Primer Libro de Analisis de Suelo Agua y Planta

Sergio Salgado García David J. Palma López Luz del C. Lagunes Espinoza Mepivoseth Castelán Estrada

MANUAL PARA MUESTREO DE SUELOS PLANTAS Y AGUAS E INTERPRETACIÓN DE ANÁLISIS

Sergio Salgado-García David J. Palma-López Luz del C. Lagunes-Espinoza Mepivoseth Castelán-Estrada

Colegio de Postgraduados Institución de enseñanza e investigación en ciencias agrícolas.

México 2006 Segunda edición 2006

DR © 2006. COLEGIO DE POSTGRADUADOS CAMPUS TABASCO APARTADO POSTAL 24 86500 H. CÁRDENAS, TABASCO, MÉXICO. REGISTRO NUM. 306 DE LA CAMARA NACIONAL DE LA INDUSTRIA EDITORIAL MEXICANA. ISBN PROHIBIDA SU REPRODUCCIÓN PARCIAL O TOTAL SIN PERMISO POR ESCRITO DEL COLEGIO DE POSTGRADUADOS O DE LOS AUTORES. IMPRESO EN MÉXICO/ PRINTED IN MÉXICO. Cita correcta: Salgado-García S, D. J. Palma-López, J. LagunesEspinoza y M. Castelán-Estrada. 2006. Manual para el muestreo de suelos plantas y aguas e interpretación de análisis. Colegio de Postgraduados, Campus Tabasco-ISPROTAB. H. Cárdenas, Tabasco, México. 90 p. Primera edición 1999 Segunda edición 2006

COLEGIO DE POSTGRADUADOS DIRECTORIO Dr. Benjamín Figueroa Sandoval Director General Dr. Félix V. González Cossio Secretario General Lic. Guillermo Díaz Landero Secretario Administrativo

CAMPUS TABASCO DIRECTORIO Dr. David J. Palma López Director Dr. Carlos F. Ortiz García Subdirector de Enseñanza Dr. Sergio Salgado García Subdirector de Investigación Dr. Lorenzo A. Aceves Navarro Subdirector de Vinculación

DE LOS AUTORES Sergio Salgado García. Doctorado en Ciencias en Fertilidad de Suelos, Colegio de Postgraduados, México. Profesor Investigador Asociado, Colegio de Postgraduados – Campus Tabasco. Dirección: Periférico Carlos A. Molina s/n km 3.5 H. Cárdenas, Tabasco México. Nivel 1 del Sistema Nacional de Investigadores y Miembro del Sistema Estatal de Investigadores de Tabasco desde 2000: [email protected] David J. Palma–López. Doctorado en Ciencias en Génesis y Clasificación de Suelos. Institut National Polytecnique de Lorraine, Francia. Profesor Investigador Titular, Colegio de Postgraduados – Campus Tabasco, México. Periférico Carlos A. Molina s/n km 3.5 H. Cárdenas, Tabasco, México. Nivel 1 del Sistema Nacional de Investigadores y Miembro del Sistema Estatal de Investigadores de Tabasco desde 2000: [email protected] Luz del C. Lagunes-Espinoza, Doctorado en Ciencias en Biología y Agronomía, Ecole Nationale Superieure d'Agronomie, Francia. Profesor Investigador Adjunto, Colegio de PostgraduadosCampus Tabasco, México. Nivel 1 del Sistema Nacional de Investigadores y Miembro del Sistema Estatal de Investigadores de Tabasco desde 2001: [email protected]. Mepivoseth Castelán Estrada. Doctorado en Ciencias en Ecofisiología Vegetal, Institut National Agronomique Paris-Grignon, Francia. ProfesorInvestigador Adjunto, Colegio de Postgraduados– Campus Tabasco, México. Periférico Carlos A. Molina s/n km 3.5 H. Cárdenas, Tabasco, México. Candidato del Sistema Nacional de Investigadores y miembro del Sistema Estatal de Investigadores de Tabasco desde 2001: [email protected].

PROLOGO A del partir del establecimiento del programa de manejo de uso sustentable de los suelos de Tabasco, el fortalecimiento de los laboratorios de suelos, plantas y aguas Campus Tabasco y del INIFAP en 1996, así como, la convivencia con técnicos y productores de la región. Incentivaron la inquietud de los autores para elaborar el Manual para el muestreo de suelos, plantas y aguas e interpretación de análisis. En esta segunda edición del manual, los autores tomaron en cuenta la Norma Oficial Mexicana-021 RECNAT-2000, para actualizar la parte de suelos, se documenta un mayor numero de deficiencias; además,, se sintetizan los conceptos actuales sobre nutrición vegetal, fertilidad de suelos, calidad de agua para riego, y se ilustra con ejemplos de cultivos del trópico húmedo de México, la bondad de esta herramienta. Con este manual se abre una nueva era en la producción agrícola del Estado, ya que el productor a través de los análisis químicos de suelos, plantas y aguas podrá identificar y corregir las deficiencias nutrimentales de cultivos en suelos de baja fertilidad, mejorar la calidad de los frutos, y determinar la calidad del agua para los sistemas de riego y fertirrigación, de manera cuantitativa, mejorando con ello su capacidad productiva. Este manual, es otro esfuerzo editorial que deriva de la coordinación de acciones entre el Gobierno del Estado, a través del Instituto del Trópico y el Colegio de Postgraduados-Campus Tabasco, instituciones que mantienen vigente su compromiso por sustentar la producción primaria de Tabasco, con el desarrollo, transferencia y uso de mejor tecnología.

MVZ. Vladimir Bustamante Sastré Director General del ISPROTAB

Contenido 1. MUESTREO DE SUELOS……………………..……. 1.1. Importancia del suelo…………………………….. 1.2. Conceptos básicos……………………………….. 1.3. Porqué analizar los suelos?..................................... 1.4.¿Porqué hacer muestreo de suelos?.......................... 1.5. ¿Cuándo realizar el muestreo de suelos?................ 1.6. Herramientas de muestreo………….……….…… 1.7. ¿Cómo realizar el muestreo?.................................. a) Superficie de muestreo………………………. b) Tipo de muestreo…………….………………. c) Número de submuestras……………………… d) Toma de submuestras………………………… e) Profundidad de muestreo…………………….. f) Homogenización de muestras………………… 1.8. Ficha de registro de muestras……………………. 1.9. ¿Qué análisis solicitar?........................................... 1.10. ¿Cada cuanto tiempo muestrear?.......................... 1.11. Interpretar los resultados de laboratorio………… a) Variables que no requieren calibración………. b) Variables que requieren calibración………….. c) Interpretación y recomendaciones…….………

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2. MUESTREO DE PLANTAS………………………… 2.1. Importancia de la nutrición vegetal……………… 2.2. ¿Para qué sirven los análisis foliares?.................... 2.3.¿Cómo realizar el muestreo?................................... 2.3.1. Materiales para la toma de muestras………. 2.3.2. Tipo de cultivo……………………….…….. 2.3.3. Definición de áreas para el muestreo….…… 2.4. ¿Qué determinaciones solicitar?............................. 2.5. Interpretación de los resultados de laboratorio…..

34 34 42 43 43 44 44 44 54

3. MUESTREO DE AGUAS……………………………. 3.1. Importancia del agua…………………………….. 3.2. ¿Porqué realizar el análisis de aguas?.................... 3.3. ¿Cómo realizar el muestreo de aguas?................... 3.4. Materiales de muestreo…………..……………… 3.5. ¿Qué análisis solicitar?........................................... 3.6. Registro de muestras de agua para riego agrícola.. 3.7. Interpretar los resultados de laboratorio…………. 3.7.1. Contenido de sales .solubles......................... 3.7.2. Efecto probable del Na sobre las características físicas del suelo……………………

58 58 61 61 62 63 64 65 65 68

3.7.3. Contenido de elementos tóxicos para las plantas…………………………………………….. 3.7.4. Procedimiento para clasificar las aguas de riego………………………………....…………… 3.7.5. Notación abreviada de la calidad del agua de riego……………………………………………….

70 71 76

4. GLOSARIO……………………………………………

77

5. BIBLIOGRAFÍA…………………………………….

84

1 MUESTREO DE SUELOS 1.1. El suelo El suelo, en su concepto moderno se define como “la colección de cuerpos naturales sobre la superficie terrestre, en algunos lugares modificado o incluso hecho por el hombre a partir de materiales terrestres, contiene materia viva y es capaz de soportar el crecimiento de las plantas” (Soil Survey Staff, 1998). En la Figura 1, se muestran dos perfiles de suelos representativos de Tabasco.

a) Suelo Fluvisol b) Suelo Vertisol Figura 1. Perfiles de dos suelos típicos de Tabasco (Salgado et al., 2004).

1

Salgado et al. 2006. Manual para muestreo de suelos, plantas y aguas e interpretación de análisis

Los suelos naturales son cuerpos formados por la acción de diferentes factores y se componen de cuatro sustancias principales: minerales, materia orgánica, aire y agua. El suelo es el sustrato que permite el crecimiento de todas las plantas terrestres, ya sean naturales o cultivadas; por lo tanto es importante para la vida en la tierra. Entre mejor se conozcan las propiedades físicas y químicas de los suelos, mejor se podrán entender las respuestas de los cultivos a la aplicación de fertilizantes y los resultados de los análisis de laboratorio. En consecuencia, se podrán manejar mejor los cultivos y obtener mayores beneficios, sin degradar el recurso suelo y permitiendo su conservación. Para comprender el significado de la fertilidad de los suelos, es necesario conocer su naturaleza desde un punto de vista agronómico, así como las principales variables que determinan la fertilidad. Esta es la información que los autores del presente Manual desean proporcionar a los agricultores del sureste de México, esperando que resulte de utilidad práctica. Para facilitar la lectura y comprensión, los términos que se encuentran subrayados en el texto son definidos de manera sintética en el Glosario.

1.2. Conceptos Básicos Textura. Es una propiedad del suelo que está determinada por las proporciones de arena, limo y arcilla que contiene este. La textura se determina en laboratorio mediante el análisis granulométrico de los minerales. Las fracciones minerales que componen el suelo se clasifican según el tamaño de sus partículas (Ortiz y Ortiz, 1980) en arena, limo y arcilla. Arena. La constituyen partículas cuyo tamaño varía de 2.0 a 0.02 mm de diámetro, formadas por granos de sílice que no tienen ninguna cohesión entre ellos, los suelos que la contienen en gran cantidad son muy permeables al aire y agua. Limo. Está formado por partículas minerales cuyas dimensiones fluctúan entre 0.02 y 0.002 mm de diámetro, las cuales tienen propiedades intermedias entre la arcilla y la arena en cuanto a retención de agua y nutrientes. 2


Arcilla. Se forma de partículas inferiores a 0.002mm de silicatos de aluminio hidratados y óxidos hidratados, de diferentes elementos. Esta fracción es la encargada de los procesos de intercambio de iones y de la contracción y expansión de los suelos. Algunas características de las principales arcillas son (Cuadro 1). Cuadro 1. Principales propiedades generales de las arcillas del suelo. Tamaño relativo CIC Sustitución Arcilla Tipo de partículas cmol(+) kg-1 isomórfica Caolinita

1:1

Grande

8

Poca o ninguna

Ilita

2:1

Intermedia

30

Silicio por Aluminio

Montmorillonita

2:1

Pequeña

100

Aluminio por Magnesio

Adaptado de Foth (1992).

De acuerdo con las proporciones de arena, limo y arcilla que presentan los suelos, estos se clasifican en arcillosos, francos o arenosos cuando predomina la arcilla, limo o arena, respectivamente. La clasificación se realiza en base a los porcentajes de cada fracción y siguiendo el triángulo de texturas (Figura 2).

Figura 2. Triangulo de texturas (Tomado de Buckman y Brady, 1985).

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Humus. Es la materia que resulta de la descomposición de los organismos vegetales y animales, por la acción del agua, aire y microorganismos del suelo. El humus y la arcilla se encuentran en el suelo estrechamente ligados en un estado que se denomina floculación, formando lo que se conoce como el complejo arcillo-húmico, con la propiedad de ser más estable que cualquiera de estas sustancias individualmente, debido fundamentalmente a la presencia del calcio en el suelo, con el cual se unen. Estructura. Es la organización de las partículas de suelo en agregados, siendo el complejo arcillo-húmico la sustancia que actúa como adhesivo de las partículas minerales mayores. Los agregados del suelo dan origen a los poros los cuales retienen aire y agua en su interior. Estos agregados a su vez, al unirse entre si, forman los terrones que se observan a simple vista cuando se labra o remueve el suelo. El complejo arcillo-húmico cubre las paredes de los poros evitando que estos se destruyan, por esta razón actúa como estabilizador de la estructura del suelo. La existencia de poros es deseable, ya que entre más poros grandes existan, más se facilita la circulación del agua, aire y la penetración de las raíces de los cultivos en el suelo. El agricultor puede contribuir a mejorar la estructura de su terreno a través de las siguientes prácticas (Cruz, 1986; Guerrero, 1990). 1. Suministrando materia orgánica al suelo periódicamente (residuos de cosecha, cachaza, gallinaza, estiércol, etc.). 2. Evitar el paso de maquinaria agrícola innecesaria en periodos con exceso de agua, para evitar la erosión hídrica (caso de los suelos de sabana que son de textura franca), o la compactación en suelos arcillosos. 3. No aplicar fertilizantes que contengan sodio, pues éste dispersa los agregados del suelo. 4. En suelos ácidos se puede mejorar la estructura con la práctica del encalado (Sánchez, 1981; Tisdale y Nelson, 1985; Núñez, 1985). Absorción de iones. El complejo arcillo-húmico es la principal fracción del suelo que retiene los iones de todos los elementos minerales; estos sirven como nutrientes para los cultivos y son absorbidos a través de las raíces. Los fertilizantes minerales son sales más o menos solubles, la parte soluble se disocia en el agua en dos o más iones. Por ejemplo, el sulfato de amonio [(NH4)2 SO4], se disocia en un anión sulfato (SO42-) y dos cationes amonio (NH4+); estos son asimilados por las raíces y proporcionan azufre (S) y nitrógeno (N) a las plantas (Sánchez, 1981; 4


Fassbender, 1984). El complejo arcillo-húmico del suelo presenta un exceso de carga eléctrica negativa, por lo que fija los cationes (de carga positiva), los aniones permanecen disueltos en la solución del suelo. Los fertilizantes generalmente aportan los siguientes iones: Nitrogenados. El catión NH4+ (amonio), que es fijado por el complejo arcillo-húmico, y el anión NO3- (nitrato) que se encuentra libre en la solución del suelo; este último es más fácil y rápidamente asimilable por las plantas. Fosforados. Aportan el anión PO4H2- (fosfato monobásico) y otros aniones que en solución reaccionan con la superficie del complejo, de donde es extraído por las raíces. El porcentaje de fósforo que resulta retenido por las reacciones de adsorción depende de las características del complejo arcillo-húmico en cada tipo de suelo (Obrador, 1991). Potásicos. El catión K+ (potasio), al igual que el amonio, es fijado por el complejo arcillo-húmico; los porcentajes de K+ fijado varían según el tipo y composición mineral del suelo (López, 1990; Bolio et al., 2006). Los diferentes cationes no se fijan con la misma energía al complejo; se ha establecido un orden de energía de retención que se conoce como serie liotrópica (Fassbender, 1984): H> Ca > Mg >NH4 > K > Na En la mayoría de los suelos, el catión que se encuentra con mayor abundancia es el calcio; por el contrario, el sodio es poco retenido y tiende a lixiviarse. Al conjunto de reacciones de intercambio de iones del complejo, o intercambio de bases, en la solución del suelo se le conoce como Capacidad de Intercambio Catiónico (CIC). Por ejemplo, si abonamos un suelo con cloruro de potasio (KCl), éste se disociará en cloro (Cl-) y potasio (K+), el catión pasa a ser fijado por el complejo, desplazando a un catión Ca2+ (calcio) que pasa a la solución. Este mecanismo es el que explica la acción descalcificadora que los abonos producen en los suelos agrícolas con el paso del tiempo (Guerrero, 1990). Sin embargo, descalcificación no quiere decir acidificación, porque los cationes calcio que se liberan pueden ser sustituidos por otros cationes metálicos. Ahora bien, es muy frecuente que esos cationes Ca2+ se vean reemplazados por iones H+ y Al3+, en cuyo caso la descalcificación si coincide con la acidificación. La capacidad total de intercambio de 5


cationes, es la capacidad máxima de cationes que un peso de suelo determinado es capaz de retener (Sánchez, 1981), se expresa frecuentemente en meq/100 g de suelo o más recientemente en cmol kg1 de suelo. Reacción del suelo o pH. Además de los cationes minerales, el complejo arcillo-húmico tiene fijados iones H+. La presencia en mayor o menor cantidad de iones H+ en relación a los iones básicos, determina la reacción o acidez del suelo que se expresa por el pH, cuyo valor puede variar teóricamente de 0 a 14; en la práctica, los valores observados en los suelos van de 4 a 9 (Sánchez, 1981; Tisdale y Nelson, 1985; Fassbender, 1984 y Guerrero, 1990). En la Figura 3, se observa la disponibilidad de los nutrimentos en función del pH del suelo. La anchura de las bandas horizontales representa la solubilidad relativa del nutrimento. La disponibilidad del nutrimento para las plantas está en relación directa a la solubilidad del mismo (Bidwell, 1990).

Figura 3. Diagrama de E. Truog adaptado de (NPFI, 1988).

El calcio en el suelo. Este elemento es necesario como nutrimento para todas las plantas, además es regulador de la estructura y de las propiedades físicas del suelo. En suelos arcillosos y pesados aumenta la 6


permeabilidad del aire y del agua, disminuyendo la compactación de la tierra. Interviene en la actividad de los microorganismos que transforman el nitrógeno amoniacal (NH4+) en nítrico (NO3-), pues estos no son activos con un pH inferior a 6. Los encalados en suelos de pH ácido favorecen este proceso (Tisdale y Nelson 1985). Encalado del suelo. El encalado es una práctica agrícola que se recomienda cuando el suelo presenta un pH inferior a 5.0 y el cultivo que se desea establecer no es tolerante a suelos ácidos (Figura 4). Los criterios de importancia que ayudan a decidir si se realiza o no el encalado son: a) la acidez intercambiable mayor a 0.5 centi-moles por litro (cmol(+)l-1) es inadecuada para los cultivos; b) la suma de bases (Ca+Mg+K) menor de 5 cmol(+)l-1 produce bajo rendimiento en los cultivos y se relaciona con suelos de baja fertilidad; c) el porcentaje de saturación de aluminio (Al), o acidez intercambiable, mayor de 60% es tolerado por pocos cultivos; el valor deseable es de 10 a 25% (Molina, 1998).

Figura 4. Adaptación de los cultivos al pH del suelo (Guerrero, 1990).

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En una primera aplicación de cal se debe elevar sólo media unidad de pH (0.5); dos años después se debe elevar otra media unidad, y así sucesivamente hasta que el pH alcance el rango de 6 a 6.5 (Guerrero, 1990). Sin embargo, la experiencia de los autores en Tabasco y Chiapas demuestra que suelos ácidos de las sabanas de Huimanguillo y Reforma, con una aplicación de 2 a 4 ton por hectárea de cal dolomítica, incrementaron su pH en casi una unidad (4.8 a 5.7 y 4.5 a 5.5), respectivamente; los cultivos (naranja valencia y tomate) no mostraron signos de ningún tipo de daños y el suelo no presentó alteraciones indeseables (Rodríguez, 1993). Los criterios para realizar un encalado del suelo son (Núñez, 1985; Molina, 1998): 1.

2.

3. 4.

La cal debe incorporarse a la profundidad requerida por el cultivo, para lo cual se distribuye superficialmente la cal en forma manual o mecánicamente, posteriormente se incorpora con la rastra (Figura 5). La aplicación de la cal se puede realizar en cualquier época del año. Sin embargo el suelo debe guardar un mes como tiempo mínimo de reposo, antes de realizar la siembra. De preferencia se recomienda la aplicación de cal dolomítica, por que además del calcio se adiciona magnesio. Para determinar la dosis de aplicación existen varios métodos, siendo los más comunes el de titulación con una base o equilibrio con cal; lavado con una solución amortiguadora (buffer), seguida de análisis del lixiviado para determinar la cantidad de base consumida por reacción con el suelo, y por diferencia entre la capacidad de intercambio catiónico y la suma de bases intercambiables. Cochran et al. (1980) propusieron la siguiente fórmula para calcular la dosis de cal a aplicar en los suelos, según las condiciones específicas: CaCO3 = (1.8 (PSAE – PSAD) (CICE)) / 100 Donde: PSAE: Porcentaje de saturación de Al existente en el suelo PSAD: Porcentaje de saturación de acidez deseado (Cuadro 2). CICE: Capacidad de intercambio catiónico efectiva, considera la suma de bases (Ca+Mg+K) y la acidez intercambiable (Al+H). CaCO3 requerido en t ha-1 8


5.

