Manual Bioinorganica

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FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 PRÁCTICA No. 1 IDENTIFICACIÓN IDENTIFICACIÓN DE LOS BIOELEMENTOS. INTRODUCCIÓN. El análisis químico de la materia viva revela que los seres vivos están formados por una serie de de elementos y compuestos químicos. Los elementos químicos que forman parte de la materia viva se denominan Bioelementos. La mayoría de los Bioelementos se encuentran distribuidos muy ampliamente entre todo tipo de alimentos, de tal modo que cualquier dieta que no sea aberrante incluye una cantidad suficiente de la mayoría de ellos. Los únicos elementos de los que pueden producirse carencias son el calcio, el hierro, el yodo y esto solamente basadas en determinados alimentos que no los contienen o que los contienen en una forma no asimilable por el organismo. En cualquier ser vivo se pueden encontrar alrededor de setenta elementos químicos, pero no todos son indispensables ni comunes a todos los seres. Los bioelementos se pueden clasificar como primarios, secundarios y oligoelementos. Los Bioelementos primarios, que aparecen en una proporción media del 96% en la materia viva, son el carbono, oxigeno, hidrógeno, fósforo y azufre. Los Bioelementos secundarios aparecen en una proporción próxima al 3.3% y son, calcio, sodio, potasio, magnesio, cloro. Los Oligoelementos, micro constituyentes que aparecen en la materia viva en proporción inferior al 0.1%, esenciales para la vida son el hierro, manganeso, cobre, zinc, flúor, yodo, boro, silicio, vanadio, cobalto, selenio, molibdeno y estaño. El catión extracelular principal es el sodio y el catión intracelular es el potasio. Los seres humanos pueden conservar el sodio, pero obligatoriamente pierden en la orina cerca de 40 mili equivalentes al día de potasio. El mineral más abundante en el hombre es el calcio, aunque el calcio se encuentra sobre todo fuera de la célula, teniendo como función reguladora importante dentro de las células. OBJETIVO GENERAL. Identificar los bioelementos de una muestra de origen biológico. OBJETIVO PARTICULAR. El alumno identificará por medio de análisis a la gota algunos de los elementos químicos más importantes a nivel biológico en muestras de origen estructural y funcional. MATERIAL. -

6 tubos de ensayo. Gradilla.

REACTIVOS. -

Oxalato de potasio o sodio, en solución. Hidróxido de amonio (solución

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Agitador de vidrio. Embudo de filtración. filtraci ón. Papel filtro. filtro . Vaso de precipitado, 50 mL. Vaso de precipitados, 100 mL. Pipeta de 5 mL. Perilla de succión. Asa bacteriológica. bacteriológi ca. Parrilla de calentamiento Arillo metálico. Piseta para agua destilada. Matraz Erlenmeyer de 125 mL

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concentrada); o hidróxido de sodio, en solución. Reactivo cobaltinitrito cobaltinitr ito de sodio. EDTA, en solución al 10%. Tiocianato de sodio o potasio, en solución. Cloruro de amonio, en solución. Cloruro de magnesio, en solución. Ácido Áci do clorhídrico, solución al 10%; o ácido nítrico, concentrado. Carbón activado.

DESARROLLO EXPERIMENTAL. PARTE A: PREPARACIÓN DE LAS MUESTRAS. Las muestras de origen vegetal o animal se preparan para el análisis químico de acuerdo al tipo de muestra, que puede ser por digestión seca y/o digestión húmeda. Muestra de origen vegetal (fríjol, perejil, p erejil, tortilla de maíz, etc.). 1. Debe ser calcinada. Para lograr esto, el alumno deberá entregarle al profesor la muestra carbonizada, para someterla a calcinación utilizando el equipo apropiado del laboratorio. Una vez que la muestra esté calcinada se coloca en un vaso de precipitados de 50 mL y luego se le añade suficiente ácido nítrico concentrado hasta cubrir la muestra. Se calienta ligeramente durante unos 10 minutos, cuidando que no llegue a sequedad. Se filtra la solución, lavando el vaso de precipitados con porciones pequeñas de agua destilada (al final deberá tenerse no más de 10 mL de filtrado). Guardar el filtrado (solución problema) para la Parte B. Muestra de origen animal (hueso de pollo, cascarón de huevo, concha de mar, etc.). 2. Se tritura y luego se coloca en un vaso de precipitados de 50 mL. Se le agrega suficiente ácido clorhídrico al 10% hasta cubrir la muestra. Se calienta ligeramente durante unos 10 minutos, cuidando que no llegue a sequedad, y dejar reposar por varias horas. Se filtra la solución, lavando el vaso de precipitados con porciones pequeñas de agua destilada (al final deberá tenerse no más de 10 mL de filtrado). Guardar el filtrado (solución problema) para la Parte B. PARTE B: IDENTIFICACIÓN DE ALGUNOS BIOELEMENTOS. 1. Identificación de Ca. A 1 mL de solución problema contenido en un tubo de ensayo, agregar unas gotas de oxalato de potasio o de sodio. Si hay calcio presente se formará un precipitado de color blanco. 2. Identificación de Mg . A 1 mL de solución problema contenido en un tubo de ensayo, se le agrega unas gotas de solución concentrada de hidróxido de amonio o hidróxido de sodio en solución, hasta que se obtenga un gel. Para poder comprobar la reacción, se agrega una gota de amarillo de titanio, lo cual dará un color rojo.

