6.4 para lista de claves), y cada espécimen (con algunas excepciones; por ejemplo, series de larvas) debe ser designado individualmente con una etiqueta, dándole un número de catálogo e identificación de la institución (Hg. 22). Para el catálogo se pueden utilizar libretas de contabilidad de 16 columnas, que proveen el espacio suficiente para anotar todos los datos y permiten organizadas en forma especial para la colección. Todas las anotaciones deben realizarse con letra clara y tinta indeleble (tinta china). En el caso de que haya necesidad de hacer correcciones, es preferible tachar en lugar de usar correctores. (Hg. 22). Los datos mínimos relacionados con el espécimen que deben ser anotados son: Número de catálogo, que incluye las siglas usadas en el Museo o Colección (IBH, en el caso de la colección Herpetológica del Instituto de Biología de la Universidad Nacional Autónoma de México). Naturalmente, el número de catálogo se inciará con el número uno y se continuará indefinidamente. Por otra parte, al dar el número de catálogo a los especímenes es necesario etiquetar cada ejemplar, indicando número de catálogo de la colección y su nombre científico. Se deben utilizar etiquetas resistentes a los líquidos preservadores (fig. 16), rotulando con tinta indeleble (Tinta China) y amarrándolas con hilo cáñamo al miembro posterior izquierdo o junto a las etiquetas de campo, o a la mitad del tercio anterior del cuerpo en cecílidos y serpientes. Nombre científico y autor de la especie.

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Sitio de recolecta: País, estado o provincia, municipio o condado, localización de la ciudad o poblado más cercano y, si es posible, altitud, latitud y longitud. Fecha de recolecta: Día, mes y año. Nombre del colector y número del catálogo del colector. Breves referencias a notas de campo, otros datos u otro material que se anexe. En caso de que un espécimen sea particularmente valioso (holotipo, paratipo, etc.), señalarlo en el catálogo. Otros datos que se deben anotar siempre que sea posible son: Naturaleza y condición del espécimen (sexo, estado reproductivo), parámetros ecológicos, etc., tipo de material asociado (por ejemplo diapositivas, preparaciones cariotípicas), etc. 4.4. Locales para Colecciones y sus Características Debido a que el mantenimiento de luz y temperatura apropiada puede alargar significativamente la preservación de los especímenes, se recomienda lo siguiente: El local debe ser de preferencia completamente obscuro, pero tener una iluminación artificial adecuada. Los especímenes se deben mantener en el ambiente más fresco y obscuro posible, ya que tales condiciones tienden a reducir el ablandamiento de los especíme~ nes y la evaporación del alcohol. Adicionalmente las temperaturas bajas retrasan la acción de las enzimas proteolíticas termosensibles. La orientación del local en que se ubica la colección, también es importante; se recomienda buscar que sea lo más fresca posible, considerando para ello las variacio~ nes en la insolación durante todo el año. Si es posible contar con instalaciones de aire acondicionado, se recomienda su uso, o de lo contrario tener buena ventilación. En colecciones con ejemplares tipo, que generalmente ocupan poco espacio, se debe tener especial cuidado de moverlas a las áreas más frescas y menos iluminadas. Se debe evitar tener los especímenes en áreas iluminadas naturalmente por periodos largos, a menos que existan áreas oscuras utilizables; de ser así, es conve~ niente cubrir los estantes o muebles que los contengan con franelas negras u otro material disponible. La luz solar decolora rapidamente los ejemplares; en casos extremos de exposición a los rayos solares, los torna a blanco. Es conveniente tratar de evitar fluctuaciones extremas de temperatura en los locales de las colecciones. 4.5. Archivos de Información 4.5.1 Almacenamiento Permanente Puesto que la finalidad de una colección es brindar información sobre los especímenes que contiene, tanto esto como la información referente a ellos deben estar ordenados de forma que sean fácilmente accesibles. Idealmente se deben conservar los ejemplares de la misma especie en frascos separados, según la localidad; pero para economizar espacio y costo, se pueden mantener los ejemplares de la misma especie y de diferente localidad en el mismo 52

