Manual Para La Cria de Camarones Peneidos

MANUAL PARA LA CRIA DE CAMARONES PENEIDOS INDICE

PROGRAMA COOPERATIVO GUBERNAMENTAL FAO - ITALIA

por  JORGE L. FENUCCI

DOCUMENTO PREPARADO PREPARADO POR EL PROYECTO GCP/RLA/075/ITA  APOYO A LAS ACTIVIDADES ACTIVIDADES REGIONALES DE DE ACUICULTURA ACUICULTURA PARA AMERICA LATINA Y EL CARIBE

Las denominaciones empleadas en esta publicación y la forma en que aparecen presentados los datos que contiene no implican, de parte de la Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación, juicio alguno sobre la condición  jurídica de países, países, territorios, ciudades ciudades o zonas, o de de sus autoridades, autoridades, ni respecto de la delimitación de sus fronteras o límites. Este libro es propiedad de la Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación, y no podrá ser reproducido, ni en su totalidad ni en parte, por  cualquier método o procedimiento, sin una autorización por escrito del titular de los derechos del autor. Las peticiones para tal autorización especificando la extensión de lo que se desea reproducir y el propósito que con ello se persigue, deberán enviarse al Proyecto GCP/RLA/075/ITA, c/o FAOR, C.P. 07-1058, Brasília 70330, D.F., Brasil. ORGANIZACION DE LAS NACIONES UNIDAS PARA LA AGRICULTURA AGRICULTURA Y LA  ALIMENTACION Brasília, Brasil  Agosto 1988

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acerca de las informaciones que contienen. El único propósito de los enlaces a sitios distintos de los de la FAO es proporcionar otras informaciones disponibles sobre asuntos conexos. La presente versión electrónica de este documento ha sido preparada utilizando  programas de reconocimien reconocimiento to óptico de texto (OCR). (OCR). La FAO declina declina cualquier  responsabilidad por las eventuales diferencias que puedan existir entre esta versión y  la versión original impresa.

INDICE INTRODUCCION 1. MORFOLOGIA EXTERNA DE CAMARONES PENEIDOS 2. BIOLOGIA DE CAMARONES PENEIDOS 2.1. CICLO VITAL 2.2. REQUERIMIENTOS AMBIENTALES EN DISTINTAS ETAPAS DEL CICLO VITAL 2.2.1. Temperatura y salinidad 2.2.2. Sustrato 2.2.3. Oxígeno 2.3. MUDA 2.4. MADURACION

2.4.1. Maduración en hembras 2.4.2. Maduración en machos 2.4.3. Factores que regulan la maduración 2.4.3.1. Factores ambientales 2.4.3.2. Control hormonal de la maduración 2.4.4. Alimentación para producir maduración 2.5. MADURACION EN CAUTIVIDAD 3. CULTIVO DE CAMARONES

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INDICE INTRODUCCION 1. MORFOLOGIA EXTERNA DE CAMARONES PENEIDOS 2. BIOLOGIA DE CAMARONES PENEIDOS 2.1. CICLO VITAL 2.2. REQUERIMIENTOS AMBIENTALES EN DISTINTAS ETAPAS DEL CICLO VITAL 2.2.1. Temperatura y salinidad 2.2.2. Sustrato 2.2.3. Oxígeno 2.3. MUDA 2.4. MADURACION

2.4.1. Maduración en hembras 2.4.2. Maduración en machos 2.4.3. Factores que regulan la maduración 2.4.3.1. Factores ambientales 2.4.3.2. Control hormonal de la maduración 2.4.4. Alimentación para producir maduración 2.5. MADURACION EN CAUTIVIDAD 3. CULTIVO DE CAMARONES

3.1. METODOS DE CULTIVO 3.1.1. Engorde de postlarvas y/o juveniles obtenidos en la naturaleza 3.1.2. Cría de postlarvas a partir de huevos y su posterior engorde 3.1.3. Ciclo completo en cautividad 3.2. CONDICIONES QUE DEBE REUNIR EL A REA DONDE SE ESTABLEZCA UNA GRANJA 3.3. CALIDAD DEL SUELO: 3.3.1. Permeabilidad 3.3.1.1. Métodos de impermeabilización 3.3.2. pH del suelo 3.3.2.1. Mejoramiento de suelos ácidos 3.4. LOS ESTANQUES 3.4.1. Llenado de los estanques 4. OPERACIONES EN UNA GRANJA CAMARONERA 4.1. PREPARACION Y LLENADO DE ESTANQUES 4.2. OBTENCION DE LA SEMILLA 4.2.1. Obtención de semillas en ambientes naturales 4.3. TRANSPORTE DE LA SEMILLA 4.4. ESTABULAMIENTO DE LOS ESTANQUES

RESUMEN

En este manual se describen los aspectos más importantes de la biología de camarones peneidos, principalmente de especies americanas, reseñándose las principales técnicas de maduración y las actividades que se llevan a cabo en una granja de engorde. También se presenta detalladamente la metodología del sistema americano de cría de larvas y sus modificaciones, completándose el manual con la descripción de técnicas de cultivo de algas unicelulares y una clave para la identificación de los estadios y subestadios larvales de camarones peneidos. SUMMARY

In this paper are described the most important aspects of penaeid shrimp biology specially in relation to american species. The techniques of maturation, breeding and grow out in a farm are discussed.  A detailed methodology methodology of the american american system of of hatchery and its modifications modifications are presented. This manual includes also the description of microalgal culture techniques and a key for the identification of penaeid larval stages and substages. INTRODUCCION

Este manual pretende ser una guía práctica para iniciar a técnicos e inversores en la cría de camarones peneidos a nivel industrial y resume la experiencia del autor y otros investigadores investigadores en el tema. En este trabajo se presenta una síntesis de las actividades actividades necesarias para establecer  una empresa camaronera en América del Sur y central; es por ello que en los casos en que se ha podido, se hace especial referencia a especies americanas dejando de lado por ejemplo a Penaeus japonicus, especie por demás estudiada y sobre la cual existe gran cantidad de información en cuanto a su biología y técnica de cría. Luego de un breve capítulo sobre morfología de camarones marinos donde se puntualizan puntualizan las diferencias externas entre machos y hembras, se tratan en el capítulo siguiente, las características biológicas de las especies más importantes en cultivo con énfasis sobre los requerimientos para su maduración en cautividad. En el tercer capítulo se consideran, en forma general, las diferentes técnicas de cultivo y en el cuarto se detallan pormenorizadamente las actividades a realizar en una granja de engorde. Finalmente el quinto capítulo está dedicado a la cría de larvas utilizando el método americano y sus modificaciones. Como complemento se presentan apéndices referidos a : Instrumentos necesarios para determinar los parámetros físico-químicos del agua de mar, fertilización de estanques, identificación de estadios larvales de camarones peneidos y cultivo de algas unicelulares. 1. MORFOLOGIA EXTERNA DE CAMARONES PENEIDOS

Para la descripción de la morfología generalizada de camarones peneidos se han tomado como referencia los trabajos de los siguientes autores: Angelescu y Boschi (1959), Boschi y Angelescu (1962), Boschi (1963), Pérez Farfante (1969, 1975), Wickins (1976). Como se puede observar en la Figura la, un camarón peneido tiene el cuerpo alargado, comprimido lateralmente; el que puede dividirse en cefalotórax (cefalopereion), pleon (abdomen) y telson. En el cefalopereion se observan un par de pedúnculos oculares, un rostro de longitud variable con espinas que permiten diferenciar distintas especies; además, en las partes laterales del caparazón, se encuentran surcos y carenas. Cefalotórax y abdomen llevan distintos tipos de apéndices articulados, formados por dos ramas: exopodito y endopodito:

De acuerdo con su función los apéndices pueden ser divididos en: Función Sensorial

Apéndices 1 par de anténulas 1 par de antenas 1 par de mandíbulas Nutricional 2 pares de maxilas 3 pares de maxilípedos Locomotriz 5 pares de pereiópodos Natatoria 5 pares de pleópodos 1 par de urópodos

Los machos y las hembras pueden diferenciarse por una serie de estructuras sexuales secundarias externas. a) Caracteres de las hembras Thelycum (Télico): Es una modificación de la parte ventral del cefalotórax a la altura del'3°, 4° y 5° par de pereiópodos, encontrándose las coxas de estos dos últimos pares de apéndices mucho más separadas que el resto; en esta estructura es donde el macho deposita su espermatóforo. Se pueden distinguir hembras con dos tipos de thelycum: abierto y cerrado. En las hembras con el último tipo, se pueden observar en la parte ventral del cefalotórax receptáculos seminales, cubiertos con mayor o menor grado por placas laterales (Figura 1.B). En las especies de télico abierto, el cefalotórax tiene una serie de depresiones, sedas, espinas, etc. que permiten la adhesión del espermatóforo, carecen de receptáculos seminales (Figura 1.c). Entre las especies con hembras de télico abierto se pueden citar: Penaeus occidentalis, P. vannamei, P. stylirostris, P. schmitti, P. setiferus, Metapenaeus ensis, Pleoticus muelleri, mientras que algunas de las especies con télico cerrado en distinto grado son: P. californiensis, californiensis, P. aztecus, P. duorarum, P. brasiliensis, brasiliensis, P. paulensis, paulensis, P. merguiensis, P. monodon, P. semisulcatus, P. kerathurus, P. indicus, P. orientalis,  Artemesia longinaris. longinaris. b) Caracteres de los machos

Estos presentan una serie de modificaciones; así, las coxas del quinto par de pereiópodos son de mayor tamaño que el resto, debido a que en ellas se forman los espermatóforos, uno en cada coxa, que son una masa de espermatozoides envueltos por una cubierta dura. Petasma: Relacionado con la transferencia de espermatóforos. Es una modificación de los endopoditos del primer par de pleópodos, ambos se unen por un borde interno membranoso que tiene una serie de estructuras quitinosas, dando la impresión de un cierre relámpago (Figura 1.D). En animales pequeños si bien existe esta estructura los endopoditos pueden no estar unidos.  Appendix masculina: Es un anexo del segundo par de pleópodos insertada a la altura del basidopodito, formado por dos ramas: una mayor espatulada y otra pequeña, delgada y con sedas en el borde interno (Figura 1.E).

Figura 1. A: Morfología general de un camarón peneido; B: télico cerrado (Penaeus brasiliensis); C: télico abierto (P. schmitti); D: petasma (P. schmitti); E: appendix masculina (P. schmitti). (Modificado de Boschi, 1963).  A1: anténula; A2: antena; Ab: abdomen; Cf: cefalotórax; Ma: maxilipedio; Pe: pereiópodos; Pl: pleópodos; T: telson; Ur: urópodos. 2. BIOLOGIA DE CAMARONES PENEIDOS

2.1 CICLO VITAL El ciclo vital de un peneido típico como las especies que se hallan en Ecuador  (Penaeus stylirostris, P. vannamei, P. occidentalis); Brasil (P. schmitti, P. subtilis, P. brasiliensis, P. notialis); costa atlántica de Estados Unidos y México (Penaeus setiferus, P. duorarum, P. aztecus); costa pacífica de México (P. stylirostris, P. vamamei, P. californiensis); y Asia (P. monodon, P. indicus, etc) se muestra en la Figura 3. La maduración y reproducción de estas especies se realiza en aguas profundas, entre 15 y 60m; las hembras fecundadas ponen huevos en cantidades variables de acuerdo con la especie (entre 10.000 y 1.000.000). Al cabo de un tiempo, éstos eclosionan en una serie de estadios denominados larvas, cada uno de los cuales tiene características morfológicas determinadas y diferentes requerimientos nutricionales. El siguiente cuadro muestra los distintos estadios larvales, forma de alimentación y comportamiento. ESTADIO

ALIMENTACION PRINCIPAL

COMPORTAMIENTO

Huevo

-

Flota, tendencia a depositarse en el fondo

Nauplius

Sus propias reservas

Locomoción por antenas, planctónicas

Protozoea

Filoplancton

Planctónicas, natación por apéndices cefálicos

Mysis

Zooplancton

Planctónicas, natación por apéndices del tórax

Postlarvas

Zooplancton y posteriormente Los primeros estadios son planctónicos, luego de alimentación omnívora hábitos bentónicos, natación por pleópodos

Como se puede observar en la Figura 3, postlarvas y/o juveniles migran hacia la costa, a aguas menos profundas y de baja salininidad: por ejemplo, zonas de manglar, esteros, lagunas, ricas en materia orgánica, donde crecen hasta alcanzar estadios de adulto o preadulto migrando luego a mar abierto para madurar y reproducirse. Existen también algunas otras especies como Pleoticus muelleri, que habita las aguas templadas en las costas argentinas que tiene un ciclo algo diferente, no penetrando casi nunca en aguas salobres. Las migraciones de esta especie se pueden observar  en la Figura 4. De acuerdo con Boschi(1986), el área de reproducción de P. muelleri se encuentra aguas afuera de la provincia del Chubut, entre la Península Valdés y el norte del Golfo de San Jorge. De esta zona las larvas son llevadas por las corrientes hacia el sur, siendo la principal área de cría el sur del golfo (bajo Mazaredo); los  juveniles permanecen en esta zona y cuando alcanzan una talla de algo más de 10 cm, migran hacia el norte para su maduración y reproducción.

