Bioquímica informe N°8 y 9 - Cinética enzimática

Laboratorio de Bioquímica

Resumen

Se realizó el análisis de la dependencia de la velocidad de reacción en función de la cantidad enzimática (composición), de la temperatura y del pH. Así mismo se analizó la especificidad de la acción enzimática, empleando la presencia de ureasa en la harina de soya y contrastar su acción en la tiourea y la acetamida. Los resultados obtenidos demostraron que la velocidad enzimática se ve influenciada por la cantidad de enzima presente en solución. La gráfica que se produce como consecuencia de la aparición de eritrodextrinas del almidón genera una recta de pendiente positiva, lo cual permite pensar que a medida que la concentración de la enzima es mayor el tiempo que se necesita para transformar el sustrato en producto es mucho menor (al graficar 1/t vs concentración). Estos últimos resultados son consistentes por el hecho que las enzimas son catalizadores biológicos de una reacción. Así mismo se demostró que la temperatura tiene un efecto importante en la velocidad enzimática. Si la temperatura aumenta considerablemente la reacción puede no producirse debido a la desnaturalización de la enzima. Si la temperatura es alta y propicia se obtienen los productos de la acción enzimática sobre el sustrato. Siendo 38°C la temperatura optima para la acción enzimática de la ptialina. De igual forma se pudo observar que la reacción enzimática también se ve influenciada por el cambio del pH del medio hasta alcanzar un pH óptimo, el cual para la ptialina está alrededor de 6.7-6.8 cerca del pH neutro. Estos resultados son consistentes pues en el ser humano la enzima ptialina así como muchas enzimas ubicadas en los tejidos sensitivos por lo general actúan en pH neutro. Este resultado puede ser ubicado en la punta de la campana. Finalmente se pudo comprobar la especificidad enzimática de la ureasa sobre la urea, en la descomposición de la urea en amoniaco y dióxido de carbono.

1 Practica N° 8 Cinética enzimática


Introducción

Los enzimas son macromoléculas, específicamente proteínas, que tienen la propiedad de catalizar las reacciones bioquímicas. Pero las condiciones en las cuales se realice dicha catálisis afectarán la eficiencia de la reacción reacción por lo tanto estas se deben deben de controlar en todo momento. Por ejemplo son muy importantes los los factores como la concentración concentración del enzima, la temperatura y el pH. Por ejemplo si la temperatura es muy elevada, el enzima se desnaturaliza y queda inactiva; si la temperatura es muy baja, el enzima no se desnaturaliza, pero igual queda inactiva. Mientras que valores de pH extremos pueden desnaturalizar a los enzimas. Los enzimas, también se caracterizan por tener un alto grados de especificidad, es decir sólo actúan para un solo tipo de de sustrato. Esto puede deberse deberse a la relación estereoquímica estereoquímica entre el sustrato y el enzima, así como también al tipo de grupos funcionales que del sustrato. Por ejemplo la ureasa contenida en la harina de soya sólo actúa sobre la urea descomponiéndola en amoniaco y dióxido de carbono. Pero este enzima no actúa sobre la tiourea o acetamida a pesar de tener una estructura muy parecida.

H2N O

+

H2O

ureasa

NH3

+

CO 2

H2N



Marco teórico Cinética enzimática

La cinética enzimática estudia la velocidad de las reacciones químicas que son catalizadas por las enzimas. El estudio de la cinética de una enzima permite explicar los detalles de su mecanismo catalítico, su papel en el metabolismo, cómo es controlada su actividad en la célula y cómo puede ser inhibida su actividad por fármacos o venenos o potenciada por otro tipo de moléculas. Las enzimas son proteínas (macromoléculas) con la capacidad de manipular otras moléculas, denominadas sustratos. Un sustrato es capaz de unirse al centro catalítico de la enzima que lo reconozca y transformarse en un producto a lo largo de una serie de pasos denominados mecanismo enzimático. Algunas enzimas pueden unir varios sustratos diferentes y/o liberar diversos productos, como es el caso de las proteasas al romper una proteína en dos polipéptidos. En otros casos, se produce la unión simultánea de dos sustratos, como en el caso de la ADN polimerasa, que es capaz de incorporar un nucleótido (sustrato 1) a una hebra de ADN (sustrato 2). Aunque todos estos mecanismos suelen seguir una compleja serie de pasos, también suelen presentar una etapa limitante que determina la velocidad final de toda la reacción. Esta etapa limitante puede consistir en una reacción química o en un cambio conformacional de la enzima o del sustrato. Fundamentos