Fig. 23. El arreglo del material en los recipientes para almacenamiento

permanente en la colección.

recipiente. El etiquetado correcto de cada ejemplar evita confusiones. Para mayor facilidad, se debe introducir una tarjeta de cartulina de 12.5 X 7.5 cm., rotulada con el nombre de la especie mecanografiada o con letra de molde y tinta indeleble (china), colocándola de forma que sea visible sin necesidad de tener que abrir el frasco. Los recipientes con los ejemplares deben ser colocados en las gavetas o anaqueles de que se disponga, siguiendo un orden filogenético taxonómico y alfabético, o simplemente alfabético, para facilitar su localización (fig. 23). Desde el punto de vista taxonómico se deben separar cuando menos los anfibios de los reptiles. Si se elige el orden alfabético, se acomodan en primer lugar los géneros de la A a la Z y dentro de cada género sus especies de la A a la Z y dentro de éstas las subespecies. Debido al arreglo antes citado, no se puede permitir el libre

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acceso al manejo (por los usuarios) de esta parte de la colección, cuando ésta maneje más de 100 especímenes, ya que la colocación incorrecta de un frasco equivale a perderlo temporal o definitivamente. 4.5.2. Archivos Las colecciones deben mantener cuando menos dos tipos de archivos: Un archivo taxonómico (por especie) y un archivo geográfico (por Estado o localidades de importancia) (fig. 24). Es conveniente, además mantener archivos especiales para restaurar datos de colecciones accesorias. En la mayoría de los casos estos archivos deben estar arreglados taxonómica y alfabéticamente, cuando menos. En colecciones grandes es conveniente el uso de programas de computación para el mantenimiento actualizado de estos archivos y es importante que el sistema elegido sea compatible con el de otros museos, para poder permitir la recuperación de información contenida en otras colecciones. Colecciones anexas en archivos de fotografías y diapositivas tanto de los animales como de su hábitat pueden ser de mucha utilidad, especialmente cuando se trata de especies en peligro de extinción; de fotografías de buena calidad se pueden obtener datos importantes sobre distribución geográfica. Algunos herpetólogos archivan, inclusive, las exhubias o mudas de los reptiles.

Fig. 24. Catálogos taxonómicos

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y geográficos.

4.6. Servicios Uno de los servicios que debe brindar una colección es alta accesibilidad a usuarios que lo soliciten o a investigadores visitantes. Bajo condiciones especiales de transporte y cuidado, se debe realizar el préstamo de especímenes a instituciones que lo soliciten oficialmente, para asegurar la conservación y la devolución del material. En el caso de que se requiera transportarlos, no se recomienda el uso de frascos, ya que pueden romperse con facilidad (ver apéndice 6.5). Se debe proveer información tanto a investigadores de otras especialidades, corno al público en general, buscando formas adecuadas para ello, corno la elaboración de claves y guías de campo para sitios específicos. 4.7. Recomendaciones Especiales Ya que una parte del material herpetológico es recolectado por estudiantes y aficionados, es conveniente difundir las técnicas de recolecta y fijación de especímenes, para poder obtener una mayor utilidad de ellos. Por otra parte, puesto que la consulta de literatura es indispensable para mantener la colección activa, es necesario mantener una biblioteca actualizada, que incluya libros y artículos relacionados con las principales áreas de trabajo de la colección, o cuando menos, el mayor número de claves para la determinación de los organismos. El uso de nuevas técnicas en sistemática y biología evolutiva, requiere de la formación de colecciones accesorias que incluyan: registros de voces, preparaciones cariotípicas y, principalmente, tejidos congelados, ya que esto proveerá la mayor cantidad de información para investigaciones futuras. Si bien la formación de estas colecciones está fuera del alcance de museos pequeños con presupuesto limitado, es conveniente considerar la formación de algunas de ellas, si existen facilidades para el caso. Para poder proveer adecuadamente los servicios requeridos a la colección y cuidar adecuadamente de ella, el curador necesita estar apoyado por un equipo de taxónomos y técnicos y debe promover su formación hacia áreas específicas.