Figura 3. Ciclo vital de un camarón peneido típico: l: maduración y reproducción; 2: nauplii; 3: protozoeas; 4: mysis; 5: postlarvas; 6: juveniles; 7: adultos. (Modificado de Boschi, 1977). En cuanto a poblaciones de esta especie que se encuentran en la zona sur de la provincia de Buenos Aires (Bahía Blanca), se sabe que los juveniles entran con las mareas en áreas costeras y la reproducción se realiza aguas afuera (Wyngaard y Bertuche, 1982). Existe también otra especie de camarón peneido Artemesia longinaris, cuyas áreas de mayor captura se encuentran en Bahía Blanca y Mar del Plata, que tampoco entra en aguas salobres, ni en lagunas, pero los juveniles y subadultos permanecen en áreas costeras durante casi todo el año, hasta que en diciembre migran aguas afuera para su reproducción. 2.2 REQUERIMIENTOS AMBIENTALES EN DISTINTAS ETAPAS DEL CICLO VITAL 2.2.1 Temperatura y salinidad

Los camarones peneidos se pueden dividir en dos grandes grupos: a) Camarones de aguas tropicales: Tienen requerimientos de temperaturas superiores a 20°C, con crecimiento óptimo entre 26 y 32°C, entre los representantes de este grupo podemos mencionar: Penaeus monodon en Asia; P.notialis, P.brasiliensis, P.schmitti, P.aztecus subtilis, P.paulensis, P. setiferus, P. duorarum en la costa atlántica de América; P.stylirostris, P.vannamei, P.occidentalis en las costas del Pacífico. Por lo general cada etapa del desarrollo tiene un rango óptimo de temperatura y salinidad para su normal desarrollo; así, las larvas se desarrollan a temperaturas entre 25 –30°C y salinidades entre 28 y 35 ‰, mientras que las postlarvas tienen una

tolerancia más amplia a los cambios de estas variables, asi por ejemplo postlarvas de camarones del golfo de México pueden tolerar amplias fluctuaciones de salinidad y temperatura. Según Zein-Eldin y Griffith (1969) P.aztecus tolera mucho mejor que P.setiferus bajas temperaturas, mientras que esta última especie es más tolerante a altas temperaturas (30 –35°C). Por el contrario los mismos autores indican que P.aztecus es más tolerante que P.setiferus a altas salinidades (hasta 40 ‰), En cuanto a juveniles y subadultos que viven en estuarios lagunas y manglares son los que mejor soportan mayores variaciones en las condiciones ambientales.

Figura 4. Migración del langostinoPleoticus muelleri en las costas argentinas. (Boschi, 1986). Ewald (1965) en Venezuela, observa desoves de P. schmitti a profundidades de aproximadamente 20 m a una salinidad entre 15 –25‰, mientras que para la misma especie, Pérez Farfante (1970) los cita a la misma profundidad pero a salinidades superiores a 35 –36 ‰. Con respecto a P.brasiliensis y P.notialis(Scelzo, 1982 observa  juveniles a temperaturas entre 26 –30°C y salinidades superiores a 40 ‰. Una especie que podríamos considerar intermedia es P.semisulcatus, de la cual se han determinado desoves a temperaturas entre 18 –19.5°C, frente a las costas de Kuwait (Al Attar e Ikenoue, 1979). b) Camarones de aguas templadas: En este grupo las especies sobre las que más se ha trabajado en América son Artemesia longinaris y Pleoticus muelleri. La primera de estas habita desde el sur de Brasil hasta aproximadamente los 43°de latitud sur, entre 3 y 10 brazas de profundidad. Pleoticus muelleri se distribuye desde Río de Janeiro, Brasil, hasta Puerto Deseado, Argentina (43°LS). Investigaciones realizadas han demostrado que se pueden obtener desoves viables a temperaturas entre 16 y 22°C para el camarón (Boschi y Scelzo, 1977) y entre 19 y 23°C para el langostino (Scelzo y Boschi, 1975). Otros trabajos con Artemesia longinaris han revelado que se obtiene una mayor tasa de crecimiento en juveniles, a temperaturas menores de 20°C que en rangos entre 24 y 26°C (López y Fenucci, 1987); por otra parte el langostino argentino tiene un buen crecimiento a temperaturas entre 10 y 19°C, llegando a talla comercial en 140 días a partir de juveniles de 2 g (Fenucci et al., 1987), siendo la salinidad letal media para esta especie de aproximadamente 16 ‰ (Fenucci, Casal y Boschi, Com.Personal). 2.2.2 Sustrato

En general los peneidos viven en fondos blandos de f ango, constituídos por distintas proporciones de arena, limo y arcilla. Especies como Penaeus duorarum, P.japonicus, P.aztecus, P.setiferus, P.vannamei y Pleoticus muelleri se entierran y otras como P.stylirostris, P.monodon, P.merguiensis y Artemesia longinaris quedan por los general quietas en el fondo. Este hábito aparece durante los primeros estadios postlarvales y permite a los camarones protegerse de predadores, principalmente durante el período de muda; este comportamiento parece estar regulado por factores como la luz, temperatura, concentración de oxígeno, etc.  A este respecto son interesantes los trabajos realizados en P.duorarum por Fuss y Ogren(1966) quienes han determinado que esta especie permanece enterrada a temperaturas inferiores a 10°C, mientras que ejemplares mantenidos a 16°C presentan actividad en un 50%; por otra parte el cese de actividad se produce entre el amanecer  y el anochecer. Otra especie que tiene hábitos de enterramiento muy marcados es Pleoticus muelleri lo que prácticamente desaparece durante el día, alimentándose durante la noche. En cuanto al camarón argentino, de aguas templadas, si bien durante el día permanece en el fondo rara vez se entierra, habiéndose determinado que su actividad es mayor entre 24 –26°C que entre 15 –19°C (López y Fenucci, 1987).

En base a lo expuesto, se debe destacar la importancia que tiene la realización de estudios de comportamiento de las especies en cultivo ya que por ejemplo, en el caso de una especie que no esté activa durante el día, es conveniente alimentarla al atardecer o antes del amanecer para lograr un mayor aprovechamiento de la dieta. 2.2.3. Oxígeno

La concentración de oxígeno disuelto en el agua es de fundamental importancia; se ha comprobado que concentraciones de este elemento menores de 2 ppm producen una alta mortalidad en cultivos. Mas aún, una disminución en la concentración de oxígeno produce cambios en los hábitos de enterramiento; Egusa (1961) ha determinado que con cantidades de oxígeno de menos de 1 ppm Penaeus japonicus no se entierra, cualquiera sea la intensidad de la luz. Enucuanto al consumo de oxígeno, a una temperatura aproximada de 23°C, para ejemplares de P. japonicus con tallas medias de 3,1 a 16,1 g varía entre 135 y 77 cc/kg/hora, 'siendo mayor el consumo por unidad de peso para los animales de menor  tamaño (Egusa, 1961). Eneel camarón Artemesia longinaris se han registrado valores de consumo entre 0,1 y 0,02 mg/minuto/g, para animales entre 0,5 y 5 g de peso; al igual que en el caso anterior, el mayor consumo por unidad de peso se observó en los camarones de menor tamaño (Fenucci y Atena MS). Es un hecho generalizado que a medida que aumenta la temperatura, se incrementa el consumo de oxígeno (Figura 5), a la vez que disminuye la solubilidad del mismo en agua. Esto debe ser tenido en cuenta para evitar una marcada depleción de oxígeno en tanques de cultivo durante días muy calurosos.

Figura 5. Consumo de oxígeno por unidad de peso en Artemesia longinaris a distintas temperaturas.

2.3 MUDA Un esquema del exoesqueleto de un camarón típico puede observarse en la Figura 6. El hecho importante que relaciona la muda con el crecimiento es que cuando el animal pierde su viejo esqueleto, inmediatamente comienza a absorber agua aumentando su volumen con lo cual la nueva cutícula se expande; luego el volumen ocupado por el agua es reemplazado por tejidos y en esa forma el camarón crece. El período de muda es crítico, el camarón se encuentra desprotegido, es fácil presa de predadores, siendo ésta la etapa en la cual se observa una mayor mortalidad. Existen problemas de regulación iónica, debido a la toma de agua y a los cambios en la permeabilidad de las membranas (Lockwood, 1967). Drach en 1939, determinó los estadios de muda de Crustáceos Decápodos Braquiuros, sobre la base de cambios tegumentarios, extendiendo este trabajo a todos los decápodos en 1944, dividiendo el ciclo en 4 estadios: Post-muda Intermuda Premuda Exuviación o ecdisis

: Período de turgencia debido a la absorción de agua; los animales no se alimentan. : Período de actividad secretora de la epidermis, crecimiento de los tejidos, el animal se alimenta : Se inicia la reabsorción del antiguo exoesqueleto y comienza a formarse una nueva cutícula, el a- nimal no se alimenta. : Pérdida del viejo esqueleto.

Este ciclo ha sido estudiado en detalle para distintas especies de peneidos y pueden citarse los trabajos de: Schafer (1968) en P. duorarum; Huner y Colvin (1979) para P.californiensis y P.stylirostris; Petriella(1984) en Artemesia longinaris. En general los animales más pequeños tienen un ciclo de muda más breve por  cortamiento del período de intermuda. Por ejemplo para Artemesia longinaris Petriella, (1984) ha observado la existencia de una menor tasa de muda para los animales de mayor tamaño, es decir un alargamiento del período de intermuda con la edad. Este fenómeno ha sido mencionado también para otras especies de camarones peneidos y relacionado no sólo con factores internos, sino tambień con factores ambientales como

la temperatura y el fotoperíodo (Lindner y Anderson, 1956 para P.setiferus; Eldred, et al., 1961 para P.duo rarum; San Feliú et al., 1973 para P.kerathurus; Petriella, 1986 para A.longinaris). 2.4 MADURACION Es el proceso por medio del cual machos y hembras de una especie desarrollan sus órganos genitales hasta alcanzar óvulos y

Figura 6. Estructura del tegumento. A: corte transversal en premuda mostrando la reabsorción del antigüo exoesqueleto y formación del nuevo; B: corte transversal en intermuda. (Petriella, 1984). cm: capa membranosa; e: epidermis; en: endocutícula; ep: epicutícula; ex: exocutícula; g: glándula tegumental; nep: nueva epicutícula; nex: nueva exocutícula; zr: zona de reabsorción. Estadio I Gónadas invisibles a través del exoesqueleto. Aspecto filiforme, muy pequeñas comparadas con los demás órganos y confinadas al abdomen, muy fláccidas y de color blanco translúcido (Figura 7). Estadio II Gónadas invisibles a través del exoesqueleto. Con aspecto filiforme pero con un esbozo de desarrollo del lóbulo anterior, transparentes y con muy poco cromatóforos. Estadio III Gónadas invisibles a través del exoesqueleto. Hay un alargamiento importante, reconociéndose un lóbulo anterior con lobulaciones digitiformes que cubren el

hepatopáncreas y la región abdominal más engrosada y bien diferenciada del intestino. Son transparentes y con muchos cromatóforos. Estadio IV Ovarios visibles a través del exoesqueleto. Se diferencian tres regiones: una anterior  con dos lóbulos, media con varias lobulaciones y posterior que se continúa hasta el telson. El color es verde pálido. Estadio V Ovarios visibles a través del tegumento. Color verde oliva con cromatóforos. La región anterior compuesta por dos lóbulos doblados en forma de gancho que llegan al extremo de la región cefálica, la región media con 6 lobulaciones laterales digitiformes y una región posterior abdominal que se extiende hasta el telson. Estadio VI Las mismas características externas del estadío V, pero la consistencia es muy fláccida y cremosa, deshaciéndose al tratar de removerlo. Color verde rojizo. Son los ovarios desovados. En el estadío V se observó en los ovocitos la presencia de “Jelly like substance” o

cuerpos periféricos (Figura 8). En general, los mismos estadios de king (1948) han sido utilizados para determinar  estadios de maduración en P.merguiensis, P.japonicus, Metapenaeus ensis y Penaeus semisulcatus (AQUACOP, 1975) y por Chamberlain y Lawrence (1981-a) en P.stylirostris y P. vannamei. Es de hacer notar que on las esnecies de télico cerrado como P.merguiensis, P.japonicus, Artemesia longinaris es mas difícil percibir la fecundación ya que sólo se observan partes blandas del espermatóforo transferido por  el macho solo por un breve período, las cuales desaparecen rápidamente y al cabo de 24 hs, solo se obseryan masas blancas bajo las placas del télico.

Figura 7. Distintos estadios de maduración ovárica en Artemesia longinaris (Petriella y Díaz, 1987). a: estadio I; b: estadio II; c: estadio III; d: estadio IV; e: estadio V.