Los criterios para seleccionar los materiales para efectuar el encalado son: valor neutralizante, fineza, contenido de magnesio, pureza y costo.

Figura 5. Ejemplo de encalado del suelo en la sabana de Reforma, Chiapas.

La fertilidad de un suelo depende de las tasa relativas de adición y extracción de nutrimentos por las plantas (Bidwell, 1990), por ello, para desarrollar un programa de fertilización adecuado es necesario saber que elementos y en que cantidad son requeridos por los cultivos a fin de producir cosechas rentables en diferentes tipos de suelo.

1.3 ¿Por que analizar los suelos? Se recomienda realizar análisis de los suelos agrícolas para determinar sus propiedades físicas y químicas a fin de conocer su fertilidad. El conocimiento del nivel de fertilidad edáfica ayuda a tomar decisiones sobre la cantidad de fertilizante que se aporta a cada cultivo, o la necesidad de aplicar cal para incrementar los rendimientos. Los nutrientes primarios para las plantas son: nitrógeno (N), fósforo (P) y potasio (K); se llaman así porque determinan en mayor medida la producción de los cultivos. Los nutrientes secundarios son calcio (Ca), magnesio (Mg) y azufre (S); son requeridos por las plantas en cantidades menores. El silicio (Si), cobre (Cu), hierro (Fe), boro (B), sodio (Na), níquel (Ni) y otros, se llaman micronutrimentos, ya que son requeridos por las plantas en cantidades menores a 50 mg, pero ello no significa que 9


Cuadro 2. Porcentaje de saturación de Al (PSAE) tolerado por algunos cultivos en suelos ácidos y valores del porcentaje de acidez deseado (PSAD) para esos cultivos en producción. Cultivo Porcentaje de saturación de Al PSAD† (PSAE) Alto Medio Bajo Arroz X X X Maíz 40 <25 Sorgo 15 <20 Trigo 10 <10 Soya <10 Frijol negro X <20 Maní 40 <25 Caupí 60 <40 Gandul X <40 Camote 30 <20 Papa 30 <20 Yuca 75 X <60 Plátano X <25 Banano X <15 Coco X <30 Mango X <20 Cítricos X <20 Piña X <30 Pejibaye X <25 Cacao X <20 Palma de aceite X <15 Caña de azúcar X <20 Café 40 <25 Adaptado de Bertsch (1995). † Valores estimados

sean menos importantes para el desarrollo y crecimiento normal de los cultivos (Marschner, 1995). En el Cuadro 3 se presentan algunas características generales de los nutrimentos y su comportamiento en los suelos. Cada nutrimento tiene formas químicas particulares de absorción, algunas son catiónicas (N, K, Ca, Mg, Mn, Zn, Cu y Fe) y otras aniónicas (N, P, S, B, Mo, Cl). Es importante favorecer la presencia de dichas formas en el suelo para facilitar la absorción por las raíces de las plantas. El N es el único elemento que puede absorberse tanto en forma aniónica como catiónica. Las formas absorbidas no son necesariamente las formas metabólicas activas dentro de la planta. En el caso del N y el S los iones absorbidos deben transformarse a formas reducidas para actuar dentro de la planta. 10


Cuadro 3. Características generales de los nutrimentos en lo suelos agrícolas Nutrimento

Forma de absorción

Forma metabólica

Movilidad en la planta

Movilización suelo-raíz

Unidad de expresión en fertilizantes

N

NO3NH4+ Urea Amidas Aminoácidos

NH4+ NH3 NH2OH-

++

Flujo de masas

N

P

H2PO4HPO4-2

K

+

Difusión

P2O5

K+

H2PO4HPO4-2 PO4-3 K+

++

K2O

Ca

Ca++

Ca++

-

Mg

Mg++

Mg++

+

S

SO4-2

S-H/S-S

±

Mn

Mn++ Quelatos

Mn++

Zn

Zn++ Quelatos

Zn++

Difusión Intercepción Flujo de masas Intercepción Flujo de masas Flujo de masas Flujo de masas Intercepción Flujo de masas Intercepción

Cu

Fe

B

Mo Cl

Cu++ CuOH CuCl Quelatos Fe++ Fe+++ Quelatos H3BO3 H2BO3HBO3 BO3 B(OH)4B4O7-2 MoO4-2 HMoO4-

±

±

Cu++

Fe++

MgO S Mn

Zn

-

Flujo de masas

Cu

-

Flujo de masas

Fe2O3

±

Flujo de masas

B2O3

+

Cl-

Ca

+

Flujo de masas Flujo de masas

MoO4 Cl

Adaptado de Bertsch (1995).

La capacidad de movilidad o translocación dentro de la planta tiene relación con la caracterización de los síntomas visuales que indican su deficiencia. Para que ocurra una absorción adecuada de nutrimentos, además de los mecanismos fisiológicos que intervienen en el transporte de nutrimentos 11


del suelo a la raíz, son importantes otros procesos relacionados con la forma en que los nutrientes se acercan de los diferentes puntos del suelo a la raíz. Existen tres tipos de movimientos de nutrientes en el suelo (Figura 6). Por ello, para realizar un análisis de suelos representativo es necesario efectuar un muestreo adecuado de los mismos. Intercepción. Las raíces al crecer en el espacio poroso del suelo, ocuparán las zonas contiguas a los nutrimentos y éstos podrán ser absorbidos sin ningún tipo de desplazamiento. La raíz llega hasta la fuente nutrimental. Flujo de masas. El agua del suelo está en continuo movimiento y lleva nutrimentos disueltos en grandes cantidades. Cuando la planta absorba agua para reemplazar a la pérdida por la transpiración, se producirá también una absorción de nutrimentos.

Absorción (%)

Intercepción

Flujo de masas

Difusión

100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 N

P

K

Ca

Mg

Nutrientes

Figura 6. Vías de acceso de los nutrimentos a las raíces de las plantas (Rosolem, 1994).

Difusión. Se refiere al movimiento de nutrimentos de una solución de mayor a otra de menor concentración. La velocidad de difusión de los nutrimentos depende del coeficiente químico de difusión de cada elemento, la magnitud del gradiente, el contenido de agua del suelo, la superficie de raíz disponible, la textura, la tortuosidad y la viscosidad del medio. En el Cuadro 4 se presenta la importancia relativa de los tres tipos de movimientos de nutrientes en el suelo (Bertsh, 1995).

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Cuadro 4. Importancia relativa de los mecanismos de movimiento para la absorción de nutrientes del suelo.

Nutrientes abastecidos (%) Nutrimento Flujo de masas Intercepción Difusión radical N 96.8 1.2 0 P 6.3 2.8 90.9 K 20.0 2.3 77.7 Ca 71.4 28.6 0 S 95.0 5.0 0 Mo 95.2 4.8 0

1.4 ¿Porque hacer muestreos de suelos? Las propiedades físicas y químicas de los suelos presentan variabilidad espacial, por lo que para determinar cuales de los nutrientes se encuentran presentes, se recomienda obtener una muestra representativa del terreno que se desea cultivar o del cual se quieren mejorar los rendimientos (Sabbe y Marx, 1987). Mediante el muestreo, se puede minimizar la variabilidad espacial de las propiedades físicas y químicas del suelo y se disminuir los costos y tiempo de los análisis. Las suposiciones que se establecen cuando se realiza una muestra compuesta son (Cline, 1944): 1. La muestra representa a una población homogénea. 2. La muestra compuesta está formada por cantidades iguales de cada submuestra. 3. No se presentan interacciones entre los materiales en el proceso de mezclado. 4. El único parámetro de interés es un estimador insesgado de la media poblacional. La variabilidad de las muestras compuestas puede ser verificada al analizar más de una submuestra, por ejemplo Velasco y Martínez (1985) no encontraron diferencias entre pH y fósforo en submuestras de suelo provenientes de varias subunidades de muestreo.

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1.5 ¿Cuándo realizar el muestreo de suelos? El muestreo del suelo se puede efectuar antes de la preparación del terreno para la siembra, o inmediatamente después de la cosecha anterior; considerando suficiente tiempo para conseguir y aplicar los fertilizantes oportunamente, en concordancia con los resultados de los análisis químicos del suelo. Para el caso de pastizales se puede muestrear en cualquier época del año, aunque se recomienda que sea un mes antes del comienzo de la estación seca y/o a mediados de la época de nortes, para incrementar la cantidad de forraje en la estación seca que es la época deficitaria (Juárez, 2005). En terrenos sembrados, que no han sido fertilizados, tomar la muestra de suelo de la parte media del surco, en el espacio comprendido entre plantas. En el caso de plantaciones, tomar la muestra en la zona de goteo del árbol.

1.6. Herramientas de Muestreo Para realizar un muestreo adecuado de suelos se necesitan bolsas de nylon con capacidad para 2 kg, pala recta ó barrena holandesa, machete, etiquetas, hilo, lápiz y libreta de campo (Figura 7).

Pala recta

Hilo

Machete

Etiquetas

2 cubetas de Regla Lápices Libreta de campo plástico Figura 6. Materiales necesarios para realizar correctamente el muestreo de suelos.

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La barrena holandesa presenta ventajas porque reduce el esfuerzo, el tiempo de trabajo y el costo durante los muestreos de suelo (Figura 8).

b). Bolsas de plástico con 2 kg de muestra Figura 8. Barrena holandesa y vista de una muestra de suelo preparada para ser enviada al laboratorio. a) Barrena holandesa

1.7 ¿Cómo realizar el muestreo? Los esquemas de selección de la muestra más comúnmente utilizados en muestreo de suelos son el aleatorio irrestricto (muestreo aleatorio simple o al azar) y el sistemático. Los diseños de muestreo que con frecuencia se emplean utilizando estos dos principios son (Henríquez et al., 1998): 1. 2. 3. 4. 5. 6.

Aleatorio irrestricto Estratificado Por etapas, polietápico o submuestreo. Sistemático en una dimensión Sistemático en dos dimensiones y alineado Sistemático en dos dimensiones y semialineado (zig-zag).

Otro tipo de muestreo utilizado es el muestreo de juicio, el cual no es probabilístico. En este caso, la selección de las unidades a muestrear se hace a criterio del técnico, buscando que las observaciones sean lo más representativas, o bien muestreando características extremas. Este procedimiento induce un sesgo en las estimaciones que no es posible evaluar, además de que no se puede determinar la precisión de las inferencias que se hacen.

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La utilización de un diseño de muestreo en particular depende del objetivo del muestreo y de las características propias del terreno a muestrear. En ocasiones es necesario efectuar análisis preliminares para determinar con exactitud el tipo e intensidad de muestreo requerido. La precisión obtenida durante el muestreo de suelos determinará en gran parte la validez de los resultados del análisis químico, ya que el error debido a un muestreo inadecuado es generalmente mayor que el error que pueda tenerse en el laboratorio. Partiendo del axioma de Jackson (1958) que indica “el análisis no puede ser mejor que la muestra” y de la opinión de que muchas veces se busca una precisión de los análisis mayor que la necesaria, Copen y Evans (1985) establecen que los procedimientos deberán ser tan precisos como sea posible, de tal manera que la imprecisión en el laboratorio no adicione más variabilidad a la que adiciona el muestreo. Se recomienda poner especial atención en los siguientes puntos al momento de diseñar el muestreo: a) Superficie de muestreo Para obtener muestras representativas de suelo en el sureste de México, el área de muestreo no debe ser mayor de 4 ha en terrenos accidentados y de 5 ha en terrenos uniformes y planos, ya que al seleccionar superficies de muestreo mayores se pierde precisión, aun cuando se incremente el número de submuestras (Bole y Pittman, 1976). Los terrenos que no son planos se dividirán en sub-áreas, de acuerdo al aspecto físico que tenga el suelo, procediéndose a tomar una muestra compuesta de cada área; por ejemplo, se puede dar el caso que tengamos áreas altas, medias y bajas. Si dos áreas son iguales dentro del mismo terreno y si su superficie no rebasa las 4 hectáreas se considera como una sola (Figura 9). b) Tipo de muestreo En terrenos uniformes y planos, de acuerdo con los resultados de varios estudios (Velasco y Martínez, 1985; Sabbe y Marx 1987) se recomienda el muestreo en zig-zag y el estratificado al azar, por ser los más eficientes en reducir la variabilidad de las propiedades físicas y químicas y evitar la periodicidad, siendo ésta razón por la que son los más comúnmente empleados en México (SARH, 1983).

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Alto Medio

Medio

Bajo

Bajo

Figura 9. Vista aérea de un terreno accidentado y ubicación de áreas homogéneas para el muestreo de suelos.

El muestreo en zig-zag consiste en seguir una línea quebrada, iniciando por un lado del terreno, el cual será el punto de inicio para trazar el plano, se decide la distancia entre los diferentes puntos de muestreo en función del número de submuestras que se deban tomar (Figura 10). El muestreo estratificado es el más adecuado cuando se realizan muestreos en terrenos de grandes dimensiones, ya que se ahorra tiempo y dinero; además permite interpretar separadamente cada sub-unidad de suelo (Petersen y Calvin, 1965). Este método consiste en dividir el área en sub-poblaciones de apariencia uniforme y seleccionar al azar algunas de ellas, dentro de las seleccionadas, elegir al azar las unidades de muestreo y así sucesivamente, hasta la última etapa en donde el procedimiento de recolección de muestras se hace en zig-zag (Figura 9). En todos los casos es conveniente numerar las muestras compuestas, o marcarlas para identificar el sitio de donde proviene cada una, anotando los datos en la libreta de campo para el caso en que se requiera verificar la información o para la interpretación de los datos (Velasco y Martínez, 1985). Existen nuevas técnicas, tales como la geoestadística, la autocorrelación y la semivarianza, las cuales pueden ayudar para efectuar muestreos de suelos. Es conveniente saber que muchas de las propiedades relacionadas con la fertilidad del suelo no siguen una distribución normal, sino que se pueden encontrar distribuciones log-normal (carbono orgánico, nitrógeno total, potasio intercambiable, etc.) y distribuciones gama (capacidad de intercambio catiónico, calcio y magnesio intercambiable, etc.), por lo que su significado del valor 17


promedio, así como el de las estimaciones de otros parámetros estadísticos tiene una interpretación diferente (Wilding y Dress, 1983).

b) Muestreo estratificado al azar a) Muestreo en zig-zag Figura 10. Los dos principales esquemas de muestreo de suelos utilizados en México.

c) Número de submuestras Para formar las muestras compuestas, se requiere determinar el número de submuestras a tomar en un área determinada. Al respecto, Hauser (1990) reporta que 40 submuestras son suficientes para hacer una estimación adecuada de la fertilidad de un suelo del que no se conoce su heterogeneidad; en suelos ya conocidos, 5 a 25 submuestras son suficientes por parcela de 4 ha o menos (Peck y Melsted, 1973). La experiencia de los autores indica muestrear 10 a 15 puntos por unidad de muestreo en los suelos del sureste de México, con una separación mínima de 25 m entre cada punto. En los muestreos subsecuentes se recomienda alejarse de los puntos muestreados previamente. d) Toma de submuestras Los puntos de muestreo se deben limpiar con machete para eliminar la maleza, restos de cultivo o restos orgánicos superficiales, como hojarasca, ramas, frutos en descomposición y cualquier otro tipo de materiales ajenos al suelo. Si se utiliza pala recta, hacer los hoyos de 30 cm de diámetro, de profundidad a la que se deba tomar la submuestra, eliminar la tierra suelta alrededor del agujero; con la pala se toma una rebanada de una pared, se eliminan los dos tercios laterales y el tercio central (de 18


aproximadamente medio kilogramo) se deposita en una cubeta, según cada profundidad (Figura 11).

Tercio central

Muestra Figura 11. Selección del tercio central de la submuestra, a partir del muestreo con pala.

Cuando se usa la barrena holandesa, una vez limpia la superficie del sitio se procede a barrenar; la porción de suelo extraída (aproximadamente medio kilogramo) se deposita directamente en la cubeta (Figura 12). No se deben tomar muestras en lugares cercanos a zanjas, árboles aislados, cercas, caminos, cárcavas, o cualquier otro sitio donde el suelo muestre alteraciones o no sea representativo del cultivo de interés. Toda muestra se debe tomar a más de 10 m de distancia de este tipo de áreas.

a) Muestreo en el entresurco de la caña de b) Muestreo en plantaciones de azúcar al mes de edad. cítricos. Figura 12. Muestreo de suelos realizado con barrena holandesa en dos plantaciones.

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Para evitar la contaminación de las muestras y resultados erróneos, es muy importante lavar minuciosamente y secar todas las herramientas de trabajo utilizadas, antes de muestrear otras áreas de terreno. e) Profundidad de muestreo Se determina por la profundidad donde se encuentra la mayor densidad de raíces, responsables de la absorción de los nutrimentos (Figura 13); esto depende del cultivo, textura, estructura, profundidad del suelo, y distribución de los nutrimentos (Cope y Evans, 1985; Hauser, 1980; Pritchett, 1979). En terrenos donde se practica la labranza, las raíces se distribuyen preferentemente en la capa arable, cuyo espesor es de 0 a 30 cm (Hauser, 1980). Pastizales 0 a 15 cm

Cultivos anuales 0 a 15 cm

Cultivos perennes 0 a 30 cm

15 a 30 cm

30 a 60 cm

Forestal 0 a 30 cm

Figura 13. Profundidad de muestreo de suelos para determinar la mayoría de nutrientes para diferentes cultivos.

En el cultivo de la caña de azúcar, se recomienda tomar 10 submuestras sobre el surco de caña y 10 entre los surcos; la profundidad más empleada es de 0 a 30 y 30 a 60 cm. En huertas con árboles frutales, el muestreo se efectúa en la zona de goteo de la copa de los árboles, como se indica en la Figura 14.

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Área de fertilización

Zona de muestreo

Figura 14. Muestreo de suelo y aplicación del fertilizante en cultivos arbóreos.

En las praderas y pastizales, la capa de suelo con el máximo desarrollo de raíces y más contenido de nutrimentos está entre 5 y 15 cm de profundidad. En el cultivo de alfalfa, una profundidad de 15 cm es adecuada para muestrear (Mcintyre, 1967; Cope y Evans, 1985). Por su parte Pritchett (1979), menciona que en suelos forestales podemos encontrar la mayoría de las raíces absorbentes de los árboles en los primeros 30 cm, por lo que las muestras deberán ser colectadas a esa profundidad. En cualquier caso es conveniente recordar que la profundidad de muestreo tendiente a recomendar dosis de fertilización deberá estar acorde con un estudio previo de correlación y calibración, en el cual se basan los valores críticos en la concentración de nutrimentos. Por último, es conveniente anotar que las profundidades a las que se ha hecho referencia, comienzan a contar después de remover los residuos orgánicos de la superficie del suelo, sobre todo en suelos forestales, praderas, cañeros y huertos frutales, donde se pueden acumular cantidades importantes de materia vegetal.

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Para el caso del nitrógeno, varios autores mencionan que la forma a analizar es el nitrato ya que tiene buena correlación con los rendimientos del cultivo (Bole y Pittman, 1976; Hauser, 1980), siendo mayor en climas áridos y menor en clima tropical-húmedo. De esta manera, si se desea evaluar el contenido de nitratos, la profundidad será de 60 cm para aquellas condiciones de clima templado y 75 cm para climas tropicales (Salgado et al., 1997). f) Homogeneización de las muestras A medida que son obtenidas las submuestras de cada profundidad y área, se vierten en una cubeta y se mezclan estrechamente para obtener la muestra compuesta. De esta mezcla, se toma una porción de 2 kg aproximadamente y se deposita en doble bolsa de nylon; en el espacio entre bolsas se coloca la etiqueta con la información correspondiente (Cuadro 5).

