RESISTENCIA A LOS ANTIMICROBIANOS Dra. Emilia Cercenado Mansilla Servicio de Microbiología Hospital General Universitario “Gregorio Marañón” Madrid. España.
RESISTENCIA INTRÍNSECA Y RESISTENCIA ADQUIRIDA. Los antimicrobianos son sustancias naturales, sintéticas o semisintéticas, que inhiben a concentraciones bajas el crecimiento de bacterias, hongos o virus. Su utilización a lo largo de los años ha reducido la mortalidad debida a las enfermedades infecciosas, pero no la prevalencia de las mismas, ya que tanto su uso como su abuso han hecho que los microorganismos hayan evolucionado desarrollando mecanismos de resistencia que impiden la actuación de estos fármacos, y que en consecuencia conducen a fallos terapéuticos. En efecto, uno de los factores que limita la utilización de los antimicrobianos es la presencia de mecanismos de resistencia en el microorganismo. Un microorganismo es sensible a la acción de un antimicrobiano cuando se inhibe su crecimiento o se produce la muerte celular. Por el contrario, la resistencia implica la ausencia del efecto inhibitorio o letal. Los mecanismos de resistencia surgen como un proceso de adaptación natural de los microorganismos a la acción inhibitoria o letal de los antimicrobianos, y el conocimiento de los mecanismos bioquímicos de resistencia ayuda tanto a la detección de los fenotipos de resistencia in vitro, como al diseño de nuevos antimicrobianos. La resistencia bacteriana puede ser intrínseca o adquirida. Se habla de resistencia intrínseca cuando la concentración mínima inhibitoria de un antibiótico frente a esa especie bacteriana es superior a la que inhibe normalmente a otras bacterias de características similares. Esto puede deberse a las características del antimicrobiano o de la bacteria que impiden el acceso normal del fármaco al lugar específico de acción, a modificaciones naturales de la diana de acción o cuando toda una población bacteriana produce de modo natural un mecanismo de resistencia. La resistencia intrínseca es por tanto especie o género específica y delinea el espectro de actividad del antibiótico. Un ejemplo de resistencia intrínseca, es la que presentan las enterobacterias a la vancomicina y a la eritromicina. El gran tamaño de estas moléculas impide su acceso a través de la pared celular bacteriana de modo que la vancomicina no puede actuar sobre los residuos D-alanil-D-alanina de los péptidos de la membrana y la eritromicina tampoco sobre la subunidad 50S del ribosoma bacteriano. Otro ejemplo sería el de la resistencia de los enterococos a las cefalosporinas, debido a que sus proteínas fijadoras de penicilinas (PBPs) tienen baja afinidad por estos beta-lactámicos, y en consecuencia no pueden ejercer su acción. No debe confundirse la resistencia intrínseca con la resistencia natural o resistencia constitucional que implica la insensibilidad de la bacteria por carecer de la estructura sobre la cual ha de actuar el antibiótico. Un ejemplo de ello es el de la resistencia de las bacterias grampositivas a la polimixina. Este antibiótico actúa sobre la membrana externa de los microorganismos gramnegativos, estructura ausente en las bacterias grampositivas. En contraposición al concepto de resistencia intrínseca está el de resistencia adquirida, que implica el desarrollo o adquisición de un mecanismo de resistencia en un microorganismo que carece de él, y por tanto, solamente estará presente en ciertas cepas o ciertas especies de un género. La resistencia adquirida puede producirse por la mutación de genes cromosómicos ya existentes, por la adquisición de material genético ajeno (plásmidos o transposones) o por la mutación del material genético adquirido. Los mecanismos de resistencia pueden ser específicos de un solo antimicrobiano o afectar a más de un fármaco, bien de la misma familia o a varios
antimicrobianos estructuralmente no relacionados entre sí. Los ejemplos del primer caso no son frecuentes, y entre ellos destaca la resistencia a cloranfenicol por la producción del enzima cloranfenicol-acetil transferasa, o la resistencia debida a la fosfotransferasa APH(3”) que afecta exclusivamente a la estreptomicina y no a otros aminoglucósidos. Sin embargo, es más frecuente que la resistencia afecte a varios antimicrobianos de una misma familia, a lo que se denomina resistencia cruzada. Por ejemplo, la resistencia de E. coli a las aminopenicilinas por la producción de la beta-lactamasa TEM-1 afecta también a las carboxipenicilinas y a las ureidopenicilinas, y la resistencia de Staphylococcus aureus a la meticilina por la producción de una proteína fijadora de penicilina modificada (PBP2a) afecta a todos los antibióticos betalactámicos. A algunos microorganismos se les denomina multirresistentes o con resistencia múltiple a los antimicrobianos. Este término se refiere a aquellos aislados que presentan resistencia a dos o más antibióticos de diferente familia. Un ejemplo de microorganismos multirresistente es nuevamente S. aureus, ya que la mayoría de los aislados resistentes a la meticilina, y por tanto a todos los beta-lactámicos, incluyendo las carbapenemas, lo suelen ser también a los aminoglucósidos, quinolonas y macrólidos. Por último, existen algunos mecanismos de resistencia que afectan a más de un grupo de antimicrobianos. Este caso particular de multirresistencia se denomina resistencia pleiotrópica. Un ejemplo característico son los mecanismos relacionados con la expulsión de los antibióticos una vez que atraviesan la pared celular y la membrana citoplasmática y antes de que accedan a su diana de acción. Algunos de estos sistemas, como el denominado mexA-mexB-OprM de Pseudomonas aeruginosa, afectan a las tetracicilinas, fluoroquinolonas, cloranfenicol y antibióticos beta-lactámicos. La selección de cepas con resistencia pleiotrópica puede tener una gran importancia epidemiológica, ya que implica a varios tipos de antimicrobianos y supone una reducción notable de las opciones terapéuticas en el tratamiento de las infecciones producidas por estos microorganismos.