Figura 8. Corte histológico de ovario de Artemesia longinaris en maduración total. (Petriella y Díaz, 1987). c: células foliculares; o: ovocito maduro; r: cuerpos periféricos. 2.4.2 Maduración en machos

Se visualiza externamente porque las coxas del 5° par de pereiópodos presentan una fuerte coloración verde, debido a la presencia de los espermatóforos maduros. También pueden observarse en aquellos ejemplares ya desprovistos de sus espermatóforos, el petasma deteriorado (Díaz, comunicación personal). 2.4.3 Factores que regulan la maduración

La maduración se encuentra regulada por dos tipos de factores ambientales y hormonales. 2.4.3.1 Factor es am bientales 

a) Temperatura: este parece ser el factor ambiental más importante, a este respecto se ha establecido una correlación entre la cantidad de hembras ovígeras de Penaeus duorarum obtenidas en áreas cercanas a la Isla Tortuga y la temperatura del agua de mar cuando esta es superior a los 70°F (Cummings, 1961). Para el camarón argentino (Artemesia longinaris) la temperatura de maduración se encontraría entre los 18 y 23°C; en cuanto a los camarones como P.stylirostris y P.vannamei se ha obtenido maduración a temperaturas del agua entre 23 y 28°C (Chamberlain et al., 1981), mientras que en similares resultados se consiguieron a temperaturas que oscilan entre 25 y 29°C (AQUACOP 1975, 1983). b) Luz y fotoperiodo: poco es lo que se ha trabajado con respecto a la influencia de estos dos factores en la maduración. Para P.merguiensis (AQUACOP, 1975) se ha determinado que la intensidad de la luz parece ser un factor importante en este proceso, obteniéndose mayor cantidad de hembras maduras con animales sometidos a solo 10% de luz natural incidente que en aquellos sometidos al 40% de luz. Porootra parte Lawrence et al. (1980) obtiene maduración de P.setiferus con luz natural en un 10 –40% de incidencia, mientras que en P.monodon (Primavera, 1980) halla resultados similares con una reducción de la luz natural entre 40 y 60%. Chamberlain y Gervais (1984) obtienen maduración en P.stylirostris solo incrementando el fotoperiodo y temperatura de 13.5 hs. y 18°C a 14.5 hs. de luz y 28°C, sin ablación. Con P.orientalis se ha obtenido maduración con luz. tenue y un fotoperiodo de 8 horas luz (Arnstein y Beard, 1975); P.stylirostris parece madurar mejor con luz tenue y/o luz del día con un fotoperíodo de 13 horas de luz con intensidades de luz brillante, moderada o en la oscuridad (Chamberlain y Lawrence, 1981 b). Los mismos autores determinan que las hembras de P. vannamei maduran mejor cuando son sometidas a la acción de luz brillante, moderada o solar. En el centro de la Polinesia AQUACOP (1983) han obtenido maduración de diversas especies como P.monodon, P.merguiensis, P.indicus, P.stylirostris, P.vannamei en “green houses” con luz natural y fotoperiodo que varía entre 10 horas luz en julio a 14

horas en diciembre.

Como se puede ver en algunos casos estas experiencias resultan contradictorias, por  lo que se recomienda en caso de iniciar operaciones de maduración en cautividad realizar experimentación propia con las especies que se planea trabajar. 2.4.3.2 Contro l ho rmo nal de la m aduración 

En los crustáceos los pedúnculos oculares contienen una variedad de hormonas que actúan sobre diversas funciones tales como crecimiento, metabolismo en general, muda, equilibrio osmótico, etc. (Lockood, 1967). Las hormonas son producidas por  células nerviosas (neurosecretoras) que se encuentran en los pedúnculos oculares y cerebro. Las secreciones son transportadas a lo largo de los axones a la glándula del seno hasta que por un estímulo son descargadas en la hemolinfa. En el pedúnculo ocular se encuentra el complejo órgano X-glándula del seno que produce una variedad de hormonas, una de las cuales inhibe el desarrollo de las glándulas sexuales (Ovarios y Testículos) y otra (MIH) que es inhibidora de la muda. Existe además otro par de glándulas que se encuentran en la proximidad de las mandíbulas (glándula Y) que segregan una sustancia responsable de la iniciación del proceso de muda, si se sacan estas glándulas el animal es incapaz de mudar. Existe una glándula androgénica cuya secreción determina los caracteres primarios y secundarios de los machos y el ovario, cuyas hormonas determinan los caracteres sexuales de las hembras. Como es de imaginar si a un crustáceo se le extirpa el pedúnculo ocular se produce un aumento en la frecuencia de la muda y un incremento en la vitelogénesis, es decir  maduración. En Artemesia longinaris, individuos ablacionados unilateralmente tienen una tasa de muda de 2.5 con respecto al valor l obtenido en camarones no ablacionados (Petriella y Díaz, 1987). En cuanto a maduración Caillouet (1973) obtiene maduración de hembras de P.duorarum por ablación unilateral en dos semanas. El Grupo AQUACOP (1977) reporta maduración de hembras de P.monodom luego de 7 días de haber sido ablacionadas, los mismos autores en 1975 han obtenido maduración natural para. P.merguiensis, P.japonicus, Metapenaeus ensis y ejemplares ablacionados de P.aztecus (al cabo de dos semanas). Más aún, con P.monodon y utilizando la misma técnica, se ha obtenido maduración de juveniles (Halder, 1978); aunque Chamberlain y Lawrence (1981 a), no encuentran diferencias en tasa de muda entre ejemplares ablacionados y no ablacionados de P.sytlirostris y P.vannamei obtienen una mayor  ocurrencia de estadios IV y V al igual que una mayor tasa de desove en ejemplares ablacionados. Se debe destacar que si bien la ablación promueve maduración, para completarla es necesaria la presencia de machos ya que en la mayoría de las especies el estadio de maduración total se alcanza luego que las hembras han sido fecundadas. Una especie de télico cerrado como P.merguiensis solo comienza a madurar cuando la hembra es impregnada. En especies de télico abierto como P.stylirostris, P.vannamei. Pleoticus muelleri también el último estadio de maduración se alcanza cuando el espermatóforo se encuentra adherido a la parte ventral del cefalotórax de la hembra. El desove se produce entre 3 –5 días a 3 semanas luego de la ablación. La ablación se realiza mediante distintas técnicas:

a. apretando el pedúnculo ocular con dos dedos b. cortando el pedúnculo ocular con tijeras c. punzando el lóbulo ocular con un alfiler o aguja En muchos casos se utilizan antibióticos y cauterización de la lastimadura producida para evitar infecciones posteriores 2.4.4 Alimentación parainducir la maduración

La alimentación es de fundamental importancia en el pro ceso de maduración principalmente cuando se trata de efectuar ésta en pequeños estanques. Dentro de los compuestos fundamentales en la dieta se encuentran las grasas, principalmente ácidos grasos de la serie linolénica (w3, de origen marino), colesterol y sus derivados. Es por ello que se utilizan alimentos naturales ricos en estos compuestos, los cuales sumados a la ablación unilateral y a condiciones ambientales favorables, permiten obtener maduración gonadal con cierto éxito. Entre las comidas más usadas se encuentran combinaciones de anélidos marinos, ostras, mejillones, calamares, camarones, etc. En ciertos casos se utilizan algunos de estos alimentos naturales suplementados con dietas pelletizadas. Por lo general el alimento se suministra en cantidades que van de 3 –17% de la biomasa del tanque, repartido en 2 a 4 raciones diarias. Con respecto a las dietas pelletizadas, se pueden utilizar solas o en combinación con diversos alimentos naturales (AQUACOP, 1975; Lawrence et al., 1980).  Alimento Shigeno Harina de calamar Harina Misidaceo Levadura de petróleo  Active sludge Gluten  Almidón Vitaminas Minerales

AQUAPOC-17.000 Lawrence et al., 1980 47 Carne de troca 33,3 Harina de camarón. 35 15 Harina de carne 33,3 Harina de calamar 25 20 y hueso 5 Carne de bonito 3 Comida para po2 llos 3 5

Harina de pescado 16,7 Cáscara de arroz 16,7 Vitaminas Minerales Soluble de pescado Aceite de pescado Colesterol Lectinina Varios

15 12,5 2,0 1,0 2,0 2,5 0,5 1,0 3,5

2.5 MADURACION EN CAUTIVIDAD Como se dijo anteriormente la maduración depende de una serie de factores tales como: alimentación, temperatura, luz (intensidad, fotoperíodo) y f actores hormonales intrínsecos de cada especie.

En áreas geográficas donde las fluctuaciones estacionales de temperatura son muy marcadas, la maduración en cautividad se debe realizar en instalaciones cerradas con control de temperatura. En esa instalación se deben colocar tanques que pueden ser redondos o rectangulares de 3 a 5 m 2 de superficie y una altura de columna de agua entre 0,6 y lm. Sobre los mismos se debe colocar una batería de tubos fluorescentes de 40W o más, colocada a 0,6-lm de distancia de la superficie del agua (Figura 9). Es conveniente utilizar tanques de fibra de vidrio ya que es de fácil limpieza, en caso de no ser posible utilizar este compuesto se deberá recubrir las paredes de los tanques con varias capas de pinturas “epoxy”.

Los tanques deberán armarse de manera que permitan una circulación continua de agua con una capacidad de recambio diario hasta 4 veces el volumen del mismo. Es importante conocer el comportamiento de la especie con la cual se trabaja a fin de acondicionar los tanques con el fondo más adecuado, éste podrá ser de conchilla y arena, con sistema de filtro interno para especies que se entierran como P. vannamei, P. japonicus, Pleoticus muelleri; o con fondo de conchillas y sistema de filtro para especies que no lo hacen como Peaneus stylirostris, P. monodon, Artemesia longinaris.

Figura 9. Esquema de un tanque de maduración de 3 m de diámetro con fondo de conchilla, arena y circulación continua de agua. En todos los casos el agua debe ser filtrada por medio de un sistema de filtros, por  ejemplo, de arena o tierra de diatomeas. Una vez llenos los tanques, se colocan los animales ablacionados, teniendo la precaución de utilizar ejemplares de edad superior  a los 8 meses, la relación óptima entre machos y hembras es 1:1  – 1:3. La iluminación dependerá de la especie con la cual se trabaje, debiendo ser el fotoperiodo superior a 13 horas luz. La temperatura del agua para especies tropicales podrá variar entre 25 y 30°C para las de aguas templadas, de 18 a 23°C, en todos los casos es conveniente que la salinidad se encuentre entre 25 y 35°C. La alimentación deberá ser ad libitum y podrá consistir en una dieta natural combinada con partes iguales de mejillón, poliquetos y calamar suministrada diariamente en tres veces; otros alimentos que se pueden utilizar son camarón, almejas, ostras, de acuerdo con la disponibilidad en la región y dietas pelletizadas.

Se deberá efectuar un control diario de los estadios de maduración gonadal con el objeto de retirar de los tanques las hembras maduras e impregnadas, colocandolas en los recipientes de desove. Para una mayor información, la Tabla 1 muestra las técnicas de maduración gonadal utilizadas en distintas especies. Tabla 1. Maduración y desove en cautividad en especies de peneidos. Referencias: a. Brown et al. 1979; b.AQUACOP, 1979; c. Primavera y Gabasa, 1981; d.Primavera, 1978; e.Chamberlain y Lawrence, 1981 a; f. Marchiori y Boff, 1983. Peso (g)

Especie

variables ambientales

Densidad(ej./ m2) Rel.sexos Hembra Macho T(°C S(% pH s s ) )

P.setiferus 6,5 (a)

-

-

Dieta

Desove Node Viabilida huevos d%

7,5 22 – 22 – Poliquet 190.000  – 29 30 os 7,9

No

Calamar  Ostras Mejillone s P.monodo n (b)

50 –130 35 –60

PelletTroca

P.stylirostr  3 is

30 –40

-

P.vannam 1:1 ei

30 –45

-

P.monodo 4 –6 n (c)

90 45 7,5 24 – 28 – Pellet(minimo (mínim  – 30 34 mejillon ) o) 8,5

307.000

37

24 – 35 29

8,2

50.000/600.0 95 00

Pellet70.000/100.0 50 calamar  00 Pellet60.000/200.0 Variable calamar  00

1:1, 5 P.monodo 4 n (d)

104

50

24 – 30 – 7,8Mejillón 26 34 8,1

277.400

98

P.stylirostr  6,9 is (e)

34 –50

34 –50

24 – 6,828,6  Almeja 30 8,8

176.000

50

P.vannam 1:1 ei

25 –42

25 –42

1:1

Camarón no consigna

Si

Calamar  Poliquet o P.paulensi s (f)

44 –70

27 –42

24 – 33 – 7,8 Almejas 1000/116.500 84 27 35 8,2

3. CULTIVO DE CAMARONES

3.1 METODOS DE CULTIVO La cría de camarones y langostinos en ambientes naturales o seminaturales tiene tres fases principales:   

Maduración y reproducción Desove y cría desde huevo a postlarva Engorde desde postlarva a tamaño comercial

