McGrawHill - Fundamentos de Neurociencia

FUNDAMENTOS DE NEUROCIENCIA MANUAL DE LABORATORIO Se acompaña de CD interactivo

FUNDAMENTOS DE NEUROCIENCIA MANUAL DE LABORATORIO Se acompaña de CD interactivo

Fernando Rodríguez • Cristina Broglio • Emilio Durán Antonia Gómez • Francisco M. Ocaña Fernando Jiménez-Moya • Cosme Salas

Laboratorio de Psicobiología UNIVERSIDAD DE SEVILLA

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FUNDAMENTOS DE NEUROCIENCIA. MANUAL DE LABORATORIO No está permitida la reproducción total o parcial de este libro, ni su tratamiento informático, ni la transmisión de ninguna forma o por cualquier medio, ya sea electrónico, mecánico, por fotocopia, por registro u otros métodos, sin el permiso previo y por escrito de los titulares del Copyright. DERECHOS RESERVADOS © 2006, respecto a la primera edición en español, por McGRAW-HILL/INTERAMERICANA DE ESPAÑA, S. A. U. Edificio Valrealty, 1.ª planta Basauri, 17 28023 Aravaca (Madrid) ISBN: 84-481-9831-X Depósito legal: Editor: José Manuel Cejudo Diseño de cubierta: Creativos Arga, S.L. Preimpresión: Creativos Arga, S.L. Diseño y composición de CD: Creativos Arga, S.L. Impreso en IMPRESO EN ESPAÑA - PRINTED IN SPAIN

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Rains. Principios de Neuropsicología Humana. Se expone el material de manera profunda y amplia promoviendo la motivación y el interés del estudiante. Su forma de abordar al material no solo lo hace accesible a los estudiantes, si no que revela aquellos aspectos apasionantes del campo que aún esperan respuesta. Otro rasgo singular de la obra es que promueve el aprecio por la naturaleza interdisciplinaria de la neuropsicología, al abordar su análisis por nivel, desde la célula como unidad hasta los efectos de una lesión importante.

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A nuestras familias

A nuestros estudiantes

"...saqué entonces la conclusión de que los sabios... son hombres como todos los demás, sin otra ventaja que el haberse preparado adecuadamente para la investigación" Santiago Ramón y Cajal, 1917

Índice PRÓLOGO....................................................................................................................... xv 1. MACROANATOMÍA DEL SISTEMA NERVIOSO: DISECCIÓN DEL CEREBRO DE LA OVEJA................................................................................................................

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Preparación de los cerebros....................................................................................... Examen superficial....................................................................................................... Meninges y vascularización cerebral................................................................. Visión dorsal y lateral del encéfalo.................................................................... Visión ventral del encéfalo................................................................................. Disecciones.................................................................................................................. Disección sagital media..................................................................................... Disección de tractos y vías................................................................................ Disección del asta posterior del ventrículo lateral............................................ Disecciones internas........................................................................................... Estudio mediante cortes seriados............................................................................... Atlas fotográfico............................................................................................................ Recomendaciones de uso del CD.............................................................................. Lecturas recomendadas..............................................................................................

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2. USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO.......................................................................... 39 Componentes del microscopio..................................................................................... Elementos mecánicos......................................................................................... Elementos ópticos............................................................................................... Características ópticas del microscopio...................................................................... Aumento total del microscopio........................................................................... Poder de resolución y apertura numérica......................................................... Poder de definición............................................................................................. Profundidad de foco y profundidad de campo.................................................. Contraste............................................................................................................. Reglas para el manejo y conservación del microscopio........................................... Procedimiento de enfoque.................................................................................. Enfoque con objetivo de inmersión................................................................... Ajuste de la iluminación..................................................................................... Mediciones.......................................................................................................... Captura de imágenes: Fotomicrografía y dibujo a cámara clara.............................. Recomendaciones de uso del CD.............................................................................. Lecturas recomendadas..............................................................................................

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FUNDAMENTOS DE NEUROCIENCIA. MANUAL DE LABORATORIO

3. TÉCNICAS NEUROHISTOLÓGICAS......................................................................... 57 Fijación del tejido nervioso.......................................................................................... Procedimientos de corte de tejido nervioso............................................................... Corte con microtomo de parafina...................................................................... Corte con microtomo de congelación................................................................ La tinción de Nissl....................................................................................................... Procedimiento...................................................................................................... Observación al microscopio............................................................................... La tinción de Klüver-Barrera....................................................................................... Procedimiento...................................................................................................... Observación al microscopio............................................................................... La tinción de Golgi...................................................................................................... Procedimiento..................................................................................................... Variantes del procedimiento general................................................................. Observación al microscopio............................................................................... Protocolos..................................................................................................................... Recomendaciones de uso del CD.............................................................................. Lecturas recomendadas...............................................................................................

58 60 61 65 67 67 68 69 69 71 71 71 75 77 78 81 81

4. ANATOMÍA DEL CEREBRO DE LA RATA. ESTUDIO MEDIANTE CORTES SERIADOS...................................................................................................................... 83 Obtención de las secciones........................................................................................ 84 Estudio guiado de la anatomía del cerebro de la rata.............................................. 84 Visiones externas................................................................................................ 86 Estudio mediante cortes coronales, sagitales y horizontales........................... 87 Secciones coronales........................................................................................... 89 Atlas fotográfico.............................................................................................. 94 Secciones sagitales............................................................................................ 109 Atlas fotográfico.............................................................................................. 110 Secciones Horizontales...................................................................................... 114 Atlas fotográfico.............................................................................................. 116 Indice de estructuras y secciones............................................................................... 120 Recomendaciones de uso del CD.............................................................................. 127 Lecturas recomendadas............................................................................................... 127 5. MICROESTRUCTURA DE LA CORTEZA DEL CEREBELO.................................. 129 Capas y células de la corteza cerebelosa................................................................. 130 Capa molecular................................................................................................... 130 Capa de las células de Purkinje........................................................................ 136 Capa de las células de los granos.................................................................... 136 Neuroglía del cerebelo................................................................................................. 141 Fibras aferentes de la corteza del cerebelo............................................................... 143 Fibras musgosas................................................................................................. 143 Fibras trepadoras................................................................................................ 144 Recomendaciones de uso del CD...............................................................................144 Lecturas recomendadas............................................................................................... 144

Índice

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6. MICROESTRUCTURA DE LA CORTEZA CEREBRAL........................................... 145 Células y fibras corticales............................................................................................ 146 Neuronas de proyección. Células piramidales...................................................146 Células intrínsecas o de asociación.................................................................. 148 Fibras corticales.................................................................................................. 153 Estratificación cortical................................................................................................... 154 Estrato molecular o plexiforme (capa I).............................................................155 Estrato granular externo (capa II)...................................................................... 155 Estrato piramidal externo (capa III).................................................................... 156 Estrato granular interno (capa IV)..................................................................... 158 Estrato piramidal interno (capa V)..................................................................... 160 Estrato de las células polimorfas (capa VI)...................................................... 160 Circuitos corticales....................................................................................................... 160 Recomendaciones de uso del CD.............................................................................. 162 Lecturas recomendadas............................................................................................... 162 7. ELECTROFISIOLOGÍA DE LA MEMBRANA NEURONAL. POTENCIAL DE REPOSO Y POTENCIAL DE ACCIÓN.......................................................................... 163 Potencial de la membrana en reposo......................................................................... 164 Potencial de equilibrio......................................................................................... 165 Flujo de iones en situación de reposo.............................................................. 168 Transmisión local de señales...................................................................................... 171 Propiedades eléctricas pasivas.......................................................................... 172 El potencial de acción................................................................................................. 175 Corrientes iónicas en el potencial de acción.................................................... 175 Fases del potencial de acción............................................................................178 Características funcionales del potencial de acción......................................... 180 Recomendaciones de uso del CD...............................................................................183 Lecturas recomendadas............................................................................................... 183 8. TRANSMISIÓN SINÁPTICA....................................................................................... 185 Potenciales sinápticos.................................................................................................. 186 Tipos de sinapsis......................................................................................................... 186 Sinapsis eléctricas.............................................................................................. 186 Sinapsis químicas............................................................................................... 187 Tipos de receptores postsinápticos............................................................................. 188 Receptores ionotrópicos..................................................................................... 189 Receptores metabotrópicos................................................................................ 189 Naturaleza excitadora o inhibidora de las sinapsis........................................... 190 Integración sináptica.................................................................................................... 191 Recomendaciones de uso del CD.............................................................................. 193 Lecturas recomendadas............................................................................................... 193 INDICE ANALÍTICO........................................................................................................ 195

Prólogo

Durante las últimas décadas del siglo XX se ha producido un enorme avance en el conocimiento del sistema nervioso, debido en gran parte al desarrollo de las neurociencias, entendiéndose éstas como el conjunto de disciplinas encargadas del estudio de la función, el desarrollo, la química, la farmacología y las patologías del sistema nervioso. Las sofisticadas tecnologías de investigación desarrolladas durante las últimas décadas (paralelas al avance de conocimiento), han posibilitado la identificación de los mecanismos genéticos, moleculares y electrofisiológicos que participan en el desarrollo y la plasticidad del sistema nervioso. Sin duda, el éxito de estas disciplinas refleja también nuestra fascinación y curiosidad por saber cómo sentimos, cómo nos movemos o cómo pensamos. Los nuevos conocimientos y el empleo cada vez más extendido del método filogenético o cladístico en la aproximación comparada, han dado lugar a una visión nueva del comportamiento y la cognición, y de nuestra propia naturaleza. Todo indica que los hallazgos neurocientíficos y sus aplicaciones médicas y sociales tendrán un papel aún más relevante en los próximos años, y que aumentará la necesidad de poseer los conocimientos teóricos e instrumentales básicos en neurociencia. En este contexto resulta conveniente para los estudiantes disponer de recursos didácticos que les faciliten la aproximación a las neurociencias. Esta obra ha sido concebida para que los estudiantes de cursos universitarios iniciales de Psicología, Biología, Ciencias de la Educación y otros estudios biomédicos, adquieran los conocimientos fundamentales sobre la anatomía cerebral y los principios de funcionamiento de las células nerviosas, introduciéndolos en el fascinante mundo de las ciencias del cerebro. El carácter eminentemente práctico de este manual permite la realización de experiencias reales de laboratorio orientadas al afianzamiento de los conceptos teóricos previamente estudiados. En particular, se abordan temas como la anatomía macroscópica del cerebro de los mamíferos, su organización citoarquitectónica o los mecanismos fisiológicos implicados en la generación de señales nerviosas y la comunicación interneuronal.

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Aunque los temas se tratan con rigor y profundidad, no se ha pretendido elaborar un manual para investigadores y expertos de las neurociencias. En ese sentido, no se incluyen excesivos detalles que pudieran no interesar a quienes se inician en la materia, ni se hace referencia detallada a los autores y fuentes de cada uno de los descubrimientos y aportaciones que aparecen en el texto. Los capítulos se inician con una breve introducción teórica en la que se presentan los aspectos esenciales de cada tema y que son pertinentes para la realización de las actividades prácticas propuestas. En cada capítulo, los temas seleccionados que complementan lo esencial tratado en el texto se presentan en recuadros. Algunos capítulos se acompañan de anexos que contienen protocolos detallados para la realización de determinadas actividades prácticas. Para orientar el estudio más allá del ámbito de este libro, al final de cada capítulo se proporciona una lista de lecturas recomendadas que conducirán al estudiante a la literatura científica relacionada con cada temática. El manual se acompaña del CD Fundamentos de Neurociencia. Laboratorio Virtual, que complementa los contenidos del texto y que contiene abundantes animaciones, simulaciones, atlas, guías y actividades interactivas de aprendizaje y autoevaluación. Tanto el manual como el CD se basan en un excelente material gráfico (figuras, fotografías y fotomicrografías), elaborado para esclarecer y reforzar el texto. Un pequeño recuadro al final de cada capítulo del manual describe las actividades que se pueden realizar con el CD. Todas las actividades que se describen en esta obra se pueden realizar en un modesto laboratorio de prácticas contando tan sólo con un microscopio óptico de rutina, materiales histológicos de bajo coste y fácil adquisición y un ordenador personal. Este trabajo es fruto de la experiencia de los autores en la difícil tarea de introducir a los estudiantes en el estudio de materias tan fascinantes, pero a la vez tan exigentes de rigor y esfuerzo intelectual como la anatomía, la histología y la fisiología del sistema nervioso. Los autores, como investigadores en neurociencia, además de profesores, confiamos en que este libro sirva para atraer el entusiasmo y la dedicación de los jóvenes por el estudio del cerebro de los vertebrados, la estructura biológica más compleja. Finalmente, los autores queremos mostrar nuestro agradecimiento a Gerardo Labrador por la inestimable ayuda técnica prestada durante la elaboración de esta obra.

Los autores

1 Macroanatomía del sistema nervioso: disección del cerebro de la oveja

Para el estudio de la mayoría de los temas de Neurociencias, Neurobiología y Psicobiología es necesario poseer unos conocimientos sólidos sobre neuroanatomía. El objetivo de este capítulo es el estudio de la anatomía macroscópica del cerebro de los vertebrados, tomando como modelo el cerebro de un mamífero ungulado. Para ello se propone la realización de una serie de actividades que permitirán obtener un conocimiento práctico y completo de la estructura y organización morfológica del sistema nervioso. Esta tarea se abordará de una forma interesante y didáctica: observando cerebros reales. La manipulación y disección de un cerebro real, la observación de la morfología externa y de la disposición tridimensional de las estructuras cerebrales, de su

localización y relaciones espaciales con otras estructuras, proporcionan las condiciones más adecuadas para comprender la organización anatómica del sistema nervioso central. El cerebro de la oveja, usado aquí como modelo, es especialmente adecuado para estudiar la organización anatómica del sistema nervioso central, pues reúne las características morfológicas típicas del cerebro de los mamíferos, y su tamaño facilita la manipulación y la observación. Además, puede conseguirse con facilidad. Antes de comenzar los ejercicios que se describen a continuación, es conveniente estudiar los aspectos esenciales de la organización anatómica del sistema nervioso central en alguno de los excelentes manuales que se recomiendan al final de este capítulo.

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PREPARACIÓN DE LOS CEREBROS El cerebro fresco tiene una consistencia gelatinosa, es difícil de manipular y de seccionar, y se deteriora rápidamente, por lo que para facilitar su observación y estudio es conveniente fijarlo previamente. La fijación puede realizarse sumergiendo los cerebros en un baño de formaldehído al 4-10% durante 4 ó 5 días. Para evitar deformaciones, es importante emplear recipientes suficientemente grandes para

que los cerebros queden totalmente sumergidos en la solución fijadora y quepan holgadamente. Asimismo, para evitar la acumulación de gases de formaldehído, los recipientes deben cerrarse herméticamente y almacenarse en un lugar ventilado. Una vez fijados, los cerebros pueden conservarse en una solución débil de formaldehído al 1%. Tras la fijación es necesario enjuagar profusamente los cerebros con abundante agua corriente y dejarlos sumergidos en agua durante 24 horas para evitar irritaciones de las mucosas y de la piel a causa del fijador.

Cuadro 1.1. Ejes y planos de referencia La compleja organización espacial del cerebro requiere un sistema que permita describir la localización de las estructuras de manera precisa. Con este objetivo, habitualmente se emplean tres ejes básicos: rostro-caudal, dorso-ventral y latero-medial. Estos ejes se definen en función de la posición del cerebro con respecto al cuerpo y por tanto están orientados de manera diferente en un animal cuyo sistema nervioso central está alineado con el cuerpo (como ocurre en la oveja y en la rata) que en el humano y algunos primates superiores, en los que la bipedestación (en especial en humanos) se acompaña de la flexión del eje neural. Por este motivo, en humanos el eje rostro-caudal, que se extiende desde la parte frontal del encéfalo a la médula espinal, aparece flexionado y el cerebro se orienta en ángulo recto con respecto a la médula espinal. Asimismo, el eje dorso-ventral, que es perpendicular siempre al eje rostro-caudal, hace referencia a una dirección diferente según se refiera al cerebro o la médula espinal. Para estudiar la estructura interna del cerebro se utilizan secciones del encéfalo y de la médula espinal practicadas en tres planos anatómicos: coronal, horizontal y sagital. Las secciones horizontales se realizan en un plano paralelo al suelo desde un lateral del cerebro al otro. Las secciones coronales se realizan perpendicularmente al eje rostro-caudal y van desde la superficie dorsal a la ventral. Las secciones sagitales se realizan en un plano vertical paralelo a la línea media, y se extienden desde la superficie dorsal a la ventral.

Macroanatomía del sistema nervioso: disección del cerebro de la oveja

Además, conviene emplear guantes durante todo el proceso de manipulación del tejido nervioso. Durante la disección, se puede enjuagar el material tantas veces como sea necesario para eliminar restos de fijador. El tejido nervioso debe mantenerse siempre húmedo tras la fijación. Por tanto, las porciones que no se estén empleando para el estudio deben ser protegidas con una gasa húmeda, o permanecer sumergidas en una cubeta con agua. Esta recomendación es importante pues la deshidratación del tejido provoca un endurecimiento característico que dificulta los ejercicios de disección. El color es también un buen indicador del grado de hidratación (la aparición de un tono marrón indica deshidratación del tejido). Los instrumentos necesarios para realizar los ejercicios propuestos en el presente capítulo son un cuchillo largo y bien afilado, unas tijeras de disección, unas pinzas, un bisturí y un objeto fino, romo y no cortante (podría servir el mango del bisturí) que permita separar estructuras para hacer visibles otras más internas. Es recomendable realizar únicamente aquellos cortes que aporten información de nuevas estructuras o la visión desde una perspectiva diferente de una estructura observada con anterioridad (véase Cuadro 1.1). Del mismo modo, es conveniente respetar siempre la mayor cantidad de referencias anatómicas posibles.

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EXAMEN SUPERFICIAL En esta sección se realizará un estudio detallado de las estructuras del sistema nervioso central que se pueden observar sin necesidad de hacer ningún ejercicio de disección.

Meninges y vascularización cerebral En primer lugar, se estudiarán las cubiertas meníngeas (Cuadro 1.2). Si el cerebro que se está utilizando tiene aún la duramadre, ésta deberá ser retirada cuidadosamente con la ayuda de unas tijeras de disección y unas pinzas. A continuación, se retirará la aracnoides. Tras haber eliminado las dos capas meníngeas más superficiales se puede advertir la piamadre, una membrana muy fina y altamente vascularizada, estrechamente adherida a la superficie cerebral. También se pueden apreciar un gran número de vasos sanguíneos que irrigan el cerebro. En la superficie ventral del encéfalo se puede identificar la arteria basilar, que confluye con otras arterias formando un círculo vascular conocido como polígono de Willis. Esta anastomosis posibilita una adecuada irrigación del encéfalo en caso de oclusión de alguna arteria. En la superficie dorsal se localiza el seno sagital

Cuadro 1.2. Meninges encefálicas El encéfalo está recubierto por tres membranas que desempeñan una función protectora y de sostén: la duramadre, la aracnoides y la piamadre. La duramadre o paquimeninge es la capa más externa y está constituida por una densa capa de tejido conjuntivo. La capa más interna, denominada piamadre, es una membrana translúcida y delgada compuesta por finas fibras reticulares y elásticas. La piamadre es la cubierta meníngea que sostiene los vasos sanguíneos y se mantiene fuertemente adherida a la superficie cerebral, extendiéndose incluso dentro de los surcos y las circunvoluciones. Entre la duramadre y la piamadre se encuentra la aracnoides, membrana meníngea constituida por finas fibras reticulares dispuestas de modo que constituyen una auténtica malla. La aracnoides se encuentra unida a la duramadre y no se introduce dentro de los surcos, únicamente lo hace en la cisura longitudinal. Debido a la similitud estructural existente entre la aracnoides y la piamadre, a ambas membranas meníngeas se les denomina leptomeninges. Entre la aracnoides y la piamadre se sitúa el espacio subaracnoideo, por donde circula el líquido cefalorraquídeo sintetizado en los ventrículos cerebrales.

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Figura 1.1. Visión dorsal (A) y lateral (B) del cerebro de la oveja.


superior, que cursa longitudinalmente en la hendidura que separa ambos hemisferios y recoge la sangre de los lóbulos frontal y parietal, y el seno transversal, en posición caudal (bajo el hueso occipital), entre el cerebro y el cerebelo, en el que confluye toda la sangre que se drena a las venas yugulares. Tras haber observado las principales estructuras de la vascularización cerebral, se debe retirar cuidadosamente la piamadre. Para ello es necesario usar unas pinzas de disección. En este paso hay que actuar con suma delicadeza para evitar dañar la superficie cerebral.

Visión dorsal y lateral del encéfalo Tanto en la visión dorsal como en la visión lateral del cerebro de la oveja es fácil comprobar que los hemisferios cerebrales cubren la mayor parte del encéfalo y dejan visibles sólo el cerebelo, el bulbo olfatorio y la médula espinal (Fig. 1.1). La superficie del telencéfalo de la oveja exhibe el patrón típico de un cerebro girencefálico, es decir, presenta un gran número de pliegues que forman circunvoluciones o giros, y surcos o cisuras. Las circunvoluciones o giros son las crestas de cada repliegue y los surcos

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o cisuras separan entre sí las distintas circunvoluciones. El plegamiento de la superficie cerebral típico de los mamíferos es consecuencia del enorme desarrollo de la corteza cerebral. En la línea media se puede apreciar la cisura interhemisférica o cisura longitudinal medial, que corresponde a la separación existente entre los hemisferios cerebrales. Separando con cuidado los dos hemisferios es posible observar el cuerpo calloso, un conjunto de fibras que cruza de un hemisferio a otro en el fondo de la cisura longitudinal. La identificación de los principales surcos proporciona importantes referencias anatómicas para delimitar los lóbulos que se pueden observar en la superficie cerebral, y que reciben su nombre de los huesos craneales que los recubren: frontal, temporal, parietal y occipital (Cuadro 1.3; Fig. 1.2). El surco ansado es homólogo al surco central o surco de Rolando en humanos y separa el lóbulo frontal del lóbulo parietal. El surco suprasilviano es un surco largo que separa la corteza parietal de la corteza temporal en los ungulados y en otros mamíferos. El surco pseudosilviano o silviano es homólogo al surco lateral o de Silvio en humanos y separa el lóbulo frontal y el lóbulo temporal. El surco marginal o surco lateral es homólogo al

Figura 1.2. Delimitación de los lóbulos cerebrales en una visión lateral del cerebro de la oveja.

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Cuadro 1.3. Lóbulos cerebrales El lóbulo frontal es el área delimitada por el surco ansado, el surco pseudosilviano y el polo frontal del cerebro. El lóbulo frontal de los ungulados es relativamente pequeño y está relacionado con funciones motoras y de asociación. En este lóbulo pueden distinguirse el giro precoronal, que se encuentra situado por delante del surco coronal, y los surcos diagonal, ectosilviano rostral y presilviano. El lóbulo parietal está limitado por el surco ansado, el surco suprasilviano y el surco marginal. Este lóbulo desempeña funciones somatosensoriales y motoras. El lóbulo temporal abarca la región cerebral que se encuentra entre el surco suprasilviano y el pseudosilviano. En este lóbulo existen áreas asociadas con la audición. En esta región están presentes los surcos ectosilviano caudal y el surco rinal. Por último, el lóbulo occipital es la región delimitada por el surco suprasilviano, el surco marginal y el polo caudal. En él se localiza el córtex estriado, implicado en la visión.

surco parieto-occipital del hombre y separa el lóbulo occipital del parietal. El quinto lóbulo, la ínsula, se encuentra en posición lateral entre los lóbulos frontal y temporal, y queda parcialmente oculto por éstos.

Figura 1.3. Visión ventral del cerebro de la oveja.

Visión ventral del encéfalo Al examinar la base del cerebro se aprecia la parte inferior o ventral de los lóbulos temporal, frontal y occipital de los hemisferios cerebrales, así como estructuras


diencefálicas y troncoencefálicas (Fig. 1.3). En la visión ventral de los hemisferios cerebrales se puede identificar la cisura o surco rinal, que separa la corteza somatosensorial de la corteza límbica. La corteza límbica recibe su nombre por su localización en el límite de los hemisferios telencefálicos, e incluye el hipocampo y la amígdala. La cisura rinal es el único surco que se aprecia en los animales lisencefálicos, por ejemplo la rata, cuyo telencéfalo no presenta giros ni surcos. En la visión ventral del telencéfalo pueden

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identificarse varias estructuras que forman parte de los sistemas olfatorio y visual. Entre las que pertenecen al sistema olfatorio se encuentran el bulbo olfatorio, el tracto olfatorio lateral y medial, el tubérculo olfatorio y el lóbulo piriforme. El lóbulo piriforme constituye la corteza olfatoria primaria y en ella se pueden distinguir el uncus o gancho, en posición rostro-medial, y la corteza entorrinal. En la visión ventral también se observan las fibras que constituyen la vía óptica. Los axones que proceden de la retina forman el nervio óptico, se cruzan en la línea media

Figura 1.4. Pares craneales. Representación esquemática de la parte ventral del cerebro de oveja en la que se muestran los doce pares craneales (gris oscuro).

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formando el quiasma óptico y se introducen en el hemisferio contralateral. A partir del quiasma, el nervio óptico pasa a denominarse cintilla o tracto óptico. Siguiendo el curso de la cintilla óptica desde el quiasma se aprecia que estas fibras se introducen por debajo del uncus. Posteriormente estas fibras rodean el núcleo pulvinar y llegan a los cuerpos geniculados laterales del tálamo. El quiasma óptico está ubicado en la frontera entre el telencéfalo (rostral) y el diencéfalo (caudal al quiasma). En la línea media e inmediatamente caudal al quiasma óptico se puede observar una zona elevada conocida como tuber cinereum que se extiende hasta el infundíbulo (que aparece seccionado), estructura que constituye el tallo de la hipófisis o pituitaria. La porción más caudal del diencéfalo basal está cons-

PAR CRANEAL

FUNCIÓN

I. Olfatorio

Sensorial. Olfato.

tituida por los cuerpos mamilares, unas eminencias redondeadas en el límite con el mesencéfalo. El tronco del encéfalo presenta un color blanquecino típico, debido a la gran cantidad de fibras de proyección (mielinizadas) ascendentes y descendentes que contiene. Las estructuras troncoencefálicas que se aprecian en la visión ventral corresponden al mesencéfalo y al romboencéfalo (Cuadro 1.4). Entre las estructuras mesencefálicas destacan los pedúnculos cerebrales, gruesos haces de fibras descendentes separados en la línea media por una pequeña depresión, la fosa interpeduncular. El romboencéfalo, situado caudalmente al mesencéfalo, está constituido por el puente o protuberancia, el cerebelo y el bulbo raquídeo. La protuberancia recibe este nombre debido a la

II. Óptico

Sensorial. Visión y reflejos asociados.

III. Oculomotor

Motora. Control de los movimientos oculares. Constricción pupilar y acomodación.

IV. Troclear

Motora. Control de los movimientos oculares.

V. Trigémino

Motora. Control de la musculatura implicada en la deglución. Sensorial. Sensaciones generales de la mitad anterior de la cabeza, incluyendo cara, nariz, boca, cuero cabelludo y duramadre.

VI. Abducens

Motora. Control de los movimientos oculares.

VII. Facial

Motora. Control de la musculatura implicada en los movimientos faciales. Control del músculo estapedio (músculo tensor de los huesos del oído medio). Sensorial. Gusto (dos tercios anteriores de la lengua).

VIII. Vestibulococlear

Sensorial. Aparato vestibular. Audición y equilibrio.

IX. Glosofaríngeo

Motora. Deglución y control laríngeo. Control del movimiento de las vísceras torácicas y abdominales. Sensorial. Gusto (tercio posterior de la lengua).

X. Vago

Motora. Control de la musculatura implicada en el habla y la deglución. Sensorial. Sensibilidad general, implicación en la quimiorrecepción y en la barorrecepción.

XI. Accesorio

Motora. Control de los movimientos de los hombros y cabeza.

XII. Hipogloso

Motora. Control de los movimientos de la lengua.

Tabla 1.1. Pares craneales.


prominencia que forman en su superficie ventral el conjunto de fibras transversales. En el bulbo raquídeo se pueden apreciar los cuerpos trapezoideos, la oliva, las pirámides bulbares, y ya en el límite con la médula espinal, la decusación de las pirámides. Un último ejercicio antes de realizar las disecciones es examinar la distribución de los doce pares o nervios craneales (Tabla 1.1; Fig.1.4). Los pares o nervios craneales están formados por fibras aferentes que transmiten información ambiental y corporal al encéfalo y/o fibras eferentes que controlan la actividad de músculos, vísceras y glándulas. A excepción de los dos primeros pares craneales, el resto de los nervios entran en el sistema nervioso central a nivel del tronco encefálico. El nervio olfatorio (I) accede directamente al bulbo olfatorio en la base del telencéfalo y el nervio óptico (II) entra en el sistema nervioso a nivel diencefálico.

DISECCIONES A continuación, se describe cómo realizar una serie de disecciones que permiten observar directamente el interior del cerebro. La disección permite asimilar de una forma fácil y rápida la localización de

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las principales estructuras cerebrales y sus relaciones topológicas.

Disección sagital media Para exponer y poder estudiar de visu las estructuras que se encuentran en la línea media del cerebro es preciso realizar un corte con el cuchillo de disección a lo largo de la cisura longitudinal que separa los hemisferios telencefálicos, hasta dividir el cerebro en una mitad izquierda y una mitad derecha. Para ello, se debe apoyar el cerebro por su superficie dorsal de modo que la superficie ventral quede hacia arriba, e iniciarse la operación por la parte rostral desde el diencéfalo al tronco cerebral y el cerebelo. Durante todo el proceso se debe seguir la línea media y realizar un movimiento oscilatorio lento hacia atrás y hacia adelante, procurando no empujar el cuchillo hacia abajo. Una vez dividido el cerebro en dos mitades simétricas, se puede utilizar una de ellas para estudiar la visión sagital medial y para realizar, posteriormente, la disección del ventrículo lateral. El hemisferio restante debe mantenerse almacenado en una solución débil de fijador al 1%.

Cuadro 1.4. Grandes divisiones del sistema nervioso central En la terminología neuroanatómica es habitual utilizar con fines descriptivos las subdivisiones del encéfalo según el desarrollo embrionario. En los estadios tempranos del desarrollo, la porción rostral del tubo neural sufre una profunda diferenciación para formar el encéfalo, distinguiéndose tres vesículas, que constituyen la etapa inicial en el desarrollo de las tres grandes subdivisiones encefálicas: el prosencéfalo o cerebro anterior, el mesencéfalo o cerebro medio y el romboencéfalo o cerebro posterior. En el desarrollo posterior, el prosencéfalo se divide en telencéfalo y diencéfalo y el romboencéfalo da lugar al metencéfalo y mielencéfalo. En el telencéfalo se distinguen la corteza cerebral y los núcleos subcorticales (ganglios basales), que se encuentran en el interior de la sustancia blanca cortical, y los ventrículos laterales. El diencéfalo consiste en un conjunto de estructuras que forman las paredes laterales y el piso del tercer ventrículo. Entre dichas estructuras se encuentran el tálamo, el epitálamo, el subtálamo y el hipotálamo. El mesencéfalo, la porción menos diferenciada, comprende la lámina cuadrigémina (colículos superior e inferior), el tegmento, los pedúnculos cerebrales y el acueducto cerebral o de Silvio. En el romboencéfalo y rodeando al cuarto ventrículo, el metencéfalo se transforma en el puente y el cerebelo, mientras que el mielencéfalo forma el bulbo raquídeo. En el cerebro adulto, la gran diferenciación de los hemisferios cerebrales oculta al diencéfalo y al tronco del encéfalo, nombre que se da conjuntamente al mesencéfalo, protuberancia y bulbo raquídeo.

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La visión sagital medial ofrece una excelente perspectiva para comprender las relaciones topológicas entre las principales subdivisiones del encéfalo: telencéfalo, diencéfalo, mesencéfalo, metencéfalo y mielencéfalo (Cuadro 1.4; Fig. 1.5) y los ventrículos cerebrales. La identificación de estas subdivisiones del sistema nervioso central es más sencilla si se delimitan previamente las distintas cavidades que forman el sistema ventricular: los ventrículos laterales, el tercer ventrículo, el cuarto ventrículo, y el acueducto de Silvio (Fig. 1.6). Para poder visualizar los ventrículos laterales es preciso retirar el septum pellucidum, una fina lámina de tejido membranoso que se extiende entre el cuerpo calloso y el fórnix. Los dos ventrículos laterales se localizan en el telencéfalo y comunican por medio de los agujeros de Monro o foramen interventricular con el tercer ventrículo, situado en el diencéfalo. El acueducto de Silvio (mesencéfalo) conecta el tercer ventrículo con el cuarto ventrículo (romboencéfalo). Éste se extiende dorsalmente por el puente o protuberancia y el bulbo raquídeo. El techo del cuarto ventrículo presenta un aspecto característico en forma de tienda

de campaña que queda recubierto por el cerebelo. Finalmente, el cuarto ventrículo comunica con el canal medular, que se extiende a lo largo de la médula espinal. Todas las cavidades del sistema ventricular cerebral están llenas de líquido cefalorraquídeo segregado por los plexos coroideos, unas vellosidades vasculares que tapizan los ventrículos. Una vez identificadas las principales subdivisiones del cerebro así como las distintas cavidades ventriculares, el siguiente ejercicio tiene como finalidad estudiar las principales estructuras telencefálicas, diencefálicas, mesencefálicas y romboencefálicas visibles desde una posición sagital medial. Telencéfalo Entre las estructuras telencéfalicas visibles en un corte sagital medial destacan la circunvolución del cíngulo, los bulbos olfatorios, el cuerpo calloso, el fórnix y la comisura anterior. La circunvolución del cíngulo es la región cortical que se inicia rostralmente por debajo de la rodilla del

Figura 1.5. Principales subdivisiones del sistema nervioso central.


cuerpo calloso y se extiende dorsalmente a éste hasta alcanzar el esplenio. En la Figura 1.6 se observa el recorrido que sigue la circunvolución cingulada y su relación con el cuerpo calloso. El cuerpo calloso está formado por fibras que conectan regiones corticales homólogas de ambos hemisferios telencefálicos. En esta disección medial pueden distinguirse perfectamente las tres regiones del cuerpo calloso, un segmento rostral denominado rodilla o genus, una parte media o cuerpo y una parte caudal más engrosada, denominada rodete o esplenio. El cuerpo calloso constituye el piso de la cisura interhemisférica y el techo del ventrículo lateral. Por debajo del cuerpo calloso se puede apreciar un llamativo haz de fibras con forma arqueada, el fórnix, que constituye la principal conexión de la formación hipocampal con estructuras subcorticales. Asimismo, la comisura anterior, formada por axones que comunican regiones

Figura 1.6. Sección sagital medial del cerebro de la oveja.

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homólogas en la base del telencéfalo, puede identificarse en esta visión medial como un punto de color blanco localizado rostralmente al fórnix ventral (postcomisural). Diencéfalo En la visión sagital medial se identifican tres de las cuatro subdivisiones del diencéfalo: el epitálamo, el tálamo y el hipotálamo. En la porción caudal y dorsal del diencéfalo, inmediatamente rostral al colículo superior, se localiza el epitálamo, que incluye la habénula, la comisura habenular, la glándula pineal y la comisura posterior. Por debajo del epitálamo se encuentra el tálamo, el cual constituye la pared lateral dorsal del tercer ventrículo e integra la información procedente de las estructuras subcorticales y de la corteza cerebral. La masa intertalámica es un área de fusión del tálamo dorsal que atraviesa

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la línea media. Por último, en la parte inferior del diencéfalo se localiza el hipotálamo que constituye el suelo del tercer ventrículo. En el hipotálamo se pueden distinguir los cuerpos mamilares, el tracto óptico (seccionado a nivel del quiasma), la hipófisis o glándula pituitaria y el infundíbulo o tallo hipofisiario. Mesencéfalo En el mesencéfalo se reconocen una parte dorsal denominada tectum o lámina cuadrigémina, en la que se distinguen los colículos superiores e inferiores, y una porción ventral conocida como tegmentum o calota mesencefálica. En este ejercicio de disección es también posible localizar en la región basal del mesencéfalo los pedúnculos cerebrales, sistema de fibras descendentes del telencéfalo, y el acueducto cerebral de Silvio que recorre todo el mesencéfalo y comunica el tercer y el cuarto ventrículo. Metencéfalo y mielencéfalo En cuanto a las subdivisiones del romboencéfalo (metencéfalo y mielencéfalo), en la visión sagital media se pueden localizar fácilmente el cuarto ventrículo, el puente o protuberancia, el bulbo raquídeo y el cerebelo. Obsérvense detenidamente los profundos plegamientos o folias del cerebelo y la disposición que adoptan en él la sustancia gris y la sustancia blanca. El cuarto ventrículo se dispone dorsalmente a la protuberancia y el bulbo raquídeo. La disección sagital medial permite observar la continuidad entre el cuarto ventrículo y el canal de la médula espinal o epéndimo.

Disección de tractos y vías A continuación, se propone realizar un ejercicio de disección que permita la identificación y observación de los principales tractos y vías de comunicación del encé-

falo, formados por fibras que interconectan determinadas estructuras cerebrales (Cuadro 1.5). La mayoría de las fibras del encéfalo quedan cubiertas por sustancia gris que es necesario eliminar para poder apreciar la sustancia blanca. Esta operación se llevará a cabo sobre el hemisferio utilizado anteriormente y debe realizarse con movimientos pequeños y suaves del bisturí para separar la sustancia gris de la sustancia blanca, sin retirar más tejido del necesario. Fibras intracorticales de asociación cortas, arqueadas o fibras en U Si se retira cuidadosamente un pequeño bloque de superficie cortical que incluya sustancia gris y sustancia blanca de dos circunvoluciones vecinas pueden apreciarse las fibras intracorticales de asociación cortas, que comunican estas circunvoluciones. Macerando suavemente la sustancia blanca con un objeto romo, por ejemplo el mango del bisturí, se puede comprobar que la dirección de estas fibras es transversal al eje mayor de las cisuras. Fibras intracorticales de asociación largas Las fibras intracorticales de asociación largas agrupan un elevado número de fibras. Uno de los grupos de fibras que puede ser observado con facilidad en una visión sagital media es el cíngulo, un fascículo de gran longitud cuyas fibras unen las regiones mediales de los lóbulos frontal y parietal con el hipocampo y la región temporal adyacente. Estas fibras comienzan en la rodilla del cuerpo calloso, se extienden de manera paralela a la superficie dorsal del mismo y giran dorsalmente siguiendo la circunvolución hasta que alcanzan el nivel del esplenio, en cuyo punto se curvan hacia abajo para alcanzar el hipocampo y el uncus. Para poner de manifiesto estas fibras, se debe resecar cuidadosamente la sustancia gris de la circunvolución cingulada.


Fibras comisurales Las fibras comisurales cruzan la línea media y unen regiones similares del lado izquierdo y derecho del encéfalo. El cuerpo calloso es el mayor haz de fibras comisurales. Siguiendo la dirección de las fibras que constituyen el cuerpo calloso se puede comprobar que su recorrido es perpendicular al cíngulo y, por tanto, transversal a la línea media. Dentro del conjunto de fibras comisurales, en posición sagital medial también se pueden observar las comisuras anterior y posterior. La comisura anterior pertenece al telencéfalo y se localiza en una posición

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dorsal y rostral al hipotálamo y la comisura posterior, en el epitálamo (diencéfalo), se sitúa ventralmente a la habénula. La comisura del fórnix es el haz de fibras que comunica entre sí ambos hipocampos. Fibras de proyección Las fibras de proyección cursan longitudinalmente a lo largo del eje neural, conectando estructuras situadas en distintos niveles del sistema nervioso central. En el telencéfalo, son las fibras aferentes y eferentes que conectan las regiones corticales con la médula espinal.

Cuadro 1.5. Tipos de fibras en el sistema nervioso central La sustancia blanca del sistema nervioso central está constituida por tres clases de fibras: fibras de proyección, fibras de asociación y fibras comisurales. Las fibras de proyección cursan a lo largo del eje neural, interconectando estructuras situadas en distintos niveles del sistema nervioso central. Constituyen las principales aferencias y eferencias de la neocorteza. Dentro de este grupo de fibras se incluyen la corona radiada, la cápsula interna, los pedúnculos cerebrales y las pirámides bulbares. La corona radiada es una masa de sustancia blanca dispuesta de manera radial hacia cada una de las circunvoluciones y que conecta la corteza cerebral con estructuras subcorticales. Las fibras corticales eferentes que forman parte de la corona radiada se dirigen hacia la cápsula interna y posteriormente se concentran originando los pedúnculos cerebrales del mesencéfalo. Finalmente, estas fibras eferentes telencefálicas viajan por la parte ventral del puente para alcanzar el bulbo raquídeo donde, en la superficie basal, forman dos cordones longitudinales denominados pirámides bulbares. Las fibras intracorticales de asociación interconectan distintas regiones corticales del mismo hemisferio. Pueden clasificarse en fibras de asociación cortas y largas. Las fibras de asociación cortas, arqueadas o fibras en U, unen circunvoluciones adyacentes de la corteza cerebral. Por el contrario, las fibras de asociación largas se localizan en porciones más profundas de la sustancia blanca y ponen en contacto regiones pertenecientes a diferentes lóbulos cerebrales de un mismo hemisferio. Un ejemplo de este tipo de fibras es el cíngulo. Las fibras comisurales interconectan regiones corticales homólogas de ambos hemisferios. Los grupos de fibras comisurales más importantes son el cuerpo calloso, la comisura anterior, la comisura posterior y la comisura del fórnix o del hipocampo. La comisura más importante de la corteza cerebral es el cuerpo calloso. Se trata de una enorme masa de fibras mielínicas, que forma una gruesa lámina aplastada y convexa. Por la comisura anterior cruzan fibras del tracto y la corteza olfatorias, la corteza temporal y la amígdala. La comisura posterior está formada por fibras de distintos núcleos pretectales y vestibulares de ambos hemisferios, aunque no son bien conocidos todos los sistemas de fibras que la constituyen. La comisura hipocampal o comisura del fórnix está formada por haces de fibras que conectan la porción izquierda y derecha del hipocampo. Otros tractos fácilmente identificables son el fórnix, el tracto mamilotalámico y el fascículo habenulointerpeduncular. El fórnix o trígono cerebral constituye el principal sistema eferente de la formación hipocampal y está compuesto por los axones de las células piramidales hipocampales para formar una delgada banda de fibras llamadas fimbria. El fascículo mamilotalámico o de Vicq d´Azyr constituye la principal eferencia de los cuerpos mamilares cuyas fibras ascienden hacia el núcleo anterior del tálamo. El tracto habénulointerpeduncular (o fascículo retroflexus de Meynert) está constituido por un conjunto de fibras que viajan desde la habénula al núcleo interpeduncular.

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Para identificar los haces de fibras que forman la corona radiada y la cápsula interna es necesario realizar la disección interna o las secciones seriadas que se estudiarán posteriormente. Sin embargo, las fibras de proyección que alcanzan el tronco del encéfalo pueden examinarse en una visión basal del cerebro. En este sentido, los pedúnculos cerebrales pueden observarse en la protuberancia ventral y agrupan las eferencias corticales que discurren por la cápsula interna. Si se sigue el recorrido que realizan estas fibras hacia el bulbo raquídeo se puede identificar un cordón característico denominado pirámide bulbar (Fig. 1.3).

Disección del asta posterior del ventrículo lateral

Fórnix (trígono cerebral)

El primer paso en el proceso de disección del ventrículo lateral consiste en realizar secciones horizontales de tejido cortical en un plano paralelo al cuerpo calloso (Fig. 1.7A). Esta operación permite observar la disposición de la sustancia blanca y la sustancia gris en las circunvoluciones y cómo a medida que los cortes son más profundos va apareciendo, en la corteza cerebral, una mayor proporción de sustancia blanca, correspondiente a la corona radiada y a fibras de asociación. Las secciones horizontales se deben realizar hasta que se alcanza el nivel del cuerpo calloso (Fig. 1.7B). En este nivel, puede observarse que las fibras comisurales que forman el cuerpo calloso se agrupan en la línea media formando una gruesa lámina de sustancia blanca.

El fórnix o trígono cerebral se origina en el hipocampo. Está formado fundamentalmente por fibras eferentes que se reúnen en la fimbria y se curvan hacia arriba hasta alcanzar una posición ventral al cuerpo calloso. Posteriormente, estas fibras se extienden rostralmente hasta alcanzar la comisura anterior, donde el fórnix postcomisural se curva hacia abajo y atrás y establece contacto con los cuerpos mamilares. Para ver esta unión, diseque cuidadosamente la sustancia gris que se encuentra entre la comisura anterior y los cuerpos mamilares. Si tiene éxito podrá apreciar la porción de este tracto denominada fórnix ventral.

A continuación se detallan una secuencia de pasos para la disección del asta posterior del ventrículo lateral, que proporciona una imagen tridimensional de este ventrículo y de las estructuras cerebrales que lo rodean. Para realizar esta disección sólo es necesario un hemisferio cerebral por lo que se podrá utilizar aquel reservado en el ejercicio de la disección sagital media. En el ventrículo lateral, con su característica forma en "C", se reconocen un asta anterior, un asta posterior y un asta inferior.

Tracto mamilotalámico o de Vicq d´Azyr Para poner de manifiesto este tracto, es necesario rebanar cuidadosamente la sustancia blanca que se localiza entre el tálamo y los cuerpos mamilares. Tracto habenulointerpeduncular o fascículo retroflexus Este tracto se puede ver disecando el tejido que se encuentra entre la habénula y la formación reticular mesencefálica.

El siguiente paso en la disección del ventrículo lateral es practicar una ventana en el cuerpo calloso, con un bisturí colocado verticalmente. Con este fin, se debe realizar un corte transverso al cuerpo calloso, desde la rodilla al esplenio, aproximadamente a 4 mm de la línea media. La misma operación debe ser repetida pero unos 5 mm más lateralmente. A continuación, hay que retirar la porción de tejido que ha sido cortada y que constituye el techo del ventrículo lateral (Fig. 1.7C). A


través de la ventana resultante se pueden observar las astas anterior y posterior del ventrículo lateral, y en el suelo del ventrículo, el núcleo caudado (en posición rostral), la fimbria y el hipocampo. Asimismo, a través de la ventana realizada se puede comprobar que el plexo coroideo

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se encuentra invaginado en el ventrículo, cubriendo parcialmente el hipocampo, el fórnix y la fimbria. El hipocampo y el núcleo caudado son dos estructuras en forma de "C". La figura 1.8 puede ayudar a entender la relación espa-

Figura 1.7. Disección del asta posterior del ventrículo lateral. Abreviaturas: c, núcleo caudado; cb, cerebelo; cc, cuerpo calloso; ce, cápsula externa; ci, cápsula interna; cs, colículo superior; fi, fimbria; gp, globo pálido; hi, hipocampo; t, tálamo-pulvinar.

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cial entre el caudado y el hipocampo. El hipocampo bordea la pared del ventrículo lateral y se extiende desde el territorio de la comisura anterior al asta posterior del ventrículo lateral, viajando a lo largo de la convexidad del cuerpo calloso. Ventralmente, el hipocampo penetra en el lóbulo temporal, donde se curva en dirección rostral para terminar en el lóbulo piriforme, caudal al uncus. Para estudiar las distintas partes del hipocampo es necesario extirpar la corteza y la sustancia blanca que rodean el asta posterior del ventrículo lateral, todo esto sin retirar el tejido que rodea el asta anterior. Para ello, se deben realizar con el bisturí secciones finas en el lóbulo occipital siguiendo la curvatura del hipocampo hasta el lóbulo piriforme (Fig. 1.7D). Tras haber realizado estas operaciones se ve la superficie del hipocampo y se puede apreciar una capa superficial de fibras, denominada alveus, que recubre el hipocampo y que conecta medialmente con el fórnix. En el lóbulo piriforme y en el extremo anterior del hipocampo y del asta inferior del ventrículo se localizan la cola del caudado y la amígdala. Una vez expuesta la porción terminal del hipocampo, éste se puede extraer cortando el fórnix aproximadamente un centímetro por detrás de la comisura anterior (Fig. 1.7E). En la superficie ventral del hipocampo se puede observar, entre la fimbria y el propio hipocampo, el giro dentado. Al retirar el hipocampo queda visible el tálamo y se pueden apreciar las prominencias que forman el pulvinar y el núcleo geniculado lateral. La superficie lateral del tálamo está cubierta por la cápsula interna y se encuentra separada del caudado por un surco. Si se elimina la fina lámina del tejido que recubre este surco se puede identificar la estría terminal por donde viajan los axones que van desde la amígdala al hipotálamo. Si se realiza una sección horizontal en la porción de la corteza que recubre el asta anterior del ventrículo lateral aparecerán

los distintos núcleos que constituyen los ganglios de la base (Fig. 1.7F). De lateral a medial se localizan la cápsula externa, el globo pálido, la cápsula interna y el caudado. La disección de los ventrículos laterales en un cerebro completo permite apreciar las relaciones anatómicas entre estos ventrículos y otras estructuras telencefálicas (Figura 1.8).

Disecciones internas En el presente apartado se proponen distintos ejercicios de disección que permiten identificar y localizar las estructuras cerebrales que quedan ocultas por los hemisferios telencefálicos. Con este propósito y partiendo de un cerebro intacto se describen una serie de pasos, que llevarán finalmente a la visualización del tronco cerebral, el tálamo, el hipocampo y el cerebelo. En cada uno de esos pasos se prestará una especial atención a las estructuras que van quedando visibles y se estudiará la posición relativa que mantienen con respecto a otras estructuras. La primera de estas actividades consiste en retirar distintas porciones de tejido cortical de manera que se consiga un resultado similar a la visión mostrada en la Figura 1.9A. Así, tomando esta imagen como referencia deben retirarse del hemisferio derecho los lóbulos parietal y occipital al completo, y aproximadamente 2/3 partes de los lóbulos frontal y temporal y la mitad derecha del cerebelo. El resultado obtenido tras esta disección permite identificar las siguientes estructuras: el ventrículo lateral, el cuerpo calloso, el caudado, el tálamo, la glándula pineal, el cuarto ventrículo, la lámina cuadrigémina (colículos superior e inferior), la fimbria, el giro dentado, el caudado y la cápsula interna. Además, se puede observar cómo el cere-


belo forma el techo del cuarto ventrículo. Un ejercicio interesante consiste en comparar la relación existente entre la sustancia blanca y la sustancia gris de la corteza cerebral y la corteza cerebelosa. Para ello, será de gran ayuda realizar una sección de aproximadamente 1 cm de grosor en el extremo de ambas cortezas. La siguiente actividad de disección interna tiene como objetivo dejar al descubierto la porción izquierda del hipocampo y del caudado. Para ello, tomando como referencia la Figura 1.9B, se debe extirpar con cuidado la superficie cortical del hemisferio derecho que comprende las regiones del lóbulo temporal y frontal. Asimismo, se debe retirar cuidadosamente la superficie cortical del hemisferio izquierdo, prestando especial atención al asta de Ammón del hipocampo. Con esta disección es posible

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identificar las distintas partes que componen el cuerpo calloso (rodilla, cuerpo y esplenio), el fórnix y el hipocampo. Finalmente, para obtener una preparación que permita estudiar detenidamente las estructuras correspondientes al tronco cerebral y al tálamo, se debe extirpar el cerebelo seccionando los pedúnculos cerebelosos, se podrá ver la superficie dorsal del tronco cerebral y la fosa romboidea, que forma el suelo del cuarto ventrículo (Fig. 1.10A). Los cortes para extraer el cerebelo se deben realizar al nivel más dorsal posible para no dañar ninguna estructura troncoencefálica. Por otro lado, y con el objetivo de dejar al descubierto el tálamo, se debe retirar el núcleo caudado y la mitad izquierda del hipocampo.

