Manual de Analises Carcinicultura

FEDERAÇÃO DA AGRICULTURA DO ESTADO DE PERNAMBUCO - FAEPE COMISSÃO ESTADUAL DE CARCINICULTURA - COMCARCI SERVIÇO DE APOIO ÀS MICRO E PEQUENAS EMPRESAS EM PERNAMBUCO - SEBRAE/PE

Manual para o Monitoramento Hidrobiológico em Fazendas de Cultivo de Camarão

Elaboração Cleudison de Siqueira Alves (biólogo) Giovanni Lemos de Mello (engenheiro ( engenheiro de aqüicultura)

Recife 2007

FICHA CADASTRAL Nome do empreendimento: CNPJ: Área da propriedade: Área de viveiros: Quantidade de viveiros: Espécies cultivadas: Proprietário: Endereço:

7° 36’ 22’’ Latitude sul 34° 49’ 40’’ Longitude oeste

Georeferenciamento da propriedade (GPS)

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FICHA CADASTRAL Nome do empreendimento: CNPJ: Área da propriedade: Área de viveiros: Quantidade de viveiros: Espécies cultivadas: Proprietário: Endereço:

7° 36’ 22’’ Latitude sul 34° 49’ 40’’ Longitude oeste

Georeferenciamento da propriedade (GPS)

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APRESENTAÇÃO Devido à necessidade de aglutinar os produtores e solucionar os entraves da produção aqüícola de camarões, a Faepe e o Sebrae/PE vêm realizando esforços no sentido de coordenar ações no setor privado, apoiando diversas atividades, tais como cursos de capacitação, palestras, viagens técnicas, consultorias em fazendas e divulgação de materiais técnicos preparados pelos consultores contratados. O “Manual para o monitoramento hidrobiológico em fazendas de cultivo de camarão” tem como objetivo fornecer informações básicas sobre os principais parâmetros a serem monitorados e interpretados em aqüicultura, mais precisamente na carcinicultura marinha, bem como documentar as análises físico-químicas e presuntivas realizadas nas fazendas de Pernambuco ligadas à Comissão Estadual de Carcinicultura, durante o ano 2007. Em Pernambuco, as análises nas fazendas são realizadas por um biólogo capacitado, com ampla experiência em análises de água e avaliações presuntivas dos camarões de cultivo. A partir dos resultados e da interpretação desses dados, gera-se um conjunto de informações em tempo real na fazenda, que representa uma importante ferramenta para a avaliação da situação do cultivo em cada viveiro. Na prática, ao final das análises, o consultor disponibiliza um relatório para o produtor, preenchendo uma planilha deste manual, com uma síntese dos resultados encontrados, dos possíveis problemas detectados e das sugestões de manejo para solucionar eventuais alterações. À medida que o trabalho for se desenvolvendo, ao longo do ano, o manual se enriquecerá de informações e passará a ser um banco de dados importante para a fazenda e para os órgãos ambientais e fiscalizadores.

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AGRADECIMENTOS Agradecemos à empresa Alfakit, pelo apoio às análises físico-químicas de água e solo, realizadas em Pernambuco, e pelo fornecimento de material de laboratório, durante o ano 2006 e início de 2007. Agradecemos à equipe da Agência Estadual de Meio Ambiente e Recursos Hídricos (CPRH), pela parceria e colaboração prestada na realização de políticas públicas sustentáveis, no âmbito do Plano de Monitoramento Ambiental - PMA - das fazendas de cultivo de camarão ligadas li gadas à Comissão Estadual de Carcinicultura. Agradecemos ao Sebrae, pela parceria para a efetivação dos projetos que dão suporte à realização do presente trabalho. Tais projetos são pioneiros e têm ajudado bastante o setor produtivo a ter apoio tecnológico, com excelentes resultados no desenvolvimento do setor produtivo da carcinicultura pernambucana.

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SUMÁRIO Apresentação----------------------------------------------------------------------------------------3 Agradecimentos-------------------------------------------------------------------------------------4 1 Introdução-----------------------------------------------------------------------------------------6 2 Principais parâmetros físico-químicos---------------------------------------------------------7 2.1 Oxigênio Dissolvido (OD)-----------------------------------------------------------7 2.2 pH---------------------------------------------------------------------------------------9 2.3 Temperatura--------------------------------------------------------------------------13 2.4 Amônia--------------------------------------------------------------------------------16 2.5 Nitrito----------------------------------------------------------------------------------18 2.6 Nitrato---------------------------------------------------------------------------------20 2.7 Fósforo--------------------------------------------------------------------------------21 2.8 Sílica-----------------------------------------------------------------------------------22 2.9 Ferro-----------------------------------------------------------------------------------23 2.10 Ácido sulfídrico--------------------------------------------------------------------24 2.11 Turbidez-----------------------------------------------------------------------------26 2.12 Alcalinidade-------------------------------------------------------------------------27 2.13 Salinidade---------------------------------------------------------------------------28 2.14 Clorofila A--------------------------------------------------------------------------30 2.15 Demanda Bioquímica de Oxigênio (DBO)-------------------------------------30 2.16 Sólidos em suspensão--------------------------------------------------------------31 2.17 Coliformes totais-------------------------------------------------------------------31 3 Análise de fito e zooplâncton-----------------------------------------------------------------32 3.1 Características do fitoplâncton-----------------------------------------------------32 3.2 Características do zooplâncton-----------------------------------------------------34 4 Análises presuntivas----------------------------------------------------------------------------37 5 Análises moleculares---------------------------------------------------------------------------41 5.1 Procedimentos para amostragem--------------------------------------------------41 5.2 Diagnóstico em situação de doença-----------------------------------------------41 5.3 Diagnóstico em crustáceos assintomáticos---------------------------------------41 5.4 Conservação de amostras para testes moleculares------------------------------43 5.5 Tipos de amostras--------------------------------------------------------------------43 6 Plano de Monitoramento Ambiental---------------------------------------------------------44 Apêndice-------------------------------------------------------------------------------------------45 5

1 INTRODUÇÃO O Brasil, dentre outros países produtores de camarão marinho em cativeiro, tem enfrentado, nos últimos anos, vários impactos causados por enfermidades que contribuíram para a queda dos índices de desenvolvimento da carcinicultura. O risco do aparecimento de novas ou emergentes enfermidades sempre estará presente, porém a dimensão do seu impacto dependerá da capacidade das fazendas no controle do grau de saúde dos camarões estocados, ou seja, na manutenção do ecossistema aquático com parâmetros abaixo do limite tolerável pelos camarões. Para isso, é preciso conhecer melhor a dinâmica desses ecossistemas por meio de monitoramento freqüente e contínuo dos viveiros e estuários. Paralelamente ao monitoramento, é fundamental fazer o correto registro dos resultados, correlacionando análises de água e solo com avaliações presuntivas dos camarões e das comunidades fito e zooplanctônicas dos viveiros, compreendendo melhor as interações entre os processos físico-químicos e biológicos que compreendem a produção de camarões marinhos. No capítulo seguinte, apresentamos os principais parâmetros de qualidade da água relacionados com o cultivo de camarões marinhos em sistema semi-intensivo e aberto, descritos de maneira simples e prática, de forma a despertar nos produtores e técnicos a importância de quantificá-los e monitorá-los constantemente. A metodologia que será apresentada para a realização das análises pode ser considerada simples, prática e, ao mesmo tempo, extremamente confiável, representando uma ótima relação custo/benefício para as fazendas, que podem dispor de um completo monitoramento hidrobiológico a um custo relativamente baixo.

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2 PRINCIPAIS PARÂMETROS FÍSICO-QUÍMICOS 2.1 Oxigênio Dissolvido (OD) O Oxigênio Dissolvido é a mais importante variável da água na aqüicultura. Da maneira mais abrangente possível, os produtores precisam entender os fatores que influenciam as concentrações de oxigênio na água de seus viveiros. Devem estar também plenamente conscientes da influência das baixas concentrações de oxigênio sobre o desenvolvimento das espécies aqüícolas (BOYD, 2000). O oxigênio é o gás mais abundante na água depois do nitrogênio, e também o mais importante, já que nenhum camarão poderia viver sem ele (PIPER ET AL, 1989). De acordo com Petit (1990), dependendo da quantidade de oxigênio presente nos viveiros, os organismos aquáticos podem enfrentar quatro situações diferentes:

•

independência de oxigênio (> 5mg/l) - O animal tem O 2 suficiente para realizar satisfatoriamente todas as suas atividades metabólicas;

•

dependência alimentar (3 - 5mg/l) - O animal não dispõe de O 2 suficiente para metabolizar os alimentos ingeridos;

•

dependência fisiológica (2 - 3mg/l) - O animal fica estressado e doente;

•

mortalidade (0 - 1mg/l) - O animal morre por hipoxia. De acordo com Boyd (1990), as concentrações do Oxigênio Dissolvido

decrescem com o aumento da temperatura e da salinidade (ver tabela no Apêndice). As concentrações de oxigênio no ponto de saturação também diminuem com a redução da pressão barométrica. É por isso que, em época de inverno, os problemas com oxigênio são menos freqüentes que no verão, pois temos temperaturas e salinidades na água menores e, consequentemente, maior quantidade de OD. Os viveiros de cultivo possuem cinco fontes principais de oxigênio: fitoplâncton e plantas aquáticas (fotossíntese), oxigênio atmosférico (difusão), oxigênio da água adicionada (troca de água), oxigênio a partir de aeradores mecânicos e oxigênio oriundo de produtos químicos. O oxigênio pode ser “perdido” ou consumido através da respiração biológica (seres vivos, água e lodo), oxidação química, difusão para a atmosfera e por meio de efluentes (Figura 1).

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Oxigênio atmosférico

(+) Difusão (-) Fotossíntese Plantas

CO2 + H2O

Res iração da á ua

Oxigênio dissolvido

(+)

(-)

(-)

Plantas Bactérias Zooplâncton Peixes

(-)

Oxida ão uímica

Oxidação uímica

Bactérias e bentos

Respiração do sedimento

Figura 1 - Principais ganhos e perdas de oxigênio em viveiros de cultivo (FAST; LANNAN, 1992)

Tal como se pode deduzir da Figura 2, durante o dia o nível de OD eleva-se até alcançar um nível máximo, devido, quase que totalmente, aos processos fotossintéticos. Já durante a noite, a respiração biológica e a oxidação química do sedimento provocam uma perda substancial do OD presente nos tanques, podendo alcançar concentrações críticas que colocam em risco os organismos cultivados. Essas flutuações do Oxigênio Dissolvido em tanques variam de acordo com o tipo de cultivo que se está praticando. Como regra, quanto maior a quantidade de organismos por unidade de volume (cultivos intensivos), maior será a variação diurna do OD. Outro fator que contribui fortemente para grandes variações e déficit de oxigênio é o tipo de microalgas predominante - as cianobactérias se desenvolvem muito bem em cultivos semi-intensivos e intensivos e são muitas vezes responsáveis por grandes variações de oxigênio. Oxigênio dissolvido (mg/l) C

15

D A

10 B

5 Saturação 0 06

12

18

06

Hora do dia

Figura 2 - Flutuação diária típica do OD em tanques de cultivo de camarões: (A) cultivo extensivo, (B) cultivo semi-intensivo sem aeração, (C) cultivo intensivo sem aeração, (D) cultivo intensivo com aeração (FAST; LANNAN, 1992) 8

Observa-se que os cultivos intensivos sem aeração (C) chegam a experimentar elevados teores de oxigênio durante o dia, muito mais altos do que seus semelhantes com aeração (D). Isto se explica porque nos cultivos intensivos as altas cargas de nutrientes presentes no alimento dos animais - e as excreções dos mesmos - fomentam um crescimento exagerado do fitoplâncton, que é responsável pela grande produção de oxigênio durante o dia. Nos cultivos com aeração, o excesso de oxigênio é rapidamente eliminado para a atmosfera, fato que evita que os animais sofram as conseqüências da “doença das borbulhas”, muito freqüente nas situações de supersaturação de oxigênio (o caso da curva “C”, perto das 18:00h).