Esta actividad puede encararse de diversas maneras de acuerdo con el nivel de inversión que se quiera realizar y al conocimiento que se tenga de la especie a cultivar  en cuanto a su biología, ecología, migraciones, hábitos, etc. Es posible completar el ciclo en cautividad; traer hembras ovadas del mar, criar las larvas y realizar engorde hasta talla comercial; capturar postlarvas y/o juveniles que se acercan a la costa y engordarlas. 3.1.1 Engorde de postlarvas y/o juveniles obtenidos en la naturaleza,

Consiste en capturar pequeños ejemplares que arriban a zonas costeras como lagunas o esteros, llevándolos a estanques o brazos de agua, de hasta 100 hectáreas de superficie para su engorde. Una forma rudimentaria que todavía se utiliza en Asia, consiste en dejar entrar con las mareas las postlarvas o juveniles a estanques previamente fertilizados con abonos orgánicos o inorgánicos, para luego cerrar las compuertas. Esta forma de trabajar  tiene la desventaja que junto con los camarones entran otras especies que son predadores o competidores del organismo en cultivo. Los países donde se realiza este tipo de operación son: India, Filipinas, Bangladesh, Tailandia, Indonesia, etc; cultivando especies como Penaeus monodon, P. indicus, P. semisulcatus, Metapenaeus monoceros, etc, con rendimientos que van de 70 a 1000 Kg/Ha/año (Tang, 1986; Blanco, 1972). En Ecuador, en cambio, se capturan las larvas de Penaeus stylirostris y P. vannamei a mano o con redes, para evitar los predadores, obteniéndose hasta 427 Kg cola/Ha en el caso de P.vannamei (Cobo Cedeño, 1977). Otras desventajas de este tipo de cultivo son; El problema de la obtención de semillas; baja producción debido a que la cantidad de alimento natural en los estanques es limitada; la baja concentración de oxígeno disuelto en el agua. Es por todo esto, que la cantidad de animales por metro cuadrado nunca es mayor de 4, aunque se suplemente la alimentación con dietas preparadas. 3.1.2 Cría de postlarvas a partir de hueyos y su posterior engorde

Para realizarla es necesario obtener hembras maduras e impregnadas de la naturaleza, las cuales desovan entre 18 y 48 hs. después de su captura. Los huevos así obtenidos se colocan en tanques de diversas formas. Las larvas se alimentan primero con fitoplancton, principalmente diatomeas) y posteriormente en zooplancton (preferentemente estadios naupliares de Artemia salina); los estadios de postlarva avanzados pueden ser alimentados con algún alimento preparado y molido (Mock y Neal, 1977; Fenucci et al., 1984; Scelzo y Boschi, 1975).

Una vez alcanzados los estadios de postlarva éstos son trasladados a pequeños estanques denominados precriaderos, “nurseries” o versarios, colocándolos en

densidades de hasta 150 animales/m 2. Cuando pesan entre 1 y 3g los camarones son transferidos a tanques de engorde, de mayores dimensiones (entre 3 y 16 Ha.), donde quedan hasta alcanzar la talla comercial (entre 18 y 25g). Tanto en los precriaderos como en los estanques se engorde se realiza fertilización con distintos tipos de abono, se alimenta con comidas preparadas, se realizan cambios de agua mediante bombas, y se lleva control de todas las variables ambientales (temperatura, salinidad, oxígeno disuelto, etc). Este tipo de cultivo que podríamos denominar semi-intensivo o intensivo de acuerdo con el grado de producción y sofisticación en la metodología de trabajo, produce rendimientos en Ecuador para P. stylirostris y/o P. vannamei entre 680 y 1.500 Kg/Ha; mientras que en Asia se obtienen cosechas de P. monodon, P. indicus, Metapenaeus monoceros de 1.500 a 2.000 Kg/Ha/año. En Taiwan, con P. monodon (camarón tigre) y en Japón con P. japonicus, se obtienen rendimientos de 8.000 y 10.000 Kg/Ha/año respectivamente (Tang, 1986); un dato digno de destacar es el hecho que en Japón existen compañías que obtienen producciones de 17.000 Kg/Ha/año (Shigeno, 1975). 3.1.3 Ciclo completo en cautividad

Por ese método, además de los pasos del item anterior, es necesario obtener la maduración de machos y hembras en cautividad, copulación y desoves viables. El ciclo completo en cautividad se llevó a cabo en distintas especies, por lo menos a nivel experimental, utilizando por lo general ablación unilateral y comidas especiales (ver  métodos descritos en el capítulo anterior), algunos ejemplos son: P. californiensis, P.  japonicus, P. merguiensis, P. kerathurus, P. monodon, P. stylirostris y P. vannamei (Liao y Chen, 1983; Lumare, 1981) Esta metodología presenta la ventaja que permite al camaronicultor independizarse de la naturaleza en cuanto a la obtención de hembras grávidas o postlarvas; pero se estima que en el estado actual de los conocimientos se debe utilizar el método 2, descripto en el item 3.1.2., que es el que presenta menos problemas ya que los métodos de cría de larvas se encuentran generalizados en todo el mundo, no presentando grandes problemas al respecto y siempre y cuando se cuente con personal calificado. Se debe tener en cuenta que el método de cría de larvas puede resultar costoso para inversores pequeños o medianos, por lo que es conveniente iniciar una granja camaronera comprando las postlarvas y juveniles a laboratorios ya instalados para realizar engorde y luego una vez obtenido un cierto rédito, iniciar las operaciones de cría de larvas. 3.2 CONDICIONES QUE DEBE REUNIR EL AREA DONDE SE ESTABLEZCA UNA GRANJA Es necesario disponer de agua dulce y salada, no contaminadas, el lugar debe ser de fácil acceso, estar cercano a áreas donde se puedan obtener hembras grávidas y, en el caso de realizarse solo tareas de engorde, cerca de la zona donde se puedan obtener postlarvas o juveniles.

La temperatura ambiente y del agua de mar debe ser adecuada para el crecimiento de la especie con la que se trabaje. En el caso de especies tropicales, la temperatura no debe descender de los 20°C, mientras que para especies de aguas templadas, el rango de temparatura del agua podrá variar entre los 7 y 24°C. El suelo deberá ser apto para la construcción de estanques y preferiblemente no ácido. La cantidad de lluvia y evaporación son datos a tener en cuenta, ya que las dos variables, en casos extremos son importantes. Una excesiva evaporación producirá un aumento de salinidad que en valores superiores a 40 ‰ es en general perjudicial y obviamente una gran cantidad de lluvia crea no solo problemas de baja salinidad, sino que como ocurrió en Ecuador en 1985/86, produce el desborde de los estanques, y ruptura de muros lo que hace que deban suspenderse las operaciones. 3.3 CALIDAD DEL SUELO 3.3.1 Permeabilidad

La composición ideal de un suelo para la construcción de estanques es de 70% de arena y 25% de arcilla, siendo el factor más importante la permeabilidad de los mismos. El escurrimiento del agua debe ser menor del 5% diario, no superando valores mayores del 15%. Un test rápido para determinar la permeabilidad consiste en realizar un pozo de 1,5 m de profundidad y 0,25 m 2 de boca, llenarlo con agua al anochecer y medir el volumen al amanecer. Otro método consiste en construir dos pozos de iguales características dejando uno abierto y otro tapado por 24 horas, el tapado nos dará la idea de la permeabilidad, mientras que la diferencia de volumen con el abierto nos indicará el grado de evaporación en la zona. Una primera idea de la permeabilidad de un suelo se puede tener tomando un puñado de suelo húmedo y hacer una pequeña pelota amasándola, si la pelota queda intacta y no se cuartea el suelo es en principio lo suficientemente impermeable para la construcción de un estanque. 3.3.1.1 Mé to do s de im per m eabili zación 

En caso que la permeabilidad no sea adecuada existen diversas metodologías para solucionar el problema. a. Compactación: Se remueve el suelo de los estanques a una profundidad de 20/30 cm y luego se compacta. b. Agregado de suelo más impermeable: Se remueve el suelo y se agrega una capa de 30 –40 cm de suelo rico en arcillas, compactándose luego. c. Selladores: De acuerdo con Bardach et al., (1972), si los métodos anteriores no dan resultado se pueden usar distintos tipos de selladores: a.1 Bentonita: Es el sellador más común, se puede utilizar cuando los yacimientos de esta arcilla se encuentran cercanos ya que el costo de transporte es elevado. La bentonita tiene la propiedad de absorber grandes cantidades de agua expandiéndose 8 a 20 veces su volumen, de esta manera se obturan los poros del suelo.

Esta arcilla se aplica en fondo seco en cantidades que varían de acuerdo con la permeabilidad entre 0,5 a 1,5 Kg/m 2, debiéndose determinar la cantidad exacta por análisis del suelo. En estanques construídos en las cercanías de Laguna Madre, Texas, se utilizan con buenos resultados 0,1Kg/m 2 (Chamberlain et al., 1981). a.2 Selladores químicos: si el suelo está constituído por partículas de grado muy fino se utilizan este tipo de sustancias. Son efectivos en suelos formados por partículas (50%) menores de 0.74 mm de diámetro y que contienen menos de 0,5% de su peso seco en sales solubles (Bardach et al., 1972). Entre los selladores más comunes se encuentran: Cloruro de sodio (Sal común) Pirofosfato tetrasódico (TSPP) Tripolifosfato de sodio (STPP) La ventaja de estos selladores es que se aplican en cantidades menores que la bentonita, así por e-ejemplo se pueden utilizar de acuerdo con el tipo de suelos: Cloruro;0,04 –0,17 Kg/m2 Polifosfatos; 0,01  – 0,02 Kg/m2 Los selladores se mezclan con el suelo húmedo, el cual luego debe compactarse, formando la mezcla una capa de 20/30 cm. 3.3.2 PH del suelo

Este dato debe ser tenido en cuenta antes de la construcción de los estanques. Los suelos ácidos suelen encontrarse en áreas costeras, principalmente en zonas de manglares ricas en sulfatos y materia orgánica. Este tipo de suelo al secarse y oxidarse baja su pH a menos de 4; esta disminución produce una alta concentración de hierro y aluminio los cuales en general son tóxicos para peces en cantidades de 0,5 y 0,2 ppm respectivamente. Estos dos elementos pueden combinarse con el fósforo disminuyendo su concentración (Singh, 1980). Se ha determinado que una situación inversa se produce con la elevación del pH quedando fosfatos libres que pueden ser  utilizados por las algas. En consecuencia una disminución del pH produce una serie de problemas:   

Muerte de camarones por stress Poca productividad en el estanque Necesidad de mayor fertilización

Existe una prueba simple para determinar el grado de acidez del suelo: a. Tomar un muestra de suelo húmedo, colocarlo en una bolsa de plástico y determinar el pH. b. Dejar secar la muestra a temperatura ambiente. c. Luego de 2 o 3 semanas mezclar la muestra con agua, tomar el pH y si éste es inferior a 4 nos encontramos ante un suelo ácido.

3.3.2.1 Mejo ram ient o de su elos áci do s 

Cuando se trabaja en suelos ácidos se debe tener la precaución de construir los estanques de poca profundidad, ya que las capas inferiores del suelo son las más aćidas.

Una manera de reducir la acidez en un estanque consiste en llenarlo y vaciarlo con agua repetidas veces, agregando antes del llenado final, de acuerdo con el grado de acidez del suelo, cal hidratada en cantidades que pueden variar entre 0,1 y 1 Tn/Ha; además se deben adicionar altas cantidades de fosfato (Simpson y Pedini, 1985). Es beneficioso también el uso de fertilizantes inorgánicos con el fin de reducir la presencia de Garbono (C) que favorece el desarrollo de bacterias oxidantes. Para obtener información detallada sobre el manejo de suelos ácidos se recomienda consultar el trabajo realizado por Simpson y Pedini (1985). 3.4 LOS ESTANQUES En la actualidad se utilizan 2 tipos de estanques para engorde y cría de camarones: - Precriadero, versario, nursery: En general son tanques de 1 ó 2 hectáreas con una profundidad de 0,6 a 0,8 m; en ellos se colocan los camarones desde los estadios de postlarvas o juveniles hasta alcanzar de acuerdo con la especie un peso entre 0,5 y 4g. - Estanque de engorde o criadero: En ellos se colocan los camarones desde que salen de los precriaderos hasta alcanzar la talla comercial. Si bien en las primeras camaroneras estos estanques llegaban a tener dimensiones superiores a 100 Ha, en la actualidad se los construye con superficies que varían entre 5 y 20 hectáreas lo que permite un mayor control de los mismos. En este manual no se darán detalles sobre la construcción de los estanques, pero sí algunas pautas que han de ser tenidas en cuenta: a) El sistema de estanques debe estar construído en una zona donde la posibilidad de inundación sea remota. b) El acceso a los estanques no debe ser impedido por las condiciones climáticas. En este sentido se conocen casos de granjas en Ecuador en las cuales no se puede llegar  a los mismos debido a las lluvias, lo que ocasiona problemas de mantenimiento. c) Los estanques deben ser de forma rectangular con una compuerta de entrada y otra de salida de agua, Si los estanques tienen forma irregular se reducirá la eficiencia de la operación de cosecha y se producirá un estancamiento del agua con la consiguiente deplección en la concentración de oxígeno disuelto. d) El fondo de los estanques deberá ser liso, libre de malezas, con una inclinación de 0,3 a 1% desde la boca de entrada hacia la de salida y de los bordes laterales al centro, para favorecer el vaciado. Las paredes deben estar construídas con una inclinación entre 1:1,3 y 1:3 (Ramos, 1975), para evitar desmoronamientos por erosión de la base de los muros, la altura de los mismos será por lo menos 50 cm mayor que la altura máxima de la columna de agua prevista.