La reacción catalizada por una enzima utiliza la misma cantidad de sustrato y genera la misma cantidad de producto que una reacción no catalizada. Al igual que ocurre en otros tipos de catálisis, las enzimas no alteran en absoluto el equilibrio de la reacción entre sustrato y producto. Sin embargo, al contrario que las reacciones químicas, las enzimas se saturan. Esto significa que a mayor cantidad de sustrato, mayor número de centros catalíticos estarán ocupados, lo que incrementará la eficiencia de la reacción, hasta el momento en que todos los sitios posibles estén ocupados. En ese momento se habrá alcanzado el punto de saturación de la enzima y, aunque se añada más sustrato, no aumentará más la eficiencia.



Las dos propiedades cinéticas más importantes de una enzima son: el tiempo que tarda en saturarse con un sustrato en particular y la máxima velocidad de reacción que pueda alcanzar. El conocimiento de estas propiedades hace posible hipotetizar acerca del comportamiento de una enzima en el ambiente celular y predecir cómo responderá frente a un cambio de esas condiciones.

La velocidad de la reacción va aumentando a medida que aumenta la concentración de sustrato hasta que la enzima se satura. (Imagen. Standard RF, MedicalRF.com/Corbis. ©1999)

Ensayos enzimáticos

Un ensayo enzimático es un procedimiento, llevado a cabo en un laboratorio, mediante el cual se puede medir la velocidad de una reacción enzimática. Como las enzimas no se consumen en la reacción que catalizan, los ensayos enzimáticos suelen medir los cambios experimentados bien en la concentración de sustrato (que va decreciendo), bien en la concentración de producto (que va aumentando). Existen diversos métodos para realizar estas medidas. La espectrofotometría permite detectar cambios en la absorbancia de luz por parte del sustrato o del producto (según la concentración de estos) y la radiometría implica incorporación o liberación de radiactividad para medir la cantidad de producto obtenido por tiempo. Los ensayos espectrofotométricos son los más utilizados, ya que permiten medir la velocidad de la reacción de forma continua. Por el contrario, los ensayos radiométricos requieren retirar las muestras para medirlas, por lo que son ensayos discontinuos. Sin embargo, estos ensayos son extremadamente sensibles y permiten detectar niveles muy bajos de actividad enzimática. También se puede utilizar la espectrometría de masas para detectar la incorporación o liberación de isótopos estables cuando el sustrato es convertido en producto.



Los ensayos enzimáticos más sensibles utilizan láseres dirigidos a través de un microscopio para observar los cambios producidos en enzimas individuales cuando catalizan una reacción. Estas medidas pueden utilizar cambios producidos en la fluorescencia de cofactores que intervienen en el mecanismo de catálisis o bien unir moléculas fluorescentes en lugares específicos de la enzima, que permitan detectar movimientos ocurridos durante la catálisis. Estos estudios están dando una nueva visión de la cinética y la dinámica de las moléculas individuales, en oposición a los estudios de cinética enzimática tradicionales, en los que se observa y se mide el comportamiento de una población de millones de moléculas de enzima. En la figura de la derecha se puede observar la típica evolución de una curva obtenida en un ensayo enzimático. Inicialmente, la enzima transforma el sustrato en producto siguiendo

un

comportamiento

lineal. A medida que avanza la reacción, se va agotando la cantidad de sustrato y va disminuyendo la cantidad de producto que se genera por unidad de tiempo

Curva de saturación de una reacción enzimática. La pendiente representa, en el período inicial, la velocidad

(disminuye la velocidad de la

de la reacción. La ecuación de Michaelis-Menten

reacción), lo que se manifiesta en

describe cómo va variando la pendiente con la

forma de curva asintótica en la gráfica.