MECANISMOS BIOQUIMICOS DE RESISTENCIA A ANTIMICROBIANOS. Para que un antimicrobiano pueda ejercer su acción ha de acceder a su lugar específico de actuación, interaccionar con las dianas (estructuras esenciales para el desarrollo bacteriano), e inhibir eficazmente su función. Las bacterias han desarrollado distintos mecanismos para resistir a la acción de los antimicrobianos de diversas formas: a) impidiendo el acceso del antimicrobiano al lugar específico de acción, b) eliminando o expulsando el antibiótico para evitar que pueda acceder a su diana, c) inactivando o modificando la estructura química del antimicrobiano, d) alterando o hiperproduciendo la diana de acción, y e) desarrollando vías metabólicas alternativas que suplan la inhibida por el antibiótico. Los cuatro primeros mecanismos pueden ser debidos a mutaciones cromosómicas o mediados por plásmidos, mientras que el último se suele producir por la acquisición de plásmidos o transposones.
a) Alteración de la permeabilidad. La membrana celular bacteriana es la primera barrera que debe superar el antimicrobiano para ejercer ejer cer su acción. La diferente estructura de la membrana de las bacterias grampositivas y gramnegativas explica ya las diferencias de actividad de algunos antibióticos frente a estos microorganismos. Por otra parte, los antibióticos pueden penetrar al interior celular por difusión pasiva, por transporte específico, por transporte activo dependiente de energía o a través de canales (porinas) en las bacterias gramnegativas y cualquier alteración en estos mecanismos puede conducir a resistencia. En el primer caso es difícil alterar este proceso, ya que esto afectaría a la viabilidad celular por implicar cambios en la estructura de la membrana celular que podrían ser letales para la bacteria. El transporte específico, necesita una proteína transportadora que suele tener una función fisiológica en la bacteria y que además se aprovecha para el transporte de algún antimicrobiano, por lo que la modificación de este
transportador afecta a la entrada del antibiótico. Tal es el caso de la fosfomicina, que penetra en la bacteria aprovechando el sistema de transporte de la glucosa-6 fosfato. Si este sistema se modifica, la acción de la fosfomicina se ve afectada. El transporte dependiente de energía es más complejo y está regulado por un gradiente electroquímico de protones. La alteración de este sistema, que supone una afectación en la estructura de la membrana citoplasmática, es uno de los mecanismos de resistencia a los animoglucósidos, ya que se reduce el potencial de energía y no se logra un transporte eficaz del aminoglucósido. Por último, en los microorganismos gramnegativos la entrada de algunos antibióticos se facilita por la presencia de canales específicos denominados porinas, canales que utilizan los beta-lactámicos. En las enterobacterias, la pérdida o la disminución del número de copias de la porina OmpF reduce la sensibilidad a ciertos beta-lactámicos, mientras que en P. aeruginosa, la pérdida de la porina OprD, conduce a la resistencia a imipenem. El nivel de resistencia que confieren las alteraciones de la permeabilidad no suele ser elevado, y cuando se produce, afecta a antimicrobianos no relacionados entre sí. Aunque la mayoría de los problemas de permeabilidad se deben a mutaciones en genes cromosómicos que se pueden producir durante el tratamiento antimicrobiano, se ha demostrado que en el caso de la resistencia a cloranfenicol y a las tetracilinas por modificaciones en el transporte la codificación genética está en elementos transferibles.