1.8. Ficha de registro para las muestras Es importante que el productor o técnico que realizan la toma de muestras registre en campo y proporcione la información básica, de utilidad al laboratorista y al agrónomo, para una correcta interpretación de los resultados encontrados en el laboratorio (Cuadro 5). Cuadro 5. Información relevante del sitio de muestreo Fecha de muestreo: No. de muestra: Nombre del propietario: Cultivo existente o a establecer: Municipio: Estado: Uso del predio (cultivo o tipo de ganado): Superficie: Fecha de fertilización: Formula empleada: Método de aplicación Manual: Mecánica: En caso de de amarillamiento o manchado de las hojas, observa usted alguna causa relacionada (insectos, pudriciones, etc.):

Existe alguna fuente contaminante cerca de su predio?: Profundidad de muestreo: Análisis solicitados: Otros:

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1.9 ¿Que análisis solicitar? En los suelos se pueden realizar muchos tipos de determinaciones, por ello es importante solicitar solo aquellos análisis que sean relevantes para los aspectos que se desean conocer de cada parcela en particular; propiedades físicas, químicas y de fertilidad. En ocasiones, un solo factor restrictivo impide un aprovechamiento adecuado del suelo (salinidad, sodicidad, pH extremo, etc.). Análisis físicos. Son aquellos que permiten determinar las propiedades relacionadas con el comportamiento físico del suelo como: textura, densidad aparente y espacio poroso. Análisis químicos. Miden las propiedades relacionadas con la disponibilidad de los nutrientes para las plantas: pH, materia orgánica, nitrógeno total, nitratos, fósforo asimilable, potasio, calcio y magnesio intercambiable, azufre y aluminio; así como los micronutrimentos hierro, cobre, zinc, magnesio, boro y otros. Capacidad de retención de humedad. Para estudios de riego es importante determinar la capacidad de retención de humedad del suelo, la cual ayuda a determinar el agua aprovechable para el cultivo y determinar el momento de los riegos. La mayoría de los laboratorios especializados en análisis agrícolas ofrecen una rutina básica para determinar la fertilidad del suelo, la cual incluye: textura, pH, MO, Nt, P, K, Ca y Mg (NOM-21-RECNAT, 2000). Estas determinaciones son las más recomendadas en suelos donde no se han realizado análisis previos. Cuando es requerido se debe solicitar una determinación en especial. En el Inciso 1.11 se muestran los resultados de esta rutina para tres tipos de suelos.

1.10 ¿Cada cuanto tiempo muestrear? Los nutrimentos en el suelo varían horizontal y verticalmente y también a lo largo del tiempo. La variación horizontal se estima mediante el número de submuestras y método de muestreo; la variación vertical se estima con la profundidad del muestreo. Para evaluar la variación de los nutrimentos en el tiempo, es necesario considerar la época de muestreo; se deben seguir los cambios en las propiedades físicas y químicas del suelo a lo largo de varios años (Rodríguez y Burguete, 1985). 23


Independientemente del cultivo, se recomienda muestrear antes de establecer un nuevo cultivo; en cultivos anuales cada 3 o 4 años; en huertas de árboles frutales cada 6 años, o antes si se presentan problemas de nutrición (Cope y Evans, 1985).

1.9 Interpretar los resultados de laboratorio La interpretación de los análisis químicos de suelo se divide en: a) variables que no requieren calibración, es decir que tienen una interpretación directa y que es aplicable a la mayoría de los suelos, y b) variables que requieren calibración; son aquellas cuyos parámetros deben ser determinados para cada localidad y cultivo. Se aclara al usuario que los valores que se presentan para esta última categoría tienen un carácter orientador y que a falta de información local, se deben utilizar solo indicativamente para interpretar los resultados (Etchevers, 1988). a) Variables que no requieren calibración Reacción del suelo (pH). Se mide como unidades de pH (Cuadro 6), de acuerdo al valor encontrado en la muestra, el suelo se clasifica como: Cuadro 6. Clasificación del pH (Letelier, 1967). Clasificación

pH

Fuertemente ácido Moderadamente ácido Neutro Moderadamente alcalino Fuertemente alcalino

< 5.0 5.1 - 6.5 6.6 - 7.3 7.4 - 8.5 > 8.5

Salinidad de suelo. La salinidad del suelo se estima mediante la conductividad eléctrica (CE) del extracto a saturación del suelo (Cuadro 7). Se expresa en deci-Siemens por metro a 25ºC (1 dS.m-1 = 1 mmhos.cm-1).

24


Cuadro 7. Salinidad del suelo (Richards, 1994). CE (dS m-1)

Efectos

Significado agronómico

Muy ligeramente salino

Efectos de la salinidad casi nulos

2a4

Moderadamente salino

Se reducen los rendimientos de los cultivos más sensibles.

4a8

Suelo salino

Se reducen los rendimientos de la mayoría de los cultivos

8 a 16

Fuertemente salino

Sólo los cultivos tolerantes rinden satisfactoriamente

<2

> 16

Muy fuertemente salino Sólo algunos cultivos resultan tolerantes.

Materia orgánica (MO). Se incluye en los análisis rutinarios porque constituye un índice del nitrógeno presente en el suelo potencialmente mineralizable, y de nutrientes como P y S (Cuadro 8). Su valor es indicativo ya que la mineralización depende de la calidad de los residuos orgánicos y de las condiciones físicas del suelo. La MO se expresa en porcentaje de peso.

Cuadro 8. Clasificación del suelo según su contenido de MO (Tavera, 1985). Clase

MO (%)

Muy pobre Pobre Medio Rico Muy rico

<1 1-2 2-3 3-5 >6

Nitrógeno total (Nt). Raras veces es un buen indicador de la disponibilidad de N para los cultivos (Cuadro 9), pero se encuentra estrechamente relacionado con la MO. Se suele cuantificar para calcular la relación carbono/nitrógeno (C/N), (Cuadro 10) la cual si da una buena estimación de la tasa de mineralización o inmovilización del N en un suelo determinado (Tisdale y Nelson, 1985). 25


Cuadro 9. Clasificación para el Nt en los suelos (Tavera, 1985). Clase

Nt (%)

Muy pobre Pobre Medio Rico Muy rico

< 0.05 0.05 - 0.10 0.10 - 0.15 0.15 - 0.25 > 0.25

Cuadro 10. Clasificación de la relación C/N (Tavera, 1985). Clase Muy alta Alta Mediana Baja Muy baja

Relación C/N

Efecto sobre Nt

> 25 15 - 25 10 -15 8 -10 <8

inmovilización inmovilización mineralización mineralización mineralización

Una relación C/N menor de 15 significa que habrá mineralización neta, y por lo tanto N orgánico disponible en el suelo. Una relación mayor de 25 representa una inmovilización neta, por lo que el suelo carece de N disponible para el cultivo. Porcentaje de saturación de aluminio (PSA). Se considera de importancia para el caso de los suelos ácidos como los de las Sabanas de Huimanguillo y Balancán, Tabasco (Cuadro 11). Cuadro 11. Clasificación del Porcentaje de Saturación de Aluminio (Landon, 1984). % de Al Efecto en plantas intercambiable 30 Los cultivos sensibles son afectados 60 Generalmente tóxico, si no hay electrolitos presentes se puede esperar que la concentración de Al sea muy baja (caña de azúcar tolera 60% de PSA). 85 Puede ser tolerado por algunos cultivos bajo ciertas condiciones (té, hule, yuca, piña, algunas gramíneas y leguminosas tropicales).

b) Variables que requieren calibración Un gran número de análisis químicos relacionados con la nutrición de las plantas requieren de calibración. Esto es, deben relacionarse de una forma conocida con la respuesta de la planta a un cambio del nivel en el 26


suelo. Ello se debe a que la cantidad de nutrimento que extrae una solución depende del tipo de suelo, el cultivo y la naturaleza de la solución extractora. Fósforo extractable (P). Los métodos de extracción que han presentado mejores resultados y se relacionan mejor con la nutrición de los cultivos son Bray-1, para suelos ácidos y neutros (Cuadro 12) y Olsen para suelos alcalinos (Cuadro 13). Para la interpretación de los contenidos de P en el suelo, se requiere conocer que método fue utilizado por el laboratorio, ya que los niveles y clases varían según el método. Cuadro 12. P extractable por el método Bray-1 (CSTPA, 1980) Clase P extractable (ppm) Bajo < 15 Medio 15- 30 Alto > 30

Cuadro 13. P extractable por el método Olsen (CSTPA, 1980) Clase P extractable (ppm) Bajo < 5.5 Medio 5.5-11 Alto >11 Algunos laboratorios acostumbran a reportar sus resultados en kg de P por hectárea. No obstante, aunque esta cifra es más atractiva para los productores y técnicos, obliga hacer ciertas suposiciones, como son la profundidad de muestreo y la densidad del suelo. Se estima que el peso de una capa de suelo de 20 cm de profundidad, con una densidad media de 1.25 g por cm3, sería de 2500 ton por ha. Cationes intercambiables. Se refiere al calcio (Ca), magnesio (Mg) y potasio (K), que se encuentran en equilibrio entre la solución del suelo y el complejo arcilloso de intercambio (Fassbender, 1984). Los cationes intercambiables, extraídos con acetato de amonio (AcoNH4, pH 7) se clasifican según los valores de la muestra (Etchevers et al., 1971) de altos a muy bajos (Cuadro 14).

27


Cuadro 14.Bases intercambiables calcio, magnesio y potasio (Etchevers et al.,1971) Ca Mg K Clase -1 ( meq/100 g ócmol kg ) Alta >10 > 3.0 0.6 - 1.3 Media 5 – 10 1.3 - 3.0 0.3 – 0.6 Baja 2–5 0.5 – 1.5 0.2 – 0.3 Muy baja <2 <0.5 < 0.2 En los Cuadros 15 a 17 se presentan otros nutrimentos esenciales para el desarrollo de las plantas, que también son determinados durante los análisis de suelos, y sus respectivas clasificaciones, según los contenidos encontrados en las muestras. Cuadro 15. Clasificación para el contenido de Azufre (S) en suelos, mediante tres métodos de extracción (Reisenawer et al., 1973). Clase Método de extracción de S (ppm) AcONH4 Ca(H2PO4)2 NaHCO3 Baja <7 <9 < 10 Alta >7 >9 > 10

Cuadro 16. Clasificación para micronutrimentos Zn, Fe, Cu y Mn extractados con DTPA (Viets y Lindsay, 1973). Clase Zn Fe Mn Cu (ppm) Deficiente < 0.5 < 2.5 < 1.0 < 0.2 Marginal 0.5 – 1.0 2.5 – 4.5 0.2 – 2.0 Adecuado > 1.0 > 4.5 > 1.0 > 2.0

Cuadro 17. Clasificación para Boro extractable en agua caliente (B) (Reisenawer et al., 1973). Clase B (ppm) Bajo < 1.0 Adecuado 1.0 - 3.0 Excesivo (tóxico) 3.0 – 5.0 En el Cuadro 18 se presentan las cantidades de cal agrícola que deben aplicarse para corregir el pH de terrenos con suelos muy ácidos, según su acidez inicial y el pH final que desea alcanzarse. 28


Cuadro 18. Requerimientos de cal agrícola, según el método SMP (CSTPA, 1980). *t ha-1 de cal agrícola para alcanzar: pH suspensión suelo/buffer pH 6.0 pH 6.5 6.8 2.2 2.7 6.7 3.8 4.7 6.6 5.4 6.5 6.5 6.9 8.5 6.4 8.5 10.5 6.3 10.1 12.3 6.2 11.2 14.3 6.1 13.2 16.1 6.0 14.8 18.1 * ton de cal agrícola por hectárea, con 90% de valor neutralizante o equivalente CaCO3, y una finura de 40%< 100 mallas, 50%< 60 mallas, 70% <20 mallas y 95% <8 mallas.

Para aprovechar los resultados de los análisis de suelo adecuadamente se requiere información complementaria sobre las condiciones ambientales, régimen de lluvias, tipo de cultivo, prácticas agronómicas y otros aspectos del cultivo y del sitio. Debe subrayarse que los resultados de laboratorio permiten conocer el contenido de nutrientes asimilables, pero no indican la cantidad que hay que añadir para conseguir un determinado aumento en el rendimiento de los cultivos, cuando escasea un nutrimento determinado en el suelo (Cottenie, 1984; INPOFOS, 1993). El principal problema al predecir la respuesta probable del cultivo a las aplicaciones de fertilizante depende en gran medida de las circunstancias locales y de las condiciones de campo, las cuales varían de un año a otro, por ello se recomienda pedir ayuda a especialistas en fertilidad de suelos. c) Interpretación y recomendaciones Para ejemplificar la utilidad de los análisis físicos y químicos de suelo, se presentan tres casos de suelos cultivados en el estado de Tabasco, que contrastan en fertilidad. Vertisol. Resultados reportados por Salgado (1991), para un suelo del Plan Chontalpa, Tabasco, cultivado con arroz (Cuadro 19). La conductividad eléctrica de 0.12 dS m-1 indica un contenido salino extremadamente bajo, por lo cual este suelo no tiene ningún problema de salinidad. 29


Cuadro 19. Resultados de análisis físicos y químicos de un suelo Vertisol del Plan Chontalpa, cultivado con arroz. Profundidad (cm) Propiedad Unidades (0 a 20 ) (20 a 40) Conductividad eléctrica (CE) (dSm-1) 0.12 0.12 pH pH 7.2 7.2 Materia orgánica (MO) (%) 2.1 3.1 Nitrógeno total (Nt) (%) 0.16 0.12 Fósforo (P) Olsen (mg kg-1) 14.0 11.0 Azufre (S) (mg kg-1) 18.0 17.0 Potasio (K) 0.41 0.34 (cmol kg -1 ) Calcio (Ca) 20.3 19.8 -1 (cmol kg ) Magnesio (Mg) 11.2 11.5 (cmol kg -1 ) Sodio (Na) 0.54 0.56 Capacidad de intercambio catiónico (cmol kg -1 ) 24.3 20.1 (%) Arcilla 30.7 (%) Arena 40.6 (%) Limo 28.7 Textura Migajón arcilloso

El pH de 7.2, se clasifica como neutro, e indica que en el suelo están disponibles la mayoría de los nutrimentos requeridos por el cultivo. Con los datos de M.O y Nt se calculó la relación C/N, la cual fue de 7 y 15, en el primero y segundo estrato, respectivamente. Estos valores indican que la mineralización es lenta por lo que el suelo requiere aplicación de N suplementario; en este experimento se obtuvieron rendimientos de 5.2 t ha-1 de arroz con una dosis de 160 kg ha-1 de N. El fósforo extractable Olsen fue de 14 y 11 mg por kg de suelo, para el primer y segundo estrato, respectivamente. Estos valores son altos, por lo que se recomienda una dosis de solo 40 kg de P2O5 por ha, para mantener la fertilidad del suelo a largo plazo. El contenido de potasio en el primero y segundo estrato (0.41 y 0.34 cmol por kg de suelo, respectivamente) se clasifica como medio. Estas concentraciones están por encima del nivel crítico de 0.25 cmol por kg de suelo para arrozales inundados, sin embargo, representa solo el 1.7% del porcentaje de saturación. En un Vertisol este porcentaje se considera bajo, mientras que 3% de saturación de K en el complejo de intercambio es adecuado. Por lo anterior se recomienda aplicar una dosis de manutención de 40 kg por ha de K2O. El contenido de azufre de 18 y 17 ppm se clasifica como alto, valores que obedecen posiblemente a la actividad petrolera del Estado. Bajo los valores de pH encontrados en este sitio, un contenido elevado de S 30


resulta benéfico, ya que puede contribuir a acidificar ligeramente al suelo. En este ejemplo, el contenido de calcio en el primer y segundo estrato es de 20.3 y 19.8; el de magnesio es de 11.2 y 11.5 cmol por kg de suelo, respectivamente, clasificándose como altos. La Capacidad de Intercambio Catiónico de 24.4 y 20.1 indica que no hay deficiencias de cationes; este suelo presenta buena fertilidad ya que los valores de CIC son altos. De acuerdo con la textura, el suelo posee un drenaje lento, con alta capacidad de retención de humedad, lo que favorece el cultivo de arroz, sin importar el tipo de manejo del agua. Este suelo resulta adecuado para el cultivo ya que presenta buena fertilidad; requiere un aporte reducido de fertilizantes químicos para mantener la fertilidad a largo plazo. Con un manejo agronómico adecuado es factible obtener altos rendimientos de grano. Ultisol. Suelo ácido cultivado con cítricos (Naranja Valencia, Tangerina y Limón Persa), rancho ‘Los Tres García’ ubicado en el km 6+000 de la carretera Estación Chontalpa-Zanapa, Huimanguillo. Los resultados de Rodríguez (1993), se muestran en el Cuadro 20. Cuadro 20. Cambios en las propiedades químicas del suelo en respuesta a aplicación de 4 t ha -1 de cal dolomítica (0 a 20 cm). Tratamientos Propiedad Unidades Sin cal Con cal pH 4.8 6.1 Materia orgánica (MO) (%) 8.0 5.8 Fósforo Bray-1 (mg kg-1) 3.8 4.8 Al+ intercambiable (mg kg-1) 551 163 Calcio (Ca) (mg kg -1) 0.47 6.17 Magnesio (Mg) (mg kg -1) 0.12 0.80

Antes del encalado se presentaba baja disponibilidad de P, K, S, Ca, Mg, Cu, Zn y B; en la zona se observan deficiencias fuertes de estos nutrimentos en los cultivos de cítricos, piña, papaya, yuca y otros. A pesar que el contenido de MO es alto, el suelo presenta deficiencias de N, ya que la acidez inhibe el crecimiento de los microorganismos encargados de la mineralización (Fassbender, 1984). En suelos muy ácidos, la corrección del pH mediante el encalado es la solución más recomendable para mejorar la disponibilidad de los nutrimentos. Los análisis realizados 8 meses después de la aplicación de 31


cal agrícola (Cuadro 20), muestran un incremento importante del pH, así como mayor disponibilidad de P, Ca y Mg. Se observa además una reducción en el contenido de MO, de 8.6 a 5.8%, debido al incremento de la mineralización. Se destaca la fuerte disminución del contenido de Al+ soluble, el cual es indeseable por que produce toxicidad para los cítricos, además de fijar el P. Mientras no se aplique cal agrícola, como corrección temporal se recomienda una dosis de 1,500 g de urea por árbol. El fósforo es pobre, resultado de la alta fijación por el Al+ elevado; se recomienda aplicar 695 g de P2O5 por árbol. El contenido de potasio, también es pobre, se recomienda una aplicación de 17 g de K2O por árbol (Quiroz y Avila, 1994). Los contenidos de Ca y Mg se clasifican como muy bajos, pero con la aplicación de cal dolomítica, aumentaron sus contenidos hasta un nivel aceptable y simultáneamente mejoraron otros indicadores de la fertilidad del suelo. Se recomienda revisar las dosis de fertilización para N y P después de las prácticas de encalado. Rodríguez (1993), efectúo un diagnóstico foliar pre y post encalado (Cuadro 21). Antes de encalar, los frutales mostraban deficiencias de N por abajo del valor crítico (el cual es de 2.2%, Jones et al., 1991). Después del encalado, los valores de N fueron de bajos a medios, ya que aumentó la disponibilidad de N. En relación al P no se aprecian deficiencias visuales en campo, a pesar de la extremadamente baja concentración foliar (0.04%). El encalado incrementó de modo considerable la concentración de este elemento (hasta 0.11 % de P); llegando a satisfacer casi por completo la demanda de P (0.12 %). El K foliar se encuentra en niveles adecuados. Cuadro 21. Concentración nutrimental en hojas de cítricos antes y después del encalado (% de MS). Rancho ‘Los Tres García’, Huimanguillo, Tabasco. No encalado Encalado Sitio N P K N P K 1 1.1 0.04 0.98 2.33 0.11 1.57 2 1.0 0.04 0.87 2.25 0.10 1.40 3 1.5 0.05 1.06 2.14 0.11 1.51 Media

1.2

0.04

1.00

32

2.24

0.10

1.49


Molisol (Rendoll). Los resultados de Palma et al., (1995) provienen de un suelo alcalino, cultivado con caña de azúcar, ubicado en el Ejido Rojo Gómez del municipio de Tenosique. El pH elevado favorece la fijación de P y produce una reducción en la disponibilidad de Mn, Zn, Cu y Fe (Cuadro 22). Cuadro 22. Propiedades químicas y características físicas de un Molisol (Rendoll) del municipio de Tenosique, Tabasco. P-Olsen K Profundidad MO Nt pH Textura (cm) (%) (mg kg-1) (cmol kg-1) Migajón 0-30 8.1 2.5 0.17 11.6 0.14 Arcillo 30-60 8.0 3.9 0.16 2.6 0.14 arenosa

La relación C/N es de 8 y 14 para los estratos, respectivamente; indicando que la liberación de N por mineralización es insuficiente, se recomienda aportar una dosis de 160 kg de N por ha. El contenido de P-Olsen se clasifica como medio, por lo se recomienda aplicar una dosis de 80 kg de P2O5 por ha para obtener rendimientos de 100 ton de caña por ha. El contenido de K, es muy bajo; se recomienda aplicar una dosis de 80 kg de K2O por ha para satisfacer la demanda del cultivo. El suelo es poco profundo y de textura media, lo que puede ser perjudicial para el desarrollo de la caña de azúcar en períodos prolongados de sequía al retener menor humedad que un suelo arcilloso. Es conveniente mencionar que las recomendaciones que se mencionan en este apartado son dadas para tres tipos de suelos específicos y tres cultivos determinados, de ninguna manera pueden generalizarse para otros suelos cultivados con estas especies o para estos cultivos establecidos en otros tipos de suelos.