Figura 1.8. Visión dorsal de una preparación del cerebro de la oveja mostrando los ventrículos laterales. Se ha retirado todo el tejido cortical dorsal al cuerpo calloso. En el hemisferio derecho se aprecian el asta anterior y el asta posterior del ventrículo lateral. En el hemisferio izquierdo se ha retirado parte de la corteza del lóbulo temporal para exponer el asta inferior del ventrículo lateral.

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Figura 1.9. Disecciones internas. A. Visión del cerebro de la oveja en la que se han retirado los lóbulos parietal y occipital, la mayor parte del lóbulo temporal y frontal y el cerebelo del hemisferio derecho. B. Visión del cerebro de la oveja en el que se ha eliminado prácticamente toda la corteza cerebral y la mitad izquierda del hipocampo.


El tronco cerebral El tronco del encéfalo está compuesto de caudal a rostral por el bulbo raquídeo, la protuberancia y el mesencéfalo. En la Figura 1.10 se muestran el mesencéfalo y el romboencéfalo, en una visión dorsal (A) y ventral (B). En la visión dorsal se observan, en la parte caudal del bulbo raquídeo, los núcleos grácil y cuneiforme, donde hacen sinapsis los axones aferentes que llegan desde la médula a través de los fascículos del mismo nombre, también denominados cordones dorsales. En la transición entre la médula y el bulbo raquídeo, el canal central de la médula espinal se transforma en cuarto ventrículo. El suelo del cuarto ventrículo consiste en una depresión o fosa romboidea que presenta bilateralmente, en la parte más cercana al puente, un receso lateral por donde el líquido cefalorraquídeo del cuarto ventrículo pasa al espacio subaracnoideo que rodea el encéfalo y la médula espinal. El espacio subaracnoideo comunica con el ventrículo por dos orificios situados en los recesos laterales (agujeros de Luschka) y por un orificio que se abre en el vértice interior del techo del ventrículo (orificio de Magendie). El punto más caudal del cuarto ventrículo se denomina óbex. En la visión dorsal de la protuberancia se observan, en los bordes del cuarto ventrículo, los pedúnculos cerebelosos, formados por las fibras aferentes y eferentes del cerebelo. En el límite entre el romboencéfalo y el mesencéfalo, el cuarto ventrículo se transforma en acueducto cerebral. El acueducto cerebral, que se extiende a lo largo de todo el mesencéfalo, queda oculto en la visión dorsal por los colículos superior e inferior. El estudio de la cara ventral del tronco del encéfalo permite apreciar la localización de todos los pares craneales a excepción del nervio olfatorio y el óptico (Fig. 1.4). En la cara ventral del bulbo raquídeo se distinguen dos haces de fibras longitudinales denominadas pirámides bulbares. A través

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de estos haces descienden un conjunto de fibras que proceden de la corteza cerebral ipsilateral y se dirigen a la médula espinal, las fibras corticoespinales. En la parte más caudal del bulbo raquídeo se puede identificar la decusación de las pirámides, lugar donde las fibras piramidales cruzan desde el lado izquierdo al derecho y viceversa. En la región más rostral del bulbo raquídeo puede examinarse, lateralmente a las pirámides, una eminencia ovalada que recibe el nombre de oliva inferior y el núcleo coclear, cuyas fibras cruzan hacia el lado opuesto por el cuerpo trapezoideo. La delimitación entre el bulbo y la protuberancia en la cara ventral es clara ya que el inicio del puente coincide con la aparición de una convexidad saliente constituida por el conjunto de las fibras transversas que lateralmente forman el pedúnculo cerebeloso medio. En la cara ventrolateral del puente se puede identificar el nervio trigémino. La visión basal del mesencéfalo muestra una hendidura en la línea media o fosa interpeduncular, que está rodeada lateralmente por dos grandes fascículos, los pies de los pedúnculos cerebrales, que conectan rostralmente con la cápsula interna. El tálamo En la parte más rostral y contigua al mesencéfalo se localiza el diencéfalo (Fig. 1.10). El diencéfalo consta de epitálamo, tálamo, subtálamo e hipotálamo. En la cara dorsal del diencéfalo se identifican varias estructuras pertenecientes al epitálamo: la glándula pineal, la habénula, la estría medular y la estría terminal (que discurre por la cara dorsomedial del tálamo). También es posible identificar la subdivisión mayor del diencéfalo, el tálamo. Se trata de una estructura de forma ovoide que constituye la pared del tercer ventrículo. En el límite lateral del tálamo se encuentran la cápsula interna y el núcleo caudado. Obsérvese cómo en la región más rostral del tálamo se localiza la comisura anterior (Fig. 1.10A). En el tálamo se

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Figura 1.10. Disecciones internas. Visión dorsal (A) y ventral (B) de una preparación del cerebro de la oveja que muestra el tronco cerebral y el diencéfalo.


pueden distinguir los siguientes núcleos: el tálamo anterior, el tálamo ventral, el pulvinar, una amplia región en la parte más posterior del tálamo, y los núcleos geniculados lateral y medial, que se hallan en una posición ventral respecto al pulvinar. Para poder identificar de una forma más clara el tálamo ventral se debe practicar un corte coronal aproximadamente unos 2 mm rostralmente a la glándula pineal. El hipocampo En la disección anterior se ha estudiado la localización de diferentes estructuras que permanecen ocultas por los hemisferios. Una de estas estructuras es el hipocampo, que se sitúa por debajo de la corteza temporal. En la siguiente actividad de disección se propone extraer el hipocampo para estudiar su morfología y las partes que lo constituyen. Para la disección del hipocampo debe emplearse un cerebro intacto y se procederá de forma similar al proceso seguido en la disección interna, con la diferencia de que en esta ocasión se respetará el asta de Ammón en ambos hemisferios. Una vez que se ha retirado toda la corteza cerebral que rodea al hipocampo se puede extraer el mismo (Fig. 1.11).

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La formación hipocampal consta del hipocampo propio, el giro dentado y el giro parahipocampal (Cuadro 1.6). El giro dentado consiste en una estrecha franja de corteza situada entre la porción superior de la circunvolución parahipocámpica, denominada subiculum, y la fimbria. Toda la superficie ventricular de la formación del hipocampo está cubierta por una capa de sustancia blanca, llamada alveus, compuesta por axones procedentes del hipocampo. Estas fibras convergen en la superficie medial del hipocampo para formar la fimbria que finalmente constituirá el trígono cerebral o fórnix. El cerebelo En la cara dorsal del tronco del encéfalo y recubriendo el cuarto ventrículo se encuentra el cerebelo. Para obtener un cerebelo aislado del resto del encéfalo se deben disecar los pedúnculos cerebelosos que mantienen unido el cerebelo al tronco encefálico. Es posible seguir estos gruesos haces de fibras y comprobar que el pedúnculo cerebeloso inferior conecta con el tracto espinocerebeloso de la médula, el pedúnculo cerebeloso medio con la protuberancia y el superior con el mesencéfalo.

Figura 1.11. Disección del hipocampo. Visión dorsal (izquierda) y ventral (derecha) del hipocampo de la oveja.

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Cuadro 1.6. Organización del hipocampo La organización en capas de la formación hipocampal muestra una transición gradual, de seis capas en la circunvolución parahipocámpica a presentar tres en el giro dentado y el hipocampo. El subiculum es la zona de transición entre la isocorteza (circunvolución parahipocámpica) y la arquicorteza (hipocampo). En la figura aparece un dibujo a cámara clara de una sección del asta de Ammón del hipocampo realizado por Ramón y Cajal y una fotomicrografía del hipocampo al nivel del asta de Ammón, teñida con la técnica de Nissl, que muestra la distribución en capas y los tipos celulares. El giro dentado está formado por tres capas dispuestas en forma de U ó V, denominadas molecular, granular y polimórfica. Estas capas son análogas a las que presentan el hipocampo y el subiculum, con la diferencia de que en estas estructuras la capa de las células granulares del giro dentado es sustituida por la capa de las células piramidales. El hipocampo propiamente dicho tiene cuatro divisiones citoarquitectónicas, las regiones CA1, CA2, CA3 y CA4. Las iniciales CA hacen referencia a Cornus Ammonis o asta de Ammón. Estos campos difieren en la organización neuronal y los patrones de conectividad. Las fibras aferentes alcanzan el asta de Ammón principalmente a través del haz perforante y sólo en pequeña proporción a través del alveus. Estas fibras terminan en las dendritas de las células piramidales y una parte de ellas llegan a las células granulares de la circunvolución dentada. Los axones de las células granulares se denominan fibras musgosas y establecen sinapsis con las dendritas de las células piramidales. Por último, las eferencias del hipocampo están formadas por los axones de las células piramidales, que abandonan la corteza por la fimbria. De los axones de las células piramidales parten colaterales recurrentes, llamados colaterales de Schaffer, que recorren los árboles dendríticos de numerosas células piramidales.


El cerebelo consta de dos hemisferios situados lateralmente unidos en la línea media por el vermis (Fig. 1.12). La superficie del cerebelo se encuentra plegada en

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numerosas folias orientadas transversalmente. Algunos de estos pliegues son de gran profundidad y llegan a formar fisuras que delimitan el cerebelo en lóbulos. Así

Figura 1.12. Disección del cerebelo. Visión rostral (A) y caudal (B) del cerebelo de la oveja.

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la fisura primaria separa el lóbulo anterior del posterior. En un corte sagital de la línea media (Fig. 1.13) es posible identificar los diferentes lobulillos que forman el lóbulo anterior (língula, central y culmen) y el lóbulo posterior (simple, tuber vermis, úvula y pirámide). Asimismo, en esta visión medial se puede observar que la bifurcación de la sustancia blanca hacia cada una de las folias forma una ramificación característica en forma de árbol, denominada arbor vitae. En los hemisferios cerebelosos es posible identificar los siguientes lóbulos: ansiforme, paramediano y paraflóculo (Fig. 1.12). En la cara inferior del cerebelo se encuentra el lóbulo floculonodular, que consta del nódulo en la línea media y el flóculo, que se encuentra a ambos lados. Inmersos en la sustancia blanca aparecen los núcleos profundos: el núcleo fastigial, el núcleo interpósito y el núcleo dentado. Estos núcleos reciben los axones de las células de Purkinje de regiones funcionalmente diferentes y constituyen las principales eferencias del cerebelo. Los núcleos profundos del cerebelo podrán ser apreciados en los cortes seriados que se estudiarán a continuación.

Figura 1.13. Visión sagital medial del cerebelo de la oveja en la que se muestra la localización de los diferentes lobulillos.

ESTUDIO MEDIANTE CORTES SERIADOS En este apartado se afrontará el estudio macroscópico de la neuroanatomía del cerebro de la oveja mediante la descripción de las estructuras cerebrales que aparecen en secciones obtenidas en distintos planos de corte. El estudio mediante secciones seriadas permite transferir el conocimiento de la morfología externa de las principales estructuras del sistema nervioso central, adquirido en los apartados anteriores, a un sistema basado en los planos coronal, horizontal y sagital. Una vez que se consiga localizar las estructuras en este sistema, podrá utilizar esta información para integrar los diferentes planos y reconstruir tridimensionalmente la organización interna del cerebro con una visión más precisa de las relaciones espaciales entre las distintas estructuras. Para la obtención de secciones con un grosor definido pueden usarse guías de deslizamiento (Fig. 1.14). Este procedimiento consiste en pegar a una superficie lisa dos listones de madera paralelos entre los que se sitúa el cerebro. Para realizar secciones horizontales, basta con apoyar el cerebro por su superficie ventral y deslizar el cuchillo por las guías hasta obtener una sección completa. Para las secciones sagitales se realiza una disección sagital medial y a continuación, se apoya el cerebro sobre la superficie plana obtenida. Para las secciones coronales es necesario realizar un primer corte en el plano coronal. A continuación se apoya el cerebro sobre la superficie plana obtenida y se desliza el cuchillo sobre las guías para obtener una serie completa de secciones. Para realizar las secciones debe emplearse un cuchillo lo suficientemente largo para que pueda deslizarse con comodidad por estas guías. De esta manera, se asegura la obtención de unos cortes de calidad. Las secciones obtenidas pueden ser


también teñidas mediante un procedimiento que incremente el contraste entre la sustancia gris y la sustancia blanca, como por ejemplo, la técnica de tinción de Mulligan (Cuadro 1.7). A continuación se presenta un atlas fotográfico de secciones coronales, sagitales y horizontales de un cerebro de oveja. Todas estas secciones han sido obtenidas usando guías de deslizamiento de 0.5 cm de grosor.

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Se recomienda realizar los cortes en el mismo nivel y plano que los utilizados para la elaboración de este atlas fotográfico para facilitar la identificación de las mismas estructuras. Es importante que a medida que se vayan obteniendo los cortes, éstos se coloquen en orden para poder llevar a cabo un estudio seriado de las distintas estructuras.

Figura 1.14. Procedimiento de obtención de secciones seriadas mediante el empleo de guías paralelas.

Cuadro 1.7. La tinción de Mulligan Para el estudio macroanatómico del sistema nervioso se utilizan habitualmente secciones que sólo han sufrido el proceso de fijación. Sin embargo, también es posible realizar este estudio utilizando secciones sometidas a un proceso de tinción que diferencie de forma clara las zonas de sustancia blanca. Para ello se pueden teñir las secciones mediante la técnica de Mulligan o Azul de Prusia. El secreto de esta técnica radica en la utilización de fenol previamente al proceso de tinción. El fenol recubre y protege la mielina. Por este motivo, al realizar la tinción la sustancia gris aparece con un color azul y la sustancia blanca permanece con su color blanco original. Protocolo de tinción 1. Preparar la solución de Mulligan. 40 grs. ácido carbólico (fenol cristalizado) 5 grs. sulfato cúprico (CuSO4)

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1,25 cc. ácido clorhídrico concentrado (HCl) 1000 cc. agua destilada 2. Calentar la solución a 60ºC en una campana extractora. Los gases producidos por el calentamiento de la solución pueden irritar las mucosas. Cubrir la solución caliente para evitar la evaporación. Puede almacenarse durante varias semanas. Con la cantidad resultante se pueden teñir aproximadamente 60 secciones. 3. Sumergir las secciones en una bandeja con agua destilada durante 10 minutos. 4. Verter la solución de Mulligan en una bandeja y colocar con cuidado las secciones en el interior durante 4 minutos. Usar siempre una espátula para colocar o mover las secciones. No introducir las manos en el fenol caliente. Evite quitar la película protectora que se forma en la superficie del tejido. 5. Transferir las secciones a una bandeja de agua fría durante 1 minuto o menos. 6. Sumergir las secciones en una solución de cloruro férrico al 1% durante dos minutos. Esta solución tiene que ser preparada inmediatamente antes de su uso y contiene: 10 grs. cloruro férrico (FeCl3) 1000 cc. agua destilada 7. Enjuagar las secciones en agua durante 3 a 5 minutos. 8. Transferir las secciones a una solución con ferrocianuro potásico al 1% hasta que el tejido adquiera un color azul oscuro. El color se intensificará y se hará más oscuro durante el posterior lavado en agua. Esta solución puede ser almacenada y contiene: 10 grs. ferrocianuro potásico (K4Fe(CN)6) 1000 cc. agua destilada 9. Lavar las secciones en agua corriente durante 5 minutos. 10. Por último, colocar las secciones en alcohol 70° para su conservación.


ATLAS FOTOGRÁFICO Secciones Coronales

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Secciones Coronales


Secciones Coronales

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Secciones Coronales


Secciones Coronales

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Secciones Coronales


Secciones Sagitales

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34 Secciones Sagitales



Secciones Horizontales

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El capítulo 1 del CD-ROM presenta fotografías en color de alta resolución y nivel de detalle, organizadas para el estudio interactivo de la macroanatomía del cerebro de la oveja. En fotografías de visiones externas, dorsal, ventral y lateral del cerebro, se señalan las estructuras más relevantes de la superficie cerebral. Para el estudio macroanatómico de las estructuras no superficiales se muestra una serie de disecciones internas, así como de la superficie sagital media en las que se destacan los hitos anatómicos más relevantes y sus relaciones espaciales. Una guía fotográfica describe los pasos a seguir para la disección de las estructuras adyacentes al ventrículo lateral. Además, se presenta un atlas fotográfico completo del cerebro de la oveja en secciones coronales, sagitales y horizontales, donde cada sección se muestra en su color natural y teñida con la técnica de Mulligan. La posibilidad de visualizar estas secciones con o sin rótulos identificativos potencia el aprendizaje y permite la autoevaluación.

Lecturas recomendadas Carpenter, M.B. (1991). Neuroanatomía. Fundamentos. Williams & Wilkins. Londres. Crossman, A. R. y Neary, D. (2002). Neuroanatomía. Texto y Atlas en color. Masson. Barcelona. Kahle, W., Leonhardt, H. y Platzer, W. (1988). Atlas de Anatomía. Tomo 3: Sistema Nervioso y Órganos de los Sentidos. Omega. Barcelona. Kandel, E.R., Schwartz, J.H. y Jessel, T.M. (2001). Principios de Neurociencia. Mc Graw-Hill. Madrid. pp.317-336. Martin, J.H. (1998). Neuroanatomía. Prentice Hall. Madrid. Nieuwenhuys, R., Voogd, J. y Van Huijzen, C. (1985). Sinopsis y Atlas del Sistema Nervioso Central Humano. AC. Madrid. Northcutt, R.G., Williams, K.L. y Barber, R.P. (1966). Atlas of the Sheep brain. Stipes Publ. Co. Campaign. Snell, M.D. (1992). Neuroanatomy. A Review with Questions and Explanations. Little, Brown and Company. Boston. Wanderwolf, C. y Cooley, R.K. (1990). The Sheep Brain: A Photographic Series. A.J. Kirbz. Co. Londres.

2 Uso del microscopio óptico

Desde que apareció el primer microscopio a mediados del siglo XVII este instrumento ha desempeñado un importante papel en el desarrollo del conocimiento en todas las ramas de las ciencias de la vida. Actualmente, en el campo de la neurociencia, el microscopio tiene un valor tal que se puede afirmar que es prácticamente imposible realizar ningún tipo de investigación o estudio sin hacer uso del mismo. En general, con el término microscopio se hace referencia a todo instrumento capaz de producir imágenes ampliadas de objetos pequeños. Bajo este término se engloban instrumentos de diferentes tipos, por ejemplo, el microscopio óptico convencional, el microscopio de contraste de fase, el microscopio invertido o el microscopio electrónico. El presente capítulo se centrará en el estudio del funcionamiento y uso del microscopio óptico convencional. Los microscopios

ópticos usados normalmente son del tipo compuesto, es decir, están constituidos por una combinación de lentes convergentes agrupadas en el objetivo y en el ocular. El objetivo está constituido por el conjunto de lentes que se sitúan cerca de la muestra, mientras que el conjunto de lentes más cercanas al ojo del observador constituye el ocular. El principio básico de funcionamiento del microscopio óptico es sencillo: el objetivo proyecta una imagen ampliada del objeto observado en dirección al ocular, que actúa a modo de lupa, ampliando la imagen que produce el objetivo. Sin embargo, para obtener el máximo rendimiento de este instrumento es preciso conocer algunos principios básicos de óptica y respetar algunas normas de uso. El objetivo de este capítulo es introducir al lector en el apasionante mundo de la microscopía.

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Figura 2.1. Componentes del microscopio óptico.

Uso del microscopio óptico

COMPONENTES DEL MICROSCOPIO A continuación se describen los principales elementos que forman parte de un microscopio (Fig. 2.1). Los componentes del microscopio óptico pueden agruparse en dos categorías: elementos mecánicos y elementos ópticos. Aunque ambas clases de elementos son importantes para el funcionamiento y rendimiento del microscopio, son los componentes ópticos los que realmente definen su calidad.

41 el portaobjetos con precisión en dos ejes del plano horizontal perpendiculares entre sí, por medio de los dos tornillos del portaobjetos situados en el costado de la platina. Estos tornillos no sólo permiten explorar distintas zonas de la preparación, sino que además, en combinación con las escalas graduadas (veáse Mediciones) permiten realizar mediciones o identificar de forma precisa lugares de interés en las preparaciones. Tornillos macrométrico y micrométrico

La base constituye el pie sobre el que se apoya el microscopio y confiere estabilidad al mismo. Lleva incorporado el dispositivo de encendido así como la fuente de iluminación.

Los tornillos macrométrico y micrométrico accionan un mecanismo de cremallera que permite subir y bajar la platina (acercarla o alejarla del objetivo) con el fin de enfocar la imagen que se forma en el ocular. El tornillo macrométrico acciona un engranaje de paso largo que permite efectuar desplazamientos de gran amplitud y largo recorrido. El tornillo micrométrico se emplea para realizar el ajuste fino del enfoque.

Columna

Tubo

La columna tiene su origen en la base del microscopio y es perpendicular a ella en su inicio, pero posteriormente se curva y discurre paralelamente a la base. Sirve de soporte para el resto de las piezas del microscopio, por ejemplo la platina y el tubo.

El tubo consiste en una cámara oscura que contiene el ocular y los objetivos. A diferencia de lo que ocurría en los microscopios antiguos, en los microscopios modernos el tubo tiene una longitud fija.

Platina

El revólver portaobjetivos es un elemento giratorio situado en la parte inferior del tubo, en el que se encuentran acoplados los diferentes objetivos del microscopio. La rotación del revólver permite la sustitución de un objetivo por otro sin necesidad de retirar los ojos de los oculares cuando se desea observar la preparación a mayor aumento. Esta operación requiere un pequeño rectificado del enfoque de la preparación mediante el empleo de los tornillos macro y micrométrico.

Elementos mecánicos Base

La platina consiste en una plataforma rígida, orientada perpendicularmente al eje óptico del microscopio. La platina presenta una abertura, situada en el trayecto que siguen los haces luminosos de la fuente de iluminación, sobre la que se coloca la preparación. Asimismo, la platina de los microscopios modernos dispone de un sistema de pinzas o garras para sujetar el portaobjetos. Normalmente este sistema de sujeción es móvil y permite desplazar

Revólver portaobjetivos

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Elementos ópticos Objetivos El objetivo consiste en un sistema de lentes convergentes dispuestas en el interior de un tubo. El objetivo se sitúa directamente sobre el objeto o muestra, entre el condensador y los oculares. La función del objetivo es producir una imagen magnificada de la preparación objeto de estudio. Dicha imagen magnificada se denomina imagen intermedia o aérea. Puede visualizarse la imagen aérea retirando el ocular y colocando una pantalla (por ejemplo un trozo de papel) en el mismo plano. Las lentes constituyentes de los objetivos están compuestas de diferentes vidrios diseñados para reducir las aberraciones de la

imagen. La buena factura del objetivo constituye un elemento crucial de la óptica de un microscopio, ya que cualquier defecto en este punto se acentúa cuando la imagen es aumentada por el ocular. Los objetivos pueden clasificarse en acromáticos y apocromáticos en función de las aberraciones cromáticas que sean capaces de eliminar (véase el Cuadro 2.2). Los objetivos más económicos y, por ello, los más empleados en los microscopios para iniciación a la microscopía, son los acromáticos. Estos objetivos eliminan la aberración cromática axial en dos longitudes de onda (azul y rojo). Los objetivos apocromáticos, más complejos, reducen la aberración cromática en tres longitudes de onda (azul, rojo y verde). Por otro lado, es posible que el objetivo esté dotado de un

Cuadro 2.1. Orígenes de la microscopía El término microscopio deriva de la combinación de los términos griegos mikro y scopeo que significan "pequeño" y "mirar". Prácticamente desde la edad media se sabe que los espejos convexos y las esferas de cristal llenas de agua tienen la propiedad de aumentar el tamaño de las imágenes. Sin embargo, la primera ilustración conocida de un microscopio data de 1625. En el siglo XVII se comenzó a hacer un uso sistemático de los microscopios. De este modo, el sentido de la vista iba más allá de sus posibilidades naturales, y por lo tanto se abrían nuevas puertas para los naturalistas. Existían dos tipos de microscopios: el sencillo y el compuesto. El microscopio compuesto consistía en una combinación de lentes y fue inventado por el holandés Zacharias Jensen. El microscopio sencillo estaba constituido por una sola lente y fue inventado por un comerciante holandés llamado Anton van Leeuwenhoek. Para construir este tipo de microscopios, Leeuwenhoek usaba lentes simples, las cuales, debido a su reducido tamaño, podían obtenerse de pequeños cristales perfectos. Puliendo cuidadosamente dichos cristales llegó a conseguir lentes que aumentaban hasta doscientas setenta veces un objeto con una nitidez considerable. Sin embargo, estos microscopios tenían el inconveniente de poseer un tamaño excesivamente reducido fruto de la pequeñez de las lentes utilizadas. Por otro lado, las lentes usadas producían un halo de color alrededor del objeto observado (aberración cromática) debido a que las lentes descomponían la luz blanca en las longitudes de onda de los distintos colores que la constituyen. Estos inconvenientes condujeron al mayor uso y a la evolución del microscopio compuesto. En 1820, el inglés Joseph Jackson Lister diseñó un microscopio capaz de corregir el halo de colores que rodeaba al objeto observado. Este tipo de microscopio, denominado acromático, constituyó un gran avance y la serie de mejoras que sobre él se realizaron dieron como resultado la aparición a finales del siglo XIX del Microscopio simple utilizado por microscopio óptico moderno. Leeuwenhoek


conjunto de lentes para corregir la curvatura de campo, otro tipo común de aberración. Dichos objetivos se denominan objetivos de campo plano y son muy usados hoy en día. Cabe destacar que existe una relación directa entre los tipos de aberraciones que es capaz de corregir un determinado objetivo, el número de lentes que lo componen y el costo del mismo. De este modo, los objetivos constituidos por el mayor número de lentes y los más costosos son los planoapocromáticos. Este tipo de objetivos se caracteriza por corregir tanto las aberraciones cromáticas en las longitudes de onda correspondientes al rojo, verde y azul, como la curvatura del campo. Además, los objetivos pueden clasificarse en secos y de inmersión, en función de que el medio existente entre la lente y la preparación sea aire o aceite. Al primer grupo pertenecen los objetivos de bajo aumento, mientras que en el segundo grupo se encuadran los objetivos de gran aumento (60x y 100x). Otra característica importante de los objetivos modernos es que son parafocales. Esto significa que al cambiar de un objetivo a otro de mayor aumento, sólo es necesario realizar un pequeño ajuste con el tornillo micrométrico para conseguir una imagen enfocada. Además, el uso de este

43 tipo de objetivos aporta una ventaja adicional puesto que al cambiar de un objetivo a otro, la preparación no sólo se mantiene prácticamente enfocada, sino que también permanece centrada. En el cilindro exterior de los objetivos se encuentran impresas las características técnicas de los mismos (Fig. 2.2). Normalmente, aparece el nombre del fabricante, las aberraciones que el objetivo es capaz de corregir y, finalmente, figuran inscritas dos cifras separadas por una barra. La primera cifra indica los aumentos del objetivo y la segunda su apertura numérica. En ocasiones, también se indican la longitud del tubo y el grosor del cubreobjetos recomendado. Para la rápida identificación visual de los objetivos se les suele asignar un código de colores, en el que cada color define un aumento y una apertura numérica. Oculares El ocular está compuesto por el conjunto de lentes más cercano al ojo del observador. Su función consiste en aumentar la imagen aérea creada por el objetivo. La magnificación de la imagen intermedia procedente del objetivo forma una imagen virtual. Los rayos de luz de esta imagen virtual son los que finalmente inciden sobre la retina (Fig. 2.3). En términos generales, el ocular funciona

Figura 2.2. Características técnicas de los objetivos más comunes.

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como una lupa y normalmente proporciona una amplificación adicional de 10x. Para que el rendimiento del microscopio sea máximo, las características técnicas de los oculares deben ser acordes con las de los objetivos empleados. Normalmente, los oculares disponen de un sistema de corrección óptica con una escala de dioptría para compensar las diferencias de visión de cada uno de los ojos.

Fuente de iluminación La fuente de iluminación es un elemento de vital importancia en el microscopio, especialmente cuando se utilizan grandes aumentos. Se encuentra en el pie del microscopio y proporciona una luz fija y constante a la preparación. El microscopio suele disponer de un mecanismo para el control de la intensidad lumínica y de un diafragma de campo que permite la apertura y cierre del cono de luz que se proyecta sobre la preparación (Fig. 2.4). Condensador y diafragma iris

Figura 2.3. Formación de una imagen virtual aumentada de una muestra microscópica a partir del sistema de lentes de un microscopio.

Una correcta iluminación de la preparación aumenta las posibilidades funcionales del microscopio. La luz que entra en el sistema debe enfocarse sobre la preparación para que la imagen se traslade de forma adecuada al objetivo y llegue con la mayor calidad posible al ojo del observador a través del ocular. Para ello los microscopios están dotados de un juego de lentes, denominado condensador, situado entre la fuente de luz y los objetivos, cuya función es concentrar los rayos luminosos sobre la preparación (Fig. 2.4). Haciendo uso del condensador es posible conseguir una iluminación que se ajuste a la apertura numérica característica de cada objetivo. Para obtener una resolución óptima, las lentes que constituyen el condensador deben reconducir los haces de luz de forma que la iluminación del campo de visión del objetivo sea perfecta. Esta reconducción se puede hacer modificando dos parámetros. En primer lugar, es posible definir el plano del foco de la luz. Para ello se debe modificar la altura de las lentes del condensador, aproximándolo o distanciándolo de la preparación en el eje vertical. En términos generales, cuanto mayor sea el aumento del objetivo, más próximo deberá estar el condensador a la preparación. Un error muy común en la manipulación del condensador es intentar subir y bajar el mismo para controlar la intensidad lumínica. Esta maniobra es


incorrecta puesto que el microscopio suele tener un mando para controlar la intensidad de luz que incide sobre la muestra. Cuando se emplean objetivos de bajo aumento, por ejemplo los de aumento 3x, es una tarea difícil conseguir iluminar todo el campo de visión del objetivo. Con este propósito, los condensadores modernos suelen estar provistos de una lente móvil situada en el extremo superior del mismo, que puede ser retirada cuando se emplean los objetivos de bajo aumento. En segundo lugar, la lente condensadora está equipada con un diafragma cuyo ajuste permite controlar el diámetro del cono de luz que incide sobre la preparación. La mayoría de los condensadores tienen grabada una escala mediante la cual es posible conocer la apertura numérica efectiva del haz de luz. Esta escala es muy útil, ya que permite adecuar dicha apertura a la del objetivo que se esté usando en cada momento. En muestras con poco contraste resulta aconsejable disminuir el cono del haz de luz que incide sobre la preparación. En estos casos, el reducir la apertura del diafragma

45 del condensador alrededor del 75% de la apertura numérica del objetivo impide que la imagen aparezca borrosa. Filtros selectivos El contraste de la imagen de una preparación microscópica puede también mejorarse mediante el empleo de filtros selectivos o coloreados para filtrar la luz de la fuente de iluminación. Estos filtros se caracterizan por permitir el paso de radiaciones luminosas de una determinada longitud de onda, en detrimento de otras. Por ejemplo, el uso de filtros azules puede corregir una iluminación demasiado amarillenta. Este tipo de técnicas para mejorar el contraste resulta muy útil en fotomicrografía.

CARACTERÍSTICAS ÓPTICAS DEL MICROSCOPIO Aumento total del microscopio La magnificación o aumento total de un microscopio es el resultado de multiplicar la magnificación del objetivo por la del ocular. Este valor es equivalente al resultado del cociente entre el tamaño de la imagen aumentada y la real, o al de la relación entre los ángulos visuales de la imagen vista con el microscopio y el de la imagen vista directamente con el ojo. En microscopía óptica el rango más habitual de aumento del objetivo comprende desde 3x a 100x y el rango de aumento de los oculares de 5x a 15x, por lo que el aumento total abarca de 15 a 1500 veces el tamaño de la imagen real.

Figura 2.4. Dibujo esquemático de la trayectoria seguida por los rayos lumínicos. A: plano del diafragma de campo, B: plano del diafragma del condensador.

Aumento total = aumento del objetivo x aumento del ocular

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Poder de resolución y apertura numérica El término resolución hace referencia a la distancia mínima que debe separar a dos puntos para que éstos se vean independientemente. Por tanto, el poder resolutivo de un microscopio es su capacidad para separar dos puntos muy próximos. El poder de separación o resolución de un microscopio depende de la longitud de onda de la luz utilizada y de la propiedad óptica de las lentes del objetivo denominada apertura numérica. La apertura numérica de la lente determina el ángulo de incidencia de la luz. Como normalmente la longitud de onda de la luz se mantiene constante, se puede afirmar que la resolución depende principalmente de la apertura numérica del objetivo. Existe una correlación directa entre la apertura numérica y el aumento del objetivo en cuestión. El rango de apertura numérica puede variar desde 0,3 en objetivos de bajo aumento hasta 1,4 en los objetivos de 100x. Cuanta más apertura numérica tenga el objetivo más luz difractada recogerá, mayor resolución tendrá la imagen y más detalles podrán distinguirse en ésta. Normalmente en los objetivos se indica su apertura numérica, siendo más costosos y complejos los sistemas de lentes de los objetivos de mayor apertura. Existen otros modos de incrementar el poder de resolución de un microscopio. En este sentido, y como ya se ha comentado anteriormente, es muy importante realizar un ajuste adecuado de la iluminación que llega al objetivo. Para conseguir este propósito se puede aumentar la apertura numérica del condensador. El concepto de aumento útil alude a la relación entre el aumento de los objetivos de un microscopio, el poder de resolución y la apertura numérica. Debido a las propias características físicas de la luz

visible, existe un límite en el empleo de los aumentos por encima del cual se reduce el poder de resolución, no pudiendo ser observados los detalles más sutiles de los objetos. Por tanto, debe buscarse una fórmula de compromiso entre los aumentos a emplear y el poder de resolución que deseamos obtener. El rango de la magnificación útil en microscopía óptica se sitúa entre 500 y 1000 veces la apertura numérica del objetivo.

Poder de definición El poder de definición es la cualidad de los objetivos por la que se presentan más o menos contrastados los contornos de una imagen. Esta propiedad es inversamente proporcional al poder de resolución, por lo que a una mayor apertura numérica corresponde un poder de definición más bajo. Se produce, entonces, una pérdida de contraste con el incremento de la apertura numérica. Un bajo poder de definición, derivado del empleo de un objetivo de elevada apertura numérica, puede mejorarse con tinciones que incrementan el contraste de las muestras objeto de análisis.

Profundidad de foco o profundidad de campo Al hablar de resolución en microscopía óptica se suele hacer mucho énfasis en la resolución del eje perpendicular al eje óptico del objetivo. Sin embargo, un aspecto importante en la resolución del microscopio es el poder resolutivo axial del objetivo, lo que habitualmente se denomina profundidad de campo. Al igual que en fotografía, el concepto de profundidad de campo en microscopía hace referencia a la distancia que existe entre el plano más cercano y el más lejano al objetivo, que se


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Cuadro 2.2. Aberraciones ópticas en microscopía El concepto de aberración óptica hace referencia a las anomalías en la imagen del objeto observado al microscopio, derivadas de los defectos ópticos de las lentes. Una aberración en un dispositivo óptico consistente en una sola lente resulta difícil de eliminar. Sin embargo, la combinación de diferentes tipos de lentes y cristales permite reducir este fenómeno al contrarrestarse los defectos de una superficie con los defectos iguales y opuestos de otras. Se distinguen dos tipos principales de aberraciones: aberraciones geométricas y aberraciones cromáticas. Las primeras están relacionadas con la naturaleza esférica de las lentes utilizadas y la segunda deriva de la variación de los índices de refracción del amplio rango de frecuencias que constituyen la luz visible. La aberración esférica se produce cuando las ondas de luz que pasan por la periferia de la lente no se encuentran en el mismo foco que las ondas que pasan por el centro de la misma. Este fenómeno se debe a la diferencia en la desviación sufrida por los rayos que pasan por el centro de la lente y los rayos que pasan cerca de la periferia. Los rayos que pasan cerca de la periferia son refractados en un mayor grado, resultando en la producción de diferentes puntos focales a lo largo del eje óptico. La aberración esférica afecta seriamente a la resolución, puesto que provoca una dispersión de la imagen. Para corregir esta aberración se puede reducir la luz incidente en el borde de la lente haciendo uso del diafragma. Los objetivos modernos de alta calidad reducen este defecto usando lentes de diferentes curvaturas y controlando de forma exhaustiva el camino seguido por el haz de rayos de luz. Dentro de las aberraciones geométricas también se encuentran las siguientes: coma, astigmatismo y curvatura de campo. La aberración de tipo coma se produce cuando las diferentes zonas concéntricas de una lente producen distintos aumentos. Una lente con esta aberración produciría una imagen en forma de cometa de cualquier objeto puntiforme desplazado del eje óptico. Normalmente esta aberración es corregida a la vez que se corrige la aberración esférica. El astigmatismo se produce cuando la imagen de un objeto puntiforme situado fuera del eje óptico aparece como dos imágenes lineales separadas y perpendiculares entre sí. La curvatura de campo es una consecuencia de la curvatura que poseen la mayoría de las lentes. El resultado es la producción de una imagen curvada de un objeto plano. Cuando la parte central está enfocada no lo está la periferia y viceversa. Usualmente no es un obstáculo demasiado importante puesto que el observador puede reenfocar continuamente la muestra con el tornillo micrométrico. Sin embargo, constituye un serio problema a la hora de realizar fotomicrografías, puesto que una parte de la misma se encontrará fuera de plano. Tradicionalmente ha sido la aberración más difícil de eliminar con los objetivos acromáticos, pero se ha mejorado con la introducción de los objetivos de campo plano o planacromáticos. La aberración cromática se produce como resultado de la descomposición de la luz blanca en diferentes longitudes de onda. Cuando la luz blanca pasa a través de una lente convexa, las longitudes de onda que la componen son refractadas de acuerdo con su frecuencia. La luz azul es la refractada en mayor grado, seguida de la verde y de la roja. La incapacidad de la lente para reunir todas las longitudes de onda en el mismo foco resulta en una pequeña variación en el tamaño de la imagen y en el punto focal diferente para cada una de las longitudes de onda predominantes. Como consecuencia de este fenómeno aparece un halo de colores alrededor de la imagen observada. Esta aberración puede ser corregida utilizando parejas de lentes en las que cada una de las lentes constituyentes posee índices de refracción y propiedades dispersivas diferentes. Estos conjuntos de lentes son conocidos como lentes acromáticas. Con las lentes acromáticas puede conseguirse que dos de los tres colores estén situados en el mismo plano focal. Para conseguir la coincidencia de la luz de las tres longitudes de onda en el mismo plano focal hay que usar lentes apocromáticas. Estas lentes son muy costosas y sólo las tienen los objetivos de muy alta calidad.

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encuentran simultáneamente enfocados. Los objetivos de menor aumento tienen una mayor profundidad de campo. La profundidad de campo también es inversamente proporcional a la apertura numérica. Por este motivo, para conseguir una buena observación en profundidad hay que renunciar a un buen poder de resolución en el eje horizontal.

Contraste El contraste es la diferencia de brillo entre distintos detalles de la muestra observada o entre el objeto observado y el medio. En el estudio del sistema nervioso mediante microscopía óptica es común encontrarse ante situaciones de bajo contraste. Sin embargo, como veremos en el capítulo siguiente, la aplicación de diferentes técnicas de tinción incrementa enormemente el contraste en la preparación.

REGLAS PARA EL MANEJO Y CONSERVACIÓN DEL MICROSCOPIO Una vez estudiados los componentes del microscopio y las principales características ópticas del mismo repasaremos las instrucciones básicas para el correcto manejo y conservación de este instrumento. El microscopio debe situarse en una superficie completamente horizontal, exenta de vibraciones y movimientos. Los oculares deben quedar a la altura de los ojos del observador. Cuando se hace uso de un microscopio hay que tener en cuenta que se está utilizando un instrumento de precisión, y que como tal debe ser manipulado con extremo cuidado. En el caso de que

sea necesario transportarlo, el microscopio debe asirse por la base o por la columna y nunca por el tubo o platina, ya que podrían dañarse los engranajes de los tornillos de enfoque u otros elementos mecánicos del mismo. El polvo es un gran enemigo de la óptica. En caso de que las lentes de los objetivos, oculares o condensadores se ensucien, deben limpiarse suavemente con papel de lente o con un pincel limpio. También la exposición a diferentes agentes químicos puede dañar las lentes y otros componentes del microscopio. En los periodos en los que no se esté usando, el microscopio debe ser protegido del polvo mediante el empleo de una funda o estuche. Respecto a los objetivos, éstos deben estar colocados en el revólver en orden progresivo de aumento y nunca debe tocarse con la mano la lente que sobresale de ellos. Asímismo, es necesario evitar que las preparaciones utilizadas choquen con los objetivos, puesto que se podría dañar la preparación o el propio objetivo. Para ello, siempre que se suba o baje la platina haciendo uso del tornillo macrométrico se debe mirar la preparación directamente (no a través de los oculares). En ningún caso deben forzarse los elementos mecánicos del microscopio. Los mandos de desplazamiento de la platina, de los tornillos de enfoque y del condensador tienen un recorrido limitado por lo que si se fuerzan pueden dañarse los engranajes que accionan. La primera operación que se debe realizar cuando se va a usar un microscopio es adaptar la distancia entre los oculares a la distancia interpupilar del usuario. Con ello se consigue una total fusión de las imágenes de ambos oculares y se reducen los efectos de la fatiga tras una observación prolongada. La postura correcta durante la observación microscópica consiste en permanecer sentado en una postura cómoda con los ojos ante los


oculares, mientras se acciona con una mano el tornillo micrométrico para realizar continuos enfoques y con la otra se desplaza la preparación mediante los tornillos de desplazamiento del portaobjetos. No se debe olvidar que la muestra a observar tiene tres dimensiones y, por tanto, la función de reenfocar continuamente con el tornillo micrométrico no es otra que la de enfocar sucesivamente los distintos planos de las estructuras de la muestra.

Procedimiento de enfoque A continuación, se detallan una serie de pasos para conseguir un enfoque correcto y seguro, evitando posibles accidentes que pudieran deteriorar la preparación o incluso el microscopio. Se debe comenzar el proceso de enfoque colocando la platina en su posición más baja. Para ello debe girarse el tornillo macrométrico en sentido horario hasta el final de su recorrido. A continuación, puede colocarse la muestra en la platina, sujetándola con las pinzas del portaobjetos. Es preciso asegurarse de que el portaobjetos está en la posición correcta, es decir, el portaobjetos debe estar situado en posición inferior, con el cubreobjetos en la parte superior (véase Cuadro 2.3). La muestra a observar debe encontrarse en el centro de la abertura de la platina. Si la preparación no estuviese centrada, se debe hacer uso de los tornillos de desplazamiento del portaobjetos en el plano horizontal para situar la preparación en la posición adecuada. Una vez que la preparación esté centrada se debe girar el revólver portaobjetos para seleccionar el objetivo de menor aumento. Mirando la preparación directamente, se girará el tornillo macrométrico en sentido antihorario con el fin de acercar el objetivo a la preparación, sin llegar a tocarla. A partir de este momento, se debe mirar a través de los oculares mientras se hace

49 descender la platina lentamente, accionando el tornillo macrométrico en sentido horario, hasta que la imagen aparezca más o menos enfocada. Tras haber realizado un enfoque grueso puede realizarse un enfoque fino accionando el tornillo micrométrico hasta que puedan apreciarse con nitidez los detalles de la imagen. El ajuste continuo del tornillo micrométrico durante la observación de la preparación nos permitirá observar detalles situados en distintos planos de profundidad. Una vez conseguido un buen enfoque de una zona concreta de la preparación, se pueden explorar otras regiones de la misma haciendo uso de los tornillos de desplazamiento horizontal. Para realizar una exploración sistemática y ordenada se puede seguir el recorrido que se muestra en la Figura 2.5. En el caso de que se desee observar la preparación con un objetivo de mayor aumento, sólo es necesario situar la zona de interés en el centro del campo visual y, sin mover la platina, girar el revólver hasta colocar el objetivo deseado en posición (la mayoría de los microscopios disponen de unos topes en el revólver que producen un leve chasquido cuando el objetivo ocupa la posición correcta entre el ocular y el objeto). Como normalmente los objetivos son parafocales, al observar la preparación con un objetivo de mayor aumento sólo será necesario realizar un ajuste fino del enfoque girando ligeramente el tornillo

Figura 2.5. Recorrido a seguir para la exploración sistemática de las distintas muestras de un portaobjetos.

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micrométrico. Hay que recordar que el objetivo 100x (banda blanca) es un objetivo de inmersión, y por lo tanto, no se debe hacer uso de éste sin emplear aceite de inmersión (véase el apartado siguiente). Si se intenta enfocar con este objetivo sin seguir el procedimiento adecuado, existe una alta probabilidad de que se dañen la preparación y el objetivo. Una vez terminada la observación de las muestras y antes de retirar la preparación es preciso cambiar sucesivamente los objetivos, hasta colocar el de menor aumento. A continuación debe hacerse descender la platina hasta el final de su recorrido, tras lo cual se puede retirar el portaobjetos.

Enfoque con objetivos de inmersión La mayoría de los objetivos permiten trabajar con aire como medio de separación entre la lente y el cubreobjetos (objetivos secos). Sin embargo, los objetivos de inmersión precisan un medio de separación cuyo índice de refracción se asemeje más al de la lente (por ejemplo aceite de cedro), que el del aire. La reducción de la diferencia entre el índice de refracción del medio y el de la lente conlleva un aumento de la apertura numérica del objetivo. A continuación se detallan los pasos que han de seguirse en el empleo de los objetivos de inmersión: 1. Localización del área objeto de estudio. Para enfocar la muestra con un objetivo de inmersión debe partirse de una situación en la que la preparación se encuentre perfectamente situada y enfocada con el objetivo que precede al de inmersión en el revólver. La zona de la muestra que interesa observar debe situarse cuidadosamente en el centro del campo visual. De otra forma será sumamente difícil localizar las estructuras a estudiar ya que el campo

visual y la distancia frontal (distancia que separa la lente de la preparación) son muy reducidos. Asimismo, deben regularse cuidadosamente el grado de iluminación, la altura del condensador y la apertura del diafragma iris, parámetros que son determinantes cuando se usan objetivos de gran aumento. 2. Aplicación del aceite. Antes de aplicar el aceite de inmersión debe girarse el revólver hasta colocarlo en una situación intermedia entre el objetivo de inmersión y el siguiente de menor aumento. De esta forma se consigue dejar espacio suficiente para aplicar el aceite en la zona a observar. Con el revólver en esta posición puede aplicarse una gota de aceite de inmersión directamente sobre el cubreojetos, en el lugar de la muestra que se quiere observar. En cuanto a la elección del tipo de aceite a emplear es importante seguir las recomendaciones del fabricante del objetivo. 3. Colocación del objetivo 100x. Una vez aplicada la gota de aceite sobre la preparación puede girarse suavemente el revólver hasta colocar el objetivo de inmersión. Éste no debe tocar la preparación y sí la gota de aceite. La gota debe haber conservado la convexidad y no extenderse por la preparación. 4. Enfoque de la preparación. Para conseguir enfocar la preparación debe girarse cuidadosamente el tornillo micrométrico. Recuerde que la distancia que separa al objetivo del portaobjetos es mínima, por lo que un leve ajuste debe ser suficiente si la preparación estaba bien enfocada. En el caso de que sea necesario realizar un rastreo de la preparación deben accionarse con suma delicadeza los tornillos de desplazamiento del portaobjetos en la platina, ya que el campo de visión que se obtiene con los objetivos de grandes aumentos es muy reducido, por lo que un movimiento brusco de la platina produciría la pérdida de la localización deseada.


5. Retirada de la preparación. Una vez que ha finalizado la observación debe colocarse de nuevo el revólver en la posición intermedia entre el objetivo de inmersión y el que le precede. A continuación puede bajarse la platina, retirar el portaobjetos y colocar el objetivo de menor aumento, con lo que el microscopio queda preparado para recibir una nueva preparación. Es necesario recordar que para no dañar la preparación o el propio objetivo, nunca debe retirarse la preparación cuando esté montado el objetivo de inmersión. El objetivo de inmersión debe limpiarse con un papel de óptica inmediatamente después de usarlo. Es importante no dejar que el aceite se seque sobre el objetivo. En ningún caso deben emplearse disolventes para limpiar el objetivo.

Ajuste de la iluminación Para aprovechar al máximo las caracterís-

51 ticas funcionales del microscopio es importante regular correctamente la iluminación. En una primera toma de contacto con el microscopio es aconsejable comprobar que los haces de luz procedentes de la fuente de iluminación llegan al objetivo. Para este propósito puede colocarse un papel en la platina, entre la preparación y el objetivo, y comprobar si se proyecta sobre él un punto de luz. Algunos microscopios poseen un diafragma de campo que permite cerrar el cono de luz. Si se cierra el diafragma se observará que disminuye el diámetro del punto luminoso. Una vez comprobado el buen funcionamiento de la fuente de iluminación, conviene realizar los ajustes de iluminación de Köhler. August Köhler diseñó en 1874 un protocolo mediante el cual se consiguen unas condiciones óptimas de iluminación, obteniéndose un campo visual uniformemente iluminado y una imagen brillante y sin reflejos. A continuación se describen los pasos a seguir en el protocolo de Köhler (Fig. 2.6). En pri-

Cuadro 2.3. Causas más frecuentes de problemas en el enfoque En algunas ocasiones pueden encontrarse problemas con el enfoque de una preparación. Estos problemas, que suelen aparecer cuando se emplean objetivos de gran aumento, se deben con frecuencia a alguna de los siguientes causas: La preparación está al revés. Se ha colocado el cubreobjetos hacia abajo, hacia la platina. Aunque puede que a pocos aumentos no se detecte, resultará imposible enfocar con objetivos con un aumento superior al de 10x, dado que a partir de estos aumentos la distancia focal de los objetivos es tan corta que hace imposible enfocar la muestra a través del grosor del portaobjetos. Siempre que se coloque una preparación en la platina se debe comprobar la posición del cubreobjetos pasando suavemente el dedo por su borde. De esta forma se evitará este común accidente que puede dar lugar a la rotura de la preparación, de la lente frontal del objetivo o incluso producir daños en los elementos mecánicos del enfoque. El cubreobjetos no tiene el grosor adecuado. Este problema es muy similar al anterior. Para los objetivos de mayor aumento es importante que el grosor del cubreobjetos sea el especificado en el exterior del cilindro. El valor estándar del grosor del cubreobjetos para casi todos los objetivos es de 0.17mm. Este problema puede darse también cuando se han colocado inadvertidamente dos cubreobjetos superpuestos en la preparación o cuando la muestra es demasiado gruesa. El revólver portaobjetivos no ha encajado correctamente en su nueva posición. Una vez enfocada la preparación a pocos aumentos puede resultar imposible observarla a mayor aumento. Puede ser debido a que el revólver portaobjetivos no ha encajado correctamente en su nueva posición al cambiar a un objetivo de mayor aumento. Para evitar este problema debe comprobarse que se produzca un chasquido o sonido característico al cambiar de un objetivo a otro.

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mer lugar se debe colocar una preparación sobre la platina. Acto seguido, es preciso abrir al máximo el diafragma de campo de la fuente de iluminación y el del condensador y colocar este último en el punto más alto de su recorrido. Una vez realizados estos ajustes debe seleccionarse el objetivo de menor aumento, regular la intensidad de la luz en un nivel en el que se pueda observar y enfocar la preparación con comodidad (Fig. 2.6A). Una vez que la preparación se encuentre totalmente enfocada es necesario reducir al máximo la apertura del diafragma de campo y bajar el condensador hasta que se aprecien los contornos del círculo de luz proyectado sobre la preparación con los contornos del diafragma bien definidos (Fig. 2.6B). En el caso de que el círculo de luz no se encuentre centrado debe hacerse uso de los tornillos de centrado del condensador hasta conseguir un buen ajuste (Fig. 2.6C). Una vez centrado el círculo en la imagen, puede abrirse el diafragma de campo hasta que los bordes del diafragma coincidan con los bordes de la imagen (Fig. 2.6D). Realizados estos pasos sólo queda conseguir un buen contraste de la imagen (Fig. 2.6E). En la mayoría de los casos esto se consigue modificando la apertura del diafragma hasta alcanzar unas dos terceras partes del diámetro de la apertura del objetivo. Puesto que normalmente los microscopios llevan incorporados objetivos parafocales, para cambiar a objetivos de mayores aumentos sólo es necesario realizar pequeños ajustes en la apertura del diafragma del condensador y en el ajuste micrométrico del enfoque.