b) Expulsión del antimicrobiano. La eliminación del antimicrobiano antes de que pueda acceder a su diana de acción es un mecanismo de resistencia dependiente de energía. En la mayoría de las ocasiones la energía se obtiene de las diferencias de potencial en la membrana aunque en otras depende del ATP. Se han descrito varios sistemas de expulsión o bombeo en los que participan distintas proteínas de membrana especializadas. En condiciones normales y en ausencia de antibióticos, estas proteínas tienen una función fisiológica de destoxificación y eliminación de sustancias metabólicas. Algunos de estos sistemas producen resistencias pleiotrópicas que afectan a distintas clases de antimicrobianos, como beta-lactámicos, quinolonas, tetraciclinas, cloranfenicol e incluso a compuestos de amonio cuaternario como antisépticos y desinfectantes. La coexistencia de alteraciones en las porinas de entrada con un sistema eficaz de expulsión eleva notablemente los niveles de resistencia a los antimicrobianos, ya que es menor la cantidad de antibiótico a expulsar. El modelo de bomba de expulsión más conocido es el mexA-mexB-OprM, descubierto en P. aeruginosa y que confiere resistencia a las tetraciclinas, cloranfenicol, fuoroquinolonas y a algunos betalactámicos. Este sistema participa en el transporte al exterior de la pioverdina, compuesto que actúa como sideróforo. Los determinantes genéticos de estos sistemas de expulsión activa pueden localizarse tanto en plásmidos como en el cromosoma bacteriano.
c) Inactivación o modificación enzimática. Estos mecanismos suelen ser muy específicos, y afectan a una sola familia de antibióticos e incluso a un único antibiótico, ya que es necesario un reconocimiento del substrato por parte del enzima, lo que conduce a una acción hidrolítica o modificación de la estructura química del antibiótico. Los enzimas implicados en este mecanismo de resistencia pueden ser hidrolasas, fosfotransferasas, adeniltransferasas y acetilasas. Las hidrolasas suelen actuar en la superficie de la bacteria, ya sea en el periplasma (bacterias gramnegativas) o en el exterior (bacterias grampositivas), como ocurre con las beta-lactamasas, enzimas que hidrolizan el anillo beta-lactámico, o las esterasas, que abren el anillo lactónico de la eritromicina. Por el contrario, el resto de las enzimas ejercen su efecto en el citoplasma, aunque se suelen situar en la membrana
citoplasmática. Las fosfotransferasas y adeniltransferasas necesitan una fuente de grupos fosfato y adenilo, respectivamente, procedente del ATP. En el caso de los aminoglucósidos, los grupos transferidos se unen covalentemente a radicales hidroxilo. Las acetilasas transfieren grupos acetilo del acetil Co-A a grupos amino en los aminoglucósidos o hidroxilo en el cloranfenicol. Asimismo, se han descrito fosfotransferasas que afectan a los macrólidos y a la rifampicina, y adeniltransferasas que actúan sobre las lincosamidas. El grado de resistencia que confieren estas enzimas es variable y depende de diferentes factores, y sus determinantes genéticos son de naturaleza cromosómica y plasmídica, y con relativa frecuencia, también se asocian a transposones, razón por la cual algunas de estas enzimas están muy difundidas, particularmente las betalactamasas, las enzimas modificantes de aminoglucósidos y la cloranfenicol-acetil transferasa.
d) Modificación o hiperproducción de la diana de acción. La mayoría de los antibióticos ejercen su acción al unirse específicamente a diferentes proteínas que forman parte de procesos esenciales para la supervivencia de la bacteria. En los mutantes resistentes, la modificación de estas proteínas puede afectar a su afinidad por el antibiótico pero sin interferir con su funcionalidad. En la mayoría de los mutantes es suficiente un solo cambio de un aminoácido en la proteína para que se produzca este efecto. Las proteínas que se pueden modificar son las proteínas ribosómicas, la alteración de los precursores de la pared celular y la modificación de enzimas esenciales. La modificación de las proteínas ribosómicas confiere resistencia a los aminoglucósidos, tetraciclinas, cloranfenicol, macrólidos y lincosamidas, por lo que se impide la acción de todos estos antimicrobianos como inhibidores de la síntesis de proteínas. Ejemplos de este tipo de resistencia son la resistencia a estreptomicina de Mycobacterium tuberculosis , la resistencia a eritromicina de estafilococos, estreptococos, enterococos y algunos microorganismos anaerobios y la resistencia a tetraciclina en microorganismos grampositivos, gramnegativos e incluso Micoplasma y Ureaplasma. Respecto a la alteración de los precursores de la pared celular, en el género Enterococcus, la síntesis de depsipéptidos con un residuo terminal D-alanina-D-lactato, en vez de los péptidos habituales del péptido glicano terminados en D-alanina-Dalanina, afecta a la unión de vancomicina y teicoplanina con estos precursores de la pared. Este mecanismo de resistencia tiene gran importancia epidemiológica, ya que los enterococos presentan resistencia intrínseca a múltiples antimicrobianos y los glicopéptidos son una de la pocas opciones terapéuticas para el tratamiento de las infecciones producidas por estos microorganismos. En cuanto a las enzimas esenciales que participan en distintos procesos del metabolismo bacteriano y que son diana de múltiples antimicrobianos, su modificación puede dar lugar a la resistencia a betalactámicos, quinolonas, sulfamidas, trimetoprim, rifampicina y novobiocina. La alteración de las PBPs, proteínas que catalizan la síntesis del péptido glicano, determina resistencia a los beta-lactámicos. Este mecanismo es más importante en las bacterias grampositivas que en las gramnegativas, y tiene particular importancia en Streptococcus pneumoniae y Enterococcus, en las que determina resistencia a penicilina, y en S. aureus, que le confiere resistencia a todos los beta-lactámicos. Las mutaciones en gyrA o gyrB, genes responsables de la síntesis de las dos subunidades del enzima ADNgirasa, afectan a su afinidad por las quinolonas. La resistencia de Mycobacterium tuberculosis a la rifampicina se debe a mutaciones en el gen rpoβ , responsable de la síntesis de la subunidad β de la ARN- polimerasa. polimerasa.