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FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 3. Identificación de K . A 1 mL de solución problema contenido en un tubo de ensayo, se le agrega algunas gotas del reactivo de cobaltinitrito de sodio y una gota de la solución de EDTA al 10%. Una coloración rojiza indica prueba positiva. 4. Identificación de Na. Esta puede realizarse por coloración a la llama con una asa bacteriológica, la cual da una coloración amarillo intenso. 5. Identificación de Fe. A 1 mL de solución problema contenido en un tubo de ensayo, añadir unas gotas de tiocianato de potasio o de sodio. La coloración roja en la solución es característica de la presencia de hierro. 6. Identificación de fosfatos . A 1 mL de solución problema contenido en un tubo de ensayo, agregar unas gotas de cloruro de amonio y unas gotas de cloruro de magnesio. La presencia de fosfatos formará un precipitado blanco. CUESTIONARIO. 1. 2. 3. 4. 5. 6.

¿Qué es un Bioelemento? ¿Qué es un elemento traza? Describa las funciones del calcio en sistemas vivos. ¿En qué tipo de compuestos se encuentra el fósforo? ¿Qué elementos identificó en sus muestras? Escribir las ecuaciones químicas de las reacciones que ocurren en la identificación de cada uno de los elementos estudiados.

BIBLIOGRAFÍA. 1. Enrique J. Baran. Química Bioinorgánica. Editorial Mc. Graw-Hill. 1995. 2. Stephen J. Lippard, Jeremy M. Berg. Principles of Bioinorganic Chemistry . University Science Books. 1994. 3. Ing. Fritz Feigl, Dr. Vinzens Anger. Pruebas a la gota de Análisis Inorgánico . Edit. Manual Moderno, S. A. México, D. F. 1980. 4. Gilbert H. Ayres. Análisis Químico Cuantitativo. Harla. 1970.

PRÁCTICA No. 2 PROPIEDADES PERIÓDICAS DE LOS ELEMENTOS. INTRODUCCIÓN. Los elementos químicos presentan propiedades específicas para cada uno, las cuales son representadas en la tabla periódica en forma de periodos y de grupos de elementos, con variaciones sistemáticamente definidas en sus energías como lo son la Energía de Ionización, Afinidad Electrónica y Electronegatividad.


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 OBJETIVO. Observar las propiedades periódicas de algunos de los elementos químicos más comunes. MATERIAL.

REACTIVOS.

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- Trozo de metal, Fe o Cu. - Ácido clorhídrico concentrado. - Ácido nítrico/agua (5/8, v/v). - Litio metálico. - Sodio metálico. - Potasio metálico. - Magnesio metálico. - Calcio. - Fenolftaleína, en solución. - Carbón. - Azufre. - Oxalato de potasio o sodio en solución. - Tiocianato de potasio o sodio en solución. - Hidróxido de amonio. - Etiléndiamina en solución. - Yoduro de potasio, en solución. - Cloro.

Diez tubos de ensayo medianos. Pipeta graduada de 5 mL. Perilla de succión. Agitador de vidrio. Cuatro vasos de precipitados de 50 mL. Piseta para agua destilada. Tres vidrios de reloj. Espátula. Gradilla. Mechero Bunsen. Asa bacteriológica.