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5. LITERATURA

CITADA

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6. APÉNDICES

6.1. Colecciones Herpetológicas en México Las Instituciones que poseen colecciones herpetológicas organizadas y a Las cuales se puede escribir para solicitar y donar ejemplares son: Colección Herpetológica. Departamento de Zoología. Instituto de Biología. Univ. Nal. Autón. México. Apdo. Postal 70-153. 04510, México, D.F. Colección Herpetológica. Estación de Biología Tropical Los Tuxtlas. Univ. Nal. Autón. México. Apartado Postal 94. San Andrés Tuxtla, Veracruz. Laboratorio de Cordados. Departamento de Zoología. Escuela Nacional de Ciencias Biológicas, Instituto Politécnico Nacional. Carpio y Plan de Ayala. Apdo. Postal 42-186. 11340, México, D.F. Museo de Zoología. Departamento de Biología. Facultad de Ciencias. Univ. Nal. Autón. México. Ciudad Universitaria. 04510, México, D.F. Laboratorio de Pesquería (Ictiología). Facultad de Ciencias Biológicas. Univ. Autón. de Nuevo León. Apdo. Postal 2970. Monterrey, Nuevo León. Museo de Zoología. Escuela Nacional de Estudios Profesionales Iztacala, Univ. Nal. Autón. México. Av. de Los Barrios s/n, Col. Los Reyes Iztacala, Tlalnepantla, Estado de México. 6.2. Mordeduras por Serpientes Ponzoñosas Recomendaciones para evitar las mordeduras: Aprenda a conocer las serpientes venenosas en su área de recolecta. Es conveniente familiarizarse con las especies venenosas de su área de recolecta, ya sea mediante fotos e ilustraciones en publicaciones, o, preferentemente, acudiendo a las colecciones científicas, algunas de las cuales poseen material de docencia y permiten revisar algunos organismos. Para familiarizarse con las características de las diferentes familias, se sugiere revisadas con la ayuda de una clave como la de Casas y McCoy (1979). Sin embargo, se debe tener en consideración que la apariencia de animales fijados, los cuales generalmente han perdido su coloración original y han sido fijados en posiciones adecuadas para su manejo y conservación, de ninguna forma es la misma que la de los organismos vivos. Nunca se debe de salir al campo solo. Es necesario utilizar ropa adecuada, espeClalmente pantalones gruesos y botas altas y de piel gruesa.

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No es conveniente mover rocas o troncos con las manos o los pies. Para ello se deben utilizar siempre ganchos o pinzas herpetológicas. Evite jugar con serpientes vivas o muertas. Aun las serpientes muertas deben manejarse con cuidado, ya que los actos reflejos pueden durar buen tiempo y algunos organismos supuestamente muertos pueden morder. 6.2.1. Síntomas de Envenenamiento Si además de haber tomado precauciones, se sufre una mordedura, se debe tener en cuenta que las mordeduras de serpientes no venenosas son mucho más frecuentes que las de serpientes venenosas. Debido a que la identificación de la serpiente frecuentemente es difícil, todas las víctimas deben ser atendidas por un médico tan pronto como sea posible; se debe dar muerte a la serpiente y llevada junto con la víctima al médico o a alguna persona que pueda identificar al reptil. Russell (1980) señala más de 36 signos y síntomas del envenenamiento por mordedura de serpientes de cascabel (y que de alguna manera se pueden extender a otras crotálidas como las nahuyacas, cantiles y zolcuates), sin embargo, indica que los signos más aparentes son: la presencia de un par de picaduras o marcas de los dientes inoculadores o "colmillos" y algunas veces las marcas de dientes posteriores. Las mordeduras de coralillos producen una o más marcas de dientes en la piel, que algunas veces son difíciles de encontrar. Los síntomas y signos de gravedad de una mordedura de serpiente venenosa depende de numerosos factores: la edad y el tamaño de la víctima, la naturaleza, localización, profundidad y número de mordidas, la cantidad de veneno inyectado, la especie y el tamaño de la serpiente involucrada, la condición de sus colmillos y las glándulas de veneno, la sensibilidad de la víctima al veneno y los patógenos presentes en la boca de la serpiente. Russell (1980) registró algunas mordeduras de cascabeles, en que las víctimas no mostraron ningún síntoma de envenenamiento. La diagnosis del envenenamiento por crotálidos (cascabeles, nahuyacas, palan~ cas, cantiles y zolcuates) es dolor, edema, hinchazón, que son observados en el área dañada a los 10 minutos de la mordedura. En ausencia de tratamiento, la hinchazón progresa rápidamente y puede afectar a la extremidad dañada entera en una hora; sin embargo, generalmente la hinchazón y el edema se extienden más lentamente, usualmente en un periodo de 8 a 36 horas. La hinchazón y el edema son más marcados en las mordeduras de las cascabeles de Norte América; en el caso de la mordedura del cantil o zolcuate (Agkistrodon), es menos marcada y siguiendo a las mordeduras del cascabel es todavía menos aguda. En casos avanzados se presenta necrosis del tejido que rodea a la mordedura, inclusive de áreas mas alejadas a la mordedura. En muchos casos aparece decoloración de la piel y eczema en el área de la mordedura después de algunas horas. La piel se observa tensa y brillosa. Pueden formarse vesículas en 3 horas y generalmente se presentan a las 24 horas. Las vesiculaciones y las petequias son comunes, apareciendo generalmente, entre 8 y 36 60