Mediciones

Figura 2.6. Protocolo de iluminación de Köhler.

Algunos microscopios cuentan con dispositivos que permiten realizar mediciones y localizar estructuras en las muestras observadas. Los dos sistemas más usados son las escalas graduadas o micrómetros y las retículas de los oculares.


Los micrómetros consisten en la combinación de dos escalas situadas en la platina, perpendiculares entre sí. Cada una de estas escalas consta a su vez de una escala principal (calibrada en milímetros) y una pequeña escala de 9 mm de longitud denominada nonious o escala de Vernier (Fig. 2.7). La escala de Vernier está dividida en 10 partes iguales, cada una de las cuales corresponde a 9/10 mm. La lectura de esta escala se realiza anotando el valor de la escala principal entre los que se sitúa el valor cero de la escala nonious. La posición del cero de la escala nonious indicará el valor de la medida en milímetros. A continuación se examinan las líneas de ambas escalas: las que se encuentran alineadas determinan el valor de las décimas de milímetro. En la parte superior derecha de la Figura 2.7 puede comprobarse que el valor cero del nonious se encuentra entre 102 y 103 mm y que a su vez se encuentran alineados el valor 104 de la escala principal con el 2 del nonius, señalado con la flecha. Por tanto, la cantidad a anotar sería 102,2 mm. De forma análoga, en la parte inferior derecha de la figura se puede observar que el valor ajustado (señalado con la flecha) es 103,5 mm. Si se desea conocer la distancia que existe entre los puntos a y b señalados en la parte izquierda de la figura, es suficiente con calcular la diferencia entre las dos mediciones obtenidas. Mediante el empleo de estas escalas es

Figura 2.7. Mediciones mediante la escala de Vernier.

53 posible determinar también la localización de un punto de interés en una preparación, simplemente anotando las coordenadas en las escalas correspondientes. Para ello habría que anotar los valores de cada una de las escalas de la platina una vez que el punto a registrar estuviera situado en el centro del ocular. Existe un método alternativo para realizar mediciones de las muestras microscópicas. Los oculares de algunos microscopios cuentan con una retícula o micrómetro que consiste en una placa de cristal que tiene grabada una escala. Esta placa se inserta en el ocular y aparece en el mismo plano de la imagen microscópica. Esta característica hace posible que la retícula se visualice superpuesta a la imagen aumentada. Las subdivisiones de estas retículas del ocular se encuentran espaciadas según un valor fijo, por ejemplo 1/10 mm. Por tanto, es posible medir el tamaño de una preparación calculando el número de subdivisiones de la retícula que ocupa la muestra a observar. El valor obtenido debe dividirse por el aumento del objetivo para conocer el tamaño real del objeto medido.

CAPTURA DE IMÁGENES: FOTOMICROGRAFÍA Y DIBUJO A CÁMARA CLARA Una posibilidad muy interesante que ofrecen los modernos microscopios es la de obtener fotografías de las preparaciones. Aunque los equipos de fotomicrografía son muy diversos, todos ellos consisten básicamente en una cámara fotográfica que se acopla a un tubo triocular o fototubo que dispone de un prisma capaz de dividir el haz de luz y dirigirlo hacia el fototubo y hacia los oculares (Fig. 2.8A).

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Para la realización de fotomicrografías deben tomarse una serie de precauciones, como asegurarse de que no existan vibraciones en el equipo microscópico, limpiar la preparación, conseguir una iluminación homogénea y centrar y enfocar cuidadosamente la imagen. Aunque la fotomicrografía permite reproducir con mayor exactitud las preparaciones, el dibujo ofrece otras ventajas, por ejemplo, la posibilidad de representar estructuras tridimensionales mediante enfoques sucesivos. La cámara clara o tubo de dibujo consiste en un dispositivo óptico que se coloca entre la columna y el tubo del microscopio (Fig. 2.8B). Por medio de una lente y un prisma, este dispositivo transmite la mitad del haz luminoso emergente del microscopio hacia arriba y refleja también, por medio de un espejo ajustable, la imagen del lápiz y el papel en el que se está realizando el dibujo. El espejo refleja la imagen de manera que el observador puede ver la imagen micros-

cópica, la punta del lápiz y el dibujo simultáneamente, de manera que se puede "dibujar directamente sobre la imagen". A continuación se describen brevemente los pasos a seguir para realizar un dibujo con cámara clara. En primer lugar es necesario colocar un papel y un lápiz justo debajo del espejo del tubo e iluminarlo de manera suficiente con un foco de luz externo. El paso siguiente consiste en bloquear temporalmente la imagen, ajustando al mínimo la iluminación del microscopio. A continuación es necesario regular la nitidez de la imagen del papel y del lápiz ajustando los mandos dispuestos para este fin en el tubo de dibujo. Una vez regulada la nitidez, se debe ajustar la iluminación del microscopio para que se vean al mismo tiempo y con suficiente claridad la imagen microscópica y el papel de dibujo. Para conseguir un contraste adecuado entre la preparación a dibujar y el papel de dibujo es necesario balancear la intensidad de la iluminación

Figura 2.8. A. Microscopio equipado con cámara fotográfica. B. Microscopio equipado con tubo de dibujo.


del microscopio y la luz que ilumina el papel. Normalmente los tubos de dibujo tienen un factor de aumento 10x, aunque pueden contar con un sistema que permite graduar de forma continua esta escala

55 hasta el factor de 1.9x. La magnificación final del dibujo es la resultante de multiplicar este factor por el aumento del objetivo.

El capítulo 2 del CD-ROM presenta información gráfica detallada para el aprendizaje del uso correcto del microscopio óptico. Se muestran los principales elementos del microscopio óptico y una breve descripción de sus características. Además, se presentan tres guías fotográficas. La primera, muestra el procedimiento para conseguir enfocar correctamente una preparación histológica. La segunda guía describe el protocolo de ajuste de iluminación de Köhler con el que se consigue la óptima observación de la preparación objeto de estudio. La última guía muestra cómo utilizar la cámara clara para realizar un dibujo de la preparación histológica.

Lecturas recomendadas Aguilar, J. (1965). Teoría y práctica del microscopio. Saber. Valencia Bradbury, S. y Bracegirdle, B. (1998). Introduction to light microscopy. Bios Scientific Publishers. Oxford. Kapitza, H.G. (1994). Microscopy from the very beginning. Carl Zeiss. Oberkochen. Locquin, M. y Langeron, M. (1985). Manual de microscopía. Labor. Barcelona. Nachtigall, W. (1997). Microscopía: materiales, instrumental y métodos. Omega. Barcelona. Rawlins, J. (1992). Light microscopy. Bio Scientific Publishers. Oxford. Smith, R.F. (1994). Microscopy and photomicrography: A working manual. CRC Press. Boca Raton, Florida.

3 Técnicas neurohistológicas

El estudio del sistema nervioso mediante técnicas de microscopía óptica exige el empleo de determinados procedimientos para la manipulación y procesamiento del tejido. En primer lugar, es de vital importancia seccionar el tejido nervioso en cortes muy finos para que el haz de luz del microscopio pueda atravesar la muestra. Además, debido a que el tejido nervioso no presenta coloración ni pigmentación alguna, es indispensable emplear técnicas de tinción que aumenten el contraste y permitan apreciar las estructuras celulares y tisulares objeto de estudio. Aunque existe una gran variedad de procedimientos de tinción, todos ellos comparten las siguientes fases: a) endurecimiento y conservación de la pieza mediante el empleo de soluciones fijadoras; b) corte de la misma en secciones seriadas; y c) tinción propiamente dicha. Las prepara-

ciones ya teñidas se cubren, finalmente, con sustancias conservantes que prolongarán su vida útil. Tras ello, la preparación queda lista para la observación. El presente capítulo proporciona una introducción a las técnicas neurohistológicas básicas. Se explican los pasos a seguir en la preparación del tejido nervioso para su observación con el microscopio, desde la fijación (endurecimiento) hasta la tinción y conservación. Se describen detalladamente tres técnicas neurohistológicas de uso muy común, que permiten obtener información esencial sobre la organización general del sistema nervioso, su citoarquitectura y sus tipos celulares: - La tinción de Nissl - La tinción de Klüver-Barrera - La tinción de Golgi

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FIJACIÓN DEL TEJIDO NERVIOSO La fijación es la primera fase en el procesamiento del tejido para la obtención de preparaciones neurohistológicas. Tras la muerte se produce un rápido deterioro de los tejidos debido a procesos de autolisis celular y a la proliferación de microorganismos necrófagos. El cerebro no escapa a estas transformaciones degenerativas. Por este motivo, es necesario tratarlo con sustancias fijadoras que paralicen o reduzcan al máximo esas alteraciones. Las sustancias fijadoras pueden ser de diversos tipos, aunque las más empleadas son el formaldehído, el alcohol, la acetona, el dicromato potásico, el ácido ósmico y el dicloruro de sodio, solos o combinados entre sí. La mayoría de ellos provocan una acción coagulante en las proteínas celulares, que detiene la actividad enzimática de autolisis celular, permite la conservación de las estructuras, y, además, endurece el tejido. Sin embargo, los fijadores pueden provocar la aparición de cambios estructurales no deseables en el tejido. La acción de estos reactivos puede ser tan intensa que, en ocasiones, se contraen los tejidos provocando deformaciones y otros artefactos. Para contrarrestar esta posibi-

lidad se suele rebajar la concentración de las sustancias fijadoras en soluciones tamponadas que emulan las condiciones fisiológicas del organismo. También suelen utilizarse combinaciones de reactivos fijadores con el fin de potenciar las ventajas y compensar los inconvenientes que pudieran presentar cada uno de ellos por separado. Para la fijación del tejido nervioso se pueden utilizar dos procedimientos diferentes, la inmersión y la perfusión transcardíaca. El primer método consiste en la inmersión directa de la pieza de tejido en un baño de solución fijadora. En este caso, la sustancia fijadora difunde gradualmente desde la superficie de la pieza hacia el interior. Esta operación es muy sencilla, sin embargo, presenta ciertos inconvenientes sobre todo cuando se intenta fijar piezas de gran tamaño. Puede ocurrir, por ejemplo, que la pieza de tejido presente una fijación desigual al resultar la periferia más endurecida que el interior. Asimismo, las zonas más internas del bloque de tejido pueden alcanzar niveles considerables de degradación antes de que el fijador penetre. Otro inconveniente es que al teñir se colorearán también las células sanguíneas presentes en los capilares de la

Figura 3.1. Perfusión cardíaca. A. Representación esquemática de un animal preparado para la perfusión transcardíaca. Obsérvese la incisión para el drenaje, en el ventrículo derecho. B. Bomba de perfusión para inyectar en el sistema vascular del animal las soluciones para el lavado y fijación de los tejidos. Las flechas señalan la cánula con las soluciones.

Técnicas neurohistológicas

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Cuadro 3.1. Fijadores estructurales neurohistológicos El propósito de la fijación es preservar la estructura de los tejidos sin alteraciones. La fijación debe realizarse tan pronto como sea posible para evitar la autolisis celular y otros procesos degenerativos. Existe una gran variedad de fijadores y la elección del más adecuado en cada caso depende del tipo de tejido y del procesado que éste vaya a sufrir. Los fijadores pueden ser clasificados en cinco grandes grupos: aldehídos, alcoholes, agentes oxidantes, y derivados del ácido pícrico y derivados del mercurio. Aunque se puede afirmar que no existe un fijador perfecto, el más usado en neurohistología por sus buenos resultados es probablemente el formaldehído. Este fijador puede ser utilizado para fijar tejidos que van a ser incluidos en parafina o cortados por congelación. También se emplean con frecuencia fijadores de los demás grupos, aunque el uso de derivados del mercurio es poco común. En el grupo de fijadores aldehídicos se incluyen el formaldehído o formalina y el glutaraldehído. El mecanismo de acción de estos fijadores implica la creación de enlaces cruzados en las proteínas. Sin embargo, estos enlaces no desorganizan gravemente la estructura de las proteínas, por lo que las preparaciones así fijadas pueden ser utilizadas incluso para estudios inmunocitoquímicos. La solución estándar más usada es la de formalina neutra tamponada al 10%. La formalina tiene un poder de penetración alto, sin embargo, su acción es relativamente lenta. El glutaraldehído, al contrario que la formalina, tiene una acción fijadora muy rápida, sin embargo, penetra muy lentamente en el tejido. Por lo tanto, un inconveniente del uso de este fijador es que la muestra puede presentar un grado de fijación diferente para distintas zonas (las regiones más superficiales pueden resultar más fijadas que las regiones profundas). Además, produce deformación en las estructuras proteínicas, lo que supone una desventaja en estudios inmunocitoquímicos. El glutaraldehído suele ser utilizado en soluciones tamponadas que varían desde el 0.25% al 4% de concentración. Dentro del grupo de los alcoholes destacan el etanol y el metanol. Estos fijadores deben emplearse con un cuidado extremo puesto que pueden desnaturalizar las proteínas y provocar que el tejido se torne quebradizo y excesivamente duro. La ventaja del uso de estos alcoholes radica en su bajo precio en comparación con otros fijadores. Entre los agentes oxidantes se incluyen el permanganato potásico, el dicromato potásico y el tetróxido de osmio. El mecanismo de acción de estos agentes consiste en la creación de enlaces cruzados entre las proteínas, pero su acción causa cierta desnaturalización en las mismas. La mayoría de los fijadores pertenecientes a este grupo se usan para tinciones muy específicas. Por ejemplo, el dicromato potásico y el tetróxido de osmio se emplean habitualmente en la tinción de Golgi. La solución de Bouin es el fijador más conocido de los pertenecientes al grupo de derivados del ácido pícrico. El mecanismo de acción de esta solución fijadora es desconocido. Existen diversos factores que pueden influir en el grado de efectividad del agente fijador. Entre estos factores destacan el pH, el factor de penetración, el volumen de fijador, la temperatura, la concentración y el tiempo de fijación. La fijación es óptima cuando se realiza cerca del pH neutro, es decir, cuando el rango de pH oscila entre 6 y 8. Es de vital importancia que la solución fijadora esté tamponada para evitar un pH excesivamente ácido, que induciría una autolisis celular. Los tampones más usados son el fosfato, el bicarbonato y el cacodilato. Normalmente la formalina se tampona con tampón fosfato salino a pH 7.4. La penetración depende del grado de difusión, parámetro característico de cada fijador. El formaldehído y los alcoholes son los fijadores más penetrantes. Una forma de combatir el bajo grado de penetración de ciertos fijadores es seccionar el tejido en pequeños bloques, de aproximadamente 2-3 mm de grosor. El volumen de solución fijadora es un parámetro importante cuando la fijación se realiza por inmersión. En general, es suficiente una ratio 10:1 de fijador-tejido. Otra práctica aconsejable es renovar la solución fijadora periódicamente. Como en todas las reacciones químicas, un incremento de la temperatura producirá un aumento de la velocidad de fijación. Sin embargo, una temperatura excesivamente elevada puede producir una pérdida de la estructura característica del tejido. Es importante controlar la concentración de la sustancia fijadora, que debe ser lo más baja posible, puesto que soluciones con una alta concentración de fijador pueden provocar un artefacto similar al de una temperatura excesivamente alta. A continuación se describen los protocolos para preparar los fijadores más usados en neurohistología.

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Formaldehído neutro tamponado al 10% Fosfato de sodio monobásico……………… 4 g. Fosfato de sodio dibásico………………… 6.5 g. Formaldehído al 37%…………………… 100 ml. Agua destilada………………………….. 900 ml. Solución de Bouin Acido pícrico saturado…………………. 600 ml. Formaldehído…………………………... 200 ml. Ácido acético glacial……………………… 4 ml. Alcohol 95º Alcohol absoluto…………………………. 950 ml. Agua destilada…………………………… 50 ml.

muestra de tejido lo que dificultará la observación de las estructuras de interés. Un procedimiento alternativo y que supera los inconvenientes de la fijación por inmersión es la perfusión transcardíaca. Mediante este método la sustancia fijadora se introduce directamente en el sistema vascular del animal, obteniéndose muestras fijadas y limpias de cualquier resto de células sanguíneas. Antes de iniciar la perfusión se administra al animal una sobredosis de anestésico. Posteriormente, se introduce una cánula en la aorta a través del ventrículo, por la cual se introducirán consecutivamente dos soluciones en el sistema circulatorio con la ayuda de una bomba de perfusión (Fig. 3.1). Una pequeña incisión en el ventrículo derecho permite el drenaje de la sangre. En primer lugar, se introducirá una solución salina tamponada (tampón fosfato salino 0.2 M, pH= 7.4), para eliminar la sangre del sistema vascular y, a continuación, se introduce la solución fijadora. Una vez finalizada la perfusión y extraído el cerebro del cráneo, es conveniente someterlo a un periodo de post-fijación por inmersión, cuya duración dependerá en gran medida del tipo de fijador usado. La perfusión transcardíaca es la técnica de fijación más eficaz porque proporciona un tejido limpio de células sanguíneas (Fig. 3.2). La utilización de las vías del sistema circulatorio para la difusión del reactivo permite una

fijación homogénea e in situ de todo el tejido nervioso, que reduce el riesgo de deformaciones y facilita la extracción del cerebro.

PROCEDIMIENTOS DE CORTE DEL TEJIDO NERVIOSO La segunda etapa en la preparación del tejido nervioso es el corte en secciones finas de pocas micras de grosor. Esta operación tiene dos importantes ventajas. Por un lado facilita la difusión de los colorantes y otros reactivos que se usarán durante el procesado. Por otro lado, debido a que el haz de luz del microscopio atraviesa fácilmente las secciones finas, los elementos no teñidos del tejido nervioso aparecen casi transparentes. Generalmente, el grado de dureza obtenido tras la fijación es insuficiente para poder cortar el tejido nervioso en secciones finas y homogéneas. Los procedimientos más utilizados para que el tejido adquiera la consistencia adecuada son la congelación de la pieza, la encastración y la inclusión de la misma en sustancias de mayor dureza, por ejemplo, celoidina o parafina (ver Cuadro 3.2).


Cuando la pieza de tejido ha adquirido la consistencia y dureza adecuadas, se procede a su corte mediante el empleo de un microtomo. Aunque existen distintos tipos de microtomos (rotatorio de tipo Minot, de deslizamiento, de congelación, vibratomo, ultramicrotomo, etc.), todos ellos comparten el mismo principio de funcionamiento mecánico. Una vez que se fija la muestra, una cuchilla pasa por el tejido realizando un corte del grosor seleccionado. Esta operación, que se puede repetir tantas veces como sea necesario, permite obtener secciones aisladas o series completas de secciones del tejido objeto de estudio. A continuación, se describe el proceso de corte del tejido nervioso mediante dos de los microtomos

61 más habituales en los laboratorios de histología: el microtomo de parafina y el microtomo de congelación.

Corte con microtomo de parafina El corte con microtomo de parafina requiere la inclusión previa de la pieza de tejido nervioso en parafina (Cuadro 3.2). Mediante el proceso de inclusión se consigue la impregnación del tejido en parafina a nivel celular, obteniéndose un bloque homogéneo en cuyo interior se encuentra la pieza de tejido nervioso. Si el proceso se realiza correctamente, el bloque de parafina no presenta disconti-

Figura 3.2. La fijación mediante perfusión transcardíaca permite obtener un tejido limpio de células sanguíneas. Las fotomicrografías muestran una sección de tejido fijado mediante inmersión directa (A) y otra sección de la misma región cerebral fijada mediante perfusión transcardíaca (B). A la derecha de cada imagen se presenta un detalle a mayor aumento de la zona encuadrada en la fotografía de la izquierda. Obsérvese que en la muestra del tejido no perfundido aparecen teñidas numerosas células sanguíneas (flechas).

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nuidad física con el tejido incluido en él y ambos elementos ofrecen una resistencia similar al avance de la cuchilla. De este modo, se pueden obtener secciones muy finas, de hasta 4 µm de grosor. Además, gracias a la homogeneidad y calidad de las secciones es posible cortar el bloque completo, con una mínima pérdida de

secciones. Este hecho permite reconstruir la muestra de forma fiable cuando, posteriormente, se montan las secciones en orden seriado. A pesar de estas ventajas, el uso del microtomo de parafina también presenta algunos inconvenientes. En primer lugar, aún cuando la inclusión de la pieza haya resultado

Figura 3.3. Microtomo de parafina. A. Principales componentes del microtomo de parafina. B-C. Imágenes ilustrativas del procedimiento a seguir para la recogida de una sección (B) y para su posterior transferencia al portabobjetos (C).


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Cuadro 3.2. Procesado y corte del tejido mediante el microtomo de parafina Para seccionar el tejido nervioso mediante el microtomo de parafina es necesario procesarlo adecuadamente. Puesto que la parafina no es miscible con el agua, para realizar la inclusión de una pieza de tejido en parafina resulta imprescindible eliminar previamente todo el agua que contiene. Para conseguir este objetivo, la pieza de tejido debe ser deshidratada mediante su introducción en una serie de alcoholes de graduación creciente. Sin embargo, la parafina tampoco es miscible con el alcohol, por lo que ha de emplearse un líquido intermediario que lo sea tanto con el alcohol como con la parafina (xilol, butilo, toluol, benceno, cloroformo, etc). Para asegurar la eficacia del procedimiento de deshidratación, es conveniente introducir la pieza en dos baños consecutivos de líquido intermediario. Finalizada la deshidratación, se transfiere la pieza directamente a un recipiente con parafina, que se mantiene líquida en el interior de una estufa. La inclusión se realiza mediante dos baños consecutivos en parafina líquida, el primero de 1 hora, y el segundo de 12 horas. Todo este proceso se realiza en el interior de una estufa a una temperatura 1 ó 2 grados por encima del punto de fusión de la parafina (el punto exacto de fusión depende del tipo de parafina utilizado y aparece indicado en el envase). Este proceso concluye con la elaboración de un bloque de parafina. Para ello se rellena un molde de papel o de otro material con parafina líquida y a continuación, actuando con rapidez antes de que la parafina se solidifique, se introduce y se orienta la pieza de tejido. Una vez formado el bloque de parafina se deja endurecer a temperatura ambiente. En el momento del corte, se talla el bloque en forma de trapecio y se fija en la pinza del microtomo. Una vez obtenidas las secciones y montadas en portaobjetos, éstos pueden ser almacenados, durante el tiempo necesario. Antes de la tinción las secciones deben ser desparafinadas y rehidratadas mediante un proceso inverso al realizado para la inclusión en parafina. En primer lugar, las secciones son bañadas en xilol con objeto de eliminar la parafina del tejido. A continuación, se pasan por una batería de alcoholes de graduación decreciente y finalmente se bañan en agua destilada. Manipulación del tejido previa al corte. Deshidratación e inclusión en parafina. • Introducir la pieza de tejido durante 20 minutos en cada uno de los siguientes baños: Alcohol 70º. Alcohol 80º. Alcohol 96º (dos baños) Alcohol 100º (dos baños). • Introducir la pieza de tejido durante 5 minutos en dos baños de xilol. • Introducir la pieza de tejido en dos baños de parafina líquida: primer baño de 1 hora y segundo baño de 12 horas. • Confección del bloque. Manipulación del tejido posterior al corte. Desparafinado y rehidratación. • Baño de xilol............................................... 5-10 minutos. • Baño de xilol................................................ 5 minutos. • Baño de alcohol 100º................................... 2 minutos aproximadamente. • Baño de alcohol 96º..................................... 2 minutos aproximadamente. • Baño de alcohol 70º .................................... 2 minutos aproximadamente. • Baño en agua destilada, al menos ............... 10 minutos.

satisfactoria, no es aconsejable cortar secciones de grosor superior a 30 µm. Si se desean secciones más gruesas es conveniente usar el microtomo de congelación. En segundo lugar, es difícil conse-

guir una inclusión perfecta cuando se trabaja con grandes bloques de tejido. Además, dado que la parafina es una sustancia hidrófoba, para que pueda penetrar en el tejido, éste debe ser deshidra-

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tado previamente. Finalmente, una vez obtenidas las secciones, éstas deben ser desparafinadas y rehidratadas antes de la tinción. Estas condiciones hacen que el corte mediante el microtomo de parafina sea más laborioso y requiera más tiempo que el corte mediante el microtomo de congelación. Entre los diferentes elementos que componen un microtomo de parafina cabe destacar la pinza de sujeción del bloque, el mando de selección del grosor del corte, el tornillo micrométrico de avance del bloque, y la cuchilla (Fig. 3.3A). El funcionamiento de este microtomo es sencillo: cada vez que se gira la manivela de avance, la pinza que sujeta el bloque de parafina avanza y al caer sobre la cuchilla se obtiene una sección del grosor seleccionado. Previamente al proceso de corte en sí, es preciso afianzar el bloque de tejido con las pinzas de sujeción y ajustar el ángulo de incidencia de la cuchilla (Fig. 3.4). La calidad de las secciones depende en gran medida del ángulo de incidencia de la cuchila. Un ángulo de incidencia adecuado es aquel que ejerce mínima compresión sobre sobre el tejido y permite obtener

Figura 3.4. Representación esquemática del ángulo de incidencia de la cuchilla sobre el bloque de parafina.

secciones sin rasgaduras ni fraccionamientos. Generalmente, a menor ángulo de incidencia de la cuchilla menor compresión sufren las secciones y, por tanto, mayor será la calidad de las mismas. Sin embargo, cuanto mayor sea la dureza de la pieza a seccionar mayor deberá ser el ángulo de incidencia de la cuchilla. Para elegir el ángulo adecuado se debe empezar con un ángulo de liberación de cero grados. Si las secciones resultantes no son de suficiente calidad, se debe aumentar el ángulo de incidencia en pasos discretos de dos grados hasta conseguir el resultado deseado. Una vez elegido, el ángulo de incidencia debe permanecer constante durante toda la sesión para que todas las secciones resulten en el mismo plano y evitar la pérdida de cortes. Las secciones obtenidas al hacer girar la manivela de avance quedan depositadas sobre la cuchilla. De aquí deben ser retiradas con un pincel fino y suave (Fig. 3.3B) para ser transferidas a un baño de agua con gelatina a 37ºC (Fig. 3.3C). La gelatina facilita la adherencia de los cortes a la superficie del portaobjetos. Al estar en contacto con el agua caliente, las secciones se dilatan ligeramente y en ese momento deben ser recogidas desde abajo hacia arriba con el pincel y deslizadas sobre el portaobjetos (que se habrá introducido ligeramente en el agua para facilitar la recogida). Al montar las secciones sobre el portaobjetos se debe procurar que queden lo más extendidas posible. Una vez montadas todas las secciones, los portaobjetos se introducen en una estufa a 37ºC durante 12 horas. Este paso permite que las secciones se sequen y se adhieran al portaobjetos. Una vez retirados los portaobjetos de la estufa, y antes de realizar la tinción propiamente dicha, las secciones deben ser sometidas a un proceso de desparafinado e hidratación. En el Cuadro 3.2 se hace una descripción pormenorizada de este proceso.


Corte con microtomo de congelación El corte mediante este tipo de microtomo requiere la congelación del tejido para que adquiera la consistencia necesaria y pueda ser seccionado en láminas finas mediante una cuchilla (Fig. 3.5). El proceso de congelación puede deteriorar el tejido nervioso ya que la formación de cristales de hielo produce desgarramientos microscópicos en el tejido y tras la descongelación éste presentará un aspecto espongiforme. Para evitar este deterioro, la pieza de tejido debe ser previamente sometida a un baño en una solución de sacarosa al 30% p/v. Esta solución actuará como agente crioprotector y evitará la formación de cristales de hielo. La pieza de tejido debe permanecer en el baño de sacarosa el tiempo necesario para que se sumerja hasta el fondo del recipiente. Al igual que sucede con el microtomo de parafina, el corte de tejido nervioso mediante el microtomo de congelación presenta ventajas e inconvenientes. En general, se puede afirmar que este tipo de aparato es muy útil para obtener secciones relativamente gruesas (20-200 µm). De hecho, haciendo uso del microtomo de congelación es prácticamente imposible obtener secciones de calidad aceptable con un grosor menor de 10 µm. Por otro lado, los requerimientos de ciertas técnicas de tinción impiden someter el tejido nervioso al procesado que conlleva el corte con el microtomo de parafina, siendo imprescindible el empleo del microtomo de congelación. Por ejemplo, si se desea realizar una tinción inmunohistoquímica el tejido debe cortarse necesariamente mediante el microtomo de congelación. A continuación, se describen los elementos más importantes del microtomo de congelación y algunos consejos prácticos sobre su uso. Entre los componentes del microtomo se incluyen el sistema de congela-

65 ción, el tornillo de selección del grosor de corte, el tornillo micrométrico, los tornillos de la platina que permiten orientar la pieza en el plano deseado, y por último la cuchilla y su eje de deslizamiento. El sistema de congelación consiste en una bombona de anhídrido carbónico (CO2), un tubo de conducción del gas con llave de paso y una platina de congelación (Figura 3.5A). Al inicio de la sesión, se coloca la pieza a cortar sobre la platina del microtomo, orientándola en el plano adecuado. Para fijar la pieza de tejido en la platina es conveniente depositar sobre su superficie una delgada capa de agua, colocar sobre ella la pieza de tejido y seguidamente abrir cuidadosamente la llave de paso del gas para congelarla. La congelación de la pieza es una operación clave ya que determinará la calidad de los cortes obtenidos. El grado óptimo de congelación depende de diversos factores, por ejemplo, el tipo de tejido, el grado previo de fijación y el procedimiento de fijación. Como regla general se puede decir que el tejido debe quedar en un estado tal que al cortarlo se advierta el paso de la cuchilla, sin necesidad de realizar una fuerza excesiva. Con objeto de que no varíe el grosor y otras características de las secciones obtenidas, el grado de congelación de la pieza debe mantenerse lo más constante posible a lo largo de todo el proceso de corte. En ningún momento debe permitirse que la pieza se descongele, ya que ésta se desprendería de la platina con la consiguiente pérdida de secciones. Una vez congelado el tejido, se selecciona el grosor de las secciones mediante el tornillo micrométrico de la platina y se ajusta el ángulo de incidencia de la cuchilla sobre la pieza. La calidad de las secciones depende en gran medida de este ajuste. El ángulo de incidencia debe permanecer constante durante todo el proceso de corte. Una vez realizadas todas estas operaciones, la cuchi-

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Figura 3.5. Microtomo de congelación. A. Principales elementos del microtomo de congelación. B-C. Detalles del procedimiento de recogida de un corte desde la superficie de la cuchilla (B) y de su posterior transferencia al portaobjetos (C).

lla puede deslizarse sobre la pieza de tejido obteniéndose así las secciones. En los microtomos de congelación, a diferencia de lo que ocurre en los de parafina, es la cuchilla la que avanza sobre el tejido. En el micro-

tomo que se muestra en la Figura 3.5 la cuchilla y su soporte se desplazan manualmente sobre un sistema de guías (microtomo de deslizamiento). Tras cada paso de la cuchilla se obtiene una sección que queda


depositada sobre la misma. Cada una de estas secciones debe ser recogida cuidadosamente con un pincel suave y húmedo (Fig. 3.5B) y depositada en un pocillo lleno de tampón fosfato salino, con objeto de mantenerlas en un medio isotónico. Una vez obtenidas las secciones deseadas, se recogen de los pocillos con un pincel y se "montan" en los portaobjetos respetando el orden en el que fueron obtenidas para facilitar la completa reconstrucción de la muestra (Fig. 3.5C). Los portaobjetos deben estar gelatinizados para impedir que los cortes se desprendan en posteriores fases del proceso de tinción. Una vez que las secciones se han montado en los portaobjetos y antes de proceder a teñirlas, éstas deben dejarse secar durante al menos 5 ó 6 horas.

67 ofrecen una panorámica general y exhaustiva de la distribución de las neuronas y de su organización citoarquitectónica.

Procedimiento

Después de cortar el tejido nervioso en secciones finas mediante alguno de los procedimientos descritos en el apartado anterior y una vez montadas en los portaobjetos, puede procederse a la tinción de las muestras. Para ello, se colocan los portaobjetos en una cestilla (Fig. 3.6A) y ésta se introduce en una cubeta con una solución de colorante en la que se

LA TINCIÓN DE NISSL La tinción de Nissl es una de las técnicas clásicas más utilizadas actualmente. El objetivo básico de todas las técnicas de tinción es aumentar el contraste relativo de determinadas estructuras. Para ello, se emplean colorantes con elevada afinidad por una determinada sustancia celular o se provocan reacciones histoquímicas selectivas que marcan determinados componentes del tejido. En la tinción de Nissl se emplean colorantes derivados de anilina, por ejemplo, violeta de cresilo, rojo neutro o azul de toluidina que, debido a su carácter básico, poseen una elevada afinidad por los ácidos nucleicos de las neuronas. Dado que el soma de las neuronas posee grandes concentraciones de ácidos nucleicos en el núcleo, el nucleolo y los ribosomas (en particular los adheridos al retículo endoplasmático rugoso o sustancia de Nissl), la técnica de Nissl produce una tinción muy clara y definida de los somas neuronales. Mediante esta técnica se tiñen los somas de todas las neuronas de la muestra de tejido, de modo que se obtienen preparaciones que

Figura 3.6. Detalles del procedimiento de tinción. A. Colocación de los portaobjetos en la cestilla. B. Introducción de la cestilla con los portaobjetos en las cubetas de la batería de tinción. C. Colocación del cubreobjetos sobre la muestra teñida.

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mantiene durante el tiempo suficiente para que las secciones resulten teñidas (Fig. 3.6B). El tiempo que las secciones deberán permanecer sumergidas en el colorante puede variar entre segundos o minutos, dependiendo de factores como el grosor del corte, el procedimiento de corte, el estado del tejido, etc. Por ello, la experiencia previa es fundamental para determinar en cada caso si el tejido ha adquirido una coloración adecuada o si, en cambio, debe permanecer más tiempo en la cubeta del colorante. Es preciso tener en cuenta que el lavado en agua y el proceso de deshidratación aclararán en alguna medida la coloración final de las preparaciones. Tras el baño es necesario lavar los portaobjetos en agua destilada para eliminar el exceso de colorante. Posteriormente, se procede a la deshidratación de las secciones, sumergiendo los portaobjetos sucesivamente en una serie de baños de alcoholes de graduación creciente, para terminar con dos baños consecutivos de xilol. La deshidratación del tejido incrementa la transparencia de la preparación y contribuye a su conservación. Finalmente, se procederá a cubrir las secciones con un cubreobjetos. Para ello se depositarán sobre los cortes unas gotas de alguna de las resinas líquidas disponibles en el mercado (bálsamo de Panamá, Permount, DPX, etc.), se cubrirán con el cubreobjetos y se dejarán secar, al menos, durante 24 horas (Fig. 3.6C). Tras este proceso la preparación estará lista para su observación en el microscopio y se conservará en buen estado indefinidamente.

Observación al microscopio

La observación de una preparación de Nissl al microscopio, con un objetivo de pocos aumentos, muestra un mar de puntos de diferentes tamaños distribuidos

heterogéneamente sobre un fondo claro. Cada uno de esos puntos es el soma de una neurona. El patrón de distribución de los somas neuronales permite reconocer la organización citoarquitectónica de la estructura observada, por ejemplo, en núcleos o en capas. De este modo, la tinción de Nissl constituye una técnica excelente para identificar patrones espaciales de distribución de células nerviosas (Fig. 3.7A). Un análisis con un objetivo de mayor aumento permite observar células individuales teñidas. Esta técnica tiñe exclusivamente el soma de las neuronas así como la región más proxima de las arborizaciones dendríticas (Fig. 3.7B-C). Aunque la tinción de Nissl no proporciona una imagen completa de la neurona con sus prolongaciones, tiñe los somas de todas las neuronas presentes en la preparación. Vista la preparación aún a mayor aumento, es posible observar algunos de los orgánulos presentes en el soma celular (Fig. 3.7D). Sobre un fondo homogéneo, lo primero que destaca dentro del núcleo, por la intensidad de su coloración, es el nucleolo. Además, fuera del núcleo se observan masas discontinuas coloreadas, o grumos, que se corresponden con los numerosos ribosomas adheridos al retículo endoplasmático rugoso. Aunque todas las células del organismo poseen ribosomas, las neuronas destacan claramente entre otros tipos celulares por la extensión y densidad de la sustancia de Nissl, relacionada con la síntesis de proteínas de membrana y de mensajeros químicos. La tinción diferencial de los somas neuronales que proporciona la tinción de Nissl se debe a esta circunstancia. La técnica de Nissl permite también la observación de los núcleos de las células gliales, pero no así de sus somas celulares. Ello se debe a que éstas presentan una baja concentración de ribosomas en el retículo endoplasmático en comparación con las neuronas. Así pues, los núcleos de las células gliales aparecen como pequeños puntos oscuros alrededor de las neuronas (Fig. 3.7C-D).


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Figura 3.7. Fotomicrografías a diferentes aumentos de tejido nervioso teñido según el protocolo de Nissl. Las flechas señalan células gliales.

LA TINCIÓN DE KLÜVER-BARRERA La tinción de Klüver-Barrera es una técnica que permite observar simultáneamente los cuerpos neuronales y los axones mielinizados. La estrategia para conseguir este resultado se basa en el uso combinado de dos colorantes diferentes: azul luxol y rojo neutro. El primero tiene una elevada afinidad por la mielina, sustancia lipídica que recubre a la mayoría de los axones de proyección en el sistema nervioso de los mamíferos. El segundo, como se describe en el apartado anterior, es un colorante básico de anilina que tiene la capacidad de teñir diferencialmente los somas neuronales.

Procedimiento La técnica de Klüver-Barrera es una técnica combinada que se realiza en dos etapas. En una primera etapa, se tiñe la mielina de los axones con el colorante azul de luxol. A continuación, se contratiñen los somas neuronales mediante la tinción de Nissl, empleando el colorante rojo neutro. La tinción con azul de luxol se realiza mediante un baño prolongado (6-18 horas) a temperatura constante de 56-60ºC en el interior de una estufa. Una vez que han resultado teñidas las fibras nerviosas, es necesario aplicar un baño de carbonato de litio, sustancia que facilitará el proceso de diferenciación, contribuyendo al incremento de contraste entre la mielina teñida y el resto de tejido que permanece sin

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teñir. Una vez finalizada la diferenciación de las fibras nerviosas se procede a contrateñir la preparación mediante la técnica de Nissl. Al realizar la tinción de Nissl, es conveniente usar como colorante

el rojo neutro, de esta forma los somas celulares quedarán teñidos de un intenso color rojo y contrastarán de forma notable con el color azul de las fibras nerviosas.

Figura 3.8. A. Fotomicrografía de una sección de médula espinal de rata teñida mediante la técnica de Klüver-Barrera. B. Detalle a mayor aumento de la zona marcada en A.


Observación al microscopio La tinción de Klüver-Barrera ofrece una imagen combinada en la que es posible apreciar, en una misma preparación, las fibras teñidas de azul y los somas teñidos de rojo (Fig. 3.8). Esta técnica es interesante puesto que proporciona una visión integrada de la distribución y relación entre la sustancia gris y la sustancia blanca del sistema nervioso. Así, es posible identificar con facilidad tanto agrupaciones de cuerpos celulares en núcleos o capas como tractos y zonas ricas en fibras nerviosas mielinizadas.

LA TINCIÓN DE GOLGI A diferencia de las técnicas anteriores, el método de tinción de Golgi por impregnación con nitrato de plata proporciona una imagen completa de las células del sistema nervioso. Esta técnica tiñe selectivamente un bajo número de células de la preparación, pero éstas aparecen teñidas con todas sus prolongaciones (Fig. 3.9). El fundamento de la técnica de Golgi radica en la formación de un precipitado argéntico que vuelve a la célula opaca. Esta tinción se ha revelado como una técnica muy útil para la caracterización morfológica de los diferentes tipos celulares del sistema nervioso (veáse el Cuadro 3.3), así como para la descripción de su organización y el esbozo de los circuitos que establecen. Hoy en día esta técnica es utilizada en laboratorios de todo el mundo, constituyendo una herramienta complementaria en un buen número de estudios neuroanatómicos. Sin embargo, puesto que la selectividad y calidad de la impregnación es, en gran medida impredecible, para obtener buenos resultados se requiere constancia y práctica. No obstante, la variabilidad de los resultados de esta técnica, que en principio podría considerarse como un inconveniente,

71 constituye también su mejor ventaja y es la razón de la fascinación que produce en los histólogos, ya que permite poner de manifiesto elementos muy diversos del tejido nervioso con medios muy simples.

Procedimiento Aunque existen muchas variantes del procedimiento de Golgi, todas ellas constan de una serie de pasos comunes. En primer lugar, el proceso de tinción se lleva a cabo generalmente antes de seccionar el tejido, lo que supone una diferencia con respecto a las técnicas estudiadas anteriormente. En todas las variantes se realiza una fijación previa del tejido nervioso y un tratamiento posterior con nitrato de plata. Normalmente el proceso de fijación es doble. La primera fase del proceso consiste en la fijación estructural del tejido mediante alguna de las técnicas básicas de fijación descritas en los apartados anteriores. Generalmente, la fijación estructural se realiza mediante la perfusión transcardíaca de dos soluciones. En primer lugar se realiza el lavado vascular con tampón fosfato salino y posteriormente se introduce la solución fijadora indicada en el protocolo de Golgi seleccionado. La segunda fase del proceso de fijación se denomina mordentado, induración, cromación o fase preimpregnadora, y se realiza mediante la inmersión de un pequeño bloque de tejido nervioso en una solución de dicromato potásico. Para ello, una vez realizada la fijación estructural se extrae el cerebro del animal y se trocea cuidadosamente en bloques de aproximadamente 10x5x3 mm. Trocear el tejido en bloques de pequeño tamaño facilita la impregnación relativamente homogénea de toda la pieza, y aumenta la probabilidad de obtener preparaciones de calidad con neuronas teñidas en su totalidad. Por el contrario, si se emplean bloques de mayor tamaño se corre el riesgo de que el interior de la pieza no se impregne suficientemente. Es importante

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Cuadro 3.3. La tinción de Golgi y el estudio de la morfología neuronal La tinción de Golgi es una técnica especialmente adecuada para estudiar la morfología de las células del sistema nervioso, en particular, las neuronas. Existen diversas formas de clasificar las células nerviosas. Una de las más usuales es la clasificación en función del número de procesos que parten del soma. Según este criterio se pueden distinguir tres tipos de neuronas: unipolares, bipolares y multipolares. El soma de las neuronas unipolares presenta una sola prolongación constituida por el axón, el cual puede ramificarse secundariamente. Estas neuronas son características de los ganglios periféricos de los vertebrados y del sistema nervioso de los invertebrados. Las neuronas bipolares se caracterizan porque del soma parten dos procesos bien diferenciados: un tronco dendrítico y un axón. Al igual que ocurre con el axón de las neuronas unipolares, el tronco dendrítico y el axón de las neuronas bipolares pueden presentar ramificaciones secundarias. Este tipo de neuronas es muy característico de los sistemas sensoriales. Dentro de las neuronas bipolares se puede distinguir un subtipo celular en el que el axón y el tronco dendrítico se unen en el punto de salida y aparecen como un solo proceso hasta que se separan en la proximidad del soma (por ejemplo, las neuronas de los ganglios de la raíz dorsal). Este tipo de neuronas son denominadas pseudounipolares y también son características de los sistemas sensoriales. Por último, las neuronas más características del sistema nervioso central son las neuronas multipolares, neuronas de cuyo soma parten numerosas prolongaciones, una de las cuales es el axón. Este tipo de neuronas, con gran número de dendritas, normalmente actúan como células integradoras de distintos tipos de información. Una clasificación morfológica alternativa a la descrita anteriormente emplea como criterio la forma del soma neuronal y la estructura del árbol dendrítico y del axón. De este modo, en la corteza cerebral y en la corteza del cerebelo es posible distinguir células piramidales, estrelladas, fusiformes, células en cesto, etc. (véanse capítulos 5 y 6).


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Figura 3.9. Fotomicrografía a bajo aumento de una sección de corteza cerebral de gato teñida mediante la técnica de Golgi.

evitar hacer cortes cerca de las zonas objeto de estudio, ya que la plata precipitará con mayor facilidad en las superficies del bloque, confiriendo a estas zonas un aspecto sobreteñido y dificultando la observación de células aisladas. Una vez cortados, los bloques de tejido se sumergen en la solución cromadora entre 3-7 días y se mantienen en oscuridad en frascos de cristal color topacio. Como recomendación, los frascos de cristal en los que se ha llevado a cabo la induración no deben lavarse tras su uso, pues suelen obtenerse mejores resultados cuando son reutilizados repetidamente. Cuando el tejido ha sido fijado se procede a su impregnación con nitrato de plata. Los tiempos de mordentado e impregnación son críticos para el desarrollo óptimo

del proceso de tinción, y varían dependiendo de un gran número de factores, incluyendo la especie animal de la que procede el tejido, la edad del sujeto, la región del sistema nervioso a estudiar o la calidad del agua que se emplea para las soluciones. Por lo tanto, deben realizarse diferentes pruebas para determinar los tiempos de mordentado e impregnación que proporcionen resultados óptimos en cada caso. Una vez que la pieza de tejido ha quedado impregnada, se procede a su preparación para la fase de corte. Para ello, se incluye la pieza en celoidina o bien se encastra en parafina. Este último proceso es más rápido y menos costoso. El procedimiento de encastración en parafina difiere del de

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Cuadro 3.4. La tinción de Golgi y la doctrina neuronal El procedimiento de tinción de Golgi es una de las técnicas que más ha contribuido al desarrollo de la neurociencia moderna. En 1873, el joven médico italiano Camilo Golgi mencionó por primera vez en un trabajo sobre la corteza cerebral, el desarrollo de una técnica (la reazione nera) que permitía la impregnación argéntica de células nerviosas. Lo excepcional de esta técnica radicaba en el hecho de que por primera vez las células nerviosas se mostraban teñidas en su totalidad, es decir, aparecían teñidos el soma, las dendritas y el axón. Además, sólo aparecía teñido un bajo porcentaje de células, lo que favorecía su observación. El método consistía en una fijación del tejido nervioso con dicromato potásico y una impregnación posterior con nitrato de plata. El resultado final era un ennegrecimiento de somas y fibras debido a la formación de cristales de plata. El desarrollo de esta técnica resultó de gran importancia puesto que permitió el estudio detallado de la morfología de las células del sistema nervioso, así como del modo en que se relacionaban entre sí unas células con otras. En aquellos momentos no existían datos concluyentes sobre las células del sistema nervioso, por lo que este tema constituía un campo abonado para la especulación. Más aun, la teoría celular, formulada por Schleiden y Schwann en 1838, que propone que los tejidos biológicos están compuestos por elementos celulares independientes, no se había extendido aún al sistema nervioso. Hasta la primera mitad del siglo XIX, la mayor parte de los científicos se adscribían a la llamada teoría reticularista, según la cual el sistema nervioso estaba formado por una red continua o sincitio. A pesar de la importancia del descubrimiento y de la extensión de su obra, Camilo Golgi no logró esclarecer nunca la forma en que se relacionaban físicamente entre sí las células nerviosas. Sin embargo, Santiago Ramón y Cajal, mediante el empleo de esta misma técnica, realizó un estudio meticuloso de diferentes especies y proporcionó abrumadoras evidencias sobre su organización. El sistema nervioso al igual que los demás tejidos biológicos, está formado por unidades celulares discretas. Sobre la base de estas observaciones, Santiago Ramón y Cajal, enunció la teoría neuronal, que establece que el sistema nervioso está formado por células discretas, las neuronas, las cuales constituyen las unidades estructurales y funcionales del sistema nervioso, presentan polarización funcional y se comunican entre sí mediante sinapsis. inclusión ya que en el primero la parafina no penetra en el interior del tejido. Para realizar la encastración, la pieza de tejido se sumerge directamente en parafina líquida, sin someterla previamente a ningún proceso de deshidratación. De este modo, se consigue un bloque de parafina en cuyo interior se encuentra el tejido nervioso. Puesto que el tejido no ha sido deshidratado, la parafina no penetra en él y simplemente lo recubre. El hecho de encastrar o incluir la pieza de tejido es de gran ayuda a la hora de realizar los cortes, ya que el tejido se vuelve quebradizo tras el tratamiento con dicromato potásico y nitrato de plata. Una vez realizada la encastración se procede a cortar la pieza de tejido en

secciones gruesas (100-150 µm), con objeto de que cada sección incluya neuronas completas con sus prolongaciones. Una vez obtenidas las secciones, éstas deben ser sometidas a un proceso de deshidratación utilizando una batería de alcoholes de graduación creciente para finalizar con dos baños de xilol. Finalmente, las secciones se recogen con un pincel, se montan en portaobjetos de vidrio, se cubren completamente con resina Damar, Permount o Bálsamo de Canadá, y se dejan secar en lugar fresco y preservado del polvo. Para estas preparaciones no es imprescindible el uso de cubreobjetos.


Variantes del procedimiento general A partir del procedimiento general descrito en el apartado anterior se han desarrollado numerosas variaciones del método de tinción argéntica de Golgi. Las variantes más utilizadas se describen a continuación. Golgi-aldehído Bajo este nombre se agrupan diversas variantes del procedimiento general, que tienen en común el empleo de sustancias aldehídicas en el proceso de cromación. Uno de los procedimientos más usados es el Golgi-Colonier, en el que para la cromación se emplea una solución de glutaraldehído al 25% y dicromato potásico al 3% (ver protocolos al final del capítulo). Al

75 igual que en el procedimiento general, en la variación Golgi-Colonier la fase de cromación debe ir precedida de un proceso de fijación estructural. En el caso del Golgi-Colonier se emplea glutaraldehído diluido al 2% en una solución 0.05 M de tampón fosfato a pH 7.4 como fijador estructural durante la perfusión transcardíaca. Tras el proceso de cromación el tejido está preparado para la impregnación argéntica. Antes de introducir el bloque en la solución impregnadora, es conveniente realizar varios lavados en agua corriente o en una solución de nitrato de plata al 0.5%. Posteriormente, se introduce el bloque de tejido en una solución de nitrato de plata al 0.75% en agua destilada, durante 2-3 días. Esta solución debe ser nueva, es decir, la solución de nitrato de plata no puede ser reutilizada. Un aspecto impor-

Figura 3.10. Fotomicrografías de diferentes tipos celulares teñidos mediante la técnica de Golgi. A. Célula bipolar. B. Célula multipolar. C. Astrocitos. Obsérvese cómo esta técnica tiñe a la célula en toda su extensión, poniendo de manifiesto sus diferentes componentes (soma, dendritas y axón).

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tante a tener en cuenta es la relación entre el tamaño de la pieza de tejido y el volumen de la solución de nitrato de plata utilizada. Esta relación deberá ser al menos de 50 ml de solución argéntica por cada bloque de tejido de las dimensiones anteriormente recomendadas (10x5x3 mm). También es de suma importancia mantener los frascos a temperatura ambiente y protegidos de la luz. Finalizado el periodo de impregnación se procede al corte del tejido en secciones y a la deshidratación y montaje de las mismas. Procedimiento rápido de Golgi Esta denominación se utiliza para designar una variación de la técnica de Golgi en la que se utiliza como solución cromadora una mezcla de dicromato potásico y tetróxido de osmio. El nombre de esta variación se debe a que el empleo del tetróxido de osmio acelera el proceso de mordentado e impregnación. Este procedimiento proporciona una excelente impregnación de los axones a la vez que mantiene la transparencia y claridad de la preparación. El tetróxido de osmio es una sustancia muy tóxica por lo que es necesario extremar el cuidado cuando se manipula, de acuerdo con la normativa y recomendaciones de empleo para este tipo de sustancias. Otro inconveniente a tener en cuenta es el elevado precio del tetróxido de osmio en comparación con el de los productos empleados en otras variaciones de la técnica de Golgi. Las primeras fases del procedimiento rápido de Golgi son las mismas ya descritas para otras variantes de la técnica de Golgi. En primer lugar, se realiza la fijación estructural mediante perfusión intracardíaca de una solución de glutaraldehído al 1% y paraformaldehído al 1% en tampón fosfato al 0.1 M. Tras la fijación estructural, se extrae el cerebro y se trocea en bloques del tamaño adecuado.