El fondo de los estanques podrá tener pequeños canales que converjan hacia la exclusa de salida con el fin de facilitar la cosecha de camarones. e) Las compuertas o cajas podrán ser de madera o cemento, las de salida deben ser  más profundas que el fondo del estanque. En general las cajas llevan hasta media docena de ranuras de unos 5 cm de ancho con una separación aproximada de 10 a 20 cm; en estas ranuras pueden colocarse tablones, compuertas decchapa, acero o marcos con distinto tipo de malla para evitar la salida de los camarones y entrada de organismos indeseables. Cun (1982) sugiere para el vaciado parcial de los estanques un sistema de tres marcos: comenzando por la ranura más cercana a la pileta o estanque se coloca un marco con una malla que impida la salida de los camarones, en la segunda ranura se coloca un marco con red hasta una altura de 50 cm y luego de completa con exclusas y en la tercera ranura se coloca directamente una exclusa de madera, hierro, etc con una altura que variará de acuerdo con el nivel de agua que se quiera dejar en el estanque ( Figura 10). Se sugiere también colocar en el interior del estanque rodeando la compuerta un cerco de malla para detener camarones y desechos. Las compuertas de entrada también tendrán distinto tipo de malla para evitar la entrada de especies predadoras o competidoras. El número de compuertas de entrada y salida de agua será una función del volumen del estanque y de la velocidad de llenado y vaciado que se desee. 3.4.1 Llenado de los estanques

La provisión de agua a los estanques se puede realizar por diferencia de mareas o por  bombeo. En cualquiera de los métodos que se utilice, es de fundamental importancia la existencia de un reservorio. Éste es un canal cuyo fondo está construído a un mayor  nivel que el fondo de los estanques, los muros tienen una altura entre 1,5 y 2,0 m, variando el ancho de acuerdo con el flujo de agua que se quiera, entre 5 y 20 m. Las paredes del reservorio son parte integrante de los muros de los estanques, es decir las compuertas de llenado se abren en las paredes del canal. El reservorio es llenado por lo general por bombas helicoidales de 20 a 40 pulgadas de diámetro; es conveniente tener una batería de bombas.

Figura 10. Esquema de una compuerta de desagüe con los distintos tipos de marcos utilizados. La existencia de este canal tiene la ventaja que posibilita la eliminación de predadores o competidores que pasan a través de la bomba; permite tener una reserya de agua permanente y además es de importancia en el sistema de cosecha por vaciado, ya

que los camarones que quedan enterrados pueden ser sacados agregando agua por  la compuerta de entrada y vaciando hacia el canal de drenaje. El tamaño del reservorio es una función del volumen de agua necesario en la camaronera, debiéndose tener en cuenta futuras ampliaciones, así como también la necesidad de realizar recambios de agua que varían entre 5 y 20% diarios, pudiendo ser esta cantidad mayor en casos de presentarse problemas en la calidad del agua.  A fin de determinar el volumen del reservorio y la capacidad de las bombas, para una camaronera de 30Ha de estanques, de los cuales 3 son precriaderos y 27 Ha de estanques de engorde y considerando el espejo de agua con una profundidad promedio de 1/3 metro, se calcula que el volumen total necesario será de 300.000 m. Si además se realiza un recambio diario del 15% del volumen total, se necesitarán 45.000 m3. Teniendo en cuenta que en una zona con un sistemas de mareas diarias se puede bombear durante 8 horas (480 minutos), deberá emplearse un sistema de provisión de agua que suministre 93,8 m 3/minuto. 4. OPERACIONES EN UNA GRANJA CAMARONERA

4.1 PREPARACION Y LLENADO DE ESTANQUES En general, en la preparación de precriaderos y estanques de engorde se sigue el siguiente esquema: a. Se seca el fondo al sol, una vez seco se ara con el fin de airear y distribuir  homogéneamente la materia orgánica presente. b. En casos que el suelo sea ácido efectuar los agregados correspondientes de cal (CaO) disuelta en agua, en cantidades que pueden variar entre 100 y 2.000 kg por Ha, de acuerdo con el grado de acidez. c. En caso de tener que adicionar selladores o bentoniba, deben agregarse en ese momento en las cantidades indicadas en el capítulo correspondiente. d. Los estanques deben ser fertilizados entre 7 y 10 días antes de la colocación de los animales. Para realizar esta operación se esparcen los fertilizantes orgánicos y/o inorgánicos en canfidades adecuadas (Apéndice II) y a continuación se inicia el llenado de los estanques hasta que la columna de agua alcance 20 cm. En algunos casos se recomienda llevar el nivel de agua a 10/15 cm y al cabo de 5 días elevar la columna de a gua a 30 cm (Dirección Nacional de Acuicultura, Panamá, 1984). Una vez colocados los camarones se aconseja repetir esta operación utilizando la mitad de las cantidades de fertilizante cada 2 –3 semanas. e. El día anterior a colocar las postlarvas en los precriaderos, o los camarones  juveniles en los estanques de engorde se debe elevar la columna de agua al nivel deseado (0.6  – 1.5 m). f. El agua que se coloca en los estanques debe filtrarse, colocando en la compuerta de entrada marcos con redes filtrantes de un tamaño de red de 0.54 mm de malla aproximadamente. Se aconseja utilizar además una malla más grande que actúe como prefiltro con el mismo fin; en ciertos casos, es conveniente la construcción de un cerco de malla antes de la compuerta de entrada.

4.2 OBTENCION DE LA SEMILLA Como se ha expresado anteriormente las postlarvas y/o juveniles se pueden obtener  ya sea, a partir de ambientes naturales o por desoves y desarrollo de los huevos en ecloserías. Hasta estadios postlarvales este método será tratado en un capítulo aparte por lo cual solo se hará referencia aquí a los métodos de captura de postlarvas y  juveniles en la naturaleza. 4.2.1 Obtención de semillas en ambientes naturales

En latinoamérica se capturan semillas de P.stylirostris y P.vannamei en esteros, bajfos, riachos y canales de aguas tranquilas, a salinidades relativamente bajas, donde llegan las postlarvas y juveniles para alimentarse. Los elementos más utilizados para capturar las semillas son: Atarraya, resallo, trasmallo, malla o bajío, chayo o copo, etc (Figura 11) siendo más efectivo el último arte nombrado. Cobo Cedeño (1977) ha determinado que 10 hombres en un día capturan entre 10.000 y 40.000 ejemplares, éstos son colocados en recipientes de plástico de aproximadamente 20 l con aireación y cambio de agua.  Actualmente en la época de aparición de la semilla se establecen campamentos de personas dedicadas a la captura de camarones, los cuales son vendidos a mayoristas quienes los transportan en recipientes de 200 l o más, los mantienen en tanques por  24 hs para realizar una selección, para conducirlos inmediatamente a las distintas camaroneras que los compran. 4.3 TRANSPORTE DE LA SEMILLA En los países latinoamericanos la semilla se transporta en tanques de fibrocemento, fibra de vidrio o plástico de 200 o 300 l, con agua hasta sus 3/4 partes, oxigenados (Figura 12) en algunos casos una malla fina cubre las paredes internas y fondo de los estanques apra facilitar la colocación de la semilla en los precriaderos (Yoong Basurto y Reinoso Naranjo, 1982). Hay ocasiones que aparecen con las larvas otros animales como larvas de peces o cangrejos por lo que es indicado agregar Rotenone en concentraciones 5/7 ppm para su eliminación. Durante el transpporte, la densidad de la semilla debe estar entre 250 y 122 por litro dependiendo de la temperatura, al aumentar la temperatura la densidad debe ser  menor. Durante el transporte se evitarán las altas temperaturas; los camarones de aguas tropicales toleran temperaturas entre 18 y 25°C y de aguas templadas temperaturas inferiores a los 20°C. La concentración de oxígeno disuelto no deberá bajar de 5ppm por lo que se recomienda aireación continua durante el transporte. Durante todo el viaje los recipientes estarán cubiertos por una red de malla fina y aireados en forma permanente; para ello se pueden utilizar aireadores a batería, o bien tubos de oxígeno o aire comprimido de aproximadamente 10 kg. de carga con válvula reguladora conectados a un tubo de PVC que finaliza hundido en el agua del recipiente en una piedra difusora o tubo rígido perforado para una mejor distribución del aire (Figura 13).

Otro método alternativo sería construir una pileta de lona o plástico en la caja de una pick up o camioneta lo que nos daría un volumen aproximado de 2 m 3, en este caso la pileta deberá estar dividida en cuatro partes por una red de malla debiéndose tener las mismas precauciones de aireación.

Figura 11. Trasmallo para captura de postlarvas y juveniles.

Figura 12. Transporte de semilla.

Figura 13. Esquema de tanque para transporte de semilla. En caso de querer enviar postlarvas en avión se aconseja bajar lentamente la temperatura del agua a 17/18°C para especies tropicales y colocarlas en bolsas de nylon llenas con agua de mar aireada, con una densidad de 1500 larvas/litro (dependendo del estadio de desarrollo) y luego las bolsas se colocan en recipientes térmicos para evitar la elevación de la temperatura. En todos los casos una vez que las postlarvas y/o juveniles arriban a destino, antes de colocarlos en los precriaderos, deben ser adaptados a las condiciones de salinidad y temperatura de los mismos. A tal fin se debe agregar paulatinamente a los tanques de transporte, agua de los estanques; se debe tener especial cuidado en no variar en mas 2/3°C la temperatura y 2/3 ‰ la salinidad por hora ya que cambios bruscos en estas variables afectarán la supervivencia de los camarones. Una vez realizada esta operación los animales están listos para ser colocados en los precriaderos. En Ecuador y Perú el biólogo que recibe los camarones, debe poner  especial cuidado que las postlarvas que reciba sean en su mayoría P. vannamei ya que la otra especie P. stylirostris presenta problemas para su engorde y P. occidentalis tiene un pobre crecimiento en los estanques. 4.4 ESTABULAMIENTO DE LOS ESTANQUES a) Precriaderos: La densidad a la cual se colocan los animales varía de acuerdo con el cuidado que se tenga de los estanques y de la capacidad técnica de la granja, del suministro o no de alimenta ción, cambios de agua, etc. Por ejemplo en cultivos extensivos de P. monodon se colocan 20/30 semillas/m 2 (Primavera y Apud, 1980); en Ecuador en granjas de P. stylirostris y P. vannamei se estabulan entre 100 y 200 animales/m 2 (Yoong Basurto y Reinoso Naranjo, 1982). La experiencia perso. nal indica para las dos especies mencionadas una densidad de 120 camarc nes/m2, aunque en algunas granjas ésta suele ser de 20 –25/m2. En algunos criaderos de perú la densidad inicial de postlarvas de P. vannamei se encuentra en los 100/m2. Los animales permanecen en los precriaderos entre 30 y 60 días, hasta alcanzar  pesos que varían entre 0.5 y 4g.

b) Criaderos o estanques de engorde: En estos estanques los animales son llevados hasta talla comercial, para la mayoría de las especies ésta se encuentra entre 18 y 25 g, para P. monodon la talla de cosecha puede llegar hasta los 40 g. Los criaderos generalmente tienen una superficie entre 5 y 20 hectáreas, pero los de menor tamaño (5  – 9 ha) son más prácticos, ya que en ellos, se puede ejercer un mayor control sobre los camarones en cría, lo que permite sembrar una mayor  densidad de animales. En términos generales en un estanque al que sólo se fertiliza y se cambia el agua se pueden colocar hasta 2 camarones por m 2; si se agrega algún tipo de alimento, con un mayor recambio de agua la densidad de podrá encontrar entre 3 y 10 animales por  metro cuadrado, pudiéndose llegar hasta 40 camarones/m 2 utilizando aireación suplementaria (Liao y Chao, 1983). En el caso de Pleoticus muelleri se han obtenido muy buenos resultados trabajando en estanques con aireación, fertilización y alimento balanceado con densidades de 20 animales/m 2. Pero cuando la densidad aumenta a 30 camarones/m2 se obtiene una supervivencia de solo 50%. En la Tabla 2 se pueden observar a las densidades que se estabulan distintas especies de peneidos en estanques o tanques de engorde y las dimensiones de los mismos. 4.5 MANTENIMIENTO DE LOS ESTANQUES Una vez colocados los camarones en los estanques y con el fin de mantener el medio en condiciones óptimas se debe realizar recambio de agua. Estos cambios pueden variar entre 2, 5 y 25,0% así como la frecuencia, que puede ser diaria o cada 3 o 4 días, esto será una función de la capacidad del sistema de mantener la calidad del agua. En los precriaderos es conveniente no cambiar el agua durante los primeros 15 días, razón por la cual se aconseja el uso de airadores. La frecuencia del cambio de agua dependerá de los siguientes parámetros: 1. 2. 3. 4. 5. 6.