Onde medir?

Água

Com que freqüência?

Três vezes durante o dia, e a cada duas horas durante a noite

Em que parte do viveiro?

De preferência na comporta de despesca, anotando-se o oxigênio da superfície e do fundo

Que tipo de equipamento utilizar?

Oxímetro microprocessado

Qual o nível ideal?

5 - 10 mg/l

Quais os mecanismos de melhora?

Aeração mecânica e renovação de água

2.2 pH O pH é um parâmetro pouco monitorado e pouco entendido pelas fazendas de cultivo de camarão no Brasil, apesar de muito importante na aqüicultura. Possui um profundo efeito sobre o metabolismo e os processos fisiológicos de todos os organismos aquáticos, além de influenciar em muitos processos químicos - por exemplo, na disponibilidade de nutrientes que estão diretamente relacionados com a produtividade primária, que por sua vez influencia toda a cadeia trófica da qual o camarão faz parte. O termo pH se refere à concentração de íons de hidrogênio (H +) na água, indicando quão ela é ácida ou básica. Por definição, o pH é o logaritmo negativo da concentração de íons de hidrogênio, a saber:

pH = -log (H +) 9

Para água pura (H +) = 10-7 , ou seja, o pH é 7.

pH = -log (10 -7 ) = - (-7) = 7 A água pura não é ácida nem básica, porque H + (acidez) e OH- (basicidade) são iguais em concentração. Usualmente, a faixa de pH é representada por uma escala que vai de 0 a 14, na qual o pH 7 indica absoluta neutralidade (não é ácido e nem básico), conforme se pode verificar na Figura 3.

Acidez letal

0

1

2

Diminuição do crescimento e da reprodução

3

4

5

Alcalinidade letal

6

7

8

9

10

Ideal para a maioria dos organismos de cultivo

11

12

13 14

Diminuição do crescimento e da reprodução

Figura 3 - Representação esquemática do pH e sua relação com a aqüicultura

Tem sido demonstrado que o pH influencia em vários processos que ocorrem em tanques de cultivo. Vejamos algumas dessas interações:

•

o pH influenciando a disponibilidade de nutrientes A solubilidade de muitos micronutrientes importantes para a produção primária

(fitoplâncton) depende do grau de acidez ou alcalinidade da água. Boyd (1995) credita que o pH desempenha um papel fundamental na disponibilidade de fósforo, tão importante para o fitoplâncton. Ao aumentar o pH, o fósforo é adsorvido pelo cálcio presente na água; já ao baixar o pH (ambiente ácido), o fósforo junta-se ao ferro e ao alumínio. Entretanto, em um pH de 6,5, este elemento encontra-se em solução, livre e amplamente disponível para ser fixado pelas microalgas. Além do fósforo, outros nutrientes - ferro, cobre, manganês e zinco - também se tornam bastante solúveis neste pH (Figura 4). 10

Concentra ão Al3+, Fe 3+, H +

Máxima disponibilidade

Ca 2+, OH -

Fosfato

pH 4

5

6

7

8

9

Figura 4 - Solubilidade do fosfato em função do pH da água

É bom lembrar que mesmo com pH de 6 a 7, a maioria do fósforo que é adicionada aos viveiros de cultivo torna-se indisponível devido à adsorção que sofre junto aos colóides bipolares do solo, ou pela precipitação sob a forma de compostos insolúveis. Contudo, este elemento sempre se encontra em concentrações acima do desejável em cultivos semi-intensivos e intensivos de camarões, em função do uso diário de ração (que contém fósforo). Mesmo o fósforo sendo adsorvido pela água (e também pelo cálcio, ferro e alumínio) ou pela reação com o lodo (fundo do viveiro), este elemento provavelmente estará sempre em concentrações ideais ou acima da desejável.

•

o pH influenciando os organismos aquáticos Segundo Esteves (1998), o pH possui uma estreita interdependência entre as

comunidades vegetais e animais e o meio aquático. Este fenômeno ocorre na medida em que as comunidades aquáticas interferem no pH, assim como o pH interfere de diferentes maneiras no metabolismo dessas comunidades. Um exemplo da comunidade aquática interferindo no pH é o processo da fotossíntese realizado pelas algas. Para realizar tal processo, as algas usam o CO 2 (dióxido de carbono) do sistema de equilíbrio HCO3- (bicarbonato) da seguinte maneira:

2 HCO3- = CO2 + CO32- + H2O À medida que o CO 2 é removido, a reação avança para a direita da equação e o CO32- (carbonato) se acumula. A hidrólise do CO 3-2 ocorre de acordo com a seguinte reação: 11

CO32- + H+ = HCO3Quando o H + é usado na hidrólise do CO 32-, uma maior quantidade de água deve dissociar-se para manter a constante de equilíbrio da água. Como resultado, existe mais OH- e menos H+ do que quando a fotossíntese se iniciou. Dessa maneira, o pH aumenta à medida que a fotossíntese remove CO 2 da água. Já à noite, quando não ocorre fotossíntese e o CO 2 não é retirado, a sua quantidade aumenta com a respiração dos organismos aquáticos. Este gás reage com o CO 32- e o H2O para formar o HCO3-, que se dissocia para liberar H+. Então o pH diminui. Os organismos heterótrofos (bactérias e animais aquáticos) interferem no pH do meio, em geral reduzindo-o. Esta situação ocorre devido aos intensos processos de decomposição e respiração através dos quais há liberação de CO 2, que por hidrólise origina ácido carbônico e íons de hidrogênio, conforme podemos observar na equação:

CO2 + H2O = H2CO3 = H+ + HCO3Segundo Leivestad (apud Boyd, 1990), em pH ácido o tecido branquial é afetado, pois quando os peixes são expostos a baixos teores de pH, a quantidade de muco da superfície branquial se incrementa. O excesso de muco interfere no intercâmbio gasoso e iônico, que se realiza através das brânquias. Dessa forma, um desequilíbrio do balanço ácido-básico sanguíneo resulta em estresse respiratório e diminuição da concentração do cloreto de sódio sanguíneo, fato que provoca um sério distúrbio osmótico. Com isso, o animal gastará mais energia para osmorregular e, consequentemente, apresentará uma menor taxa de crescimento. Em condições de estresse alcalino, as brânquias também são afetadas, ocorrendo uma hipertrofia nas células mucosas da base dos filamentos branquiais. Tanto em condições ácidas como alcalinas, os camarões sofrem mudanças no pH dos fluidos corporais. Para tamponar tais fluidos, estes animais reabsorvem a porção mineral da carapaça (carbonato). Para isso, gastam uma grande quantidade de energia, além de apresentarem problemas de endurecimento da carapaça. Isto se reflete diretamente no crescimento. Os organismos aquáticos também sofrem com alguns compostos tóxicos que são influenciados pelo pH, tais como amônia, enxofre e alumínio. Com o aumento do pH, a amônia vai tendo o seu efeito potencializado. O pH regula também a distribuição do total de enxofre reduzido entre suas partes: quanto menor o pH, maior a quantidade de ácido sulfídrico não12

ionizado e de íons de alumínio disponível. Um detalhamento da interação do pH na amônia e no enxofre será necessário quando estes forem comentados mais adiante.

Onde medir?

Água e solo


Na água, duas vezes ao dia; no solo, a cada duas semanas


Na água, de preferência na comporta de despesca, 30 cm abaixo da superfície; no solo, em pelo menos três pontos por viveiro


pHmetro digital


7,0 - 9,0*


Renovação de água e aplicação de melaço ou probiótico, em casos de pH elevado; renovação de água e aplicação de carbonato de cálcio, em casos de pH baixo

* O melhor valor para a fazenda, dentro deste intervalo, vai depender da infra-estrutura e da sua qualidade de água e solo. Por exemplo, se a fazenda dispõe de pouca renovação de água e não usa probiótico, é aconselhável que trabalhe com uma faixa de pH baixa - de 7,0 a 7,5. Já se o viveiro apresentar uma grande quantidade de matéria orgânica em anaerobiose, o melhor será trabalhar na faixa de pH compreendida entre 8,0 e 9,0.

2.3 Temperatura Segundo Vinatea (2004), a temperatura não é vista como parâmetro químico de qualidade da água, mas de um fator físico. É um dos principais limitantes numa grande variedade de processos biológicos, desde a velocidade de simples reações químicas até a distribuição ecológica de uma espécie animal. Peixes e camarões são animais pecilotermos e, ao contrário dos mamíferos e aves, a temperatura de seu sangue não está internamente regulada. Em vista disso, a temperatura ambiental tem um profundo efeito sobre o crescimento, a taxa de alimentação e o metabolismo destes animais. Segundo Hardy (1981), os animais pecilotermos encontram-se subordinados ao seu ambiente, já que a sua atividade e sobrevivência estão permanentemente sujeitas à temperatura prevalecente. 13

De várias maneiras, um ambiente aquático simplifica o modo de vida pecilotermo. As grandes massas de água propiciam um ambiente mais estável. Os invertebrados aquáticos e os peixes apresentam uma zona restrita de tolerância térmica (em nível de espécie) e temperaturas letais características, que podem variar por meio de aclimatação experimental ou de habitats com diferentes limites térmicos. Segundo Morales (1996), quanto maior a temperatura, maior será a velocidade de crescimento dos animais cultivados, sempre que todas as demais variáveis se conservarem ótimas. Quanto mais constante a temperatura, mais previsível é o comportamento dos animais e, portanto, mais fácil será o seu cultivo nas referidas condições. Variações consideráveis de temperatura por longos períodos causam estresse nos camarões, que ficam suscetíveis a doenças. No inverno, são comuns grandes variações de temperatura, o que significa condições de qualidade da água bastante comprometidas e um efeito drástico nos resultados zootécnicos. À medida que aumenta a temperatura, eleva-se a atividade até um ponto limite (platô). Um aumento de temperatura provoca a morte do animal (temperatura letal T2), já a diminuição de temperatura produz uma queda da atividade fisiológica, apropriada para o transporte e a manipulação de espécimes, sendo que abaixo de uma certa temperatura o animal morre (temperatura letal T1 - Figura 5). O aumento da atividade fisiológica e metabólica implica um maior consumo de oxigênio e um incremento das necessidades nutritivas. A temperatura torna-se um fator crítico, pois seu aumento no ambiente produz uma diminuição na solubilidade dos gases na água e no Oxigênio Dissolvido, e um aumento da sua demanda por parte dos organismos.