La resistencia a sulfamidas y a trimetoprim puede deberse a la presencia de enzimas modificadas, dihidropteroato sintetasa y dihidrofolato reductasa, respectivamente. Sin embargo, el incremento en la síntesis de enzimas no modificadas puede dar lugar a una inhibición parcial de estas enzimas por parte del antibiótico y la consiguiente aparición de resistencia. Esta mayor producción de la diana también se ha observado en Enterococcus, en el que también la hiperproducción de PBPs puede contribuir a su resistencia a la ampicilina. Por último, existen mutantes que son resistentes y dependientes a la vez de un antibiótico determinado y que sólo son capaces de desarrollarse en presencia del antibiótico. Este hecho puede explicarse por la producción de dianas alteradas que solamente son funcionales cuando se modifican por el antibiótico. Entre éstas están algunas cepas de Enterococcus dependientes de vancomicina o de M. tuberculosis dependientes de estreptomicina.
e) Desarrollo de vías metabólicas alternativas. Este mecanismo de resistencia se produce en mutantes auxótrofos que dependen del aporte de substratos para la síntesis de productos que normalmente se obtienen a través de vías metabólicas en las que participan las enzimas que inhiben los antibióticos. Por ello, el microorganismo es capaz de crecer a pesar de la inhibición enzimática ejercida por el antibiótico. Un ejemplo clásico es la resistencia a trimetoprim en bacterias dependientes de timina. Los microorganismos son capaces de sintetizar timidilato por el aporte externo de timina por una vía biosintética en la que actúa una timidina fosforilasa y una timidina quinasa que produce timidina, en vez de acudir a la vía habitual, que se encuentra bloqueada por la acción del trimetoprim.
MECANISMOS DE RESISTENCIA A BETA-LACTAMICOS. BETA-LACTAMICOS. La resistencia a los antibióticos beta-lactámicos puede ser debida a diferentes mecanismos: reducción de la permeabilidad, mecanismos de expulsión del antibiótico, inactivación enzimática por la acción de las beta-lactamasas, y modificación de las PBPs. Para que un antibiótico beta-lactámico pueda ejercer su efecto antimicrobiano, tiene que acceder a su lugar de acción, que son las PBPs situadas sobre la membrana citoplasmática. En ocasiones, los beta-lactámicos, debido a su estructura o a las particulares características de la pared celular de algunos microorganismos, no logran atravesar la pared celular y acceder a las PBPs. Las porinas son canales proteicos de la membrana externa que permiten el paso de los beta-lactámicos, en consecuencia, la pérdida o la modificación de las porinas determina resistencia a estos antimicrobianos. No todas las bacterias gramnegativas presentan el mismo tipo y número de porinas, por lo que algunas de las diferencias de actividad intrínseca de los beta-lactámicos frente a las distintas especies bacterianas pueden ser debidas a este hecho. Por este mismo motivo, no todos los beta-lactámicos se afectan por igual cuando aparece este mecanismo de resistencia. En general, el nivel de resistencia que se produce suele ser bajo y sólo tiene relevancia clínica cuando se asocia con otros mecanismos de resistencia, como son la producción de beta-lactamasas o los mecanismos de expulsión activa. Como se ha comentado anteriormente, la alteración de la permeabilidad tiene particular importancia en P. aeruginosa, en la que la pérdida o reducción del número de copias de su porina OprD, determina resistencia a imipenem, beta-lactámico de estructura carbapenémica que penetra casi exclusivamente en esta bacteria a través de esta porina. En P. aeruginosa y otros bacilos gramnegativos no fermentadores, puede
producirse resistencia a los antibióticos beta-lactámicos por un mecanismo de expulsión del antibiótico antes de que acceda a su diana de acción. Afecta casi en exclusiva a los beta-lactámicos con estructura anfótera, como la carbenicilina y el meropenem, que pueden ser así capturados por el sistema de bombeo y expulsados al exterior. Las beta-lactamasas son enzimas bacterianas capaces de hidrolizar el enlace amida del anillo beta-lactámico de las penicilinas, cefalosporinas y otros antibióticos beta-lactámicos, dando lugar a compuestos sin actividad antibacteriana. En la actualidad se conocen alrededor de 300 enzimas diferentes, y lo que es más importante, ningún antibiótico antibi ótico beta-lactámico