Temperatura del agua Salinidad Cantidad de oxígeno disuelto pH Turbidez Coloración

4.5.1 Temperatura Se debe medir diariamente, para los camarones de aguas tropicales como P.stylirostris, P.vannamei; la temperatura del agua deberá entre 20 y 32°C, siendo el óptimo entre 22 y 30°C (Yoong Basurto y Reinoso Naranjo, 1982), aunque para P. stylirostris los mejores crecimientos se han obtenido a temperaturas entre 27 y 30°C (Fenucci et al., 1982), pudiéndose extender esta temperatura a todas las especies tropicales. En cuanto al langostino argentino (Pleticus muelleri) la experiencia indica que la temperatura puede fluctuar entre 6 y 27°C aunque la temperatura óptima entre 9 y 23°C. Tabla 2. Densidad y tratamientos para el engorde de diversas especies del género Penaeus. (F: fertilización, A: alimentación). Especie

País

Densidad Camarones/m2

Superficie Tratamiento Estanques (Ha)

Fuente

P.stylirostris

Ecuador

2 –3

10 –15

F

Yoong Basurto y

P.vannamei

3 ó más

10 –15

F,A

Reinoso Naranjo, 1982

P.stylirostris y Ecuador

10 –20

8 –10

F,A

Autor 

P.vannamei P.vannamei

Panamá

4

5

F,A

Dirección Nacional

P.stylirostris

Panamá

2

5

F,A

 Acuicultura, Panamá,

ambas spp

Panamá

0,5 –1

5

F

1984

P.stylirostris y Ecuador

2 –2,5

No consigna

F

P.vannamei

3 –5

No consigna

F,A

Cun, 1982

P.vannamei

Paru

5

20

F

Autor 

P.monodon

Filipinas

0,5 –2

No consigna

F

Primavera y  Apud, 1980

P.monodon

Filipinas

16

0,25

A

Liu y Mancebo, 1983

P.monodon

India

2

1,14

F

Sundarhrajan et al., 1979

P.japonicus

Japón

16 –20

4 –10

A

Kurata y Shigeno, 1979

0,028

A

Gomez y Scelzo, 1982

P.brasiliensis Venezuela 10

4.5.2 Salinidad Este parámetro deberá ser tomada diariamente y podrá oscilar entre los 15 y 40% encontrándose para la mayoría de las especies entre 15 y 30%. En el caso de Peneidos, que habitan las costas argentinas, la salinidad no debe bajar de 26%. 4.5.3 Cantidad de oxígeno disuelto Es uno de los parámetros más importantes, se cuantifica dos veces al día, en la mañana y al atardecer. En los estanques este elemento proviene del agua de recambio, la fotosíntesis y en menor grado del que se disuelve en la superficie del estanque proveniente de la atmósfera. Las menores concentraciones de oxígeno se observan durante la madrugada y las mayores a última hora del día. Se consideran raugos normales de concentración entre 4 y 9 ppm, Se debe evitar no solo una baja concentración, sino valores superiores a 10 ppm, ya que esto indicaría una excesiva concentración de fitoplancton que puede producir una depleción notable de oxígeno durante la noche. Se debe puntualizar que en los estanques el oxígeno tiende a estratificarse, es decir, hay generalmente una mayor concentración en las capas superiores del agua, que en el fondo; dado que los camarones viven allí, es necesario realizar una homogenización de la columna de agua para tener una correcta aireación.

Entre los elementos que pueden utilizarse se encuentran los agitadores a paleta “Paddle wheel” que pueden ser movidos por motores a nafta o con energía eólica; en

zonas donde hay corriente eléctrica se pueden utilizar flotadores. 4.5.4 pH Indica la concentración de iones hidrégeno H+, es decir, si el agua es ácida o básica. El rango óptimo de pH se encuentra entre 7 y 9; pero valores de pH 5 han demostrado no ser nocivos para los camarones. No obstante ésto, una elevación o disminución pronunciada de los valores de pH puede producir efectos letales para el equilibrio ecológico del estanque. La medición de esta parámetro deberá ser diaria. 4.5.5 Turbidez Da idea del material en suspensión que se encuentra en el agua del estanque, este material interfiere en el paso de la luz. En los estanques se debe evitar que haya partículas de detrito o arcilla en suspensión. La turbidez se mide con el disco de Secchi y es la medida de la profundidad a la cual este disco desaparece al sumergirlo en el agua. Si la visibilidad es menor de 30 cm, hay problemas potenciales, si es mayor la luz puede penetrar mejor y habrá una mayor productividad y crecimiento de los organismos de los cuales podrán alimentarse los camarones. Esta medición: se puede efectuar cada 3 días. 4.5.6 Coloración del agua Depende de varios factores, concentración y tipo de algas, materia en suspensión, etc. Los colores que puede presentar el agua son: a. Verde pálido: indica adecuada concentración de algas b. Gris: denota pocas algas en el estanque, se recomienda mayor fertilización, complementada con recambio de agua c. Verde musgo: algas que comienzan a morir, se requiere un urgente recambio de agua. d. Verde brillante: indica grandes concentraciones de algas, debe efectuarse recambio de agua para disminuir el riesgo que baje la concentración del oxígeno disuelto durante la noche. e. Marrón: indica gran cantidad de algas muertas, se debe efectuar recambio de agua y fertilización, problablemente haya una falta de nutrientes y exceso de metabolitos. 4.6 MUESTREOS PERIODICOS PARA DETERMINAR BIOMASA EN LOS ESTANQUES Los muestreos periódicos tienen por finalidad la determinación de la evolución del crecimiento de la población de estanque y son de fundamental importancia, ya que permitirán el ajuste de las cantidades de alimento suministradas y algunas condiciones experimentales; deberán realizarse cada 10/15 días. El método de muestreo consiste en dividir el estanque en doce sectores iguales, imaginarios, y elegir cuatro de ellos al azar. En estos sectores se tirará una red tipo sayo que en general tiene 6 m de diámetro, aunque puede usarse una de menor  tamaño.

En cada una de las cuatro muestras se cuenta el número de animales y se los pesa, calculando el peso medio. Se obtendrá así una tabla como la que sigue: Muestra 1 2 3 4 PROMEDIO

N°indiv. N1 N2 N3 N4 N

Peso medio (g) W1 W2 W3 W4 W

En base a estos datos se podrá calcular la población del estanque (P).

Con la estimación de la población del estanque y el peso medio, se puede calcular la biomasa existente en el mismo, de acuerdo con la siguiente fórmula: Biomasa= P × W Como se puede apreciar también se puede estimar la supervivencia al momento de realizar el muestreo. 4.7 ALIMENTACION EN LAS DISTINTAS ETAPAS DE CRIA En un sistema de cultivo semiintensivo o intensivo la alimentación es uno de los puntos más críticos ya que en general, este aspecto representa entre el 45 y 60% del costo total de producción. En la alimentación hay que tener en cuenta: a. Frecuencia b. Cantidad y calidad de alimento 4.7.1 Frecuencia de alimentación Es conveniente alimentar a los animales dos veces al día, en la mañana y por la tarde, ya que si se suministra la ración en una oportunidad, ésta no será consumida de inmediato y por lo tanto comenzará a descomponerse, produciendo no solo contaminación sino también una baja de la concentración de oxíggno disuelto, principalmente en el fondo del estanque. 4.7.2 Calidad del alimento Cuando se iniciaron las actiyidades de cría de camarones en las primeras épocas era común suministrar alimentos naturales: así por ejemplo en los precriaderos de Japón se utilizaba carne de almeja molida (Shigeno, 1975) para alimentar P. japonicus; mientras que en los estanques de crecimiento el mismo autor obtenía buenos resultados con mejillón azul y la almeja “short -necked clam”, también se utilizan y se han usado algunas variedades de cangrejos, eufáusidos, anchoítas, caballa, etc. En el caso del camarón argentino Artemesia longinaris se obtiene un buen crecimiento alimentando con trozos de calamar (López y Fenucci, 1987).

Pero los alimentos naturales presentan el problema de la dificultad de su obtención, debido a fluctuaciones, problemas de almacenamiento y variaciones en el precio; es por ello que desde hace ya varios años la mayoría de las investigaciones se han desarrollado para tratar de obtener una comida pelletizada, barata que permita un rápido crecimiento de los camarones en cría, y así se ancuentran a la venta distintos productos pelletizados o con forma de lenteja. Para ser efectivas estas dietas (cuya calidad es muy variable) deben cumplir una serie de características: a. Ser estables, es decir no deben disolverse o desintegrarse para permitir un aprovechamiento más efectivo por parte del camarón. b. Deben atraer a lo animales. c. Deben hundirse ya que el camarón se alimenta en el fondo. d. En lo posible se utilizarán en su fabricación elementos de fácil obtanción en la región, su costo debe ser bajo y tener un factor de conversión no mayor de 2:1. e. Fundamentalmente tendrán que producir un rápido crecimiento de los animales en cría con una supervivencia razonable. Existen infinidad de dietas experimentales y comerciales para cría de camarones, pero no se puede hablar de una dieta que sirva para todas las especies de camarones cultivables y ni siquiera para la misma especie en las distintas etapas de crecimiento.  Así por ejemplo: Penaeus stylirostris en tallas superiores a 10 g asimila mejor, proteina de origen animal (harina de calamar) que proteína de soya o levadura de cerveza, mientras que ejemplares de 1 a 4 g de peso asimilan igualmente proteinas de origen animal o vegetal (Fenucci et al, 1982). Para P. japonicus (Nose, 1964) se ha determinade que asimilan con mayor eficiencia proteinas de origen animal que otras de origen vegetal. Para otra importante especie como P. vannamei, Smith et al., (1985) postulan que el crecimiento de ejemplares pequeños parece depender del nivel de protenina en la dieta, mientras que el crecimiento de los tamaños medianos y grandes parece estar  más influenciado por la fuente de proteinas. En cuanto a P. setiferus, animales de más de 8 g parecen asimilar igualmente proteinas animales y vegetales (Fenucci et al., 1986); en cuanto a P.monodon Lee (1971) determino que la absorción de proteinas animales y vegetales se realiza con igual eficiencia. En términos generales una dieta efectiva para una especie o talla no es necesariamente buena en otras. En general todas las dietas que se encuentran en el mercado tienen proteinas tanto de origen animal como vegetal. Otros componentes importantes en las dietas son los ácidos grasos y colesterol. Diversos experimentos realizados por ejemplo en P. stylirostris (Fenucci et al., 1981, 1984), en P.japonicus (Aquacop, 1979; Guary et al., 1976; Kanazawa et al., 1977a, 1978, 1979a) y en P. indicus (Read, 1981) y en el camarón argentino Artemesia longinaris (Petriella et al., 1984) demuestran la importancia de los ácidos grasos de la serie linolénica (w3) en la dieta; estableciendo una relación entre el crecimiento de estas especies y la cantidad de ácidos altamente insaturados de la serie w3 en la dieta (20:5 w3 y 22:6 w3). Se ha determinado también que en las especies de camarones marinos la síntesis de estos dos ácidos a partir del ácido linolénico estarían poco desarrolladas o inhibidas (Kanazawa et al., 1977b, 1979b, Bottino et al., 1980).