DESARROLLO EXPERIMENTAL. 1. En un tubo de ensayo colocar un trozo pequeño (2-3 mm) de un metal de transición, Fe o Cu, perfectamente limpio. Si el metal es Fe, agregar un mL de ácido clorhídrico concentrado; si es Cu agregar un mL de la solución ácido nítrico/agua (5/8, v/v). Repetir lo anterior sólo que en lugar del ácido se le agrega dos mL de agua destilada y una gota de fenolftaleína. Dejar en reposo durante 30 minutos, observando eventualmente lo que ocurre en los tubos de ensayo. Anotar lo observado y dar una explicación. Mientras trascurre el tiempo, realizar con el Profesor lo siguiente. Elementos de los grupos I-A y II-A. 2. En tres vasos de precipitados de 50 mL. se vierten unos mililitros de agua destilada. Agregar a cada vaso una gota de fenolftaleína. 3. Tomar pequeños trozos de elementos del grupo IA (metales alcalinos; como por ejemplo litio, sodio y potasio), observar y anotar sus características físicas como dureza, brillo, color. Córtelos con una espátula.


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 4. Agregue los trozos de los metales alcalinos en los vasos de precipitados que contiene la fenolftaleína, cada trozo en cada vaso. Observe la reactividad y explicar lo ocurrido. 5. Repetir lo anterior (pasos 2, 3 y 4), ahora con elementos del grupo IIA (metales alcalinoterreos; como por ejemplo magnesio y calcio). 6. De ser posible, tomar un trozo pequeño de cada elemento (metales alcalinos y alcalinoterreos) observado anteriormente y ponerlo a la flama, usando el asa bactereológica, para poder observar el color del espectro respectivo. Una vez trascurridos los 30 minutos, continuar con los metales de transición. Elementos de transición. 7. Comentar con el Profesor, lo observado en los tubos de ensayo que se dejaron en reposo y proponerle una posible explicación. 8. Al tubo de ensayo que contiene la solución ácida, agregarle 2 mL de agua destilada. 9. Dividir el volumen total del tubo de ensayo que contiene la solución ácida, en cuatro partes aproximadamente iguales en otros tubos de ensayo. 10. Una vez dividido el volumen total, a una fracción se le agrega gotas de oxalato de potasio o sodio, a la siguiente fracción gotas de tiocianato de potasio o sodio, a otra fracción gotas de hidróxido de amonio y a la última fracción gotas de etiléndiamina. Observar y anotar los resultados. 11. Repetir lo realizado en los puntos 9 y 10, pero ahora con la solución no ácida contenida en el segundo tubo de ensayo. 12. Comparar los resultados de las posibles reacciones con las soluciones ácidas y no ácidas de los tubos de ensayo y dar una explicación. Elementos de los grupos IV-A y VI-A. 13. Tratar de repetir los ensayos anteriores (2, 3, 4, 6, 8, 9 y 10; para el paso 8, colocar una pizca en un tubo de ensayo y agregarle 2 mL de agua destilada) ahora con un trozo de carbón o un poco de azufre (consulte al Profesor). Elementos del grupo VII-A. 14. A diez mL de agua destilada agregarle unas gotas de solución de yoduro de potasio y burbujearle un poco de cloro. Observe y explique lo sucedido.

CUESTIONARIO. 1. Explicar las diferencias entre energía de ionización, afinidad electrónica y electronegatividad. 2. Explicar por medio de las propiedades periódicas, cada uno de los ensayos de la práctica. 3. Qué valencia y qué número de oxidación esperaría en cada uno de los elementos utilizados en la práctica. 4. Por qué se observa el viraje en la coloración del indicador. Escriba las reacciones. 5. Explicar por qué son diferentes los espectros de emisión de los elementos observados a la flama.


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 BIBLIOGRAFÍA. 1. American Chemical Society. Química. Un proyecto de la ACS . Editorial Reverté S. A. 2005. 2. Gregory C. Demitras, et al. Química Inorgánica. Prentice Hall Internacional. 1973. 3. Cotton and Wilkinson. Basic Inorganic Chemistry . Wiley International Edition. 1976. 4. Joseph Nordmann. Análisis Cualitativo y Química Inorgánica. CECSA. 1983.