Temperatura Temperatura letal 2

T2

Intervalo apropriado para a vida aquática

Temperatura letal 1

T1

Figura 5

Atividade

A temperatura tem forte influência no processo de aclimatação de larvas do L. vannamei. Mourão (2002) obteve os melhores resultados de sobrevivência quando a

aclimatação se deu em temperaturas baixas (24°C a 27 °C). À medida que o processo era feito em temperaturas mais elevadas, a sobrevivência diminuía. O mesmo aplica-se 14

na transferência das larvas para os viveiros, que deve ocorrer nas primeiras horas da manhã. Como já foi dito, a temperatura tem um pronunciado efeito nos processos químicos e biológicos. Em geral, o ritmo das reações químicas e biológicas dobra a cada 10 ºC de aumento da temperatura da água. Isto significa que, no ambiente de 30 ºC, organismos aquáticos usam até duas vezes mais a quantidade de Oxigênio Dissolvido consumida no ambiente de 20ºC. Nos viveiros, o calor entra pela superfície da água, que nessa camada esquenta mais rapidamente do que a água de maior profundidade. Em vista de que a densidade da água diminui com o aumento da temperatura acima de 4 ºC, a água superficial pode ficar tão quente e leve que deixa de se misturar com as camadas mais frias e, portanto, mais pesadas. A separação da água dos viveiros em diversas camadas com diferentes temperaturas é conhecida como estratificação térmica. A camada superficial mais quente é chamada de epilimnio e, a de maior profundidade, hipolimnio. Já a de rápida mudança de temperatura entre o epilimnio e o hipolimnio é conhecida como termoclima (Figura 6). Os viveiros de aqüicultura que possuem pequenas profundidades e apresentam alta turbidez sofrem um rápido aquecimento da camada superficial em dias ensolarados e com pouco vento. Quando se dá a estratificação térmica em um tanque de cultivo, a termoclima é facilmente reconhecida como um estrato em que a temperatura muda mais rapidamente com a profundidade.

Epilimnion

Fotossíntese Produção de oxigênio

Termoclina Hipolimnion

Respiração Consumo de oxigênio

Figura 6 - Estratificação do Oxigênio Dissolvido na água

A maior incidência de luz no epilimnio faz com que a fotossíntese das plantas, principalmente do fitoplâncton, fique favorecida, fenômeno que resulta num aumento do Oxigênio Dissolvido nesta camada superficial. O contrário ocorre no hipolimnio, onde a menor incidência de luz pode chegar a ser insuficiente para as plantas poderem realizar a fotossíntese, passando a respirar com o conseqüente consumo de oxigênio e a produção de dióxido de carbono, que pode acidificar a água se a alcalinidade não for 15

adequada. Por outro lado, no fundo sempre se deposita a matéria orgânica resultante da ração não consumida e da morte do fito e zooplâncton. Isto diminuirá ainda mais a concentração de Oxigênio Dissolvido devido à respiração das bactérias. O lugar da coluna de água onde termina a fotossíntese e começa a respiração é conhecido como “ponto de compensação”, que pode ser facilmente calculado multiplicando a transparência do disco de Secchi pelo fator 2,5 ou 3,5. Por exemplo, se a transparência da água for de 40cm, teríamos: 0,40 x 3,5 = 1,40m; portanto, se o viveiro de cultivo tiver 1,35m de profundidade média, pode-se dizer que toda a coluna de água se encontrará iluminada para promover a fotossíntese e, consequentemente, a produção de oxigênio. Já no caso do viveiro ser mais profundo ou da transparência ser ainda menor, parte do viveiro apresentará condições anaeróbicas em função da respiração.

Onde medir?

Água


Três vezes ao dia


De preferência na comporta de despesca, anotando-se a temperatura da superfície e do fundo


Oxímetro microprocessado ou termômetro


26 - 32 oC


Aumentar o nível do viveiro para evitar grandes oscilações ao longo do dia e cobrir os viveiros com plástico (estufas)

2.4 Amônia É o principal produto de excreção dos organismos aquáticos, resultado do catabolismo das proteínas, principalmente da degradação da matéria orgânica realizada pelas bactérias. A amônia é um gás extremamente solúvel e ocorre de duas formas: a amônia não-ionizada (NH 3) e o íon de amônio (NH 4+ ). Quando se encontra em solução, apresenta a seguinte reação de equilíbrio:

NH3 + H2O = NH4+ + OH-

16

Este equilíbrio depende de pH, temperatura e salinidade. À medida que o pH aumenta, a amônia não-ionizada também cresce em relação ao íon de amônio. A temperatura da água também pode causar um aumento na proporção da amônia nãoionizada, sendo que esse efeito é menor do que o provocado pelo pH. Por convenção, diversos autores têm chamado o NH 4+ de amônia ionizada e o NH 3 de amônia nãoionizada - a soma destes dois é denominada simplesmente de amônia ou amônia total. De acordo com Wuhrmann e Worker (1948), a forma não-ionizada é mais tóxica para os organismos aquáticos. Segundo Russo (1985), as membranas branquiais dos peixes são relativamente permeáveis ao NH 3, mas não ao NH4+. Isto se dá devido à amônia não-ionizada ser de natureza lipofílica (afinidade por gorduras), difundindo-se facilmente através das membranas respiratórias. Por outro lado, a amônia ionizada tem características lipofóbicas (repele gorduras), penetrando com menos rapidez nas membranas, as quais são de natureza lipoprotéica (KORMANIK; CAMERON, 1981). Meade (1989) constata que a forma não-ionizada incrementa-se dez vezes para cada grau de pH que aumente na água. A amônia liberada na água dos viveiros pode ser usada novamente pelas plantas ou ser nitrificada por bactérias quimioautotróficas. A oxidação do íon de amônio em nitrito pela bactéria do gênero Nitrosomonas é o primeiro passo do processo de nitrificação. Em seguida, o nitrito é oxidado em nitrato pela bactéria do gênero Nitrobacter , conforme as seguintes equações: Nitrosomonas: NH4+ + 1 ½O2 = NO2- + 2H+ + H2O Nitrobacter : NO2- + ½O2 = NO3-

Estas reações de nitrificação são mais rápidas com pH entre 7,0 e 8,0 e temperaturas de 25 ºC a 35 ºC (BOYD, 1979). A nitrificação é importante na redução das concentrações de amônia nos viveiros. Isto é benéfico para a aqüicultura, tendo em vista a toxidez potencial desta substância. Contudo, a nitrificação pode também ter efeito adverso na qualidade da água, por ser uma significante fonte de acidez com liberação de íons de hidrogênio (H+) e por exigir requerimento de oxigênio para oxidar a amônia. Na ausência de oxigênio, muitos organismos podem usar nitratos ou outros compostos oxidados de nitrogênio como fontes de oxigênio e como elétrons e receptores de hidrogênio no processo da respiração. Tal processo heterotrófico é denominado de desnitrificação, onde o nitrato é reduzido a nitrito que, por sua vez, pode ser reduzido a óxido nitroso, que finalmente pode ser reduzido ao nitrogênio perdido pelos viveiros anaeróbios. O processo ocorre em solos de viveiros nos quais as 17

concentrações de Oxigênio Dissolvido são baixas, representando a forma de maior perda de nitrogênio dos viveiros (BOYD, 1990). Problemas de toxidez de amônia são comuns em cultivos de alta densidade, onde a taxa de excreção e alimentação é elevada. A toxidez causa vários efeitos danosos aos organismos aquáticos, todos ligados à diminuição do crescimento e da capacidade do sistema imunológico de debelar doenças. Devido ao fato de, na maioria dos casos, a amônia não causar grandes mortalidades, mesmo tendo um efeito subletal (diminuição do crescimento), os produtores ficam sem entender o mau desenvolvimento zootécnico e a baixa sobrevivência, e as especulações mais comuns para justificar tais fatos dizem respeito à qualidade da larva, da ração etc. Na verdade, o vilão é a toxidez por amônia, que geralmente deve estar associada a outros elementos tóxicos decorrentes da alta densidade.

Onde medir?

Água e solo


Na água, uma vez por semana; no solo, a cada duas semanas


Na água, de preferência na comporta de despesca; no solo, em pelo menos três pontos por viveiro


Fotocolorímetro


Até 1,0 mg/l de amônia total e até 0,02 mg/l de amônia não-ionizada


Renovação de água, aplicação de melaço ou probiótico, e aeração mecânica

2.5 Nitrito O nitrito (NO2) é a forma ionizada do ácido nitroso (HNO2). A reação e ionização deste composto, segundo Colt e Armstrong (1981), assim se expressam:

HNO2 = H+ + NO2O nitrito é um composto intermediário do processo de nitrificação em que a amônia é transformada (oxidada) por bactérias para nitrito e, logo a seguir, para nitrato (NO3-), em sistemas de aqüicultura (SPOTTE, 1970; BOYD, 1979). 18

O principal efeito do nitrito é a oxidação dos pigmentos respiratórios dos peixes e crustáceos. O nitrito em altas concentrações provoca a oxidação do átomo de ferro da molécula de hemoglobina, que passa do estado ferroso (Fe +2) para o estado férrico (Fe+3), com a conseqüente formação da metahemoglobina (incapaz de transportar oxigênio aos tecidos), estabelecendo um quadro de hipoxia e cianose. Acredita-se que o mesmo fenômeno ocorra com o átomo de cobre da molécula de hemocianina dos crustáceos (COLT e ARMSTRONG, 1981; CHEN e CHIN, 1988). Existe uma acentuada diminuição na toxidez do nitrito em água salgada (32,5 ppt), quando comparado em água doce, podendo o cálcio ser o responsável pelo aumento da resistência dos peixes ao nitrito (CRAWFORD; ALLEN, 1977). O nitrito tem uma relação direta com o pH - quanto maior o pH do meio, maior a toxidez do nitrito, devido provavelmente ao incremento da forma ionizada (NO 2-). Por outro lado, foi verificado que a presença de alguns íons comuns no meio aquático (cloreto de potássio, cloreto de cálcio, bicarbonato de sódio e cloreto de sódio) teve um forte efeito na diminuição da toxidez do nitrito, atuando de forma antagônica na formação da metahemoglobina. É importante salientar algumas observações a respeito da toxidez do nitrito: o nitrito é 55 vezes mais tóxico em água doce do que em água salobra (ALMENDRAS, 1987); o nitrito tem efeito negativo na taxa de metamorfose nos estágios larvais de L. vannamei, sendo o estágio de náuplio o mais sensível (JAYASANKAR; MUTHU, 1983); nas larvas, as altas concentrações de nitrito interferem no processo de ecdise (muda); um importante efeito crônico do nitrito é a diminuição da resistência dos peixes e crustáceos contra infecções causadas por bactérias, ficando eles mais suscetíveis a doenças; a amônia não-ionizada e o nitrito, quando juntos, ainda que em menores concentrações, são mais letais que quando separados - um pequeno incremento de nitrito, quando a concentração tóxica da amônia está próxima, poderia aumentar significativamente essa toxidade. Em viveiros com solo coberto com lona ( liners) ou em pré-berçários de fibra e/ou concreto, os valores de nitrito dissolvido na água tornam-se extremamente elevados, uma vez que as bactérias que transformam a amônia em nitrito se encontram, em sua grande maioria, no solo.