Según las investigaoiones realizadas por Kanazawa et al., 1971; Deshimaru y Kuroki, 1974 y Martinez et al., 1984 indican la necesidad mínima de este compuesto en la dieta con valores que se encuentran entre 0.5 y 2.5%. Si bion todas las dietas contienen complejos vitamínicos en proporciones variables, poco es lo que se conoce, aunque se ha demostrado que el complejo B es necesario para la dieta de los crustáceos; por otra parte diversos autores (Hunter et al., 1979; Lightner et al., 1979, Kitabayashi et al., 1971) han determinado la necesidad de vitamina C en la alimentación de diversas especies de camarones. En cuanto a los hidratos de carbono, estos son digeridos con menor eficiencia que las proteinas (Fenucci et al., 1982; 1986) y parecen no tener la importancia de los otros componentes en la dieta En el mercado se pueden adquirir dietas pelletizadas para camarones marinos, como por ejemplo, MR 10, MR 15, MR 20, MR 25, MR 30, MR 35, fabricadas con distintos porcentajes de proteínas. En algunas granjas ecuatorianas se suministra a los juveniles de los precriaderos la dieta MR 35 para luego continuar alimentando en los estanques de engorde con MR 25. En Estados Unidos, Texas, Chamberlain et al. (1981) utilizan durante todo el período de cría de P. stylirostris y P. vannamei una MR 20; mientras que en Panamá (Dirección Nacional de Acuicultura, 1984) se utilizan las dietas MR 20 y MR 25. En Pleoticus muelleri (langostino argentino) se ha utilizado con gran éxito un alimento comercial con 40 % proteinas. La composición de las dietas comerciales es de muy difícil obtención ya que constituye un secreto industrial, pero podemos decir que el porcentual de los principales componentes de una dieta varía de acuerdo con la especie entre: Compuesto Proteinas Carbohidratos Lípidos Celulosa Vitaminas Humedad

% 15 –65 2 –60 2 –8 1 –5 1 –3 3 –12

Para un estudio más detallado de los problemas nutricionales de camarones peneidos se aconseja la lectura de los siguentes trabajos: New, 1976; Deshimaru, 1982; Fenucci, 1981; Kanazawa, 1982; Castell, 1982. 4.7.3 Cantidad de alimento El porcentaje de alimentación varía en el tiempo, así por ejemplo en los precriaderos de Panamá se comienza alimentando a P. stylirostris y P. vannamei con el 25% de la biomasa existente, cantidad ésta que se disminuye paulatinamente hasta un 3% en la etapa de cosecha (Dirección Nacional de Acuicultura Panamá, 1984). En los casos en que se utilizan precriaderos la alimentación debe comenzar una semana después de colocados los juveniles y se debe agregar alimento tratando de lograr un crecimiento medio de 0.8 a 1.0 g por semana; es por ello que cada 10/15

días se deben realizar muestreos para determinar el crecimiento (biomasa en el estanque), y de esa manera ajustar la alimentación (Ver item 4.6) En cuanto a P.stylirostris y P.vannamei se comienza suministrando a animales de 1.5 g de peso medio alrededor del 20% de su biomasa, 4% para camarones de 10 g y 3% para tallas superiores a los 14 g (Chamberlain et al., 1981). En otras áreas por ejemplo Filipinas, Liu y Mancebo (1983) engordando P. monodon comienzan alimentando con el 10% de la biomasa durante los primeros 15 días siguen con 8% hasta los 30 días, 6% entre los 30 y 45 días y luego de los 45 días alimentan connel 4% de la biomasa, hasta la cosecha. En cuanto al langostino Pleoticus muelleri, en cultivos experimentales, se suministró a ejemplares de 3 g 6% de su biomasa, ejemplares de 10 g el 3% de la misma, finalizando la cosecha de langostinos de 20 g con una alimentación diaria de 1.4%. Con respecto a la alimentación se debe tener en cuenta que el factor de conversión de las dietas deberá ser inferior a 1:2 para una mayor rentabilidad en la producción. 4.8 COSECHA Para realizar esta operación existen diversos métodos: uno consiste en bajar  paulatinamente el nivel de agua de los estanques hasta tener una columna de agua de 20 –30 cm, para luego utilizar di versos tipos de redes para capturar los camarones (atarrayas, redes playeras). Otro método consiste en vaciar parcialmente el estanque hasta el mismo nivel anterior, para luego vaciarlo totalmente colocando a la salida de la compuerta redes o cajas, éste es el método más utilizado en la actualidad. Se debe tener cuidado de bajar el nivel de agua lentamente para evitar corrientes fuertes que puedan aplastar a los camarones. La cosecha se deber realizar entre el atardecer y las primeras horas de la mañana a bajas temperaturas y tener hielo a dispocisión. Para las especies americanas, el tamaño al cual se cosecha varía entre 15 y 25 g de peso medio con un tiempo de engorde entre 120 y 160 días; en el caso de la especie asiática P. monodon ésta se cosecha a tallas que varían entre 30/60 g de peso con un tiempo de engorde entre 120 y 180 días (Primavera y Apud, 1980). Pleoticus muelleri alcanza en 150 días 20 g de peso medio, con un rango que oscila entre 15 y 27 g. 5. CRIA DE LARVAS DE CRUSTACEOS PENEIDOS EN ECLOSERIAS Esta técnica consiste básicamente en hacer desovar hembras maduras y fecundadas en estanques apropiados. Los huevos desovados se colocan en recipientes en los cuales eclosionan al primer estadio larval (Apéndice III). Cada estadio es alimentado de una manera especial, a los nauplios no se les suministra alimento, a las protozoeas las alimenta con fitoplancton, mientras que una buena dieta para las mysis pueden ser estadios naupliares de Artemia salina, rotíferos o nematodes. Estos alimentos también se utilizan en los primeros estadios de postlarvas; y cuando estas adquieren hábitos bentónicos-demersales se las alimenta con trozos de mejillones, almejas o dietas preparadas.

La cria de larvas se realize por lo general, en ambientes cerrados o al menos techados, a efectos de mantener más o menos constantes las condiciones ambientales, principalmente la temperatura. En la actualidad se pueden diferenciar dos métodos de cría de larvas, el japonés y el americano, existiendo de este último una variante que podríamos denominar  intermedio que parecería ser el más apropiado. En la Tabla 3 se resumen las características principales de cada uno de los métodos. Para establecer la eclosería, cualquiera sea el sistema que se utilice, se deben tener  en cuenta los siguientes factores: a. Calidad y cantidad de agua: dulce y salada no contaminada en cantidades suficientes; el agua de mar no debe tener fluctuaciones de salinidad por lluvias o descarga de ríos en la zona. b. Obtención de hembras ovígeras: el establecimiento debe estar cerca del lugar  donde se obtienen las mismas o de un establecimiento donde se produce maduración en cautividad. c. Acceso: el establecimiento debe estar sobre buenos caminos y tener fácil comunicación con centros poblados. d. Energía eléctrica: contar con aire acondicionado o calefacción para mantener  constante la temperatura, así como la necesidad de aireación continua del agua de los tanques implica la necesidad de este fluido. Es necesario además un grupo electrógeno pro pio para evitar los inconvenientes provocados por los cortes de energía. e. Personal: adecuadamente preparado para la realización de las tareas, es conveniente contar con un supervisor, técnicos especialistas en los distintos pasos de la cría y personal de apoyo o maestranza; no hay que olvidar que la mayoria de los problemas que se producen en las ecloserías se deben a fallas humanas, principalmente por falta de conocimiento o responsabilidad. Tabla 3. Diferencias existentes entre los diversos métodos de cultivo de larvas de camarones peneidos. Fuentes: Mock y Neal 1977, Fenucci, 1977, Simon, 1981. METODO JAPONES

INTERMEDIO

AMERICANO

Dimensión de 10 × 10 × 2 m tanques de desove 4,2 × 7,6 × 1,8 m

50 – 60 l

12 – 500 l

Node hembras por  30 – 100 tanque de desove

1 – 3

1 – 3

Forma y tamaño de los tanques de cria

Rectangular  10 × 10 × 2 m

Rectangular  5,5 × 2 × 1,3 m

Cilíndrico-cónico 500 – 2000 l

Densidad larvas

20 – 40 l

50 – 100 l

100 – 200 l

Filtrado del agua

grueso

rodados, grava, arena

filtro de celulosa tierra de diatoneas, 1 – 5

 Alimento nauplios

Ninguno, se fertiliza con nitratos y fosfatos

Ninguno

Ninguno

 Alimento

Fitoplancton que crece

Cultivo puro de algas Cultivos puros de algas

protozoeas

naturalemente, a veces se agregan cultivos puros de algas

(Chaetoceros, Tetraselmis, etc)

Skeletonema, Chaetoceros, Tetraselmis, etc. Levaduras. Nauplios de Artemia salina, rotíferos, nematodes, alimentos preparados

 Alimento mysis

Fito y Zooplancton que crece en los estanques

Nauplios de Artemia salina, rotíferos, alimentos preparados

 Alimento postlarvas

Nauplios de Artemia almejas, mejillones, alimentos preparados

Nauplios de Artemia alimentos preparados

Nauplios de Artemia alimentos preparados

10 días

1 – 4 días

Tiempo de permanencia 10 – 25 días postlarvas tanques de cría

5.1 METODO AMERICANO DE CRIA DE LARVAS Este sistema ha sido desarrollado en el National Marine Fisheries Service de Galveston, Texas USA y su utilización, con diversas modificaciones, se ha extendido a distintas partes del mundo. Los trabajos iniciales que se pueden citar son: Cook y Murphy, 1966, 1969, Mock y Murphy, 1970, Mock y Neal 1977; Salser y Mock, 1974; Mock et al., 1980. 5.1.1 Desove de hembras Las hembras grávidas ya sea traídas del mar o de instalaciones de maduración son colocadas en recipientes de diversas dimensiones y formas. Por ejemplo se pueden utilizar damajuanas invertidas de 15 o más litros con la boca cerrada por un tapón a través del cual se pasa un tubo con un piedra difusora para producir aireación y movimiento del agua (Figura 14). Otro tipo de recipientes son tachos de residuos de plástico negro con 75 –100 l de capacidad con tapa con aireacion (Chamberlain y Lawrence, 1981a). También se utilizan tanques circulares de polietileno de 500 litros cubiertos con plástico para disminuir la incidencia de la luz (INDERENA - Misión China, 1979) o tanques cónicos de 150 litros en los cuales se coloca una placa perforada a través de la cual pasan los huevos al fondo, previniendo así que éstos sean comidos por las hembras (AQUACOP, 1983). En todos los casos el agua es aireada y se le agrega el agente quelante EDTA (1 g/100 l). 5.1.2 Calidad del agua utilizada durante el proceso de cría El agua de mar se bombea y deja sedimentar en tanques o reservorios, luego se filtra a través de un sistema de conchilla y arena, para posteriormente pasar a través de filtros de celulosa de 5 y 1 μ respectivamente; en algunas ecloserías (Mc Vey y Fox,

1983), previo al pasaje entre los dos filtros el agua atraviesa un sistema de luz ultravioleta. En algunas ecloserías del Ecuador, el agua bombeada del mar es pasada a tanques donde es sedimentada, luego atraviesa un filtro de arena o tierra de diatomeas y enviada a tanques donde es tratada con hipoclorito de sodio en cantidades menores

de 1 ppm, para posteriormente someterla a aireación por 24 horas y pasarla a través de filtros de celulosa. En general durante todo el proceso se agrega al agua EDTA, éste es un agente quelante que favorece la eclosión de los huevos y la muda de las larvas, en cantidades de 1 g cada 100 litros de agua. En muchos casos se agregan antibióticos en diversas concentraciones en distintos estadios del ciclo, así por ejemplo Chamberlain y Lawrence (1981a) utilizan 0.18 mg/l de eritromicina y 0.09 mg/l de miociclina.

Figura 14. Recipientes utilizados para desove de hembras de camarón. La temperatura ideal del agua, durante todo el proceso de cultivo (desove y desarrollo de las larvas), para camarones tropicales como Penaeus stylirostris y P.vannamei, P.aztecus, P.setiferus, etc es de 28°C no debiendo nunca ser inferior a 24°C ni superior a 32°C. Para estas especies la salinidad de agua debe oscilar entre 25 y 35% con una media entre 28 y 30 ‰ (Cook y Murphy, 1969; Chamberlain y Lawrence, 1981a; Mc Vey y Fox, 1983). Con camarones de aguas templadas como Artemesia longinaris y Pleoticus muelleri se trabaja a temperaturas entre 18 y 23°C y salinidades superiores a 30 ‰ (Boschi y Scelzo, 1977; Scelzo y Boschi 1975). Por lo expuesto es que se recomienda que la eclosería sea un lugar cerrado, con aire acondicionado, principalmente en zonas donde hay fluctuaciones de temperatura; en caso de descender mucho ésta, pueden utilizarse calentadores en los tanques. 5.1.3 Estanques de cría desde huevo a postlarva Este tipo de tanques ha sido perfectamente descrito por Salser y Mock (1974). En general son tronco cónicos de volúmenes variables; así por ejemplo en el laboratorio de Galveston se utilizan tanques de 1.900 l (Salser y Mock, 1974), en el Centro Oceanológico del Pacífico (AQUACOP, 1983) se usan tanques cilíndrico-cónicos con volúmenes entre 500 y 2.000 l. En nuestro instituto los tanques de cría de larvas son de la misma forma, de 500 l construídos también en fibra de vidrio reforzada.

Los tanques están montados sobre un armazón de acero o madera (Figura 15A) tienen una profundidad de 120 cm, un diámetro superior de 100 cm y uno inferior de 75 cm, mientras que la parte cónica tiene una profundidad de 30 cm; en el centro de la misma hay un orificio central de 3,75 cm de diámetro en el cual se enrosca un caño del mismo diámetro, en el caso que se quiera recirculación se usa un caño perforado y cubierto con una red de fitoplancton de 50 μ de malla (Fig ura 15 A y B). En las paredes internas del tanque se adosan 4 tubos de PVC distribuidos simétricamente de 3.75 cm de diámetro, los cuales llegan a 5 cm de fondo del tanque, la parte superior de los mismos termina en un codo con una perforación central, a través del cual se pasa un tubo de 5mm de diámetro que termina en una piedra difusora; la parte inferior del caño de PVC se. cierra parcialmente con un corcho de goma cortado oblicuamente. Estos tubos por los que circula aire actúan como bombas de agua y hacen circular la misma desde abajo hacia arriba. Además se colocan 4 tubos de aireación del mismo diámetro que el anterior que también finalizan en una piedra difusora (Figura 15 A).