horas después de la mordedura. Comunmente se reportan debilidad, sudoración, languidez y nauseas. Los nódulos linfáticos regionales pueden estar agrandados, adoloridos y muy sensibles al tacto. Una molestia muy común que sigue a las mordeduras de algunas cascabeles, es picazón o adormecimiento sobre la lengua y boca o cuero cabelludo. Algunas veces se presenta parestesia (hormigueo, pinchazos, calor, frío) cerca de las heridas (Russell, 1980). En el envenenamiento por coralillos la mordedura generalmente es menos dolorosa y ocasionalmente hay una sensación de adormecimiento alrededor de la herida. Algunas veceS se reporta dolor en el tórax, particularmente durante la inspiración. El edema localizado es mínimo y la necrosis rara. En resumen, una mordedura de serpiente asociada con dolor inmediato (generalmente intenso), seguido después de varios minutos por la aparición de la hinchazón y subsecuentemente edema, se diagnostica como envenenamiento por una serpiente crotálida (Russell, 1980). El envenenamiento por elápidos (coralillos), por otra parte, no es tan facilmente diagnosticada durante los 10 minutos que siguen a la mordedura. El dolor generalmente es de menos intensidad y puede aparecer a los 10 minutos de la mordedura, y confinado al área de la misma, aunque en algunos casos no se reporta en 30 minutos o aun más. La hinchazón usualmente aparece dos o tres horas después de la mordedura y tiende a estar limitada al área dañada. El primer signo sistemático de envenenamiento por elápidos, generalmente es la somnolencia. Frecuentemente esto es aparente en un lapso de 2 horas después de la mordedura. La caída de los párpados, la visión borrosa y dificultades al hablar e hinchazón, también pueden aparecer después de varias horas de la mordedura, junto con principios de inconsciencia, aprehensión, temblor en la lengua, dificultad para tragar, incremento en la insalivación, nauseas y vómito (Russell, 1980). 6.2.2. Primeros Auxilios QUÉ MEDIDAS SE RECOMIENDAN Las mordeduras por serpientes venenosas requieren de atención médica inmediata. Algunas medidas de urgencia son (Russell, 1980; Tay et aL, 1981; Hardy, 1990): Tranquilizar al paciente y no darle bebidas alcohólicas ni estimulantes. La extremidad mordida se debe mantener en reposo, de preferencia por debajo del nivel del corazón. . Evitar que la víctima se mueva o se agite, buscando que la actividad se reduzca al mínimo indispensable. En el caso de las mordeduras de Micrurus (coralillos), la aplicación de una banda de constricción de 8 a 10 cms. de ancho, tan pronto como sea posible, próxima al sitio de la mordedura es muy recomendable, no apretándola demasiado, pero al mismo tiempo no permitiendo el paso del veneno, la banda debe quedarse en el lugar por lo menos 48 horas, lo que hará posible que el veneno se deteriore in situ.