PRÁCTICA No. 3 METAL COMESTIBLE. INRODUCCIÓN. El hierro es un bioelemento que se halla en los protoplasmas de las células, en las que se llevan a cabo funciones catalizadoras y de transporte de oxígeno, gracias a su propiedad de pasar fácilmente del estado de oxidación bivalente a trivalente y viceversa. Esto le permite concentrar cargas positivas que al debilitar los enlaces covalentes, los hace susceptibles de ruptura. En las células hay dos tipos de compuestos de hierro: por un lado los hemínicos, en los que el hierro está combinado con una porfirina en cuya molécula hay cuatro núcleos pirrólicos y un átomo del metal (como la hemoglobina); por otro lado, los no hemínicos, compuestos muy variados y con diversas funciones, a menudo sólo característicos de ciertos grupos de organismos como lo son los “siderocromos”, factores de crecimiento de las bacterias y en algunos hongos; “siderofilina”, proteína vehículo del hierro en el plasma de animales; enzimas

(ferrodoxinas), acenitasa, oxigenasas de los fenoles; formas de reservas (ferritinas, hemosiderinas), etc. El hierro es un nutrimento inorgánico que se encuentra indistintamente en alimentos de origen vegetal y animal, como son: las vísceras, las carnes, las leguminosas, los cereales, el huevo, los mariscos y las frutas secas. Debido a que el organismo carece de mecanismos eficientes de excreción, tiene una capacidad limitada para absorber el hierro proveniente de los alimentos. Normalmente un adulto sano absorbe entre el 5 y el 10% del hierro que se ingiere mientras que las personas con deficiencia, las mujeres embarazadas y los niños llegan a absorber alrededor de un 25% o más. El hombre y los animales superiores ingieren el hierro de los alimentos, en los que se halla en estado férrico que es poco soluble. Al llegar al estómago, el ácido clorhídrico lo reduce a ferroso, haciéndolo apto para ser absorbido, más adelante, en el intestino delgado, en cuya mucosa se forma la ferrina (como un depósito intestinal), en cuya virtud el ión ferroso se va liberando a la circulación. En la sangre se oxida a férrico y se combina con una -globulina (partícula esférica cuyas lipoproteínas actúan como vehículos de productos no solubles), lo que dá lugar a la transferrina. Esta en los órganos de depósito


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 (hígado, bazo, médula de los huesos) se acumula en forma de hemosiderina o es utilizada directamente para la formación de la hemoglobina. En el organismo de un hombre adulto hay de 3 a 5 gramos de hierro, más de la mitad se halla en la hemoglobina y el resto en la mioglobina y en algunas enzimas celulares. El hierro contenido en la hemoglobina y la mioglobina, conocido como hierro hémico, está presente exclusivamente en las carnes, el hígado y la moronga, se caracteriza por absorberse en una proporción más o menos constante de cerca del 10%, sin que existan factores que ayuden o impidan que esto suceda. Esta forma de hierro se encuentra englobada o circundada por un grupo prostético llamado Hemo (de ahí “hemínico”) que protege al hierro de los factores que intervienen con su absorción. El

hierro que proviene de las demás fuentes (cereales, leguminosas, huevo, etc.) e incluso sales de hierro administradas con el propósito de corregir un problema de deficiencia, si está sujeto al control de los factores que facilitan o impiden que se absorba en mayor o en menor proporción. Existen diversos factores que pueden alterar la absorción del hierro por el intestino; algunos de ellos ayudan a que se absorba eficientemente, mientras que otros impiden que se absorba en cantidad suficiente. Entre los factores que ayudan que se absorba eficientemente se encuentra el estado de oxidación del hierro (la forma reducida ión ferroso- se absorbe mejor que la forma oxidada –ión férrico-), la acidez, la presencia de vitamina C, la presencia de algunos monosacáridos o de algunos aminoácidos, la ausencia de enzimas pancreáticas, la deficiencia de hierro y, estados fisiológicos como el embarazo y el crecimiento. Entre los factores que interfieren se pueden mencionar: el hierro en forma férrica, el consumo de antiácidos, la presencia de fitatos, fosfatos, oxalatos y taninos, geofagia o “pica” (que es el consumo de tierra, gis, cal, etc.), los