Dependiendo

de

las

concentración de sustrato o de enzima. (Standard RF, MedicalRF.com/Corbis. ©1999)

condiciones del ensayo y del tipo de enzima, el período inicial puede durar desde milisegundos hasta horas. Los ensayos enzimáticos suelen estar estandarizados para que el período inicial dure en torno a un minuto, para llevar a cabo las medidas más fácilmente. Sin embargo, los modernos equipos de mezcla rápida de líquidos permiten llevar a cabo medidas cinéticas de períodos iniciales cuya duración puede llegar a ser inferior a un segundo.



La mayoría de los estudios de cinética enzimática se centran en el período inicial, es decir, en la zona lineal de la reacción enzimática. Sin embargo, también es posible medir toda la curva de la reacción y ajustar estos datos a una ecuación no lineal. Esta forma de medir las reacciones enzimáticas es denominada análisis de la curva de progreso. Esta aproximación es muy útil como alternativa a las cinéticas rápidas, cuando el período inicial es demasiado rápido para ser medido con precisión. Factores físico-químicos que pueden modificar la a ctividad enzimática Temperatura: las enzimas son sensibles a la temperatura pudiendo verse modificada su actividad

por este factor. Los rangos de temperaturas óptimos pueden llegar a variar sustancialmente de unas enzimas a otras. Normalmente, a medida que aumente la temperatura, una enzima verá incrementada su actividad hasta el momento en que comience la desnaturalización de la misma, que dará lugar a una reducción progresiva de dicha actividad. pH: el rango de pH óptimo también es muy variable entre diferentes enzimas. Si el pH del medio

se aleja del óptimo de la enzima, esta verá modificada su carga eléctrica al aceptar o donar protones, lo que modificará la estructura de los aminoácidos y por tanto la actividad enzimática. Concentración salina: al igual que en los casos anteriormente mencionados, la concentración de

sales del medio es crucial para una óptima actividad enzimática. Una elevada concentración o una ausencia de sales en el medio pueden impedir la actividad enzimática, ya que las enzimas precisan de una adecuada concentración de iones para mantener su carga y su estructura. -Amilasa (Nombre alternativos: 1,4-α-D-glucano-glucanohidrolasa; glucogenasa)

α

Las α-amylasas son metaloenzimas de calcio, completamente afuncionales en ausencia de calcio.

Actúan a lo largo de cualquier punto de la cadena de los carbohidratos, descomponiéndolos en maltotriosa y maltosa desde la amilosa o maltosa, glucosa y dextrina desde la amilopectina. Dado que puede actuar en cualquier punto de la cadena es más rápida que la β-amylasa. En los animales es una enzima digestiva mayor y su pH óptimo está entre 6.7 y 7.0. En fisiología humana tanto la procedente de la saliva como la pancreática son α -Amylasas. Puede

encontrarse en algunas plantas, hongos y bacterias. 6 Practica N° 8 Cinética enzimática


Cinética de Michaelis-Menten

Como las reacciones catalizadas por enzimas son saturables, la velocidad de catálisis no muestra un comportamiento lineal en una gráfica al aumentar la concentración de sustrato. Si la velocidad inicial de la reacción se mide a una determinada concentración de sustrato (representado como [S]), la velocidad de la reacción (representado como V) aumenta linealmente con el aumento de la [S], como se puede ver en la figura. Sin embargo, cuando aumentamos la [S], la enzima se satura de sustrato y alcanza su velocidad máxima (Vmax), que no sobrepasará en ningún caso, independientemente de la [S].

Mecanismo de unión de único sustrato para una reacción enzimática. k1, k-1 y k2 son las constantes cinéticas para cada una de las etapas de la reacción. (Standard RF, MedicalRF.com/Corbis. ©1999)

El modelo de cinética micheliana para una reacción de único sustrato se puede ver en la figura de la izquierda. Primeramente, tiene lugar una reacción química bimolecular entre la enzima E y el sustrato S, formándose el complejo enzima-sustrato ES. Aunque el mecanismo enzimático para una reacción unimolecular

puede ser bastante complejo, existe una etapa

enzimática limitante que permite que el mecanismo sea simplificado como una etapa cinética única cuya constante es k 2. (Ecuación 1) k2 también llamado kcat o número de recambio, hace referencia al máximo número de reacciones enzimáticas catalizadas por segundo.