Para la cromación se introducen los bloques en la solución indurante de osmio y dicromato potásico. En la preparación de esta solución se diluye el dicromato potásico en agua destilada. La calidad del agua destilada es un factor importante en este protocolo. Una vez diluido el dicromato, se añade el tetróxido de osmio. Este paso requiere extremar la precaución, por lo que todo el proceso debe realizarse en el interior de una campana extractora de gases y protegiendo las manos con guantes. En primer lugar, se raspa el cuello de la ampolla de tetróxido de osmio con una lima, sin llegar a quebrarla. A continuación, se introduce la ampolla en un frasco de color topacio, se cierra herméticamente y se agita vigorosamente de forma que la ampolla se rompa en su interior. Tras quedar el tetróxido de osmio depositado en el interior del frasco de color topacio, se vierte sobre él la solución de dicromato potásico, con lo que queda preparada la solución indurante. La solución resultante puede conservarse durante un periodo aproximado de una semana. Una vez preparada la solución de osmio y dicromato, se agita y se distribuye en frascos de color topacio más pequeños, de 50 a 100 ml. A continuación, se introduce un bloque de tejido en cada uno de los frascos y se mantienen en esta solución por un periodo de tiempo que puede oscilar entre varias horas y varios días. Es preciso hacer notar que, con este procedimiento a mayor tiempo de inmersión del tejido, menor será el número de neuronas impregnadas, y por tanto, se apreciarán en toda su extensión. Una vez fijados en el mordiente y después de un lavado en una solución de nitrato de plata, los bloques deben ser transferidos finalmente a una solución de nitrato de plata, en la que deberán permanecer por un periodo que puede oscilar desde varias horas hasta varios días. Tras la fase de impregnación argéntica, se procede al corte del bloque en secciones y a la deshidratación y montaje de las mismas según el protocolo general de la técnica de Golgi.


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Cuadro 3.5. El legado de Cajal Santiago Ramón y Cajal nació el 1 de Mayo de 1852 en Petilla, Aragón. Aunque su nacimiento tuvo lugar hace más de ciento cincuenta años y la mayor parte de su obra tiene más de un siglo de antigüedad, los estudios de Cajal siguen influenciando e inspirando el trabajo de los neurocientíficos actuales. La grandeza de la obra de Ramón y Cajal no radica sólo en la elaboración y defensa de su teoría, la doctrina de la neurona, considerada el pilar básico de la neurociencia, sino también en el extenso y meticuloso estudio de la citoarquitectura del sistema nervioso de los principales grupos de vertebrados. Para ello empleó fundamentalmente la técnica de Golgi. Cabe destacar también la excelente calidad de sus dibujos. Tras la publicación de su obra magistral Textura del Sistema Nervioso del Hombre y de los Vertebrados (1899, Madrid), las ideas de Cajal se difundieron rápidamente y alcanzaron reconocimiento mundial. Santiago Ramón y Cajal obtuvo el Premio Moscú en 1900, la medalla de oro de Hemholtz en 1905 y compartió con Camillo Golgi el Premio Nobel de Medicina y Fisiología en 1906. La importancia del trabajo de este neurocientífico es tal, que actualmente sigue siendo uno de los autores más citados en la bibliografía científica, por encima incluso de Albert Einstein y Charles Darwin. Procedimiento de Golgi-hidrato de cloral Esta variación de la técnica de Golgi se caracteriza por el empleo de hidrato de cloral en el proceso de cromación en sustitución del tetróxido de osmio. El empleo de hidrato de cloral reduce los costes y la toxicidad de las sustancias empleadas. Procedimiento de triple impregnación de Golgi Cuando, tras una primera tinción, el número de células teñidas resulte insuficiente o no se hayan impregnado las células objeto de interés, puede recurrirse a una segunda impregnación. Para ello el

bloque objeto de estudio debe pasar por una segunda fase de induración y posteriormente por una segunda fase de impregnación. Si los resultados obtenidos no son los esperados se puede recurrir incluso a una tercera aplicación.

Observación al microscopio La visión al microscopio de una preparación teñida mediante cualquiera de las variantes de la técnica de Golgi proporciona una imagen en la que, sobre un fondo color ámbar, destacan un número indeterminado de neuronas y células gliales teñidas de negro o marrón muy


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oscuro. Aparecen teñidos no sólo los somas celulares sino también los procesos dendríticos y axónicos, incluso sus terminaciones más finas (Fig. 3.9). A diferencia de lo que ocurre con otras técnicas histológicas, la impregnación argéntica de Golgi sólo tiñe aproximadamente el 10% del total de células nerviosas de la porción de tejido objeto de estudio. Esta circunstancia supone una ventaja crucial, ya que permite la observación de células aisladas completas, al no resultar ocultas por las numerosas células vecinas (Fig. 3.10). Si este porcentaje fuera superior, la preparación aparecería como una maraña de somas y procesos celulares en la que sería

imposible analizar la morfología de neuronas individuales. El ajuste del enfoque con el tornillo micrométrico permite el seguimiento de una sola célula nerviosa en sus diferentes planos de profundidad. La integración espacial de estos planos proporciona una visión tridimensional de la célula completa. Debido al carácter azaroso de la impregnación argéntica, el estudio detallado de una estructura concreta requiere la elaboración de numerosas preparaciones, las cuales, en su conjunto, proporcionarán información suficiente para la reconstrucción estructural de la región objeto de estudio.

PROTOCOLOS Protocolo de tinción de Nissl A continuación se describe el protocolo de tinción de Nissl. Aunque aquí se cita como colorante el violeta de cresilo, pueden emplearse también otros colorantes básicos de anilina disponibles en el mercado. 1. Coloración Violeta de cresilo al 0,5%....................................................... 10-15 min. 2. Lavado y deshidratación Agua destilada… … … … … … … … … … … … … … … … … … … … .15 seg. Alcohol 70º… … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … ...1 min. Alcohol 96º + Ácido acético glacial (5-10 gotas)… … … … … .. 15 seg. Alcohol Absoluto… … … … … … … … … … … … … … … … … … … . 15 seg. Alcohol Absoluto… … … … … … … … … … … … … … … … … … .....15 seg. Xilol… … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … 1 min. Xilol… … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … 10 min. 3. Montaje/Cubrir los portaobjetos Aplicar DPX y poner un cubreobjetos. Dejar secar durante al menos 24 horas. En el protocolo se indican los tiempos recomendados para cada paso de la tinción y de la deshidratación, pero pueden introducirse variaciones en los mismos si se considera necesario. Por ejemplo, si tras lavar los portaobjetos en agua destilada (primer baño tras el del colorante) los cortes tienen una apariencia demasiado oscura, estos pueden aclararse hasta el nivel deseado manteniéndolos más de un minuto en alcohol de 70º.


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Protocolo de tinción de Klüver-Barrera 1. Sumergir los portaobjetos en alcohol de 70º durante 10-15 min. 2. Tinción de la mielina. Introducir los portaobjetos en la siguiente solución en el interior de una estufa a 56-60ºC: Luxol Fast Blue ................... 1 g. Alcohol 95º .......................... 100 ml. Ácido acético al 10% .......... 5 ml. El tiempo de tinción fluctúa entre las 6 y las 18 horas. 3. Lavar los portaobjetos con alcohol de 96º para eliminar el exceso de colorante. 4. Lavar los portaobjetos con agua destilada. 5. Sumergir los portaobjetos durante 30 minutos en una solución de carbonato de litio al 0.5%. Controlar el proceso de diferenciación bajo el microscopio hasta conseguir la coloración deseada. 6. Lavar con agua destilada. 7. Contratinción. Tratar los cortes con el procedimiento de Nissl, usando el rojo neutro al 5% como colorante. 8. Cubrir las secciones con DPX.

Protocolo de tinción de Golgi-Colonier 1. Realizar la perfusión transcardíaca con glutaraldehído al 2% en tampón fosfato 0.2M, pH 7.4. 2. Obtener bloques de tejido de aproximadamente 10x5x3 mm. 3. Introducir los bloques de tejido en frascos de vidrio de color topacio (para preservarlos de la luz) en una solución con 5 ml de glutaraldehído al 25% y 40 ml de dicromato potásico al 3%. Mantenerlos a temperatura ambiente durante 3-7 días. 4. Lavar los bloques en una solución de nitrato de plata al 0.75%. 5. Sumergir los bloques de tejido en una solución de nitrato de plata al 0.75% en frascos de vidrio topacio a temperatura ambiente durante 2-3 días (100 ml de solución por bloque). 6. Incluir el bloque en celoidina o encastrarlo en parafina. 7. Cortar los bloques en secciones gruesas de 100 a 250 µm de grosor. 8. Deshidratar las secciones: Alcohol Alcohol Alcohol Alcohol Alcohol Alcohol

de de de de de de

70º............5 min. 80º............5 min. 96º...........10 min. 96º...........10 min. 100º.........10 min. 100º.........10 min.

Xilol........................5 min. Xilol........................5 min.

9. Montar las secciones en portaobjetos de vidrio y cubrir con resina sintética. No usar cubreobjeto.


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Protocolo de tinción de Golgi-rápido 1.

Preparar en una campana extractora de gases y con la ayuda de guantes la solución indurante: Dicromato potásico..........................12 gr. Tetróxido de osmio............................1 gr. Agua destilada..............................500 ml.

2.

Realizar la perfusión transcardíaca con una solución tamponada de glutaraldehído al 1% y paraformaldehído al 1%.

3.

Trocear el cerebro en bloques de tejido de aproximadamente 10x5x3 mm.

4.

Introducir los bloques de tejidos en frascos de vidrio topacio con la solución indurante durante un periodo que abarque de varias horas a varios días.

5.

Lavar los bloques de tejido en una solución de nitrato de plata a 0.75%.

6.

Introducir individualmente los bloques de tejido en frascos de vidrio topacio con 100 ml de una solución de nitrato de plata al 0.75% y mantenerlos a temperatura ambiente durante un periodo de tiempo que oscile entre varias horas y varios días.

7.

Incluir el bloque en celoidina o encastrarlo en parafina.

8.

Cortar los bloques en secciones gruesas de 100 a 250 mm de grosor.

9.

Deshidratar las secciones: Alcohol Alcohol Alcohol Alcohol

de de de de

70º............ 5 min. 80º............ 5 min. 96º........... 10 min. 96º........... 10 min.

Alcohol de 100º........10 min. Alcohol de 100º........10 min. Xilol...........................5 min. Xilol.......................... 5 min.

10. Montar las secciones en portaobjetos de vidrio y cubrir con resina sintética. No usar cubreobjetos.

Protocolo de tinción de Golgi-hidrato de cloral 1.

Realizar la perfusión transcardíaca con una solución de formol al 10% en una solución tamponada.

2.

Extraer el cerebro y trocearlo en bloques de tejido de 10x5x3 mm.

3.

Introducir los bloques durante 1-3 días en frascos de vidrio topacio en una solución recién preparada de: Hidrato de cloral................... 5 gr. Dicromato potásico.............. 1.5 gr. Formaldehído al 40%........... 5 ml. Agua destilada...................... 50 ml. Esta solución debe ser renovada diariamente.

4.

Lavar los bloques en una solución de nitrato de plata al 0.75%.

5.

Introducir los bloques de tejido individualmente en una solución de nitrato de plata al 0.75% en frascos de vidrio topacio a temperatura ambiente durante 1-3 días. Preparar 100 ml de solución por bloque y frasco.


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6.

Incluir los bloques en celoidina o encastrarlos en parafina.

7.

Cortar los bloques en secciones gruesas de 100 a 250 mm de grosor.

8.

Deshidratar las secciones: Alcohol Alcohol Alcohol Alcohol

9.

de de de de

70º............5 min. 80º........... 5 min. 96º........... 10 min. 96º........... 10 min.

Alcohol de 100º.........10 min. Alcohol de 100º.........10 min. Xilol............................5 min. Xilol............................5 min.

Montar las secciones en portaobjetos de vidrio y cubrir con resina sintética. No usar cubreobjetos.

El capítulo 3 del CD-ROM describe las técnicas neurohistológicas básicas. Se presentan guías fotográficas que muestran cómo seccionar una muestra de tejido con microtomos de congelación y de parafina. Además, se detallan los protocolos de tinción de las técnicas de Nissl, de Klüver-Barrera y de Golgi. Finalmente, se presenta una serie de fotomicrografías, a diferentes aumentos, de preparaciones de tejido nervioso teñido con las distintas técnicas.

Lecturas recomendadas Alonso, J.R. (1994). Los métodos de Golgi. Ediciones Universidad de Salamanca. Salamanca. Levis, P.R y Knight, D.P. (1977). Stained methods for sectioned material. NorthHolland. Amsterdam. Marín-Padilla, M. (1987). The Golgi method. En Adelman, G. (Ed.) Encyclopedia of neuroscience. M.A.: Birkhauser. Cambridge. Ramón y Cajal, S. (1992). Textura del sistema nervioso del hombre y los vertebrados. Instituto de Neurociencia. Alicante. Ramón y Cajal, S.R. y Tello-Muñoz, J.F. (1950). Elementos de histología normal y técnica de micrografía. Diana Artes Gráficas. Madrid. Smith, A. y Bruton, J. (1977). Técnicas de coloración histológica. Year Book Medical. Chicago. Valverde, F. (1970). The Golgi method. A tool for comparative structural analysis. En Nauta, W.J.H. y Ebbesson, S.O.E. (Eds.) Contemporary research methods in neuroanatomy. Springer-Verlag. Berlin, pp. 12-31.

4 Anatomía del cerebro de la rata. Estudio mediante cortes seriados

La rata, probablemente la especie de mamífero más utilizada en investigaciones neurobiológicas, es un excelente modelo animal para el estudio de la organización y funcionamiento cerebral y de las bases neurales de la conducta. Debido a sus ventajas, en la actualidad se dispone de una gran cantidad de información neuroanatómica, neurofisiológica y conductual acerca de esta especie. Por lo tanto, en toda introducción a las neurociencias es importante adquirir unos conocimientos básicos sobre la anatomía del cerebro de la rata. Su cerebro posee todas las características anatómicas, bioquímicas y fisiológicas típicas de los mamíferos, sin embargo, su tamaño es relativamente redu-

cido lo que hace necesario el empleo del microscopio óptico. El presente capítulo aborda el estudio guiado de la neuroanatomía del cerebro de la rata mediante el uso de secciones coronales, sagitales y horizontales teñidas según el protocolo de Nissl. Se realiza una descripción general de las principales características morfológicas del cerebreo de la rata, con una breve referencia a la metodología empleada para la obtención de las preparaciones. La descripción de la organización anatómica del cerebro de rata se acompaña de fotomicrografías de secciones coronales, horizontales y sagitales y de un listado completo de estructuras y su localización precisa en las láminas.

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OBTENCIÓN DE LAS SECCIONES Las preparaciones histológicas se obtuvieron de ratas Wistar de aproximadamente 290 gramos de peso. Los procedimientos de perfusión, fijación y tinción utilizados son los descritos en el capítulo anterior. Antes de iniciar el proceso de la perfusión, los animales fueron profundamente anestesiados con pentobarbital sódico (35 mg/kg). Una vez anestesiados, se realizó la perfusión transcardíaca, primero con tampón fosfato salino para eliminar la sangre del sistema vascular y, a continuación, con una solución de formaldehído al 10% en tampón fosfato salino para fijar el tejido. Una vez extraídos, los cerebros fueron post-fijados y preparados para el corte en los diferentes planos con un microtomo de congelación a 40 µm de grosor. Posteriormente las secciones fueron teñidas mediante la técnica de Nissl utilizando como colorante el acetato de cresilo. El empleo de este método de tinción permitirá observar la agrupación de las neuronas en núcleos, la localización de la sustancia blanca y la citoarquitectura de distintas regiones cerebrales. La selección del plano de referencia en el que se realizarán las secciones es un paso fundamental en la preparación de cortes seriados del tejido nervioso. Para las secciones sagitales presentadas en este capítulo, se usó la línea sagital medial como plano de referencia. Seccionando el cerebro a lo largo de la línea media con un bisturí o una cuchilla bien afilada se obtuvieron dos hemisferios cerebrales simétricos con una superficie plana, la correspondiente al plano de corte. Para obtener las secciones sagitales paralelas a la línea media bastó con apoyar la superficie plana de la pieza de tejido sobre la platina del microtomo y orientarla de forma adecuada. Si bien establecer un plano de

referencia para las secciones sagitales es relativamente sencillo, en el caso de las secciones horizontales y coronales esta operación se complica. El plano de referencia elegido ha sido el proporcionado por la superficie dorsal de los hemisferios cerebrales. Así, las secciones horizontales se realizaron apoyando el cerebro por la superficie dorsal del telencéfalo y orientando la platina del microtomo para que el plano de corte fuera paralelo a la superficie de los hemisferios cerebrales. Para las secciones coronales se apoyó el cerebro por su cara ventral sobre una superficie plana, y se realizó un corte con un bisturí o cuchilla muy afilada desde la superficie dorsal a la ventral, en un plano ortogonal a la superficie cerebral y a la línea media. Así, el cerebro quedó dividido en dos piezas, una rostral y otra caudal, cada una con una superficie plana. Para realizar secciones paralelas al plano utilizado en este primer corte basta con apoyar cada pieza por la superficie plana en la platina del microtomo. Es necesario resaltar la importancia de obtener secciones en el mismo plano de corte que el utilizado para las secciones de este capítulo. Este hecho permitirá identificar las mismas estructuras cerebrales que se presentan en las preparaciones modelo y realizar un estudio guiado de la anatomía del cerebro de la rata.

ESTUDIO GUIADO DE LA ANATOMÍA DEL CEREBRO DE LA RATA A continuación, se presenta una guía para el estudio de la anatomía del cerebro de la rata mediante el empleo de cortes seriados. En primer lugar, se estudiará la anatomía externa del cerebro en una visión dorsal y ventral, así como las principales estructuras identificables en una visión sagital medial. Finalmente, el estudio de la

Anatomía del cerebro de la rata. Estudio mediante cortes seriados

Figura 4.1. Visiones externas del cerebro de la rata. A. Visión dorsal. B. Visión ventral.

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disposición de las principales estructuras, núcleos y tractos en los cortes seriados proporcionarán una información completa de la organización anatómica del cerebro de la rata.

el cerebelo, el bulbo raquídeo o médula oblongada y la médula espinal. Asimismo, puede apreciarse una pequeña porción del epitálamo, la epífisis o glándula pineal, situada entre los hemisferios telencéfalicos y el cerebelo.

Visiones externas

En la visión ventral del cerebro de la rata (Fig. 4.1B) es posible identificar, de rostral a caudal, las siguientes estructuras: los bulbos olfatorios, el nervio óptico, el quiasma óptico, la cisura rinal, el hipotálamo, los pedúnculos cerebrales, el nervio trigémino, el nervio abducens, la protuberancia, el paraflóculo (cerebelo), las pirámides bulbares, la decusación de las pirámides y la médula espinal. La cisura rinal recorre casi todo el hemisferio desde el polo más rostral hasta las regiones más caudales y marca el límite entre la corteza límbica y la corteza sensorio-motora.

En la visión dorsal del cerebro de la rata destaca el gran tamaño relativo del telencéfalo, que cubre la mayor parte de las estructuras cerebrales (Fig. 4.1A). En la superficie de la corteza cerebral de la rata se observa una llamativa diferencia con el cerebro del cordero: la ausencia de circunvoluciones y surcos (Capítulo 1). Por esta razón, la rata se incluye dentro del grupo de animales lisencefálicos (cerebro liso). La única cisura importante que presenta el telencéfalo de la rata es la cisura rinal, que está situada en posición ventrolateral. Además de los hemisferios telencefálicos, en la visión dorsal del encéfalo de la rata se pueden identificar los bulbos olfatorios,

Figura 4.2. Visión sagital medial del cerebro de la rata.

La visión sagital medial (Fig. 4.2) proporciona una excelente perspectiva para reconocer las relaciones espaciales entre las principales divisiones del sistema nervioso


central: telencéfalo, diencéfalo, mesencéfalo, metencéfalo y mielencéfalo. Además, en esta visión pueden identificarse las principales estructuras ubicadas en la línea media. En el telencéfalo se distinguen claramente las regiones mediales de la corteza cerebral, el tubérculo olfatorio, el cuerpo calloso, la región septal, el fórnix y la comisura anterior. Más caudalmente se pueden observar las estructuras diencéfalicas: el tálamo y el hipotálamo. Las estructuras troncoencefálicas que se distinguen en la visión sagital medial son el mesencéfalo (cerebro medio), el colículo superior, el colículo inferior, el tegmento mesencefálico y el acueducto cerebral. En la visión medial del romboencéfalo también se observan las principales subdivisiones del metencéfalo (protuberancia y cerebelo), que se continúan caudalmente con el mielencéfalo (bulbo raquídeo o médula oblongada).

Estudio mediante cortes coronales, sagitales y horizontales Este apartado abordará el estudio guiado de las principales estructuras, núcleos y sistemas cerebrales que se pueden apreciar en el cerebro de la rata. Para ello se hará uso del atlas fotográfico presentado al final del capítulo. Este atlas consta de 23 secciones coronales, 4 secciones sagitales y 6 secciones horizontales. En cada una de las secciones se han delimitado de manera aproximada las principales estructuras que pueden observarse en cada nivel de corte. En muchas ocasiones, las estructuras señaladas están rodeadas por una cápsula de sustancia blanca o delimitadas por cambios en el patrón citoarquitectónico, circunstancia que facilita su identificación. Sin embargo, en otros casos, las fronteras no están marcadas por rasgos anatómicos claramente apreciables. Hay que tener en cuenta que algunas estructuras del sistema nervioso central no son

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NOMENCLATURA Lamentablemente no existe un sistema de nomenclatura neuroanatómica universal e invariable. En el atlas que se presenta en este capítulo se ha seguido de una forma relativamente fiel la nomenclatura empleada en el atlas estereotáxico de Paxinos y Watson (1997), uno de los atlas del cerebro de la rata más utilizados por la comunidad neurocientífica. A continuación, se describen brevemente los criterios utilizados para las abreviaturas de las estructuras cerebrales que aparecen en las distintas secciones: • Las abreviaturas en mayúsculas hacen referencia a núcleos (por ejemplo, HVM: hipotálamo ventromedial) y a regiones corticales (M1: córtex motor primario). Las letras minúsculas representan tractos de fibras, ventrículos, surcos y fisuras (por ejemplo, hpm, haz prosencefálico medial; vl, ventrículo lateral; sr, surco rinal; fpr, fisura primaria). • El principio general usado para definir una abreviatura es el siguiente: la letra mayúscula representa la primera letra del nombre del núcleo y va seguida de una letra minúscula característica del nombre (por ejemplo, Hb: habénula). • Los nombres de núcleos llevan una letra mayúscula por cada una de sus partes representativas (OAM: núcleo olfatorio anterior medial) • Si una palabra forma parte del nombre de más de una estructura se mantiene la misma abreviatura (HVM: núcleo hipotalámico ventromedial; HDM: núcleo hipotalámico dorsomedial). • Las abreviaturas de regiones muy notorias se omiten a la hora de identificar sus núcleos, de tal forma que para identificar, por ejemplo, el núcleo talámico centromediano sólo aparece CM. • Los números arábigos del 1 al 10 son usados para identificar los lóbulos cerebelosos. • Los números romanos representan los pares craneales (por ejemplo, II: nervio óptico) • Los números arábigos seguidos de la letra "n" representan los núcleos correspondientes a los pares craneales (por ejemplo, 3n: núcleo oculomotor).

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fácilmente identificables en base a criterios morfológicos o citoarquitectónicos, siendo necesario recurrir a criterios neuroquímicos o neurofisiológicos. En la parte superior derecha de cada

sección aparece una pequeña fotografía del cerebro de la rata en el que se señala el nivel de corte. Sin duda, el plano de corte más ampliamente utilizado en los estudios de anatomía del sistema nervioso mediante secciones seriadas es el plano

Cuadro 4.1. Sistema de coordenadas estereotáxicas La complejidad anatómica del sistema nervioso central plantea especiales dificultades para determinar la posición objetiva de las estructuras ubicadas bajo la superficie cerebral. Cuando se necesita conocer a priori la localización precisa de una estructura cortical o subcortical se emplea un atlas estereotáxico, es decir, un sistema cartesiano de coordenadas superpuesto a las secciones cerebrales seriadas. El atlas estereotáxico permite determinar de forma objetiva la posición de cualquier estructura en el espacio cerebral mediante la especificación de tres coordenadas correspondientes a tres ejes ortogonales: rostro-caudal, latero-medial y dorso-ventral. Haciendo uso de las coordenadas estereotáxicas es posible, por ejemplo, implantar electrodos y otros dispositivos intracerebrales de forma precisa, realizar lesiones o efectuar estudios de registro electrofisiológico en núcleos, fascículos u otras estructuras neurales. Para ello, es necesario emplear un aparato estereotáxico. El aparato estereotáxico consiste en un marco estereotáxico y un micromanipulador. El marco estereotáxico permite la fijación de la cabeza del animal en una posición estándar y conocida. El micromanipulador es un dispositivo que permite desplazar un electrodo u otro instrumento o dispositivo intracraneal en los tres planos del espacio hasta colocarlo exactamente en las coordenadas estereotáxicas deseadas. Los aparatos estereotáxicos pueden presentar ligeras diferencias en el sistema de fijación del animal, que permiten adaptarlo a las características de cada especie. En el caso de la rata, el sistema de fijación de la cabeza está formado por dos barras que se apoyan en los meatos auditivos (barras auriculares) y un mecanismo de sujeción del hocico (pinza de incisivos). Para determinar la correspondencia entre las coordenadas del atlas y la posición de la estructura de interés en el cerebro del animal, el sistema estereotáxico se calibra empleando puntos de referencia objetivos (por ejemplo, el punto en el que se cruza la línea imaginaria que une ambas barras auriculares con la línea media) o situados en el exterior del cráneo (por ejemplo, los puntos de intersección entre las placas parietal y frontal –Bregma- y las placas parietal y occipital –Lambda-).


coronal. Sin embargo, las secciones obtenidas en los planos sagital y horizontal proporcionan una visión complementaria y facilitan la comprensión de la disposición tridimensional de las estructuras cerebrales y las relaciones espaciales que mantienen entre sí. Una vez localizada una estructura en los cortes coronales y tras haber estudiado su disposición espacial en ese plano, es interesante identificar esa misma región en las secciones sagitales y horizontales, con el objetivo de reconstruir una imagen tridimensional, lo más precisa posible, de cada estructura y de la organización anatómica cerebral.

Secciones coronales En primer lugar, es conveniente identificar en las preparaciones obtenidas en el plano coronal las distintas cavidades del sistema ventricular. La localización de estas cavidades en los distintos cortes será de gran ayuda para delimitar las grandes divisiones cerebrales. En el interior de los hemisferios telencefálicos (secciones D-M) se puede apreciar una cámara extensa que corresponde al ventrículo lateral. En dirección caudal, el ventrículo lateral comunica con el tercer ventrículo, una cámara con forma de hendidura estrecha que se extiende en dirección rostro-caudal y dorso-ventral (secciones F-M). Las paredes del tercer ventrículo están constituidas por el diencéfalo, circunstancia que será de gran ayuda a la hora de identificar el mismo. Caudalmente, justo en la transición entre el prosencéfalo y el mesencéfalo, el tercer ventrículo se estrecha y se transforma en el acueducto cerebral o de Silvio. Este conducto recorre todo el mesencéfalo bajo los colículos superiores e inferiores (secciones N-P) hasta el borde más rostral del puente o protuberancia. En este nivel, las paredes del acueducto cerebral divergen formando el cuarto ventrículo, una depresión romboidea poco profunda

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situada en la superficie dorsal del bulbo raquídeo y de la protuberancia, sobre la que se sitúa el cerebelo (secciones Q-U). Telencéfalo En el corte más rostral del plano coronal (sección A) es posible identificar el tracto olfatorio y diferentes subdivisiones del núcleo olfatorio, situado en la región cortical caudal al bulbo olfatorio. Íntimamente relacionadas con el núcleo olfatorio anterior se encuentran la tenia tectal ventral (secciones A y B) y la tenia tectal dorsal (secciones C y D). Asimismo, en estos niveles más rostrales puede identificarse la porción intrabulbar de la comisura anterior (secciones A y B). En las secciones más caudales (secciones C-J) es posible apreciar en la zona ventral del claustro el núcleo endopiriforme, que forma parte de la capa profunda del córtex piriforme. El tubérculo olfatorio (secciones C-F) forma parte del córtex olfatorio y está formado por tres capas celulares fácilmente distinguibles con un objetivo de gran aumento: la capa molecular, la capa de las células piramidales y la capa de las células polimorfas. En los hemisferios telencéfalicos se pueden identificar diferentes subdivisiones de la corteza cerebral. Así, en las secciones más rostrales se localizan la corteza motora primaria, la corteza motora secundaria, la corteza prelímbica, la corteza cingulada y la corteza insular (secciones A-K). A medida que se avanza en el eje rostro-caudal, la corteza motora es sustituida por la corteza somatosensorial, que se divide en la corteza somatosensorial primaria (secciones C-M) y la corteza somatosensorial secundaria, situada más caudalmente (secciones F-K). En los cortes más caudales, la corteza motora y la corteza somatosensorial son reemplazadas por la corteza auditiva (secciones K-Ñ) y la corteza visual (secciones M-P). Asimismo, en las

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porciones ventrales de las secciones más caudales, la corteza piriforme (secciones B-N) es sustituida por la corteza entorrinal (secciones K-O). En las regiones dorsales de estas secciones (I-P) aparece, densamente teñida, el área cortical retroesplenial, también denominada región límbica posterior, que se divide en el córtex granular retroesplenial y el córtex agranular retroesplenial. El área retroesplenial recibe este nombre debido a que rodea la parte caudal del esplenio del cuerpo calloso. En la sustancia blanca del prosencéfalo se puede ver que las fibras del cuerpo calloso conectan regiones corticales de ambos hemisferios. Si se realiza un seguimiento de la distribución de estas fibras comisurales puede apreciarse la disposición rostro-caudal de las distintas subdivisiones del cuerpo calloso: forceps menor (sección B-D), rodilla (sección E), cuerpo calloso (secciones F-L), esplenio (M) y forceps mayor (secciones N-Ñ). Para obtener una imagen tridimensional más exacta del cuerpo calloso se recomienda estudiar la ubicación y extensión de estas fibras en los cortes sagitales y horizontales. En la sección D se puede observar que el fórceps menor del cuerpo calloso limita lateralmente con la cápsula externa. El cuerpo calloso y la cápsula externa constituyen hitos anatómicos importantes que separan dos grandes áreas telencéfalicas, la corteza cerebral y los ganglios basales. A partir de la sección coronal E, la cápsula externa alcanza su extensión máxima y comienza a distinguirse la cápsula interna, estructura formada por una agrupación de fibras nerviosas aferentes y eferentes que conectan estructuras subcorticales con la corteza cerebral, y constituye una frontera entre el tálamo y los ganglios basales (secciones I-J). En la sección D puede apreciarse el inicio del extremo anterior del ventrículo lateral, justo en la región medial dorsal al núcleo

accumbens. Obsérvese en este corte la relación espacial entre el núcleo accumbens y la comisura anterior. A partir de este nivel es posible localizar los ganglios basales: caudado, putamen y globo pálido (secciones E-K). El caudado y el putamen presentan en la rata una contigüidad citoarquitectónica que los hace difícilmente separables, por lo que conjuntamente reciben la denominación de caudadoputamen o estriado ventral (secciones D-E). En las secciones coronales E-F es posible apreciar los núcleos septales y la banda diagonal de Broca. Esta región recibe en conjunto la denominación de área septal y conecta con regiones hipotalámicas mediante el haz prosencefálico medial (secciones D-G). En el nivel de la comisura anterior (secciones E y F) pueden reconocerse las dos regiones del núcleo de la banda diagonal, una parte vertical y una parte horizontal. En los núcleos septales se identifican una región medial y una región lateral, en la que pueden identificarse a su vez tres subdivisiones: dorsal, ventral e intermedia (sección F). Entre el núcleo septal lateral y el núcleo de la banda diagonal de Broca no existe un límite anatómico claro. Una de las regiones más notables del prosencéfalo es la formación del hipocampo. Esta estructura está constituida por cinco regiones corticales contiguas: el córtex entorrinal, el presubiculum, el parasubiculum, el subiculum y el hipocampo propiamente dicho. El hipocampo (secciones I-N) es una estructura que, a diferencia de otras regiones corticales, presenta la peculiaridad de estar organizada en tres capas. La capa de las células piramidales del asta de Ammón (campos CA1, CA2 y CA3) y la capa de las células granulares del giro dentado adoptan la forma de dos "C" invertidas una con respecto a la otra y engarzadas entre sí. En las secciones más caudales (secciones


N-P) pueden identificarse el córtex entorrinal, el presubiculum, el parasubiculum y el subiculum, que constituyen la mayor parte de la corteza ventral posterior. Entre los sistemas de fibras que integran la formación hipocampal se encuentran la comisura del hipocampo (secciones G-H), la fimbria (secciones G-L), y el fórnix (secciones F-M). El fórnix comunica el hipocampo con estructuras subcorticales, prolongándose a lo largo de la línea media por la zona ventral del cuerpo calloso. Este haz de fibras se asocia particularmente al campo CA1 del hipocampo. En el extremo anterior del hipocampo y del asta inferior del ventrículo lateral puede identificarse el complejo amigdalino (secciones I-N). La amígdala comprende una región cortical y una región subcortical y está constituida por una gran masa de sustancia gris con una organización nuclear. La amígdala forma parte, junto con la formación hipocampal, la corteza cingulada y la región septal, del denominado sistema límbico (secciones K-M). La estría terminal es un segmento de fibras que se sitúa entre la amígdala y la región septal y contiene fibras tanto ascendentes como descendentes que conectan la amígdala y el hipotálamo (secciones G-J). Diencéfalo Las secciones coronales del cerebro de la rata proporcionan una excelente perspectiva para estudiar la anatomía de estructuras subcorticales como el diencéfalo. La presencia del tercer ventrículo constituye un hito anatómico clave para localizar la región diencefálica. Como paso previo al estudio de las diferentes estructuras que constituyen el diencéfalo es conveniente identificar el tálamo y el hipotálamo sobre las secciones coronales. El hipotálamo ocupa la posición más ventral del diencéfalo y pueden reconocerse en él las siguientes áreas o regiones: el área preóptica, la región hipotalámica lateral y la

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región hipotalámica medial que incluye la región supraóptica, la región del tuber cinereum y la región de los cuerpos mamilares. Cada una de estas áreas se subdividen a su vez en diferentes núcleos. Así, el núcleo preóptico medial del hipotálamo (secciones G-H) se sitúa entre el núcleo de la banda diagonal y el área hipotalámica anterior y recibe aferencias de la estría terminal, la amígdala medial y de determinadas regiones del núcleo del lecho de la estría terminal. Esta región hipotalámica proporciona uno de los mejores ejemplos de dimorfismo sexual estructural en el cerebro de un mamífero. En particular, el núcleo sexodimórfico del área preóptica medial presenta un tamaño entre tres y siete veces mayor en las ratas machos que en las hembras. En la región del hipotálamo medial, rodeando el receso infundibular del tercer ventrículo, se encuentra el tuber cinereum (secciones I-L), una estructura en forma de tubo que se continúa con el infundíbulo. En la región adyacente al tuber cinereum se puede distinguir un grupo celular de gran tamaño, el núcleo hipotalámico ventromedial (secciones I-K), y el núcleo hipotalámico dorsomedial (secciones J-K). Asimismo, se puede identificar en esta región el núcleo arqueado o infundibular (secciones I-M), que rodea, formando un anillo, el extremo del receso infundibular (sección L). En la región basal del hipotálamo se encuentra la eminencia media, un órgano circunventricular o región neuro-humoral (secciones J-K). En este órgano puede distinguirse una lámina interna adyacente al tercer ventrículo, que contiene axones del tracto hipotalámicohipofisiario que se dirigen hacia la pituitaria posterior (neurohipófisis), y una lámina externa, que recibe los axones procedentes del sistema portal-hipofisiario. En el tálamo pueden distinguirse diferentes núcleos: anterior, central, lateral y ventral (secciones G-M). El núcleo talámico anterior se divide en una parte dorsal y una parte ventral (secciones H-I). En la porción medial

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del tálamo se distinguen las dos divisiones del núcleo talámico central: el núcleo talámico central lateral y el núcleo talámico central medial (secciones J-L). Lateralmente a éste se encuentra el núcleo lateral del tálamo que se divide en una región dorsal (secciones I-K) y una región posterior (secciones L-P). Puede distinguirse también el núcleo ventral del tálamo en su división lateral, medial, anterior y posterior (sección I), aunque los límites de estas regiones se aprecian mejor en los cortes horizontales y sagitales. Por último, en la parte más caudal del tálamo se pueden identificar el núcleo geniculado lateral y el núcleo geniculado medial (sección N). Entre los tractos de sustancia blanca más relevantes de la región talámica se pueden citar la lámina medular externa (secciones K-L), el lemnisco medial (secciones L-M), el tracto mamilotalámico (secciones J-M) y la radiación acústica (sección M). Mesencéfalo El estudio del encéfalo medio o mesencéfalo (secciones N-P) pone de manifiesto otra serie de estructuras igualmente relevantes. A lo largo de todo el mesencéfalo puede identificarse el acueducto cerebral o de Silvio, cavidad ventricular que se inicia en el tercer ventrículo y desemboca en el cuarto ventrículo (secciones N-P). En el mesencéfalo pueden distinguirse dos grandes regiones: una región dorsal denominada tectum o techo y el tegmento o suelo, situado ventralmente. En estas dos grandes divisiones se pueden identificar las siguientes estructuras: el núcleo pretectal anterior (sección M), el colículo superior (secciones N-Ñ) y el colículo inferior (secciones O-Q) en la región dorsal o tectum, la sustancia gris periacueductal (secciones N-P), y la sustancia negra (secciones M-Ñ) en la región ventral o tegmento. Asimismo, puede observarse en las secciones M y N un conjunto de fibras mielinizadas, el brazo del colículo superior, que atraviesan el cuerpo geniculado lateral

y el tálamo caudal. En torno a la línea media y en posición ventral se distinguen el núcleo interpeduncular y el núcleo interfascicular (sección Ñ). La fuente más importante de aferencias al núcleo interfascicular procede de la habénula a través del fascículo retroflexus (secciones L-M). Los pedúnculos cerebrales (secciones LÑ) constituyen el principal tracto de fibras descendentes del cerebro y en este nivel forman el límite basal del mesencéfalo. En las secciones L y M puede apreciarse la conexión que se establece entre la cápsula interna y los pedúnculos cerebrales. En la región más ventral del tegmento mesencefálico, junto al pedúnculo cerebral, es posible identificar la sustancia negra (sección Ñ). En la sección N pueden distinguirse la parte compacta y la parte reticular de este núcleo. En este sentido, si se usa un objetivo de gran aumento es posible visualizar la parte compacta de la sustancia negra, que consta de neuronas pigmentadas que contienen melanina y que sintetizan dopamina como neurotransmisor. En las secciones coronales correspondientes a los niveles mesencefálicos y pontinos es posible localizar fácilmente diferentes estructuras de la formación reticular, que se extienden a lo largo de todo el tronco cerebral, las divisiones del rafe (secciones O-U), el locus coeruleus (secciones Q-R) y el área tegmental (secciones Ñ-R). El rafe está constituido por un gran número de núcleos que se extienden a lo largo de la línea media, desde el mesencéfalo al bulbo raquídeo. Los núcleos del rafe identificables en los cortes coronales son: el núcleo dorsal del rafe, el núcleo del rafe medio, el núcleo del rafe magnus, el núcleo del rafe pontino y el núcleo del rafe oscuro. Así, el rafe dorsal está situado en una posición ventral al acueducto y constituye un núcleo heterogéneo en el que se pueden distinguir diferentes grupos celulares (secciones OP). El área tegmental se divide en una


región ventral (sección Ñ) y una región dorsal (secciones P-R), que se sitúa en la parte ventral del acueducto cerebral en una región adyacente a la sustancia gris periacueductal. Romboencéfalo En el metencéfalo dorsal se puede observar el cerebelo con la disposición de sus folias y sus principales lóbulos y fisuras (secciones Q-V). Inmersos en la sustancia blanca se pueden apreciar los tres núcleos profundos del cerebelo (sección S): el núcleo medial (también denominado fastigial), el núcleo interpósito y el núcleo lateral (o núcleo dentado). En estas secciones puede observarse también que el cerebelo se sitúa dorsalmente al cuarto ventrículo (secciones Q-T) y que conecta con el tronco del encéfalo a través de los pedúnculos cerebelosos superior (secciones P-Q), medio (secciones O-Q) e inferior (secciones S-T). En los cortes coronales correspondientes a la región pontina y al bulbo raquídeo puede localizarse el fascículo longitudinal medial

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(secciones Ñ-T), el lemnisco lateral y medial (secciones L-T), el fascículo cuneado (sección U), el tracto piramidal (secciones O-V), el tracto rubroespinal (sección P) y los principales núcleos y nervios craneales (núcleo oculomotor, núcleo facial, núcleo del vago y núcleo del hipogloso; secciones Ñ, R, S, U, V). El núcleo del cuerpo trapezoide se encuentra situado justo por encima del tracto piramidal (sección R). Puede apreciarse que el núcleo vestibular está dividido en cuatro grupos fácilmente reconocibles: medial, superior, lateral y espinovestibular (secciones S-T). El núcleo paratrigeminal constituye un grupo de neuronas situadas en la parte dorsolateral del tracto espinal trigeminal (sección U). Puede identificarse también el núcleo espinal del trigémino (secciones S-V), aunque este núcleo es más visible en cortes horizontales. Por último, en estos niveles más caudales del tronco encefálico (secciones T-V) cabe destacar la región olivar que incluye el núcleo de la oliva superior (sección R) y el núcleo de la oliva inferior (secciones T-V).

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ATLAS FOTOGRÁFICO Secciones Coronales


Secciones Coronales

Acb núcleo accumbens caa comisura anterior, parte anterior cai comisura anterior, parte intrabulbar Cg córtex cingulado En núcleo endopiriforme fmcc fórceps menor del cuerpo calloso hpm haz prosencefálico medial I córtex insular IL córtex infralímbico M1 córtex motor primario

M2 córtex motor secundario O córtex orbital OA núcleo olfatorio anterior OAD núcleo olfatorio anterior dorsal OAL núcleo olfatorio anterior lateral OAM núcleo olfatorio anterior medial OAP núcleo olfatorio anterior posterior OAV núcleo olfatorio anterior ventral ODL córtex orbital dorsolateral OL córtex orbital lateral

ol tracto olfatorio lateral OM córtex orbital medial OV córtex orbital ventral Pir córtex piriforme PrL córtex prelímbico S1 córtex somatosensorial primario sr surco rinal TTD tenia tectal dorsal TTV tenia tectal ventral Tu tubérculo olfatorio

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Secciones Coronales


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Secciones Coronales

3v tercer ventrículo

CPu caudado-putamen "estriado"

POL núcleo preóptico lateral

II nervio óptico

En núcleo endopiriforme

POA núcleo preóptico anterior

Acb núcleo accumbens

f fórnix

POMg núcleo preóptico magnocelular

BDh núcleo de la banda diagonal, parte horizontal

fmcc fórceps menor del cuerpo calloso

qo quiasma óptico

GPL globo pálido lateral

rcc rodilla del cuerpo calloso

BDv núcleo de la banda diagonal, parte vertical

hpm haz prosencefálico medial

S1 córtex somatosensorial primario

I córtex insular

S2 córtex somatosensorial secundario

IGr induseum griseum

SHi núcleo septohipocampal

LST núcleo del lecho de la estría terminal

SLD núcleo septal lateral dorsal

M1 córtex motor primario

SLI núcleo septal lateral intermedio

M2 córtex motor secundario

SLV núcleo septal lateral ventral

ol tracto olfatorio lateral

SM núcleo septal medial

ci cápsula interna

PeA núcleo hipotalámico periventricular anteroventral

sr surco rinal

Cl claustro

Pir córtex piriforme

vl ventrículo lateral

ca comisura anterior caa comisura anterior, parte anterior cc cuerpo calloso ce cápsula externa Cg córtex cíngulado cg cíngulo

Tu tubérculo olfatorio

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Secciones Coronales


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Secciones Coronales

3v tercer ventrículo 3vD tercer ventrículo, parte dorsal ABL núcleo de la amígdala basolateral ABM núcleo de la amígdala basomedial AC núcleo de la amígdala central ACo núcleo de la amígdala cortical AD núcleo talámico anterior dorsal AL núcleo de la amígdala lateral AMe núcleo de la amígdala medial Ar núcleo arqueado del hipotálamo ARS córtex agranular retroesplenial AV núcleo talámico anterior ventral BDh núcleo de la banda diagonal, parte horizontal CA3 región CA3 del hipocampo cap comisura anterior, parte posterior cc cuerpo calloso ce cápsula externa Cg córtex cíngulado cg cíngulo ci cápsula interna Cl claustro CM núcleo talámico central medial CPu caudado-putamen "estriado" cvh comisura ventral del hipocampo En núcleo endopiriforme

f fórnix fd fórnix dorsal fi fimbria del hipocampo GD giro dentado GPL globo pálido lateral GPM globo pálido medial GRS córtex granular retroesplenial HA área hipotalámica anterior HL área hipotalámica lateral HLA área hipotálamica lateral, parte anterior hpm haz prosencefálico medial HVM núcleo hipotalámico ventromedial I córtex insular LD núcleo talámico lateral dorsal LST núcleo del lecho de la estría terminal LSTM nucleo del lecho de la estría terminal, parte medial M1 córtex motor primario M2 córtex motor secundario MD núcleo talámico medial dorsal ol tracto olfatorio lateral Pa núcleo hipotálamico paraventricular PaV núcleo talámico paraventricular Pe núcleo hipotalámico periventricular Pir córtex piriforme

POL núcleo preóptico lateral POM núcleo preóptico medial POMg núcleo preóptico magnocelular PT núcleo talámico paratenial qo quiasma óptico Re núcleo talámico Reuniens Rt núcleo talámico reticular S1 córtex somatosensorial primario S2 córtex somatosensorial secundario SI sustancia innominada sm estría medular del tálamo SO núcleo supraóptico SQ núcleo supraquiasmático sr surco rinal st estría terminal STr núcleo septal triangular TC tuber cinereum to tracto óptico TOL núcleo del tracto olfatorio lateral VA núcleo talámico ventral anterior VL núcleo talámico ventral lateral vl ventrículo lateral VM núcleo talámico ventral medial VPL núcleo talámico ventral posterolateral ZI zona incierta

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Secciones Coronales


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Secciones Coronales

3v tercer ventrículo 3vD tercer ventrículo, parte dorsal ABL núcleo de la amígdala basolateral ABM núcleo de la amígdala basomedial AC núcleo de la amígdala central ACo núcleo de la amígdala cortical AHi área amigdalohipocampal AL núcleo de la amígdala lateral AMe núcleo de la amígdala medial Ar núcleo arqueado del hipotálamo ARS córtex agranular retroesplenial Au córtex auditivo CA1 región CA1 del hipocampo CA2 región CA2 del hipocampo CA3 región CA3 del hipocampo cc cuerpo calloso cdh comisura dorsal del hipocampo ce cápsula externa cg cíngulo ci cápsula interna CL núcleo talámico central lateral CM núcleo talámico central medial CPu caudado-putamen "estriado" Ect córtex ectorrinal EM eminencia media En núcleo endopiriforme Ent córtex entorrinal f fórnix fd fórnix dorsal

fh fisura hipocampal fi fimbria del hipocampo fr fascículo retroflexus GD giro dentado GLD núcleo geniculado lateral dorsal GLV núcleo geniculado lateral ventral GPL globo pálido lateral GPM globo pálido medial GRS córtex granular retroesplenial Hb habénula HDM núcleo hipotalámico dorsomedial HL área hipotalámica lateral HP área hipotalámica posterior HVM núcleo hipotalámico ventromedial I córtex insular Inf infundíbulo LD núcleo talámico lateral dorsal lm lemnisco medial lme lámina medular externa LP núcleo talámico lateral posterior LSTA núcleo del lecho de la estría terminal, parte intraamigdaloide M1 córtex motor primario M2 córtex motor secundario MD núcleo talámico medial dorsal mt tracto mamilotalámico PaV núcleo talámico paraventricular PC núcleo talámico paracentral pc pedúnculo cerebral

PF núcleo talámico parafascicular Pir córtex piriforme plx plexo coroideo Po núcleo talámico posterior PR córtex perirrinal PtA córtex parietal de asociación Re núcleo talámico Reuniens Rt núcleo talámico reticular S1 córtex somatosensorial primario S2 córtex somatosensorial secundario sm estría medular del tálamo sr surco rinal st estría terminal Sub núcleo talámico submedius SubT núcleo subtalámico TC tuber cinereum TeA córtex temporal de asociación to tracto óptico VL núcleo talámico ventral lateral vl ventrículo lateral VM núcleo talámico ventral medial VPL núcleo talámico ventral posterolateral VPM núcleo talámico ventral posteromedial ZI zona incierta ZID zona incierta dorsal ZIV zona incierta ventral

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Secciones Coronales


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Secciones Coronales

3n núcleo oculomotor 3v tercer ventrículo ABL núcleo de la amígdala basolateral ACo núcleo de la amígdala cortical AHi área amigdalohipocampal alv alveus del hipocampo Apir área de transición amígdalopiriforme Aq acueducto de Silvio Ar núcleo arqueado del hipotálamo ARS córtex agranular retroesplenial ATV área tegmental ventral Au córtex auditivo bcs brazo del colículo superior CA1 región CA1 del hipocampo CA2 región CA2 del hipocampo CA3 región CA3 del hipocampo cdh comisura dorsal del hipocampo ce cápsula externa cg cíngulo ci cápsula interna CM núcleo talámico central medial cp comisura posterior CS colículo superior dtv decusación tegmental ventral ecc esplenio del cuerpo calloso Ect córtex ectorrinal Ent córtex entorrinal EW núcleo de Edinger-Westphal fd fórnix dorsal

flm fascículo longitudinal medial fMcc fórceps mayor del cuerpo calloso fr fascículo retroflexus GD giro dentado GL núcleo geniculado lateral GLD núcleo geniculado lateral dorsal GLV núcleo geniculado lateral ventral GM núcleo geniculado medial GRS córtex granular retroesplenial Hil hilus del giro dentado HL área hipotalámica lateral HP área hipotalámica posterior hpm haz prosencefálico medial IF núcleo interfascicular IP núcleo interpeduncular lm lemnisco medial LP núcleo talámico lateral posterior Me5 núcleo mesencefálico del trigémino MeP mesencéfalo profundo MM núcleo mamilar mt tracto mamilotalámico OSC órgano subcomisural pc pedúnculo cerebral PF núcleo talámico parafascicular Pir córtex piriforme plx plexo coroideo Po núcleo talámico posterior PP núcleo peripeduncular PR córtex perirrinal

PRb campo prerubral PrC núcleo precomisural PTA núcleo pretectal anterior PtA córtex parietal de asociación PTO núcleo pretectal olivar PTM núcleo pretectal medial ra radiación acústica RePi receso pineal rm receso mamilar RR campo retrorubral S1 córtex somatosensorial primario S subiculum SGP sustancia gris periacueductal SN sustancia negra SNC sustancia negra, parte compacta SNR sustancia negra, parte reticular sr surco rinal SuM núcleo supramamilar TeA córtex temporal de asociación tgc tracto tegmental central tgd tracto tegmental dorsal tgl tracto tegmental lateral to tracto óptico V1 córtex visual primario V2 córtex visual secundario vl ventrículo lateral VPM núcleo talámico ventral posteromedial ZI zona incierta