carbonatos, el consumo excesivo de fibra, la mala absorción en general, el vómito, la diarrea y la esteatorrea (excreción anormalmente alta de grasas en las heces). La falta de hierro en el organismo repercute en la hematopoyesis (del griego poieesis, “hacer”, “producir”, “crear”), que desciende, lo cual es causa de una anemia ferropénica (del griego penia, “carencia”), o siderepenia, insuficiencia de hierro. Por el contrario, una excesiva acumulación de ese metal en los órganos da lugar a la hemocromatosis, afección no muy frecuente, que tiene su manifestación clásica en la triada cirrosis hepática, diabetes y una característica pigmentación cutánea causada por alteración de los compuestos ferruginosos de la hemoglobina. OBJETIVOS GENERALES. El alumno observará las propiedades químicas del hierro y cuantificará la concentración de hierro en algunos vegetales. OBJETIVOS PARTICULARES. 1. El alumno aprenderá a preparar muestras para ser analizadas. 2. El alumno aprenderá a cuantificar iones metálicos. MATERIAL.

REACTIVOS.


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 Cuatro tubos de ensayo. - Cloruro férrico, en solución. Pipeta graduada de 5 mL. - Ácido sulfúrico, solución al 10%. Pipeta Pasteur. - Yoduro de potasio, en solución. Agitador de vidrio. - Cloruro ferroso, en solución. Piseta para agua destilada. - Permanganato de potasio, en solución. Vaso de precipitados de 50 mL. - Ácido salicílico, en solución. Parrilla eléctrica. - Ácido 5-sulfosalicílico, en solución. Perilla de succión. - Ácido clorhídrico, solución al 10%. Embudo de filtración. - Ácido 5-sulfosalicílico,sólido. Vaso de precipitados de 100 mL. - EDTA, solución 0.01 M. Papel filtro. Matraz volumétrico de 50 mL. Pipeta de 10 mL. Cinco matraces erlenmeyer de 50 mL. Bureta de 25 mL. Pinza para Bureta. - Arillo metálico.

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DESARROLLO EXPERIMENTAL. PARTE A. QUÍMICA DEL HIERRO. 1. A un mL de solución de cloruro férrico contenido en un tubo de ensayo, añadir tres gotas de solución de ácido sulfúrico al 10% y tres gotas de solución de yoduro de potasio. Observar y anotar lo que ocurre. 2. A un mL de solución de cloruro ferroso contenido en un tubo de ensayo, añadir tres gotas de permanganato de potasio y tres gotas de ácido sulfúrico al 10%. Observar y anotar lo que ocurre. 3. Colocar cinco gotas de solución de cloruro férrico y tres mL de agua destilada en un tubo de ensayo; repetir esto mismo en otro tubo de ensayo. Al primer tubo de ensayo se le añade unas gotas de ácido salicílico y al segundo tubo se le agregan unas gotas de ácido 5-sulfosalicílico. Observar y anotar lo que ocurre. PARTE B. CUANTIFICACIÓN DEL HIERRO CON EDTA. 1. Carbonizar y calcinar una muestra de 10 g de vegetal con alto contenido de hierro (frijoles, acelgas, espinacas, etc.). 2. La muestra calcinada se coloca en un vaso de precipitados de 50 mL, se le añade dos mL de ácido clorhídrico al 10% y se calienta suavemente evaporando casi a sequedad. Dejar enfriar el vaso. 3. Añadir un poco de agua destilada al vaso de precipitados y filtrar, enjuagando varias veces el vaso con agua destilada. Vaciar el filtrado en un matraz volumétrico de 50 mL, enjuagando el vaso donde se recibió el filtrado varias veces con agua destilada, y vaciando el agua de lavado en el matraz volumétrico. Aforar con agua destilada. 4. Tomar una alícuota de 10 mL, colocarla en un matraz erlenmeyer, y añadirle ácido 5-sulfosalicílico como indicador. 5. Valorar con EDTA 0.01 M, hasta vire del indicador. 6. Repetir la valoración con cuatro alícuotas más.


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 7. Calcular la cantidad de hierro presente en la muestra, sabiendo que un mL de EDTA 0.01 M gastado equivale a 0.558 mg de hierro. CUESTIONARIO. 1. Investigue el contenido de hierro en al menos cinco de los alimentos que usted consume. 2. ¿Qué cantidad de hierro es requerido para una mujer embarazada? 3. ¿Qué alimentos contienen mayor cantidad de hierro por gramo? 4. ¿Cuál es el estado de oxidación que debe presentar el hierro para ser absorbido por el hombre? 5. ¿Cómo explica lo ocurrido en los experimentos de la PARTE A? 6. ¿Qué cantidad de hierro en % contiene el vegetal que usted analizó? 7. Mencione algunas enfermedades más comunes causadas por la deficiencia de hierro en el organismo humano. 8. Mencione algunas de las enfermedades causadas por una acumulación excesiva de hierro en el organismo humano.