A bajas concentraciones de sustrato, la enzima permanece en un equilibrio constante entre la forma libre E y el complejo enzima-sustrato ES. Aumentando la [S] también aumentamos la [ES] a expensas de la [E], desplazando el equilibrio de la reacción hacia la derecha. Puesto que la velocidad de reacción depende de la [ES], la velocidad es sensible a pequeños cambios en la [S]. Sin embargo, a altas [S], la enzima se satura y solo queda la forma unida al sustrato ES. Bajo estas condiciones, la velocidad de la reacción ( v ≈ k2[E]tot = Vmax) deja de ser sensible a pequeños cambios en la [S]. En este caso, la concentración total de enzima ([E]tot) es aproximadamente igual a la concentración del complejo ES:

La ecuación de Michaelis-Menten 7 describe como la velocidad de la reacción depende del equilibrio entre la [S] y la constante k2. Leonor Michaelis y Maud Menten demostraron que si k2 es mucho menor que k1 (aproximación del equilibrio) se puede deducir la siguiente ecuación:

(Ecua ción 2) Esta famosa ecuación es la base de la

mayoría

de

las

cinéticas

Representación gráfica de la curva de saturación de una enzima donde se puede observar como evoluciona la relación entre la concentración de sustrato y la velocidad de la reacción. (Standard RF, MedicalRF.com/Corbis. ©1999)

enzimáticas de sustrato único. Representación de la ecuación de Michaelis-Menten

La gráfica de velocidad frente a [S] mostrada anteriormente no es lineal. Aunque a bajas concentraciones de sustrato se mantenga lineal, se va curvando a medida que aumenta la 8 Practica N° 8 Cinética enzimática


concentración de sustrato. Antes de la llegada de los ordenadores, que permiten ajustar regresiones no lineales de forma sencilla, podía llegar a ser realmente difícil estimar los valores de la Km y la Vmax en las gráficas no lineales. Esto dio lugar a que varios investigadores concentraran sus esfuerzos en desarrollar linearizaciones de la ecuación de Michaelis-Menten, dando como resultado la gráfica de Lineweaver-Burke y el diagrama de Eadie-Hofstee. Con el siguiente tutorial de la cinética de Michaelis-Menten realizado en la Universidad de Virginia , se puede simular el α

comportamiento de una enzima variando las constantes cinéticas. La gráfica de Lineweaver-Burk o representación de doble recíproco es la forma más común de mostrar los datos cinéticos. Para ello, se toman los valores inversos a ambos lados de la ecuación de Michaelis-Menten. Como se puede apreciar en la figura de la derecha, el resultado de este tipo de representación es una línea recta cuya ecuación es y = mx + c, siendo el punto de corte entre la recta y el eje de ordenadas equivalente a 1/Vmax, y el punto de corte entre la recta y el eje de abscisas equivalente a -1/Km.

Obviamente, no se pueden tomar valores negativos para 1/[S]; el mínimo valor posible es 1/[S] = 0, que correspondería a una concentración infinita de sustrato, donde 1/v = 1/V max. El valor del punto de corte entre la

La gráfica de Lineweaver-Burke o del doble recíproco muestra el significado de los puntos de corte entre la recta y los ejes de coordenadas, y el gradiente de la velocidad. (Standard RF, MedicalRF.com/Corbis. ©1999)

recta y el eje x es una extrapolación de datos experimentales obtenidos en laboratorio. Generalmente, las gráficas de Lineweaver-Burke distorsionan las medidas realizadas a bajas concentraciones de sustrato y esto puede dar lugar a estimaciones no muy exactas de la Vmax y de la Km.9 Un modelo lineal mucho más exacto es el diagrama de Eadie-Hofstee, pero en las investigaciones científicas actuales, todo este tipo de linearizaciones han quedado obsoletos y han 9 Practica N° 8 Cinética enzimática


sido sustituidos por métodos más fiables basados en análisis de regresión no lineal. Para analizar los datos es conveniente la normalización de los mismos, ya que esto puede ayudar disminuyendo la cantidad de trabajo experimental a realizar e incrementando la fiabilidad del análisis. Especificidad