Figura 15. A: Esquema de tanque cónico de fibra de vidrio utilizado para cría de larvas de camarones peneidos; B: tubo perforado y cubierto por red de fitoplancton que permite la recirculación del agua.

Cuando se quiere realizar recirculación de agua o cambios principalmente en los estadíos naupliares y de mysis, se reemplaza el tubo central por uno perforado, el agua pasa a través del mismo y por un filtro de celulosa de 5 ó 1μ, a partir de allí el

agua es elevada y entra nuevamente al tanque por medio de un sistema de bomba de aire. Principalmente en los estadíos de mysis el agua se llega a cambiar hasta un 80% para evitar los problemas causados por la elevada concentración de amonio. 5.1.4 Metodología de trabajo Una vez obtenido el desove, los huevos o estadíos naupliares son colocados en los tanques de cría con densidades variables: asi Cook y Murphy (1969) para Penaeus aztecus estiman una densidad óptima de 92 nauplii/l, para la misma especie y otras del golfo de México, Mock y Neal (1977) crían larvas con una concentración de 184/l. Otros autores como AQUACOP (1983) utilizan para P. indicus, P.vannamei, P.merguiensis y P.monodon densidades entre 100 –120 larvas/l. En cuanto a P.brasiliensis no se obtienen diferencias en supervivencia con concentraciones de huevos que varían entre 252 y 432/l (Grupo INDERENA-Misión China, 1979). Con P.notialis y P.schmitti se trabaja con más de 150 nauplii por litro.  A la luz de estos resultados se estima que la densidad óptima de huevos o nauplii sería de 100 y 150 individuos por litro. Los huevos de camarones tropicales tardan en eclosionar al primer estadío naupliar de 12 a 18 horas, mientras que en las especies de aguas templadas como Artemesia longinaris y Pleoticus muelleri la eclosión se produce entre 12 y 36 horas después de la puesta (Boschi y Scelzo, 1977; Scelzo y Boschi, 1975). Estadio de nauplius: Como se ha dicho anteriormente, los camarones peneidos tienen de 4 a 6 estadios naupliares, por lo general este estadio tarda en pasar al de protozoea de 30 a 67 horas en condiciones normales, llegando a 85 horas en camarones de aguas templadas. Durante los estadios de huevo y naupliares se realiza recirculación de agua y durante el último estadio naupliar se comienza con el agregado de diversos tipos de algas para que estén disponibles en el primer subestadio de protozoea. Estadio de protozoea: Se puede dividir en tres sub-estadios, cuya duracion varía en 3 y 5 días, pudiendo llegar a 14 (Boschi, 1977). Durante este periodo no se realiza recirculación ni cambio de agua en los tanques. Este estadio es el más crítico de todo el desarrollo ya que las larvas comienzan a alimentarse. El alimento, por lo general, consiste en diversas especies de algas y levadura, la mayoría de las ecloserías mantienen en los tanques una concentración mínima de algas de 50.000 células/ml, aunque se puede considerar que un remanente de 20.000 –30.000 algas/ml es suficiente. En la Tabla 4 se muestran distintos tipos de alimentos utilizados en la cría de protozoeas de camarones peneidos: por el sistema americano se agregan por lo general los cultivos puros de algas por la mañana y en la tarde, tratando de llevar las concentraciones iniciales de estos organismos a 100.000 cls/ml; no obstante lo antedicho Alfonso et al., (1985) obtienen muy buenos resultados en la cría de

protozoeas con el agregado de cultivos bialgales de Tetraselmis chuii y Chlorella kessleri utilizando concentraciones de 50 y 5 células por ml respectivamente, con una supervivencia del 89% hasta el estadio de mysis. Estadio de mysis: Tiene una duración de 3 a 5 días con un máximo de 14 días, de acuerdo con la especie presenta 3 o 4 sub-estadios. Su principal alimento es el zooplancton, siendo el más utilizado los estadios naupliares de Artemia salina. En este período en los tanques de cría se realiza no sólo recirculación y filtrado de agua sino también un recambio de hasta un 80% diario. En general durante el primer sub-estadio de mysis (M I) se continúa con el agregado de algas del tipo Tetraselmis y de Artemia en concentraciones de hasta 1.5 animales/ml.  A medida que cambian los sub-estadios se disminuye paulatinamente el agregado de algas y se aumenta la cantidad de Artemia llegando en el sub-estadio de mysis tres (MIII) a agregar hasta 4 Artemia por mililitro, en casos excepcionales esta cantidad llega a 9/ml. Algunos autores como Boschi y Scelzo (1977) y Scelzo y Boschi (1975), alimentan durante todos los sub-estadios solo con Artemia salina. En general se trata de obtener concentraciones de algas que van desde 50.000 cls. a 20.000 cls/ml desde el sub-estadio M I al MIII. Ultimamente y dado el alto costo de los huevos de Artemia se ha tratado de reemplazar ésta por otro tipo de alimento, así se han utilizado con éxito en la cría de P.notialis y P.schmitti (Leal et al., 1985) rotíferos (Brachionus plicatilis) en concentraciones de 10 individuos por mililitro combinados con un cultivo bialgal de Tetraselmis (20 cls./ml) y Chlorella (2 cls./ml) suplementando en algunos casos con yema de huevo. Tabla 4. Tipos de alimentos, utilizados para distintos subestadios de protozoea en algunas especies del género Penaeus, Artemesia longinaris y Pleoticus muelleri (S:Skeletonema, T; Tetraseimis, Th:Thalassiosira, Ch:Chaetoceros, I:Isochrysis, C:Chlorella, L:Levadura, A:Artemia salina, B:Brachionus), *supervivencia a postlarva Especie

Condiciones  Alimento Supervivencia  Alimento Protozoea ambientales Nauplii a T°C

S%

PI

PII

PIII

Fuente

Mysis %

P.aztecus

28 –30

27 – 35

S

S

S,T

S,T

95

P.aztecus.P. setiferus y P.duorarum

27 –30

28 – 30

S

S

T

T

80

P.kerathurus

27 –30

31 – 33

S

S,Ch

S,T,B S,T,B 99

San Feliú et al., 1976

P.kerathurus

23 –25 26

S

S

S

Yúfera et al., 1984

P.stylirostris

28

S

S,L,Th S,L,T S,L,T 48

Mock et al., 1980

I

I,Ch

 AQUACOP. 1983

32

P.aztecus, P.indicus, P.japoni- cus, 25 –29 35 P. monodon, P.

I,Ch

S

Mock, 1974 *

90

Ch,A -

Mock y Neal, 1977

vannamei y P. stylirostris P.monodon,P.vannamei, P.stylirostris

28

25 – 33

I,L

I,L

I,T,L I,T,L 50

Mc Vey y Fox, 1983

P.notialis

22 –26

34 – 37

-

C,T

C,T

C,T

89

 Alfonso et al., 1985

P.notialis

23 –28

35 – 36

T,C

T,C

T,C

T,C

70

Leal et al., 1985

P.schmitti

25 –26

35 – 36

T,C

T,C

T,C

T,C

94

Leal et al., 1985

P.schmitti

22 – 28 –29 27

-

Martinez Silva, et al., 1984

P.brasiliensis

32 – 26 –28 34

 A.longinaris

16 –21

P.muelleri

19 –24 33

33 – 34

-

S

*

S

S

S

S

S

S,A

86

INDERENA, Misión China, 1979

-

S

S

S

-

Boschi y Scelzo, 1977

-

S

S

S

-

Scelzo y Boschi, 1975

Estadios de postlarva: Al alcanzar el estadío de postlarvas éstas son colocadas en tanques de 3 o 4 m 2 de fondo plano, con aireación y circulación de agua permanente. En principio se alimentan con estadios naupliares de Artemia, en este nivel una postlarva de camarón puede llegar a ingerir hasta 150 nauplii/día. Diariamente se coloca una cantidad de Artemia que puede variar entre 2 a 8 ejemplares por mililitro, en algunos casos se suele utilizar Artemia congelada. A medida que transcurre el tiempo, las larvas adquieren hábitos bentónico-demersales ingiriendo otro tipo de alimento. Para P.stylirostris, trabajando con ejemplares de 6.4 mg de peso medio Fenucci et al., (1984) comprobaron que la suplementación de Artemia salina con una dieta preparada y molida (E) producía al cabo de 30 días una mejor supervivencia e incremento en peso, 91 y 749,1% respectivamente que alimentando sólo con Artemia (45,6 y 422,3%). Para animales de mayor tamaño, 300 mg, una dieta molida (L) fue el mejor  alimento promoviendo un incremento en peso de 226,5% con una supervivencia del 85%. En el siguiente cuadro se muestra la composición de las dietas utilizadas. Componente

Dieta

Harina calamar Harina pescado Harina mejillón Harina soja  Afrechillo Otros ingredientes

*

E 15 20 30 5 22

L 15 30 30 5 22

8

8

* Concentrado de pescado: 3%, alginato de sodio: 2%, hexametafosfato de sodio: 1%, vitaminas: 2%

Por otra parte, Zein Eldin y Fenucci (MS) utilizando P.setiferus de 2.0 mg de peso medio, han obtenido mejores incrementos en pesos medios y supervivencia superior al 80% alimentando con larvasde Artemia y rotíferos, que con dietas preparadas. San Feliu et al., (1973) alimentan las postlarvas de P. kerathurus primero con Artemia salina adulta y de a poco la van reemplazando por carne de mejillón y cangrejo trozado. P. japonicus (Kurata y Shigeno, 1979) es alimentado en los estadios postlarvales con carne de almeja y mejillón y en algunos casos dietas preparadas. Una vez alcanzado el estadio de postlarva 20 ó 25 los individuos son transferidos a los tanques de precría o nurseries. 5.2 METODO INTERMEDIO DE CRIA DE LARVAS Consiste en la utilización de tanques rectangulares de 5 a 10 m 3 de volumen con esquinas cóncavas para la cría de larvas hasta PL 20 –25, en los cuales hay circulación continua de agua y aireación. Los estanques están construídos en general en manpostería o ladrillos, recu biertos por varias manos de pintura epoxi para evitar  rugosidades que contribuyen a la contaminación bacteriana y de hongos. Estos tanques funcionan como las denominadas “raceways” (Mock et al., 1977). En la Figura

16 se muestra un tanque típico de acuerdo con Simon (1981), se trata de un tanque rectangular dividido en su parte media por una plancha de plástico o madera que tiene a a ambos lados las denominadas bombas de aire que hacen que el agua suba del fondo hacia arriba y sea enviada en la dirección que muestran las flechas en la figura, así se produce no solo oxigenación sino movimiento del agua; la concavidad de los vértices impide el depósito de materia orgánica e impurezas. En general el fondo de estos tanques tiene inclinación hacia el centro y el área de drenaje. En la figura también se muestra el sistema de vaciado que es simple, y con solo mover el tubo se logra sacar el volumen de agua deseado. Este tubo se encuentra conectado a un filtro vertical de distinto tipo de malla de no mas de 25μ.

Este métodos ha sido descrito por Simon en 1981 y tiene la ventaja, como se ha dicho anteriormente, de poder mantener postlarvas hasta estadios Pl 23 –25. La metodología de trabajo y tipo de agua utilizada es similar a la americana. Se utiliza una densidad de larvas de camarones entre 50 –100/litro, alimentando los diversos estadios de protozoea con algas unicelulares. Así por ejemplo para P. monodon y P. vannamei se alimentó para las densidades antedichas en el V estadio naupliar con 50.000 células/ml de Chaetoceros sp, y en los estadios de protozoea se agregaron concentraciones de algas de 80.000 –100.000 células/ml, no permitiendo que la concentración de las mismas bajara de 40.000 células/ml. Desde los estadios de mysis hasta Pl 3 se alimenta con nauplii de Artemia salina, en concentraciones de 2 –3/ml. A partir del estadio Pl 3 se comienza con una alimentación preparada, una pasta elaborada con huevo, almeja o calamar molido, levadura, leche en polvo, suministrando éste 3 a 4 veces por día. Por otra parte se estima que cualquiera de las dietas utilizadas en el método americano sería de utilidad, dependiendo en cada caso de los requerimientos nutricionales de la especie, realizándose durante todo el proceso un intercambio diario de agua de alrededor 20  – 30%. 5.3 TAREAS A REALIZAR EN UNA ECLOSERIA

a) Control de las variables ambientales: Diariamente en la mañana y tarde se debe tomar la temperatura del agua, tratando de mantener ésta dentro de los rangos óptimos para el normal desarrollo de la especie en cría. Otros parámetros que deben ser tenidos en cuenta y medidos por lo menos diariamente son: Salinidad, pH y, a partir de los estadios de mysis la concentración de amonio.

Figura 16 A - B: Estanque para cría de larvas de camarones. (Simon, 1981).