beta- lactámico utilizado en la clínica escapa a la acción hidrolítica de alguna de las beta-lactamasas. Este ingente número de enzimas ha llevado a establecer diferentes clasificaciones atendiendo a diversas consideraciones. En la actualidad se sigue la clasificación establecida por Bush, Jacoby y Medeiros en 1995. Las beta-lactamasas del grupo 1 son las cefalosporinasas de los microorganismos gramnegativos no inhibidas por el ácido clavulánico. Incluye tanto a las beta-lactamasas cromosómicas inducibles de Enterobacter, Citrobacter, Serratia, Morganella y P. aeruginosa, como a las cromosómicas constitutivas de E. coli. El grupo 2 es el más numerosos y acoge a las beta-lactamasas inhibidas por el ácido clavulánico y que presentan un residuo de serina en su centro activo (serín-betalactamasas). Incluye penicilinazas de S. aureus, beta-lactamasas plasmídicas clásicas de enterobacterias (TEM-1, TEM-2), beta-lactamasas plasmídicas de espectro extendido capaces de hidrolizar las cefalosporinas de tercera generación, beta-lactamasas que confieren resistencia a los inhibidores de beta-lactamasas (enzimas IRT), betalactamasas constitutivas de Klebsiella e inducibles de Proteus vulgaris, oxacilinasas clásicas y de espectro extendido y carbapenemasas no metaloenzimas. El grupo 3 representa un tipo de enzima no inhibido por el ácido clavulánico que hidroliza carbapenemas y requiere Zn 2+ para su acción (metaloenzimas). Por último, el grupo 4 recoge aquellos enzimas que no encajan en los grupos anteriores. Las beta-lactamasas plasmídicas de las bacterias gramnegativas están ampliamente difundidas. La beta-lactamasa TEM-1 es la enzima más conocida y está presente en más del 40% de los aislados de E. coli y de Neisseria gonorrhoeae y en más del 30% de los de Haemophilus influenzae. Asimismo, cerca del 90% de los aislados de Moraxella catarrhalis producen una beta-lactamasa plasmídica, denominada BRO-1. En ocasiones se produce una hiperproducción de estos enzimas que se deben a la presencia del gen bla en plásmidos multicopia. Con el incremento de la cantidad del enzima se produce resistencia a los inhibidores de beta-lactamasas y a las cefalosporinas de primera generación (cefalotina, cefazolina). Las beta-lactamasas plasmídicas de espectro extendido, también denominadas oxiimino-beta-lactamasas, derivan por mutaciones puntuales en el centro activo de las beta-lactamasas plasmídicas clásicas, como TEM-1, TEM-2 o SHV-1, estas mutaciones generan la hidrólisis de las cefalosporinas de tercera y cuarta generación así como de los monobactámicos, pero no de las cefamicinas (cefoxitina). En este grupo también se incluyen las enzimas que son el resultado de la integración de beta-lactamasas cromosómicas (AmpC) en plásmidos (como MIR-1). Se las denomina beta-lactamasas plasmídicas de espectro extendido de clase C o cefamicinasas, ya que además de hidrolizar los beta-lactámicos de amplio espectro anteriormente citados, también hidrolizan las cefamicinas. Un aspecto preocupante es la descripción cada vez más frecuente de carbapenemasas, enzimas que hidrolizan imipenem y/o meropenem. La codificación puede ser cromosómica como en Enterobacter cloacae y Serratia marcescens, o plasmídica como en Klebsiella pneumoniae y Pseudomonas aeruginosa. Estas
carbapenemasas también pueden ser responsables de la resistencia de Acinetobacter baumannii a carbapenemas. Con respecto a las bacterias grampositivas, más del 90% de los aislados de S. aureus y otros estafilococos producen penicilinasas. Aún no se han descrito betalactamasas en Streptococcus, y se han identificado algunas cepas de Enterococcus capaces de sintetizar estas enzimas. Como se indicó anteriormente, las PBPs son la diana específica de los antibióticos beta-lactámicos, por tanto, las modificaciones en el número de PBPs y en su estructura que impidan una interacción normal entre el antibiótico y su diana pueden afectar la sensibilidad de las bacterias a los beta-lactámicos. Este mecanismo tiene mayor importancia en microorganismos grampositivos que en gramnegativos. Las PBPs de Listeria monocytogenes y de Enterococcus presentan de forma natural una baja afinidad por algunos antibióticos beta-lactámicos, y por ello, estos microorganismos son intrínsecamente resistentes a las cefalosporinas. Además, Enterococcus faeciumpuede aumentar su nivel de resistencia aún más debido a un incremento de la producción