Las enzimas suelen ser muy específicas tanto del tipo de reacción que catalizan como del sustrato involucrado en la reacción. La forma, la carga y las características hidrofílicas/hidrofóbicas de las enzimas y los sustratos son los responsables de dicha especificidad. Las enzimas también pueden mostrar un elevado grado de estereoespecificidad, regioselectividad y quimioselectividad. Algunas de estas enzimas que muestran una elevada especificidad y precisión en su actividad son aquellas involucradas en la replicación y expresión del genoma. Estas enzimas tienen eficientes sistemas de comprobación y corrección de errores, como en el caso de la ADN polimerasa, que cataliza una reacción de replicación en un primer paso, para comprobar posteriormente si el producto obtenido es el correcto. Este proceso, que tiene lugar en dos pasos, da como resultado una media de tasa de error increiblemente baja, en torno a 1 error cada 100 millones de reacciones en determinadas polimerasas de mamíferos. Este tipo de mecanismos de comprobación también han sido observados en la ARN polimerasa, en la ARNt aminoacil sintetasa y en los ribosomas. Aquellas enzimas que producen metabolitos secundarios son denominadas promiscuas, ya que pueden actuar sobre una gran variedad de sustratos. Por ello, se ha sugerido que esta amplia especificidad de sustrato podría ser clave en la evolución y diseño de nuevas rutas biosintéticas. Ureasa

La ureasa (EC 3.5.1.5) es una enzima que cataliza la hidrólisis de urea a dióxido de carbono y amoniaco. La reacción ocurre de la siguiente manera: (NH2)2CO + H2O → CO2 + 2NH3 En 1926, James Batcheller Sumner demostró que la ureasa es una proteína. Es producida por bacteria, hongos y varias plantas superiores.



Características 

Peso molecular: 480 kDa o 545 kDa para la ureasa de frijol.



Metal en el sitio activo: Niquel(II).



pH óptimo : 7.4



Temperatura óptima: 60ºC



Especificidad enzimática: urea e hidroxiurea



Inhibidor enzimático: metales pesados

Diagnóstico

Los organismos que producen ureasa tienden a ser patógenos del tracto gastrointestinal o urinario, siendo que la ureasa les permite neutralizar el ácido presente en estos medios acídicos. Los patógenos ureasa positivos, incluyen: 

Helicobacter pylori



Bacterias entéricas incluyendo Proteus, Klebsiella y Serratia



Nocardia, una bacteria filamentosa



Ureaplasma urealyticum, relacionada con mycoplasma



Cryptococcus, un hongo oportunista



Procedimiento Experimental



Materiales de laboratorio: Rejilla, 10 tubos de ensayo, cocinilla, vasos de 100 y 500mL,

probeta, termómetro,



Reactivos: solución de almidón al 1%, solución de yodo en yoduro de potasio (Lugol),

buffer fosfato –citrato 0,1M con pH 5,6;6,4;7,2;8,0.



Material biológico: solución de saliva diluida. Dependencia de la velocidad de reacción de la cantidad de enzima

1. Primero se diluye la saliva en 20, 40,80 y 160 veces su volumen.

2. Se toma 4 tubos de ensayo y se coloca en cada uno de ellos 1mL de cada una de las soluciones preparadas. 3. A cada uno de los 4 tubos se agrega 1mL de solución de almidón y se coloca en un baño de 38°C y se controla el tiempo inicial de la reacción.



4. Después de unos 2 minutos toman 2 gotas del líquido de cada muestra y le agregan a ellas 1 gota de solución de Lugol. Se registra el tiempo en que la reacción ha terminado pues primero se presenta una coloración azul, luego rojo-violeta y por ultimo roja.