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Cuando la mordedura es por algún crotálido, existe la posibilidad del uso de un producto cuyo nombre comercial es "The Extractor", producido por Productos Sawyer de California y que consiste en una jeringa operada por un resorte y que extrae veneno por medio de vacío. Se ha visto que su efectividad es limitada, pero que al aplicarse en los siguientes segundos a la mordedura, puede extraer cierta cantidad de veneno (Hardy, 1990). The Extractor puede ser adquirido en Saffeta, Inc., P.O. Box 7036, Long Beach, California 90807. U.s.A. Posteriormente la víctima debe transportarse al médico o al hospital más próximo, preferentemente en camilla; o algún otro medio de transporte; no es conveniente que la víctima camine, si esto puede evitarse. QUÉ NO SE RECOMIENDA (Hardy, 1990) Ni hacer incisiones ni succionar con la boca. No usar torniquetes linfáticos o venosos. No usar hielo o compresas frías. No usar agua fría o crioterapia No exprimir el área de la mordedura. No suministrar electroshocks. Lo más adecuado es recibir tratamiento médico lo antes posible. Si se está recibiendo tratamiento médico, los sueros para el tratamiento de envenenamiento por mordedura de serpientes crotálidas y vipéridas (polivalente) se pueden adquirir en: Dirección General de Producción de Biológicos y Reactivos. Secretaría de Salud, Amores 1240, Col. Del Valle, México, D.F. Debido a que en México no se producen sueros contra el envenenamiento por elápidos, los sueros deben conseguirse en Estados Unidos y Costa Rica, aunque algunas veces los hay en la dirección antes señalada. Mayor información sobre envenenamiento por mordedura de serpientes ponzoñozas se puede encontrar en Oldhamet al., (1983) y en Minton (1987). 6.3. Preparación de Fijadores. ~Formalina o Formol al 10%. La presentación comercial del formol es una solución de gas formaldehído en agua. Esta solución debe tomarse como ell 00% y utilizarse una parte de formaldehí~ do por 9 de agua. -Formol Neutralizado. En cada litro de formalina al 10% se disuelven 4.0 g. de fosfato monobásico de sodio (NAHz P04) y 6.5 g. de fosfato dibásico de sodio (NAz HP04). Esta solución es útil para evitar la descalcificación y decoloración de los ejemplares y para la conservación de los renacuajos y.de los ejemplares que van a ser utilizados para cortes histológicos. Pisani y Villa (1974) recomiendan agregar una cucharadita de bicarbonato de sodio por cada 250 mI. de formalina al 10%, para reducir la decoloración y la descalcificación de los ejemplares. 62