de la PBP5 (hiperproducción de la diana), con lo que no existe un número suficiente de moléculas de antibiótico para saturar a la diana, o también modificar estructuralmente sus PBPs y de este modo se afectará la afinidad del beta-lactámico. En estos casos se produce resistencia a penicilinas y a carbapenemas, además de a cefalosporinas. En S. aureus y en otros estafilococos coagulasa negativa, la producción de una PBP modificada y supernumeraria, la PBP2a, de baja afinidad por los beta-lactámicos es la responsable de la resistencia a meticilina y a todos los beta-lactámicos. La síntesis de esta PBP2a se debe a la presencia del gen cromosómico mecA. En Streptococcus pneumoniae la resistencia a penicilina también se debe a la presencia de PBPs de baja afinidad (PBP1a, 2a, 2b y 2x modificadas), que puede afectar también a las cefalosporinas de tercera generación. En las bacterias gramnegativas, el nivel de resistencia adquirido debido a alteraciones en las PBPs es menor, aunque puede tener trascendencia clínica en Acinetobacter (resistencia a imipenem) y en Neisseria meningitidis (resistencia a penicilina). Otros patógenos gramnegativos que alteran su perfil de sensibilidad por modificaciones en las PBPs son H. influenzae, N. gonorrhoeae, y en menor medida algunas enterobacterias (Proteus y Morganella) y P. aeruginosa.
MECANISMOS DE RESISTENCIA A AMINOGLUCOSIDOS. Los mecanismos de resistencia a los aminoglucósidos son debidos a defectos en la entrada del aminoglucósido, que impide su acceso al ribosoma o lugar de acción, alteraciones en el ribosoma que comprometen la unión del aminoglucósido a su diana y modificación enzimática del aminoglucósido, con pérdida de su afinidad por el ribosoma. Este último es el más importante y el que mayor trascendencia clínica tiene. El defecto de transporte a través de la membrana citoplasmática es, en muchos casos, un mecanismo de resistencia intrínseco de algunas bacterias grampositivas y de las anaerobias. La penetración de estos antibióticos precisa de un transporte activo a nivel de la membrana citoplasmática y que el potencial eléctrico establecido por la cadena de transporte de electrones proporcione la fuerza motora necesaria para la entrada de aminoglucósidos a través de esta membrana. Las bacterias anaerobias, los estreptococos y el neumococo poseen una cadena de transporte de electrones incompleta y son por naturaleza resistentes a concentraciones bajas de aminoglucósidos. En otras ocasiones, algunas bacterias pueden sufrir mutaciones que afectan al sistema de
transporte de electrones, y por tanto, al transporte activo dependiente de energía y en consecuencia presentan resistencia cruzada para todos los aminoglucósidos, que habitualmente es de bajo nivel. La resistencia por modificación de la diana es poco frecuente, afecta a la estreptomicina y se presenta por una mutación que altera la proteína S12 de la subunidad 30S del ribosoma bacteriano. Las modificaciones en la proteína L6 del ribosoma pueden causar resistencia a gentamicina. Las enzimas modificantes de aminoglucósidos actúan en el citoplasma, después de que el aminoglucósido haya penetrado en la célula. Como ya se ha indicado, estas enzimas son de tres clases (acetiltransferasas, adeniltransferasas y fosfotransferasas) y los genes que las codifican pueden estar en plásmidos, transposones e incluso en el cromosoma bacteriano. Es importante señalar que un mismo plásmido puede presentar diversos genes responsables de la síntesis de distintas enzimas modificantes,y que una misma enzima puede afectar a diferentes aminoglucósidos, por lo que el perfil de resistencia de las bacterias que presentan este mecanismo de resistencia suele ser amplio. Asimismo, el nivel de resistencia que confieren es, por lo general, elevado. Los aminoglucósidos semisintéticos (amicacina y netilmicina) suelen ser más resistentes a las enzimas que inactivan a los aminoglucósidos, por ello, el espectro antibacteriano de estos dos aminoglucósidos es el más amplio del grupo. La incidencia de cepas productoras de enzimas modificantes de aminoglucósidos varía de una especie a otra. Por ejemplo, la mayoría de las cepas de S. aureus resistentes a meticilina suelen sintetizar una enzima bifuncional, la AAC(6´)-APH(2”) (acetiltransferasa y fosfotransferasa), que afecta a todos los aminoglucósidos comúnmente utilizados en clínica excepto a la estreptomicina.