19

Onde medir?

Água e solo






Fotocolorímetro


Até 0,5 mg/l


Renovação de água e aplicação de melaço ou probiótico

2.6 Nitrato O nitrato (NO3-) é o produto final da oxidação do íon de amônio que, como já vimos, compreende dois passos: a transformação da amônia em nitrito por ação das Nitrosomonas e a transformação do nitrito em nitrato por ação de Nitrobacter . Este

processo, por realizar-se em condições aeróbias, é conhecido como nitrificação. Já a diminuição do nitrito para a amônia é conhecida como desnitrificação e se realiza em condições anaeróbias, próprias de ambientes eutrofizados onde ocorre a decomposição da matéria orgânica. A toxidez do nitrato em animais aquáticos parece não ser um sério problema, o que explica por que os fertilizantes à base de nitrato são mais seguros do que aqueles à base de amônia. Em sistemas fechados (recirculação), este composto pode se tornar potencialmente tóxico, como resultado da nitrificação da amônia. A toxidez deste composto é devido ao seu efeito sobre a osmorregulação e, possivelmente, sobre o transporte de oxigênio. O nitrato desempenha uma importante função na cadeia trófica dos ecossistemas aquáticos, como fonte de nitrogênio para as plantas aquáticas, base da cadeia trófica. O seu monitoramento é de fundamental importância para estabelecer relações adequadas de nitrogênio e fósforo. Detalhes sobre essa relação serão abordados quando formos discorrer sobre fertilização.

20

Onde medir?

Água e solo






Fotocolorímetro


Até 50 mg/l


-

2.7 Fósforo O fósforo é menos abundante do que o nitrogênio, porém tem grande importância na biota aquática. Em geral, é limitado para a produtividade biológica, cujas taxas são governadas pela concentração de fósforo no ambiente. O fósforo oxida muito facilmente e, nas rochas terrestres, principalmente, incide como ortofosfato (PO 43). A principal fonte deste íon são as rochas ígneas, contendo mineral fosfático: Ca5(PO4)3+. Quando se diz fósforo na água, há referência ao fósforo total (fósforo em suspensão na matéria particulada e na forma dissolvida) e ao fósforo solúvel inorgânico (ortofosfato). Nas comunidades aquáticas, o fósforo é extremamente importante e fundamental para a vida de certos organismos. Este nutriente é um fator limitante para o desenvolvimento do fitoplâncton e, quando disponível no ambiente, é rapidamente absorvido. Uma parte do fósforo presente nos viveiros é absorvida pelos produtores (fitoplâncton e macrófitas) e outra grande parte é absorvida pelo sedimento dos viveiros. Como já vimos, o pH regula a disponibilidade de fósforo, tornando-o indisponível devido à precipitação com o alumínio e o ferro (pH ácido), ou mesmo com o cálcio (pH básico). Em viveiros que usam grandes quantidades de ração, o fósforo sempre estará em concentrações desejáveis ou acima do ideal, mesmo com toda a perda nos sistemas aquáticos. Isto se dá devido ao uso da ração ser diário, com várias aplicações por dia. Como a ração é rica em fósforo, sempre o teremos nos viveiros, não precisando da sua fertilização. Em sistemas que usam alta densidade, o fósforo extrapola os valores ideais e então ocorre uma eutrofização, com conseqüentes blooms de cianobactérias que 21

comprometem a qualidade dos resultados dos cultivos e a sustentabilidade da aqüicultura. Onde medir?

Água e solo






Fotocolorímetro


Até 0,4 mg/l


Renovação de água e, em alguns casos, aplicação de um fertilizante nitrogenado para corrigir a relação N:P

2.8 Sílica É um macronutriente essencial para o desenvolvimento do fitoplâncton, sobretudo das diatomáceas, cuja parede celular contém grande quantidade deste elemento. A sílica é pouco monitorada pelas fazendas e menos ainda usada como fertilizante - o desenvolvimento das diatomáceas só se dá na presença de concentrações altas de sílica ( ≥1mg/l). É aconselhável o cultivo de camarões em águas com predominância de diatomáceas (água marrom), pois estas são ricas em ácidos graxos (compostos importantíssimos para estimular o sistema imunológico destes crustáceos) e também de fácil digestão, já que sua parede celular é de sílica (inorgânico). Além disso, provocam menores variações de parâmetros químicos como o pH e o oxigênio - essas variações têm uma grande ligação com enfermidades que atingem os camarões. É fato que viveiros com predominância de diatomáceas apresentam menor acúmulo de matéria orgânica, ao longo do tempo, quando comparados com viveiros onde predominam cianobactérias. Não se tem conhecimento, até o momento, de diatomáceas como vetores de vírus que causem enfermidades ao camarão, ao contrário das cianobactérias, que são vetores do vírus da Mionecrose Infecciosa (NUNES, 2005). A sílica quando presente nas microalgas parece desempenhar um papel importante na nutrição de certos invertebrados de cultivo, como ostras e camarões (RODHOUSE, 1983). O mesmo autor demonstrou que em se alimentando ostras com 22

Skeletonema sp., Nitzschia sp . e Chaetoceros sp., ricos em sílica, o crescimento e o

índice de condição do molusco melhoram significativamente, em comparação com uma alimentação à base de microalgas cultivadas em meios pobres deste elemento. O uso da sílica e a sua relação com os outros fertilizantes serão abordados no item referente à fertilização.

Onde medir?

Água


Uma vez por semana


Coletar água da superfície e do fundo


Fotocolorímetro


Acima de 1 mg/l


Aplicação de metasilicato de sódio - em alguns casos, farelo de arroz

2.9 Ferro O efeito dos metais pesados nos organismos aquáticos ainda é pouco estudado e quase nenhuma fazenda faz monitoramento de metais pesados. O ferro é um importante parâmetro a ser monitorado durante as fundações das fazendas e o seu funcionamento. É comum fazendas apresentarem problemas de ferro nos solos dos viveiros, onde este elemento passa para a água pelo processo de dissolução. Boa parte do ferro presente na água é absorvida pela argila e quelada (entram na composição de complexos orgânicos) pela matéria orgânica. A toxidez do ferro está relacionada, primariamente, com a forma iônica dissolvida (ferro ferroso Fe 2+), muito mais do que com as formas absorvidas, queladas ou complexadas. Uma pequena porcentagem de ferro em muitas águas estuarinas é encontrada na forma iônica, de tal modo que a forte toxidez desses metais geralmente não constitui um problema nos viveiros. O efeito danoso do ferro geralmente está mais relacionado com concentrações elevadas no solo. É comum fazendas construídas em solos arenosos retirarem camadas dessa areia antes da construção dos viveiros. Com isso, o ferro que estava protegido por essa camada entra em contato com a água, aumentando a sua concentração. O ferro parece retirar os carbonatos e bicarbonatos da água, pois viveiros com altos teores de ferro apresentam problemas de baixa alcalinidade e também pH baixo no solo e na água. 23

Em solos argilosos, o ferro também se apresenta em grandes quantidades, ocasionando problemas de acidez e alcalinidade. Em solos orgânicos (manguezal), o problema é ainda maior, pois neles predomina o metabolismo obtido da redução de sulfato, onde existem grandes quantidades de sulfeto - este geralmente não fica livre (precipita-se com o ferro e fica estável). Quando o sulfeto de ferro é oxidado, além de gerar acidez, porque gera H 2SO4 (ácido sulfúrico), libera também ferro livre. Este ferro migra para a água, que vai ter o oxigênio formando o hidróxido de ferro (um colóide), e se acumula na interface do sedimento com ela, no fundo dos viveiros, exatamente onde vivem os camarões (bentônicos). Esses flocos de hidróxido de ferro entopem as brânquias do camarão. Logo, um estudo de perfil do solo se faz necessário antes da construção de uma fazenda. É importante salientar que solos de manguezal são inviáveis para a produção de camarão.

Onde medir?

Água e solo



Na água, uma vez por semana; no solo, a cada mês Na água, de preferência na comporta de despesca; no solo, em pelo menos três pontos por viveiro Fotocolorímetro


Até 0,5 mg/l na água


Aplicação de carbonato de cálcio e renovação de água


2.10 Ácido sulfídrico (H2S) De acordo com Boyd (1990), o ciclo do enxofre encontra-se fortemente influenciado por certos processos biológicos, já que grande parte do enxofre presente na matéria orgânica se encontra dentro das proteínas de origem vegetal e animal. Sob condições anaeróbicas, certas bactérias heterotróficas podem usar sulfato e outros compostos oxidados de enxofre como elétrons receptores terminais, excretando sulfitos, como se demonstra a seguir:

SO42- + 8H+

S2- + 4H2O

Estes íons sulfídricos formam uma parte da reação de equilíbrio do ácido sulfídrico (H2S), qual seja:

H2S = HS- + H+ HS- = S2- + H+

24

O pH regula a distribuição dos sulfitos totais entre as suas diferentes formas (H2S, HS- e S2-). O sulfito de hidrogênio não-ionizado é tóxico para os organismos aquáticos, contudo as formas iônicas não apresentam toxidez acentuada. Uma tabela que mostra a porcentagem de ácido sulfídrico em função da temperatura e do pH encontrase no Apêndice. De acordo com Morales et al (1992), a redução microbiana dos íons sulfatos para sulfetos depende do potencial redox do sedimento e do pH predominante. Não chegam a se produzirem grandes quantidades de sulfetos quando o potencial redox está acima de -150mV ou com valores de pH entre 6,5 e 8,5. O potencial redox é um conceito físico-químico que indica a proporção de substâncias oxidadas (comuns em meios aeróbios) e reduzidas (comuns em meios anaeróbios) de uma solução. Os valores extremos para viveiros muito oxidados são da ordem de 600mV e de -300mV para fundos muito reduzidos (Figura 7). Presença de oxigênio

A partir daqui se forma o H2S

S-2 ← SO4-2

Fe +2 ← Fe+3

CH4 ←CO2

-300 mV -100 Ambiente anaeróbio

+100

+300 Figura 7

Mn+2 ← Mn+4 N2 ← NO3H2O ← O2

+500

+700 mV Ambiente aeróbio

Onde medir?