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Secciones Coronales


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Secciones Coronales

4v cuarto ventrículo Aq acueducto de Silvio ARS córtex agranular retroesplenial bp brazo pontino Cb cerebelo cci comisura del colículo inferior CI colículo inferior CnF núcleo cuneiforme Ect córtex ectorrinal Ent córtex entorrinal flm fascículo longitudinal medial ftp fibras transversas pontinas GRS córtex granular retroesplenial LC locus coeruleus LL núcleo del lemnisco lateral ll lemnisco lateral lm lemnisco medial

Me5 núcleo mesencefálico del trigémino MeP mesencéfalo profundo OAD núcleo olfatorio anterior dorsal PaS parasubiculum PBL núcleo parabraquial lateral PBM núcleo parabraquial medial pcm pedúnculo cerebeloso medio pcs pedúculo cerebeloso superior pi tracto piramidal Pn núcleo pontino PnO núcleo reticular pontino, parte oral PostS postsubiculum Pr5 núcleo sensorial principal del trigémino PR córtex perirrinal RD núcleo dorsal del rafe RM núcleo del rafe medio

RO región de la oliva rs tracto rubroespinal RtTg núcleo reticulotegmental pontino s5 raíz sensorial del trigémino sp5 tracto espinal del trigémino S subiculum SGP sustancia gris periacueductal SubC núcleo subcoreuleus TeA córtex temporal de asociación TgD núcleo tegmental dorsal TgDM área tegmental dorsomedial TgLD núcleo tegmental laterodorsal TgPP núcleo tegmental pedúnculopontino TgV núcleo tegmental ventral V1 córtex visual primario V2 córtex visual secundario

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Secciones Coronales


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Secciones Coronales

7n núcleo facial 4v cuarto ventrículo VII nervio facial VIII nervio vestíbulo-coclear Amb núcleo ambiguo Cb cerebelo CD núcleo coclear dorsal CuE núcleo cuneado externo CV núcleo coclear ventral ecv tracto espinocerebeloso ventral Fl flocculus flm fascículo longitudinal medial Gi núcleo reticular gigantocelular Int núcleo interpositus del cerebelo Lat núcleo lateral del cerebelo (dentado) LC locus coeruleus lm lemnisco medial

Mo5 núcleo motor del trigemino Med núcleo medial del cerebelo (fastigial) OI núcleo de la oliva inferior OS núcleo de la oliva superior PB núcleo parabraquial pci pedúnculo cerebeloso inferior pi tracto piramidal plx plexo coroideo PnC núcleo reticular pontino, parte caudal Pr núcleo prepositus RL4v receso lateral del cuarto ventrículo RMg núcleo del rafe magnus Ros núcleo del rafe oscuro RP núcleo del rafe pálido RPn núcleo del rafe pontino RtI núcleo reticular intermedio RtMg núcleo reticular magnocelular

RtPg núcleo reticular paragigantocelular RtPv núcleo reticular parvocelular S5 núcleo sensorial del trigémino Sp5 núcleo espinal del trigémino sp5 tracto espinal del trigémino Su5 núcleo supratrigeminal SOL núcleo del tracto solitario TgD núcleo tegmental dorsal TgDM área tegmental dorsomedial TgLD núcleo tegmental laterodorsal Tz núcleo del cuerpo trapezoideo tz cuerpo trapezoideo VeL núcleo vestibular lateral VeM núcleo vestibular medial VeSp núcleo vestibular espinal

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Secciones Coronales

10n núcleo motor del vago 12n núcleo hipogloso Amb núcleo ambiguo AP área postrema Cb cerebelo Cc canal central de la médula (epéndimo) Cu núcleo cuneado cu fascículo cuneado

CuE núcleo cuneado externo ecd tracto espinocerebeloso dorsal ecv tracto espinocerebeloso ventral Gi núcleo reticular gigantocelular Gr núcleo grácil OI núcleo de la oliva inferior Pa5 núcleo paratrigeminal pi tracto piramidal

Ros núcleo del rafe oscuro RPm núcleo del rafe paramediano RtL núcleo reticular lateral RtPv núcleo reticular parvocelular RtV núcleo reticular ventral Sp5 núcleo espinal del trigémino sp5 tracto espinal del trigémino SOL núcleo del tracto solitario


Secciones sagitales A continuación se estudiarán las principales estructuras del encéfalo de la rata en cortes sagitales. Para ello, se comenzará identificando las estructuras relevantes en las secciones más laterales y posteriormente se estudiarán las secciones más mediales. En primer lugar, en las secciones sagitales A y B pueden identificarse el tracto olfatorio, el claustro, los ganglios basales (caudadoputamen y globo pálido) y la cápsula interna. En estas secciones puede apreciarse con facilidad la separación que la cápsula interna establece entre los ganglios basales y el tálamo. En una posición ventral a los ganglios basales se localizan el núcleo accumbens, el núcleo preóptico magnocelular y el haz prosencefálico medial. Además, es posible distinguir la parte anterior y posterior de la comisura anterior. En las secciones sagitales C y D puede identificarse la estría medular, un haz de fibras que discurre a lo largo de la superficie dorsomedial del tálamo, desde la región preóptica a los núcleos septales para finalizar su recorrido en la habénula. Algunas fibras de la estría medular continúan su recorrido hacia el núcleo interpeduncular a través del fascículo retroflexus (sección D). Obsérvese el discurrir del cuerpo calloso y las principales zonas que delimita (secciones A-D). En el corte más medial (sección D) se distinguen el genus (rodilla) y el esplenio del cuerpo calloso. En todos los cortes sagitales presentados es posible identificar parte del ventrículo lateral. Obsérvese la posición del hipocampo con respecto a dicho ventrículo. En estas secciones pueden apreciarse también la fimbria, un tracto de fibras que deriva del asta de Ammón y que forma el fórnix, y las comisuras dorsal y ventral del hipocampo (sección D). La comisura dorsal es un tracto de fibras que conecta el área retrohipocampal de ambos hemisferios. La comisura ventral se sitúa entre la parte más rostral del hipocampo y la zona más caudal del área septal y conec-

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ta el giro dentado y el asta de Ammón de ambos hemisferios. En posición caudal a la cápsula interna se encuentra el tálamo (secciones A-D). En ella, pueden identificarse desde una nueva perspectiva los núcleos talámicos que ya se estudiaron en los cortes coronales. Identifique el núcleo lateral dorsal, el núcleo ventral posteromedial, el núcleo ventral posterolateral, el núcleo geniculado lateral, el núcleo geniculado medial y el núcleo posterior. Obsérvese la posición del núcleo reticular del tálamo. Este complejo nuclear está inmerso en el haz de fibras que constituye la lámina medular externa y la parte ventromedial y caudal del mismo se fusiona gradualmente con la zona incierta. En posición ventral con respecto al tálamo se sitúan los núcleos hipotalámicos (secciones C-D). Es posible identificar también el núcleo subtalámico (sección C), que guarda una estrecha relación anatómica y funcional con los ganglios de la base y la sustancia negra mesencefálica. Este conjunto de estructuras desempeña un importante papel en el control motor. En la zona mesencefálica es interesante reconocer y localizar aquellos núcleos y estructuras que se han especificado con anterioridad en los cortes coronales. En los cortes B y C se puede identificar el núcleo mesencefálico profundo. Los límites de esta zona de transición de la formación reticular son difusos. En la parte más caudal de la formación reticular puede observarse el núcleo reticular pontino (secciones C y D) y el nervio facial (sección C). En la zona más caudal de los cortes sagitales más mediales (secciones C-D) puede localizarse en una posición ventral el núcleo pontino, las pirámides y la oliva inferior. En la parte más dorsal de estas secciones pueden observarse también con claridad el pedúnculo cerebeloso, el núcleo vestibular y los diferentes núcleos del nervio trigémino. Por último, identifique en el corte D los principales lóbulos y fisuras del cerebelo y ventralmente a éste el cuarto ventrículo.

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ATLAS FOTOGRÁFICO Secciones Sagitales


1-10 lóbulos cerebelosos 7n núcleo facial VII nervio facial A amígdala Acb núcleo accumbens bci brazo del colículo inferior CA1 región CA1 del hipocampo CA2 región CA2 del hipocampo CA3 región CA3 del hipocampo caa comisura anterior, parte anterior cap comisura anterior, parte posterior cc cuerpo calloso CD núcleo coclear dorsal cg cíngulo ci cápsula interna CI colículo inferior Cl claustro Cop cópula piramidal CPu caudado-putamen "estriado" Crus1 crus 1 del lóbulo ansiforme Crus2 crus 2 del lóbulo ansiforme CS colículo superior CuE núcleo cuneado externo En núcleo endopiriforme EP núcleo endopeduncular fapm fisura ansoparamediana fh fisura hipocampal fi fimbria del hipocampo fic fisura intercrural fMcc fórceps mayor del cuerpo calloso fmcc fórceps menor del cuerpo calloso fpcu fisura preculminar fpp fisura prepiramidal fpr fisura primaria

fsp fisura superior posterior ftp fibras transversas pontinas GD giro dentado GL núcleo geniculado lateral GM núcleo geniculado medial GP globo pálido HL área hipotalámica lateral hpm haz prosencefálico medial Int núcleo interpositus del cerebelo Lat núcleo lateral del cerebelo (dentado) LD núcleo talámico lateral dorsal LL núcleo del lemnisco lateral ll lemnisco lateral lm lemnisco medial LP núcleo talámico lateral posterior m5 tracto trigémino mesencefálico Mo5 núcleo motor del trigemino MeP mesencéfalo profundo OAL núcleo olfatorio anterior lateral ol tracto olfatorio lateral PBL núcleo parabraquial lateral PBM núcleo parabraquial medial pc pedúnculo cerebral pci pedúnculo cerebeloso inferior pcm pedúnculo cerebeloso medio pcs pedúculo cerebeloso superior Pir córtex piriforme PM lóbulo paramediano Pn núcleo pontino Po núcleo talámico posterior POMg núcleo preóptico magnocelular Pr5 núcleo sensorial principal del trigémino PrS presubiculum

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PTA núcleo pretectal anterior PV pálido ventral R núcleo rojo RL4v receso lateral del cuarto ventrículo RO región de la oliva Rt núcleo talámico reticular RtL núcleo reticular lateral RtPv núcleo reticular parvocelular Sp5 núcleo espinal del trigémino sp5 tracto espinal del trigémino S subiculum SI sustancia innominada Sim lóbulo simple SN sustancia negra SNR sustancia negra, parte reticular SO núcleo supraóptico sr surco rinal st estría terminal TgMi núcleo tegmental microcelular TO núcleo del tracto óptico to tracto óptico Tu tubérculo olfatorio TuM núcleo tuberal medial Tz cuerpo trapezoideo VeS núcleo vestibular superior VeSp núcleo vestibular espinal VL núcleo talámico ventral lateral vl ventrículo lateral VPL núcleo talámico ventral posterolateral VPM núcleo talámico ventral posteromedial ZI zona incierta

112 Secciones Sagitales



1-10 lóbulos cerebelosos 3v tercer ventrículo 4v cuarto ventrículo VII nervio facial Acb núcleo accumbens AM núcleo talámico anteromedial APL área preóptica lateral APM área preóptica medial APT área pretectal asc7 fibras ascendentes del nervio facial ATV área tegmental ventral AV núcleo talámico anterior ventral BDh núcleo de la banda diagonal, parte horizontal BO bulbo olfatorio ca comisura anterior cai comisura anterior, parte intrabulbar cc cuerpo calloso cci comisura del colículo inferior cdh comisura dorsal del hipocampo cg cíngulo CI colículo inferior CnF núcleo cuneiforme Cop cópula piramidal CPu caudado-putamen "estriado" CS colículo superior Cu núcleo cuneado cu fascículo cuneado CuE núcleo cuneado externo cvh comisura ventral del hipocampo ecc esplenio del cuerpo calloso f fórnix fi fimbria del hipocampo flm fascículo longitudinal medial fMcc fórceps mayor del cuerpo calloso fmcc fórceps menor del cuerpo calloso fpcu fisura preculminar fpl fisura posterolateral fpp fisura prepiramidal fpr fisura primaria fr fascículo retroflexus

fs fisura secundaria fsp fisura superior posterior ftp fibras transversas pontinas gcc genus del cuerpo calloso GD giro dentado Gi núcleo reticular gigantocelular HA área hipotalámica anterior Hb habénula HL área hipotalámica lateral hpm haz prosencefálico medial HVM núcleo hipotalámico ventromedial Int núcleo interpositus del cerebelo LD núcleo talámico lateral dorsal lm lemnisco medial LP núcleo talámico lateral posterior LST núcleo del lecho de la estría terminal Me5 núcleo mesencefálico del trigémino MD núcleo talámico medial dorsal Med núcleo medial del cerebelo (fastigial) MeP mesencéfalo profundo MM núcleo mamilar mt tracto mamilotalámico OAD núcleo olfatorio anterior dorsal OAL núcleo olfatorio anterior lateral OAM núcleo olfatorio anterior medial OAP núcleo olfatorio anterior posterior OAV núcleo olfatorio anterior ventral OI núcleo de la oliva inferior ol tracto olfatorio lateral PBL núcleo parabraquial lateral PBM núcleo parabraquial medial PC núcleo talámico paracentral pc pedúnculo cerebral pcs pedúnculo cerebeloso superior PF núcleo talámico parafascicular pi tracto piramidal Pn núcleo pontino PnC núcleo reticular pontino, parte caudal PnO núcleo reticular pontino, parte oral PnV núcleo reticular pontino, parte ventral

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Po núcleo talámico posterior PTA núcleo pretectal anterior PV pálido ventral qo quiasma óptico R núcleo rojo RR campo retrorubral Rt núcleo talámico reticular RtTg núcleo reticulotegmental pontino Sp5 núcleo espinal del trigémino SGC sustancia gris central SHi núcleo septohipocampal SI sustancia innominada Sim lóbulo simple SL núcleo septal lateral sm estría medular del tálamo SNR sustancia negra, parte reticular SO núcleo supraóptico SOL núcleo del tracto solitario sol tracto solitario st estría terminal SubT núcleo subtalámico TC tuber cinereum TgD núcleo tegmental dorsal tgd tracto tegmental dorsal TgDM área tegmental dorsomedial TgPP núcleo tegmental pedúnculopontino TM núcleo tuberomamilar TO núcleo del tracto óptico to tracto óptico TT tenia tectal Tu tubérculo olfatorio Tz núcleo del cuerpo trapezoideo tz cuerpo trapezoideo VeL núcleo vestibular lateral VeM núcleo vestibular medial VeSp núcleo vestibular espinal VL núcleo talámico ventral lateral vl ventrículo lateral VM núcleo talámico ventral medial ZI zona incierta

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Secciones horizontales Las secciones en el plano horizontal proporcionan una noción espacial tridimensional más completa de las estructuras anatómicas previamente identificadas. En este sentido, las secciones horizontales quizás proporcionen la mejor perspectiva para estudiar el conjunto de cavidades ventriculares (ventrículos laterales, tercer ventrículo, acueducto de Silivio y cuarto ventrículo) y reconstruir su disposición tridimensional. A continuación, se estudiarán las secciones horizontales más ventrales, y posteriormente, los niveles dorsales. Entre las estructuras corticales destacables en la sección horizontal más ventral (sección A) se pueden señalar los distintos núcleos amigdalinos y el área cortical de transición amígdalinopiriforme. Obsérvese también la continuidad entre el nervio óptico, el quiasma y el tracto óptico. Puede apreciarse en este nivel de corte que el tracto óptico permite una delimitación clara entre el telencéfalo basal y la región hipotalámica (diencéfalo). En este corte el diencéfalo es seccionado a nivel del hipotálamo y pueden identificarse en él los siguientes núcleos: el núcleo hipotalámico lateral, el núcleo hipotalámico ventromedial, el núcleo hipotalámico dorsomedial y el núcleo hipotalámico periventricular. Obsérvese que este último núcleo, como su nombre indica, constituye la pared del tercer ventrículo. En la porción diencefálica más caudal es posible distinguir claramente los cuerpos mamilares. En el tronco cerebral, en este nivel de corte, se pueden reseñar de rostral a caudal las fibras pontinas transversas, el núcleo pontino, el núcleo reticular pontino y el fascículo longitudinal medial. Asimismo, es posible seguir el curso de la raíz sensorial y del tracto espinal del trigémino. En el nivel de corte correspondiente a la sección horizontal B puede identificarse con claridad la comisura anterior y

todas sus divisiones: parte intrabulbar, parte anterior y parte posterior. Esta comisura interconecta regiones ventrales y rostrales de ambos hemisferios cerebrales. Obsérvese que la comisura anterior separa el núcleo accumbens de los ganglios basales. En este nivel de corte y en los siguientes más dorsales (secciones C-F), aparecen las estructuras que componen la formación del hipocampo (giro dentado, campos CA1, CA2, CA3, subiculum, presubiculum, córtex entorrinal). Asimismo, se puede observar un cambio en el patrón de laminación en la transición corteza entorrinal-subiculum. Obsérvese cómo de las seis capas características del isocórtex se pasa a la corteza de tres capas o arquicorteza. En esta sección puede apreciarse también que la cápsula interna demarca el límite entre el telencéfalo y el diencéfalo y se continúa con los pedúnculos cerebrales. Entre las estructuras diencefálicas de este nivel pueden identificarse los núcleos reticular, anteromedial y ventromedial del tálamo. A nivel del tronco cerebral pueden localizarse en este corte las siguientes estructuras: el núcleo rojo, la sustancia negra, el núcleo del tracto solitario, los núcleos del trigémino, y los pedúnculos cerebelosos medio e inferior. En el nivel de corte de la sección C se ven con facilidad los distintos núcleos centrales del tálamo. En el mesencéfalo cabe destacar la presencia del núcleo rojo, la sustancia negra y la sustancia gris periacueductal. En esta sección puede observarse el cuarto ventrículo y a ambos lados del mismo los distintos núcleos del complejo vestibular. El cuarto ventrículo alcanza su máxima extensión en este nivel. En la sección D es posible ver todos los ventrículos en el mismo nivel de corte. Asimismo puede estudiarse la forma y localización de la región septal y la relación que guarda esta estructura con las cavidades ventriculares. En este nivel, el fórnix ha sido seccionado transversalmente y ocupa una posición inmediatamente


caudal al área septal y anterior al tercer ventrículo. Puede apreciarse también en esta sección la separación que establece la cápsula externa entre el córtex y los ganglios de la base. En cuanto al tálamo, obsérvese que los núcleos ventrales han sido reemplazados en este nivel por los núcleos talámicos que ocupan posiciones relativamente dorsales. En este nivel de corte también es posible identificar el núcleo geniculado medial y el núcleo geniculado lateral. Un buen ejercicio para obtener una idea tridimensional del tálamo es comparar la ubicación de los distintos núcleos talámicos en las secciones horizontales, sagitales y coronales. En el límite entre el diencéfalo y el mesencéfalo se encuentra el área pretectal. En la región más caudal de este corte puede apreciarse la porción más basal del cerebelo. En la sección E aparece por primera vez el cuerpo calloso. En el diencéfalo puede destacarse la habénula (epitálamo), pudiendo delimitarse en ella una división medial y otra lateral, y la comisura habe-

115

nular. Además, pueden observarse el órgano subfornical y el órgano subcomisural, dos de los principales órganos circunventriculares. En el mesencéfalo, puede estudiarse la ubicación del colículo superior e inferior con respecto al área pretectal, e identificar la sustancia gris periacueductal y el acueducto de Silvio. En el cerebelo, se pueden delimitar con claridad los distintos núcleos profundos. Por último, en el corte horizontal más dorsal, el cuerpo calloso alcanza una extensión considerable y se distinguen el fórceps menor y el fórceps mayor (sección F). Si se sigue el recorrido de estas fibras a lo largo de los hemisferios cerebrales se puede comprobar que, efectivamente, el cuerpo calloso está formado por fibras que conectan áreas corticales de ambos hemisferios. Obsérvese la gran extensión del alveus, formado por fibras eferentes del hipocampo y que se continúan con la fimbria. En el mesencéfalo cabe destacar la presencia de la comisura del colículo inferior.

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ATLAS FOTOGRÁFICO Secciones Horizontales


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7n núcleo facial 3v tercer ventrículo 3vD tercer ventrículo, parte dorsal 4v cuarto ventrículo II nervio óptico VII nervio facial XII nervio hipogloso ABL núcleo de la amígdala basolateral ABM núcleo de la amígdala basomedial Acb núcleo accumbens ACo núcleo de la amígdala cortical ACoPM núcleo de la amígdala cortical posteromedial AHi área amigdalohipocampal AL núcleo de la amígdala lateral AM núcleo talámico anteromedial AMe núcleo de la amígdala medial AP área postrema Apir área de transición amígdalopiriforme Ar núcleo arqueado del hipotálamo BDh núcleo de la banda diagonal, parte horizontal BDv núcleo de la banda diagonal, parte vertical BO bulbo olfatorio CA1 región CA1 del hipocampo CA2 región CA2 del hipocampo CA3 región CA3 del hipocampo ca comisura anterior caa comisura anterior, parte anterior cai comisura anterior, parte intrabulbar cap comisura anterior, parte posterior

CD núcleo coclear dorsal ci cápsula interna Cl claustro CM núcleo talámico central medial CPu caudado-putamen "estriado" Cu núcleo cuneado CV núcleo coclear ventral dpcs decusación del pedúnculo cerebeloso superior dtd decusación tegmental dorsal En núcleo endopiriforme Ent córtex entorrinal f fórnix fh fisura hipocampal fi fimbria del hipocampo flm fascículo longitudinal medial fr fascículo retroflexus ftp fibras transversas pontinas G núcleo gelatinoso del tálamo GD giro dentado Gi núcleo reticular gigantocelular GP globo pálido HDM núcleo hipotalámico dorsomedial HL área hipotalámica lateral HP área hipotalámica posterior HVM núcleo hipotalámico ventromedial IC islas de Calleja LL núcleo del lemnisco lateral ll lemnisco lateral lm lemnisco medial LST núcleo del lecho de la estría terminal Mo5 núcleo motor del trigemino MM núcleo mamilar

mt tracto mamilotalámico OAP núcleo olfatorio anterior posterior ol tracto olfatorio lateral PaS parasubiculum PaV núcleo talámico paraventricular pc pedúnculo cerebral pci pedúnculo cerebeloso inferior pcm pedúnculo cerebeloso medio pcs pedúculo cerebeloso superior Pe núcleo hipotalámico periventricular PF núcleo talámico parafascicular PFI parafloculus Pir córtex piriforme Pn núcleo pontino PnC núcleo reticular pontino, parte caudal PnO núcleo reticular pontino, parte oral Pr5 núcleo sensorial principal del trigémino PrS presubiculum PV pálido ventral qo quiasma óptico R núcleo rojo RCL núcleo del rafe lineal RD núcleo dorsal del rafe Re núcleo talámico Reuniens RM núcleo del rafe medio RO región de la oliva RP núcleo del rafe pálido Rt núcleo talámico reticular RtPm núcleo reticular paramediano RtPv núcleo reticular parvocelular s5 raíz sensorial del trigémino

Sp5 núcleo espinal del trigémino sp5 tracto espinal del trigémino S subiculum SGP sustancia gris periacueductal SL núcleo septal lateral sm estría medular del tálamo SN sustancia negra SO núcleo supraóptico SOL núcleo del tracto solitario SQ núcleo supraquiasmático sr surco rinal st estría terminal tce tracto corticoespinal TgDM área tegmental dorsomedial TgSP núcleo tegmental subpeduncular to tracto óptico TOL núcleo del tracto olfatorio lateral TT tenia tectal Tu tubérculo olfatorio Tz núcleo del cuerpo trapezoideo VeL núcleo vestibular lateral VeM núcleo vestibular medial VeSp núcleo vestibular espinal VL núcleo talámico ventral lateral vl ventrículo lateral VM núcleo talámico ventral medial VPL núcleo talámico ventral posterolateral VPM núcleo talámico ventral posteromedial ZI zona incierta ZID zona incierta dorsal

118




119


3n núcleo oculomotor 4n núcleo troclear 3v tercer ventrículo 3vD tercer ventrículo, parte dorsal 4v cuarto ventrículo AD núcleo talámico anterior dorsal alv alveus del hipocampo AM núcleo talámico anteromedial APT área pretectal Aq acueducto de Silvio AV núcleo talámico anterior ventral bci brazo del colículo inferior bcs brazo del colículo superior BO bulbo olfatorio CA1 región CA1 del hipocampo CA2 región CA2 del hipocampo CA3 región CA3 del hipocampo Cb cerebelo cc cuerpo calloso cci comisura del colículo inferior CD núcleo coclear dorsal cdh comisura dorsal del hipocampo ce cápsula externa cg cíngulo chb comisura habenular ci cápsula interna CI colículo inferior CL núcleo talámico central lateral Cl claustro CnF núcleo cuneiforme CPu caudado-putamen "estriado" CS colículo superior cvh comisura ventral del hipocampo Ent córtex entorrinal f fórnix

FC fasciola cinereum fd fórnix dorsal fh fisura hipocampal fi fimbria del hipocampo flm fascículo longitudinal medial fMcc fórceps mayor del cuerpo calloso fmcc fórceps menor del cuerpo calloso fr fascículo retroflexus gcc genus del cuerpo calloso GD giro dentado GL núcleo geniculado lateral GLD núcleo geniculado lateral dorsal GM núcleo geniculado medial GP globo pálido HbL habénula lateral HbM habénula medial I córtex insular IL córtex infralímbico Int núcleo interpositus del cerebelo Lat núcleo lateral del cerebelo (dentado) LD núcleo talámico lateral dorsal LL núcleo del lemnisco lateral lm lemnisco medial lme lámina medular externa LP núcleo talámico lateral posterior LST núcleo del lecho de la estría terminal Me5 núcleo mesencefálico del trigémino MD núcleo talámico medial dorsal Med núcleo medial del cerebelo (fastigial) MeP mesencéfalo profundo O córtex orbital OAD núcleo olfatorio anterior dorsal OSC órgano subcomisural OSF órgano subfornical PaS parasubiculum

PaV núcleo talámico paraventricular PBi área parabigeminal PBL núcleo parabraquial lateral pc pedúnculo cerebral pcs pedúculo cerebeloso superior PF núcleo talámico parafascicular plx plexo coroideo Po núcleo talámico posterior PR córtex peririnal PrS presubiculum PT núcleo talámico paratenial Pt córtex parietal PTP núcleo pretectal posterior RD núcleo dorsal del rafe RePi receso pineal Rt núcleo talámico reticular S subiculum SGC sustancia gris central SL núcleo septal lateral SLD núcleo septal lateral dorsal sm estría medular del tálamo SM núcleo septal medial st estría terminal STr núcleo septal triangular Te córtex temporal TgLD núcleo tegmental laterodorsal TgMi núcleo tegmental microcelular TgPP núcleo tegmental pedúnculopontino TO núcleo del tracto óptico to tracto óptico VeS núcleo vestibular superior VL núcleo talámico ventral lateral vl ventrículo lateral VP núcleo talámico ventral

120


ÍNDICE DE ESTRUCTURAS Y SECCIONES Estructuras

Coronal

Sagital

Horizontal

Acueducto de Silvio Aq Alveus del hipocampo alv Amígdala A Área amigdalohipocampal AHi Área de transición amígdalopiriforme Apir Área hipotalámica anterior HA Área hipotalámica lateral HL Área hipotálamica lateral, parte anterior HLA Área hipotalámica posterior HP Área parabigeminal PBi Área postrema AP Área preóptica lateral APL Área preóptica medial APM Área pretectal APT Área tegmental dorsomedial TgDM Área tegmental ventral ATV

N-P M-N L-M M-N I H-M H K-M V P-R Ñ

A D B-C C D D D D

E F A A A B D C D-E C -

Brazo del colículo inferior bci Brazo del colículo superior bcs Brazo pontino bp Bulbo olfatorio BO

M-N O -

A C-D

D E B-F

Campo prerubral PRb Campo retrorubral RR Canal central de la médula (epéndimo) Cc Cápsula externa ce Cápsula interna ci Caudado-putamen "estriado" CPu Cerebelo Cb Cíngulo cg Claustro Cl Colículo inferior CI Colículo superior CS Comisura anterior ca Comisura anterior, parte anterior caa Comisura anterior, parte posterior cap Comisura anterior, parte intrabulbar cai Comisura del colículo inferior cci Comisura dorsal del hipocampo cdh Comisura habenular hb Comisura posterior cp Comisura ventral del hipocampo cvh Cópula piramidal Cop Córtex agranular retroesplenial ARS Córtex auditivo Au Córtex cingulado Cg Córtex ectorrinal Ect

M Ñ V D-M F-M D-L Q-V D-M B-H O-Q N-Ñ F C-E G A-B O L-M M-N G-H I-P L-Ñ B-H K-P

C A-B A-C B-C A-B B-D B-D C-D B A-B C-D D D D A-C -

D-F B-E B-F D-F D-F B-E E-F E-F B-C B B B-C F F E F -

A

B

C


Estructuras

Coronal

Sagital

121 Horizontal

Córtex entorrinal Ent Córtex granular retroesplenial GRS Córtex infralímbico IL Córtex insular I Córtex motor primario M1 Córtex motor secundario M2 Córtex orbital O Córtex orbital dorsolateral ODL Córtex orbital lateral OL Córtex orbital medial OM Córtex orbital ventral OV Córtex parietal Pt Córtex parietal de asociación PtA Córtex perirrinal PR Córtex piriforme Pir Córtex prelímbico PrL Córtex somatosensorial primario S1 Córtex somatosensorial secundario S2 Córtex temporal Te Córtex temporal de asociación TeA Córtex visual primario V1 Córtex visual secundario V2 Crus 1 del lóbulo ansiforme Crus1 Crus 2 del lóbulo ansiforme Crus2 Cuarto ventrículo 4v Cuerpo calloso cc Cuerpo trapezoideo tz

K-O I-O C B-J B-K A-K C A A-B A-B A-B L-N K-O B-M A-C C-M F-K L-P N-P M-P Q-T F-L R-S

A-B A A C-D A-D A-D

B-C, E E E E E E A-C E C-D F -

Decusación del pedúnculo cerebeloso superior dpcs Decusación tegmental dorsal dtd Decusación tegmental ventral dtv

Ñ

B-C -

B-C -

Eminencia media EM Esplenio del cuerpo calloso ecc Estría medular del tálamo sm Estría terminal st

J-K M G-L G-J

D C-D A-C

B-E B, D-E

Fascículo cuneado cu Fascículo longitudinal medial flm Fascículo retroflexus fr Fasciola cinereum FC Fibras ascendentes del nervio facial asc7 Fibras transversas pontinas ftp Fimbria del hipocampo fi Fisura ansoparamediana fapm Fisura hipocampal fh Fisura intercrural fic Fisura posterolateral fpl Fisura preculminar fpcu Fisura prepiramidal fpp

U Ñ-P, R-T L-N O-Q G-L K-L -

D D D D D A-C B B A-B C-D A-D A-D

A-D B-D F A-B C-F B,F -

D

E

F

122


Estructuras

Coronal

Sagital

Horizontal

Fisura primaria fpr Fisura secundaria fs Fisura superior posterior fsp Flocculus Fl Fórceps mayor del cuerpo calloso fMcc Fórceps menor del cuerpo calloso fmcc Fórnix f Fórnix dorsal fd

R N-Ñ B-D F-K G-M

A-D C-D A-D B-C A-C D -

F E-F B-D F

Genus del cuerpo calloso gcc Giro dentado GD Globo pálido GP Globo pálido lateral GPL

I-N F-K

D A-C A-B -

E B-C, E-F B-D -

Habénula Hb Habénula lateral HbL Habénula medial HbM Haz prosencefálico medial hpm Hilus del giro dentado Hil

J-L C-E, G, M Ñ

D A-C -

E E -

Induseum griseum IGr Infundíbulo Inf Islas de Calleja IC

D L -

-

A

Lámina medular externa lme Lemnisco lateral ll Lemnisco medial lm Lóbulo paramediano PM Lóbulo simple Sim Lóbulos cerebelosos 1-10 Locus coeruleus LC

K-L O-Q L-T Q-R

A-B A-D A A-C B-D -

E A-B A-D -

Mesencéfalo profundo MeP

N-O

B-C

D

Nervio facial VII Nervio hipogloso XII Nervio óptico II Nervio vestíbulo-coclear VIII Núcleo accumbens Acb Núcleo ambiguo Amb Núcleo arqueado del hipotálamo Ar Núcleo coclear dorsal CD Núcleo coclear ventral CV Núcleo cuneado Cu Núcleo cuneado externo CuE Núcleo cuneiforme CnF Núcleo de Edinger Westphal EW Núcleo de la amígdala basolateral ABL Núcleo de la amígdala basomedial ABM Núcleo de la amígdala central AC

R A E R-S C-E T-V I-M R-S R-S U-V T-V O-P Ñ I-M I-L I-K

B-C B-D A-B C-D B-C C -

A-B A B-C A C-D B C D A A -

G

H

I

L

M N


Estructuras Núcleo de la amígdala cortical ACo Núcleo de la amígdala cortical posteromedial ACoPM Núcleo de la amígdala lateral AL Núcleo de la amígdala medial AMe Núcleo de la banda diagonal, parte horizontal BDh Núcleo de la banda diagonal, parte vertical BDv Núcleo de la oliva inferior OI Núcleo de la oliva superior OS Núcleo del cuerpo trapezoideo Tz Núcleo del lecho de la estría terminal LST Núcleo del lecho de la estría terminal, parte intraamigdaloide LSTA Nucleo del lecho de la estría terminal, parte medial LSTM Núcleo del lemnisco lateral LL Núcleo del rafe lineal RCL Núcleo del rafe magnus RMg Núcleo del rafe medio RM Núcleo del rafe oscuro Ros Núcleo del rafe pálido RP Núcleo del rafe paramediano RPm Núcleo del rafe pontino RPn Núcleo del tracto olfatorio lateral TOL Núcleo del tracto óptico TO Núcleo del tracto solitario SOL Núcleo dorsal del rafe RD Núcleo endopeduncular EP Núcleo endopiriforme En Núcleo espinal del trigémino Sp5 Núcleo facial 7n Núcleo gelatinoso del tálamo G Núcleo geniculado lateral GL Núcleo geniculado lateral dorsal GLD Núcleo geniculado lateral ventral GLV Núcleo geniculado medial GM Núcleo grácil Gr Núcleo hipogloso 12n Núcleo hipotalámico dorsomedial HDM Núcleo hipotálamico paraventricular Pa Núcleo hipotalámico periventricular Pe Núcleo hipotalámico periventricular anteroventral PeA Núcleo hipotalámico ventromedial HVM Núcleo interfascicular IF Núcleo interpeduncular IP Núcleo interpositus del cerebelo Int Núcleo lateral del cerebelo (dentado) Lat Núcleo mamilar MM Núcleo medial del cerebelo (fastigial) Med Núcleo mesencefálico del trigémino Me5 Núcleo motor del vago 10n

Coronal

123

Sagital

Horizontal

I-N I-L I-L F-G E T-V R R F-G

C C-D C-D C-D

A C B A A B-C A B-D

J, L

-

-

H O-P R-S O-P S, U-V T U-V R H S-V O-P B-K S-V S N L-M L-M N-Ñ U-V U-V J-K G-I H-I F I-K Ñ Ñ S S M-N S Ñ-Q V

A-B B-C C-D A A-B A-C B A A A A-C A D C-D C -

A-D C B A A E B C-D B-C A-B A B-C D E D A A D E E A E D -


124 Estructuras Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo

motor del trigemino Mo5 oculomotor 3n olfatorio anterior OA olfatorio anterior dorsal OAD olfatorio anterior lateral OAL olfatorio anterior medial OAM olfatorio anterior posterior OAP olfatorio anterior ventral OAV parabraquial PB parabraquial lateral PBL parabraquial medial PBM paratrigeminal Pa5 peripeduncular PP pontino Pn precomisural PrC preóptico anterior POA preóptico lateral POL preóptico magnocelular POMg preóptico medial POM prepositus Pr pretectal anterior PTA pretectal medial PTM pretectal olivar PTO pretectal posterior PTP reticular gigantocelular Gi reticular intermedio RtI reticular lateral RtL reticular magnocelular RtMg reticular paragigantocelular RtPg reticular paramediano RtPm reticular parvocelular RtPv reticular pontino, parte caudal PnC reticular pontino, parte oral PnO reticular pontino, parte ventral PnV reticular ventral RtV reticulotegmental pontino RtTg rojo R sensorial del trigémino S5 sensorial principal del trigémino Pr5 septal lateral SL septal lateral dorsal SLD septal lateral intermedio SLI septal lateral ventral SLV septal medial SM septal triangular STr septohipocampal SHi subcoreuleus SubC subtalámico SubT supramamilar SuM supraóptico SO

Coronal R Ñ B A A A C A R Q Q U Ñ O-Q M F F-G F-G G-H S-T M M M S-U S-T U-V T T S-U R O-Q V O-Q R Q F E-F E-F E G E Q L N H

Sagital B D A-C D C-D C-D B-C B-C B-D A-B B-C C-D A-B B C-D C-D D D B, D A D D C B-C

Horizontal B D D B-C D A E A A A-B A A-C B-C B-C C-E F D E A


Estructuras

Sagital

Horizontal

G-H R H-I G-I J-L I-M I-K L-M I-K K L-M G-H I-L

C D A-C B-C D D D -

A E D B-D D-E C E E D C-D D C-D

Núcleo talámico posterior Po

J-M

B-C

D-E

Núcleo talámico reticular Rt

H-L

A-D

B-E

H-K J I I-J I-K I-L J-M Q-R P-R O-P B O-P S-T S S-T -

B-C B-C C-D A-B A-B D A-B C B C B-C C D B

D C-D C C C D D D D C C C D

Órgano subcomisural OSC Órgano subfornical OSF

M -

-

E E

Pálido ventral PV Parafloculus PFI Parasubiculum PaS Pedúculo cerebeloso superior pcs Pedúnculo cerebeloso inferior pci Pedúnculo cerebeloso medio pcm Pedúnculo cerebral pc Plexo coroideo plx Postsubiculum PostS

O-P P-Q S-T O-Q L-Ñ L-N, S O

A-D B-D A A A-D -

A A E-F C-D C-D B-C B-C, E D-E -

Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo

Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo Núcleo

supraquiasmático SQ supratrigeminal Su5 talámico anterior dorsal AD talámico anterior ventral AV talámico anteromedial AM talámico central lateral CL talámico central medial CM talámico lateral dorsal LD talámico lateral posterior LP talámico medial dorsal MD talámico paracentral PC talámico parafascicular PF talámico paratenial PT talámico paraventricular PaV

Coronal

125

talámico Reuniens Re talámico submedius Sub talámico ventral VP talámico ventral anterior VA talámico ventral lateral VL talámico ventral medial VM talámico ventral posterolateral VPL talámico ventral posteromedial VPM tegmental dorsal TgD tegmental laterodorsal TgLD tegmental microcelular TgMi tegmental pedúnculopontino TgPP tegmental subpeduncular TgSP tegmental ventral TgV troclear 4n tuberal medial TuM tuberomamilar TM vestibular espinal VeSp vestibular lateral VeL vestibular medial VeM vestibular superior VeS

O

P

126


Estructuras

Coronal

Sagital

Horizontal

Presubiculum PrS

-

A

C-F

Quiasma óptico qo

F-H

D

A

Radiación acústica ra Raíz sensorial del trigémino s5 Receso lateral del cuarto ventrículo RL4v

M P-Q R-S

A-B

A -

Receso mamilar rm Receso pineal RePi Región CA1 del hipocampo CA1 Región CA2 del hipocampo CA2 Región CA3 del hipocampo CA3 Región de la oliva RO Rodilla del cuerpo calloso rcc

M M J-N J-N I-N Q E

A A A B -

F B-F B-F B-F A -

Subiculum S Surco rinal sr Sustancia gris central SGC Sustancia gris periacueductal SGP Sustancia innominada SI Sustancia negra SN Sustancia negra, parte compacta SNC Sustancia negra, parte reticular SNR

N-P A-Ñ N-P G-H Ñ N M-N

B A-B D A-C B A, C

B-F C E-F C B-C -

Tenia tectal TT Tenia tectal dorsal TTD Tenia tectal ventral TTV Tercer ventrículo 3v Tercer ventrículo, parte dorsal 3vD Tracto corticoespinal tce Tracto espinal del trigémino sp5 Tracto espinocerebeloso dorsal ecd Tracto espinocerebeloso ventral ecv Tracto mamilotalámico mt Tracto olfatorio lateral ol Tracto óptico to Tracto piramidal pi Tracto rubroespinal rs Tracto solitario sol Tracto tegmental central tgc Tracto tegmental dorsal tgd Tracto tegmental lateral tgl Tracto trigémino mesencefálico m5 Tuber cinereum TC Tubérculo olfatorio Tu

B-C A-B F-M I-L Q-V U-V T-U J-M A-G I-M O-V P Ñ Ñ Ñ I-J, L C-F

C-D B A-B D A-D A-C C-D D D A D A-D

C A-D B-E A A-C B B-C A, D, E A

Ventrículo lateral vl

D-M

A-D

B-F

Zona incierta ZI Zona incierta dorsal ZID Zona incierta ventral ZIV

I-M L L

A-D -

C -

Q R

S

T

V Z


127

El capítulo 4 del CD-ROM presenta fotografías en color de alta resolución organizadas para el aprendizaje interactivo de la anatomía y la citoarquitectura del cerebro de la rata. Para el estudio de la morfología externa se muestran las superficies dorsal, ventral y lateral en las que se señalan las estructuras más relevantes. Además, se presenta un atlas fotográfico completo del cerebro de la rata en secciones coronales, sagitales y horizontales teñidas con la técnica de Nissl. Estas secciones pueden visualizarse a diferentes aumentos para un análisis más detallado. La posibilidad de estudiar estas secciones con o sin rótulos identificativos potencia el aprendizaje y permite la autoevaluación. Se muestran también fotomicrografías de algunas estructuras relevantes como el hipocampo o la amígdala. Por último, se incluye un índice alfabético de las estructuras cerebrales y una clave para su localización en las diferentes secciones del atlas.

Lecturas recomendadas Carpenter, M.B. (1994). Neuroanatomía. Fundamentos. Editorial Panamericana. Madrid. Crossman, A. R. y Neary, D. (2002). Neuroanatomía. Texto y Atlas en Color. Masson. Barcelona. Kruguer, L., Saporta, S. y Swanson, L.W. (1995). Photographic Atlas of the Rat Brain. Cambrigde University Press. Cambridge. Martin, J.H. (1997). Neuroanatomía. Prentice Hall. Madrid. Paxinos, G. (1995). The Rat Nervous System. Academic Press. San Diego. Paxinos, G. y Watson, C. (1997). The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. Academic Press. San Diego. Skinner, J.E. (1975). Neurociencia: Manual de Laboratorio. Trillas. México. pp.215-257.

5 Microestructura de la corteza del cerebelo

El cerebelo ("pequeño cerebro") es la única estructura del sistema nervioso central que recibe información de prácticamente todas las regiones cerebrales y de la médula espinal. La corteza del cerebelo está formada por un número relativamente bajo de tipos celulares diferentes, organizados en tres capas y distribuidos con un patrón uniforme en toda su extensión. A pesar de su engañosa simplicidad estructural, el cerebelo desempeña un papel clave en el control motor y en la coordinación de los movimientos musculares finos, en el mantenimiento del equilibrio corporal y en el aprendizaje motor. Además, numerosos estudios experimentales y clínicos, aportan claras evidencias de la participación de esta estructura en diversos procesos de aprendizaje y cognición. Para entender cómo el cerebelo desempeña tan amplia

gama de funciones, es necesario conocer la distribución de los diferentes tipos celulares presentes en la corteza cerebelosa, el conexionado entre estas células (conexiones intrínsecas) y sus relaciones con los núcleos profundos del cerebelo, que proyectan fuera del mismo, así como el patrón de conexiones con estructuras extracerebelosas (conexiones extrínsecas). En el presente capítulo se estudiará la microestructura de la corteza del cerebelo. Para ello se utilizarán diferentes preparaciones histológicas que permiten estudiar la ubicación y la morfología de cada uno de los tipos celulares, varios de los cuales son específicos de esta estructura (por ejemplo, las células de Purkinje). Finalmente, se estudiará el patrón de conexiones extrínsecas e intrínsecas del cerebelo.

129

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CAPAS Y CÉLULAS DE LA CORTEZA CEREBELOSA

capa molecular, capa de las células de Purkinje y capa granular.

Una característica llamativa de la superficie del cerebelo de mamíferos y aves es la presencia de fisuras transversales y paralelas que se extienden de lado a lado y dan lugar a las folias cerebelosas. Si se secciona sagitalmente el cerebelo se puede apreciar una capa superficial de sustancia gris, la corteza del cerebelo, y una zona interior de sustancia blanca que se bifurca e introduce en cada una de las folias. Esta ramificación característica en forma de árbol se conoce con el nombre de arbor vitae (Fig. 5.1). La corteza del cerebelo se divide a su vez en tres capas bien diferenciadas. Para poder distinguir de forma clara las capas que constituyen la corteza cerebelosa es suficiente con observar al microscopio, con un objetivo de mediano aumento, una sección de tejido teñida mediante una técnica histológica que permita visualizar los somas neuronales (Fig. 5.2A). De este modo, desde la superficie hacia la sustancia blanca, se distinguen las siguientes capas:

Capa molecular La capa molecular es la más superficial de las tres capas de la corteza del cerebelo y en ella la densidad celular es relativamente baja. Así, al observar al microscopio una preparación de corteza cerebelosa teñida mediante la técnica de Nissl, la capa molecular aparece débilmente teñida y los somas, de tamaño reducido, están ampliamente distribuidos (Fig. 5.3). Los dos principales tipos neuronales presentes en esta capa son las células estrelladas y las células en cesta. Las células estrelladas se sitúan en la región más superficial del estrato, y las células en cesta se ubican en la región más profunda, cerca de los somas de las células de Purkinje. Una preparación de Golgi de la corteza cerebelosa muestra una visión de la capa molecular muy diferente a la proporcionada por la tinción de Nissl. La tinción de Golgi muestra que la capa molecular

Figura 5.1. A. Visión panorámica de una sección sagital del cerebelo de una rata teñido mediante la técnica de Nissl. B. Detalle a mayor aumento de una folia cerebelosa.

Microestructura de la corteza del cerebelo

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Figura 5.2. Capas de la corteza del cerebelo. A. Fotomicrografía de la corteza del cerebelo teñida mediante la técnica de Klüver-Barrera. B. Fotomicrografía de la corteza del cerebelo teñida mediante la técnica de Golgi.

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Figura 5.3. Detalle a gran aumento de la corteza del cerebelo teñida mediante la técnica de Nissl.

contiene, además de las células en cesta y estrelladas, las arborizaciones dendríticas de las células de Purkinje, parte de la arborización dendrítica de las células de Golgi, los axones amielínicos de las células granulares o fibras paralelas y los terminales de las fibras trepadoras. En la Figura 5.2B se muestra una sección de una folia cerebelosa, en la que se puede apreciar

que los árboles dendríticos de las células de Purkinje se extienden en la capa molecular. Asimismo, se puede observar un punteado bastante denso que es característico de las secciones realizadas en el plano translobular. Estos pequeños puntos corresponden a los axones seccionados de las células de los granos (fibras paralelas), que discurren ortogonalmente al eje

PREPARACIONES HISTOLÓGICAS NECESARIAS Para llevar a cabo un estudio minucioso de la microestructura de la corteza del cerebelo es necesario disponer de distintas preparaciones de tejido cerebeloso, procesadas según las técnicas histológicas básicas descritas en el capítulo 3. Mediante las técnicas de Nissl y de Klüver-Barrera se procesarán dos series de secciones, una en el plano coronal y la otra en el plano sagital. En cuanto a la tinción de Golgi, probablemente será necesario realizar varios intentos en ambos planos de corte puesto que esta técnica es altamente caprichosa en la fase de la impregnación. Las preparaciones de Nissl y Klüver-Barrera proporcionan una información valiosa del patrón de distribución de las neuronas presentes en la corteza cerebelosa así como de la sustancia blanca (axones mielinizados). Mediante las preparaciones obtenidas con la tinción de Golgi se estudiarán las características morfológicas de los tipos neuronales y fibras de la corteza del cerebelo.


menor de la folia y por tanto de forma perpendicular a las arborizaciones de las células de Purkinje (Cuadro 5.1). Células en cesta Para localizar las células en cesta es preciso centrarse en la mitad inferior de la capa

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molecular (Fig. 5.4). El árbol dendrítico de estas células se dispone de forma aplanada y, al igual que el de las células de Purkinje, según el eje menor de la folia. Por lo tanto, el arbol dendrítico de las células en cesta se expande perpendicularmente al curso de las fibras paralelas con las que sinapta. El axón de estas células es de gran longitud y discu-

Cuadro 5.1. Arquitectura ortogonal de la corteza del cerebelo El estudio de la citoarquitectura básica de la corteza del cerebelo requiere un conocimiento preciso de la disposición espacial característica de las arborizaciones dendríticas de los distintos tipos celulares. Se acepta, generalmente, que la arborización dendrítica plana de las células de Purkinje se encuentra siempre alineada en el plano parasagital, sin embargo, esta premisa sólo es correcta en la vermis del cerebelo. En esta región, el eje largo de los lóbulos cerebelosos o folias se orienta según el plano coronal. En cambio, en los hemisferios del cerebelo, el eje largo de algunas de las folias se orienta según el plano sagital, y por lo tanto el árbol dendrítico de las células de Purkinje se expande en el plano coronal, en ángulo recto con el eje largo de la folia. Para evitar posibles confusiones, se debe hacer referencia a la orientación del árbol dendrítico de las células de Purkinje, así como del resto de las células de la corteza cerebelosa, con respecto al eje mayor o menor de la folia. Con frecuencia, el eje mayor es denominado plano parlobular y el eje menor recibe el nombre de plano translobular. De este modo, se puede decir que el árbol dendrítico plano de las células de Purkinje, de las células estrelladas y de las células en cesta discurre siempre de forma paralela al eje corto de la folia, es decir, se extienden en el plano translobular. En cambio, las fibras paralelas se encuentran alineadas paralelamente al eje mayor de la folia, en el plano parlobular (ver figura). Esta orientación ortogonal de las ramificaciones dendríticas de los tipos celulares de la corteza del cerebelo con respecto a las fibras que las excitan, las fibras paralelas, es una característica distintiva del mismo y tiene importantes consecuencias funcionales.

Glomerulo: sinapsis entre una célula de golgi, las células gromerulares, y la capa mucosa

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Figura 5.4. Células de la capa molecular. A. Porción de corteza de cerebelo teñida mediante la técnica de Nissl. B. Dibujo a cámara clara de los diferentes tipos celulares de la capa molecular. La flecha indica el axón de la célula en cesta. Abreviaturas: c, célula en cesta; e, célula estrellada; p, célula de Purkinje. Modificado de Ramón y Cajal (1904).

rre paralelo a la superficie de la folia cerebelosa y según el eje menor de la misma. La particularidad de estas células reside en las ramificaciones colaterales descendentes que emite su axón, y en la forma en que cada uno de estos terminales axónicos se disponen abrazando el soma de las células de Purkinje, a modo de cesta (Fig. 5.4B). En mamíferos, una célula en cesta típica hace contacto sináptico con seis o más somas de Purkinje.

Células estrelladas Normalmente, el soma de las células estrelladas es de menor tamaño que el de las células en cesta y se sitúa en los dos tercios superiores de la capa molecular (Fig. 5.4B). El axón y el árbol dendrítico de este tipo celular, al igual que ocurre en el caso de las células en cesta, se extiende a lo largo del eje menor de la folia cerebelosa. Su axón termina dentro de la

Tabla 5.1. Características sinápticas de las neuronas de la corteza del cerebelo.


misma capa molecular y hace sinapsis con las dendritas primarias y secundarias de las células de Purkinje. El árbol dendrítico de las células estrelladas recibe aferencias

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excitatorias de los axones de las células granulares, conocidos como fibras paralelas.