Dependencia de la velocidad de la reacción enzimática de la temperatura

1. Se coloco en un tubo de ensayo 5 gotas de saliva. Luego se hirvió por 2 minutos en un baño de agua y se paso a enfriar. 2. En otros dos tubos se coloca 5 gotas de saliva también pero sin hervir. 3. A todos los tubos se les agrego 10 gotas de solución de almidón. 4. Al primer y segundo tubo se les coloco en un baño de 38°C y al tercer tubo en agua con hielo por 3 minutos. 5. Por ultimo se añadió a cada tubo 1 gota de solución de Lugol y se comparo las coloraciones.



Dependencia de la velocidad de la reacción enzimática del pH del medio

1. En 5 tubos se miden 10 gotas de solución buffer de fosfato-citrato con los diferentes pH mencionados.

2. Luego a cada uno de los tubos se le agr3go 5 gotas de saliva diluida 10 veces su volumen y 10 gotas de solución de almidón y todo se coloca en un baño de agua a 38°C.

3. Luego de 2 a 3 minutos se toma 1 gota de cada tubo y se le realiza el ensayo de Lugol en donde anotaremos el tiempo de aparición de la coloración roja.



Demostración de la especificidad absoluta de la ureasa (Laboratorio N°9)

1. En un tubo de ensayo se coloca 1mL de urea ya preparada, en un segundo tubo se coloca tiourea y en el tercero acetamida. 2. A cada tubo se le agrego aproximadamente 100mg de harina de soya y 2 gotas de fenolftaleína, mezclamos cuidadosamente y dejamos reposar a temperatura ambiente. 3. Por ultimo se observa la aparición de color rosado claro y detectamos la presencia de amoniaco por el olor característico.



Reacciones Químicas

El método está basado en el estudio de la velocidad de hidrólisis del almidón revelado con Lugol, en dependencia de la cantidad añadida del alfa-amilasa de la saliva. Así mismo se cumplen las reacciones al influir la temperatura y el pH. La amilasa del almidón forma con el yodo un complejo de color azul, el glucógeno – pardo rojizo o amarillento. La primera reacción que se describe a continuación es el fraccionamiento del almidón en maltosa y dextrina por la enzima amilasa, esto ocurre en la boca.

Demostración de la especificidad absoluta de la ureasa

El método se basó en la determinación del amoníaco que se forma por la acción de la ureasa de la harina de soya sobre la urea: (NH2)2CO + H2O

→

CO2 + 2NH3

El desprendimiento de amoniaco se detectó por el olor y por el cambio de color de la fenolftaleína y del papel de tornasol rojo.



Cálculos Experimentales Dependencia de la velocidad de reacción de la cantidad de enzima T(s)

1/T(s)

[amilasa diluida]

8 10 14 20

0.13 0.10 0.07 0.05

20 40 80 160

Dependencia de la velocidad de reacción de la cantidad de enzíma 0.14 0.12 0.1 0.08 1/T(s)

0.06 0.04 0.02 0 0

50

100

150

200

[concentracion] de amilasa

Dependencia de la velocidad de la reacción enzimática de la temperatura Enzima

Sustrato

Coloración con Lugol

Temperatura (°C)

Amilasa Amilasa Amilasa

Almidón Almidón Almidón

Transparente Transparente Azul

38 38 8

Dependencia de la velocidad de la reacción enzimática del pH del medio pH

1/T (min)

5.6 6.4 6.8 7.2 8.0

0.070 0.170 0.330 0.200 0.125



Dependencia de la velocidad de la reacción enzimática del pH del medio 0.35 0.3 0.25 0.2 1/T(min)

0.15 0.1 0.05 0 5

6

7

8

9

pH del buffer fosfato-citrato



Discusión de resultados

Dependencia de la velocidad de reacción de la cantidad de enzima

Los resultados obtenidos demuestran que la velocidad enzimática se ve influenciada por la cantidad de enzima presente en solución. La gráfica que se produce como consecuencia de la aparición de eritrodextrinas del almidón genera una recta de pendiente positiva, lo cual permite pensar que a medida que la concentración de la enzima es mayor el tiempo que se necesita para transformar el sustrato en producto es mucho menor (al graficar 1/t vs concentración). Estos últimos resultados son consistentes por el hecho que las enzimas son catalizadores biológicos de una reacción. Por otro lado se pudo corroborar cualitativamente la presencia de eritrodextrinas del almidón, como consecuencia de la acción enzimática de la ptialina sobre el sustrato (almidón). Cabe destacar por ultimo, que se pudo observar que la reacción enzimática siguió una cinética de Michaelis por tener un comportamiento lineal al ser graficada la velocidad versus la concentración. Así mismo destacar que la reacción enzimática de la amilasa sobre el almidón es de naturaleza específica. Dependencia de la velocidad de reacción enzimática de la temperatura