Água e solo






Fotocolorímetro


Não detectável


Na água, renovação e aeração mecânica; no solo, incremento do oxigênio do fundo, gradeamento no período de entressafra e aplicação de gesso agrícola na preparação 25

2.11 Turbidez Existem dois tipos básicos de turbidez nos viveiros: a que resulta do crescimento do fitoplâncton e a que é ocasionada pelas partículas de sólidos suspensos. Ambas restringem a penetração da luz na água - uma menor quantidade de luz no fundo evita ou limita o crescimento de indesejáveis filamentos de algas aquáticas. Porém, o fundo não deve ser destituído totalmente de luz, pois teremos um ambiente anaeróbio. Assim, o produtor deve estar atento para o “ponto de compensação”. Os viveiros com água transparente contêm pouco fitoplâncton, o que pode significar uma limitada quantidade de alimento natural para o camarão. Em alguns casos de águas transparentes, as algas crescem no fundo dos viveiros (algas bentônicas) e proporcionam alimento natural para o camarão. O ideal é se trabalhar com uma transparência onde se possa ter fitoplâncton e fitobento. Sempre é bom lembrar que viveiros que possuem excesso de fitoplâncton sofrem com déficit de oxigênio, acúmulo de matéria orgânica e variações indesejáveis de parâmetros químicos que causam estresse ao camarão. Em existindo excesso de cianobactérias, ainda há um grande risco de o camarão sofrer com toxinas. A turbidez das partículas de solo suspenso é um problema comum nos viveiros, especialmente nos de água doce com baixas concentrações totais de sólidos dissolvidos. As partículas de argila que entram nos viveiros pela água podem ser suspensas pela ação de ondas, correntes de água geradas por aeradores e organismos aquáticos (viveiros rasos sofrem mais com este efeito). As partículas coloidais de argila têm carga elétrica líquida negativa em suas superfícies - assim repelem-se umas às outras. Muitas vezes, viveiros com turbidez de solo suspenso apresentam água de baixa alcalinidade, podendo causar sujidade nas brânquias do camarão e dificuldade nas trocas gasosas e osmorregulação.

Onde medir?

Água


Uma vez ao dia - entre 12:00 e 13:00h


De preferência na comporta de despesca


Disco de Secchi


40 a 60 cm


Renovação e aplicação de calcário e de fertilizantes químicos inorgânicos, em casos de transparência elevada 26

2.12 Alcalinidade A concentração de bases na água, expressa em miligramas por litro do equivalente de carbonato de cálcio (CaCO 3), é a alcalinidade total. As bases na água incluem hidróxido, amônia, borato, fosfato, silicato, bicarbonato e carbonato, sendo que estas duas últimas são encontradas em concentrações bem maiores do que as demais. As águas com pH superior a 8,3 contêm uma pequena fração de dióxido de carbono livre, tendo um padrão mensurável de acidez. Porém, do ponto de vista da aqüicultura, a acidez mensurável tem pouco interesse quando a água apresenta certa alcalinidade. Praticamente, somente nas águas com pH inferior a 4,5 (sem alcalinidade) o CO 2 presente é incapaz de tornar mais ácidas estas águas. Entretanto, nas águas com presença de ácidos orgânicos ou minerais (ácidos sulfúrico, hidróxido ou nítrico), o pH poderá cair a menos de 4,5. A origem mais comum de acidez mineral em tanques de aqüicultura é o ácido sulfúrico, originado pela oxidação da pirita de ferro (FeS 2). Em águas naturais, o CO 2 é liberado pelos processos respiratórios do fitoplâncton e dos organismos, assim como adicionado da atmosfera por difusão. A remoção do CO2 da água provoca um aumento do pH. Em ambientes de cultivo, onde o fitoplâncton costuma proliferar em grandes quantidades ( blooms algais), o pH pode aumentar bastante devido à liberação de íons hidroxila (OH -), resultantes da hidrólise do bicarbonato realizada pelas células vegetais para obtenção de CO 2. O sistema buffer de bicarbonato evita essas mudanças repentinas de pH. Se a concentração dos íons de hidrogênio aumentar, este irá reagir com bicarbonato para formar CO 2 e água; sendo assim, o equilíbrio é mantido e o pH varia apenas um pouco (Figura 8). pH 9,0

8,0

7,0

06:00 12:00 Hora Figura 8 - Oscilações do pH em viveiros de18:00 cultivo, 24:00 em função06:00 da alcalinidade da água (BOYD, 1995)

Além da importância do efeito tampão na água, a alcalinidade também exerce uma grande influência no equilíbrio dos organismos aquáticos. Viveiros com solos com 27

altas concentrações de ferro e alumínio, possuem níveis de alcalinidade baixos, onde estes reagem com os carbonatos e bicarbonatos, precipitando-os. Com isso, a alcalinidade cai para níveis drásticos e afeta todo o equilíbrio químico da água. Com os níveis de carbonato e bicarbonato baixos, a fotossíntese fica comprometida e o viveiro experimenta uma queda no fitoplâncton. Aumentando a transparência, ocorre também um desequilíbrio iônico afetando a osmorregulação dos camarões. A ecdise (muda) também é afetada com a dificuldade de endurecimento da carapaça.

Onde medir?

Água


Uma vez por semana




Titulação com ácido sulfúrico

Qual o nível ideal? Quais os mecanismos de melhora?

120 - 180 mg/l Aplicação periódica de carbonato de cálcio (CaCO3)

2.13 Salinidade A salinidade é definida como a concentração total de íons dissolvidos na água. Frequentemente a salinidade é expressa em miligrama por litro (mg/l), porém na aqüicultura é mais comum expressá-la em partes por mil (ppt ou ‰). A salinidade da água doce é considerada sempre como zero, entretanto a maioria das águas continentais possui de 0,05 ppt a 1,0 ppt de salinidade. Nas regiões áridas, as águas interiores podem ser altamente salinas. Águas que contêm mais de 0,5‰ de salinidade, geralmente não são adequadas para fins domésticos. A água do mar tem uma salinidade de 30‰ a 35‰, já as águas estuarinas podem variar de cerca de 0‰ a 30‰. Se as águas marinhas ou estuarinas são colocadas dentro de tanques de aqüicultura durante as épocas secas, a evaporação pode incrementar a salinidade. Os íons de sódio, potássio, cálcio, magnésio, cloro, sulfato e bicarbonato são os maiores contribuintes para a salinidade da água (Tabela 1). Também existem na água elementos como o fósforo, nitrogênio inorgânico, ferro, manganês, zinco, cobre, boro, que em pequenas quantidades são essenciais para o crescimento do fitoplâncton.

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Tabela 1 - Concentração típica dos maiores íons (mg/l) em água do mar, salobra e doce ----------------------------------------------------------------------------------Íon Água do mar Água salobra Água doce ----------------------------------------------------------------------------------Cloro 19,000 12,090 6 Sódio 10,500 7,745 8 Sulfato 2,700 995 16 Magnésio 1,350 125 11 Cálcio 400 308 42 Potássio 380 75 2 Bicarbonato 142 156 174 Outros 86 35 4 Total 34,558 21,529 263 --------------------------------------------------------------------------------Fonte: Boyd, 1989. O cultivo de camarão é, na sua maioria, desenvolvido em áreas costeiras planas, onde a água do mar se mistura com a água doce dos rios. As concentrações de salinidade nos rios, canais e gamboas que abastecem os viveiros de camarão são reguladas pelas proporções da mistura de águas salgadas e doces. No inverno, o volume de água dos rios aumenta, influenciando as concentrações de salinidade dos estuários, diminuindo-as. A diminuição da salinidade em si não é um grande problema para o L. vannamei, já que o mesmo apresenta alta capacidade de osmorregulação e se adapta à

salinidade baixa, desde que a alcalinidade e a dureza se mantenham em níveis adequados. O maior problema enfrentado pelos camarões não é a diminuição da salinidade ou da temperatura, mas o aporte de águas fluviais oriundas da lixiviação. Essas águas são ricas em nutrientes, agrotóxicos e metais pesados, o que compromete a qualidade do ecossistema aquático. Mas o principal problema para um mau desenvolvimento zootécnico dos camarões diz respeito ao fato de que, com o grande aporte de água doce nos estuários, ocorre uma descompensação iônica que afeta enormemente a osmorregulação dos camarões. Estes alocam grande parte da energia que usariam para o crescimento e para o sistema imunológico na osmorregulação incessante. Isto causa um estresse no animal, que fica muito mais suscetível a doenças. Além do mais, os níveis de alcalinidade caem, o que acarreta comprometimento também do sistema osmorregulatório e da ecdise. É comum, nesta situação, observar que os camarões “rodam” mais que o normal (às vezes passam até oito dias seguidos). Isto é uma estratégia deles para aumentar o fluxo de água nas brânquias, na tentativa de compensar o déficit de íons. Outro grave problema é a diminuição dos micronutrientes 29

dissolvidos na água, comprometendo o conteúdo das microalgas e afetando a sua qualidade nutricional.

Onde medir?

Água


Uma vez por semana




Refratômetro


15 – 25 ppt


Monitoramento da água do estuário para bombeamento em momento ideal

Os parâmetros descritos não são muito usados no manejo dos viveiros de aqüicultura, porém são bastante usados para estimar a força dos elementos de poluição dos efluentes, sejam urbanos ou ligados ao agronegócio. Em vista das recentes preocupações sobre os efeitos dos efluentes de viveiros nos corpos d’água onde são despejados, é de se esperar que as questões de manejo ambiental se transformem em uma área crítica da aqüicultura. Portanto, os produtores devem estar familiarizados com tais parâmetros, principalmente para mantê-los dentro dos limites aceitáveis pela legislação.

2.14 Clorofila A A clorofila A é um pigmento que auxilia a fotossíntese das algas e é usado como um dos indicadores de produtividade primária, que é uma estimativa da quantidade de matéria orgânica fixada pela fotossíntese. Nos viveiros, o fitoplâncton usualmente representa o maior produtor de matéria orgânica. A produtividade primária corresponde ao aumento de biomassa, em um dado intervalo de tempo, considerando todas as perdas ocorridas no período. Desta maneira, a produção primária é a quantidade de matéria orgânica acrescida pela fotossíntese ou quimiossíntese, de acordo com um intervalo de tempo.

2.15 Demanda Bioquímica de Oxigênio (DBO) A taxa de consumo de oxigênio pelo fitoplâncton e bactérias, numa amostra de água, é medida para determinar a Demanda Bioquímica de Oxigênio. Uma amostra de 30

água bruta ou diluída é incubada no escuro, por cinco dias, a 20 ºC. A perda de Oxigênio Dissolvido na água durante o período da incubação é a DBO. Quanto mais elevada for a DBO, maior será o grau de enriquecimento da água do viveiro com matéria orgânica. A redução do oxigênio a níveis mínimos representa um perigo nos viveiros sem aeração mecânica, quando a DBO excede 20mg/l.

2.16 Sólidos em suspensão Todas as impurezas da água, com exceção dos gases dissolvidos, contribuem para a carga de sólidos presentes nos recursos hídricos e podem ser classificadas de acordo com o seu tamanho e características químicas. Os sólidos suspensos são medidos pesando a quantidade do material retido quando a água passa por um filtro fino.

2.17 Coliformes totais As bactérias coliformes, como a Escherichia coli e os estreptococos fecais (enterococos), que residem no intestino humano, são eliminadas em grandes quantidades, nas fezes do homem e outros animais de sangue quente - uma média de 50 milhões por grama. O esgoto doméstico bruto, geralmente, contém mais de três milhões de coliformes/100ml. Segundo o Ministério da Saúde, os coliformes são definidos como todos os bacilos gram-negativos capazes de crescer na presença de sais biliares ou outros compostos ativos de superfície (surfatantes), com propriedades similares de inibição de crescimento, que fermentam a lactose com a produção de aldeído e gás. Coliformes fecais ou coliformes termolatentes são bactérias do grupo dos coliformes que apresentam uma temperatura de 44,5 ºC, mais ou menos 0,2 por 24 horas (BRASIL, 1990). A contagem de bactérias é dada em Unidades Formadoras de Colônias (UFC) e obtida por semeadura em placa de Petri.