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2 MUESTREO DE PLANTAS 2.1. Importancia de la nutrición vegetal Los efectos de la adición de sales minerales a los suelos para mejorar la producción de los cultivos eran conocidos empíricamente en la agricultura por los griegos y romanos desde hace más de 2000 años. Sin embargo, solo hace 150 años se establecieron las bases para explicar de manera científica cómo los minerales nutren a las plantas. Justus von Liebig (1803-1873), fue el primero en buscar y sintetizar la información concerniente a la importancia de los elementos minerales en el crecimiento de las plantas y que la nutrición mineral fuera establecida como disciplina científica. El término de elemento mineral esencial o nutrimento esencial fue propuesto por Arnon y Stout (1939), estos autores concluyeron que para que un elemento sea considerado esencial debe cumplir tres criterios: 1. La planta no puede completar su ciclo de vida en ausencia del elemento mineral 2. La función de este elemento no puede ser reemplazado por otro elemento 3. El elemento debe participar directamente sobre el metabolismo de la planta Las plantas contienen prácticamente todos los elementos naturales, pero sólo 17 de ellos son considerados como elementos esenciales para la nutrición de la misma. De acuerdo con esta estricta definición aquellos elementos minerales que bloquean los efectos tóxicos de otros elementos y los que reemplazan a otros en menores funciones especificas como reguladores de la presión osmótica, no son esenciales; pero pueden ser considerados como elementos benéficos (Marschner, 1995). Las plantas no poseen un sistema selectivo de absorción de nutrientes, por lo que pueden contener grandes cantidades de elementos que no son nutrientes, e incluso pueden ser tóxicos como aluminio (en suelos ácidos); selenio y flúor (en suelos donde se realizan deposiciones de residuos industriales); el cobalto es esencial para los microorganismos que fijan el nitrógeno del aire y que viven en las raíces de las leguminosas (Mengel y Kirkby, 1982; Guerrero, 1990). 34


Los 17 elementos esenciales, son: Carbono (C), hidrógeno (H) y oxígeno (O), que en su mayor parte son tomados del agua y el aire y por lo tanto no se considera como nutrientes minerales y no se relacionan con la industria de los fertilizantes (Núñez, 1990). Se ha establecido para las plantas superiores la esencialidad de 14 elementos minerales, aunque el conocimiento de los requerimientos del cloro y níquel es todavía restringido a un limitado número de especies de plantas. Nitrógeno (N), fósforo (P) y potasio (K), identificados como macronutrimentos primarios, por ser absorbidos en altas cantidades por las plantas y frecuentemente se requiere su aplicación como fertilizante (NPFI, 1988). Calcio (Ca), magnesio (Mg) y azufre (S), llamados macronutrimentos secundarios porque aunque se requieren en cantidades relativamente altas por las plantas, sus deficiencias intrínsecas son poco frecuentes y su aplicación al suelo se debe a la necesidad de corregir problemas diferentes al de su posible deficiencia (Rodríguez, 1982). Boro (B), cloro (Cl), cobre (Cu), hierro (Fe), molibdeno (Mo), manganeso (Mn), zinc (Zn), y níquel (Ni); conocidos como micronutrimentos porque aunque son esenciales para la planta se requieren en menor proporción (menos de 50 ppm), pues sus funciones en la planta son de tipo metabólico y no estructural, de ellos, los dos primeros son no metálicos y el resto se consideran como metales pesados (Mengel y Kirkby, 1982; Marschner, 1995). En el Cuadro 23 se presenta la concentración de los nutrimentos para un adecuado crecimiento. Se observa la gran variabilidad que existe en cuanto a sus requerimientos.

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Cuadro 23. Concentración de los nutrimentos para un adecuado crecimiento. Elemento Símbolo Concentración Número de átomos (ppm) (%) Molibdeno Mo 0.1 1 Níquel Ni 0.1 1 Cobre Cu 6 100 Zinc Zn 20 300 Manganeso Mn 50 1000 Hierro Fe 100 2000 Boro B 20 2000 Cloro Cl 100 3000 Azufre S 0.1 30000 Fósforo P 0.2 60000 Magnesio Mg 0.2 80000 Calcio Ca 0.5 125000 Potasio P 1.0 250000 Nitrógeno N 1.5 1000000 Adaptado de Marschner (1995).

En el Cuadro 24, se presentan las cantidades de nutrimentos que ciertos cultivos pueden llegar a extraer del suelo, lo que es conocido como exportación de nutrimentos. Cuadro 24. Exportación de nutrimentos (kg ha-1) por tres cultivos, de acuerdo a los rendimientos de cosecha. Rendimiento (t ha-1) Caña de Elementos Nutrimento Maíz Arroz azúcar (12.0) (5.2) (97.0) Nitrógeno N 294.0 59.8 135.0 Fósforo P2O5 106.0 47.8 90.0 Potasio K2O 188.0 46.2 392.0 Calcio CaO 108.0 50.0 143.0 Magnesio MgO 112.0 22.0 111.0 Azufre S 44.0 6.6 Hierro 4.0 1.3 10.0 Fe Manganeso 2.12 0.15 Mn Boro 0.12 B Zinc 0.6 0.43 Zn Cobre 0.14 Trazas Cu Molibdeno Trazas Mo Cloro Trazas Cl Níquel Ni Adaptado de Guerrero (1990); Salgado (1991); Palma et al. (1995).

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Los métodos más utilizados para identificar y resolver los problemas de nutrición de los cultivos son el diagnóstico visual, el análisis de suelos y el análisis vegetal (Cottenie, 1984; Jones et al., 1991). El análisis vegetal (generalmente de hojas o pecíolos) permite comprobar un diagnóstico visual y corregir a tiempo las deficiencias o toxicidades causadas por algunos nutrimentos. Por ello, cuando su cultivo manifieste un comportamiento anormal, poco crecimiento y frutos de mala calidad, es conveniente solicitar un diagnóstico nutrimental para determinar las causas y aplicar las medidas correctivas que permitan obtener un buen rendimiento. Cada elemento tiene una función específica en el crecimiento y desarrollo de las plantas, como se indica en el Cuadro 25. Las deficiencias o excesos de nutrimentos en la planta se manifiestan en síntomas visuales, principalmente en las hojas, como se muestra en el Cuadro 26 y en las Figuras 15 y 16. En etapas avanzadas se observan anormalidades en toda la planta, ya que pueden producir enanismo, defoliación, caída de frutos, deformación de tejidos, y en consecuencia, una disminución del rendimiento de los cultivos. Diagnóstico visual. Permite estimar a nivel cualitativo cuales son los elementos en carencia o exceso en los cultivos, pero no es un indicador cuantitativo. La característica más importante de este diagnóstico es el lugar de la planta en que aparece la primera deficiencia (Finck, 1985). Sirve como una primera referencia para orientar los análisis de laboratorio. En la Figura 17 se presentan algunos síntomas foliares que no son deficiencias, pero que pueden causar confusión al momento del diagnóstico. De acuerdo a su movilidad dentro de la planta, los nutrimentos se clasifican en: Elementos móviles, son aquellos nutrimentos que al momento de presentarse una demanda en las hojas jóvenes se trasladan rápidamente desde las hojas maduras, por lo que su deficiencia es fácilmente observable en estas hojas. Los nutrimentos de este tipo son típicamente: N, P, K, Mg y S. Elementos no móviles, las deficiencias se presentan en las hojas jóvenes ya que estos elementos no se movilizan a los sitios de demanda ni cuando se presenta una fuerte necesidad en las zonas en crecimiento. Los elementos son: Ca, S, Na, Mn, Fe, Zn, Cu y B. 37


Cuadro 25. Elementos esenciales de la nutrición vegetal y sus funciones generales en las plantas. Nutrimentos

Funciones

Macronutrimentos Nitrógeno

Constituyente de todas las proteínas, la clorofila, encontrándose en las coenzimas y los ácidos nucleicos.

Fósforo

Importante en la transmisión de energía como parte del adenosín trifosfato. Constituyente de muchas proteínas, coenzimas, ácidos nucleicos y sustratos metabólicos.

Potasio

Funciona en mecanismos de regulación como la fotosíntesis, translocación de carbohidratos, síntesis de proteínas.

Calcio

Componente de la pared celular, desempeña un papel en la estructura permeabilidad de las membranas.

Magnesio

Constituyente de la clorofila y activador de enzimas.

Azufre

Constituyente importante de las proteínas vegetales.

Boro

y

Micronutrimentos Algo incierto pero se cree que es importante en la transferencia de azúcares y en el metabolismo de carbohidratos.

Hierro

En la síntesis de clorofila y en las enzimas para la transferencia de electrones.

Manganeso

Controla varios sistemas de oxidación-reducción, en la formación de O2 en la fotosíntesis.

Cobre

Catalizador para la respiración, constituyente enzimático.

Zinc

Participa en sistemas enzimáticos que regulan diversas actividades metabólicas.

Molibdeno

En la nitrogenasa es necesaria para la fijación de nitrógeno.

Cobalto

Esencial para la fijación simbiótica de nitrógeno.

Cloro

Activa la producción de O2 en la fotosíntesis.

Níquel

Activador de procesos enzimáticos

Adaptado de Foth (1992).

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Cuadro 26. Clave simplificada para identificar las deficiencias nutrimentales en maíz y otros cultivos de cereales. Síntomas

Carencia

1. Decoloración rojiza de las hojas y pecíolos: las hojas tienen primero un color verde oscuro, luego se vuelven pardas.

P

2. Clorosis en las puntas y necrosis: las hojas van adquiriendo, a partir de las puntas, un color amarillento-pardo, las hojas mas viejas se tornan pardas.

N

3. Necrosis en el borde: las hojas se vuelven amarillas o pardas en los bordes; quedan flácidas y caen hacia abajo (aspecto de marchitez).

K

4. Clorosis en bandas: aparecen bandas cloróticas entre las nervaduras, los restos de tejido verde adoptan una forma de collar.

Mg

5. Clorosis en manchas: aparecen manchas en bandas blancas o grises, sobre todo en la mitad superior de la hoja.

Mn

Hojas viejas

Hojas jóvenes 1. Hojas totalmente amarillentas con la nervadura de un color amarillo claro.

S

2. Hojas amarillas de color amarillo claro, con nervaduras verdes.

Fe

3. Puntas blancas: las puntas de las hojas se vuelven blanquecinas y se enrollan en forma de filamento.

Cu

4. Hojas amarillas y punto vegetativo muerto. a). Se combina frecuentemente con los daños por acidez.

Ca

b). Raramente aparecen en los cereales, cuando se presenta aparecen bandas cloróticas entre las nervaduras de las hojas. Adaptado de Finck (1985).

B

Esta diferenciación sólo es posible en el estado inicial, pues en las carencias crónicas, y con el agravamiento de la deficiencia, en la mayor parte de los casos ésta alcanza a todas las hojas (los daños se enmascaran con enfermedades secundarias). La diferenciación entre clorosis y necrosis tiene también gran importancia. Las clorosis. Son decoloraciones o tonos verde-amarillentos en las hojas. La formación de clorofila se encuentra alterada pero los daños son reversibles, es decir, pueden corregirse por medio de la fertilización. Las clorosis persistentes son típicas de deficiencias de N, Mg, S y Fe pero se pueden convertir en necrosis al agravarse la deficiencia. 39


a) Deficiencia de Zinc en naranja valencia

b) Deficiencia de Boro en piña

c) Deficiencia de Boro en papaya d) Deficiencia de Manganeso en palma de aceite.

e) Deficiencia de Zinc en Melina

f) Clorosis férrica en caña de azúcar

Figura 15. Algunas deficiencias nutrimentales que ocurren en los principales cultivos del estado de Tabasco.

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a) Deficiencia de Fósforo en maíz

b) Deficiencia de Potasio en Palma de aceite

c) Deficiencia de Nitrógeno en palma de aceite d) Deficiencia de Boro en Palma

e) Deficiencia de Calcio en tomate

f) Deficiencia de Magnesio en palma de aceite

Figura 16. Algunas deficiencias nutrimentales que se presentan en cultivos del estado de Tabasco.

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a) Efectos de la intrusión salina causada b) Efecto de la salinidad en tomate por los ciclones. cultivado en hidroponía.

c) Efecto salino en caña de azúcar

d) Daño por herbicida en caña de azúcar

Figura 17. Daños foliares que no son deficiencias nutrimentales.

Las necrosis. Son decoloraciones pardas que indican la muerte del tejido. Estos daños son irreversibles. Por medio del abonado es posible activar la formación de hojas nuevas, siempre que la planta no haya muerto totalmente. Las necrosis que aparecen como la fase siguiente a las clorosis y son típicas en las deficiencias de K, Mn y Cu.

2.2 ¿Para qué sirven los análisis foliares? El análisis foliar es una técnica de diagnóstico que se usa generalmente para conocer la concentración total de los elementos en la planta, verificar síntomas de deficiencia de un elemento específico, localizar parcelas al momento de las primeras deficiencias en los cultivos y elaborar recomendaciones de fertilización. También es útil para estimar niveles de nutrimentos en dietas animales.

42


El muestreo se realiza para obtener muestras de hojas o pecíolos representativas de un cultivo, tomando en cuenta la heterogeneidad de las plantas y de los suelos. Un muestreo adecuado es la base para obtener resultados confiables para un diagnóstico nutricional correcto a nivel de parcela. El muestreo foliar debe realizarse cuidadosamente considerando los siguientes aspectos: especie vegetal, edad, órgano, fecha de muestreo y época y dosis de aplicación de fertilizantes, ya que estas variables repercuten en forma directa en los resultados e interpretación de los análisis de laboratorio. Es recomendable formar muestras compuestas, para reducir los costos de laboratorio, las cuales se integran por 15 a 30 submuestras de material vegetal por lote o área homogénea de la plantación (Cottenie, 1984; Jones et al., 1991; Marschner, 1995).

2.3. Cómo realizar el muestreo 2.3.1. Materiales para la toma de muestras La herramienta utilizada (cuchillo o tijeras) para cortar la parte vegetal indicada, debe ser de acero inoxidable para evitar la contaminación por hierro y otros elementos. La muestra colectada debe ser depositada en sobres de papel de uso rudo, perforados (las perforaciones deben ser pequeñas para que el material vegetal no se salga del sobre o este no se rompa) y debidamente etiquetados. En el muestreo vegetal no deben ser considerados aquellos ejemplares que presenten daños físicos, ya sea por plagas o enfermedades, ni aquellos que hayan recibido aplicación de productos químicos en las últimas 3 semanas. Es importante que el muestreo se realice en la mañana (entre 6:00 y 9:00 am.) a fin que las muestras sean llevadas al laboratorio dentro de las 12 horas siguientes. Durante ese lapso, la muestra se debe conservar en frío (hielera u otro medio), evitando el contacto con el agua. Las muestras deben transportarse al laboratorio para su análisis con la mayor prontitud para evitar descomposición, respiración y ataques de patógenos. Si esto no es factible, deberán conservarse a baja temperatura 43


(4 ºC ± 1) para evitar su deterioro. La muestra se acompañará con la ficha de registro (Cuadro 31) debidamente llena.

2.3.2 Tipo de cultivo Perennes: tomar de 15 a 30 muestras de hojas o pecíolos por lote (una o dos hojas/árbol), con una edad mínima de siete a ocho meses, de preferencia durante el período de primavera (sequía) para tener tiempo de obtener los resultados y aplicar programas de corrección antes del inicio de las lluvias. Si se trata de diagnosticar una carencia o sintomatología determinada debe hacerse en el momento en que se presente el síntoma. Las partes de las hojas a muestrear para diferentes especies son indicadas en los Cuadros 28 y 30, y en la Figura 18. Anuales: tomar de 15 a 30 muestras por lote, de acuerdo con la etapa fenológica señalada en el Cuadro 29 y en la Figura 19.

2.3.3 Definición de áreas para el muestreo Deben considerarse los siguientes puntos: a) Que se desee conocer el estado de determinados nutrimentos en toda la plantación. b) La edad del cultivo que se va a muestrear debe ser la misma. c) Se debe tener en cuenta la pendiente del terreno, el color y la textura del suelo, si éstos varían es necesario considerar un mayor número de muestras. d) El cultivo debe presentar un manejo agronómico uniforme (incorporación de residuos orgánicos, labores de cultivo, aplicación de agroquímicos y otras). e) Las unidades de muestreo no deben ser mayores de 10 ha; es decir, se debe de tener un mínimo de una muestra compuesta por cada 10 ha.

2.4 ¿Qué determinaciones solicitar? Esto dependerá sobre todo del objetivo por el cual se realiza el análisis. Por ejemplo, si se pretende tener una evaluación rápida del estado nutrimental general de la plantación, se solicitará determinar la mayoría de los elementos mencionados en la introducción de este manual; pero si sólo se sospecha que haya un problema específico, por ejemplo, de 44


deficiencia de nitrógeno (indicado por el diagnóstico visual; coloración amarillenta de las hojas adultas), entonces solo se solicitará la determinación de ese elemento.

Distribución hojas

Papaya

Coco Distribución de las hojas

Parte alta

Parte media

Parte central de la hoja

Plátano

Cacao

Figura 18. Como realizar el corte de material vegetativo en cultivos perennes.

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Etapa de inicio de floración

Hojas de renuevos

Arroz

Chile

Tomate

Caña de azúcar

Figura 19. Toma de muestras de hoja en cultivos anuales.