-F.A.A. (Formol-Alcohol-Acido Acético). Se prepara mezclando 10 partes de formaldehído comercial, 50 partes de alcohol al 95%, 40 partes de agua y dos partes de ácido acético. El F.A.A. penetra a los tejidos mejor que la formalina sola, por lo que es útil para preservar especímenes que se encuentran muertos y que pueden estar parcialmente descompuestos. 6.4. Lista de Claves de Identificación Para la identificación de los anfibios y reptiles de México, hasta nivel de género, la obra más accesible es: Casas-Andreu, G. y e. J. McCoy. 1979. Anfibios y Reptiles de México. Limusa, México 87 p. No se requiere ser un especialista para su consulta. Las siguientes guías de campo no contienen claves, pero sus numerosas ilustraciones y fotografías ayudan a familiarizarse rápidamente con las características de algunos anfibios y reptiles del norte de México. Cochran, D. M. y e. J. Goin. 1970. The New Field Book of the Reptiles and Amphibians. Putnam's Sons. New York 359 p. Conant, R. 1975. A Field Guide to the Reptiles and Amphibians. Houghton Mifflin Co. Boston. 429 p. Smith, H. M. 1978. A. Guide to Field Identification. Amphibians of North Ameriea. Golden Press. New York. 240 p. Smith, H. M. y E. D. Brodie Jr. 1982. A Guide to Field Identification. Reptiles of North America. Golden Press. New York. 160 p. Stebbins, R. e. 1966. A Field Guide to Western Reptiles and Amphibians. Houthon Mifflin Co. Boston. 279 p. Las siguientes obras requieren de mayor conocimiento sobre herpetología, pero son de gran utilidad para la determinación hasta especie de los organismos: Altig, R. 1970. A Key to the Tadpoles of the Continental United States and Canada. Herpetologica 26 (2): 180-207. Altig, R. y R.A. Brandon 1971. Generic Key and Synopsis for Free-Living Larvae and Tadpoles ofMexican Amphibians. Tulane Stud. Zool. Bot., 17 (1): 10-15. Bishop, s.e. 1967. Handbook of Salamanders. Comsrock Pub. lthaca, New York. 555 p. Casas-Andreu, G. 1965. Estudio Preliminar Sobre las Tortugas de Agua Dulce en México. An. Inst Nal. Inv. Biol. Pesq., 1: 363-40l. Carr, A. 1952. Handbook of Turtles. Comstock Pub. lthaca, New York. 542 p. Duellman, W. E. 1970. The Hylid Frogs of Middle America. Monog. Mus. Nat. Hist., Univ. Kansas, No. 1, vols. 1 y 2. Klauber, L. M. 1972. Rartlesnakes. Their Habits, Life, Histories and Influence on Mankind. Univ. Calif. Press. Berkeley, California. 1533 p. (en dos volúmenes). b3

Peters, J. A. y R. Donoso~Barros. 1970. Catalogue of The Neotropical Squamata. Pan 11. Lizards and Amphisbaenians. United States Nat. Mus. Bull. (297). 293 p. Peters, J. A. y B. Orejas-Miranda. 1970. Catalogue ofThe Neotropical Squamata. Snakes. United States Nat. Mus. Bul!. (297). 347 p. Smith, H. M. 1946. Handbook ofLizards. Comstock Pub. Ithaca, New York. 557 p. Smith, H. M. Y E. H. Taylor. 1966. Herpetology ofMéxico. Annotated Checklist and Keys to The Amphibians and Reptiles. Eric Lundberg. Ashton, Maryland. 29+239+ 118+253 p. Wright, A. H. y A. A. Wright. 1957. Handbook ofSnakes of the United States and Canada. Comstock Pub. Ithaca, New York. 1105 p. Wright, A. H. y A. A. Wright. 1965. Handbook ofFrogs and Toads. Comstock Pub. Ithaca, New York. 640 p. 6.5 Transporte de Ejemplares Fijados o Preservados La forma más adecuada de transportar especímenes de colección es envolverlos en gasa o toallas de papel humedecidas con alcohol al 70% y meterlos en bolsa de plástico, eliminando e! exceso de alcohol (sólo se deja e! alcohol que absorbieron las toallas o la gasa). Las bolsas deben transportarse en latas o cajas de madera, cuidando que los ejemplares no vayan apiñonados y rellenando los huecos con algún material suave (periódico, hule espuma, serrín, etc.) para evitar que los ejemplares sean dañados. 6.6 Mantenimiento de Anfibios y Reptiles en Cautiverio En algunas ocasiones los objetivos de algunos proyectos de investigación requieren que se mantengan vivos los ejemplares recolectados, ya sea en forma temporal o permanente. Debido a las necesidades biológicas de cada especie y a que los objetivos de los proyectos individuales pueden variar ampliamente, sólo se pueden hacer las recomendaciones más generales para conservar a los organismos en cautiverio. Cuando se trabaja con especies de hábitos desconocidos, es necesario probar y comparar diferentes métodos de mantenimiento hasta encontrar e! más apropiado para las necesidades de! animal y los propósitos de! estudio. Hasta donde sea posible se deben de incorporar las características de! hábitat que se consideren importantes para e! bienestar del animal. La alimentación en cautiverio debe duplicar los alimentos naturales, tanto como sea posible, asimismo debe de intentarse que las condicio~ nes de la luz natural y temperatura se alteren lo menos posible, a menos que la variación de estos factores esté bajo estudio. Lo adecuado de las condiciones de cautiverio puede evaluarse por medio de la revisión periódica de: crecimiento en longitud y peso, tasa de supervivencia, reproducción, niveles de actividad yaparien- . cia genera!. En estos casos los animales deben de instalarse en terrarios, de los cuáles los más sencillos son los acuarios para peces (fig. 25 a 28), que se encuentran comunmente en e! comercio (con fines ornamentales) y pueden adecuarse como terrarios. Tienen 64