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3 ANÁLISE DE FITO E ZOOPLÂNCTON Com o crescente desenvolvimento da aqüicultura nos últimos anos, estudos e pesquisas que abordam a produção do fito e zooplâncton, em grande escala, são muito relevantes. O plâncton constitui a unidade básica da produção de matéria orgânica nos ecossistemas aquáticos. As zonas de maior riqueza pesqueira no mundo são aquelas onde o plâncton é abundante, uma vez que ele é essencial na dieta de muitos organismos aquáticos, principalmente nas primeiras fazes do cultivo de camarões. A produção controlada de fito e zooplâncton (marinho e de água salobra) já é bem conhecida, principalmente em países como Japão, França, Espanha e Estados Unidos, mas no Brasil são necessários estudos voltados para a produção em larga escala, com a utilização de espécies regionais de fácil obtenção de inóculos. Um dos fatores mais importantes para o sucesso no cultivo de camarões e peixes é a utilização de alimento natural, em especial nos estágios iniciais de desenvolvimento. A necessidade de alimento natural pode ser resolvida pelo cultivo do fito e zooplâncton em instalações especiais designadas para este propósito. Diversos autores têm enfatizado que o alimento vivo, devido ao seu conteúdo de ácidos graxos essenciais e enzimas, é essencial para o crescimento e a sobrevivência dos camarões, principalmente nas fases larval e juvenil.

3.1 Características do fitoplâncton As microalgas, como todos os vegetais, possuem clorofila e outros pigmentos com os quais realizam a fotossíntese. Por meio desse processo, estes organismos produzem matéria orgânica a partir de sais inorgânicos, água e dióxido de carbono, utilizando como fonte de energia a luz solar. A reprodução do fitoplâncton nos viveiros depende, principalmente, dos nutrientes inorgânicos (N, P, Si e K) disponíveis no ambiente. Estes elementos são geralmente escassos na água de captação para abastecimento dos viveiros, sendo necessário fertilizar a água para estimular o desenvolvimento destes organismos, o que deverá concorrer para manter uma boa qualidade da água e incrementar o alimento natural nesses ambientes. A floração de microalgas está relacionada com a freqüência, o tipo e as dosagens dos fertilizantes, bem como com a densidade do animal cultivado. A resposta às fertilizações se dá por meio da coloração da água do viveiro, determinada pela presença de grupos específicos de microalgas. Porém, dependendo da espécie 32

predominante, as florações podem representar um risco para o produtor, como é o caso das florações de cianobactérias. Estas são as principais causadoras da perda da qualidade da água, por reduzirem a transparência ou os níveis de oxigênio na coluna de água e no sedimento dos viveiros com circulação restrita. A predominância das cianobactérias é conseqüência da queda do nitrogênio decorrente da absorção por estas algas. Paralelamente, os níveis de fósforo vão aumentando e a relação Nitrogênio/Fósforo (N/P) diminui, favorecendo ainda mais as cianobactérias. Mesmo com os níveis baixos de nitrogênio, as cianobactérias continuam se proliferando, pois têm a capacidade de absorver nitrogênio atmosférico, sobressaindo-se em relação às outras microalgas. A coloração da água depende dos tipos de pigmentos encontrados nos grupos de microalgas predominantes no ambiente aquático (Tabela 2). Se forem algas verdes (clorofíceas) ou verde-azuladas (cianobactérias), a água terá uma cor esverdeada; se forem algas marrons (diatomáceas e dinoflagelados), a água terá a cor marrom (não confundir com a coloração marrom decorrente do excesso de argila em suspensão). Da mesma forma, os organismos com coloração vermelha, como o ciliado autotrófico Mesodinium rubrum, ou certos dinoflagelados, entre eles a Scrippsiela trochoidea,

tornarão a água vermelha. Portanto, há um desafio constante em manter a água com florações algais de grupos que favorecem uma boa qualidade, tais como as diatomáceas e clorofíceas. Tabela 2 - Principais pigmentos encontrados nas microalgas

Grupos

Nome comum

Pigmentos

Crysophyta

Diatomáceas

Clorofila A e C, e fucoxantina

Pyrrophyta

Dinoflagelados

Clorofila A e C, e fucoxantina

Chorophyta

Clorofíceas

Clorofila A e B

Cyanophyta

Cianobactérias

Clorofila A, ficoeritrina e ficocianina

Euglenophyta

Euglenofíceas

Clorofila A e B

A transparência da água, medida com o disco de Secchi, é uma informação muito importante. Porém, o simples resultado da leitura não é suficiente para indicar a qualidade da água, já que é necessário conhecer o que pode estar interferindo nessa medição. Seria a presença de microalgas? De que espécies? Seriam nocivas ao camarão? Qual a quantidade (cel/ml)? Essa transparência seria resultado da presença maciça do zooplâncton? A análise microscópica do plâncton torna-se, portanto, 33

importante para responder a essas perguntas, principalmente se for feita antes do povoamento do viveiro. Com relação à densidade algal, na Tabela 3 encontram-se indicados os níveis considerados ideais em viveiros semi-intensivos. Os viveiros podem conter predominantemente um grupo de algas indesejáveis ou potencialmente tóxicas que, em concentrações elevadas, podem causar a mortalidade dos camarões por meio de liberação de toxinas, ou propiciar o acúmulo de neurotoxinas e hepatotoxinas na cadeia trófica, como é o caso das cianobactérias. No caso de camarões cultivados em água de baixa salinidade, a floração deste grupo de algas pode provocar gosto e odor desagradáveis na água e nos camarões ( off flavor ).

Tabela 3 - Densidade algal em viveiros semi-intensivos Grupo de algas

Mínimo

Máximo

Diatomáceas

20.000

---

Clorofíceas

50.000

---

Cianobactérias

10.000

40.000

Dinoflagelados

---

500

Algas totais

80.000

300.000

É de suma importância conhecer qual microalga está predominando no ambiente, bem como a sua concentração, para que sejam tomadas medidas quanto à aplicação de fertilizantes ou uso de trocas de água. Este controle evita também o crescimento excessivo de algas, que terá como conseqüência o processo de eutrofização, que vem a ser o aumento nos níveis de matéria orgânica da água em função da maior disponibilidade de nutrientes. Diante do exposto, as fazendas necessitam implementar análises físico-químicas e biológicas para realizar um manejo correto e em tempo real.

3.2 Características do zooplâncton O zooplâncton dos viveiros de camarão é constituído principalmente por Protozoa, Rotífero e Crustácea, este último composto por Copepoda e Cladocera. Apesar de ser pouco monitorado e pouco entendido pelos produtores, o zooplâncton desempenha um importante papel na nutrição e no equilíbrio do ecossistema aquático.

34

3.2.1 Rotíferos São organismos microscópicos, pseudocelomados e com simetria bilateral. Caracterizam-se por possuir uma coroa e um mástax que apresentam uma série de peças que atuam como uma estrutura mastigadora. A reprodução é partenogenética por ovos diplóides. Alguns rotíferos são vivíparos, carregando um ou mais embriões em um oviduto. Em resposta às adversidades das condições ambientais, algumas fêmeas, chamadas míticas, podem produzir ovos haplóides, os quais dão origem aos machos. Os rotíferos são considerados um excelente alimento para larvas de crustáceos e peixes, devido ao pequeno tamanho e ao estímulo sensorial causado por sua constante movimentação na massa de água, além do curto ciclo de vida e do alto valor nutritivo dos mesmos.

3.2.2 Cladoceras Os cladoceras representam um dos grupos mais característicos de águas doces. São popularmente conhecidos como “pulgas d’água”. A maioria apresenta um tamanho entre 0,2 e 3,0 mm (ou mais) e possui cabeça e corpo cobertos por uma dobra de cutícula, a qual estende-se para trás e para baixo, a partir do lado dorsal da cabeça, constituindo uma carapaça bivalva. A reprodução é por partenogênese e o número de ovos varia de dois, como em Chydoridae, a mais de 20, como em Daphidae, os quais são depositados em uma câmara, onde se desenvolvem. Os cladoceras são encontrados em todos os tipos de água doce, mas geralmente os lagos, reservatórios e viveiros contêm uma densidade muito maior do que os rios. A Moina é considerada um gênero de fácil cultivo e possui admiráveis atributos para utilização na aqüicultura, tais como o alto valor nutritivo e a reprodução partenogenética, que permite a obtenção de uma grande população em curto espaço de tempo. Também é vista como uma presa fácil, devido à sua forma e ao diâmetro e pigmentação do seu olho (LAZZARO, 1987).

3.2.3 Copépodes São os microcrustáceos mais importantes no plâncton marinho, mas no plâncton de água doce eles compartilham esta posição com os Cladoceras. Podem ser parasitas ou de vida livre, e compreendem três subordens: Calanoida, Cyclopoida e Haparcticoida. Todas são encontradas em águas doces, marinhas e salobras. Das três 35

subordens, a mais utilizada no cultivo para alimentação de larvas de peixes é a Calanoida. Geralmente, os Cyclopoidas são carnívoros e os Haparcticoidas são detritívoros. A reprodução é do tipo sexuada e o macho é bem menor que a fêmea. Os machos apresentam, na antena, uma musculatura que permite dobrá-la para segurar a fêmea para copulação. Informações sobre alimentação de copépodes, particularmente Calanoidas, indicam que o nanofitoplâncton é a principal fonte de energia existente para estes organismos, sendo que bactérias e detritos podem funcionar como fonte adicional e, às vezes, alternativa.

3.2.4 Protozoas Os protozoas compreendem um grupo com cerca de 15.000 a 20.000 organismos. Cada indivíduo é completo em seus conteúdos, porém são organismos unicelulares. Muitos contêm mais de um núcleo e, geralmente, o protoplasma não é dividido em compartimentos pela membrana celular. Por outro lado, há muitas espécies de protozoários coloniais, e muitos indivíduos são envoltos por uma membrana. Os coloniais geralmente apresentam um núcleo simples. As espécies de protozoários vivem sob diversas condições e obtêm seu alimento de várias maneiras. O modo de vida pode ser livre ou associado a organismos maiores. Podem viver sobre a superfície, chamados de ectozóicos, ou dentro de outros organismos, chamados de endozoóicos. Ambos podem ser comensais, parasitas ou simbióticos. É bem conhecido o papel de destaque que desempenham como consumidores de bactérias, em ambientes ricos em matéria orgânica, reduzindo significativamente a porcentagem da mesma. Também atuam como consumidores de fitoplâncton, podendo, por sua vez, ser consumidos por diferentes espécies de Cladocera, Copepoda e Rotifera, além de serem extremamente eficientes na ciclagem de nutrientes. Em viveiros de camarão que apresentam excesso de matéria orgânica, protozoários parasitas como Vorticella, Zoothamnium e Epstylis causam impregnação nas brânquias, epipodito e carapaça, prejudicando suas funções fisiológicas.