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Cuadro 28. Rangos críticos de nutrimentos para algunos cultivos perennes tropicales Cultivo: Caña de azúcar Número: 15 hojas Parte vegetativa: Tercera hoja Tiempo: 3-5 meses de siembra o rebrote

Cultivo: Cacao Número: 10 hojas/ árbol Parte vegetativa: parte baja de la periferia Tiempo: llenado de mazorcas

Elemento:

Elemento:

N P K Ca Mg S

Bajo

1.60-1.90 0.15-0.17 0.90-1.00 0.10-0.19 0.08-0.09 <0.14

Medio Alto (%) 2.00-2.60 <2.60 0.18-0.30 >0.30 1.10-1.80 >1.80 0.20-0-50 >0.50 0.10-0-35 >0.35 >0.14 (ppm) 4-30 >30.0 5-15 >15.0 40-250 >250.0 25-400 >400.0 0.5-4.0 >4.0 20-100 >100.0

N P K Ca Mg B Cu Fe Mn Mo Zn

B 2-3 Cu 3-4 Fe 20-39 Mn 20-24 Mo <0.05 Zn 15-19 Cultivo: Aguacate Número: 50 hojas jóvenes desarrolladas Parte vegetativa: ramas de fructificación Tiempo: 5-7 meses de edad Elemento: Bajo N P K Ca Mg S

<1.60 0.05-0.07 0.35-0.74 0.50-0.99 0.15-0.24 0.05-0.19

Bajo

Medio Alto (%) 1.80-1.99 2.0-2.5 >2.5 0.13-0.18 >0.18 1.00-1.29 1.3-2.2 >2.2 0.30-0.49 >0.40 0.20-0.49 >0.45 (ppm) 12-24 25-70 >70 4-7 8-12 >12 50-59 60-200 >200 22-49 50-300 >300 >1.0 1.0-2.5 >2.5 18-19 20-100 >100

Cultivo: Banano o plátano Número: 15 hojas Parte vegetativa: 7.5 cm de parte central Tiempo: de las hojas viejas (6-9 meses)

Medio Alto (%) 1.6-2.0 >2.0 0.08-0.25 0.26-0.3 0.75-2.0 2.1-2.9 1.0-3.0 3.1-4.0 0.25-0.80 0.9-1.0 0.20-0.60 0.7-1.0 (ppm) 50-100 >100 5-15 16-24 50-200 >200 30-500 501-1000 0.05-1.0 >1.0 30-150 151-300

Elemento: Bajo N P K Ca Mg S

2.50-3.49 0.15-0.19 3.00-3.79 0.50-0.79 0.18-0.24 0.18-0.24

B 20-49 Cu 3-4 Fe 40-49 Mn 15-29 Mo 0.01-0.04 Zn 20-30 Cultivo: Café Número: 100 hojas Parte vegetativa: Ramas de fructificación Tiempo: inicio de floración-madurez

B Cu Fe Mn Zn

7-9 4-5 50-75 75-99 15-19

Elemento:

Alto

Elemento: Bajo

>3.0 >0.2 >2.5 >2.5 >0.4 >0.2

N P K Ca Mg

2.00-2.19 0.10-0.11 0.90-1.19 0.90-1.09 0.20-0.29

B Cu Fe Mn Zn

20-24 4-5 40-59 22-24 22-24

Bajo

N P K Ca Mg S

<2.3 <0.12 <2.0 <1.0 <0.25 <0.10

B Cu Fe Mn Mo Zn

<40 <10 <70 <50 <0.10 <12

Medio (%) 2.30-3.0 0.12-0.2 2.00-2.5 1.00-2.5 0.25-0.4 0.10-0.2 (ppm) 40-75 10-25 70-125 50-200 0.10-0.5 12-30

Medio Alto (%) 3.50-4.5 >4.5 0.20-0.4 >.04 3.80-5.0 >5.0 0.80-1.5 >1.5 0.25-0.8 >0.8 0.25-0.8 >0.8 (ppm) 10-50 51-80 6-25 >25 76-300 >300 100-1000 >1000 20-200 >200

Cultivo: Naranja Valencia Número: 30 hojas Parte vegetativa: ramas de fructificación Tiempo: hojas de 5-7 meses

>75 >25 >125 >200 >0.5 >30

Adaptado de Jones et al. (1991).

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Medio (%) 2.20-3.5 0.12-0.5 1.20-3.0 1.10-4.0 0.30-0.5 (ppm) 25-100 6-100 60-150 25-200 25-200

Alto >3.5 >0.5 >3.1 >4.0 >0.55 >100 >100 >150 >200 >200


Continuación….. Cultivo: Mango Número: 15 hojas completas Parte vegetativa: hojas maduras de renuevos Tiempo: posterior a la floración

Cultivo: Papaya Número: 15 hojas Parte vegetativa: Pecíolos Tiempo: hojas maduras jóvenes

Elemento:

Elemento: Bajo

Medio Alto (%) N 0.70-0.99 1.00-1.50 >1.50 P 0.05-0.07 0.08-0.25 >0.25 K 0.25-0.39 0.40-0.90 >0.90 Ca 1.00-1.99 2.00-5.00 >5.00 Mg 0.15-0.19 0.20-0.50 >0.50 (ppm) B 20-24 25-150 >150 Cu 5-6 7-50 >50 Fe 25-49 50-250 >250 Mn 25-49 50-250 >250 Zn 15-18 20-200 >200 Cultivo: Piña Número: 20 Parte vegetativa: Primera hoja abierta Tiempo: Inflorescencia sobresaliente Elemento:

Bajo

Bajo

N P K Ca Mg

<1.5 <2.2 <0.8 -

B Cu Fe Mn Zn

<30 <100 <50 <20

Medio (%) 1.5-1.7 <0.1 2.2-3.0 0.8-1.2 <0.3 (ppm) >30 <10 100-200 50-200 >20

N P K Ca Mg B Cu Fe Mn Zn

Alto >1.7 >0.1 >3.0 >1.2 >0.3 >10 >200 >200 -


48

Medio (%) 0.80-1.00 1.01-2.5 0.18-0.21 0.22-0.4 2.8-3.2 3.30-5.5 <1.0 1.00-3.0 <0.4 0.40-1.2 (ppm) <20 20-30 <4 4-10 20-24 25-100 10-19 20-150 10-14 15-40

Alto >2.5 >0.4 >5.5 >3.0 >1.2 >30 >10 >100 >150 >40


Cuadro 29. Rangos críticos de nutrimentos para algunos cultivos de cereales y hortalizas Cultivo: Sorgo Número: 25 hojas Parte vegetativa: hoja más joven Tiempo: 37-56 días de la siembra

Cultivo: Maíz Número: 15 hojas Parte vegetativa: follaje completo Tiempo: 30 cm de altura

Elemento:

Elemento:

N P K Ca Mg

Bajo <3.20 <0.13 <2.00 <0.15 <0.20

B Cu Fe Mn Zn

<1.0 <2.0 <55.0 <6.0 <20.0

Medio (%) 3.20-4.20 0.13-0.25 2.00-3.00 0.15-0.90 0.20-0.50 (ppm) 1-10 2-15 55-200 6-100 20-40

Alto >4.20 >0.25 >3.00 >0.90 >0.50 >10 >15 >200 >100 >40

N P K Ca Mg S

Bajo <3.5 <0.3 <2.5 <0.3 <0.15 <0.15

Medio (%) 3.50-5.00 0.03-0.50 2.50-4.00 0.30-0.70 0.15-0.45 0.15-0.50 (ppm) 5-25 5-20 50-250 20-300 0.1-10 20-60

Alto >5.0 >0.5 >4.0 >0.7 >0.45 >0.5

Cultivo: Frijol Número: 10 hojas Parte vegetativa: renuevos desarrollados Tiempo: primeras hojas trifoliadas

B <5.0 >25 Cu <5.0 >20 Fe < 50.0 >250 Mn < 20.0 >300 Mo <0.1 > 10 Zn <20 >60 Cultivo: Arroz Número: 25 hojas Parte vegetativa: hoja más joven Tiempo: iniciación de la panícula

Elemento:

Elemento: Bajo

B 15-19 >75 Cu 4-6 >30 Fe 40-49 >300 Mn 15-49 >300 Zn 18-19 >200 Cultivo: Tomate Número: 15 hojas compuestas Parte vegetativa: adyacentes a la floración Tiempo: a media floración

Medio Alto (%) N 2.40-2-50 2.60-3.20 >3.20 P 0.07-0.08 0.09-0.18 >0.18 K 0.80-0.90 1.00-2.20 >2.20 Ca <0.20 0.20-0.40 >0.40 Mg <0.20 0.20-0.30 >0.30 (ppm) B 4-5 6-7 >7.0 Cu 6-7 8-25 >25.0 Fe 60-69 70-150 >150.0 Mn 100-149 150-800 >800.0 Mo 16-17 18-50 >50.0 Cultivo: Melón Número: 12 hojas Parte vegetativa: quinta hoja de las guías Tiempo: floración-amarre de frutos

Elemento: Bajo

Elemento: Bajo

N P K Ca Mg

Bajo

4.24-4.99 0.25-0.34 2.00-2.24 1.00-1.49 0.25-0.29

N P K Ca Mg S

2.50-3.99 0.20-0.24 1.05-2.89 0.80-0.99 0.25-0.39 0.25-0.39

B Cu Fe Mn Zn

20-24 3-4 30-39 30-39 18-19

Medio (%) 5.00-6.0 0.35-0.75 2.25-4.0 1.50-2.5 0.30-1.0 (ppm) 20-75 7-30 50-300 50-300 20-200

Alto >6.0 >0.75 >4.0 >2.5 >1.0

Medio Alto (%) 4.0-6.0 >6.0 0.25-0.75 >0.75 2.9-5.0 >5.0 1.0-3.0 >3.0 0.4-0.6 >0.6 0.4-1.2 >1.2 (ppm) 25-60 >60 5-20 >20 40-200 >200 40-250 >250 20-50 >50

N P K Ca Mg S

3.50-4.49 0.25-0.29 3.20-3.99 1.20-2.29 0.25-0.34 0.20-0.24

B Cu Fe Mn Zn

22-24 4-6 40-49 40-49 18-19


49

Medio (%) 4.50-5.5 0.30-0.8 4.00-5.0 2.30-3.0 0.35-0.8 0.25-1.4 (ppm) 25-60 7-30 50-300 50-250 20-200

Alto 5.6-6.5 0.9-1.2 >5.0 >3.0 >0.8 >1.4 >60 >30 >300 251-00 >200


Continuación…. Cultivo: Sandía Número: 12 hojas Parte vegetativa: quinta hoja de la guía Tiempo: floración-amarre de frutos

Cultivo: Soya Número: 25 Parte vegetativa: renuevos desarrollados Tiempo: antes del llenado de las vainas

Elemento: Bajo

Elemento:

N P K Ca Mg

3.50-3.99 0.25-0.29 3.50-3.99 1.00-1.69 0.30-0.49

B Cu Fe Mn Zn

20-24 4-5 40-49 <50 18-19

Medio (%) 4.0-5.5 0.3-0.8 4.0-5.0 1.7-3.0 0.5-0.8 (ppm) 25-60 6-20 50-300 50-250 20-50

Alto >5.5 >0.8 >5.0 >3.0 >0.8 >60 >20 >300 >250 >50

Cultivo: Chile Número: 50 hojas sueltas Parte vegetativa: hojas de renuevos Tiempo: primera floración Elemento: Bajo N P K Ca Mg B Cu Fe Mn Zn

3.50-3.99 0.23-0.34 3.60- 3.99 0.80-0.99 0.26-0.29 23-24 4-5 50-59 40-49 18-19

Medio Alto (%) 4.00-6.0 >6.0 0.35-1.0 >1.0 4.00-6.0 >6.0 1.00-2.5 >2.5 0.30-1.0 >1.0 (ppm) 25-75 >75 6-25 >25 60-300 >300 50-250 >250 20-200 >200


50

Bajo

N P K Ca Mg S

3.10-4.00 0.16-0.25 1.26-1.70 0.21-0.35 0.11-0.25 0.16-0.20

B Cu Fe Mn Mo Zn

10-20 5-9 31-50 15-20 0.4-0.9 10-20

Medio Alto (%) 4.01-5.5 5.51-.00 0.26-0.50 0.51-0.80 1.71-2.50 2.51-2.75 0.36-2.00 2.01-3.00 0.26-1.00 1.01-1.50 0.21-0.40 >0.40 (ppm) 21-55 56-80 10-30 31-50 51-350 350-500 21-100 101-250 1.0-5.0 5.1-10 21-50 51-75


Cuadro 30. Rangos críticos de nutrimentos para pastos, árboles forestales y frutales Cultivo: Pasto Bahía (P. notatum) Número: 50 hojas Parte vegetativa: Hojas abiertas Tiempo: No especificado

Cultivo: Pasto Bermuda (C. dactylon) Número: Necesarias Parte vegetativa: hojas parte alta Tiempo: Forraje de 4-5 meses

Elemento:

Rango exploratorio (%) N 1.0-1.40 2.80 P >0.12 0.40 K 0.55-1.0 1.80 Ca 0.52 Mg >0.15 0.32 S 0.40 (ppm) B >5 9 Cu >3 11 Fe >30 100 Mn 105 Mo 0.8 Zn 31 Cultivo: Pasto Pangola (D. decumbens) Número: 25 Parte vegetativa: parte alta del follaje Tiempo: etapa vegetativa

Elemento: Bajo

Elemento:

Elemento:

Bajo

N P K Ca Mg S

1.80-2.19 0.20-0.24 1.40-1.79 <0.25 <0.13 <0.18

B Cu Fe Mn Zn

<6 <5 <50 <25 >20

Medio (%) 2.20-2.40 0.25-0.6 1.80-3.0 0.25-0.5 0.13-0.3 0.18-0.5 (ppm) 6-30 5-25 50-350 25-300 20-50

Alto >4.0 >0.6 >3.0 >0.5 >0.3 >0.5 >31 >25 >350 >300 >50

Cultivo: Eucalipto (E. grandis) Número: Parte vegetativa: Follaje Tiempo: 3 años de plantado

Bajo

Medio Alto (%) N 1.00-1.69 1.70-2.5 >2.50 P 0.10-0.15 0.16-028 >0.28 K 1.10-1.59 1.60-2.20 >2.20 S 0.12-0.19 0.20-0.30 >0.30 Cultivo: Eucalipto (E. globulus) Número: hojas de la parte baja de la copa Parte vegetativa: de árboles maduros Tiempo: época de secas

N P

Rango experimental (%) 1.05-1.49 0.14-0.30

Cultivo: Pino (Pinus radiata) Número: 20 hojas Parte vegetativa: La segunda rama de crecimiento libre Tiempo: 12 años de plantado

Elemento:

Rangos exploratorios (%) N 1.15-1.21 K 0.54-0.72 Ca 1.90-2.30 Mg 0.25-0.29 (ppm) Cu 8.8-10.2 Fe 88-110 Mn 855-1041 Zn 16-18 Na 1300-1500 Adaptado de Jones et al. (1991).

Elemento: N P K Ca Mg

51

Rangos exploratorios (%) 1.75-1.96 0.11-0.21 0.71-1.29 1.18-1.28 0.06-0.15


Continuación…. Cultivo: Palma de Aceite Número: 3 foliolos de cada lado de la parte central de la hoja Parte vegetativa: hoja 9 para palmas jóvenes; hoja 17 para palmas adultas Elemento:

Medio

Alto (%)

N P K Ca Mg

2.80-3.00 0.19-0.21 1.50-1.80 0.30-0.50 0.30-0.35

Cultivo: Coco Número: 3 foliolos de ambos lados de la parte central de la hoja Parte vegetativa: hojas 4, 9 y 14 Tiempo: Plantas de 4, 7 y mayores de 7 años, Respectivamente. Elemento:

2.7-2.8 0.18-0.19 >1.3 >0.50 (ppm) 10-20 5-8 150-200 0.5-1.0 15-20

N P K

B Cu Mn Mo Zn Cultivo: Hule hevea Número: Necesarias Parte vegetativa: hojas del tercio superior de la copa Tiempo: Elemento:

Rangos exploratorios (%) N 3.0 P 0.20 K 1.0 Adaptado de Jones et al. (1991).

52

Rango exploratorio (%) 1.70 0.10 0.45


Cuadro 31. Ficha de registro para toma de muestras vegetales No. de Muestra:__________________ Fecha de muestreo:_________________ Nombre del propietario:_______________________________________________________ Ejido o Localidad:___________________________Municipio:____________________ Estado:_____________________ Cultivo y edad:____________________________________________________ Fecha de fertilización:______________ Fórmula empleada:________________________________________________ Método de aplicación: Manual______________ Mecánico_________________ Forma de aplicación: en banda___ en puntos____ en redondo__ al voleo___ Superficie de la parcela:_____________________________________________

Observaciones al momento de muestrear: Drenaje del terreno: Bueno__________ Regular_________ Malo _____________ Tipo de suelo: Arcilloso___________Franco__________Arenoso_________ Plagas o enfermedades presentes:_______________________________________________________ Productos usados para su control: ____________________________________ Control de malezas: Manual___ Mecánico___ Químico___ (que productos usa) _______________________________________________________________ Cultivo anterior (hace cuantos años cambió): _______________(___________)

53


2.5. Interpretación de los resultados de laboratorio Ulrich y Hills (1967) proponen que el nivel crítico, es la concentración nutrimental en las plantas, por debajo de la cual el rendimiento o la calidad de la cosecha disminuyen significativamente (Figura 20); donde el nivel crítico se puede establecer al centro de la zona de transición o en un punto donde ocurre una reducción en el rendimiento del 5 al 10 %. De esta división se derivan los criterios para interpretar el análisis químico vegetal. Los principales criterios para la interpretación de los análisis de tejidos vegetales son el ‘nivel crítico’ para deficiencia y toxicidad, así como los rangos de concentración (Etchevers, 1996). Nivel crítico. Se define como la concentración de un nutrimento en particular, determinado bajo condiciones experimentales, donde todos los factores de crecimiento se encuentran en un nivel óptimo, que se asocia con un valor predeterminado del rendimiento (o calidad) máximo. Generalmente, este valor predeterminado corresponde al 90 o 95% del rendimiento máximo que puede obtenerse del cultivo. Este valor está abajo del rango bajo o marginal. La concentración nutrimental de un cultivo siempre debería mantenerse ligeramente arriba del nivel crítico. Los rangos de concentración de nutrimentos en los cultivos se han dividido en: deficiente, bajo (marginal), adecuado (suficiente), alto y tóxico (excesivo). A continuación se define cada uno de estos rangos. Deficiente. Es el rango de concentración, que se asocia con síntomas visibles de deficiencia en las plantas y con una severa reducción del crecimiento y la producción. Cada vez que se encuentren valores en este rango se deben aplicar medidas correctivas, mediante aplicaciones dirigidas y específicas de los nutrimentos carenciales. Bajo o Marginal. Es el rango de concentración que se asocia con una reducción del crecimiento o producción del cultivo; pero la planta no muestra síntomas visibles de deficiencias, se dice que la planta presenta hambre oculta. Cuando se observen niveles de este tipo es preciso mejorar el programa de fertilización para aportar los nutrimentos en nivel bajo. Adecuado o Suficiente. Dentro de este rango de concentración los cambios que ocurren no provocan aumentos o disminución del crecimiento o producción del cultivo. Si los valores de un análisis de 54


planta caen en esta clase, es indicativo de que el programa de fertilización que se sigue en la parcela es adecuado a las necesidades nutrimentales del cultivo. Alto. Esta clase representa el rango de concentración de la parte especificada comprendido entre los rangos adecuado y tóxico o excesivo. En algunos cultivos esta clase puede definirse objetivamente con una tendencia hacia la producción y vigor indeseables. El uso de fertilizantes en los cultivos que muestren concentraciones nutrimentales en este rango debe suspenderse hasta que se ubiquen en un rango conveniente. Este nivel llega a ocurrir en fincas altamente tecnificadas, en las cuales existe un empleo excesivo de los fertilizantes, con consecuencias indeseables sobre el medio y alto coste de manejo (desperdicio). Tóxico. Este nivel manifiesta un exceso en la aplicación de fertilizantes, que daña al cultivo y a la economía del productor (altos costos y bajos rendimientos) se sitúa por arriba del nivel alto y se llega a observar en fincas muy tecnificadas, sobre todo para los elementos menores que son requeridos en pequeñas cantidades por el cultivo. La medida inmediata es suspender las aplicaciones al suelo y foliares de los productos que contienen los elementos minerales en exceso.

Figura 20. Relación entre el crecimiento y el suministro de nutrientes de suelos y plantas.

55


Para ejemplificar el procedimiento de interpretación de los resultados de laboratorio se presentan los análisis foliares de dos cultivos estudiados por los autores: Plátano (banano). La muestra fue tomada en el tercio medio de la tercera hoja, a los seis meses de edad, en una plantación ubicada en el municipio de Cárdenas, Tabasco. El productor está interesado en conocer la concentración nutrimental del nitrógeno, fósforo y potasio, cuyos resultados se muestran a continuación (Cuadro 32). Cuadro 32. Resultados del análisis Cárdenas, Tabasco.

foliar de banano cultivado en

Elemento Nitrógeno Fósforo Potasio

Concentración (%) 2.65 0.21 3.19

Análisis efectuados en el LASPA-Campus Tabasco.

Comparando los valores del análisis de laboratorio con los valores críticos (Cuadro 28), se observa que la muestra analizada es deficiente en nitrógeno y potasio. El fósforo, se considera suficiente. Por lo anterior el productor deberá revisar su programa de fertilización (qué cantidad de NPK aplicaba anteriormente), para ajustar su dosis de fertilización aumentando los niveles de N y K. Esto a simple vista resulta fácil, sin embargo es necesario contar con el apoyo de especialistas para optimizar la fertilización.