BIBLIOGRAFÍA. 1. Coen, A. El hierro y la vida. Cuadernos de Nutrición. Vol. 16, No. 3. Mayo-junio (1993). 2. Kaufer, H. Martha. Cómo sacarle jugo al hierro. Cuadernos de Nutrición. Vol.16, No. 3. Mayo-junio (1993). 3. Gregory C. Demitras, et al. Química Inorgánica. Ed. Prentice Hall Internacional. 1973. 4. Basic Inorganic Chemistry. Cotton and Wilkinson. Basic Inorganic Chemistry . Ed. Wiley International Edition. 1976.


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PRÁCTICA No. 4. CLOROFILAS. INTRODUCCIÓN. Hay un número de biomoléculas en las cuales el ión metálico se encuentra encerrado dentro de una cavidad correspondiente a una estructura molecular. Algunos ejemplos de estas, son las enzimas como la anhidrasa carbónica, antibióticos como la valinomicina o monensina, las cuales actúan en el transporte activo de cationes (Na +, K +) a través de la membrana celular; también compuestos que transportan oxigeno como la hemoglobina; o bien, la clorofila, encargada de atrapar la energía solar para nosotros, también responsable del color verde de las plantas y la existencia de la vida superior en la Tierra. Las clorofilas son un grupo muy importante de biomoléculas metálicas localizadas en los organelos intracelulares denominados cloroplastos. La clorofila tiene un magnesio tetrapirrólico de la clase de la clorina que tiene un anillo alicíclico único. La estructura, función y organización de la clorofila ha sido bien estudiada. En un tiempo se pensó que la clorofila estaba presente en la forma a o b, la b teniendo presente el grupo formilo en la posición 3 del anillo de porfirina en lugar de un grupo metilo. Sin


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 embargo, clorofilas del tipo c , d , c 1 y c 2 han sido conocidas. Los dos últimos ejemplos involucran porfirinas más que clorinas. OBJETIVO. El alumno: - Aislará a una clorofila y la caracterizará mediante la espectroscopía ultravioletavisible. - Determinará mediante la espectroscopía ultravioleta-visible la influencia de la sustitución del ión metálico en el anillo. MATERIAL. Mortero con pistilo. - Dos vasos de precipitados de 50 mL. - Vaso de ´precipitados de 100 mL. - Pipeta graduada de 5 mL. - Perilla de succión. - Piseta para agua destilada. - Dos tubos de ensayo grandes. - Papel filtro. - Dos pipetas Pasteur. - Lámpara de luz UV. - Tubo capilar. - Cuatro tubos de ensayo medianos. - Vaso de precipitados de 250 mL. - Parrilla de calentamiento. - Pinza para tubo de ensayo. MATERIAL QUE DEBERÁ TRAER EL ALUMNO. -

REACTIVOS. - Acetona. - Éter de petróleo. - 1-propanol. - Ácido clorhídrico 0.1 N. - Acetato de zinc. - Acetato de cobre (II). - Ácido acético al 10%.

Dos hojas de espinaca, u otra hoja verde (pero que sea una cantidad igual a las hojas de espinaca) Lápiz de grafito del No. 2. Regla con graduación en milímetros (de máximo 300 mm). Gis blanco para pizarrón, semicompacto. Pedazo de papel aluminio (aproximadamente de 10 x 10 cm). Una hoja de papel milimétrico.

DESARROLLO EXPERIMENTAL. 1. EXTRACCIÓN DE LAS CLOROFILAS. Despedazar finamente una hoja de espinaca o cualquier otra hoja verde tierna. Colocarla en un mortero, agregar de 6-10 mL de acetona al 80% y machacarla. Decantar la mezcla, recibiendo el líquido verde en un tubo de ensayo grande. El extracto es una mezcla impura de clorofila a y b.