Fig. 25. Terrario simple para anfibios y reptiles.

la ventaja de ser impermeables y permiten la observación constante de los especímenes ahí contenidos. Generalmente no se requiere que los terrarios estén cubiertos, si las paredes están lo suficientemente altas para evitar el escape de pequeños anfibios y reptiles que pudieran trepar por el vidrio, como muchas ranitas arborícolas o lagartijas conocidas como cuijes o geckos. 6.6.1. Terrarios Húmedos para Anfibios Cuando los anfibios se encuentran en tierra, generalmente prefieren ambientes húmedos y sombríos. Existen muchos anfibios a los que les gusta enterrarse en el suelo, por lo que se recomienda poner una capa de suelo suficientemente gruesa en el fondo del acuario (fig. 25). Para proporcionar lugares de abrigo o escondite a otros anfibios, se pueden poner sobre el suelo del acuario corteza de árbol, tejas o pedazos de macetas que simulen cavidades o huecos. En este suelo, se pueden sembrar plantas o colocar, en macetas, plantas adaptadas a la humedad, como musgos, helechos o hepáticas y otras plantas que den un ambiente húmedo y sombrío, dejando espacio para introducir un plato o un recipiente con agua, que quede al ras de la superficie del suelo (fig. 27).

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Fig. 26. Acuaterrado

para anfibios y reptiles sem(acuáticos.

Fig. 27. Terrado húmedo para anfibios terrestres.

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Fig. 28. Terrario seco para reptiles.

El terrario se cubre con un cristal ligeramente mayor que la superficie a cubrir, descansándolo sobre soportes de hule o corcho que se pegarán a las esquinas superiores del terrario, dejando una leve abertura que no permita el escape de los animales. Esta cubierta retiene la humedad del agua que se evapora del recipiente y se transpira de las plantas. Se recomienda mantener el recipiente lleno de agua limpia o de ser posible de agua destilada. Algunas veces será recomendable humedecer el terrario, utilizando, por ejemplo, un aspersor para humedecer ropa. Un vivario de este tipo es muy adecuado para ranas, sapos, y salamandras o ajolotes terrestres. Se deberá colocar en un lugar a salvo de los rayos directos del sol, aunque requerirá luz para el desarrollo de las plantas; se colocará en lugares frescos para los anfibios de lugares templados y tibios para los tropicales. 6.6.2. Terrarios Secos para Reptiles Este tipo de terrario es ideal para muchos de los reptiles (figs. 25 y 28). Se utiliza un terrano de vidrio como el descnto anteriormente, cubriendo el fondo con una mezcla de tierra seca y arena, incluyendo en el mismo un plato o recipiente que contendrá solamente agua limpIa para beber; el recipiente deberá esrar firmemente sujeto para evitar que sea sacado de su lugar o volteado. También en este terrario se pueden usar tejas, pedazos de corteza o mitades de macetas como lugares de sombra. Se recomienda el uso de plantas adaptadas a condiciones de sequía, tales como nopales, órganos y otras cactáceas, suculentas o plantas domésticas que requieren luz pero poca agua. Este terrario es útil también para tortugas terrestres. Es importante incluir algo rugoso como piedras u otros objetos que les permitan a serpIentes y lagartijas tallarse para desprender y mudar la piel vieja. Se pueden incluir una o dos ramas secas a las que los animales puedan trepar.