Los resultados del experimento demuestran que la temperatura tiene un efecto importante en la velocidad enzimática. Si la temperatura aumenta considerablemente la reacción puede no producirse debido a la desnaturalización de la enzima. Si la temperatura es alta y propicia se obtienen los productos de la acción enzimática sobre el sustrato. Como es el caso de la ptialina actuando sobre el almidón. Así mismo se produce este resultado a 38°C, que es una temperatura ideal de acción de la enzima. Finalmente la acción enzimática no se produce a 7°C debido a que no es la temperatura de acción de la ptialina. 19 Practica N° 8 Cinética enzimática


Estos resultados pues indican, que la acción enzimática es específica no solamente a la estructura del sustrato sino también a una temperatura adecuada, para que se puedan generar los enlaces de naturaleza covalente y se pueda producir el fenómeno termodinámico y por ultimo la transformación de los reactantes en productos. Dependencia de la velocidad de reacción enzimática del pH del medio

Los resultados demuestran que la reacción enzimática también se ve influenciada por el cambio del pH del medio hasta alcanzar un pH óptimo, el cual para la ptialina está alrededor de 6.7-6.8 cerca del pH neutro. Estos resultados son consistentes pues en el ser humano la enzima ptialina así como muchas enzimas ubicadas en los tejidos sensitivos por lo general actúan en pH neutro. Este resultado puede ser ubicado en la punta de la campana. El pH funciona de esta manera como un tercer factor además de la temperatura y la composición del sistema.



Conclusiones 

El estudio de la cinética de una enzima permite explicar los detalles de su mecanismo catalítico, su papel en el metabolismo, cómo es controlada su actividad en la célula y cómo puede ser inhibida su actividad por fármacos o venenos o potenciada por otro tipo de moléculas.



La velocidad enzimática se ve influenciada por la cantidad de enzima presente en solución. La gráfica que se produce como consecuencia de la aparición de eritrodextrinas del almidón genera una recta de pendiente positiva, lo cual permite pensar que a medida que la concentración de la enzima es mayor el tiempo que se necesita para transformar el sustrato en producto es mucho menor (al graficar 1/t vs concentración).



Los resultados son consistentes por el hecho que las enzimas son catalizadores biológicos de una reacción.



La temperatura tiene un efecto importante en la velocidad enzimática. Si la temperatura aumenta considerablemente la reacción puede no producirse debido a la desnaturalización de la enzima. Si la temperatura es alta y propicia se obtienen los productos de la acción enzimática sobre el sustrato.



Como es el caso de la ptialina actuando sobre el almidón. Así mismo se produce este resultado a 38°C, que es una temperatura ideal de acción de la enzima. Finalmente la acción enzimática no se produce a 7°C debido a que no es la temperatura de acción de la ptialina.



Los resultados demuestran que la reacción enzimática también se ve influenciada por el cambio del pH del medio hasta alcanzar un pH óptimo, el cual para la ptialina está alrededor de 6.7-6.8 cerca del pH neutro.



Estos resultados son consistentes pues en el ser humano la enzima ptialina así como muchas enzimas ubicadas en los tejidos sensitivos por lo general actúan en pH neutro. Este resultado puede ser ubicado en la punta de la campana.



Bibliografía



1.- BIOQUÍMICA, Legninger, Edit. Omega. Segunda edición. 1981. Madrid.



2.- BIOQUÍMICA PRÁCTICA, Plummer. Edit. McGraw-Hill.



3.- GUÍA DE PRÁCTICAS DE BIOQUÍMICA, García Alayo, Fred, FQIQIA, UNMSM, Perú, 2011.


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