36

4 ANÁLISES PRESUNTIVAS O camarão, a exemplo de outros animais aquáticos, é suscetível a diversas patologias, quase sempre relacionadas a ocorrências de estresses ambientais, razão pela qual a adoção de cuidados sanitários para a manutenção do setor produtivo, dentro dos padrões de sanidade e qualidade, constitui uma ferramenta indispensável no controle e prevenção de doenças. As técnicas para identificação de patógenos, além das técnicas simples como as análises presuntivas, incluem técnicas tradicionais de bacteriologia e histologia e procedimentos complexos baseados em biologia molecular. As análises presuntivas representam a maneira mais viável, do ponto de vista do produtor, para identificar processos patológicos. Essas análises são caracterizadas por técnicas laboratoriais de diagnóstico rápido e consistente, na avaliação de estruturas específicas, mediante a preparação de amostras pela técnica de montagem em fresco de lâminas e sua observação direta através de microscopia. A minimização de danos causados por enfermidades nos camarões cultivados pode ser conseguida através das análises presuntivas, associadas à adoção de uma série de procedimentos de monitoramento que, realizados sistematicamente, funcionam como um eficaz instrumento de prevenção do estresse e dos efeitos adversos de patógenos oportunistas. Essas análises devem ser realizadas seguindo as seguintes etapas:

•

recolhimento das amostras e coleta Devem ser recolhidas amostras semanais em todos os viveiros, a partir da

primeira semana de povoamento. Há coleta de 10 a 20 indivíduos de cada viveiro, através de amostragem dirigida, que consiste no recolhimento de animais moribundos, letárgicos ou que apresentem características externas anormais, indicando a presença de algumas enfermidades.

•

acondicionamento das amostras É fundamental acondicionar as amostras de cada viveiro em baldes separados e

numerados para, em seguida, levá-los ao laboratório, colocando uma mangueira com pedra de aeração em cada um, a fim de manter os indivíduos vivos. O tempo entre a 37

captura e a realização das análises em laboratório não deve exceder o período máximo de duas horas.

•

pesagem do camarão Antes de iniciar as análises, cada indivíduo deve ser pesado e o seu peso será

anotado em planilha.

•

realização das análises visuais É necessário avaliar as estruturas externas - rostro, pleopodos, pereiópodos,

antenas, antênulas, telso e carapaça, buscando sinais de deformações, necroses multifocais, expansão dos cromatóforos, brânquias escurecidas, sinais característicos de opacidade muscular ou qualquer outro sintoma característico de alguma anormalidade.

•

retirada da hemolinfa para avaliação do tempo de coagulação Tal procedimento deve ser realizado com o camarão ainda vivo, de acordo com

os seguintes passos: secar o camarão por inteiro, com a ajuda de um papel-toalha, para que a água não interfira no tempo de coagulação; retirar a hemolinfa através de uma punção entre o cefalotórax e o primeiro segmento próximo ao coração; colocar a hemolinfa sobre uma lâmina de vidro esterilizada até que ocorra a coagulação, de forma gelatinosa, não devendo exceder 20 segundos.

•

preparação das lâminas para análise em fresco Devem ser montadas lâminas contendo as seguintes estruturas: brânquias,

epipodito, intestino anterior e posterior, e hepatopâncreas. Em seguida, com o auxílio de um microscópio binocular, deve-se realizar a varredura em cada estrutura, a fim de buscar sinais que indiquem a presença de enfermidades. Brânquias Levar para observação em microscópio, fazendo uma cuidadosa varredura em toda a porção da brânquia contida na lâmina. Uma brânquia normal deve apresentar as seguintes características: boa formação do arco branquial e de seus lóbulos 38

(ramificações); e ausência de sujeiras, necroses, parasitas epicomensais ou bactérias filamentosas. Epipodito Levar para o microscópio e examinar toda a extensão do epipodito, para identificar sinais clínicos de sujeira, necroses, parasitas, bactérias filamentosas ou características anormais que indiquem a presença de uma enfermidade. Intestino anterior e posterior Levar a lâmina ao microscópio e realizar uma varredura de todo o material nela contido, utilizando as objetivas de 4x e 10x para analisar, quantitativa e qualitativamente, o conteúdo intestinal (presença de ração, alimento natural, detritos etc.), procurando sinais clínicos da presença de protozoários (gregarinas adultas, esporozoítos e gametócitos) e observando a presença de partes ou estruturas de outros camarões (antênulas, antenas, pereiópodos etc.). Hepatopâncreas Observar todo o material contido na lâmina, utilizando as objetivas de 4x e 10x para analisar, primeiramente, o preenchimento dos túbulos do hepatopâncreas, determinando o grau de lipídios para avaliação do estado nutricional dos animais analisados. Após a determinação do grau de lipídios, deve-se observar os túbulos do hepatopâncreas, a fim de procurar sinais de deformação, atrofias, enrugamentos, necroses, espessamento das paredes ou qualquer outro sintoma que caracterize uma possível enfermidade, tais como NHP, vibriose ou enterite hemocítica.

•

preenchimento da planilha com os dados obtidos Todos os dados obtidos nas análises presuntivas devem ser anotados em uma

planilha que, posteriormente, será arquivada para auxiliar o monitoramento contínuo da evolução da sanidade dos camarões cultivados durante o ciclo de produção. A planilha deve ser padronizada, contendo espaços para preenchimento de data, horário, número do viveiro e tudo que foi analisado, desde as avaliações visuais até a análise microscópica das estruturas.

39

•

avaliação dos dados para elaboração do diagnóstico O processo de diagnóstico tem duas categorias interativas: a detecção e a

priorização de agentes quanto à contribuição relativa ao surto de uma doença. Depois das observações em cada estrutura, deve-se estabelecer uma avaliação quanto à incidência ou extensão do problema, a fim de diagnosticar a ausência ou o estágio da patogenia específica, o que irá permitir a determinação do grau de infestação. Alguns estágios a considerar na avaliação: - G-0 = características normais sem indícios de enfermidade; - G-1 = apenas presença ou indícios iniciais do problema; - G-2 = manifestação, de leve a moderada, do problema (casos em que já se recomenda algum tratamento específico); - G-3 = manifestação moderada do problema (grau em que já é necessário ter cautela e estabelecer tratamento o quanto antes); - G-4 = manifestação severa do problema que, dependendo do caso, não é mais passível de tratamento.

•

realização de uma nova amostragem A nova coleta deve ser realizada caso os indivíduos de um determinado viveiro

analisado apresentem características de leve a moderada (G-2 ou G-3) de alguma enfermidade específica. A amostra deve ser coletada aleatoriamente e com um número maior de indivíduos - entre 30 e 50, para que se possa determinar o percentual de incidência de camarões afetados pela enfermidade e traçar critérios de tratamento.

•

envio das amostras para análises confirmatórias Caso a segunda avaliação demonstre um percentual acima de 10% de indivíduos

afetados com uma enfermidade específica mais relevante (IMNV, IHHNV, NHP, vibriose, enterite hemocítica, entre outras), deve-se enviar amostras deles para um laboratório especializado, a fim de realizar análises confirmatórias através de técnicas moleculares e histopatológicas.

40

5 ANÁLISES MOLECULARES Este capítulo foi extraído da dissertação de mestrado de Robert Lenoch “Avaliação do risco epidemiológico da carcinicultura catarinense usando como modelos a Síndrome de Taura e a doença da mancha branca”, do Programa de Mestrado Acadêmico em Ciência e Tecnologia Ambiental, da Universidade do Vale do Itajaí.

5.1 Procedimentos para amostragem As amostras podem ser coletadas de acordo com três finalidades: vigilância sanitária, certificação sanitária ou controle de reprodutores, e diagnóstico da doença. O número e o tipo de amostra para análise irão variar segundo a finalidade do exame.

5.2 Diagnóstico em situação de doença Quando há ocorrência da doença clínica, deve-se ter o cuidado de selecionar espécimes com lesões significativas de animais vivos ou moribundos. Todos os esforços devem ser feitos para a coleta de amostras de todas as espécies suscetíveis à doença, tanto de indivíduos moribundos como também com sintomas clínicos. A coleta de espécimes mortos deve ser evitada. Quando crustáceos nativos apresentarem sinais clínicos de uma doença com características listadas como de notificação obrigatória pela OIE, deve-se coletar amostras de todas as espécies para garantir ações de preservação e um diagnóstico antecipado. É aconselhável um número mínimo de espécimes a serem coletados para teste de diagnóstico: 100 ou mais para estágios larvais, 50 para estágios pós-larvas e 10 se forem juvenis ou adultos. O número de amostras com a doença clínica deve ser grande, a fim de poder observar a cuidadosa seleção dos pontos de coleta e a qualidade dos espécimes.

5.3 Diagnóstico em crustáceos assintomáticos Quando amostras são coletadas para vigilância sanitária, é necessária a realização de testes com animais assintomáticos para a prevenção de doenças ou a certificação “livre de patógenos específicos” (SPF - Specific Pathogen Free). O tamanho da amostra a ser coletada será determinado por uma tabela estatística - o mínimo 41

previsto para teste deve confirmar que o espécime infectado está presente na amostra (95%), assumindo um mínimo de prevalência da infecção igual ou maior que 2,5 (10%).

Tamanho das amostras baseadas na prevalência do patógeno em uma população (OIE, 2003) Tamanho da

Tamanho da amostra necessária para a prevalência em número de

população

indivíduos 2%

5%

10 %

20 %

30 %

40 %

50 %

50

50

35

20

10

7

5

2

100

75

45

23

10

9

7

6

250

110

50

25

10

9

8

7

500

130

55

26

10

9

8

7

1.000

140

55

27

10

9

9

8

1.500

140

55

27

10

9

9

8

2.000

145

60

27

10

9

9

8

4.000

145

60

27

10

9

9

8

10.000

145

60

27

10

9

9

8

>/=100.000

150

60

30

10

9

9

8

Para a vigilância sanitária e a certificação de doenças de notificação obrigatória, as amostras dos locais de cultivo ou de estoques selvagens devem conter um número apropriado de espécimes, a serem testados de acordo com a tabela anterior. O teste para uma prevalência mínima de 2% é recomendado. Para a lista de doenças de notificação obrigatória da OIE, é aconselhável que o planejamento de amostragem deva ser bem executado, de forma que a época de amostragem esteja de acordo com a fase de crescimento dos crustáceos, em particular quando o patógeno é mais provável de ser descoberto. Isto é importante quando os métodos de diagnóstico dependem de simples microscópios ou de métodos histológicos e não incluem métodos moleculares. Para baculoviroses (BP, MBV e BMV), larvas e pós-larvas são amostras mais apropriadas; para TSV, WSSV e YHV, juvenis e subadultas são amostras melhores; e para “crayfish plague”, juvenis e adultas são amostras superiores. No caso de diagnósticos de infecções assintomáticas, quando se

42

pressupõe a presença do patógeno, o número de amostras deverá refletir que a prevalência excederá 5%.

5.4 Conservação de amostras para testes moleculares Para diagnósticos de rotina por PCR, RT-PCR ou “dot-blot” com provas de DNA, as amostras devem preservar os ácidos nucléicos dos patógenos.