Palma de aceite. En el Cuadro 33, se presentan los datos de un muestreo foliar en palma de aceite, establecida en el ejido Guanal (Pérez et al., 2005). Se observa que los contenidos de K, Mn y B, se encuentran en niveles deficitarios que podrían reducir los rendimientos de racimo fruto fresco (Fairhurst,1998; Jones et al., 1991; Mutert, 1991). Los autores encontraron en este caso que la nutrición foliar mantiene una relación estrecha con los aportes nutrimentales del suelo (elementos escasos en el suelo tienen bajo nivel en las palmas). Para el caso de una plantación ubicada en el ejido Jalapa, las deficiencias fueron N, K, Zn, Mn y B; lo que se explica por la menor fertilidad de este suelo y un pH muy ácido, destacando la presencia de síntomas 56


visuales de la deficiencia de B en la época seca (Ortiz et al., 2003). Las concentraciones de Ca fueron altas en ambas plantaciones y las de P, contrariamente a lo esperado, fueron óptimas sin importar el tipo de suelo, lo que indica la habilidad de la palma de aceite para extraer este elemento aun si se encuentra en concentraciones bajas en el suelo.

Cuadro 33. Contenidos nutrimentales en hojas de palma de aceite, cultivada en Tabasco. Ejido Guanal (hoja 9)

Ejido Jalapa (hoja 17)

Nutrimento Concentración

N (%) P (%) K (%) Ca (%) Mg (%) Fe (mg kg-1) Zn (mg kg-1) Mn (mg kg-1) B (mg kg-1)

2.76 ± 0.03† 0.198 ± 0.003 0.77 ± 0.02 1.23 ± 0.1 0.36 ± 0.02 131 ± 26.0 18.8 ± 1.30 30.2 ± 3.80 12.1 ± 0.71

Clasificación

Optimo Optimo Deficiente Exceso Optimo Optimo Deficiente Deficiente

Concentración

2.33±0.08 0.22±0.03 0.47±0.06 0.84±0.13 0.51±0.07 129.5±21.27 14.25±1.47 48.25±5.11 11.3±1.25

Clasificación

Deficiente Optimo Deficiente Exceso Optimo Deficiente Deficiente Deficiente

† cada dato es promedio de tres repeticiones, seguido de su desviación estándar

57


3 MUESTREO DE AGUAS 3.1. Importancia del agua El interés de las relaciones agua-suelo se debe primeramente a que grandes cantidades de agua almacenadas en el suelo, gracias a las lluvias o el riego, satisfacen las necesidades de evapotraspiración de las plantas. En segundo lugar, el agua actúa como disolvente, y junto con los nutrientes, constituye la solución del suelo. El agua del suelo interactúa con otros dos componentes esenciales y en conjunto determinan el crecimiento de las plantas: la concentración de CO2 en el ambiente y la temperatura del suelo. Retención de humedad por el suelo. Desde un punto de vista práctico nos interesa el movimiento de agua sobre y dentro del suelo, la capacidad de imbibición de estos y la asimilación de humedad por las plantas. Cada uno de estos factores se relaciona directa o indirectamente con el tamaño y distribución de los poros del suelo y con la atracción de los sólidos del suelo para con la humedad. La evidencia de estas relaciones se aprecia si seguimos los cambios que ocurren durante y a continuación de una lluvia, o de la aplicación de riego (Buckman y Brady, 1991). Máxima capacidad retentiva. Cuando el agua llega al suelo el aire es desplazado mientras los poros de aquel se llenan de agua. Se dice que el suelo está saturado y que ha llegado a su máxima capacidad retentiva. El contenido óptimo de humedad del suelo se denomina capacidad de campo (CC) y se refiere al agua retenida por el suelo a 1/3 de atmósfera (atm). Cuando el suelo está saturado se presenta entonces un movimiento de percolación inducido por la fuerza de gravedad, que representa una pérdida del agua almacenada; el agua de los poros del suelo vuelve a ser reemplazada por aire. Coeficiente de Marchitez. Las plantas que crecen en el suelo absorben agua y hacen disminuir la humedad existente en el mismo. El agua absorbida es transportada desde las raíces a las hojas, con pérdida por evaporación y transpiración en la superficie foliar. Un segundo factor de pérdida es la evaporación directa desde la superficie del suelo. A medida 58


que este se deseca, las plantas muestran efectos de la falta de agua; tienden a enrollar sus hojas y pierden turgencia. La reserva de agua en el suelo puede llegar a ser tan baja que las plantas presentan marchitez durante el día tanto como por la noche; la vegetación morirá si no se les suministra agua. En esta condición el agua es retenida con una fuerza de 15 atm, superior a la capacidad de extracción de las raíces de cualquier planta (Figura 21).

Coef. higroscópico

Coef. de marchitez

Capacidad de Campo

31 atm

15 atm

1/3 atm

Agua higroscópica

Saturación 0 atm (agua libre)

Agua de capilaridad

Espacio aéreo y agua de drenaje

Zona de humedad óptima

Agua superflua

Agua no aprovechable

Agua aprovechable

Figura 21. Diagrama mostrando la relación de las varias formas de humedad del suelo para con las plantas. Teniendo en cuenta el coeficiente de marchitez, la clasificación del agua del suelo puede convertirse en una clasificación biológica.

Humedad aprovechable. Se considera aprovechable la humedad que está entre la capacidad de campo y el coeficiente de marchitez; es decir, que es retenida por el suelo con una fuerza de entre 1/3 y 15 atm (Figura 21). Coeficiente Higroscópico. Es el agua en fase de vapor, asociada a las partículas coloidales del suelo, la cual no es disponible para ningún tipo de especie vegetal ya que está retenida con una fuerza de 31 atm. El sistema suelo-planta-atmósfera. El movimiento del agua desde el suelo se da a través de la raíz, tallo, hoja y atmósfera formando un sistema continuo. Para que el agua se desplace a través de la planta se requiere un gradiente en el potencial (o fuerza de retención) del agua, de menos a más. No obstante, se presentan diversas resistencias al flujo del agua en el sistema. En la Figura 22, se observa la vía esquemática que sigue el agua a través de la planta (Lira, 1994). 59


Figura 22. Proceso de absorción del agua por las raíces de las plantas (Lira, 1994).

La absorción del agua ocurre por la raíz; se realiza principalmente por los pelos radicales ya que presentan mayor permeabilidad que las raíces maduras. El agua se mueve desde los pelos radicales hasta la endodermis, para continuar a través de las paredes celulares (vía apoplástica). El agua y los materiales disueltos (iones minerales) son forzados a pasar las membranas celulares y la banda de Caspari, donde se realiza un proceso semi-selectivo de aquellos iones requeridos por las plantas. Para que el agua pase a través de la endodermis debe vencer una resistencia considerable; pero una vez que el agua y los minerales entran al sistema vascular (xilema), la resistencia disminuye. Desde el tejido vascular (vasos, traqueídas y demás elementos conductores), el agua en fase líquida continua viajando hasta llegar al mesófilo (en las hojas) donde se difunde a la cavidad sub-estomática y cambia a la fase gaseosa. Por último, el agua es disipada a la atmósfera en forma de vapor (proceso de transpiración). En la etapa final (interfase hoja-atmósfera) se genera una tensión significativa que favorece el movimiento del agua a lo largo del sistema suelo-planta-atmósfera, debido a que el gradiente entre la atmósfera y la cavidad estomática es muy grande. La capacidad de los estomas de abrirse y cerrarse en respuesta a las condiciones ambientales hace que éstos minimicen la pérdida de agua desde el suelo a la atmósfera.

60


3.2 ¿Porqué realizar el análisis de agua? Un componente importante en la producción de los cultivos es el agua. El análisis de aguas para uso agrícola evalúa su calidad con fines de riego. El objetivo es detectar cantidades elevadas de sales disueltas que pueden dañar el crecimiento y productividad de los cultivos en general. Al medir la cantidad de sales disueltas, se determina la calidad que presenta como agua para riego agrícola. Con la introducción de los sistemas de baja presión (fertirrigación) en la agricultura, la calidad del agua cobra mucha importancia porque de ella dependerá que estos sistemas de riego funcionen eficientemente. Aguas con concentraciones elevadas de sales y sólidos suspendidos provocan taponamientos en los conductos, válvulas y bombas (Hagin y Lowengart, 1996).

3.3 ¿Como realizar el muestreo de aguas? El propósito es muestrear la fuente de interés, de donde proviene el agua que se destina o destinará al riego (Figura 23). La muestra debe ser representativa de la fuente; por lo que se debe colectar un volumen de la parte intermedia del pozo, por ejemplo, o debe dejarse correr el agua 10 minutos si es agua entubada. Si es un río, lago, laguna, etc, el frasco muestreador debe introducirse, llenarse y cerrarse dentro del cuerpo de agua.

Figura 23. Posibles fuentes para la extracción de agua para riego agrícola (Palacios y Aceves, 1994).

61


La mejor hora de muestreo es por la mañana (7 a.m.) para asegurarse que las muestras sean entregadas al laboratorio en el transcurso del mismo día. En el caso de tener que guardar las muestras para su posterior traslado al laboratorio, deben conservarse a baja temperatura (5º C ± 1) si se llevan dentro de los dos días siguientes. Si el traslado tomará más tiempo, las muestras deben congelarse a -5° C y entregarse así al laboratorio.

3.4. Materiales de Muestreo La muestra se tomará en un frasco, de plástico o vidrio esterilizado, perfectamente limpio y seco, tomando alrededor de 1 litro de agua. Es recomendable que el frasco y su tapa presenten un cierre hermético. En la Figura 24, se presentan algunos equipos para la toma de muestras de agua.

Abierto

Cerrado

Contenedores para muestras de aguas en ríos.

Toma de muestras en canal de riego del cultivo de la caña de azúcar ingenio Pujilitc, Chiapas. Figura 24. Material necesario para la toma de muestras de agua.

Botellas de plástico para transporte de muestras.

62


Una vez obtenida la muestra debe ser enviada al laboratorio lo más pronto posible; por lo general, cuanto menos tiempo transcurre entre el muestreo y los análisis, más confiables son las determinaciones. Cualquier tardanza implica la necesidad de conservarlas bien tapadas en frío, de preferencia refrigeradas. Los cambios resultantes de actividades químicas y biológicas pueden alterar la composición de la muestra, por lo que se recomienda determinar el pH y la conductividad eléctrica cuanto antes (Palacios y Aceves, 1994).

3.5 ¿Qué análisis solicitar? En el Cuadro 34 se presentan las determinaciones físicas y químicas más usuales que se practican en muestras de aguas, que permiten definir la calidad del agua para riego agrícola. Sin embargo, de acuerdo a los problemas observados, o a las necesidades particulares de cada productor (riego presurizado, fertirrigación, etc.), los análisis se enfocaran a la situación específica. Cuadro 34. Determinaciones químicas usuales de las aguas para riego agrícola. Parámetro

Símbolo

Rangos

Unidades

Salinidad Conductividad eléctrica Sólidos disueltos totales Calcio Magnesio Sodio Carbonatos Bicarbonatos Cloro Sulfato

CE SDT Ca 2+ Mg 2+ Na+ CO3 2HCO3 ClSO4 2-

0-3 0-2000 0-20 0-50 0-40 0-0.1 0-10 0-30 0-20

dS m-1 mg L-1 meq L-1

Nutrientes Nitrato-N Amonio-N Fosfatos-P Potasio

NO3-N NH4-N PO4-P

0-10 0-5 0-2 0-2

mg L-1

0-2 1-14 0-15

mg L pH

K+ Misceláneos Boro Acidez Relación de absorción de sodio

B pH RAS

Adaptado de Ayers y Wescot (1985).

63

-1

-1

meq L


3.6. Registro de muestras de agua para riego agrícola Una vez obtenida la muestra y antes de enviarse al laboratorio deberá asentarse por escrito la siguiente información, en una ficha que debe acompañar cada muestra (Cuadro 35). Cuadro 35. Ficha de registro para muestras de agua Fecha de Muestreo: ____________ No. Muestra:_______________ Nombre del propietario: __________________________________ Nombre del técnico: _____________________________________ Localidad:

Municipio: __________________

Estado:_________________________________ Muestra tomada en: Canal Pozo____ Otro____

Presa

Arroyo

Lago___

A que profundidad: _________________________________ Si el agua proviene de pozo: Profundidad:____ Diámetro del pozo: ___ Descarga:

Color:

Olor: ________

Superficie que se riega: __________________________ Cultivo(s): ___________________________________________ Textura del suelo: _____________ Pendiente:_______________ Observaciones:

64


3.7. Interpretar los resultados de laboratorio La clasificación del agua de riego presenta actualmente ocho índices que Palacios y Aceves (1994) conjuntaron en un solo sistema (Cuadro 36). Esta clasificación es más precisa que la efectuada en Riverside, la cual solo toma en consideración dos índices: la relación de absorción de sodio y la conductividad eléctrica (Aguilera y Martínez, 1996). En los párrafos siguientes se discutirá cada índice y se explicará la forma de calcularlos. Cuadro 36. Sistema de clasificación del agua para riego agrícola.

Criterio

Índice

Símbolo

Contenido de sales solubles

Conductividad Eléctrica Salinidad Efectiva Salinidad Potencial

CE SE SP

Efecto probable del Na sobre características físicas del suelo

Relación de Adsorción de Na Carbonato de Na Residual Porciento de Na Posible

RAS CSR PSP

Contenido de elementos tóxicos para las plantas

Contenido de Boro Contenido de cloruros

B Cl

Adaptado de Palacios y Aceves (1994).

3.7.1 Contenido de sales solubles El efecto nocivo de altas concentraciones de sales solubles se debe a que la solución del suelo que está en contacto con las raíces produce presiones osmóticas sobre las células, lo que impide la absorción de agua. La presión osmótica muy alta produce disminución en los rendimientos o pérdida total de la cosecha. Estos efectos son diferentes para cada cultivo, según la etapa de desarrollo del mismo. Algunos cultivos y variedades pueden ser tolerantes a la salinidad. El efecto salino es más intenso cuando la concentración de sales solubles en la solución del suelo es más alta. De acuerdo con Palacios y Aceves (1994) el aumento de la concentración de sales, después de fuerte 65


evapotranspiración, es aproximadamente 10 veces mayor en relación a un suelo a capacidad de campo y 5 veces en el extracto de saturación del suelo. Por esta razón, los contenidos permisibles de sales en las aguas son aproximadamente cinco veces menores que en el extracto de saturación del suelo. En el Cuadro 37 se presentan datos sobre la tolerancia de ciertos cultivos a las sales en la solución del suelo.

Cuadro 37. Tolerancia de cultivos a la salinidad en el extracto de saturación del suelo (basados en valores de CE), para diferentes porcentajes de reducción del rendimiento. Reducción de rendimiento (%) Cultivos 10 25 50

Cereales Sorgo Soya Arroz Maíz Frijol

6.0 5.0 5.0 5.0 1.0

9.0 7.0 6.0 6.0 2.0

12.0 9.0 8.0 7.0 3.0

Hortalizas Tomate Chile Melón Calabaza Pepino

4.0 2.0 2.5 3.0 2.5

6.5 3.0 3.0 3.5 3.0

8.0 5.0 3.5 4.0 4.0

Frutales Naranja Limonero Aguacate

3.0 2.5 2.0

Otros Caña de azúcar Pasto bermuda

3.8 8.5

5.1 11.0

7.2 15.0

La CE se expresa en dS m-1 x 103. Adaptado de Ayers y Wescot (1985) y Richards (1994).

No se indica si los valores correspondientes a los cultivos es el valor de CE como se indica en la leyenda inferior. Para estimar el contenido de sales solubles en el agua de riego y sus posibles efectos sobre los cultivos, existen los siguientes índices: 66


a) Conductividad Eléctrica (CE).- generalmente se expresa en dS m -1 (deci-siemens por metro) a 25 ºC. La CE es una medida indirecta del contenido de sales disueltas en el agua. Una de sus ventajas es que los resultados se pueden correlacionar con los valores de presión osmótica (PO) que dicha agua pudiese generar; la fórmula empírica que correlaciona la PO con la CE expresada en dSm -1 es: PO = 0.36(CEx103), cuyo rango de validez es 3 (CO3+HCO3+SO4), entonces: SE = Suma de cationes* - (CO3+HCO3+SO4) Si Ca < (CO3+HCO3+SO4), pero Ca > (CO3+HCO3), entonces: SE = Suma de cationes* - Ca Si Ca < (CO3+HCO3) pero (Ca+Mg) > (CO3+HCO3), entonces: SE = Suma de cationes* - (CO3+HCO3) Si (Ca+Mg) < (CO3+HCO3), entonces: SE = Suma de cationes* - (Ca+Mg) * Si la suma de cationes es menor que la de aniones, deberá emplearse la suma de aniones en lugar de la de cationes. La suma de cationes o aniones se expresa en meqL-1.

c) Salinidad Potencial (SP).- cuando la humedad aprovechable de un suelo es menor del 50%, las últimas sales que quedan en solución son cloruros y sulfatos. La SP es un índice para estimar el peligro de éstas ya que aumentan la PO. Este índice se calcula con la fórmula siguiente y se expresa en meq L-1. SP = Cl + ½ SO4 67


3.7.2. Efecto probable del Na sobre las características físicas del suelo Cuando la concentración de Na en la solución es elevada, en relación con otros cationes disueltos, se provoca la dispersión o la defloculación del suelo, y como consecuencia este pierde su estructura. Esto puede ejercer efectos secundarios importantes sobre el desarrollo vegetal (Guerrero, 1990). La pérdida de la estructura produce aireación y permeabilidad deficientes, así como baja disponibilidad de agua. Para estimar este efecto se han propuesto los índices siguientes: a) Relación de Adsorción de Sodio (RAS). Este índice es fácil de calcular y está correlacionado con el porcentaje de sodio intercambiable (PSI) que tendrá el suelo una vez que se equilibre con el agua. La Figura 25 presenta un nomograma para el cálculo del PSI a partir de la RAS. El PSI se estima con la fórmula: PSI = 100 (-0.0126+0.01475 RAS) / 1 + (0.0126+0.01475 RAS) Entre mayor sea el valor de la RAS, se espera mayor valor de PSI del suelo y mayor peligro por sodificación. La RAS se calcula con la fórmula:

RAS =

Na Ca + Mg 2

donde los valores de Na, Ca, Mg y RAS están dados en meq L-1. b) Carbonato de Sodio Residual (CSR). Cuando en el agua de riego el contenido de carbonatos y bicarbonatos es mayor que el de Ca + Mg, existe la posibilidad de que se forme carbonato de sodio. En estas condiciones, la concentración total y relativa de sodio puede ser suficiente para desplazar al calcio y magnesio del complejo de intercambio, produciéndose la defloculación del suelo (Aguilera y Martínez, 1994). El CSR se calcula con la fórmula: CSR = (CO3 + HCO3 ) − (Ca + Mg ) donde cada componente se expresa en meq L-1. Una diferencia negativa indica que no existe el problema; el valor del CSR puede suponerse igual a cero. 68


Figura 25. Nomograma para determinar el valor de la RAS del agua de riego y para estimar el valor correspondiente del PSI del suelo que está en equilibrio (Adaptado de Richards, 1994).

c) Porcentaje de Sodio Posible (PSP). El desplazamiento del Ca y del Mg por el sodio en el complejo de intercambio, inicia cuando el sodio en solución presenta más del 50% de los cationes disueltos. El porciento de sodio en solución en el agua de riego no es suficientemente representativo de este fenómeno debido a que, una vez en el suelo, las sales menos solubles (MgCO3 y CaCO3) precipitan y, por lo tanto, el porcentaje de sodio en solución aumenta. Entonces, el PSP se refiere a la salinidad efectiva (Palacios y Aceves, 1994), y se calcula mediante la fórmula: PSP = (Na/ SE) 100 donde Na y SE se expresan en meq L-1. 69


3.7.3. Contenido de elementos tóxicos para las plantas

Dentro de los elementos en solución en las aguas de riego, existen algunos que independientemente de los efectos salinos, aún en pequeñas cantidades son tóxicos para las plantas. Los que se presentan más comúnmente son boro, cloro, litio y sodio; aunque los efectos tóxicos de estos últimos no han sido suficientemente estudiados. a) Contenido de boro (B). El boro en pequeñísimas concentraciones es esencial para el desarrollo de las plantas, sin embargo a concentraciones mayores, produce efectos tóxicos; en el Cuadro 38 se presenta la tolerancia de algunos cultivos a la presencia de B. b) Contenido de cloruros (Cl). El ión cloruro es tóxico especialmente en árboles frutales; como se carece de información sobre la tolerancia de otros cultivos, se recomienda usar este índice cuando se vayan a irrigar los cultivos indicados en el Cuadro 39. Cuadro 38. Tolerancia relativa de algunos cultivos a la presencia de B en aguas para riego agrícola.