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Algunas veces se comete el error de mantener sobrehumedecido el terrario al regar las plantas con exceso. Este problema puede conducir a que los especímenes tengan problema para mudar de piel, produciendo enfermedades por bacterias y hongos que pueden matarlos, por ésa son más recomendables las ramas o troncos, como adorno, que las plantas. El suelo puede hospedar ácaros (pequeñas garrapatas parásitos de estos reptiles), por lo que algunos herpetólogos prefieren mantener sus lagartijas y serpientes en terrarios con fondo desnudo, lo cual hace que los animales estén más saludables y sea más fácil el limpiar o recoger sus excretas. La parte superior del terrario se puede cubrir con un marco de madera que embone perfectamente con la parte exterior del mismo, formando un armazón; el marco o tapa debe tener suficiente ventilación; para ello se cubre con tela mosquitera de plástico u otro material perforado que sea liso (evitando las telas de alambre, ya que los animales pueden tallar sus hocicos contra las superficies, tratando de salir, hasta que se producen heridas que muchas veces son las vías de entrada de infecciones). La temperatura es muy importante para que los reptiles lleven a cabo sus funciones fundamentales, entre otras, la digestión del alimento, por lo que se recomienda colocar este terrario en donde la mitad sea iluminada por los rayos solares y la otra mitad esté sombreada, para evitar que los animales mueran por insolación. También se puede colocar una lámpara con un foco o bombilla por un costado del terrario, que se mantendrá encendida durante el periodo luminoso de! día en lugares templados, o durante las 24 horas del día en lugares con bajas temperaturas. Los reptiles en lugares tropicales podrán requerir de cierta cantidad de calor solar o artificial, pero sólo por pocas horas al día. 6.6.3. Acuaterrarios y Acuarios Los acuaterrarios son útiles en aquellos anfibios y reptiles con hábitos acuáticos, como la rana común, las tortugas acuáticas comunes y pequeños cocodrilos. Estos consisten de un terrario de cristal como el mencionado :>nteriormente, que se divide por la mitad, a lo largo o a lo ancho, por medio de ladrillos o de un tronco cortado a la mitad (fig. 26); después de lograr lo anterior, un lado se rellena con arena limpia hasta una profundidad de 15 cms. Para suministrar calor, se puede utilizar un calentador para acuario, colocándolo directamente en el agua, o bien una lámpara con foco o bombilla que ilumine por encima del acuaterrario. En la otra mitad, se colocará agua a una profundidad de 10 a 12 cm. De ser necesario que se mantenga el calor en el acuaterrario, se puede colocar una cubierta de vidrio en la porción superior. El acuario es similar al que se utiliza para los peces y es ideal para salamandras, ajolotes, y ranas acuáticas. El agua deberá llegar hasta algunos centímetros de la parte más alta del acuario. Aunque no es indispensable, se recomienda e! uso de bombas para airear el agua, de filtros sencillos para limpiada y de calentadores para acuarios, de ser necesario el calor. El agua para el acuario deberá ser limpia y declarada. El agua potabilizada con cloro se puede declarar dejándola reposar por varios días. Si existen requerimientos especiales para el mantenimiento de ciertas especies de anfibios y reptiles, se recomienda la consulta de la obra de Leutscher (1976).

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Cuadernos del Instituto d •.•Biología No. 10 Cómo Hae •.•r una Col •.•eeión d •.•Anfihios y R•.•pril •.• s; s•.•t•.•rminó de imprimir en ahril de 1991 en los Tall •.•res d•.• Jiméne: Editor •.• s e Impresores, S.A. d •.•C.V. 2° Callejón d •.•Lago Mayor 53 Col. Anáhuac, C.P. 11320 México, D.F. S•.•tiraron 1,000 ej•.•mplar •.• s más sobrantes para reposición.