MECANISMOS DE RESISTENCIA A MACROLIDOS, LINCOSAMIDAS Y ESTREPTOGRAMINAS . La resistencia bacteriana a los macrólidos puede ser el resultado de una metilación ribosómica, puede ser debida a impermeabilidad de la membrana externa o consecuencia de sistemas de expulsión activa. La resistencia que resulta de la metilación de una adenina del ARN ribosómico 23S, produce una disminución de la afinidad del antibiótico por el ribosoma. La metilasa de ARN ribosómico que cataliza dicha reacción es de origen plasmídico y es inducida por la presencia de trazas de eritromicina. De esta forma, el ribosoma se hace resistente a los macrólidos, así como también a la clindamicina y a las estreptograminas (resistencia cruzada MLS: macrólidos, lincosamidas, estreptograminas). Este tipo de resistencia se ha encontrado en cocos grampositivos y en Bacteroides spp. La resistencia debida a impermeabilidad de la membrana externa al antibióticos se observa en la mayoría de las bacterias gramnegativas que son intrínsecamente resistentes a los macrólidos. La resistencia debida a sistemas de expulsión activa se ha observado en estafilococos, neumococos, y estreptococos beta-hemolíticos y del grupo viridans. Por último, en Lactobacillus y en enterobacterias se han detectado enzimas modificantes de macrólidos, estos enzimas son la esterasa de eritromicina y la macrólido 2’-fosfotransferasa; y en estafilococos se ha detectado la resistencia a la lincomicina debida a una enzima modificante, la 3lincomicin-4-o-nucleotidiltransferasa.
MECANISMOS DE RESISTENCIA A TETRACICLINAS . La resistencia a tetraciclinas puede estar mediada por cambios en la permeabilidad al antibiótico, expulsión activa de la tetraciclina a través de una proteína de membrana, protección del ribosoma mediante una proteína soluble e inactivación enzimática. En el primer caso, se ha observado en E. coli que las mutaciones cromosómicas que ocasionan una deficiencia en la proteína de membrana externa OmpF (a través de la cual difunde normalmente la tetraciclina) generan un bajo nivel de resistencia a las tetraciclinas. El mecanismo de resistencia a las tetraciclinas más estudiado es el de la expulsión activa mediante un sistema de transporte dependiente de energía que se produce tanto en bacterias grampositivas como gramnegativas. En cuanto al mecanismo de la protección ribosómica, este se ha detectado en estreptococos y otras bacterias grampositivas y también en gramnegativas como Neisseria gonorrhoeae, H. influenzae y Bacteroides spp. Consiste en una proteína citoplasmática capaz de unirse al ribosoma de forma que la síntesis proteica no se ve afectada por la presencia del antibiótico. Finalmente, algunas bacterias resistentes a la tetraciclina sintetizan un enzima capaz de inactivar a este antibiótico, aunque el tipo de modificación es desconocido.
MECANISMOS DE RESISTENCIA A QUINOLONAS . Las quinolonas actúan sobre dos proteínas diana, la ADN girasa y la topoisomerasa IV. El principal mecanismo de resistencia se asocia a mutaciones tanto en la ADN girasa como en la topoisomerasa IV. Se han descrito diversas mutaciones en el gen gyrA, que codifica la subunidad A de la ADN girasa, y los cambios en esta zona reducen la afinidad de las quinolonas por la ADN girasa. Un único cambio en un aminoácido genera un nivel moderado de resistencia a las quinolonas, mientras que un cambio en dos aminoácidos proporciona un elevado nivel de resistencia. También se han asociado ciertas mutaciones en el gen gyrB, que codifica la subunidad B de la ADN girasa, con la resistencia a quinolonas, sin embargo, su incidencia en aislamientos clínicos es muy baja. De igual modo, se han descrito mutaciones que afectan al gen parC (que codifica la subunidad A de la topoisomerasa IV) que aumentan el nivel de resistencia a quinolonas. En bacterias gramnegativas estas mutaciones en parC sólo se encuentran simultáneamente con mutaciones en gyrA, lo que sugiere que la topoisomerasa IV es una proteína diana secundaria para las quinolonas en estas bacterias. Sin embargo en S. aureus y en S. pneumoniae se han descrito mutaciones en parC que determinan resistencia sin ir acompañadas de mutaciones en gyrA, lo que sugiere que en estos microorganismos la topoisomerasa IV es la diana primaria. La resistencia a las quinolonas puede ser también debida a la disminución en la acumulación del antibiótico, bien por un descenso en la permeabilidad de la membrana externa o mediante el incremento de la expresión de un sistema de expulsión activa.