Figura 5.5. Células de Purkinje. A. Célula de Purkinje teñida mediante la técnica de Golgi. B. Detalle a gran aumento mostrando las espinas presentes en las ramas dendríticas terciarias. C. Dibujo a cámara clara de una célula de Purkinje. Abreviaturas: a, axón; s, soma; c, colateral recurrente. Modificado de Ramón y Cajal (1904).

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Capa de las células de Purkinje Inmediatamente bajo la capa molecular se encuentran alineados los somas de las células de Purkinje. La observación al microscopio de una sección de cerebelo teñida mediante la técnica de Nissl (Fig. 5.3) permite visualizar claramente la disposición en fila de los grandes somas (50-80 µm de diámetro) con forma de pera de las células de Purkinje. Si en lugar de intentar vislumbrar la posición que ocupan las células de Purkinje en la corteza cerebelosa se quiere estudiar su morfología, se debe recurrir a secciones teñidas mediante la técnica de Golgi (Figs. 5.2B y 5.5). Células de Purkinje En las secciones transversales a la folia cerebelosa teñidas con la técnica de Golgi, se puede apreciar que las dendritas de las células de Purkinje se ramifican profusamente dentro de la capa molecular. Asimismo, se puede comprobar que, a diferencia de lo que ocurre en la mayoría de las neuronas, el árbol dendrítico de las células de Purkinje se extiende, prácticamente, en un solo plano, que coincide con el eje menor de la folia. Las dendritas de las células de Purkinje se ramifican profusamente y la distinción de las ramificaciones primarias, secundarias y terciarias constituye un buen ejercicio de observación. La dendrita primaria no es más que una continuación de la porción apical del soma de la célula. Normalmente existe una dendrita primaria, pero en ocasiones se pueden encontrar dos, o incluso tres. De la rama primaria parten varias dendritas secundarias más o menos gruesas, que se dirigen hacia la superficie. Finalmente, de las dendritas secundarias parten numerosas ramificaciones finas, las dendritas terciarias. Una vez realizado este ejercicio, es interesante observar que las ramas primarias y secundarias son de apariencia lisa, sin embargo, las ramas terciarias están

totalmente recubiertas de gruesas espinas dendríticas (Fig. 5.5B). Esta gran cantidad de espinas dendríticas constituye un buen indicador del elevado número de sinapsis que establece la célula de Purkinje, especialmente con las fibras paralelas. Es importante destacar que el axón de las células de Purkinje constituye la única eferencia de la corteza del cerebelo (Cuadro 5.2). Dichos axones parten de la base del soma de las células de Purkinje y, tras atravesar la capa granular, se introducen en la sustancia blanca para terminar haciendo sinapsis en alguno de los núcleos profundos del cerebelo. La sinapsis con los núcleos profundos del cerebelo es una característica común para los axones de todas las células de Purkinje del cerebelo excepto para las que se localizan en el vestíbulocerebelo. Esta porción del cerebelo, que corresponde al lóbulo flóculonodular, es la más antigua en términos filogenéticos y los axones de las células de Purkinje de esta región realizan contacto sináptico con los núcleos vestibulares del tronco del encéfalo. Así pues, estos axones abandonan el cerebelo sin establecer contacto sináptico con los núcleos profundos. Justo antes de introducirse en la capa de la sustancia blanca, el axón de las células de Purkinje suele ramificarse formando colaterales ascendentes y/o recurrentes que harán contacto sináptico con la misma célula, con otras células de Purkinje, y quizás también con las células de Golgi y las células en cesta (Fig. 5.5C). En su origen, el axón es amielínico sin embargo posteriormente, justo al introducirse en la sustancia blanca, queda recubierto por una capa de mielina.

Capa de las células de los granos

Capa granular Justo bajo la capa de las células de Purkinje se sitúa la capa más interna de la corteza cerebelosa, la capa granular. En esta capa se observan neuronas muy


pequeñas y densamente empaquetadas, las células de los granos, y además algunos somas de gran tamaño, correspondientes a las células de Golgi. La capa granular es una de las zonas más densamente pobladas del cerebro, así, al observarla en una preparación histológica teñida mediante una técnica que revele la presencia de somas neuronales, por ejemplo un Nissl, aparece con una intensa coloración (Figs. 5.2A y 5.3).

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cipal ascendente. Las bifurcaciones del axón de la célula granular discurren paralelamente al eje mayor de la folia cerebelosa y por este motivo son denominadas fibras paralelas (Fig. 5.7). Puesto que el árbol dendrítico de las células de Purkinje

Células de los granos Las células de los granos son las más pequeñas y numerosas del córtex cerebeloso. Mediante la observación al microscopio de células granulares teñidas con la técnica de Nissl se puede apreciar cómo estas pequeñas células presentan un núcleo densamente teñido y un citoplasma escaso (Fig. 5.3). Para observar las dendritas y el axón de las células de los granos se debe recurrir a la tinción de Golgi. Una célula granular teñida mediante esta técnica se presenta como un pequeño soma redondeado del que parten de tres a cinco dendritas que tienen una terminación característica en forma de garra (Fig. 5.6). Estas dendritas establecen conexiones sinápticas con las terminaciones de las fibras musgosas (unos engrosamientos conocidos como rosetas) y con el axón de las células de Golgi. Esta compleja estructura multisináptica recibe el nombre de glomérulo. En las preparaciones de cerebelo teñidas mediante la técnica de Nissl, se pueden observar ciertos huecos entre las células granulares. Presumiblemente, esos espacios se corresponden con lugares donde se sitúa un glomérulo (Fig. 5.3). Con respecto a los axones de las células granulares, éstos ascienden a través de la capa granular y de la capa de las células de Purkinje para finalmente llegar a la capa molecular donde, tras alcanzar un determinado nivel, se bifurcarán en dos ramas que discurren en ángulo recto con respecto al axón prin-

Figura 5.6. Células de los granos. A. Célula granular teñida mediante la técnica de Golgi. Las puntas de flecha señalan sus dendritas. B. Dibujo a cámara clara de una sección de la corteza del cerebelo en el plano translobular en el que se representan varias células granulares y el recorrido de sus axones hasta alcanzar la capa molecular. Modificado de Ramón y Cajal (1904).

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Figura 5.7. Dibujo a cámara clara de la corteza cerebelosa en el plano parlobular. Obsérvese cómo el axón ascendente de las células granulares se bifurca en la capa molecular para formar las fibras paralelas. Abreviaturas: a, axón de las células granulares; fp, fibras paralelas; G, capa de las células granulares; M, capa molecular; p, célula de Purkinje; P, capa de las células de Purkinje. Modificado de Ramón y Cajal (1904).

Figura 5.8. Axones de las células granulares teñidos mediante la técnica de Golgi. A. Fotomicrografía a gran aumento en la que se pueden observar varias células granulares así como los axones ascendentes de las mismas (flechas). B. Axones de las células granulares atravesando la capa de las células de Purkinje. C. Axones de las células granulares ascendiendo en la capa molecular. D. Fibras paralelas. Obsérvense las espinas que presentan tanto las fibras paralelas como las dendritas de la célula de Purkinje.


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Cuadro 5.2. Circuitos de la corteza del cerebelo Para poder explicar, de una manera clara, la dimensión funcional del cerebelo como estructura moduladora, y una vez identificados sus tipos celulares, es necesario estudiar cómo se integran estos elementos y constituyen un circuito básico para el procesamiento de la información. Los circuitos del cerebelo se entienden mejor si se tiene en cuenta que forman una combinación funcional de un arco excitador principal, y un arco cortical inhibidor secundario. El arco excitador principal está constituido por las aferencias extrínsecas, excitatorias, de las fibras musgosas y las fibras trepadoras; el arco cortical inhibidor secundario, constituido por las interneuronas inhibitorias, se limita exclusivamente al área de la corteza cerebelosa, y modula la actividad excitatoria que proviene de fuentes externas al cerebelo. Las fibras musgosas, que proceden de distintos núcleos de la médula espinal y del tronco encefálico, transmiten información sensorial periférica. También transportan señales procedentes de la corteza cerebral relacionadas con la planificación de movimientos. A su entrada en el cerebelo algunas fibras musgosas emiten colaterales que se dirigen a los núcleos profundos del cerebelo, sin embargo, la mayoría de ellas ascienden directamente a la corteza y establecen sinapsis en los glomérulos de la capa granular con las dendritas de varias células granulares. Éstas, a su vez, transmiten la señal excitatoria a lo largo de sus proyecciones axónicas dirigidas hacia la capa molecular. Es en esta capa donde el axón se bifurca en forma de T siguiendo en sentidos opuestos el plano longitudinal de la folia, dando lugar a las llamadas fibras paralelas. En su trayectoria, estas fibras contactan con las arborizaciones dendríticas de numerosas células de Purkinje, así como con las dendritas de las células en cesta, de las células estrelladas y de las células de Golgi relacionadas. El haz de fibras paralelas, que transporta señales excitadoras procedentes del glomérulo, activará, en sinapsis axo-dendríticas, una fila de células de Purkinje y las células en cesta con las que realice contacto sináptico. Los terminales axónicos de las células en cesta establecen sinapsis axo-somáticas, inhibidoras, con células de Purkinje. Por tanto, la activación de las células en cesta, al estar dispuestos sus axones según el plano translobular (eje menor de la folia), supondrá, así mismo, la inhibición de las filas de células de Purkinje adyacentes a la fila excitada, dando lugar a un fenómeno de contraste o de especificidad y nitidez neural. Sea cual fuere el tipo de conexión la señal excitatoria inicial transmitida por las fibras musgosas y por las fibras paralelas se transforma en señal inhibitoria y alcanza los núcleos profundos del cerebelo a través de los axones de las células de Purkinje, cerrando así uno de los principales circuitos del cerebelo. El otro circuito extrínseco del cerebelo lo constituye el sistema de aferencias de las fibras trepadoras. Las fibras trepadoras, originadas en la oliva inferior, transmiten hasta las células de Purkinje señales excitadoras procedentes de centros somatosensoriales. Al igual que las fibras musgosas, las fibras trepadoras también reciben aferencias de la corteza cerebral relacionadas con la transmisión de señales sobre la planificación de movimientos. Una vez excitada la célula de Purkinje, ésta transmite la señal, ya inhibitoria, a los núcleos profundos del cerebelo, cerrando así el circuito. A

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diferencia del sistema de fibras musgosas, las fibras trepadoras constituyen un circuito directo puesto que la conexión que se establece entre las fibras trepadoras y las células de Purkinje es directa, mientras que en el caso de las fibras musgosas, esa conexión se lleva a cabo mediante elementos intermedios, como las células granulares y las fibras paralelas. Ambos circuitos son modulados por las interneuronas de la corteza cerebelosa. Las proyecciones axónicas de las células granulares activan, al dirigirse hacia la porción más externa de la capa molecular, a las células en cesta y a las células estrelladas. La activación de estas interneuronas inhibitorias modula la actividad de las células de Purkinje. De la misma manera, las fibras paralelas activan a las células de Golgi, que a su vez inhiben los impulsos aferentes de la corteza del cerebelo en el relevo fibra musgosa-célula granular de los glomérulos. La activación de las células de Golgi suprime la excitación de las fibras musgosas sobre las células granulares y de esta forma tiende a acortar la duración de las descargas en las fibras paralelas. Así pues, puede decirse que la actividad de las células de Purkinje (las únicas eferencias de la corteza del cerebelo), es el resultado de una fina modulación inhibitoria sobre la señal excitatoria aferente transmitida por las fibras musgosas y las fibras trepadoras, y llevada a cabo por las interneuronas localizadas en la corteza.

se extiende en el plano corto de la folia, las fibras paralelas discurren de forma perpendicular a dichas ramificaciones dendríticas (Fig. 5.8). De este modo, cada fibra paralela en su largo recorrido establece contactos sinápticos con numerosas células de Purkinje (alrededor de 500) dispuestas en el mismo eje mayor de la folia. Asimismo, establece contactos sinápticos con el árbol dendrítico de las células estrelladas, las células en cesta y las células de Golgi. Si bien cada fibra paralela establece un único contacto sináptico con una determinada célula de Purkinje, cada célula de Purkinje puede recibir información de un elevado número de fibras paralelas. Células de Golgi El gran soma de las células de Golgi (también denominadas células estrelladas grandes) se localiza en la capa granular,

Figura 5.9. Células de Golgi. A. Célula de Golgi teñida mediante la técnica de Golgi. Obsérvese cómo su soma se sitúa próximo al soma de las células de Purkinje. B. Dibujo a cámara clara en el que se muestran dos células de Golgi completas. Abreviaturas: a, axón; d, dendritas; G, capa granular; M, capa molecular; P, capa de las células de Purkinje; s, soma; SB, sustancia blanca. Modificado de Ramón y Cajal (1904).


en regiones cercanas a los somas de las células de Purkinje (Fig. 5.9A). La observación al microscopio de células de Golgi teñidas mediante la técnica de Golgi permite advertir los numerosos entrantes característicos del soma de este tipo de células. A diferencia de lo que ocurre con las células de Purkinje, las células estrelladas y las células en cesta, las dendritas y el axón de las células de Golgi se ramifican en todas las direcciones del espacio. La arborización dendrítica de estas células se localiza principalmente en la capa molecular, donde realiza contacto sináptico con las fibras paralelas. El axón se ramifica enormemente cerca del soma, formando un gran plexo axonal que se extiende en la capa granular (Fig. 5.9B). Las arborizaciones axónicas de las células de Golgi resultan espectaculares y no tienen comparación con las de ninguna otra célula del encéfalo. Los terminales axónicos de estas células realizan contacto sináptico, en los glomérulos, con las terminaciones de las fibras musgosas y las dendritas de las células de los granos.

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NEUROGLÍA DEL CEREBELO En la corteza cerebelosa se distinguen dos tipos diferentes de células gliales y en la capa de sustancia blanca se identifica un tercer tipo de célula glial. En la capa de las células de los granos se localizan astrocitos que presentan unas prolongaciones cortas con excrecencias laminares y unas prolongaciones radiales relativamente largas que alcanzan la capa molecular (Fig. 5.10). Junto a los somas de las células de Purkinje se localizan los cuerpos de las células gliales más distintivas del córtex cerebeloso, la glía de Bergmann o glía radial. En una tinción de Nissl, el núcleo de estas células se puede visualizar como un pequeño redoma que normalmente aparece entre los somas de las células de Purkinje. La observación al microscopio de una célula de Bergmann teñida mediante la técnica de Golgi permite apreciar todos los elementos característicos de estas células. Se debe prestar especial atención a las ramas ascendentes típicas de

Figura 5.10. Células gliales del cerebelo. A. Dibujo a cámara clara en el que aparecen los distintos tipos de glia del cerebelo. Modificado de Ramón y Cajal (1904). B. Glía de Bergmann. C. Astrocito. D. Oligodendrocito. Abreviaturas: as, astrocito; G, capa granular; gb, glía de Bergmann; M, capa molecular; ol, oligodendroglía; P, capa de las células de Purkinje, SB, sustancia blanca.

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este tipo de célula glial, las cuales cruzan toda la capa molecular hasta llegar a la superficie, donde forman unas terminaciones cónicas características que contactan con la piamadre. Las ramas ascendentes de la glía de Bergmann se organizan como finos muros o empalizadas en el plano parlobular (en el eje largo de la folia cerebelosa) y entre ellos se sitúan gruesos haces de fibras paralelas. Por último, en la capa de sustancia blanca subyacente a la corteza cerebelosa se observa otro tipo de célula glial, la oligodendroglía. En una preparación de cerebelo teñida mediante la técnica de KlüverBarrera se pueden identificar en la capa de sustancia blanca, que aparece teñida de azul, los núcleos celulares teñidos de rojo correspondientes a los oligodendrocitos (véase Fig. 5.2). Este tipo de célula glial, de aspecto muy característico en las tinciones de Golgi, está provisto de finas

y largas ramificaciones así como de expansiones radiales que se alargan hasta alcanzar la capa molecular (Fig. 5.10). Un buen ejercicio, una vez estudiados al microscopio los principales tipos celulares presentes en la corteza del cerebelo, es realizar un dibujo esquemático de la localización relativa de cada uno de ellos así como de su morfología característica. En la figura 5.11 aparece una folia teñida mediante la técnica de Golgi junto con uno de los excelentes dibujos a cámara clara realizados por Ramón y Cajal. En este dibujo, además de los principales tipos celulares también se representan los dos tipos de fibras aferentes que ingresan en la corteza cerebelosa que serán estudiadas en el siguiente apartado, y los axones de las células de Purkinje, que constituyen las únicas fibras eferentes de la corteza del cerebelo y culminan en los núcleos profundos.

Figura 5.11. Citoarquitectura de una folia cerebelosa. A. Fotomicrografía a bajo aumento de una folia cerebelosa teñida mediante la técnica de Golgi. B. Dibujo a cámara clara de una sección de una folia cerebelosa en el plano translobular. Abreviaturas: a, axón; as, astrocito; fm, fibra musgosa, fp, fibra paralela; ft, fibra trepadora; g, célula de Golgi; G, capa granular; gb, glia de Bergmann; gr, célula granular; M, capa molecular; ol, oligodendroglía, p, célula de Purkinje, P, capa de las células de Purkinje; SB, sustancia blanca. Modificado de Ramón y Cajal (1904).


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FIBRAS AFERENTES DE LA CORTEZA DEL CEREBELO El cerebelo, con un elevadísimo número de neuronas organizadas en una estructura trilaminar engañosamente simple, y con el enorme tamaño de su corteza (evidente en el profuso plegamiento que la caracteriza), constituye un importante centro integrador de información sensorial y motora. El cerebelo recibe y envía información a múltiples estructuras y regiones del sistema nervioso central, desde la médula espinal a la corteza cerebral. Las aferencias cerebelosas proceden fundamentalmente de las siguientes regiones: médula espinal, tronco cerebral, sistema vestibular y corteza cerebral. Estas aferencias acceden al cerebelo en forma de diversos tractos o haces que se reúnen en los pedúnculos cerebelosos, desde donde las fibras se separan para dirigirse hasta la corteza del cerebelo emitiendo, en algunos casos, colaterales hacia los núcleos profundos del cerebelo. Hasta el momento se ha estudiado la disposición en capas de los distintos tipos celulares que están presentes en la corteza cerebelosa así como la morfología de los mismos. Los dos sistemas de fibras aferentes que ingresan en la corteza del cerebelo son las fibras musgosas y las fibras trepadoras.

Fibras musgosas

Las fibras musgosas tienen su origen en un amplio número de núcleos precerebelosos localizados en la médula espinal, el bulbo raquídeo y la protuberancia. Como sistema aferente, las fibras musgosas portan información sensorial e ingresan en el cerebelo a través de la sustancia blanca, desde aquí ascienden a la corteza del cerebelo dividiéndose en multitud de fibras hasta alcanzar la capa granular donde, a su vez, emiten numerosas ramificaciones

Figura 5.12. Aferentes extrínsecas de la corteza del cerebelo. A. Dibujo a cámara clara de una célula de Purkinje con numerosas ramificaciones de una fibra trepadora entre sus ramas dendríticas primarias y secundarias. B. Dibujo a cámara clara del circuito de las fibras musgosas. Modificado de Ramón y Cajal (1904).

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que alcanzan, incluso, folias adyacentes. La observación al microscopio de las fibras musgosas en una sección de cerebelo teñida con la técnica de Golgi, permite identificar en la capa granular unas fibras gruesas y altamente ramificadas que presentan abultamientos nudosos espaciados regularmente (Figs. 5.11 y 5.12). La terminación típica de las fibras musgosas recibe el nombre de roseta, y constituye un engrosamiento de la fibra, que establece contacto sináptico con la terminación en garra de las dendritas de las células granulares y con los axones de la células de Golgi, en los glomérulos. Se ha estimado que una fibra musgosa puede presentar alrededor de 40 rosetas terminales y, además, cada célula granular recibe información de cuatro o cinco fibras musgosas. Así, el sistema de fibras musgosas se presenta como un sistema muy general, difuso y complejo.

Fibras trepadoras A diferencia de lo que ocurre con las fibras musgosas, el origen de las fibras trepadoras es mucho más restringido puesto que todas proceden de la oliva inferior contralateral. Tras alcanzar el cerebelo, las fibras trepadoras ascienden a través de la capa de sustancia blanca, atraviesan la capa granular y trepan por el árbol dendrítico de las células de Purkinje (Figs. 5.11 y 5.12A). Las fibras trepadoras, que son relativamente gruesas y están poco o nada ramificadas en la capa de los granos, se ramifican al alcanzar la capa de las células de Purkinje y establecen un elevado número de contactos sinápticos con las dendritas primarias y secundarias de las células de Purkinje.

El capítulo 5 del CD-ROM presenta fotomicrografías de la corteza del cerebelo acompañadas de textos interactivos que complementan la información visual y resaltan estructuras de particular interés. La organización trilaminar característica de la corteza del cerebelo se muestra con una serie de fotomicrografías panorámicas de preparaciones teñidas con las técnicas de Nissl y de Golgi. La citoarquitectura se presenta en tres módulos, uno por cada estrato, con fotomicrografías que muestran los tipos neuronales característicos de cada capa y su posición. Además, se presentan fotomicrografías de los principales tipos de células gliales del cerebelo.

Lecturas recomendadas Altman, J, y Bayer, S.A. (1997). Development of the Cerebellar System. In Relation to its Evolution, Structure and Functions. CRS Press. Nueva York. pp. 26-43. Butler, A.B. y Hodos, W. (1996). Comparative Vertebrate Neuroanatomy. Evolution and Adaptation. Wiley-Liss. Nueva York. pp. 180-197. LLinás, R.R. (1979). La corteza del cerebelo. En selecciones de Scientific American. Psicología Fisiológica. Blume. Madrid. Martin, J.H. (1997). Neuroanatomía. Prentice Hall. Madrid. pp. 292-322. Nauta, W.H.J. y Feirtag, M. (1987). Fundamentos de Neuroanatomía. Labor. Barcelona. pp. 280-288. Ramón y Cajal, R.R. (1992). Textura del Sistema Nervioso del Hombre y los Vertebrados. Instituto de Neurociencias. Alicante. pp. 304-448. Snell, M.D. (1992). Neuroanatomy. A Review with Questions and Explanations. Little, Brown and Company. Boston. pp. 113-126.

6 Microestructura de la corteza cerebral

La corteza cerebral (del latín cortex, "corteza") es la capa más externa de los hemisferios cerebrales. Este manto de sustancia gris alberga entre 10.000 y 20.000 millones de células nerviosas y presenta una extensión aproximada, en el caso de los humanos, de 0.76 m2 de superficie. Asimismo, exhibe un aspecto irregular, lleno de circunvoluciones, surcos y cisuras, quedando expuesta solamente la tercera parte de su superficie total. El grosor de la corteza cerebral no varía de forma sustancial entre diferentes especies, oscilando entre el milímetro y medio y los cuatro milímetros y medio. En cambio, el área total de corteza cerebral varía notablemente de unas especies a otras; la corteza cerebral de los primates, y en particular la humana, es la que presenta mayor superficie. En general, la corteza es más gruesa en la cima de las circunvoluciones, y más delgada en el fondo de las cisuras. En contraste con la evidente regularidad en la organización citoarquitectónica y en el patrón de conexiones de la corteza del cerebelo, la corteza cerebral destaca por su complejidad estructural.

Aún no se conocen bien los circuitos de la corteza cerebral ni el patrón general de interconexiones neuronales. Es más, puede ser que este patrón general ni siquiera exista. También la variedad de tipos neuronales es mucho mayor que en el cerebelo. Así, aunque los esquemas más conservadores distinguen tres tipos principales (células piramidales, estrelladas y fusiformes), hay otros que distinguen hasta 60 tipos neuronales diferentes. Por ejemplo, Rafael Lorente de Nó, usando el método de Golgi, distinguió hasta 40 tipos neuronales en base a la distribución de sus dendritas y axón. Las neuronas de la corteza cerebral de los mamíferos se organizan en seis capas relativamente bien definidas. El presente capítulo proporciona una guía para estudiar la microestructura de la corteza cerebral de los mamíferos mediante el uso de técnicas neurohistológicas. En primer lugar se estudiarán los principales tipos celulares presentes en la sustancia gris cortical y a continuación se realizará una descripción detallada de las capas que se distinguen en la neocorteza.

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CÉLULAS Y FIBRAS CORTICALES Puede considerarse que el primer intento serio y exhaustivo de tipificar las células nerviosas de la corteza cerebral es iniciado por Ramón y Cajal en 1911 mediante el empleo de la técnica de tinción de Golgi. Este afán por determinar la citoarquitectura de la corteza cerebral continúa en nuestros días. Básicamente, las neuronas de la corteza cerebral pueden agruparse en dos categorías funcionales: células piramidales o de proyección y células no piramidales o intrínsecas. Los axones de las células piramidales se dirigen hacia fuera de la propia corteza cerebral, mientras que las células no piramidales o intrínsecas poseen axones que permanecen dentro de la corteza cerebral y participan en el procesamiento local de la información.

Neuronas de proyección. Células piramidales Las neuronas piramidales constituyen aproximadamente el 70% de la población neuronal de la corteza cerebral. El nombre de este tipo de neuronas se debe a la forma de su soma. En una preparación teñida con el método de Nissl, se puede apreciar que el cuerpo celular de las neuronas piramidales se asemeja inconfundiblemente a una pirámide cuyo ápice apunta hacia la superficie cortical (Fig. 6.1 y Fig. 6.2A). Los somas de las células piramidales se localizan preferentemente en las capas II, III, V y VI de la corteza cerebral. Cuando se observa una célula piramidal teñida con el método de Golgi se puede apreciar su característico aspecto (Fig. 6.2B). Las neuronas piramidales poseen una gruesa dendrita apical que emerge, en dirección ascendente, desde el vértice de la pirámide y que, en la mayoría de los casos, alcanza la capa I donde se

PREPARACIONES HISTOLÓGICAS NECESARIAS Para realizar un estudio detallado de la citoarquitectura de la corteza cerebral es necesario disponer de una serie de preparaciones histológicas procesadas mediante las técnicas de Nissl, Klüver-Barrera y Golgi (veáse capítulo 3). Las dos primeras tinciones permitirán estudiar la distribución en capas de las células de la corteza cerebral, las variaciones regionales y el patrón de distribución de la sustancia blanca. La técnica de Golgi será extremadamente útil para realizar un estudio detallado de la morfología de los distintos tipos neuronales presentes en la corteza cerebral.

ramifica en numerosas ramas divergentes denominadas arcos terminales. Asimismo, poseen un abanico de dendritas basales que parten de la base del soma celular y se proyectan horizontalmente en las inmediaciones de la neurona. Las arborizaciones dendríticas de las células piramidales se hallan tapizadas de multitud de finas espinas orientadas perpendicularmente a las dendritas, que aumentan la superficie de contacto sináptico. El axón se origina en la base del soma y se puede afirmar que la inmensa mayoría de los axones de las células piramidales son fibras de proyección que se dirigen hacia la sustancia blanca subcortical. Antes de sumergirse en la sustancia blanca, el axón puede emitir numerosos colaterales que se distribuyen de forma variable en la corteza cerebral. Los colaterales del axón se pueden clasificar en dos categorías: los colaterales recurrentes del axón, que se proyectan oblicuamente sobre las neuronas de las capas más superficiales y los colaterales horizontales, que discurren transversalmente y establecen sinapsis con las neuronas vecinas. Las células piramidales presentan una gran variabilidad en el tamaño de su soma, pudiendo oscilar, generalmente, entre los 10 µm y los 50 µm de diámetro. Sin

Microestructura de la corteza cerebral

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Figura 6.1. La corteza cerebral. Las fotomicrografías muestran una preparación de corteza cerebral teñida según el protocolo de Klüver-Barrera (A) y la técnica de Golgi (B).

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embargo, el soma de las neuronas piramidales de la capa V de la corteza motora, conocidas como células de Betz, supera los 100 µm de diámetro, lo que las convierte en las células más grandes de la corteza cerebral.

Células intrínsecas o de asociación Las células no piramidales o intrínsecas (células de axón corto según la terminología clásica) se caracterizan porque su axón se extiende dentro de la propia corteza. Los diferentes tipos de células intrínsecas o de asociación pueden clasificarse en función del tamaño y la forma

del soma y también por la distribución de las ramificaciones dendríticas y axónicas. Células estrelladas o granulosas La observación de células estrelladas teñidas mediante la técnica de Nissl (Fig. 6.3) permite apreciar las características distintivas de este tipo neuronal: soma poligonal con forma estrellada, escaso citoplasma, y pequeño tamaño (entre 4 y 8 µm). La observación de células estrelladas impregnadas mediante el método de Golgi permite comprobar la masiva ramificación de sus dendritas y el gran número de espinas dendríticas que presentan. El axón es relativamente corto, hecho que indica que estas células son de proyección local.

Cuadro 6.1. Desarrollo filogenético de la corteza cerebral La corteza cerebral se desarrolla a partir de determinadas porciones de la vesícula telencefálica. Durante el desarrollo, los neuroblastos inician una migración desde la zona germinal a la superficie pial para formar el manto cerebral. Llegado un determinado momento en el desarrollo embrionario, los neuroblastos migran siguiendo un proceso de andamiaje glial y se organizan en capas. Las neuronas originadas simultáneamente migran siguiendo una orientación radial y consolidan una misma capa. Las células que migran de la zona ventricular en estadios precoces del desarrollo embrionario se sitúan en las capas más profundas. Las neuronas más tardías inician su migración, atraviesan las capas anteriormente formadas y se establecen en las capas más superficiales. Así pues, el patrón de organización de las neuronas de la corteza cerebral en capas responde a las sucesivas migraciones de células. Según su aparición en el desarrollo filogenético y por la microestructura que presenta la corteza, también conocida como manto o palio, puede dividirse en las siguientes categorías: la alocorteza o corteza heterogenética y la isocorteza, neocorteza o corteza homogenética. La alocorteza o corteza heterogenética constituye, filogenéticamente hablando, la región de corteza más primitiva. Desde un punto de vista evolutivo, el desarrollo de la corteza cerebral está muy ligado con la olfación. La necesidad biológica de establecer relaciones entre diferentes hitos de la realidad basados en estímulos olfatorios como fuente de información sensorial, generó el desarrollo de un sustrato neural capaz de procesar esa fuente de información ambiental. En este sentido, se origina una corteza primitiva o alocorteza que está constituida por el paleopalio (corteza olfatoria) y por el arquipalio (formación hipocámpica). Sin embargo, a lo largo del proceso evolutivo se ha desarrollado una corteza mayor y con características morfológicas diferentes a las cortezas primigenias. Esta corteza de aparición más reciente es denominada neocorteza, isocorteza o corteza homogenética. En el caso de los mamíferos, la neocorteza presenta una división en seis capas y la alocorteza se estructura exclusivamente en tres láminas que corresponden con las capas I, V y VI de la neocorteza. En la isocorteza existen a su vez regiones en las que se distinguen más o menos fácilmente las seis capas. Así, la porción de la corteza que presenta las seis capas bien diferenciadas, por ejemplo, la corteza sensorial primaria, se denomina corteza homotípica. Por el contrario, las regiones corticales en la que las seis capas características tienen fronteras menos definidas, por ejemplo la corteza motora o la corteza visual, recibe el nombre de corteza heterotípica.


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Figura 6.2. La célula piramidal. Fotomicrografías de corteza cerebral teñidas mediante las técnicas de Nissl (A) y de Golgi (B y C). Las flechas señalan una célula piramidal. Obsérvense las características morfológicas de esta neurona cortical: soma en forma piramidal, gruesa dendrita apical, dendritas basales y axón. D. Dibujo a cámara clara de una célula piramidal con todas sus ramificaciones. Modificado de Ramón y Cajal (1904). Abreviaturas: a, axón; at, arcos terminales; ca, colateral axónica; da, dendrita apical; db, dendritas basales; s, soma; sb, sustancia blanca.

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Figura 6.3. Células estrelladas. Fotomicrografías de corteza cerebral teñida mediante las técnicas de Nissl (A) y de Golgi (B y C). Las flechas señalan una célula estrellada. Obsérvese el axón partiendo desde la región inferior del soma. D. Dibujo a cámara clara de dos células estrelladas típicas. Modificado de Ramón y Cajal (1904). Abreviaturas: a, axón; d, dendritas; s, soma.

Figura 6.4. Células horizontales. A. Fotomicrografía del estrato molecular o plexiforme de la corteza cerebral (capa I) teñida mediante la técnica de Nissl. Las flechas señalan los somas de células horizontales de Cajal. Obsérvese la disposición paralela del soma con respecto a la superficie pial. B. Dibujo a cámara clara de células horizontales de la corteza cerebral. Modificado de Ramón y Cajal (1904). Abreviaturas: a, axón.


Las células estrelladas son las neuronas más abundantes de la capa IV y constituyen las únicas interneuronas excitadoras de la corteza cerebral. Estas células emplean el glutamato como neurotransmisor. Las restantes interneuronas utilizan el ácido gamma-aminobutírico (GABA)

151 como neurotransmisor y, por tanto, ejercen una acción inhibitoria. Células horizontales de Cajal Las células horizontales de Cajal se encuentran exclusivamente en la capa I. Son pequeñas células fusiformes cuyos ejes longitudinales se extienden horizontalmente, paralelos a la superficie cortical (Fig. 6.4). La observación de una de estas células teñida mediante la técnica de Golgi permite apreciar que las ramificaciones dendríticas surgen de cada polo o extremo y que discurren, al igual que el soma, paralelamente a la superficie cortical. Con respecto al axón, éste deriva de uno de los polos, adopta una orientación horizontal y establece conexiones sinápticas con las dendritas apicales de las células piramidales cuyos somas se localizan en los estratos inferiores. Es interesante destacar que la mayoría de las células horizontales de Cajal desaparecen después del periodo neonatal. Células de axón ascendente Las células de axón ascendente (también conocidas como células de Martinotti) se localizan en todas las capas corticales a excepción de la capa I. Esta categoría neuronal está representada por una variedad de células multipolares que poseen dendritas lisas o con un número escaso de espinas (Fig. 6.5). El árbol dendrítico de las células de axón ascendente se caracteriza porque sus dendritas son relativamente cortas y muy ramificadas. El axón de este tipo celular se origina normalmente en el polo superior del soma y asciende directamente hacia la superficie cortical, donde se ramifica al alcanzar la capa I.

Figura 6.5. Células de axón ascendente. Fotomicrografía de una célula de axón ascendente teñida mediante la técnica de Golgi. Obsérvese como el axón parte del polo superior del soma neuronal y se dirige hacia la superficie cortical. Abreviaturas: a, axón; d, dendritas; s, soma.

Células bipenachadas Las células bipenachadas se caracterizan por su soma fusiforme del cual parten un


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Figura 6.6. Células bipenachadas. A. Fotomicrografía de una célula bipenachada teñida con la técnica de Golgi. En la fotomicrografía se pueden apreciar los dos penachos dendríticos que parten de cada uno de los polos del soma fusiforme. B. Dibujo a cámara clara de dos células bipenachadas. Las flechas señalan el axón. Obsérvese que la célula de la izquierda posee colaterales axónicas ascendentes y descendentes mientras que el axón de la célula de la derecha sólo se ramifica hacia abajo. Modificado de Ramón y Cajal (1904). Abreviaturas: a, axón; p, penacho dendrítico; s, soma.

par de penachos dendríticos, uno ascendente y otro descendente, orientados perpendicularmente a la piamadre (Fig. 6.6). El axón de las células bipenachadas se ramifica profusamente en haces compactos de fibras descendentes, ascendentes o en ambas direcciones y dispuestos radialmente a la superficie cortical. Estas células se encuentran principalmente en las capas II y III de la corteza cerebral. Células bipolares Las células bipolares pueden ser confundidas con las células bipenachadas, sin

embargo, algunas características distintivas son útiles para identificarlas correctamente. El tamaño de las células bipolares suele ser reducido y sus somas raramente miden más de 10 ó 12 µm de diámetro. Además, el soma de las células bipolares tiene forma ovalada. Aunque estas células también poseen dos grupos de dendritas radialmente opuestos y extendidos perpendicularmente a la superficie cortical, es muy común que de cada uno de los polos del cuerpo celular salga una sola dendrita (Fig. 6.7).


Figura 6.7. Células bipolares. Fotomicrografía de una célula bipolar teñida según el protocolo de Golgi. Apréciese la forma ovalada del soma neuronal y las dos dendritas radialmente opuestas. Abreviaturas: d, dendritas; s, soma.

Fibras corticales El empleo de técnicas mieloarquitectónicas permite estudiar la particular configuración que presentan las fibras nerviosas de la corteza cerebral. La observación de la corteza cerebral teñida mediante la técnica de Weigert (esta técnica tiñe selectivamente la mielina que recubre las fibras nerviosas) pone de manifiesto la distribución radial y tangencial de las fibras de la corteza cerebral (Fig. 6.8). Los haces de fibras radiales se orientan perpendicularmente a la superficie cortical hecho que refuerza la existencia de una organización columnar en la corteza cerebral

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Figura 6.8. Disposición de las fibras en la corteza cerebral. La técnica de Golgi pone de manifiesto la morfología de los tipos neuronales presentes en cada capa y la tinción de Nissl revela la densidad celular. Para estudiar la disposición de las fibras corticales es preciso realizar la tinción de Weigert, técnica que tiñe selectivamente las fibras mielinizadas. Modificado de Brodmann (1909).

(Cuadro 6.2). Estos haces de fibras están constituidos por los axones eferentes de las células piramidales (fibras de proyección y fibras comisurales) y por los axones aferentes que acceden a la corteza. Por otro lado, las fibras tangenciales discurren paralelamente a la superficie cortical. Estos haces de fibras están compuestos por los axones aferentes (fibras de proyección y de asociación), por los axones de las células horizontales y granulares y por las colaterales axónicas de las células piramidales. Las fibras tangenciales no se disponen de forma difusa y azarosa, sino que tienden a organizarse formando bandas bien definidas, de distintos grosores y dispuestas a diferentes pro-

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Cuadro 6.2. Organización columnar de la corteza Las células de la corteza cerebral no están organizadas sólo en capas transversales sino que también se distribuyen formando columnas funcionales. Desde esta perspectiva, la corteza podría entenderse como un mosaico de columnas verticales de diámetros variables que se extienden perpendicularmente a la superficie cortical y que atraviesan todas las capas de la corteza cerebral. Aunque existen indicios de que estas columnas se hallan distribuidas por toda la extensión de la corteza, éstas están mejor definidas en las regiones sensoriales primarias, como ponen de manifiesto los estudios electrofisiológicos realizados en la corteza somatosensorial primaria y en la corteza visual o estriada. Cada columna representa un módulo elemental de procesamiento de la información. Las células que se integran en cada una de las columnas funcionales, independientemente de la región cortical de que se trate, presentan unas propiedades de respuesta muy similares. Este hecho afianza la idea de que las columnas son unidades funcionales básicas de la corteza. Esta relación funcional entre los elementos de una columna está determinada por la orientación vertical de los axones de los diferentes tipos celulares de la corteza cerebral. Sin embargo, el componente horizontal de los circuitos corticales, representado por los cortos axones de las células granulares, pone de manifiesto la inevitable relación funcional que ha de establecerse entre las diferentes columnas corticales. Como se ha visto anteriormente, el grosor de la neocorteza varía aproximadamente entre 2 y 4 milímetros. Este espesor de la corteza es más o menos constante en diferentes especies, por lo que el número de neuronas en un área determinada de la corteza es muy parecido entre especies. De este modo, la característica distintiva entre el neocortex de una rata y el del ser humano, por ejemplo, no es el grosor de la corteza cerebral o la organización en columnas, sino el número total de columnas. El gran incremento en la superficie cortical que se produce en los primates tiene como consecuencia un aumento en el número de columnas funcionales que permitirá un mayor poder computacional.

fundidades. Las bandas tangenciales más definidas de la corteza cerebral son la banda de Kaes-Bechterev y las bandas externa e interna de Baillarger en las capas III, IV y V, respectivamente. Un buen ejercicio, una vez estudiados los distintos tipos celulares presentes en la corteza cerebral así como la distribución de la sustancia blanca cortical, es realizar un dibujo esquemático, o si es posible a cámara clara, de los distintos tipos celulares identificados en las preparaciones histológicas estudiadas.

ESTRATIFICACIÓN CORTICAL La corteza cerebral está organizada en capas cuyo número varía dependiendo de la región de la corteza de que se trate. En general, es aceptado que en la neocorteza

de los mamíferos se distinguen seis capas. Esta organización laminada puede apreciarse observando una preparación teñida mediante la técnica de Nissl (Fig. 6.9). Un análisis más exhaustivo basado en la densidad celular y el tamaño o la forma del soma confirma la presencia de estas seis capas. Asimismo, el empleo de técnicas mieloarquitectónicas pone de manifiesto la presencia de diferentes bandas de fibras en disposición horizontal y, por tanto, revela la existencia de estratos horizontales en la corteza cerebral. Desde un punto de vista embriológico, las seis capas del neopalio se reconocen desde el séptimo mes de vida intrauterina en el caso de los humanos. La disposición de las células corticales en un determinado estrato está determinada por el momento en que se produce la diferenciación celular y la migración desde la zona ventricular a la superficie cortical. Las células que migran de la zona ventricular en estadios precoces del desarrollo


embrionario se sitúan en las capas más profundas mientras que las células que migran en estadios más tardíos cruzan las capas profundas y se localizan en capas más superficiales.

Estrato molecular o plexiforme (capa I) El estrato molecular es la capa más superficial y se caracteriza por la escasez celular, hecho que se puede apreciar en una preparación teñida mediante la técnica de Nissl (Fig. 6.10). Sin embargo, al observar una sección de corteza cerebral teñida mediante el método de Golgi se advertirá la presencia, en el estrato I, de un gran número de fibras nerviosas de orientación tangencial, que mayoritariamente corresponden a las terminaciones dendríticas de

155 las células piramidales y las células bipenachadas. También forman parte de este entramado de fibras los axones de proyección de células situadas fuera de la corteza, así como los axones y las dendritas de neuronas de otras capas corticales. Inmersas en este intrincado de fibras se hallan dispersas, además de la neuroglía, algunas células intrínsecas, por ejemplo, las células horizontales de Cajal.

Estrato granular externo (capa II) El estrato granular se identifica fácilmente en una tinción de Nissl debido a su alta concentración de somas de pequeño y mediano tamaño (Fig. 6.10). Estas células son neuronas piramidales pequeñas y células estrelladas. Entre estos dos tipos celulares discurren fibras de asociación y

Figura 6.9. Capas de la corteza cerebral. Fotomicrografías de corteza cerebral teñida mediante la técnica de Nissl (izquierda) y la técnica de Golgi (derecha). Los números indican las seis capas que se distinguen en la neocorteza de los mamíferos.

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Figura 6.10. Estratos molecular (I) y granular externo (II) de la corteza cerebral teñidos mediante la técnica de Nissl (A) y de Golgi (B). Obsérvese la escasez de células en la capa I y cómo las dendritas de las capas inferiores se introducen en este estrato.

fibras comisurales de ambos hemisferios, así como dendritas y axones de células situadas en capas más profundas. Las dendritas de las células piramidales terminan en la capa molecular mientras que sus axones proyectan a estratos más profundos.

Estrato piramidal externo (capa III) En el estrato piramidal externo predominan las células piramidales y el tamaño de éstas se incrementa conforme aumenta la profundidad en el propio estrato (Fig. 6.11).


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Figura 6.11. Estratos piramidal externo (III) y granular interno (IV) de la corteza cerebral teñidos mediante la técnica de Nissl (A) y de Golgi (B). En el estrato III es posible apreciar que el tamaño de los somas de las células piramidales de las regiones profundas es mayor que el de las regiones más superficiales.

Las terminaciones dendríticas de estas células alcanzan el estrato molecular mientras que sus axones (fibras de proyección) abandonan la corteza en dirección descendente. Normalmente, los axones de las células piramidales emiten numerosos

colaterales con orientación perpendicular. La mayoría de las aferencias que reciben las células de esta capa provienen de otros estratos corticales, fibras de asociación, fibras comisurales o estructuras subcorticales. Una característica de la capa III es

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la presencia de una banda de fibras de orientación horizontal ubicada en el margen superior denominada banda o estría de Kaes-Bechterev (Fig. 6.8).

Estrato granular interno (capa IV) La capa IV o estrato granular interno se caracteriza por una gran densidad de somas

Figura 6.12. Estratos piramidal interno (V) y de las células polimorfas (VI) de la corteza cerebral teñidos mediante la técnica de Nissl (A) y de Golgi (B). Obsérvese el gran tamaño de los somas de las células piramidales de la capa V en comparación con el resto de las neuronas corticales.


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Cuadro 6.3. Variaciones regionales del isocórtex Generalmente, se acepta que existe una organización laminar homogénea en toda la extensión de la neocorteza, aunque es importante destacar que existen variaciones regionales en la estratificación cortical. De hecho, se puede encontrar en determinadas regiones una reducción o ausencia de alguna capa, un engrosamiento de una lámina o la presencia de estrías tangenciales de fibras. Tal y como Brodmann propuso a principios del siglo XX, la corteza cerebral es susceptible de una organización regional de acuerdo con la función que desempeñe, sea ésta motora, sensorial o de integración. Si a este mapa funcional regional de la corteza cerebral se le superpone un mapa basado en características puramente citoarquitectónicas, el resultado es una neocorteza que presenta una gran variabilidad morfológica y funcional. Por ejemplo, la capa IV de las áreas sensoriales primarias del isocórtex presenta un considerable grosor. Este hecho adquiere sentido si tenemos en cuenta que son estas áreas las que reciben el grueso de las aferencias procedentes de los núcleos sensoriales del tálamo. Sin embargo, el grosor de la capa V en estas áreas sensoriales aparece disminuido, pues en esta capa se concentran las neuronas que constituyen las principales eferencias motoras de la corteza hacia estructuras subcorticales. Por el contrario, en la corteza motora primaria, situada en la circunvolución precentral, la capa V exhibe un considerable grosor, debido a la presencia de grandes neuronas piramidales cuyos axones forman los tractos corticoespinales. Por el contrario, la capa IV es muy delgada en el área motora primaria (motivo por el que a este área se le denomina corteza agranular). Asímismo, las abundantes estrías tangenciales de sustancia blanca que se encuentran en la capa IV de la corteza visual primaria o corteza estriada son ejemplo de variación morfológica regional.

neuronales. De hecho, la observación de una preparación de corteza cerebral teñida mediante la técnica de Nissl permite ver un elevado número de células estrelladas y algunas células piramidales de diferentes tamaños (Fig. 6.11). Las células estrelladas

presentan un axón corto que establece sinapsis con las dendritas de células situadas en estratos inferiores, otras células estrelladas, células de axón ascendente y fibras de paso. Este estrato está especialmente bien desarrollado en las áreas senso-

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riales primarias. En la capa IV de la corteza visual primaria se encuentra una banda de fibras paralela a la superficie cortical denominada estría externa de Baillarger o banda de Genari. Precisamente, el nombre de corteza estriada que recibe la corteza visual se debe a la presencia de esta banda de fibras.

Estrato piramidal interno (capa V) El estrato piramidal interno destaca porque en él se encuentran las células de mayor tamaño de la corteza cerebral (Fig. 6.12). En la corteza motora, el tamaño de las células piramidales de esa capa llega a alcanzar los 100 µm de diámetro, motivo por el que se conocen como células piramidales gigantes o células de Betz. Las dendritas apicales de las células piramidales ingresan en la capa molecular mientras que las proyecciones axónicas abandonan, en su mayoría, la corteza cerebral como fibras de proyección para dirigirse a estructuras subcorticales. El estrato V de la corteza cerebral contiene también células piramidales de mediano y gran tamaño, células estrelladas y células de axón ascendente. El estudio de la capa V teñida mediante la técnica de Weigert pone de manifiesto una agrupación de fibras procedentes de los núcleos sensoriales del tálamo, que se disponen horizontalmente formando un denso plexo intralaminar. Esta banda se denomina estría interna de Baillarger (Fig. 6.8).

Estrato de las células polimorfas (capa VI) La capa VI o estrato de las células polimorfas se caracteriza por la presencia de múltiples tipos neuronales, entre los que destacan células con somas fusiformes como las bipenachadas y las de Martinotti. Además, en este estrato se encuentran células con

somas triangulares y ovoides (Fig. 6.12). La orientación de los procesos dendríticos de estas células otorga al estrato un aspecto desordenado, en comparación con las capas más superficiales. En general, los axones de estas células establecen conexiones sinápticas con células situadas en capas más superficiales de la corteza aunque algunos pueden dirigirse hacia regiones subcorticales. Al igual que se indicó en el apartado anterior, un buen ejercicio para afianzar los conocimientos adquiridos acerca de la organización de la corteza cerebral es realizar un dibujo esquemático, o si es posible a cámara clara, en el que se representen las capas de la corteza cerebral así como los tipos celulares característicos de cada capa.

CIRCUITOS CORTICALES Los circuitos de la corteza cerebral se caracterizan por la ortogonalidad entre las proyecciones axónicas de las células corticales. En este sentido, mientras los axones de las células de axón ascendente discurren ortogonalmente a la superficie cortical, los axones de las células de Cajal presentan proyecciones axónicas horizontales, es decir, paralelas a la superficie cortical. Por otro lado, los procesos axónicos de las células piramidales mantienen una orientación descendente y emiten colaterales perpendiculares al axón y, por tanto, horizontales a la superficie cortical, que establecen sinapsis con las células estrelladas o células de axón ascendente. Las neuronas estrelladas, sin embargo, presentan procesos axónicos cortos, de proyección local y sin ninguna orientación particular. De modo general, se puede afirmar que el axón de las células de Cajal, de las células de axón ascendente, de las células estrelladas, así como los colaterales axónicos horizontales de las células piramidales están implicados en circuitos intracorticales. En cambio, las proyecciones axóni-


cas descendentes de las células piramidales forman el sistema de fibras de asociación y de fibras corticofugales, constituyendo la vía de eferencia de la corteza cerebral hacia otras regiones cerebrales. En la figura 6.13 se representan de manera esquemática los circuitos corticales básicos y los elementos que los constituyen. A los hemisferios corticales acceden fibras procedentes del hemisferio contralateral (fibras comisurales) y fibras del mismo hemisferio (fibras de asociación). Sin embargo, la mayor parte de aferencias son fibras que proceden de estructuras subcorticales (fibras de proyección), principalmente del tálamo. De estas últimas, las fibras tálamo-corticales

161 específicas llegan, casi sin ramificarse, hasta la corteza y establecen allí sinapsis excitadoras a diferentes niveles. Básicamente estas fibras realizan contacto sináptico con las células estrelladas excitadoras de la capa IV, aunque algunas también contactan con las interneuronas inhibitorias de la misma capa que, a su vez, modulan el funcionamiento de las células estrelladas excitadoras. Las fibras tálamo-corticales también pueden emitir, nada más ingresar en la corteza, colaterales que alcanzan las células piramidales o de proyección de la capa VI. Los terminales axónicos de las células estrelladas ascienden hacia las capas II y III donde establecen sinapsis con las piramidales excitadoras y con las interneuronas

Figura 6.13. Circuitos corticales. Los lazos representan las terminaciones sinápticas. En color gris claro se representan las neuronas corticales de proyección (celulas piramidales) y en color negro las neuronas de asociación. Las fibras aferentes a la corteza cerebral están representadas en color gris oscuro. Abreviaturas: aa, célula de axón ascendente; ee, célula estrellada excitatoria; ei, célula estrellada inhibitoria; h, célula horizontal; p, célula piramidal. Modificado de Lorente de Nó (1941).