5.5 Tipos de amostras As amostras coletadas para provas de DNA ou anticorpos devem ser guardadas em sacos plásticos ou frascos novos, com a intenção de minimizar o risco potencial de contaminação com outras amostras de locais, tanques ou lotes diferentes. É necessário sempre usar material de primeiro uso. As amostras devem ser identificadas por local e data de coleta. Alguns procedimentos para preservação e transporte de amostras:

•

elas podem ser processadas no campo ou enviadas para laboratório - o melhor método para processamento;

•

elas devem ser coletadas com agulha e seringa, puncionando o sinus ventral ou a parede lateral do corpo do animal;

•

os espécimes devem ser transportados para laboratório em até 24 horas. Os sacos plásticos devem ser acondicionados em meio ao gelo, em quantidade suficiente para manter a temperatura, ou em caixas de material isotérmico (isopor);

•

os espécimes devem ser selecionados de acordo com o diagnóstico ou a vigilância sanitária, e rapidamente congelados no campo, usando gelo seco triturado ou freezer (temperatura de -18 ºC a -20 ºC). No transporte para o laboratório, as amostras devem ser levadas em caixas isotérmicas contendo gelo;

•

em locais onde o uso de gelo ou freezer for problemático, pode-se utilizar etanol (90% - 95%) para conservação, estocagem e transporte;

•

os tecidos usados para amostra são obtidos da hemolinfa de crustáceos inteiros (menores que 2 g a 3 g - os crustáceos maiores devem ter tecidos que não irão ser usados para testes). Essas amostras devem ser acondicionadas em embalagens individuais para transporte.

43

6 PLANO DE MONITORAMENTO AMBIENTAL De acordo com a Resolução Conama nº 312, de 10 de outubro de 2002, as fazendas de cultivo de camarões marinhos devem realizar monitoramento de seus afluentes e efluentes, com o objetivo de avaliar possíveis alterações na qualidade da água utilizada na sua produção. Nos Estados de Pernambuco e Santa Catarina, o Plano de Monitoramento Ambiental foi elaborado pelo órgão ambiental estadual e pelo setor produtivo, e ambos prevêem análises quinzenais dos parâmetros físico-químicos de qualidade da água em pelo menos três viveiros de cada propriedade. Dessa forma, as análises realizadas para o monitoramento hidrobiológico têm dois objetivos principais: servir de ferramenta para o manejo dos cultivos e servir para a elaboração do PMA. A cada duas semanas este manual será preenchido com uma nova bateria de dados, obtidos das análises nas fazendas. Ao final do cultivo, o conjunto dessas planilhas comporá o Plano de Monitoramento Ambiental da fazenda. A Faepe e a sua Comissão de Carcinicultura, juntamente com a CPRH, têm somado esforços para legalizar e fiscalizar as fazendas de Pernambuco. O resultado dessa parceria é a legalização

de

uma

grande

parte

das

fazendas.

44

APÊNDICE

45

FICHA DE AVALIAÇÃO DE DADOS HIDROBIOLÓGICOS

EMPREENDIMENTO:

COMENTÁRIOS

DATA: Parâmetros Amônia Nitrito Nitrato Nitrogênio total Ortofosfato N/P Sílica Ferro Sulfeto pH Alcalinidade Salinidade Oxigênio Transparência Temperatura Material em susp. Clorofila A DBO Coliformes totais Matéria orgânica Carbono orgânico C/N Víbrios Microalgas

Unidade mg/l mg/l mg/l mg/l mg/l mg/l mg/l mg/l H+ mg/l g/l mg/l cm °C mg/l ----mg/l NMP/100ml % % mg/l UFC -----

Tabela 1 - Variações aceitáveis de concentração dos principais parâmetros nas águas de viveiros de aqüicultura Parâmetro Concentração desejada Temperatura 26-32 °C ≥ 5,0 mg/l Oxigênio pH 7,0~9,0 Transparência 40~60 cm Salinidade 15-25 ppt Amônia < 0,3 mg/l (não ionizável) Nitrito < 0,3 mg/l Nitrato 0,2~20 mg/l Ortofosfato < 0,4 mg/l ≥ 2,0 mg/l Sílica Ferro < 0,5 mg/l Sulfeto Não detectável ≥ 120 mg/l Alcalinidade Relação N/P 10-15: 1 Matéria orgânica 2~ 4% C/N 5-10:1 Status de microalgas Diatomáceas (predomínio) Tabela 2 - O efeito do pH em peixes e crustáceos de viveiro pH Efeito

Tabela 1 - Variações aceitáveis de concentração dos principais parâmetros nas águas de viveiros de aqüicultura Parâmetro Concentração desejada Temperatura 26-32 °C ≥ 5,0 mg/l Oxigênio pH 7,0~9,0 Transparência 40~60 cm Salinidade 15-25 ppt Amônia < 0,3 mg/l (não ionizável) Nitrito < 0,3 mg/l Nitrato 0,2~20 mg/l Ortofosfato < 0,4 mg/l ≥ 2,0 mg/l Sílica Ferro < 0,5 mg/l Sulfeto Não detectável ≥ 120 mg/l Alcalinidade Relação N/P 10-15: 1 Matéria orgânica 2~ 4% C/N 5-10:1 Status de microalgas Diatomáceas (predomínio) Tabela 2 - O efeito do pH em peixes e crustáceos de viveiro pH Efeito <4,5 Ponte de morte ácida 4,5-5 Não há reprodução 5-6,5 Crescimento lento 6,5-9 Melhor crescimento 9-10 Crescimento lento ≥10 Ponte de morte básica

Tabela 3 - Influência das concentrações de Oxigênio Dissolvido em espécies de viveiros de aqüicultura Concentração OD Efeito Menor 1ou 2 mg/l Letal se a exposição durar mais que algumas horas Crescimento lento se a exposição ao baixo nível de OD é 2 ~ 5 mg/l contínua Melhor condição para um bom crescimento 5 ~ saturação Acima saturação Normalmente não há problemas (se menor que 200%)

Tabela 4 - Porcentagem de amônia não-ionizada em diferentes valores de pH e temperatura Temperatura

pH

(oC)

6,0

6,5

7,0

7,5

8,0

8,5

9,0

9,5

10,0

15

0,0274

0,0865

0,273

0,859

2,67

7,97

21,5

46,4

73,3

16

0,0295

0,0933

0,294

0,925

2,87

8,54

22,8

48,3

74,7

17

0,0318

0,101

0,317

0,996

3,08

9,14

24,1

50,2

76,1

18

0,0343

0,108

0,342

1,07

3,31

9,78

25,5

52,0

77,4

19

0,0369

0,117

0,368

1,15

3,56

10,5

27,0

53,9

78,7

20

0,0397

0,125

0,396

1,24

3,82

11,2

28,4

55,7

79,9

21

0,0427

0,135

0,425

1,33

4,10

11,9

29,9

57,5

81,0

22

0,0459

0,145

0,457

1,43

4,39

12,7

31,5

59,2

82,1

23

0,0493

0,156

0,491

1,54

4,70

13,5

33,0

60,9

83,2

24

0,0530

0,167

0,527

1,65

5,03

14,4

34,6

62,6

84,1

25

0,0569

0,180

0,566

1,77

5,38

15,3

36,3

64,3

85,1

26

0,0610

0,193

0,607

1,89

5,75

16,2

37,9

65,9

85,9

27

0,0654

0,207

0,651

2,03

6,15

17,2

39,6

67,4

86,8

28

0,0701

0,221

0,697

2,17

6,56

18,2

41,2

68,9

87,5

29

0,0752

0,237

0,747

2,32

7,00

19,2

42,9

70,4

88,3

30

0,0805

0,254

0,799

2,48

7,46

20,3

44,6

71,8

89,0

2

Tabela 5 - Solubilidade do oxigênio (mg/l) em função de temperatura e salinidade Temperatura

Salinidade (ppt)

(oC)

0

5

10

15

20

25

30

35

40

15

10,0

9,7

9,4

9,1

8,9

8,6

8,3

8,1

7,8

16

9,8

9,5

9,2

9,0

8,7

8,1

8,2

7,9

7,7

17

9,6

9,3

9,0

8,8

8,5

8,3

8,0

7,8

7,5

18

9,4

9,1

8,9

8,6

8,3

8,1

7,9

7,6

7,4

19

9,2

8,9

8,7

8,4

8,2

7,9

7,7

7,5

7,3

20

9,0

8,8

8,5

8,3

8,0

7,8

7,6

7,3

7,1

21

8,9

8,6

8,3

8,1

7,9

7,6

7,4

7,2

7,0

22

8,7

8,4

8,2

8,0

7,7

7,5

7,3

7,1

6,9

23

8,5

8,3

8,0

7,8

7,6

7,4

7,2

6,9

6,7

24

8,4

8,1

7,9

7,7

7,4

7,2

7,0

6,8

6,6

25

8,2

8,0

7,7

7,5

7,3

7,1

6,9

6,7

6,5

26

8,0

7,8

7,6

7,4

7,2

7,0

6,8

6,6

6,4

27

7,9

7,7

7,5

7,3

7,1

6,9

6,7

6,5

6,3

28

7,8

7,5

7,3

7,1

6,9

6,7

6,6

6,4

6,2

29

7,6

7,4

7,2

7,0

6,8

6,6

6,5

6,3

6,1

30

7,5

7,3

7,1

6,9

6,7

6,5

6,3

6,2

6,0

31

7,4

7,2

7,0

6,8

6,6

6,4

6,2

6,1

5,9

32

7,2

7,0

6,9

6,7

6,5

6,3

6,1

6,0

5,8

33

7,1

6,9

6,7

6,6

6,4

6,2

6,1

5,9

5,7

34

7,0

6,8

6,6

6,5

6,3

6,1

6,0

5,8

5,6

35

6,9

6,7

6,5

6,4

6,2

6,0

5,9

5,7

5,6

Fonte: Vinatea, 2004.

Tabela 6 - Porcentagem de ácido sulfídrico não-ionizado (H 2S) em solução aquosa em função de pH e temperatura Temperatura pH 6,0 6,5 7,0 7,5 8,0 8,5 9,0

16 93,2 81,2 57,7 30,1 12,0 4,1 1,3

18 92,8 80,2 56,2 28,9 11,4 3,9 1,3

20 92,3 79,2 54,6 27,5 10,7 3,7 1,2

22 92,0 78,1 53,0 26,3 10,1 3,4 1,1

24 91,4 77,0 51,4 25,0 9,6 3,2 1,0

26 90,8 75,8 49,7 23,8 9,0 3,0 1,0

28 90,3 74,6 48,2 22,7 8,5 2,9 0,9

30 89,7 73,4 46,6 21,6 8,0 2,7 0,9

32 89,1 72,1 45,0 20,6 7,6 2,5 0,8

3

Tabela 7 - Concentrações aproximadas de fertilizantes comuns Substância N% P% K 2O Uréia 45 0 0 Nitrato de cálcio 15 0 0 Nitrato de sódio 16 0 0 Nitrato de amônia 33 0 0 Sulfato de amônia 21 0 0 Superfosfato 0 16 0 Superfosfato triplo 0 46 0 Monoamônio fosfato 11 48 0 Diamônio fosfato 18 48 0 Amônio polifosfato 10-13 34-37 0 Muriato de potassa 0 0 60

4

CIANOFÍCEAS

5

CLOROFÍCEAS

6

DIATOMÁCEAS

7

EUGLENOFÍCEAS

8

Manual de Analises Carcinicultura

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