MECANISMOS DE RESISTENCIA A GLICOPEPTIDOS . Como se ha indicado en la sección anterior, la práctica totalidad de las bacterias gramnegativas presentan un mecanismo de resistencia intrínseca por impermeabilidad. Asimismo, existe un grupo de bacterias grampositivas intrínsecamente resistentes a los glicopéptidos, mientras que los enterococos, y muy recientemente S. aureus, han adquirido mecanismos de resistencia a los glicopéptidos. También se han identificado aislados de S. aureus con sensibilidad disminuída a vancomicina. La resistencia glicopéptidos en el género Enterococcus se debe a la síntesis de un precursor distinto a la D-alanina-D-alanina en la síntesis de la pared celular. Generalmente este precursor es D-alanina-D-lactato o D-alanina-D-serina. Esta resistencia se ha detectado en diferentes especies de enterococo en muchos lugares del mundo. La resistencia a la vancomicina y a la teicoplanina en enterococo se ha dividido en diferentes clases fenotípicas en función de la concentración mínima inhibitoria de vancomicina y de teicoplanina, de su carácter inducible o no y de su condición de intrínseca o adquirida. Los genes responsables de la resistencia adquirida se encuentran en transposones que normalmente están integrados en plásmidos conjugativos. Esta resistencia está representada por los fenotipos VanA, VanB, VanD, VanE y VanG, mediados por los genes vanA, vanB, vanD, vanE y vanG , mientras que la resistencia intrínseca, está ligada a las especies E. gallinarum (gen vanC-1), E. casseliflavus (gen vanC-2) y E. flavescens (gen vanC-3). El fenotipo VanA está asociado a elevados niveles de resistencia a vancomicina y a teicoplanina, y es el más frecuente entre los aislados clínicos de enterococos resistentes a vancomicina. Los restantes fenotipos, VanB, VanD, VanE y VanG, se caracterizan por conferir bajos niveles de resistencia a vancomicina y sensibilidad a teicoplanina. Se ha descrito la selección de resistencia a teicoplanina en cepas de enterococo con el mecanismo vanB, por lo que no se aconseja el tratamiento con teicoplanina en aislados con este fenotipo, aunque sean sensibles a este antibiótico. Los fenotipos VanC-1, VanC-2 y VanC-3 presentan resistencia a vancomicina y sensibilidad a teicoplanina, pero las especies de enterococos que los poseen, en general, carecen de interés clínico. Aunque la resistencia de estafilococos a glicopéptidos no es frecuente, recientemente se ha descrito la presencia del gen vanA (resistencia transferible de alto nivel a vancomicina y a teicoplanina) en aislados clínicos de S. aureus resistente a meticilina, lo que ha venido a complicar el tratamiento de infecciones producidas por este microorganismo. De todas formas, lo más frecuente son las cepas de estafilococos coagulasa-negativa con bajo nivel de resistencia a teicoplanina pero sensibles a vancomicina debido a un mecanismo no del todo conocido que implicaría alteraciones en las uniones del péptido glicano. Asimismo, también se han aislado cepas de S. aureus con sensibilidad intermedia a la vancomicina (VISA: “ vancomycin intermediate S. aureus”). En estos aislados se observa un engrosamiento de la pared celular que parece ser el responsable de la resistencia, sin que se conozca completamente el mecanismo implicado. Su presencia se ha relacionado con fracasos terapéuticos tras la administración de vancomicina. Por último, algunas bacterias grampositivas son intrínsecamente resistentes a la vancomicina y a la teicoplanina, lo que es debido a la producción de precursores del péptido glicano acabados en D-lactato. Estas bacterias incluyen algunas especies del género Lactobacillus, Leuconostoc spp.y Pediococcus spp.
BIBLIOGRAFÍA RECOMENDADA. Quintiliani Jr., R, Courvalin P. Mechanisms of resistance to antimicrobial agents. En: Manual of Clinical Microbiology, 6th ed. Murray PR, Baron EJ, Pfaller MA, Tenover MA, Yolken RH, eds. American Society for Microbiology. Washington DC 1995. Mayer KH, Opal SM, Medeiros AA. Mechanisms of antibiotic resistance. En: Principles and Practice of Infectious Diseases, 3 rd ed. Mandell GL, Douglas RG, Bennett JE, eds. Churchill Livingstone. New York 1990.