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inhibitorias que ejercen su acción sobre las primeras. Los terminales axónicos de las neuronas piramidales hacen sinapsis con las arborizaciones dendríticas de células piramidales situadas en los estratos IV y V. Las células piramidales de la capa IV emiten, generalmente, sus proyecciones axónicas hacia otras áreas corticales, mientras que el axón de las piramidales de la capa V se dirige hacia regiones subcorticales y hacia el tálamo. El circuito se cierra cuando los colaterales axónicos de las piramidales de la capa VI sinaptan con las interneuronas exci-

tatorias de la capa IV en lo que podría definirse como un auténtico bucle de retroalimentación. Las fibras del denominado sistema talámocortical inespecífico ingresan también en la corteza y establecen sinapsis en todos los niveles, pero mayoritariamente en los estratos I, II y III. El resto del circuito para este sistema tálamo-cortical inespecífico es similar al que describen las fibras tálamocorticales específicas.

El capítulo 6 del CD-ROM presenta fotomicrografías que detallan la citoarquitectura de la corteza cerebral. Las fotomicrografías se acompañan de un texto interactivo que complementa la información visual y sirve de guía para la observación y estudio de preparaciones histológicas. La organización laminar característica de la corteza cerebral se muestra en fotomicrografías panorámicas teñidas con las técnicas de Nissl y de Golgi. Los principales tipos celulares, neuronas de proyección, interneuronas y células gliales, se presentan en tres módulos independientes. Además, se muestran los diferentes estratos de la corteza cerebral teñidos con la técnica de Nissl y la técnica de Golgi.

Lecturas recomendadas Carpenter, M.B. (1994). Neuroanatomía. Fundamentos. Editorial Panamericana. Madrid. Kandel, E.R., Schwartz, J.H. y Jessell, T.M. (2001). Principios de Neurociencia. Mc Graw-Hill Interamericana. Madrid. pp. 317-336. Lorente de Nó, R. (1941). La corteza cerebral: arquitectura, conexiones intracorticales y proyecciones motoras. En Fulton, J.F. (Ed.). Fisiología del Sistema Nervioso. Editorial Atlante. México. pp. 283-326. Lorente de Nó, R. (1992). La corteza cerebral del ratón. Trabajos del Laboratorio de Investigaciones Biológicas de la Universidad de Madrid. 20: 41-78. Martin, J.H. (1997). Neuroanatomía. Prentice Hall. Madrid. pp. 32-87. Nauta, W.H.J. y Feirtag, M. (1987). Fundamentos de Neuroanatomía. Labor. Barcelona. pp. 289-307. Ramón y Cajal, R.R. (1992). Textura del Sistema Nervioso del Hombre y los Vertebrados. Instituto de Neurociencias. Alicante. pp. 309-448. Snell, M.D. (1992). Neuroanatomy. A Review with Questions and Explanations. Little, Brown and Company. Boston. pp. 159-173. Valverde, F. (2002). Estructura de la corteza cerebral. Organización intrínseca y análisis comparativo del neocórtex. Revista de Neurología. 34: 758-780.

7 Electrofisiología de la membrana neuronal. Potencial de reposo y potencial de acción

El presente capítulo se centra en el estudio de los mecanismos responsables del inicio y la propagación de las señales eléctricas dentro de una neurona. Las señales eléctricas se deben fundamentalmente al desplazamiento de cargas generado por el movimiento de iones de sodio, potasio y cloro a través de los canales de la membrana neuronal. En la situación de reposo, la superficie interna de la membrana neuronal está cargada negativamente con respecto al espacio extracelular. Esta diferencia de carga eléctrica entre ambos lados de la membrana se denomina potencial de membrana en reposo. En determinadas circunstancias, la diferencia de potencial puede verse alterada debido al flujo de iones a través de la membrana. En concreto, cuando se produce una entrada masiva de iones positivos hacia el interior celular y el potencial de membrana alcanza un determinado

umbral, se desencadena un potencial de acción, un cambio súbito y transitorio en el potencial de membrana que se propaga por el axón sin decremento. Este fenómeno eléctrico es utilizado por las neuronas para la transmisión de señales a largas distancias. Además, las neuronas poseen una serie de propiedades eléctricas pasivas que son fundamentales en la transmisión local de las señales. Estas propiedades determinan la amplitud y la duración del cambio en el potencial de membrana provocado por una estimulación y además, influyen en la velocidad de propagación del impulso nervioso. El estudio de los mecanismos iónicos del potencial de reposo y el potencial de acción es fundamental para el conocimiento de la fisiología neuronal y por tanto, para comprender el procesamiento y la transmisión de la información en el sistema nervioso.

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POTENCIAL DE MEMBRANA EN REPOSO La membrana plasmática de las neuronas separa cargas eléctricas debido a que la doble capa lipídica que la constituye es semipermeable y no permite la libre difusión de iones. Como resultado de esta separación de cargas, una nube de iones positivos (cationes) e iones negativos (aniones) se disponen en la superficie interna y externa de la propia membrana (Fig. 7.1). La diferencia en la concentración de iones entre ambos lados de la membrana se denomina diferencia de potencial eléctrico o voltaje y se mide en voltios (V). Así pues, se puede definir el potencial de membrana (Vm) como la diferencia entre el potencial eléctrico de la parte interna de la célula (Vi) y el de la parte extracelular (Ve). Vm = Vi – Ve

El potencial de membrana se puede determinar calculando la diferencia de potencial entre un electrodo insertado en la célula (electrodo de medida) y otro situado en el espacio extracelular (electrodo de referencia). Estos electrodos están formados por una micropipeta de vidrio rellena de una solución salina concentrada y con un hilo conductor introducido en su interior (Fig. 7.2). Cada electrodo está conectado a un amplificador que envía la señal a un osciloscopio. En la práctica el amplificador resta, para una diferencia dada de potencial, el valor extracelular del intracelular. El potencial de membrana de una célula en reposo se denomina potencial de reposo (Vr) y debido a que el potencial del exterior de la membrana celular se define como cero, el potencial de reposo es igual al potencial intracelular (Vi). Normalmente, el potencial de reposo de las neuronas oscila entre -60 y -70 mV.

Figura 7.1. Distribución de cargas positivas y negativas a ambos lados de la membrana celular.

Electrofisiología de la membrana neuronal

Las neuronas son células excitables y por tanto pueden sufrir cambios transitorios en la diferencia de potencial que se registra a través de su membrana. Los cambios que llevan al potencial de membrana a un valor menos negativo que su valor en reposo se denominan despolarizaciones y los cambios que hacen que el potencial de membrana se vuelva más negativo que su valor de reposo se denominan hiperpolarizaciones. Estos cambios en la diferencia de potencial de la membrana constituyen señales que pueden contribuir a la comunicación intraneuronal. Son señales de este tipo los potenciales locales y los potenciales de acción. Los potenciales locales o electrotónicos son respuestas pasivas de la membrana neuronal, por ejemplo, las hiperpolarizaciones y las pequeñas despolarizaciones subumbral. Si la despolarización alcanza un determinado valor umbral se genera un potencial de acción, una señal que puede ser propagada a grandes distancias. Las variaciones en el potencial eléctrico de las neuronas se deben a la existencia de canales iónicos o poros que dotan a la membrana de una permeabilidad selectiva a determinados iones. Los canales iónicos se pueden clasificar en dos grupos o cate-

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gorías: canales pasivos y canales activos o regulados. Los canales iónicos pasivos son aquellos que siempre se encuentran abiertos y son los principales responsables de mantener el potencial de membrana en reposo y de las respuestas pasivas de la membrana neuronal. En cambio, los canales iónicos activos o regulados se encuentran cerrados en la situación de reposo y se abren y cierran como consecuencia de un cambio en el potencial de membrana (canales iónicos dependientes de voltaje) o por la unión de una determinada sustancia química (canales iónicos dependientes de ligando). Estos canales regulados son los responsables de las corrientes activas que generan el potencial de acción.

Potencial de equilibrio Los potenciales electroquímicos son la base de todos los fenómenos eléctricos que tienen lugar en una célula y por tanto, el potencial de reposo, los potenciales sinápticos y el potencial de acción dependen de ellos. Los potenciales electroquímicos se deben a dos características esenciales de toda célula, la existencia de

Figura 7.2. Dispositivo de registro del potencial de membrana.

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Tabla 7.1. Concentraciones iónicas a ambos lados de la membrana neuronal en el axón gigante del calamar.

una diferencia de concentración iónica entre el citoplasma y el medio extracelular (Tabla 7.1) y la presencia de canales iónicos de permeabilidad selectiva en la membrana plasmática. Estos potenciales surgen de la combinación de una fuerza eléctrica o diferencia de potencial a través de la membrana y una fuerza química o gradiente de concentración iónica. Imagínese un experimento en el que una membrana que separa dos compartimentos sea permeable sólo para los iones K+ (Fig. 7.3A). Considérese una situación inicial tal que en ambos compartimentos exista una misma concentración de cloruro potásico ([KCl]a=[KCl]b). En esta situación el flujo neto de iones K+ a través de la membrana sería cero y los electrodos insertados en cada compartimento no registrarán voltaje alguno a través de la membrana. Si en este momento se introduce una mayor concentración de KCl en el compartimiento a ([KCl]a>[KCl]b), se produce un flujo neto de iones K+ a favor del gradiente de concentración, es decir, desde el compartimiento de mayor concentración (a) al de menor (b). A medida que los iones K+ pasan al compartimiento b se origina una aumento de carga positiva en este último y se establece una diferencia de potencial eléctrico a través de la membrana. En ese instante dos fuerzas actúan sobre el K+. Por un

lado, el gradiente de concentración hace que los iones fluyan por difusión desde el compartimiento de mayor concentración (a) al de menor (b). Por otro lado, la acumulación de cargas positivas del compartimiento b produce una fuerza eléctrica de repulsión de iones K+ hacia el compartimiento a. Cuando la fuerza eléctrica que desplaza los iones de K+ hacia el compartimento a se iguala con la fuerza química que difunde los iones hacia el compartimento b, el flujo neto de K+ a través de la membrana es cero. En este preciso instante se dice que el K+ se encuentra en equilibrio electroquímico y la diferencia de potencial resultante se denomina potencial de equilibrio para el K+. El potencial de equilibrio para cualquier ión puede calcularse a partir de la ecuación formulada a finales del siglo XIX por el alemán Walter Nernst (Cuadro 7.1). La ecuación de Nernst tiene en cuenta la carga del ión, la temperatura y las concentraciones de los iones a ambos lados de la membrana. En la Tabla 7.1 se muestran los valores del potencial de equilibrio (en milivoltios) para los iones implicados en el potencial de reposo de una neurona.


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Cuadro 7.1. La ecuación de Nernst La ecuación de Nernst predice el valor del potencial de membrana correspondiente a la situación de equilibrio de cualquier especie iónica si la membrana fuese permeable sólo a ese ión. Cuando un ión se encuentra en la situación de equilibrio las fuerzas químicas y eléctricas que actúan sobre él son iguales y opuestas, por tanto, no existe un flujo neto del mismo a través de la membrana neuronal. La fórmula para determinar el potencial de equilibrio para un determinado ión es la siguiente: [x]e Ex= R·T ·1n [x]i Z·F donde, Ex = potencial de equilibrio iónico, R= constante de los gases T= temperatura absoluta (en grados Kelvin), z= valencia del ión, F= constante de Faraday, [x]e= concentración iónica externa, y [x]i= concentración iónica interna. Obsérvese cómo el potencial de equilibrio de un ión es directamente proporcional a la temperatura (T) e inversamente proporcional a la carga del ión (z). Dado que R y F son valores constantes, si tomamos la temperatura corporal como 37ºC, la ecuación de Nernst para los iones K+, Na+, Cl- y Ca2+ se simplifica de forma que sólo necesitamos conocer las concentraciones iónicas a cada lado de la membrana. EK = 61.54 mV log [K+]e / [K+]i ENa = 61.54 mV log [Na+]e / [Na+]i ECl = -61.54 mV log [Cl-]e / [Cl-]i

Figura 7.3. Establecimiento del equilibro electroquímico en una membrana de permeabilidad selectiva. A. Una membrana permeable sólo a los iones K+ separa dos compartimentos (a y b) con la misma concentración de KCl. B. Si se aumenta la concentración de KCl en el compartimento a, el gradiente químico promueve la difusión de iones K+ hacia el compartimento b. C. El aumento de cargas positivas en el compartimento b genera una fuerza eléctrica que se opone al gradiente de concentración, y finalmente se establece un equilibrio entre la fuerza química y la eléctrica que produce un flujo neto de iones igual a cero.

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Flujo de iones en situación de reposo Las membranas de las neuronas, gracias a sus canales pasivos, son permeables a los iones Na+, K+ y Cl-. Sin embargo, los grandes aniones orgánicos como los aminoácidos y las proteínas son incapaces de atravesar la membrana celular. A continuación se estudia cómo los potenciales eletroquímicos de los iones Na+, K+ y Clcontribuyen a mantener el potencial de reposo de la membrana neuronal.

embargo, como el valor del potencial de membrana en reposo es de aproximadamente –60 mV y el ión K+ tiene carga positiva, existe una fuerza eléctrica que empuja a los iones K+ hacia el interior celular. Como la fuerza ejercida por el gradiente químico es mayor que la ejercida por el potencial eléctrico, los iones K+ tienden a salir de la célula en la situación de reposo (Fig. 7.4).

En la situación de reposo, el potencial de membrana se encuentra muy cercano al potencial de equilibrio del ión Cl- (-60mV), por tanto, la fuerza química y la eléctrica están igualadas y el ión Cl- tiene un flujo neto cero (Tabla 7.1 y Fig 7.4).

En el caso del Na+ existe una fuerza química que empuja a los iones hacia el interior (la concentración de Na+ es mayor en el líquido extracelular que en el citoplasma) y una fuerza eléctrica que también lo arrastra hacia el interior celular (el potencial de reposo es de –60mV y el ión tiene carga positiva). Como resultado de estas dos fuerzas el Na+ fluye desde el exterior hacia el interior celular (Fig. 7.4).

En cambio, en una neurona en reposo existe un flujo neto de iones K+ hacia fuera de la célula como resultado del gradiente de concentración y de la diferencia de potencial a través de la membrana. El gradiente químico arrastra al K+ hacia el exterior de la célula ya que su concentración es mayor en el citoplasma que en el líquido extracelular (Tabla 7.1). Sin

El flujo de iones de K+ (hacia el exterior celular) y de Na+ (hacia el interior) modifica los gradientes electroquímicos de estos iones y, por tanto, el potencial de membrana en reposo. Para compensar esta situación y mantener estable el potencial de reposo, la célula dispone de bombas iónicas capaces de desplazar cargas en contra de gradiente.

Figura 7.4. Flujo de los iones K+, Na+ y Cl- a través de la membrana neuronal en situación de reposo.


Papel de la ATPasa Na+-K+ en el potencial de reposo El mantenimiento de los gradientes de concentración iónicos se debe a la actuación de la bomba de Na+-K+ dependiente de ATP también denominada ATPasa Na+K+. Esta bomba es una proteína de la membrana celular que desplaza a los iones Na+ y K+ en contra de sus respectivos gradientes de concentración con gasto de energía en forma de ATP. En la parte intracelular de esta proteína existen sitios de unión para el ATP y el Na+. Cuando se unen tres iones Na+ y una molécula de ATP (Fig. 7.5A) se produce la desfosforilación del ATP. La energía liberada por el ATP produce un cambio conformacional en la proteína, liberándose los iones Na+ al espacio extracelular (Fig. 7.5B). En este

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momento se unen a la proteína dos iones K+ del espacio extracelular (Fig. 7.5C) y se vuelve a producir un cambio conformacional que libera los iones de K+ al interior celular (Fig. 7.5D). Así, en cada uno de los ciclos, esta bomba introduce en la neurona dos iones K+ y saca tres iones Na+ en contra de gradiente, a la vez que hidroliza una molécula de ATP. Este flujo desigual de iones provoca una corriente iónica neta hacia fuera, motivo por el cual se dice que la bomba es electrógena. El flujo diferencial de carga hacia el exterior provocado por la ATPasa Na+ - K+ es el responsable de que la membrana neuronal esté algo más hiperpolarizada de lo que lo estaría si sólo participaran en el mantenimiento del potencial de reposo los mecanismos de difusión pasiva.

Figura 7.5. Bomba ATPasa Na+-K+. A. En la primera etapa del ciclo tres iones Na+ y una molécula de ATP se unen a la parte intracelular de la bomba. B. La hidrólisis de la molécula de ATP provoca un cambio conformacional que permite la liberación, en contra de gradiente, de los iones Na+ al exterior celular. C. A continuación, se unen dos iones K+ en la parte extracelular de la bomba. D. Un nuevo cambio de conformación en la proteína provoca la liberación, en contra de gradiente, de los iones K+ y del grupo fosfato volviendo la bomba al estado inicial.

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Contribución de los diferentes iones al potencial de membrana en reposo Como hemos visto anteriormente, el potencial de equilibrio para un ión es el potencial de membrana para el cual ese ión permanece en equilibrio si la membrana es permeable selectivamente a dicho ión. Sin embargo, hay que tener en cuenta que las neuronas no son permeables a un solo tipo de ión. Considérese una membrana que es impermeable a una determinada especie iónica. En esta situación el potencial de equilibrio del ión en cuestión no determina cambios en el potencial de membrana. De la misma forma, si una membrana es menos permeable para un ión A que para un ión B, el primero tendrá menos efecto sobre el potencial de membrana que el segundo. La permeabilidad de la membrana durante el potencial de reposo depende de la densidad de canales pasivos, de modo que a mayor número de canales pasivos para un determinado ión, más permeable será la membrana para el mismo. La conductancia (g), por otra parte, se refiere a la capacidad de la membrana para conducir la corriente eléctrica o el flujo real de iones a través de la membrana celular y se mide en siemens (S). La conductancia no sólo depende de la permeabilidad de la membrana sino también del gradiente de concentración de los iones. De hecho, si no existe un determinado gradiente de concentración, no se dará flujo de iones a través de los canales pasivos. En condiciones fisiológicas, la permeabilidad y la conductancia tienen el mismo valor. David E. Goldman elaboró la siguiente ecuación mediante la cual se puede calcular el potencial de membrana en función de la permeabilidad relativa y la concentración de cada especie iónica: Ecuación de Goldman Vm=

RT PK[K+]e +PNa[Na+]e +PCl[Cl-]i ln F PK[K+]i +PNa[Na+]i +PCl[Cl-]e

donde, Vm es el potencial de membrana, R la constante de los gases, T la temperatura (en grados Kelvin), F la constante de Faraday, Px la permeabilidad para el ión x, y [X]e y [X]i las concentraciones extracelular e intracelular del ión x. Según esta ecuación, cuanto mayor es la permeabilidad de la membrana y el gradiente de concentración para una especie iónica dada, más importancia tiene ésta en la determinación del potencial de membrana. Por tanto, la influencia de cada especie iónica en el potencial de membrana depende de su conductancia. Alan Hodgkin y Bernard Katz, aplicando sistemáticamente la ecuación de Goldman al estudio de los mecanismos iónicos de los potenciales de la membrana neuronal, comprobaron que el potencial de reposo depende fundamentalmente de los iones K+ ya que la permeabilidad relativa de la membrana neuronal en reposo es elevada para el K+, baja para el Na+ y nula para el Cl-. Tomando en consideración estos datos podemos analizar por qué motivo el potencial de membrana en reposo tiene un valor de aproximadamente –60 mV. Hay que tener en cuenta que el K+ es la especie iónica que más contribuye al potencial de membrana en reposo por lo que es normal que el valor del potencial de reposo esté cercano del potencial de equilibrio para este ión (-75 mV). Sin embargo, hay que considerar que el Na+, aunque en menor proporción, también contribuye al potencial de reposo por lo que el valor del potencial de membrana en reposo debe estar algo desplazado hacia el valor del potencial de equilibrio para el Na+ (+55 mV). Con respecto al Cl- se puede decir que su contribución es prácticamente nula ya que está casi en equilibrio electroquímico en la situación de reposo.


TRANSMISIÓN LOCAL DE SEÑALES No todos los cambios que se dan en el potencial de reposo provocan la apertura de los canales de membrana regulados por voltaje. Las variaciones del potencial de

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membrana que no provocan la apertura de este tipo de canales generan los denominados potenciales locales. Estos potenciales constituyen respuestas de la membrana neuronal que se producen por una estimulación subumbral y que se propagan, de forma decreciente, gracias a las propiedades eléctricas pasivas de

Cuadro 7.2. El circuito eléctrico equivalente de la membrana neuronal La membrana plasmática de una neurona puede representarse como un circuito eléctrico en el que existen una serie de resistencias, baterías y un condensador. Las resistencias representan los distintos canales iónicos que permiten el paso de una determinada corriente iónica, las baterías representan los gradientes de concentración existentes para las especies iónicas de interés y el condensador está representado por la propia membrana, ya que al ser impermeable para los iones es capaz de acumular una determinada separación de cargas. Este modelo es denominado circuito eléctrico equivalente. El hecho de que exista un número limitado de canales limitado hace que el paso de carga también sea limitado. En términos eléctricos la estructura que permite el paso de carga pero dificultándolo se denomina resistencia. Por este motivo en el circuito eléctrico equivalente los canales de Na+, K+ y Cl- pueden representarse como un conductor o resistencia conectada en serie a una batería. La batería en cuestión tiene una determinada fuerza electromotora que está determinada por el potencial de Nernst. Para que el circuito equivalente de la neurona sea más preciso hay que añadir un generador de corriente que está representado por la ATPasa Na+ - K+. Esta bomba compensa de forma activa el flujo de iones que existe en la situación de reposo puesto que introduce iones K+ y extrae iones Na+ en contra de gradiente. Se puede decir pues, que la ATPasa Na+ - K+ funciona como un generador de corriente debido a que mantiene el gradiente de concentración. Por último, para completar el circuito equivalente hay que representar la membrana neuronal como un condensador. El condensador tiene como propiedad la capacidad de acumular y separar cargas cuando existe una diferencia de potencial entre las superficies del mismo (la diferencia de potencial es proporcional a la carga almacenada). A esta capacidad para almacenar cargas se le denomina capacitancia y se mide en faradios (F).

Circuito eléctrico equivalente. C, capacitancia de membrana; E, potencial de equilibrio; g, conductancia iónica; I, intensidad de corriente.

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membrana (también denominadas propiedades de cable o electrotónicas). Estas propiedades se pueden interpretar teniendo en cuenta que la membrana actúa como un circuito resistencia-condensador (Cuadro 7.2). Las propiedades eléctricas pasivas de la membrana son importantes porque definen la respuesta única y característica de cada célula ante un determinado estímulo.

de cargas positivas, se da en unos valores de voltaje determinados, ya que la inyección de una corriente positiva de gran magnitud puede provocar una despolarización que supere un determinado umbral y dispare un potencial de acción. El grado de despolarización o hiperpolarización provocado por la inyección de cargas viene determinado por la ley de Ohm: ΔV=I·Ren

Propiedades eléctricas pasivas Las neuronas tienen tres propiedades eléctricas pasivas que son fundamentales en la transmisión local de señales: la resistencia de la membrana en reposo, la capacitancia de la membrana y la resistencia axial intracelular a lo largo de los axones y las dendritas. Estas propiedades determinan la amplitud y la duración del cambio en el potencial de membrana provocado por la estimulación y, además, influyen en la velocidad de conducción del impulso nervioso a través del axón. Resistencia de la membrana La resistencia de la membrana neuronal determina el grado de despolarización e hiperpolarización de la célula en respuesta a una entrada de corriente estable. Así, la inyección de cargas negativas en el soma de una neurona produce un aumento en la diferencia de voltaje a través de la membrana, haciendo más negativo el interior celular (Fig. 7.6). Existe, por tanto, una relación lineal entre la cantidad de cargas introducidas y la hiperpolarización de la membrana. Esta relación entre la corriente inyectada y el voltaje define la resistencia de entrada en la neurona. Del mismo modo, existe una relación entre las cargas positivas inyectadas y la despolarización de la membrana (Fig 7.6). Sin embargo, como veremos en el apartado siguiente, esta respuesta puramente resistiva a la entrada

donde ΔV representa el incremento de voltaje, I la intensidad de corriente y Ren la resistencia de entrada. La resistencia de entrada a la corriente depende del número de canales pasivos por unidad de área de membrana y del tamaño de la célula. Por ello, las neuronas pueden presentar una resistencia de entrada diferente y responder diferencialmente a un mismo estímulo. Para comparar las propiedades de la membrana de neuronas diferentes se utiliza la resistencia de una unidad de área de membrana o resistencia específica de membrana (Rm). La resistencia específica de membrana se mide en Ω.cm2 y depende tanto del número de canales por centímetro cuadrado de membrana como de la conductancia de la misma. Para conocer la resistencia total de entrada de corriente en la célula (Ren), la resistencia específica de membrana (Rm) debe ser dividida por el área de la membrana celular: R Ren= m 4πr2 Capacitancia de la membrana La magnitud de los cambios de voltaje en respuesta a una corriente se ajustan al funcionamiento de una resistencia pero la duración de los cambios no. En este sentido, los cambios de voltaje de la célula ocurren de forma más lenta que el cambio


gradual de corriente (Fig. 7.7). Esta propiedad eléctrica pasiva es una consecuencia de la capacitancia de la membrana. Es decir, el hecho de que la membrana neuronal sea capaz de separar una determinada cantidad de cargas y actúe como un condensador hace que el cambio de voltaje sea más lento que el cambio de corriente. El voltaje a través de un condensador es proporcional a la carga almacenada, así pues: V=

Q C

donde Q es la carga en culombios (C) y C la capacitancia en faradios (F). Para modificar el voltaje que existe a través de un condensador hay que añadir o retirar carga: ΔV=

ΔQ C

Como el cambio de carga (ΔQ) es el resultado del flujo de corriente a través del condensador (Ic ) y teniendo en cuenta que la corriente es el flujo de carga por unidad de tiempo (Ic=ΔQ/Δt) se puede definir el cambio de voltaje a través del condensador como: ΔV= Ic

Δt C

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Por tanto, se puede afirmar que el cambio de voltaje a través de la membrana depende de la duración de la corriente ya que es necesario un determinado periodo de tiempo para que la carga se deposite y elimine a ambos lados de la membrana. La capacitancia depende del área del condensador, del medio de aislamiento y de la distancia entre las placas del condensador. Dada las características similares de todas las membranas celulares, la capacitancia de entrada específica para las neuronas (Cm) tiene el mismo valor aproximado para todas las neuronas y es del orden de 1 μF/cm2 de membrana. La capacitancia de entrada total se calcula multiplicando la capacitancia específica de entrada por el área total de la célula. Para una neurona esférica la capacitancia de entrada total (Cen) se calcula según la ecuación: Cen= Cm(4πr2) Si se representan las propiedades eléctricas de la neurona en un circuito eléctrico equivalente, la resistencia (canales iónicos) y el condensador de la neurona (membrana celular) se encuentran en paralelo debido a que la corriente puede cruzar la membrana neuronal tanto por las resisten-

Figura 7.6. Relación entre la amplitud de la corriente inyectada y los cambios producidos en el potencial de membrana. El aumento de la amplitud de los pulsos de corriente positivos y negativos provoca cambios proporcionales y simétricos en el potencial de membrana.

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cias como por el condensador (véase Cuadro 7.2). La corriente que cruza la membrana a través de las resistencias (canales iónicos) recibe el nombre de corriente de membrana iónica (Ii). La corriente transportada a través del condensador y que cambia la carga neta almacenada en la membrana recibe el nombre de corriente de membrana capacitativa (Ic). Se puede definir la corriente total (Im) que cruza la membrana como la suma de la corriente iónica (Ii) y la corriente capacitativa de membrana (Ic): Im = Ii+Ic Como la membrana tiene propiedades de resistencia y capacitancia, la representación del cambio del potencial de membrana en el tiempo muestra una combinación de una respuesta que es puramente resistiva y una respuesta puramente capacitativa. El cambio del voltaje a través de membrana en el tiempo puede definirse con la

Figura 7.7. La capacitancia de la membrana determina un cambio en el potencial de membrana más lento que el cambio de corriente. La figura de arriba muestra los componentes iónico (Ii) y capacitativo (Ic) de la corriente total de membrana (Im). El gráfico inferior muestra el cambio del potencial de membrana en respuesta a un pulso de corriente. El tiempo transcurrido hasta alcanzarse el 63% del cambio total en el voltaje se conoce como constante de tiempo de la membrana (τ).

siguiente ecuación: ΔV(t)= Im·Ren (1-e-t/τ) donde τ representa la constante de tiempo de la membrana y se define como el tiempo necesario para modificar el potencial de membrana el 63% de su valor final (Fig. 7.7). La constante de tiempo se calcula mediante el producto de la resistencia a la entrada de corriente por la capacitancia de membrana: τ= Ren·Cen Resistencia axial de las dendritas y los axones Hasta aquí sólo se han tenido en cuenta los efectos de las propiedades pasivas de membrana en el soma neuronal, sin embargo, también hay que considerar los efectos que tienen estas propiedades en la transmisión de señales a lo largo de las dendritas y axones. Cuando una estimulación subumbral provoca un potencial local en una dendrita o un axón, esta señal viaja de forma decreciente, es decir, la amplitud del potencial disminuye con la distancia recorrida y con el tiempo (Fig. 7.8). Este fenómeno se debe a que el citoplasma de las dendritas ofrece una resistencia al flujo longitudinal de corriente debido a su pequeña sección y a las colisiones que en su camino sufren los iones con otras moléculas. Por tanto, cuanto mayor sea la distancia a recorrer mayor será la resistencia ya que los iones colisionarán con más moléculas. Por el contrario, cuanto mayor sea el diámetro del citoplasma de una prolongación neuronal (Fig 7.8), menor será la resistencia que encontrarán los iones, debido al aumento de transportadores de cargas (canales pasivos). La resistencia axial (ra) del citoplasma dependerá por tanto, de la resistencia específica del citoplasma (ρ) medida en Ω·cm y de la sección transversal de la dendrita de radio r. ρ ra= πr2


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de la membrana de la prolongación (rm) y cuanto mejor sean las propiedades conductoras del citoplasma (es decir, cuanto más baja sea ra), mayor será la constante de longitud de la dendrita y por tanto, la corriente será capaz de propagarse a distancias más largas (Fig 7.8).

EL POTENCIAL DE ACCIÓN Figura 7.8. El voltaje que se propaga por una prolongación neuronal decae exponencialmente con la distancia recorrida. Obsérvese que las ramas neuronales de más diámetro presentan una constante de espacio (λ) mayor.

En resumen, se puede afirmar que como consecuencia de la resistencia ofrecida por el citoplasma celular, el cambio de voltaje disminuye exponencialmente con la distancia. Esta reducción puede expresarse mediante la siguiente ecuación: ΔV(x)= ΔV0·e-x/λ donde ΔV(x) es el cambio en el potencial de membrana producido por la corriente a través de la región de la membrana en la posición x, λ representa la constante de espacio de la membrana, x la distancia y ΔV0 el cambio del potencial de membrana producido por el flujo de corriente en el lugar de la inyección. La constante de espacio (λ) se define como la distancia desde el lugar de entrada de la corriente hasta el lugar en el que el cambio de potencial ha disminuido hasta el 37% de su valor inicial. La constante de espacio se calcula a partir de la resistencia de membrana (rm, en unidades de Ω.cm) y la resistencia axial por unidad de longitud de la dendrita (ra, en unidades de Ω/cm). λ=

rm ra

Por tanto, cuanto mayor sea la resistencia

Las neuronas poseen dos polos perfectamente diferenciados: el polo receptor y el polo efector. El polo receptor recibe y procesa información que proviene de otras neuronas y está constituido por el árbol dendrítico y el soma celular. Este polo culmina en el segmento inicial del axón o cono axónico, que se caracteriza por presentar una alta concentración de canales iónicos regulados por voltaje. El cono axónico es la zona responsable de la integración final de todas las señales eléctricas que recibe la neurona. Por otro lado, el axón y sus botones terminales constituyen el polo efector y transmiten la información procedente del soma celular a otras poblaciones neuronales. La distancia existente entre el polo receptor y el polo efector en las diferentes neuronas del sistema nervioso es muy variable. En función de esta distancia, la propagación de la información neuronal se lleva a cabo de un modo u otro. Si la distancia es pequeña (menor de 1 mm), los potenciales locales son suficientes para la transmisión de la información. En cambio, en la transmisión de señales a larga distancia entra en juego el potencial de acción, una señal eléctrica activa cuya amplitud no decrece en su viaje a lo largo del axón.

Corrientes iónicas en el potencial de acción El potencial de reposo de una célula

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Figura 7.9. Dispositivo usado por Hodgkin y Huxley para el registro del potencial de acción en el axón gigante del calamar.

nerviosa puede ser modificado por determinados acontecimientos. Si los cambios son de pequeña amplitud, se generan los denominados potenciales locales, cuya propagación depende de las propiedades electrotónicas o pasivas de la membrana. En cambio, si ocurre una despolarización tal que se supere un determinado valor

Figura 7.10. Experimento de fijación de voltaje para separar en el curso temporal las corriente de entrada y la de salida. La gráfica superior muestra la fijación del potencial de membrana mediante la aplicación de un pulso despolarizador. La gráfica inferior muestra la corriente total (Itotal) registrada en agua de mar normal. El registro de la corriente a través de la membrana en agua de mar con una baja concentración de Na+ muestra que la corriente tardía se debe a la salida de iones K+ (IK+). La diferencia entre la corriente total y la corriente de potasio indica el curso temporal de la corriente temprana de sodio (INa+). Modificado de Hodgkin y Huxley (1952).

umbral se genera un potencial de acción, fenómeno en el que participan los canales iónicos regulados por voltaje o canales activos. Por este motivo estas respuestas son conocidas como respuestas activas de la membrana. Los primeros estudios sobre la excitabilidad de la membrana neuronal se llevaron a cabo en el calamar Loligo. Este animal presenta un par de ganglios nerviosos estrellados, de cada uno de los cuales parte un nervio de un tamaño considerable, denominado axón gigante del calamar y que constituye un buen modelo para el estudio del potencial de acción. Usando este modelo, Hodgkin y Huxley demostraron en 1939 que el paso del potencial de acción por el axón gigante era concomitante con un aumento en la conductancia iónica de la membrana. Este resultado mostraba por primera vez que el potencial de acción estaba determinado por cambios en el flujo de los iones a través de los canales de la membrana. Además, pusieron de manifiesto que durante el potencial de acción el valor del potencial de membrana no sólo alcanza el cero sino que incluso se vuelve positivo (Fig. 7.9). Años más tarde, Hodgkin y Katz demostraron que la amplitud del potencial de acción disminuye cuando se elimina el Na+ extracelular o se sustituye por un catión incapaz de atravesar la membrana, por ejemplo la colina. Estos datos llevaron a la formulación de la hipótesis del sodio


que sugiere que la gran despolarización que se produce en la neurona durante un potencial de acción se debe al flujo masivo de iones de Na+ desde el espacio extracelular al espacio citoplasmático, es decir, se debe a un aumento en la conductancia de la membrana para los iones Na+. Hodgkin y Huxley identificaron, en el axón gigante del calamar, los mecanismos iónicos que subyacen al potencial de acción empleando la técnica de fijación de voltaje (Cuadro 7.3). Esta técnica permite medir los cambios en la conductancia para distintos iones sin afectar al potencial de membrana, que se encuentra fijo en un valor determinado. Esta estabilidad en el

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potencial de membrana se consigue aplicando, mediante un electrodo conectado a un generador, una corriente igual y opuesta a la que circula por los canales de membrana sensibles al voltaje. Como resultado de estos experimentos, Hodgkin y Huxley propusieron que durante el potencial de acción se pueden distinguir a través de la membrana una corriente iónica temprana de entrada y una corriente iónica tardía de salida (Fig. 7.10). Sin embargo, el hecho de que las corrientes de entrada y salida se solapen en el tiempo hace difícil determinar sus características. Para separar ambas corrientes iónicas pueden utilizarse agentes químicos que bloquean selectivamente los canales iónicos de Na+

Cuadro 7.3. La técnica de fijación de voltaje La técnica de fijación de voltaje (voltage clamp) fue desarrollada a mediados del siglo pasado por Kenneth Cole y utilizada años más tarde, por Alan Hodgkin y Andrew Huxley, para realizar una serie de experimentos que tuvieron como resultado la descripción de los mecanismos iónicos responsables del potencial de acción. Básicamente, la técnica consiste en introducir un par de electrodos en el axón de modo que uno de ellos registre la diferencia de potencial a través de la membrana y el otro inyecte corriente. Estos dos electrodos están conectados con un circuito que compara el voltaje de membrana con el deseado por el experimentador. De este modo, siempre que estos dos valores difieran, se pone en marcha un circuito de retroalimentación que provocará la inyección de corriente en el axón de la célula hasta el momento en el que el valor del potencial de membrana y el marcado por el experimentador coincidan. Este ciclo continuo de medida e inyección de corriente tiene como resultado la fijación del potencial de membrana en un valor estable en el tiempo definido por el experimentador. En todo este proceso, los canales iónicos activos de la membrana se abren y cierran dependiendo del voltaje fijado. La corriente eléctrica que fluye a través de los canales es contrarrestada por la inyectada mediante el electrodo de corriente. De esta forma es posible conocer la corriente iónica que fluye a través de la membrana en cada instante. Mediante esta técnica es posible evaluar la dependencia del voltaje de las distintas corrientes iónicas, la cinética y el curso temporal de las mismas.

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aplicación de un agente que bloquea los canales de K+ dependientes de voltaje, el tetraetilamonio (TEA), permite inferir que la corriente tardía es debida a la salida de iones K+. Por tanto, aunque ambos tipos de canales se abren ante un estímulo despolarizante, difieren en su velocidad de apertura y su respuesta a la despolarización prolongada.

Fases del potencial de acción Durante el desarrollo de un potencial de acción se pueden distinguir cuatro fases que se asocian a determinadas corrientes iónicas. Estas fases son: descarga del condensador, despolarización, repolarización y posthiperpolarización (Fig. 7.12). Fase de descarga del condensador

Figura 7.11. Separación de las corrientes iónicas que participan en el potencial de acción mediante el bloqueo selectivo de canales regulados por voltaje. A. Flujo de corriente iónica a través de la membrana celular ante diferentes niveles de fijación de voltaje en ausencia de fármacos. B. Corriente de K+ tregistrada tras el bloqueo de los canales de Na+ dependientes de voltaje mediante el empleo de tetrodotoxina (TTX). C. Corriente de Na+ observada tras la aplicación de tetraetilamonio (TEA), agente que bloquea selectivamente los canales de K+ dependientes de voltaje y suprime la corriente tardía de salida de iones K+. Modificado de Hille (1977).

o de K+ regulados por voltaje (Fig. 7.11). En este sentido, se ha observado que la aplicación de tetrodotoxina (TTX) al medio extracelular suprime la corriente de entrada temprana que se da en el potencial de acción. Dado que la tetrodotoxina es un agente que bloquea los canales de Na+ dependientes de voltaje, se puede inferir que el flujo de corriente inicial en el potencial de acción se debe a la entrada de iones de Na+. Asimismo, el efecto de la

Como se ha expuesto anteriormente, la membrana neuronal actúa como un condensador que separa cargas eléctricas. En el inicio de un potencial de acción, concretamente en el instante que antecede a la apertura de los canales de Na+ dependientes de voltaje, tiene lugar en la membrana neuronal un desplazamiento lateral de carga a través de circuitos locales. Este movimiento local de cargas provoca una descarga del condensador debida a una corriente de salida, denominada corriente capacitativa. Esta corriente puede tener diferentes orígenes (propagación de un potencial de acción, origen sináptico o experimental, por ejemplo la inyección de pulsos de corriente). Tras la descarga del condensador, siempre que se alcance un umbral determinado, denominado umbral de excitación, se produce el disparo del potencial de acción. Fase de despolarización Una vez alcanzado el umbral de excitación se inicia la fase de despolarización. La superación del umbral de excitación


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Figura 7.12. Fases del potencial de acción. En la gráfica superior se muestra el voltaje de membrana durante un potencial de acción. La gráfica inferior representa los cambios de conductancia para el Na+ (gNa+) y el K+ (gK+). La comparación de ambas gráficas permite asociar a cada fase del potencial de acción una corriente iónica determinada. a, fase de descarga del condensador; b, fase de despolarización; c, fase de repolarización; d, fase de posthiperpolarización; EK+ , ENa+ potencial de equilibrio del potasio y el sodio, respectivamente. Modificado de Hodgkin y Huxley (1952).

provoca la apertura de los canales de Na+ regulados por voltaje, produciéndose una entrada masiva de Na+ en el interior celular y, por tanto, el incremento de la despolarización. Así pues, la fase de despolarización se caracteriza por la existencia de una corriente de entrada de iones Na+. En el momento que los canales de sodio se abren, se inicia un ciclo de retroalimentación positiva que se conoce con el nombre de Ciclo de Hodgkin (Fig. 7.13). Este bucle funciona de tal manera que llega incluso a hacer electropositiva la cara interna de la membrana. Alcanzado un determinado

momento, el ciclo de Hodgkin deja de funcionar debido a los siguientes motivos: • Inactivación de los canales de Na+ regulados por voltaje. Este tipo de canales se caracterizan por inactivarse una vez transcurrido un breve periodo de tiempo desde su apertura, independientemente de que la célula siga despolarizada (Cuadro 7.4). • Caída de la fuerza eléctrica que arrastra a los iones Na+ hacia el interior. A medida que el Na+ entra en el interior de la célula, el potencial de membrana tiende a igualarse al potencial de equilibrio del Na+.

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acerca al valor del potencial de equilibrio para el K+.

Características funcionales del potencial de acción

Figura 7.13. Ciclo de Hodgkin. El ciclo comienza con una despolarización de la membrana. Una vez superado el umbral, los canales de Na+ regulados por voltaje se abren, iniciándose un ciclo de retroalimentación positiva responsable de la fase de ascenso del potencial de acción. La línea discontinua indica el lugar en el que el ciclo puede ser interrumpido.

• Apertura de los canales de K+ regulados por voltaje. Pasado un cierto periodo de tiempo desde la despolarización inicial, los canales K+ regulados por voltaje se abren permitiendo la salida de iones K+ hacia el exterior celular. Fase de repolarización La apertura de los canales de K+ regulados por voltaje permite que se genere una corriente de salida de iones K+ . Este hecho, junto con el cierre de los canales de Na+, hace que se produzca la repolarización de la célula y que la membrana se vuelva de nuevo electronegativa. Fase de posthiperpolarización La fase de posthiperpolarización se caracteriza porque el potencial de membrana alcanza un valor más negativo que el del potencial de reposo. Esto se debe al retraso con el que los canales de K+ se cierran, lo que genera una pequeña corriente de escape de iones K+. Durante esta fase, la permeabilidad de la membrana al K+ es mayor que durante el estado de reposo, por lo que el potencial de membrana se

El potencial de acción posee una serie de propiedades que lo caracterizan y que deben ser conocidas para comprender el fenómeno completamente. • El potencial de acción es un proceso todo o nada puesto que una vez superado el valor umbral de despolarización, el fenómeno iniciado no puede ser detenido. • Tras un potencial de acción existe un periodo de excitabilidad reducida en el que la probabilidad de que se vuelva a originar un nuevo potencial de acción es mínima. Este intervalo de tiempo es denominado periodo refractario y se divide en dos: absoluto y relativo. Se denomina periodo refractario absoluto al intervalo temporal en el que es imposible que la neurona genere un nuevo potencial de acción, independientemente de la estimulación. Este periodo comprende desde el momento en que se origina el potencial de acción hasta aproximadamente un tercio de la fase de repolarización y es una consecuencia directa de la inactivación de los canales de Na+ (Cuadro 7.4). Periodo refractario relativo es aquél en el que la generación de un potencial de acción requiere un estímulo de mayor magnitud de lo normal, puesto que la célula se encuentra ligeramente hiperpolarizada. Dentro de este periodo se puede distinguir un periodo refractario relativo de excitabilidad supranormal y un periodo refractario relativo de excitabilidad infranormal, en base a la facilidad con la que es posible inducir un nuevo potencial de acción. • El potencial de acción viaja por el axón


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Cuadro 7.4. El canal de Na+ regulado por voltaje Los canales de Na+ y K+ sensibles al voltaje descritos por Hodgkin y Huxley en el axón gigante del calamar también han sido identificados en las neuronas de la mayoría de las especies estudiadas. En concreto, la estructura y el funcionamiento del canal de Na+ regulado por voltaje son bastante conocidas. Este canal está formado por una glicoproteína de membrana que debido al diámetro de su poro es altamente selectiva para el ión Na+. La peculiaridad de este canal consiste en que puede encontrarse en tres estados diferentes que determinan que el canal se encuentre cerrado, abierto o inactivo (A, B y C, respectivamente). El canal de Na+ regulado por voltaje posee dos compuertas denominadas compuerta m (de activación) y compuerta h (de inactivación). Cuando el potencial de membrana tiene un valor de aproximadamente -60mV, el canal se encuentra cerrado debido a que la compuerta m está cerrada. Al despolarizarse la membrana, el canal de sodio se abre puesto que la variación en el voltaje provoca un cambio estructural en el canal que tiene como consecuencia la apertura de la compuerta m. Si se mantiene la despolarización y transcurrido un cierto periodo de tiempo la compuerta h o de inactivación se cierra por lo que el canal pasa a un estado de inactivación, en el que la célula deja de ser excitable. Por último, cuando la membrana se repolariza se vuelve a producir un cambio estructural en el canal que tiene como consecuencia el cierre de la compuerta m y la apertura de la compuerta h, volviéndose así a la situación original.

sin decrecer. A diferencia de lo que ocurre con los potenciales locales o electrotónicos, el potencial de acción se regenera cada vez que se alcanza el umbral de excitación en el segmento de membrana situado por delante del punto de ocurrencia de la señal (Cuadro 7.5). Esta propagación es unidireccional, ya que el potencial de acción no puede regresar a

una zona anterior porque ésta se encuentra en periodo refractario debido a la inactivación de los canales de sodio. • En el potencial de acción se producen cambios en la conductancia iónica pero, a diferencia de lo que ocurre con los potenciales locales, los canales implicados en la generación del potencial de

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acción son canales de Na+ y K+ regulados por voltaje, y por tanto, canales activos. • El potencial de acción se produce de forma asimétrica ya que para que se origine es necesaria una despolarización de la membrana, pero no una hiperpolarización.

• El potencial de acción no supone gasto de energía para la célula. De hecho, el flujo de iones que se produce a través de los canales regulados por voltaje es siempre a favor del gradiente electroquímico.

Cuadro 7.5. La propagación del potencial de acción La presión evolutiva ha modelado diferentes mecanismos de propagación del potencial de acción en los organismos dotados de sistema nervioso. El mecanismo más básico de propagación del impulso nervioso se denomina conducción continua puesto que, durante todo el proceso, los canales de sodio dependientes de voltaje de la membrana axonal se abren y se cierran de forma continua, transmitiendo el impulso nervioso. Ante una despolarización inicial, la entrada de cationes hacia el interior celular y su difusión por el citoplasma inicia una cadena de despolarizaciones que, debido a los periodos refractarios de la membrana recién despolarizada, se transmitirá de forma unidireccional a lo largo de todo el axón. Las propiedades pasivas inherentes a la membrana suponen una limitación de la velocidad con que se propaga el potencial de acción. Por ello, durante el transcurso de la evolución, se han ido desarrollando diversas estrategias que han permitido optimizar la velocidad de la transmisión nerviosa. Una de estas estrategias consiste en incrementar el diámetro del axón, circunstancia que reduce considerablemente la resistencia al flujo de carga. En ese sentido, se puede afirmar que a mayor diámetro de axón, mayor velocidad de conducción. Sin embargo, esta forma de incrementar la velocidad de propagación presenta un grave inconveniente ya que requiere células de gran tamaño y un elevado coste energético. Sin embargo, la verdadera innovación evolutiva para incrementar la velocidad de conducción tuvo lugar paralela al desarrollo de los vertebrados. Básicamente, la estrategia consistió en aislar mediante una sustancia lipídica denominada mielina ciertas regiones del axón. Esta sustancia recubre a intervalos regulares determinadas proyecciones axónicas de los representantes de este grupo zoológico y deja zonas libres de bandas mielínicas, denominadas nódulos de Ranvier, que concentran un gran número de canales iónicos dependientes de voltaje. Cuando se genera un potencial de acción en un axón mielinizado, éste salta de nódulo a nódulo, motivo por el cual, a este tipo de propagación se le denomina conducción saltatoria. Este tipo de conducción, dependiente de la conducción electrotónica en las porciones del axón aisladas con mielina, incrementa notablemente la velocidad de propagación del potencial de acción y constituye una de las estrategias más avanzadas de la propagación del potencial de acción.


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El capítulo 7 del CD-ROM presenta animaciones y pantallas interactivas para el aprendizaje de los procesos electrofisiológicos básicos de la membrana neuronal. Se describen los tipos de canales de la membrana, el equilibrio electroquímico, la Ecuación de Nernst, el potencial de reposo, el funcionamiento de la bomba sodio-potasio, el circuito eléctrico equivalente de la membrana neuronal, y los mecanismos de generación y propagación del potencial de acción. El capítulo se complementa con un simulador neuronal que permite manipular las propiedades de la membrana y los parámetros del estímulo, para facilitar la comprensión y el aprendizaje de los procesos electrofisiológicos de la membrana neuronal.

Lecturas recomendadas Bear, M.F., Connors, B.W., y Paradiso, M.A. (1998). Neurociencia. Explorando el cerebro. Masson-Williams and Wilkins. Madrid. pp. 46-90. Carlson, N.R. (2002). Fisiología de la conducta. Ariel Neurociencia. Barcelona. pp. 39-81. Eckert, R., Randall, D., Burggren, W. French, K. y Rusell, R. (2002). Fisiología animal: Mecanismos y adaptaciones. Mc Graw-Hill. Madrid. pp. 101-133. Hodgkin, A.L. y Huxley A.F. (1952). A quantitative description of membrane current and its application to conduction and excitation in nerve. Journal of Physiology, (London) 117: 500-544 Kandel, E.R., Schwartz, J.H. y Jessell, T.M. (2001). Principios de Neurociencia. Mc Graw-Hill. Madrid. pp. 125-170.

8 Transmisión sináptica

El término sinapsis fue utilizado por primera vez a principios del siglo XX por Charles Sherrington para definir la zona especializada de contacto entre neuronas en la que se produce la transmisión de información nerviosa. Teniendo en cuenta que una neurona de tamaño medio establece unas 1000 conexiones sinápticas y que un cerebro humano contiene 1011 neuronas, es fácil advertir que nuestro cerebro contiene miles de millones de sinapsis. A pesar de lo elevado de la cifra, la evolución ha determinado dos mecanismos básicos para sustentar el perfecto funcionamiento de semejante red de comunicaciones: las sinapsis eléctricas y las sinapsis químicas. En las sinapsis eléctricas la corriente iónica se transmite directamente de una célula a otra a través de uniones celulares intercomunicantes. En cambio, en las sinapsis químicas la comu-

nicación entre las neuronas se lleva a cabo por la liberación al espacio o hendidura sináptica de neurotransmisores o sustancias químicas que actúan sobre los receptores de la neurona postsináptica. En este capítulo se estudian los mecanismos básicos que subyacen a la sinapsis química y eléctrica, los tipos de receptores que controlan la apertura de los canales iónicos de la neurona postsináptica y los procesos de integración sináptica de las distintas señales que recibe una neurona. El conocimiento de los procesos implicados en la transmisión sináptica resulta de vital importancia para la comprensión de los mecanismos de acción de los psicofármacos y las drogas, los trastornos mentales, las bases neurales del aprendizaje y la memoria y, en definitiva, para la comprensión de todas las funciones del sistema nervioso.