Tolerantes (4-2 mg L-1) Frijol Cebolla Lechuga Zanahoria

Semi-tolerantes (2-1 mg L-1) Algodón Tomate Maíz Sorgo Calabaza Chile Camote

Sensibles (1-0.3 mg L-1) Ciruelo Naranja Aguacate Toronja Limón


Cuadro 39. Tolerancia relativa de algunos cultivos a la concentración de cloruros en el extracto de saturación del suelo.

Concentración de cloruros (meq L-1) 25 15 10 7-25 5-8

Cultivo Mandarina Limón Naranja Frutales de hueso Aguacate


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3.7.4. Procedimiento para clasificar las aguas de riego

Con base en las características químicas del agua, determinadas mediante análisis de laboratorio, y con el empleo de las tablas de valores para cada parámetro de importancia, el técnico debe concluir si las aguas disponibles son adecuadas o no para el riego agrícola. O bien, si se requiere de información adicional sobre tipo de cultivo, suelo y condiciones de manejo donde va a ser utilizada, en cuyo caso el uso del agua quedará condicionado a determinar dichos factores. El agua que ha sido clasificada como ‘Condicionada’ antes de conocer el cultivo, suelo y otras características especificas del cultivo a regar, puede cambiar de categoría, a Buena o No recomendable, una vez que estas son definidas. Al ser modificados los criterios, se determina si el agua es o no conveniente bajo las condiciones particulares (Ayers y Westcot, 1985; Palacios y Aceves, 1994). A continuación se describe el procedimiento de clasificación: a) Partiendo de los resultados del análisis químico, se calcula el porciento de (CO3+HCO3) respecto a la suma total de aniones. b) Para aguas con (CO3+HCO3) < 20%, se determinan los siguientes índices: 1. Para estimar el efecto de sales solubles Conductividad eléctrica (CEx106); cuando éste es mayor de 250 dSm-1, se utilizará el índice de Salinidad Potencial (SP) y Salinidad Efectiva, ver Cuadros 40 y 44.

Cuadro 40. Clasificación de aguas de riego a su Salinidad Potencial (SP).

SP (meq L-1)

Clase Buena Condicionada No recomendable

<3 3-15 > 15

2. Para estimar el efecto del sodio sobre el suelo Relación de Adsorción de Sodio (RAS) ver Figura 25. Carbonato de Sodio Residual (CSR), ver Cuadro 41.

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Cuadro 41. Clasificación de las aguas de riego de acuerdo a su Carbonato de Sodio Residual (CSR).

Valor de CSR (meq L-1) < 1.25 1.25-2.50 > 2.50

Clase Buena Condicionada No recomendable

3. Contenido de elementos tóxicos Una vez que se tienen los resultados de laboratorio, las aguas se clasifican según sus contenidos de boro y cloruros, siguiendo los parámetros establecidos en el Cuadro 42.

Cuadro 42. Clasificación de las aguas de riego de acuerdo a su contenido de boro (B) y cloruros (Cl).

Contenido de B

Clase

(mg L-1)

Buena Condicionada No recomendable

<0.30 0.50-4.0 > 4.0

Contenido de cloruros (meq L-1) < 1.0 1.0-5.0 > 5.0

La salinidad efectiva se clasifica de acuerdo a los valores encontrados, siguiendo las clases del Cuadro 43. Cuadro 43. Clasificación de las aguas para riego agrícola de acuerdo con su Salinidad Efectiva (SE).

SE (meq L-1) <3.0 3.0-15.0 > 15.0

Clase Buena Condicionada No recomendable 4. Calidad general del agua

Finalmente, con los resultados de laboratorio en mano, el productor o técnico clasificará al agua como Buena, Condicionada o No Recomendable para el riego agrícola, según los criterios de los Cuadros 40 al 44. Para clasificar por CE y RAS se utiliza la Figura 26, donde se establecen 14 clases de aguas para riego agrícola en base a la conductividad eléctrica (CE), (Richards, 1994): 72


Figura 26. Diagrama para la clasificación de las aguas para riego agrícola (Richards, 1994).

Las aguas que reúnen las cualidades especificadas en el Cuadro 44, pueden ser utilizadas para riego en la mayoría de los cultivos, en la generalidad de los suelos. Requieren un mínimo de cuidados en el manejo de suelos y aguas (Ayers y Westcot, 1985; Richards, 1994). Se consideran aguas de buena calidad para fines de riego agrícola.

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Cuadro 44. Características del agua de buena calidad, adecuada para el riego agrícola.

Aguas con < 20% de (CO3+HCO3 ) a) C1S2 b) SP< 3 meq L-1 c) CSR<1.25 meq L-1 d) B<0.3 mg L-1 e) Cl< 1 meq L-1

Aguas con > 20% de (CO3+HCO3 ) a) (CEx106)<250, o SE<3 meq L-1 b) SP< 3 meq L-1 c) CSR<1.25 meq L-1 d) B<0.3 mg L-1 e) Cl< 1 meq L-1

Por otra parte, las aguas con las características especificadas en el Cuadro 21, no se recomiendan para ser empleadas directamente ni de manera permanente en el riego de la mayoría de los suelos y cultivos, bajo prácticas usuales de manejo. A menos que sean diluidas con otras de mejor calidad, de manera que los índices de la mezcla no rebasen los valores señalados, pueden emplearse temporalmente. Sólo en casos muy especiales debería permitirse el empleo de estas aguas; por ejemplo, aplicación esporádica para cultivos muy tolerantes, con aplicación de fuertes láminas de sobre-riego, con buenas condiciones de drenaje, aplicación de mejoradores, tanto al agua como al suelo (Palacios y Aceves, 1994). Cuadro 45. Características del agua de baja calidad, inadecuada para el riego agrícola. Aguas con < 20% de (CO3+ HCO3) Aguas con > 20% de (CO3+ HCO3) a) SE>15 meq L-1 b) SP> 15 meq L-1 c) CSR> meqL-1 d) B> 4.0 mgL-1 e) Cl> 5 meqL-1

a) C4Si y/o CiS4, donde (i = 1,2,3,4) b) SP> 15 meqL-1 c) CSR> 2.5 meqL-1 d) B> 4.0 mgL-1 e) Cl> 5 meqL-1

Conductividad Agua de baja salinidad (C1). Puede usarse para riego de la mayor parte de los cultivos, en casi cualquier tipo de suelo, con poca probabilidad de que se desarrolle salinidad. Se necesita algún lavado, pero éste se logra en condiciones normales de riego; excepto en suelos arcillosos.

Agua de salinidad media (C2). Puede usarse siempre y cuando haya un grado moderado de lavado. En casi todos los casos y sin necesidad de prácticas especiales de control de la salinidad, se pueden producir los cultivos moderadamente tolerantes a las sales. 74


Agua altamente salina (C3). No puede usarse en suelos cuyo drenaje sea muy deficiente. Aún con drenaje adecuado se pueden necesitar prácticas especiales de control de la salinidad, debiendo, por lo tanto, seleccionar únicamente aquellas especies vegetales muy tolerantes a sales. Agua muy altamente salina (C4). No es apropiada para riego bajo condiciones ordinarias, pero puede usarse ocasionalmente en circunstancias muy especiales. Los suelos deben ser permeables, el drenaje adecuado, debiendo aplicar un exceso de agua para lograr un buen lavado; en este caso, se deben seleccionar cultivos altamente tolerantes a sales. Sodio La clasificación de las aguas de riego con respecto a la RAS, se basa principalmente en el efecto que tiene el sodio sobre las propiedades físicas. No obstante, las plantas sensibles a este elemento pueden sufrir daños a consecuencia de la acumulación de sodio en sus tejidos cuando los valores del sodio intercambiable son más bajos que los necesarios para deteriorar sus propiedades físicas.

Agua baja en sodio (S1). Puede usarse para riego en la mayoría de los suelos con poca probabilidad de alcanzar niveles peligrosos de sodio intercambiable. No obstante los cultivos sensibles como los frutales y aguacate, pueden acumular sodio en cantidades perjudiciales. Agua baja en sodio (S2). En suelos de textura fina el sodio representa un peligro considerable, más aún si dichos suelos poseen una alta capacidad de intercambio catiónico, especialmente bajo condiciones de lavado deficiente, a menos que el suelo contenga yeso. Estas aguas solo pueden usarse en suelos de textura gruesa o en suelos orgánicos de buena permeabilidad. Agua alta en sodio (S3). Puede producir niveles tóxicos de sodio intercambiable en la mayor parte de los suelos, por lo que éstos necesitarán prácticas especiales de manejo como: buen drenaje, fácil lavado y adiciones de materia orgánica. Los suelos yesíferos pueden no desarrollar niveles perjudiciales de sodio intercambiable cuándo se riegan con este tipo de aguas. Puede requerirse el uso de mejoradores químicos para sustituir el sodio intercambiable; sin embargo, tales mejoradores no serán económicos si se usan aguas de muy alta salinidad. Agua muy alta en sodio (S4). Es inadecuada para riego, excepto cuando su salinidad es baja o media y cuando la disolución del calcio del suelo y 75


la aplicación de yeso u otros mejoradores no hace antieconómico el empleo de esta clase de aguas.

3.7.5. Notación abreviada de la calidad del agua de riego

Cuando se cuenta con información previa sobre la calidad de las aguas, la clasificación de las mismas debe hacerse conforme a los tres criterios mencionados y con la utilización de 5 a 6 índices (Aguilera y Martínez, 1994). Si se tiene caracterizados el, o los índices, basta hacer mención de ese factor al hablar de la calidad de agua. 1. Agua con < 20% (CO3+HCO3 ) C1S1, SP = 2.8 meq L-1, CSR =1.0 meq L-1, B=0.3 mg L-1, Cl=0.5 meq L-1 .Esta agua es buena para riego de cualquier cultivo en cualquier tipo de suelo, con las prácticas usuales de manejo. 2. Agua con > 20% (CO3+HCO3 ) CEx106=8000, SE=7.5 meq L-1, SP=5.3 meq L-1. Agua condicionada por sales y por cloruros.

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4 GLOSARIO

Acidez intercambiable. Conjunto de iones hidrógeno y aluminio que están adsorbidos a la superficie de las arcillas en los suelos húmedos y que cuando se liberan a la solución del suelo arrojan valores bajos de pH. Aleatorio. Que es determinado por el azar. Cuando se habla de muestreos aleatorios se refiere a aquellos en los que no predomina un criterio técnico o personal en la toma de muestras y todos los sitios a ser muestreados tienen la misma probabilidad de ser seleccionados. Análisis físico. Mediante este son determinadas las propiedades relacionadas con el estado físico del suelo, como textura, densidad aparente y espacio poroso. Análisis químico. Permite determinar la disponibilidad de los nutrientes en el suelo para los cultivos, así como propiedades físicas de este, tales como pH, materia orgánica, nitrógeno (N) total, fósforo (P) asimilable, potasio (K), calcio (Ca) y magnesio (Mg) intercambiables, azufre (S) y aluminio (Al), hierro (Fe), cobre (Cu), zinc (Zn) y otros. Aniones. Son todos los iones con carga eléctrica negativa resultado de la ganancia de electrones. Los elementos minerales que se comportan como aniones en el suelo son; N, P, S, B, Mo y Cl. Autocorrelación. La autocorrelación espacial es una medida de la similitud temática de los objetos geográficos en un área determinada. Cada objeto geográfico tiene valores-atributos descriptivos de sus características (por ejemplo, un tipo de uso del suelo, tipo de vegetación, etc.) y coordenadas espaciales (coordenadas x e y del punto de ubicación del fenómeno). La autocorrelación espacial viene a poner en relación las diferencias temáticas de los objetos en relación con la distancia que presentan entre sí. Axioma. En lógica y matemáticas, es un principio básico que se asume como verdadero sin que se recurra a la demostración. Barrena holandesa. Instrumento de acero inoxidable cuyo diseño permite la extracción de cilindros de suelo por medio de movimientos de rotación y presión sin necesidad de utilizar otras herramientas. Se pueden obtener muestras a profundidades de hasta 1.5m si el material del suelo permite la penetración. Cal dolomítica. Cal de uso agrícola empleada comúnmente para la corrección de suelos muy ácidos. Es rica en calcio y magnesio. Capacidad de Campo (CC). Es la máxima cantidad de agua que puede retener un suelo después que el exceso de esta se ha perdido por efecto de la gravedad.

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Capacidad de Intercambio Catiónico (CIC). Es una medición de la fertilidad global del suelo la cual está dada por la capacidad máxima que un peso dado de suelo puede retener de cationes; comúnmente se expresa en mili-equivalentes por 100 gramos de suelo (meq/100 g). Otra unidad de uso más reciente para expresar esta característica es en centi-moles por kg de suelo (cmol kg-1). Cationes. Los elementos del suelo que presentan carga eléctrica positiva cuando están en forma de iones, debido a que donaron electrones a los minerales o a otros iones. Los elementos nutritivos en el suelo que se comportan como cationes son; N, K, Ca, Mg, Mn, Zn, Cu y Fe. Clorosis. Se refiere al color verde-amarillento que se observa en el follaje de plantas con deficiencias de nitrógeno. Estas pueden ser causadas por un aporte inadecuado del suelo o por daños en raíces, absorción inadecuada u otras causas. Complejo arcillo-húmico. La arcilla y el humus son dos constituyentes del suelo cuyas partículas individuales presentan un tamaño extraordinariamente pequeño, gran área de dispersión por unidad de peso y cargas eléctricas en su superficie, las cuales atraen iones y moléculas de agua. Estas diferentes partículas interactúan entre sí y determinan en gran parte las propiedades químicas y físicas de los suelos, así como la fertilidad del mismo. Conductividad eléctrica (CE). Habilidad de los materiales y soluciones para conducir la electricidad. Dado que las soluciones salinas conducen más electricidad a mayor concentración, esta cualidad se utiliza para medir el contenido de sales en los suelos. La CE se expresa en deci-siemens por metro (dS.m-1). Cualitativo. Se refiere a todo tipo de pruebas u observaciones que únicamente revelan las características o propiedades de lo observado (cualidades) sin precisar cantidades. Cuantitativo. Se refiere a las pruebas, análisis u observaciones que revelan cantidades de contenido, concentración o valores de las variables sujetas a observación. Cultivos Anuales. Son todos aquellos cultivos cuyo ciclo, natural o de aprovechamiento agrícola, se completa en un año o menos. Ejemplo; maíz, frijol, hortalizas, etc. Cultivos Perennes. Se refiere a los cultivos cuyo ciclo de aprovechamiento agrícola tarda más de un año en completarse. Ejemplo; árboles frutales, palma de aceite, cacao, etc. Defloculación. Perdida de la estructura del suelo por la destrucción de los agregados del suelo; al separase las partículas minerales y orgánicas. Descalcificación. Es la acción de perdida del calcio del complejo de intercambio. Difusión. Movimiento de iones en el suelo de una solución de mayor a menor concentración.

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Encalado Practica agrícola que consiste en aplicar cal al suelo a fin de elevar el pH del mismo. Tiene el propósito de corregir suelos extremadamente ácidos a fin de mejorar su fertilidad. Antes de la aplicación de cal deben hacerse estudios para determinar las cantidades adecuadas a aplicar. Elementos móviles. Se refiere a la movilidad que presentan aquellos nutrimentos dentro de la planta, en el momento de presentarse una carencia, los cuales se movilizan hacia las hojas jóvenes, por lo que los síntomas de deficiencia se presentan en las hojas viejas. Elementos no móviles. Cuando se presenta una carencia no se movilizan dentro de la planta, por lo que los síntomas de deficiencia aparecen en las hojas jóvenes. Erosión hídrica. Es la perdida de suelo de un terreno o región, debida al arrastre de este por la fuerza del agua. La erosión es indeseable debido a que siempre se traduce en pérdida de fertilidad. Esencial. Se refiere a los elementos naturales que sirven como nutrimentos en el metabolismo vegetal y que son imprescindibles para el crecimiento, desarrollo y producción normal de las plantas cultivadas en general. Estos elementos son C, O, H, N, P, K, S, Ca, Mg, Zn, Mn, Cu, Cl, Fe, B, Ni y Mo. Exportación. Designa la cantidad de nutrimentos que son extraídos del suelo por un cultivo dado, durante un ciclo de cultivo, y que no se reincorporan a este debido a que están en la parte cosechada que se lleva fuera de la parcela, por lo cual los nutrimentos se pierden junto con la cosecha. Fertilidad. Es la capacidad de un suelo para proporcionar nutrientes de manera oportuna y en cantidad adecuada al cultivo que se encuentra creciendo en el. La fertilidad global de un suelo se mide mediante la Capacidad de Intercambio Catiónico y otras variables del suelo. Floculación. Es un proceso de agregación de partículas coloidales, que forma gránulos o flóculos; puede ocurrir en el suelo con efectos benéficos sobre la fertilidad (caso del Ca) o indeseables (caso del Na). El mayor agente floculante en el suelo es la MO. Flujo de masas. Es un tipo de desplazamiento de los nutrientes en el suelo. Se refiere al transporte en solución, rápido y en grandes cantidades, por la acción del agua dentro del perfil. Fluvisol. Suelos formados por materiales acarreados por el agua, y constituidos por materiales disgregados, es decir, son suelos poco desarrollados. Se encuentran en todos los climas y regiones de México, cercanos a los lagos o sierras, desde donde escurre agua a los llanos, así como en los lechos de los ríos. Muchas veces presentan capas alternadas de arena, arcilla o gravas. Pueden ser someros o profundos, arenosos o arcillosos, fértiles o infértiles, en función del tipo de materiales que lo forman. Geoestadística. La geoestadística ofrece una manera de describir la continuidad espacial, que es un rasgo distintivo esencial de muchos fenómenos naturales, y

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proporciona adaptaciones de las técnicas clásicas de regresión para tomar ventajas de esta continuidad. Es una aplicación de la teoría de probabilidades a la estimación estadística de variables espaciales. Gradiente. Se denomina gradiente a la variación de intensidad de un fenómeno por unidad de distancia entre un lugar y un centro (o un eje) dado. Granulometría. Se refiere al análisis del tamaño de las partículas que conforman el suelo arena, limo y arcilla. Inmovilización. Se refiere a los procesos que hacen que los elementos minerales no estén disponibles para ser asimilados por las plantas. Ya sea por reacciones químicas de fijación en el suelo, o por incorporación de estos elementos a los organismos vivos que los retienen mientras su biomasa no se descompone. Iones. Los átomos que poseen carga eléctrica. Lixiviación Proceso que ocurre en el suelo con las partículas y solutos; estos son arrastrados a la parte profunda del perfil por la acción de lavado del agua que desciende. Logaritmo. En matemáticas, el logaritmo es la función inversa de la potenciación y, por lo tanto, expresa cuántas veces un número x debe ser dividido por la base b para obtener 1. De esta forma, el logaritmo de x con base b es el exponente o potencia a la que la base se ha de elevar para dar un número determinado. Para la ecuación bn = x, el logaritmo es la función que obtiene n. Esta función es escrita como n = logb x. Materia orgánica Son todos los materiales provenientes de organismos vivos. Cuando se incorporan al suelo en forma de residuos de cultivos, vegetación natural o animales muertos, siguen un proceso de mineralización que libera nutrimentos susceptibles de ser asimilados por las raíces de las plantas en crecimiento. Mineralización Es un conjunto de procesos por los cuales la materia orgánica se descompone por acción de los microorganismos del suelo. Los productos finales de la mineralización son componentes químicamente simples como CO2, NH3, H2PO4, Ca, Mg, y otros elementos minerales que se incorporan al suelo y pueden ser asimilados por la vegetación en crecimiento. Molisol Son suelos oscuros, asociados a praderas naturales, con contenido importante de MO. Aún cuando presentan lixiviación ligera su contenido de bases es alto; el pH tiende a ser alcalino. En general son importantes para la agricultura ya que son muy productivos si se maneja adecuadamente la fertilización. En Tenosique son cultivados con caña de azúcar. Rendoll es uno de lo siete subórdenes de los molisoles. Muestra Es una porción de un todo que permite estudiar las características o propiedades de este y elaborar su caracterización. En el caso de los suelos, aguas y plantas, la muestra permite determinar la capacidad de aporte de nutrimentos, aptitud para el riego y estado nutrimental, respectivamente.