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POTENCIALES SINÁPTICOS Las sinapsis son uniones especializadas entre los botones terminales de un axón y la membrana de otra neurona. En una sinapsis, se denomina membrana presináptica al segmento de membrana localizado al final del botón terminal y situado frente a la membrana de la neurona receptora (membrana postsináptica). Al espacio existente entre ambas membranas se le denomina espacio sináptico o hendidura sináptica. Durante la transmisión de información entre dos neuronas, la activación del componente presináptico induce un cambio en el potencial de membrana de la célula postsináptica. En función de que el cambio en el potencial de membrana tienda a acercarse o alejarse del umbral para generar un potencial de acción se habla de potencial postsináptico excitador o inhibidor. Si el cambio en el potencial de membrana es una despolarización, aumenta la probabilidad de que se produzca un potencial de acción por lo que este cambio se conoce como potencial postsináptico excitador (PPSE). Por el contrario, cuando en la célula postsináptica se produce una hiperpolarización disminuye la probabilidad de que se produzca un potencial de acción y este cambio de voltaje se denomina potencial postsináptico inhibidor (PPSI).

TIPOS DE SINAPSIS Las sinapsis se pueden clasificar en eléctricas y químicas, en base a sus características estructurales y funcionales (Tabla 8.1). La mayoría de las sinapsis existentes en los vertebrados y las más estudiadas, son de tipo químico, es decir, requieren de una sustancia química que medie en la transmisión sináptica. Sin embargo, en invertebrados y en determinadas estructuras del sistema nervioso de los vertebrados existen sinapsis eléctricas. Concretamente, este tipo de sinapsis es común tanto en circuitos que requieren la acción sincronizada de sus neuronas como en circuitos implicados en respuestas cuyo retraso debe ser mínimo.

Sinapsis eléctricas En las sinapsis de tipo eléctrico las membranas de las células pre y postsinápticas están separadas por un espacio muy estrecho y sus citoplasmas se comunican a través de canales especializados que dejan pasar los iones de una célula a otra. Estos canales reciben el nombre de uniones celulares intercomunicantes o uniones tipo GAP. En las regiones de las neuronas donde se dan estas uniones se produce un aplanado de las membranas

Tabla 8.1. Características de las sinapsis eléctricas y químicas.

Transmisión sináptica

presináptica y postsináptica que recibe el nombre de unión hendida (Fig 8.1A). Un canal tipo GAP está formado por dos componentes simétricos denominados conexones, que se sitúan respectivamente en las membranas pre y postsináptica. Los conexones quedan enfrentados de tal forma que constituyen un poro o canal de baja resistencia y, por tanto, de alta conductancia, a través del cual las cargas eléctricas pueden fluir libremente (Fig. 8.1B y C). La aplicación de un pulso de corriente positiva en la célula presináptica produce una despolarización en la célula pre y postsináptica. Si bien una parte de la corriente inyectada en la célula presináptica escapa a través de los canales de reposo de la membrana, otra parte de la corriente fluye a la célula postsináptica despolarizándola (Fig. 8.1A). Si la despolarización supera el umbral de excitación se produce un potencial de acción en la célula postsináptica. Entre los rasgos característicos de este tipo de sinapsis destacan la bidireccionalidad de la transmisión y la relación directa que existe entre el potencial postsináptico y el cambio en el potencial de la membrana

187 presináptica. En este sentido, y a diferencia de lo que ocurre en las sinapsis químicas, la despolarización de la célula presináptica, incluso cuando no supera el umbral del potencial de acción, provoca un cambio en el voltaje de la célula postsináptica. Una última característica de la sinapsis eléctrica es la rapidez de la transmisión. De hecho, la corriente puede fluir desde la célula presináptica a la postsináptica prácticamente sin demora.

Sinapsis químicas La sinapsis química se diferencia morfológicamente de la sinapsis eléctrica por la inexistencia de continuidad entre el citoplasma de la neurona presináptica y la postsináptica. Es más, en este tipo de sinapsis el espacio o hendidura sináptica es mayor que en los lugares adyacentes no implicados en la sinapsis. Otra característica diferencial de la sinapsis química es la existencia de un retraso en el potencial postsináptico. Este aumento en la latencia

Figura 8.1. Sinapsis eléctrica. A. Un pulso de corriente en la neurona presináptica provoca un cambio de potencial de membrana en las células pre y postsináptica. B. Las uniones hendidas están constituidas por poros o canales que comunican directamente los citoplasmas de las dos células. C. Cada unión celular intercomunicante está formada por dos componentes simétricos denominados conexones.

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se debe a que este tipo de sinapsis implica la transducción de la señal eléctrica en una señal química (Fig. 8.2 y Tabla 8.1). Así, la sinapsis química se inicia con la llegada de un potencial de acción al terminal axónico presináptico. Esta señal eléctrica determina la liberación de un mensajero químico denominado neurotransmisor al espacio sináptico (véase Cuadro 8.1). A continuación, el neurotransmisor se une a los receptores específicos que se encuentran en la membrana postsinápica denominados receptores postsinápticos. La unión del neurotransmisor a este receptor induce una modificación en los canales iónicos, alterando la conductancia y el potencial de membrana de la neurona postsináptica. De esta manera se genera un potencial postsináptico. A diferencia de lo que ocurre en la sinapsis eléctrica, en la sinapsis química una despolarización en la neurona presináptica que supera el umbral de excitación (potencial de acción) puede provocar en la célula postsináptica una despolarización (PPSE) o una hiperpolarización (PPSI), dependiendo del tipo de receptor postsináptico al que se une el neurotransmisor. Cuando el cambio en el potencial de membrana de la neurona postsináptica sea una despolarización que supere su umbral de disparo se generará un potencial de acción.

indirecta por los receptores postsinápticos. Los receptores que actúan directamente sobre los canales iónicos son denominados receptores ionotrópicos y los que provocan la apertura del canal indirectamente se denominan receptores metabotrópicos.

TIPOS DE RECEPTORES POSTSINÁPTICOS Los receptores postsináticos tienen dos características en común: son proteínas transmembrana en cuyo extremo extracelular se encuentra el lugar de reconocimiento y unión al neurotransmisor e influyen en la conductancia de la membrana postsináptica, abriendo o cerrando los canales iónicos. La apertura o cierre de los canales iónicos puede estar controlada de forma directa o

Figura 8.2. Principales acontecimientos en las sinapsis químicas.


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Cuadro 8.1. Naturaleza cuántica de las sinapsis químicas En las sinapsis químicas, el neurotransmisor se encuentra almacenado en vesículas localizadas en el terminal presináptico. La llegada del potencial de acción origina la entrada de iones de Ca2+ hacia dicho terminal, provocando la movilización de las vesículas sinápticas y la consiguiente liberación de su contenido al espacio sináptico. El contenido de una vesícula sináptica es de aproximadamente 50.000 moléculas de neurotransmisor, y es la cantidad mínima de neurotransmisor que puede ser liberada al espacio sináptico. A esta cantidad se le denomina cuanto. El número de cuantos liberados a la hendidura sináptica viene determinado por la concentración de Ca2+ presente en el terminal presináptico. Cuando el incremento de la concentración de Ca2+ que tiene lugar durante un potencial de acción moviliza a más de una vesícula sináptica, la cantidad de neurotransmisores liberados en la hendidura será siempre múltiplo del cuanto. Otros factores implicados en la comunicación sináptica también reflejan la naturaleza cuántica del fenómeno. Por ejemplo, tanto la amplitud del potencial postsináptico generado como el número de receptores activados son múltiplos del contenido de una sola vesícula.

Receptores ionotrópicos Los receptores postsinápticos ionotrópicos, son proteínas integrales de membrana que controlan los canales iónicos de forma directa. Estos receptores presentan un dominio extracelular que constituye el lugar de unión para el neurotransmisor y un dominio que atraviesa toda la membrana formando un poro o canal iónico. La unión del neurotransmisor al dominio extracelular (función receptora) provoca un cambio de conformación de la proteína que tiene como consecuencia la apertura del canal (función efectora; Fig. 8.3A). En este tipo de receptores la función receptora y la función efectora se encuentran en la misma molécula. Debido a su modo de acción, estos receptores están implicados en acciones relativamente rápidas, cuya dura-

ción generalmente oscila en el rango de milisegundos.

Receptores metabotrópicos Los receptores que actúan de forma indirecta sobre los canales iónicos son conocidos como receptores postsinápticos metabotrópicos. La unión del neurotransmisor a estos receptores facilita la producción de una serie de metabolitos intracelulares de difusión libre. Estos metabolitos son denominados segundos mensajeros y su función es activar distintas proteínas quinasas que, a su vez, fosforilan los canales iónicos, provocando su apertura o cierre (Cuadro 8.2). A diferencia de los receptores ionotrópicos, en los receptores metabotrópicos la función receptora y efec-

Figura 8.3. Receptores postsinápticos. A. Receptor ionotrópico. B. Receptor metabotrópico.

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Cuadro 8.2. Receptores asociados a la proteína G y segundos mensajeros En los receptores metabotrópicos, la apertura o cierre de los canales iónicos está mediada por reacciones metabólicas intracelulares. Algunos receptores metabotrópicos se encuentran asociados a una proteína dependiente de GTP denominada proteína G. La unión del neurotransmisor al receptor asociado a la proteína G produce un cambio en la conformación del mismo y hace que la proteína G se una a las proteínas enzimáticas efectoras. Entre las proteínas efectoras más comunes se encuentran la adenilciclasa y la fosfolipasa. La activación de estas proteínas enzimáticas estimula la producción de pequeños metabolitos de difusión libre denominados segundos mensajeros. En concreto, la adenilciclasa transforma el ATP en AMPc mientras que la fosfolipasa produce el diacilglicerol (DAG) y el inositol trifosfato (IP3). Algunos de estos segundos mensajeros activan una proteína quinasa que induce un cambio de conformación en los canales, modificando sus conductancias. Como ejemplo, puede citarse la acción que provoca en las neuronas sensoriales la activación de la proteína quinasa dependiente de AMPc o PKA por la unión del neurotransmisor serotonina a sus receptores. Una vez activada la PKA, se produce la adición de un grupo fosfato en los canales de K+, inhibiéndose el canal. Esta cadena de acontecimientos hace que la repolarización que se produce tras la generación de un potencial de acción debido al flujo hacia el interior celular de iones K+ se retrase, prolongándose así la duración del potencial de acción. El sistema proteína Gsegundos mensajeros es el responsable de la amplificación de la señal inicial que puede tener lugar en la sinapsis química. En ese sentido, cada receptor puede activar a más de una proteína G, que a su vez activarán a la adenilciclasa. La adenilciclasa produce cientos de moléculas de AMPc que se unirán a las proteínas quinasas. Por último, cada proteína quinasa puede fosforilar varios canales.

tora es llevada a cabo por una molécula diferente. Como se puede observar en la Figura 8.3B, existen varias moléculas implicadas en este proceso. Por este motivo, los receptores metabotrópicos actúan de forma más lenta que los ionotrópicos y su acción persiste más en el tiempo (puede variar desde segundos a minutos). Generalmente, este tipo de receptores participa en circuitos neurales reguladores, por ejemplo en el comportamiento sexual y en los procesos de aprendizaje.

Naturaleza excitadora o inhibidora de las sinapsis El efecto inhibidor o excitador del potencial sináptico no depende del tipo de neurotransmisor liberado por la neurona presináptica sino de la naturaleza del canal iónico activado por el neurotransmisor en la neurona postsináptica. Por tanto, las sinapsis mediadas por receptores ionotrópicos y metabotrópicos pueden ser tanto de naturaleza excitadora como inhibidora.

Las sinapsis ionotrópicas inhibidoras son aquellas en las que la unión del neurotransmisor al receptor postsináptico provoca la apertura de canales de K+ o de Cl-. La apertura de los canales de Cl- sólo causa una inhibición en el caso de que la célula se encuentre despolarizada ya que en la situación de reposo este ión se encuentra en equilibrio (ver capítulo 7). En las sinapsis ionotrópicas excitadoras la unión del neurotransmisor al receptor da lugar a la apertura de canales de Na+ o de Ca2+. Por otra parte, las sinapsis metabotrópicas inhibidoras tienen como consecuencia el cierre de los canales de Na+ o de Ca2+ mientras que las excitadoras provocan el cierre de los canales de K+. En general, existen neurotransmisores que son reconocidos tanto por receptores excitadores como inhibidores. Sin embargo, en el cerebro de los vertebrados existen ciertas excepciones a esta regla, en particular, en relación con algunos neurotransmisores aminoácidos (Cuadro 8.3). Por ejemplo, existen neuronas que liberan el neurotransmisor glutamato, que normalmente actúa sobre receptores excitadores,


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Cuadro 8.3. Receptores de Glutamato En ciertas sinapsis, el neurotransmisor liberado desde el terminal presináptico actúa sobre una población homogénea de receptores postsinápticos. En otras ocasiones, por ejemplo en las sinapsis glutamatérgicas excitadoras, la población de receptores postsinápticos no es homogénea ya que en ellas se pueden distinguir tanto receptores ionotrópicos como metabotrópicos. Los receptores de glutamato ionotrópicos se dividen en tres subtipos principales en función de los agonistas sintéticos capaces de activarlos. De este modo, se distinguen los receptores AMPA (activados por el αamino-3 hidroxi-5-metilisoxanol-4-ácido propiónico), los receptores NMDA (activados por Nmetil-D-aspartato) y los receptores Kainato (activados por Kainato). Estos receptores pueden bloquearse por la acción de diferentes fármacos. Por ejemplo, el CNQX bloquea los receptores AMPA y Kainato mientras que el AP5 bloquea a los receptores NMDA. Por este motivo, los receptores AMPA y Kainato también son denominados receptores no-NMDA. Asimismo, también existen receptores metabotrópicos de glutamato responsables de la activación indirecta de los canales. La unión de glutamato a estos receptores activa la fosfolipasa C, enzima que induce la formación de una serie de segundos mensajeros que modifican la conductancia de los canales iónicos. Esta heterogeneidad en la población de receptores postsinápticos para el glutamato explica la naturaleza dual de la corriente postsináptica glutamatérgica excitadora. El componente temprano de esta corriente está mediada por receptores no-NMDA que activan canales permeables al Na+ y al K+ y cuya conductancia es relativamente baja. Sin embargo, los receptores NMDA son los responsables del componente tardío del PPSE y activan canales de alta conductancia permeables para el Na+, el K+ y el Ca2+. El canal controlado por el receptor NMDA tiene un funcionamiento particular puesto que su apertura depende de ligando y del voltaje. La dependencia del voltaje se debe a que, en la condición de reposo, el canal se encuentra bloqueado por un ión Mg2+, el cual sólo se desprende cuando la membrana se despolariza. De este modo, la despolarización de la membrana ocasionada por la corriente temprana, provoca que el ión Mg2+ sea expulsado del canal mediante un fenómeno de repulsión electrostática. Por esta razón, la apertura del canal iónico asociado al receptor glutamatérgico NMDA depende de que exista glutamato en la hendidura sináptica y, además, de que la célula se encuentre despolarizada. Este hecho explica la escasa o nula aportación de los canales NMDA al componente temprano del PPSE en las sinapsis glutamatérgicas.

y neuronas que liberan GABA (ácido γaminobutírico) o glicina, neurotransmisores que actúan sobre receptores inhibidores de naturaleza ionotrópica. Asimismo, generalmente las sinapsis glutamatérgicas excitadoras suelen ser sinapsis Tipo I, mientras que las sinapsis gabaérgicas inhibidoras son sinapsis Tipo II (Cuadro 8.4).

INTEGRACIÓN SINÁPTICA El término integración sináptica hace referencia a los procesos mediante los cuales se suman las entradas excitatorias e inhibitorias que tienen lugar en la neurona postsináptica. Si la integración de todas las señales que llegan a la célula postsináp-

tica produce una despolarización tal que se supere el umbral de disparo, se generará un potencial de acción. La integración neuronal refleja en cierta medida la "toma de decisiones" a nivel neuronal. En las neuronas, la integración final de la información que desencadena o no un potencial de acción, tiene lugar en la porción inicial del axón o cono axónico. Debido a la alta densidad de canales dependientes de voltaje que hay en esta región de la neurona, el umbral para la generación del potencial de acción en el cono axónico es más bajo que en las dendritas o el soma neuronal. Puesto que el proceso de integración sináptica es un fenómeno en el que se suman distintos potenciales sinápticos que se

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Cuadro 8.4. Sinapsis tipo I y tipo II Atendiendo a sus características morfológicas, E. George Gray diferenció dos tipos generales de conexiones sinápticas: las sinapsis de Gray tipo I y las sinapsis de Gray tipo II. Generalmente, las sinapsis tipo I son glutamatérgicas y por tanto, excitadoras. Morfológicamente, se caracterizan por un ensanchamiento de la hendidura sináptica (hasta 30 nm). La observación al microscopio electrónico permite apreciar una zona activa presináptica de gran tamaño y una densidad sináptica prominente tanto en la membrana presináptica como en la postsináptica. Además, se puede observar la forma redondeada característica de las vesículas sinápticas. En cambio, las sinapsis tipo II son generalmente inhibitorias ya que el neurotransmisor implicado en la transmisión es el GABA. Este tipo de sinapsis se caracteriza por presentar una hendidura sináptica más estrecha (aproximadamente 20 nm), una zona activa menor que las de tipo I y vesículas sinápticas ovaladas y aplanadas.

Figura 8.4. Mecanismos de integración sináptica mediante sumación temporal (A) y espacial (B).


propagan pasivamente por la superficie de la membrana celular hasta la zona de disparo, las propiedades pasivas de la membrana, en concreto, las constantes de espacio y de tiempo juegan un papel fundamental en los procesos de integración neuronal. La sumación temporal es un fenómeno de integración neuronal que supone la suma de los potenciales sinápticos producidos de forma consecutiva en un mismo punto de la célula postsináptica (Fig 8.4A). La constante de tiempo de la neurona postsináptica afecta al curso temporal de la despolarización producida por los potenciales postsinápticos. Por ello cuanto mayor sea la constante de tiempo de una determinada neurona, mayor será la probabilidad de que dos potenciales sinápticos consecutivos se sumen y, por tanto, mayor será la posibi-

193 lidad de que se alcance el umbral de disparo de la célula. Por otra parte, la propagación pasiva de los potenciales postsinápticos producidos en dos sitios distintos de la neurona postsináptica depende también de la constante de espacio. En las células que presentan una constante de espacio elevada, la propagación de los potenciales postsinápticos ocurre con un decremento mínimo, dándose una mayor probabilidad de que dos potenciales sinápticos procedentes de distintos lugares y coincidentes en el tiempo se puedan sumar. El proceso de integración neuronal mediante el cual se suman varios potenciales sinápticos que tienen lugar en distintos puntos de la neurona postsináptica se denomina sumación espacial (Fig 8.4B).

El capítulo 8 del CD-ROM presenta animaciones y pantallas interactivas para el aprendizaje de los conceptos básicos de la transmisión sináptica. Se muestran las características estructurales y las propiedades neuroquímicas de las sinapsis eléctrica y química, el funcionamiento de los receptores ionotrópicos y metabotrópicos y su participación en la generación de los potenciales sinápticos. Además, se incluye un simulador neuronal que permite replicar los mecanismos característicos de la comunicación interneuronal y la integración de los potenciales sinápticos.

Lecturas recomendadas Bear, M.F., Connors, B.W., y Paradiso, M.A. (1998). Neurociencia. Explorando el cerebro. Masson-Williams and Wilkins. Madrid. pp. 46-90. Carlson, N.R. (2002). Fisiología de la conducta. Ariel Neurociencia. Barcelona. pp. 39-81. Eckert, R., Randall, D., Burggren, W. French, K. y Rusell, R. (2002). Fisiología animal: Mecanismos y adaptaciones. Mc Graw-Hill. Madrid. pp. 101-133. Hodgkin, A.L. y Huxley A.F. (1952). A quantitative description of membrane current and its application to conduction and excitation in nerve. Journal of Physiology, (London) 117: 500-544 Kandel, E.R., Schwartz, J.H. y Jessell, T.M. (2001). Principios de Neurociencia. Mc Graw-Hill. Madrid. pp. 125-170.

Índice analítico A Aberraciones cromáticas, 42-43, 47 geométricas, 47 ópticas, 47 Aceite de inmersión, 50-51 Acueducto cerebral o de Silvio, 11, 29-30, 36, 87, 89, 103, 105, 119 Adenilciclasa, 190 Aferencias excitatorias, 135, 139 inhibitorias, 135 Agujeros de Monro, 10 de Luschka o recesos laterales, 19, 20, 23, 107, 111 Alocorteza, 148 Alveus del hipocampo, 22, 29, 103, 119 Amígdala, 29, 36, 91, 111 Amplificador de voltaje, 164-165, 176-177 Anastomosis, 3 Ángulo de incidencia, 64-65 de liberación, 64 Anillo dióptico, 40 Aniones, 164, 168 Aparato estereotáxico, 88 Apertura numérica, 43, 46 Aracnoides, 3, 9 Árbol dendrítico, 72, 133-137, 140, 144, 151, 175 Arbor vitae del cerebelo, 18, 24, 130 Arco cortical excitador principal, 139 inhibidor secundario, 139 Arcos terminales, 146, 149 Área amigdalohipocampal, 101, 103, 117 basal del cerebro anterior, 28

cortical retroesplenial, 90 de transición amígdalopiriforme, 103, 117 hipotalámica anterior, 99, 113 lateral, 99, 103, 111, 113, 117 parte anterior, 99 posterior, 101, 103, 117 parabigeminal, 119 postrema, 108, 117 preóptica, 28 lateral, 113 medial, 91, 113 pretectal, 113, 119 tegmental, 92 dorsomedial, 105, 107, 113, 117 ventral, 103, 113 Arquipalio, 148 Arteria basilar, 3 Aspartato, 134, 191 Asta de Ammón, 21, 90 del ventrículo lateral anterior, 14, 16-18 inferior, 14, 16-17, 91 posterior, 14-18 Astigmatismo, 47 Astrocito, 75, 141, 142 Atlas estereotáxico, 87-88 fotográfico, 25, 27, 94 ATPasa, véase Bomba de sodio-potasio Aumento total, 45 útil, 46 Autolisis celular, 58 Axón gigante del calamar, 166, 176-177, 181 Axón mielinizado, 69, 132 Azul luxol, 69, 79 de toluidina, 67

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B Banda de Baillarger, 154, 160 diagonal de Broca, 27, 90 de Genari, 160 de Kaes-Bechterev, 154, 158 Base del microscopio, 41 Bloque de parafina, 61, 63-64, 74 Bomba de perfusión, 58 de sodio-potasio (ATPasa), 169, 171 iónica, 168 Bouin, véase Solución de Brazo del colículo inferior, 111, 119 superior, 92, 103, 119 pontino, 105 Bregma, 88 Bulbo olfatorio, 4, 11, 34, 86, 113, 117, 119 raquídeo, 6, 11, 20, 34, 86-87

C Calota mesencefálica, 12 Cámara clara o tubo de dibujo, 53-55 Campo prerubral, 103 retrorubral, 103, 113 Canal central de la médula o epéndimo, 10, 11, 109 Canales activos, 165, 176-177, 181-182 dependientes de ligando, 165, 191 regulados por voltaje, 178, 183 pasivos, 165, 168, 170, 172, 174 Capa o estrato de las células de los granos del cerebelo, 136, 141 de las células polimorfas, 158, 160 granular de la corteza cerebral externa, 155-156 interna, 158, 160 molecular del cerebelo, 130, 132, 134-142 molecular o plexiforme de la corteza

cerebral, 150, 155 piramidal externa, 156, 157 interna, 160 Capacitancia de entrada específica, 173 de entrada total, 173 de la membrana, 171-174 Cápsula externa, 28, 36, 90, 97, 99, 101, 103, 119 extrema, 28, 36 interna, 17-18, 27-29, 33, 36, 90, 97, 99, 101, 103, 111, 117, 119 Cationes, 164, 182 Caudado, véase Núcleo caudado Caudado-putamen, véase Estriado Celoidina, 60, 73, 79, 80, 81 Célula bipenachada, 151-152, 155, 156 bipolar, 152-153 de axón ascendente, 159-160 de axón corto, 148, 159 de Betz, 148, 160 de Golgi, 137, 139-142 de los granos, 132, 136-137 de Martinotti, 151, 160 de Purkinje, 130, 132-133, 135-136, 139-142, 144 en cesta, 130, 132-134, 136, 139-141 estrellada, 72, 130, 132-135, 139-141, 148, 150-151, 155, 159-161 fusiforme, 72, 151-152, 160 glial, 68, 77, 141 horizontal de Cajal, 150, 151, 155 intrínseca o de asociación, 148, 155 piramidal, 72, 146, 149, 151, 153, 155-163 postsináptica, 186-189 presináptica, 186-192 Cerebelo, 11, 33-35, 86-87, 105, 107-108, 119 Cerebro medio, 9, 87 Ciclo de Hodgkin, 179-180 Cíngulo, 27-28, 35, 97, 99, 101, 103, 111, 113, 119 Cintilla óptica, 20 Circuito eléctrico equivalente, 171

Índice analítico

Circunvolución, 5, 86 cingulada, 11, 18, 27-28, 35 subcallosa, 27 Cisura, 5 interhemisférica, 5, 11 ongitudinal medial, 3-5, 9 rinal, 27, 86 Claustro, 28, 36, 95, 97, 99, 111, 117, 119 Colateral axónica, 149, 152-153 recurrente, 22, 135-136, 146 de Schaffer, 22 Colículo inferior, 18, 20, 30, 34, 36, 87, 92, 105, 111, 113, 119 superior, 11, 18, 20, 29-30, 34, 87, 92, 103,111, 113, 119 Colorantes, 60, 67-70 Columna cortical, 154 del fórnix, 28 del microscopio, 41 Comisura anterior, 11, 20, 28, 87, 89, 97, 113, 117 parte anterior, 95, 97, 111, 117 parte intrabulbar, 95, 113, 117 parte posterior, 99, 111, 117 del colículo inferior, 105, 113, 119 del fórnix, 21 del hipocampo, 91 dorsal, 101, 103, 113, 119 ventral, 99, 113, 119 habenular, 119 posterior, 11, 29, 36, 103 Compuerta h o de inactivación, 181 Compuerta m o de activación, 181 Condensador, 171, 173-174, 178 Condensador del microscopio, 44 Conducción continua, 182 saltatoria, 182 Conductancia, 170-172, 176-177, 182 Conexones, 187 Cono axónico, 175,191 Constante de espacio, 175, 193 de Faraday, 167

197 de los gases, 167, 170 de tiempo, 173-174 Contraste, 48 Contratinción, 69, 79 Coordenadas estereotáxicas, 88 Cópula piramidal, 111, 113 Corona radiada, 27-28, 33-35 Corriente capacitativa, 174 iónica, 174-175 Córtex, véase corteza Corteza agranular retroesplenial, 90, 99, 101, 103, 105 auditiva, 89, 101, 103 del cerebelo, 130-144 cingulada, 89, 91, 95, 97, 99 ectorrinal, 101, 103, 105 entorrinal, 6, 7, 90, 101, 103, 105, 114, 117, 119 granular retroesplenial, 90, 99, 101, 103, 105 heterotípica, 148 homotípica, 148 infralímbica, 95, 119 insular, 89, 95, 97, 99, 101, 119 límbica, 7 motora, 89, 148, 159-160 primaria, 89, 95, 97, 99, 101 secundaria, 89, 95, 97, 99, 101 olfatoria primaria, 7, 13, 148 orbital, 95, 119 dorsolateral, 95 lateral, 95 medial, 95 ventral, 95 parietal, 119 de asociación, 101, 103 peririnal, 101, 103, 105, 119 piriforme, 90, 95, 97, 99, 101, 103, 111, 117 prelímbica, 89, 95 somatosensorial, 7, 89, 54 primaria, 89, 95, 97, 99, 101, 103 secundaria, 89, 97, 99, 101 temporal, 119 de asociación, 101, 103, 105

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visual, 89 primaria, 103, 105 secundaria, 103, 105 Cromación, 71, 75-77 Crus 1 del lóbulo ansiforme, 111 Crus 2 del lóbulo ansiforme, 111 Cuanto, 189 Cuarto ventrículo, 11, 18, 20, 23, 31-32, 36, 89, 105, 107, 113, 117, 119 Cubreobjetos, 43, 49-50, 67-68, 74 Cuerpo calloso, 11, 17-18, 28-29, 34, 87, 90, 97, 99, 101, 111, 113, 119 trapezoideo, 6, 20, 31-32, 107, 111, 113 Cuerpos mamilares, 6, 11, 20, 29 Culmen, 23-24 Culombios, 173 Curvatura de campo, 43

D Decusación de las pirámides, 9, 19-20, 86 del pedúnculo cerebeloso superior, 117 tegmental dorsal, 117 ventral, 103 Dendrita apical, 146, 149, 151, 160 basal, 146, 149 Desarrollo embrionario, 9, 148, 154 Deshidratación, 3, 63, 68,74, 76, 78 Desparafinado, 63-64 Despolarización, 165, 172, 176-182, 186-193 Diacilglicerol, 190 Diafragma de campo, 45 iris, 44 Dicromato potásico, 58-59, 72, 74-76, 79, 80 Diencéfalo, 9-12, 19, 87, 91, 114-115 Diferencia de potencial, 164-166, 171, 177 Digitaciones del hipocampo, 21 Disección sagital medial, 9-14, 24, 84, 86-87 Doctrina neuronal, 74 Duramadre, 3, 8

E Ecuación de Goldman, 170 de Nernst, 166-167 Eje dorso-ventral, 2 latero-medial, 2 rostro-caudal, 2, 89 Electrodo de medida, 164 de referencia, 164 Eminencia media, 91, 101 Encastración, 60, 73-74, 79, 80-82 Enfoque, 49-51 Epéndimo, véase Canal central de la médula Epífisis, véase Glándula pineal Epitálamo, 9, 11, 13, 19, 86, 115 Equilibrio electroquímico, 170 Escala de Vernier, 53 Escalas graduadas, 52-53 Espacio sináptico o hendidura sináptica, 186-189, 191-192 subaracnoideo, 3, 19 Espinas dendríticas, 135-136, 138, 146, 148, 151 Esplenio del cuerpo calloso, 11, 18, 29, 35, 90, 103, 113 Estrato, véase Capa Estría medular del tálamo, 18, 20, 29, 99, 101, 113, 117, 119 terminal, 91, 97, 99, 101, 111, 113, 117, 119 Estriado o caudado-putamen, 90, 97, 99, 101, 111, 113, 117, 119

F Faradios, 171, 173 Fascículo cuneado, 93, 108, 113 cuneiforme, 20 grácil, 20 longitudinal medial, 30-32, 93, 103, 105,

Índice analítico

107, 113, 117, 119 retroflexus de Meynert, 13, 92, 101, 103, 113, 117, 119 subcalloso, 27 Fasciola cinereum, 119 Fase de descarga del condensador, 178-179 de despolarización, 178 de posthiperpolarización, 179-180 de repolarización, 179-180 Fases del potencial de acción, 178-180 Fibras arqueadas, 12-13 ascendentes del nervio facial, 113 comisurales, 13-14, 153, 155, 157 corticales, 13, 153, de asociación, 13-14, 155, 157, 161 de proyección, 8, 13-14, 146, 153, 157, 160-161 en U, 12-13 intracorticales de asociación cortas, 12 de asociación largas, 12 musgosas, 137, 139-141, 143-144 paralelas, 132-133, 135-142 pontinas, 30-31 radiales, 153 tangenciales, 153 transversas pontinas, 105, 113, 117 trepadoras, 132, 139-140, 142-144 Fijación, 58 Fijación de voltaje, 176-178 Fijador, 58-59 Filtros selectivos, 45 Fimbria del hipocampo, 17-18, 21-22, 28-29, 36, 91, 99, 101, 111, 113, 117, 119 Fisura ansoparamediana, 111 hipocampal, 101, 111, 117, 119 intercrural, 111 posterolateral, 113 preculminar, 111, 113 prepiramidal, 111, 113 primaria, 111, 113 secundaria, 113 superior posterior, 111, 113

199 Flóculo o flocculus, 4, 23, 107 Folia cerebelosa, 12, 23-24, 93, 130, 132134, 136-137, 139-140, 142, 144 Foramen interventricular, véase Agujeros de Monro Fórceps mayor del cuerpo calloso, 90, 103, 111, 113, 119 menor del cuerpo calloso, 90, 95, 97, 111, 113, 119 Formación reticular, 31-32, 92 mesencefálica, 11, 29, 36 pontina, 30-32, 34 Formaldehído, 2, 58-60, 76, 80, 84 Fórnix o trígono cerebral, 11, 18, 21, 2829, 36, 87, 91, 97, 99, 101, 113, 117, 119 dorsal, 99, 101, 103, 119 ventral, 36 Fosa interpeduncular, 6, 20 Fotomicrografía, 53-54 Fototubo, 53-54 Fuente de iluminación, 44

G GABA, 134, 151, 191-192 Gelatina, 64 Genus del cuerpo calloso, véase Rodilla Girencefálico, 5 Giro dentado, 21-22, 36, 90, 99, 101, 103, 111, 113, 117, 119 ectomarginal, 4 ectosilviano caudal, 4 endomarginal, 4 marginal, 4 postcentral, 34 precentral, 33-34 precoronal, 4 presilviano, 4 silviano, 4 suprasilviano, 4 caudal, 4 rostral, 4 Glándula pineal o epífisis, 11, 18, 20, 29, 86

200


Glía de Bergmann, 141-142 Globo pálido, 28, 33-34, 36, 111, 117, 119 lateral, 97, 99, 101 Glomérulo, 137, 139-141, 144 Glutamato, 134, 151, 190-192 Glutaraldehído, 59, 75-76, 79-80 Goldman, David E, 170 Golgi, Camilo, 74 Golgi, véase Tinción de Golgi Gradiente de concentración, 166-167, 170-171 químico, 167-168 Gray, George, 192

H Habénula, 11, 20, 92, 101, 113 lateral, 119 medial, 119 Haz perforante, 22 prosencefálico medial, 90, 95, 97, 99, 101, 103, 111, 113 Hemisferio cerebeloso, 4 cerebral, 5-7, 9, 24, 84, 114 Hidratación, 3, 64 Hidrólisis del ATP, 169 Hilus del giro dentado, 103 Hiperpolarización, 170, 172, 178, 180, 182, 186, 188 Hipocampo, 17-18, 29-30, 33-36, 90 Hipófisis, 8, 12, 91 Hipotálamo, 9, 11-13, 19, 34, 86-87, 90-91 Hipótesis del sodio, 176 Hodgkin, Alan, 170, 177 Huesos craneales, 5 Huxley, Andrew, 176-177

I Iluminación de Köhler, 51-52 Imagen intermedia o aérea, 42 Impregnación, 61, 71, 73-78 Índice de refracción, 47,50 Induración, 71, 73, 76-77, 80 Induseum griseum, 97

Infundíbulo, 6, 20, 91, 101 Inositol trifostato, 190 Ínsula, 4, 6, 28 Integración sináptica, 191-193 Intensidad de corriente, 171-172 Interneurona excitadora, 151, 162 inhibitoria, 139, 140, 161 Islas de Calleja, 117 Isocorteza, 22, 148

K Katz, Bernard, 170, 176 Klüver-Barrera, véase Tinción de Köhler, véase Iluminación de

L Lambda, 88 Lámina cuadrigémina, 9, 12, 16 medular externa, 92, 101, 119 Leeuwenhoek, Anton Van, 42 Lemnisco lateral, 92-93, 105, 111, 117 medial, 30-32, 93, 101, 103, 105, 107, 111, 113, 117, 119 Lentes acromátricas, 47 Lenticular, véase Núcleo lenticular Leptomeninge, 3 Ley de Ohm, 172 Língula, 23-24, 31 Líquido cefalorraquídeo, 3, 10, 19 Lisencefálico, 7, 86 Lóbulo ansiforme, 4, 17, 23 anterior, 17, 23, 35-36 central, 24 del cerebelo, 24, 111-113 frontal, 5-6, 33 occipital, 5-6, 16, 33 paramediano, 4, 23, 111 parietal, 5-6, 33 piriforme, 6 posterior, 23 simple, 17, 23-24, 111, 113

Índice analítico

temporal, 5-6, 16-18 Lóbulos cerebrales, 5-6 Locus coeruleus, 92, 105, 107 Lorente de Nó, Rafael, 145, 161-162

M Masa intermedia del tálamo, 11 Médula espinal, 4-6, 8, 10, 13, 19-20, 23, 70, 86 oblongada, 86-87 Membrana plasmática, 164, 166, 171 Meninges cerebrales, 3 Mesencéfalo, 9-10, 12, 87, 92 profundo, 103, 105, 111, 113, 119 Metencéfalo, 9-10, 12, 87, 93 Micromanipulador, 88 Micrómetro, 52, 53 Microscopía, 42 Microscopio óptico, 42 Microtomo de congelación, 65-67 de deslizamiento, 61, 66 de parafina, 61-64 Mielencéfalo, 9-10, 12, 87 Mielina, 25, 69, 79, 136, 158, 182 Montaje, 76, 78 Mordentado, 71, 73, 76

N Necrófagos, 58 Neocorteza, 13, 145, 148, 154-155, 159 Nernst, Walter, 166 Nervio abducens, 7-8, 86 accesorio, 7-8 facial, 7-8, 107, 111, 113, 117 glosofaríngeo, 7-8 hipogloso, 7-8, 95, 108 oculomotor, 6-8, 93, 103, 119 olfatorio, 7-10, 19, 89 óptico, 7-9, 19, 86, 97, 117 trigémino, 6-8, 18-19, 20, 31, 86 troclear, 7-8 vago, 7-8

201 vestibulococlear, 7-8, 107 Nervios craneales, 7-9 Neuroglía, 141, 155 Neuronas bipolares, 72 multipolares, 72 unipolares, 72 Neurotransmisor, 188-192 Nissl, véase Tinción de Nitrato de plata, 71, 73-76, 79-80 Nódulo del cerebelo, 24 Nódulos de Ranvier, 182 Nonious, 53 Núcleo accumbens, 90, 95, 97, 111, 113, 117 ambiguo, 107-108 arqueado del hipotálamo, 99, 101, 103, 117 caudado, 17-18, 27-29, 34, 36, 90 coclear, 20 dorsal, 107, 111, 117, 119 ventral, 107, 117 cuneado,109, 113, 117 externo, 107-108, 111, 113 cuneiforme, 20, 105, 113, 119, de Edinger Westphal, 103 de la amígdala basolateral, 99, 101, 103, 117 basomedial, 99, 101, 117 central, 99, 101 cortical, 99, 101, 103, 117 posteromedial, 117 lateral, 99, 101, 117 medial, 99, 101, 117 de la banda diagonal, 90 parte horizontal, 97, 99, 113, 117 parte vertical, 97, 117 de la oliva, 6, 20, 32, 105, 111, 117 inferior, 93, 107-108, 113, 139, 144 superior, 93, 107 del cuerpo trapezoideo, 93, 107, 113, 117 del hipogloso, 93 del lecho de la estría terminal, 91, 97, 99, 113, 117, 119 parte intraamigdaloide, 101 parte medial, 99

202


del lemnisco lateral, 105, 111, 117, 119 del rafe, 29, 92 dorsal, 92, 105, 117, 119 lineal, 117 magnus, 92, 107 medio, 92, 105, 117 oscuro, 92, 107-108 pálido, 107, 117 paramediano, 108 pontino, 92, 107 endopeduncular, 111 endopiriforme, 89, 95, 97, 99, 101, 111, 117 espinal del trigémino, 32, 93, 107-108, 111, 113, 117 facial, 93, 107, 111, 117 gelatinoso del tálamo, 117 geniculado lateral, 18, 20, 29, 36, 92, 103, 111, 119 dorsal, 101, 103, 119 ventral, 101, 103 geniculado medial, 18, 20, 29, 36, 92, 103, 111, 119 grácil, 20, 108 hipotalámico dorsomedial, 91, 101, 117 paraventricular, 99 periventricular, 99, 117 anteroventral, 97 ventromedial, 91, 99, 101, 111, 119 infundibular, 91 interfascicular, 92, 103 interpeduncular, 29, 92, 103 interpositus del cerebelo, 93, 107, 111, 113, 119 lateral del cerebelo o dentado, 93, 107, 111, 119 lenticular, 18 mamilar, 103, 113, 117 medial del cerebelo o fastigial, 93, 107, 113, 119 mesencefálico del trigémino, 103, 105, 113, 119 motor del vago, 108 motor del trigémino, 107, 111, 117 olfatorio anterior, 95 dorsal, 95, 113, 119

lateral, 95, 111, 113 medial, 95, 113 posterior, 95, 113, 117 ventral, 95, 113 parabraquial, 107 lateral, 105, 111, 113, 119 medial, 105, 111, 113 paratrigeminal, 93, 108 peripeduncular, 103 pontino, 105, 111, 113, 117 precomisural, 103 preóptico anterior, 97 lateral, 97, 99 magnocelular, 97, 99, 111 medial, 91, 99 prepositus, 107 pretectal anterior, 92, 103, 111, 113 medial, 103 olivar, 103 posterior, 119 pulvinar del tálamo, 18, 29, 36 reticular gigantocelular, 107-108, 113, 117 intermedio, 107 lateral, 108, 111 magnocelular, 107 paragigantocelular, 107 paramediano, 117 parvocelular, 107-108, 111, 117 pontino parte caudal, 107, 113, 117 parte oral, 105, 113, 117 parte ventral, 113 medial, 91 ventral, 108 reticulotegmental pontino, 105, 113 rojo, 111, 113, 117 sensorial del trigémino, 107 sensorial principal del trigémino, 105, 111, 117 septal, 21, 28, 36, 87, 90 lateral, 113, 117, 119 dorsal, 97, 119 intermedio, 97 ventral, 97

Índice analítico

medial, 97, 119 triangular, 99, 119 septohipocampal, 97, 113 subcoreuleus, 105 subtalámico, 101, 113 supramamilar, 103 supraóptico, 99, 111, 113, 117 supraquiasmático, 99, 117 supratrigeminal, 107 talámico anterior, 18, 20, 29, 91 dorsal, 99, 119 ventral, 99, 113, 119 anteromedial, 113, 117, 119 central lateral, 101, 119 medial, 99, 101, 103, 117 lateral, 29, 92 dorsal, 99, 101, 111, 113, 119 posterior, 101, 103, 111, 113, 119 medial, 29 dorsal, 99, 101, 113, 119 paracentral, 101, 113 parafascicular, 101, 103, 113, 117, 119 paratenial, 99, 119 paraventricular, 99, 101, 117, 119 posterior, 101, 103, 111, 113, 119 reticular, 99, 101, 111, 113, 117, 119 Reuniens, 99, 101, 111, 113 submedius, 101 ventral, 18, 29, 36, 92, 119 anterior, 99 lateral, 99, 101, 111, 113, 117, 119 medial, 99, 101, 113, 117 posterolateral, 99, 101, 111, 117 posteromedial, 101, 103, 111, 117 tegmental dorsal, 31, 105, 107, 113 laterodorsal, 105, 107, 119 microcelular, 111, 119 pedúnculopontino, 105, 113, 119 subpeduncular, 95 ventral, 105 del tracto olfatorio lateral, 99, 117 óptico, 111, 113, 119 solitario, 32, 107-108, 113, 117

203 troclear, 119 tuberal medial, 111 tuberomamilar, 113 vagal o del vago, 20, 93 vestibular, 31-32, 93 espinal, 107, 111, 113, 117 lateral, 107, 113, 117 medial, 107, 113, 117 superior, 111, 119 Nucleolo, 67-68 Núcleos profundos del cerebelo, 32, 93, 136, 139, 143

O Óbex, 20 Objetivo, 42 acromático, 42 apocromático, 42 de campo plano o planacromático, 47 de inmersión, 43 planoapocromático, 43 Oculares, 43 Oligodendrocito, 141-142 Órgano subcomisural, 103, 119 subfornical, 119 Orificio de Magendie, 19 Osciloscopio, 164-165

P Paleopalio, 148 Pálido ventral, 111, 113, 117 Parafina, 59-60, 63, 73-74 Paraflóculo o parafloculus, 4, 17, 23, 35, 86, 117 Parasubiculum, 90, 105, 119 Pedúnculo cerebeloso, 18, 20, 34, 36 inferior, 31-32, 93, 107, 111, 117, 119 medio, 23, 30-31, 36, 93, 105, 111, 117 superior, 31, 36, 93, 105, 111, 113, 117, 119 cerebral, 6, 20, 29-30, 34, 36, 86, 92, 101, 103, 111, 113, 117, 119

204


Perfusión transcardíaca, 58, 60-61, 84 Periodo refractario, 180-182 absoluto, 180 relativo, 180 Permeabilidad selectiva, 165-167 Piamadre, 3, 5, 142, 152 Pilar anterior del fórnix, 21 posterior del fórnix, 21 Pirámide, 24 Pirámides bulbares, 6, 20, 86 Pituitaria, véase Hipófisis Plano coronal, 2, 24, 89, 132-133 horizontal, 2, 114 parlobular, 133, 138, 142 sagital, 2, 132-133 translobular, 132-133, 137, 139, 142 Platina, 41 de congelación, 65 Plexo coroideo, 29, 101, 103, 119 Pocillo, 67 Poder de definición, 46 de resolución, 46 Polígono de Willis, 3 Polo efector, 175 receptor, 175 Portaobjetos, 41, 49-52, 63-64, 67-68 Postsubiculum, 105 Potencial de acción, 165, 172, 175-182, 186-191 de equilibrio, 165-168, 170, 180 de membrana, 164-168, 170, 172, 174177, 180-181, 186-188 de reposo, 164-166, 169-171, 176 electrotónico o local, 165 postsináptico, 186-189 excitador, 186, 190-192 inhibidor, 186, 190-192 sináptico, 191, 193 Presubiculum, 90, 111, 117, 119 Profundidad de campo, 46 de foco, 46

Propagación del potencial de acción, 175-176, 178, 181-182 Propiedades eléctricas pasivas o electrotónicas 172, 174, 176, 182, 193 Prosencéfalo, 9, 89-90, 109 Proteína G, 190 quinasa, 190 Protuberancia o puente, 6, 11, 20, 23, 30, 34, 86-87 Pulvinar, véase Núcleo pulvinar del tálamo Putamen, 20, 28-29, 33-34, 36

Q Quiasma óptico, 11, 20, 28, 86, 97, 99, 113, 117

R Radiación acústica, 92, 103 Raíz sensorial del trigémino, 105, 117 Ramón y Cajal, Santiago, 74, 77 Receptores AMPA, 190 de glutamato, 190-191 ionotrópicos, 188-191 kainato, 191 metabotrópicos, 188-191 NMDA, 191 postsinápticos, 188-191 Receso infundibular, 91 mamilar, 103 pineal, 103, 119 Recesos laterales del cuarto ventrículo, véase Agujeros de Luschka Región CA1 del hipocampo, 22, 101, 103, 111, 117 CA2 del hipocampo, 22, 101, 103, 111, 117, 119 CA3 del hipocampo, 22, 99, 101, 103, 111, 117, 119 CA4 del hipocampo, 22 Resinas, 68, 74, 79-81

Índice analítico

Resistencia axial, 174-175 de entrada, 172 específica de membrana, 172, 175 Revólver portaobjetivos, 41 Rodilla o genu del cuerpo calloso, 11, 1718, 27, 36, 90, 97, 113, 119 Rojo neutro, 67, 69-70, 79 Romboencéfalo, 8-10, 12, 19, 87, 93 Roseta, 137, 144

S Sacarosa, 65 Segundos mensajeros, 189-191 Seno sagital superior, 3 transversal, 5 Septum, 21, 28, 36, 87, 90 Septum pellucidum, 28, 36 Sherrington, Charles, 185 Siemens, 170 Sinapsis axo-dendríticas, 139 axo-somáticas, 139 eléctricas, 186-188 químicas,187-190 Tipo I, 191-192 Tipo II, 191-192 Sistema límbico, 91 portal-hipofisario, 91 ventricular, 10 Solución cromadora, 73, 76 de Bouin, 59-60 tamponada 58-60, 80 Soma neuronal, 67-69, 72, 137, 174 Subiculum, 21-22, 29-30, 90, 103, 105, 111, 117, 119 Suelo del cuarto ventrículo, 18, 20 Sumación espacial, 192-193 temporal, 192-193 Surco ansado, 4-6 central, 5, 33-34

205 coronal, 4 de Rolando, 5 diagonal, 4, 5 ectomarginal, 4 ectosilviano caudal, 4 rostral, 4 endomarginal, 4 marginal, 4 presilviano, 4 primario, 17, 23 pseudosilviano, 5-6 rinal, 4, 6, 95, 97, 99, 101, 103, 111, 117 silviano, 4, 18 suprasilviano, 4-6 Sustancia blanca, 9, 12-14, 16-17, 21, 24-25, 71, 84, 87, 90, 130,132, 136, 140, 141144, 146, 149, 154, 159 de Nissl, 67-68 gris, 12, 14, 17, 25, 71, 91-93, 130, 145 central, 113, 119 periacueductal, 29-30, 36, 92, 103, 105, 117 innominada, 99, 111, 113 negra, 29, 92, 103, 111, 117 parte compacta, 103 parte reticular, 103, 111, 113

T Tálamo, 9, 11-12, 17-19, 21, 33-34, 86-87, 90-92 Taurina, 134 TEA, véase Tetraetilamonio Tectum o techo mesencefálico, 12, 92 Tegmentum o suelo mesencefálico, 9, 12, 87, 92 Telencéfalo, 7, 9-11, 84, 87, 89 Tenia tectal, 113, 117 dorsal, 89, 95 ventral, 89, 95 Teoría reticularista, 74 Tercer ventrículo, 11, 18, 20, 28-29, 36, 89, 97, 99, 101, 103, 111, 117, 119 parte dorsal, 99, 101, 117, 119

206


Tetraetilamonio TEA, 178 Tetrodotoxina TTX, 178 Tetróxido de osmio, 76-77, 80 Tinción de Golgi, 71-75, 19-81, 130, 132, 135138, 142, 144, 146, 148, 151, 156 de Golgi-aldehído, 75 de Golgi-Colonier, 75, 79 de Golgi-hidrato de cloral, 77, 80 de Golgi-triple impregnación, 77 de Klüver-Barrera, 69-71, 79, 131, 132, 142, 146 de Nissl, 67-68, 78 de Weigert, 153, 160 Tornillos del portaobjetos, 41 macrométrico, 41 micrométrico, 41 Tracto corticobulbar, 30 corticoespinal, 30, 117 descendente del fórnix, 29 espinal del trigémino, 31-32, 93, 105, 107-108, 111, 117 espinocerebeloso dorsal, 108 ventral, 107-108 habénulo-interpeduncular, 36 mamilotalámico, 29, 36, 92, 101, 103, 113, 117 olfatorio, 27, 89 lateral, 4, 6, 95, 97, 99, 111, 113, 117 medial, 6 óptico, 6, 29, 36, 99, 101, 103, 111, 113, 117, 119 piramidal, 32, 93, 105, 107-108, 113 rubroespinal, 93, 105 septohipotalámico, 36 septotubercular, 36 solitario, 113 tegmental central, 103 dorsal, 103,113 lateral, 103 trigémino mesencefálico, 111 Transmisión sináptica, 186-187 Trígono, véase Fórnix

TTX, véase Tetrodotoxina Tuber cinereum, 6, 20, 91, 99, 101, 113 Tuber vermis, 24 Tubérculo olfatorio, 6, 87, 89, 95, 97, 111, 113, 117 Tubo de dibujo, véase Cámara clara del microscopio, 41

U Umbral de excitación, 178-179, 187-188 Uncus, 6 Ungulado, 5-6 Unión celular intercomunicante o tipo GAP, 186-187 Unión hendida, 187 Úvula, 23-24

V Valencia iónica,167 Vascularización cerebral, 3, 5 Vellosidades vasculares, 10 Ventrículo lateral, 11, 17-18, 27-30, 33-36, 89, 97, 99, 101, 103, 111, 113, 117, 119 Vermis del cerebelo, 4, 17, 23, 31, 133 Vernier, véase Escala de Vesícula sináptica, 189, 192 Vestíbulocerebelo, 136 Violeta de cresilo, 67, 78

W Weigert, véase Tinción de

X Xilol, 68, 74, 78-81

Z Zona incierta, 99, 101, 103, 111, 113 dorsal, 101, 117 ventral, 101

McGrawHill - Fundamentos de Neurociencia

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