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Muestra compuesta Es aquella formada por varias submuestras obtenidas en diferentes puntos del sitio a muestrear. El volumen o peso las porciones debe ser equivalente entre ellas para que los resultados de laboratorio sean útiles. Necrosis. Se refiere a la parte muerta del tejido foliar Nivel Crítico. Se refiere a la concentración de un nutrimento en el tejido foliar de las plantas, relacionado con el 90% del rendimiento. Nutriente o Nutrimento Cualquier sustancia que proporciona energía, aporta materiales para la formación de nuevas células o funciona como aceptor de electrones en la respiración de los organismos. En general, los nutrimentos requeridos por las plantas son 17 elementos minerales, que estas obtienen del suelo y del agua mediante las raíces. Nutrientes mayores Son los elementos que las plantas requieren en mayor cantidad para su crecimiento y desarrollo. De acuerdo a las necesidades relativas se clasifican en primarios (N, P, K) y secundarios (Ca, S, Mg). Nutrientes menores Son elementos que las plantas requieren en cantidades muy pequeñas, pero aún así son imprescindibles para el crecimiento y desarrollo normales de los cultivos; estos elementos son Fe, Cu, Mn, Zn, B, Cl y Mo. Algunas especies vegetales en particular requieren además Si, I, V y Na. Perfil Es un corte vertical en el suelo, en profundidad, que sirve para observar las diferentes capas, estratos u horizontes, que lo forman a fin de estudiar, muestrear y clasificar los suelos. pH (potencial Hidrógeno) Mide el grado de acidez o alcalinidad de cualquier sustancia; expresa la cantidad de iones reactivos libres en solución. Substancias con pH de 0 a 7 son ácidas (a valor más pequeño, mayor acidez), de 7 a 14 son alcalinas (a valor mayor, más alcalinidad); aquellas con valor 7 son neutras. Matemáticamente, el pH se expresa como el logaritmo inverso de la concentración de los iones H+. Por ejemplo, si un suelo de la sabana tiene un pH de 6.0, es debido a que contiene una concentración de iones hidrógeno de una parte por millón, es decir 1 X 10-6, el logaritmo de 1 X 10-6, es -6; invirtiendo su signo, será 6. Porcentaje de Sodio Intercambiable (PSI) Se define como el grado de saturación del complejo de intercambio del suelo con sodio. Punto de Marchitez Permanente (PMP). El agua es retenida por el suelo con una fuerza de 15 atmósferas. A esta succión las plantas no pueden absorber el agua del suelo y se marchitan. ppm partes por millón; es una medida de la concentración de una sustancia, en peso o en volumen, en una solución o en una mezcla. Equivale a 1 g en 1000 kg, o 1 ml en 1000 L Reducción Es el proceso por el cual un ión gana electrones para formar moléculas más complejas, mediante reacciones químicas o bioquímicas.

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Relación carbono/nitrógeno (C/N) Es la proporción de carbono presente en la materia orgánica por cada unidad de nitrógeno. Materiales con valores altos indican contenido elevado de carbono, y por lo tanto, baja disponibilidad para la descomposición microbiana. Sabana Formación geográfica del paisaje consistente en planicies o lomeríos suaves, cubiertos de vegetación herbácea, con predominancia de gramíneas, y arbustos de porte bajo. Los suelos de estos sitios tienden a ser muy ácidos, poco fértiles y poco profundos. Salinidad Se refiere al contenido de sales totales en los suelos. Contenidos muy elevados de sales son indeseables para la mayoría de los cultivos ya que inducen estrés hídrico, bajo rendimiento y daños fisiológicos a las plantas. La salinidad se mide a través de la conductividad eléctrica del extracto de saturación del suelo; mayores valores de conductividad indican más salinidad. Serie liotrópica Es el orden de energía de retención de los cationes minerales en el complejo arcillo-húmico del suelo. Ordenados de manera decreciente presentan la siguiente secuencia: H > Ca > Mg > NH4 > K > Na, donde el primero es más fuertemente retenido y el último tiene menor fuerza de retención. Sodificación. Se refiere al proceso de enriquecimiento del suelo con el ión sodio. Submuestras Porciones de suelo, plantas o aguas provenientes de un terreno, cultivo o cuerpo de agua que se mezclan entre si, en cantidades equivalentes, para obtener una muestra destinada al análisis de laboratorio, llamada ‘muestra compuesta’. El propósito es reducir el tiempo y costo de los análisis. El resultado obtenido de la muestra compuesta es un promedio de las características del objeto muestreado. Ultisol Son suelos ácidos, lixiviados e intemperizados, con bajo contenido de bases (menos de 35%), de baja fertilidad, comunes en las zonas de sabana. Son buenos suelos agrícolas si se maneja el encalado y la fertilización. En Tabasco se localizan en la sabana de Huimanguillo y están cultivados con cítricos. Variable Es cualquier característica susceptible de ser medida mediante algún instrumento o técnica de medición, que toma diferentes valores según el objeto, estado del objeto o momento de la medición. Se habla de variable o variables para caracterizar rasgos del suelo, plantas, animales, personas y demás objetos. Vertisol Son suelos profundos, con más de 35% de arcillas, con predominio de arcilla dilatable 2:1; presentan mucha contracción cuando están secos, lo que lleva a la aparición de grandes grietas durante la estación seca. Cuando están húmedos se dilatan completamente. Su pH va de neutro a alcalino y son de mucho interés agrícola. Estos suelos son aptos para pastos, arroz y otros cultivos que requieren o toleran la retención de humedad. Este tipo de suelos son de los más comunes en el estado de Tabasco. Viscosidad. La viscosidad es una propiedad de los fluidos que es de gran importancia en múltiples procesos industriales, además de ser una variable de gran influencia en las mediciones de flujo de fluidos, el valor de viscosidad se usa como punto de referencia en la formulación de nuevos productos, facilitando la reproducción

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de la consistencia de un lote a otro. A nivel internacional, la referencia a partir de la cual se construye la escala de viscosidad es 1,003 4 mm2/s, correspondiente a la viscosidad cinemática del agua, a una temperatura de 20 ºC; a partir de este valor se construye la escala de medición de viscosidad empleando la técnica conocida como de escalamiento sucesivo.

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5 BIBLIOGRAFIA AGUILERA, C.M. y MARTÍNEZ, E.R. 1996. Relaciones agua suelo atmósfera. Departamento de Irrigación-UACH. Chapingo, México. 256 p. ARNON, D.I. y P.R. STOUT. 1939. The essentiality of certain elements in minute quantity for plants with special reference to copper. Plant Physiol.14: 371-375. AYERS, R.S. y D.W. WESCOT. 1985. Water quality for agriculture. FAO, Irrigation and Drainage paper 29 Rev.1. Roma, Italia. 174 p. BERTSCH, F. 1995. La fertilidad de los suelos y su manejo. San José de Costa Rica. Sociedad Costarricense de la Ciencia del Suelo. 157 p. BIDWELL, R. G. S. 1990. Fisiología Vegetal. A.G.T. Editor. pp. 245-292. BOLE, J., B.y V. J. PITTMAN.1976. sampling southen Alberta soils for N and P soil testing. Can. J. Soil Sci. 56:531-535. BOLIO L. G. I., S. SALGADO G. D. J. PALMA L., L. C. LAGUNES-E., M. CASTELÁN E., J.D. ETCHEVERS-B. 2006. Dynamic of potasium in mexican soils under sugarcane. Soil & Tillage Research. 17 p. BUCKMAN, H.O. y N.C. BRADY. 1991. Naturaleza y propiedades de los suelos. UTEHA Grupo Noriega Editores. México, D.F. 590 p. CLINE, M.G. 1944. Principles of soil sampling. Soil Science. 52:275-288 COCHRAN, T., J. SALINAS. y P. SANCHEZ. 1980. An equation for liming acid mineral soil to compensate crops aluminium tolerance. Tropical Agriculture. 57(2):133-140. COPE, J.T. y C.E. EVANS. 1985. Soil testing. Advances in Soil Science. Vol 1. Springer Verlag-New York.pp.201-228 COTTENIE, A. 1984. Los análisis de suelos y de plantas como base para formular recomendaciones sobre fertilizantes. Boletín de suelos 38. FAO. Roma, Italia.115 p. CRUZ, M. S. 1986. Abonos orgánicos. UACh. Chapingo, México. 129 p. CSTPA. 1980. Handbook on reference methods for soil testing. Council on Soil Testing and Plant Analysis. Athens, Georgia.USA. ETCHEVERS, B. J.D., W. ESPINOSA G., E. RIQUELME. 1971. Manual de Fertilidad y fertilizantes. 2a. Edición Corregida. Universidad de Concepción,Facultad de Agronomía, Chillán, Chile.

84


ETCHEVERS B.J.D. 1988. Interpretación de los análisis químicos de suelo. Notas del curso Diagnóstico Visual. Centro de Edafología, Colegio de Postgraduados. Chapingo, México. ETCHEVERS B.J.D. 1996. Los análisis de agua-suelo-planta en apoyo a la fertirrigación. pp. 35-58. In Memorias del Simposium Internacional de fertirrigación. INIFAP, Fundación Produce Sonora, A.C., PIEAES, A.C. Hermosillo, Sonora, México. FASSBENDER, W.H. 1984. Química de suelos con énfasis en suelos de América Latina. IICA. San José, Costa Rica. 398 p. FINCK, A. 1985. Fertilizantes y fertilización: fundamentos y métodos para la fertilización de los cultivos. Editorial REVERTÉ, S.A. España. 439 p. FOTH, H.D. 1992. Fundamentos de la ciencia del suelo. 5a. Reimpresión. CECSA. México, DF. 433 p. GUERRERO, G. A. 1990. El suelo, los abonos y la fertilización de los cultivos. Ediciones Mundi-Prensa. España.206 p. HAGIN, J. y A. LOWENGART. 1996. Fertigación for minimizing environmental pollution by fertilizers. Fertilizer Research. 43:5-7. HAUSER, G.F. 1980. Interpretación de los análisis de suelos al formular recomendaciones sobre fertilizantes. Boletín de suelos de la FAO No.18.Roma, Italia. HENRIQUEZ C., F. BERTSCH y R. SALAS. 1998. La fertilidad de suelos: manual de laboratorio. Asociación Costarricense de la ciencia del Suelo. San José, Costa Rica. 64 p. INPOFOS. 1993. Diagnóstico del estado nutricional de los cultivos. Quito, Ecuador. 55 p. JACKSON, M.L. 1958. Soil Chemical Analysis. Prentice-Hall, Inc.Englewood-Cliffs., N.J. JUÁREZ, H.J. 2005. Estudio agrofisiológico y nutricional de la producción de materia seca y contenido de proteína en pastos tropicales. Tesis doctoral. Universidad Central “Marta Abreu” de las Villas. Facultad de Ciencias Agropecuarias. República de Cuba. 109 págs. JONES, B. J., B.WOLF. y H. A.MILLS. 1991. Plant Analisys Handbook: a practical sampling, preparatión, analysis and interpretación guide. Micro-Macro publishing, Inc.USA. LETELIER A., E. 1967. Manual de fertilizantes para chile. Banco del Estado. Santiago de Chile. LIRA, A. R. H. 1994. Fisiología vegetal Edit. Trillas. México D.F. 237 p.

85


LOPEZ, N. U. 1990. El estudio del potasio como nutriente en los suelos del estado de Tabasco. Tesis profesional. Instituto Tecnológico de Villahermosa, Tabasco.114 p. MARSCHNER, H. 1995. Mineral nutrition of higher plants. Second edition. Academic Press. San Diego, CA, USA. 889 p. MCINTYRE, G.A. 1967. Soil sampling for soil testing. J. Austral. Inst. Agric. Sci. 33:-309-320. MOLINA, R. E. 1998. Encalado para la corrección de la acidez del suelo. Asociación Costarricense de la Ciencia del Suelo. Costa Rica. 45 p. MORENO D., R. 1978. Clasificación de pH del suelo, contenido de sales y nutrientes asimilables. INIA-SARH, México, D.F. NPFI.1988. Manual de fertilizantes. Ed. LIMUSA. México, D.F. 292 p. NUÑEZ, E.R. 1985. Efectos de la acidez del suelo sobre la producción de cultivos y su corrección mediante el encalado. Serie de Cuadernos de Edafología 2. CEDAF-CP. Chapingo, México. 20 p. OBRADOR, O.J.J. 1991. Dinámica del fósforo en unidades de suelos del estado de Tabasco. Tesis profesional. Facultad de Ciencias Químicas, Universidad Veracruzana. Orizaba, Ver. 67 p. ORTIZ, V.B. y ORTIZ S.C.A. 1980. Edafología. Suelos. UACh. Chapingo, México. 331 p. ORTIZ-GARCÍA C. F., S. SALGADO-GARCÍA y D. J. PALMA-LÓPEZ. 2003. Diagnostico de las plantaciones de palma de aceite (Elaeis guineensis) afectadas por el síndrome de la torcedura del raquíz de la hoja en la región centro-sierra de Tabasco, México. In. Memorias de la XVI RCFAT. Villahermosa, Tabasco. PALACIOS, V.O. y ACEVES, N.E. 1994. Instructivo para el muestreo registro de datos e interpretación de la calidad del agua de riego agrícola. Centro de Hidrociencias-CP. Montecillo, México. 49 p. PALMA L.D.J., SALGADO,G.S., TRUJILLO, N.A., OBRADOR O.J.J., LAGUNES, E.L.D.C., ZAVALA,C.J., RUIZ, B.A. Y CARRERA, M.M.A. 1995. Diagnóstico de la fertilidad de los suelos cañeros del área de abastecimiento del ingenio Tenosique, Tabasco. Campus Tabasco-PYCSA. H. Cárdenas, Tabasco.40 p. PÉREZ P.C., M. CASTELAN E., S. SALGADO G. Y D.J.PALMA LÓPEZ, 2005. Estado nutrimental NPK en palma de aceite en jalapa, Tabasco. In: memoria de la XVIII Reunión Científica Tecnológica Forestal y Agropecuaria Tabasco 2005. Villahermosa, Tabasco. pp. 466-472. PETERSEN, R.G. y L.D. CALVIN. 1965. Sampling. In: Black,C. (Ed.). Methods of soil Analysis. Agronomy 9. Part 1. ASA. Madison, Wisconsin, USA.

86


PRITCHETT W.L.1979. Properties and managament of forest soils. John willey and Sons, New York. QUIROZ M., J.L. y AVILA, A.C. 1994. Síndrome de decaimiento del limonero (SIDELI) en la Sabana de Huimanguillo, Tabasco. pp 69-70. In: Memorias de los Avances de Investigación. Campus Tabasco-CP. H. Cárdenas, Tab. RICHARDS, L.A. 1994. Diagnóstico y rehabilitación de suelos salinos y sódicos. Laboratorio de salinidad de los E.U.A.UTEHA Noriega Editores, México, D.F. REISENAWUER, H.M., WALSH, L.M. and HOEFT, R.G. 1973. Testing soils for sulphur, boron, molybdenum and chlorine, P. 173-200. In. L.M. Walsh and J.D. Beaton (eds.) Soil testing and plant analysis. Soil Science Society of America.Madison, Wisconsin, USA. RODRIGUEZ Q., A.1993. Efecto del encalado sobre las propiedades químicas de un suelo ácido de la Sabana de Huimanguillo, Tabasco. pp 64-66. In Memorias de Avances de Investigación CEICADES 92/93. CEICADES-CP. H. Cárdenas, Tab. RODRIGUEZ F. y BURGUETE, F. 1987. Muestreo de suelos. pp. 1-15. In Aguilar A., S., J. D. B. Etchvers y J. Z. R. Castellanos (eds.). Análisis químico para evaluar la fertilidad del suelo. Publicación especial 1. SMCS. Chapingo, México. ROSOLEM, C. A. 1994. Interpretaçáo de análise de solo e desenvolvimiento radicular da cana de açúcar. In: I seminario sobre tecnologias de manejo de solo e adubaçáo da cana de açúcar. Ribeiráo Preto, SP, Brasil. pp. 54-73. SABBE, W. E. y MARX, D.B. 1987. Soil sampling: Spatial and temporal varibility. pp.1-14. In Brown, J.R.(eds.) Soil testing: sampling, correlation, calibration and interpretation. Special Publication Number 21. Soil Science Society of América, In. Madison, Wisconsin, USA. SANCHEZ, A.P. 1981. Suelos del trópico, características y manejo. IICA. San José, Costa Rica. 660 p. SALGADO G., S. 1991. Manejo de la fertilización nitrogenada en arroz de temporal en la Chontalpa, Tabasco. Tesis de Maestría, Centro de Edafología, Colegio de Postgraduados, Montecillo, México. 163 p. SALGADO, G.S., NUÑEZ E.R., PEÑA C.J.J., ETCHEVERS B. J.D., PALMA L.D.J. Y SOTO H.M. 1997. Dinámica del NH4+ y NO3- en un vertisol cultivado con caña de azúcar. In. Memorias de la X Reunión Científica Forestal y Agropecuaria del INIFAP. Villahermosa, Tabasco. pp 20-22. SALGADO G. S., D.J. PALMA L., L.C. LAGUNES E., C.F. ORTIZ G., J.M. ASCENCIO R. 2005. Bases para generar un programa sustentable de fertilización en un ingenio de Tabasco, México. Interciencia. 30(7): 395-403.

87


SARH. 1983. Instructivo para la toma de muestras de suelos. México. SOIL SURVEY STAFF. 1998. Keys to soil taxonomy. 6th Edition. USDA-SCS. Washington, D.C. USA. 306 p. TAVERA G., G. 1985. Criterios para la interpretación y aprovechamiento de los reportes del laboratorio para las áreas de asistencia técnica. Publicación 3, SMCS, Delegación la Laguna, Matamoros Coahuila. TISDALE, S.L. y NELSON, W.L. 1985. Fertilidad de suelos y fertilizantes. Edit. LIMUSA. México, D.F. VELASCO C., R. y S. MARTINEZ, D. 1985. Evaluación de métodos de muestreo para dos manejos de suelo diferentes en Valles centrales de Oaxaca. Tesis profesional. UACH, Chapingo, México. VIETS, F.G. y W.L. LINDSAY. 1973. Testing soils for zinc, copper, manganese and iron, pp.153-172. In L.M. Walsh and Bealon (eds.).Soils testing and plant analysis, revised edition. Soil Science Society of América, Madison, Wisconsin, USA. WILDING, L.P. y R.L. DRESS. 1983. Spatial variability and pedology. In: Wilding, L. P., Semeck, N.E. and Hall, G. F. (Eds.). Pedogenesis and soil taxonomy. 1. Concepts and interactions. pp. 83-116. Developments in soil science. Elsevier, New York. ULRICH, A. y F.J. HILLS. 1967. Principles and practices of plant analysis.pp.11-24. In. Soil testing and plant analysis. Part II, SSSA Special Publ. serie No. 2 Soil Sci. Soc. Amer. Madison, Wisconsin, USA.

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Para mayor información sobre la toma de muestras de suelos, plantas y aguas, análisis químico e interpretación de resultados; visite, escriba o llame al Laboratorio de Análisis de Suelos, Plantas y Aguas (LASPA) del Campus Tabasco. Los investigadores del área de ciencia ambiental y del laboratorio están en la mejor disposición para orientarlo.

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CREDITOS EDITORIALES EDITOR Instituto para el Desarrollo de Sistemas de producción del Trópico Húmedo de Tabasco

DISEÑO EDITORIAL Edición Dr. Sergio Salgado García MC. Raúl castañeda Ceja

Esta obra se terminó de imprimir en el mes de septiembre de 2006, El tiraje fue de 1000 ejemplares, más sobrantes de reposición.

Este libro se realizo con las más estrictas normas de redacción; sin embargo, es un sistema perfectible, por lo que los autores mucho agradecerán cualquier sugerencia o comentario que contribuya a mejorarlo, por favor enviar sus comentarios a: [email protected]

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GOBIERNO DEL ESTADO DE TABASCO

INSTITUTO PARA EL DESARROLLO DE SISTEMAS DE PRODUCCION DEL TROPICO HUMEDO DE ASCO TAB91

Primer Libro de Analisis de Suelo Agua y Planta

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