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 Con ayuda de una pipeta Pasteur, aplicar un poco del extracto obtenido en un trozo de papel filtro e irradiarlo con luz UV proveniente de una lámpara. Guardar el trozo de papel filtro. Anotar lo observado. 2. SEPARACIÓN DE LAS CLOROFILAS. Preparación del sistema cromatográfico. Con ayuda del lápiz trazar una línea continua alrededor del gis (fase estacionaria), a 6 mm del extremo más ancho. A partir de esta línea marcar en el gis una escala de 5 en 5 mm, hasta el extremo angosto del gis. Preparar la cámara cromatográfica (cámara de elución), colocando una tira de papel filtro en el interior de un vaso de precipitados de 100 mL. La tapa será un cuadrado de papel aluminio, con un orificio en la parte central, para que a través de él pase el extremo angosto del gis. El largo de cada arista del cuadrado de papel aluminio, será igual al diámetro de la “boca” del vaso de precipitados más 2 cm.

Desarrollo de la cromatografía. Usando un tubo capilar, o una pipeta Pasteur, aplicar varias veces el extracto de clorofilas sobre la línea trazada a 6 mm del extremo ancho del gis; formando una línea fina de extracto. Simultáneamente, preparar inicialmente 10 mL del eluyente (fase móvil), mezclando 9 mL de éter de petróleo, 1.0 mL de acetona y 0.05 mL de 1-propanol. Si se requiere de más eluyente, posteriormente preparar unos mililitros más. Evitar la evaporación del eluyente, ya que esto hará variar las cantidades de cada componente del mismo; por lo tanto, una vez preparado deberá usarse casi de inmediato. Mojar totalmente el papel filtro de la cámara cromatográfica con un poco del eluyente. Una vez mojado el papel filtro, retirar algún residuo de eluyente que haya quedado. Colocar el gis en el interior y en el centro de la cámara cromatográfica y continuación colocar la tapa de papel aluminio, pasando por el orificio el extremo angosto del gis. Doblar hacia abajo las orillas del papel aluminio, para asegurar la tapa y mantener en una posición vertical al gis, en el interior de la cámara cromatográfica. Con la punta de una pipeta Pasteur hacer una pequeña perforación en cualquier otro lugar de la tapa. Con ayuda de una pipeta Pasteur, agregar suficiente eluyente en el interior de la cámara cromatográfica. Esto debe hacerse, insertando la pipeta Pasteur por el pequeño orificio de la tapa, hasta que la punta de esta toque el fondo del vaso. Debe cuidarse que el nivel del líquido agregado, no moje la línea de extracto aplicado en el gis. En este momento inicia la cromatografía. Cada dos o tres minutos anotar la distancia recorrida por cada uno de los componentes de la muestra; para posteriormente registrar un gráfico correspondiente, de tiempo contra distancia recorrida por cada componente. Durante el desarrollo cromatográfico debe cuidarse, que siempre haya eluyente en el interior de la cámara cromatográfica, o de lo contrario se verá afectada la cromatografía. Detener la cromatografía, sacando el gis, cuando el nivel del eluyente absorbido por el gis se encuentra a 5 mm de distancia del extremo angosto del mismo. Comentar los resultados con el Profesor.

3. INTERCAMBIO DEL IÓN MAGNESIO POR LOS IONES ZINC Y COBRE.


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 Reemplazo por etapas. Colocar en un tubo de ensayo 2 mL del extracto de clorofilas y añadir 0.5 mL de ácido clorhídrico 0.1 N. Calentar el tubo en baño maría unos dos minutos para acelerar la reacción. Dejar enfriar el tubo. Usando una pipeta Pasteur aplicar sobre el trozo de papel filtro, usado en la extracción de clorofilas, un poco de la solución ácida del tubo de ensayo. Irradiar lo aplicado sobre el papel, con luz UV proveniente de una lámpara. Observe. Compare con lo observado en el extracto original aplicado. Describa los cambios. Dividir la solución ácida que contiene la feofitina en dos tubos de ensayo. A uno de los tubos de ensayo se le agrega una pizca de acetato de zinc, agitar el tubo para disolver el sólido agregado. Usando una pipeta Pasteur, aplicar sobre el trozo de papel filtro, utilizado en la extracción de clorofilas, un poco de esta solución. Irradiar lo aplicado sobre el papel, con luz UV proveniente de una lámpara. Observe. Compare con lo observado en el extracto original y la solución ácida, que fueron aplicados sobre el papel. Describa los posibles cambios. Al segundo tubo de ensayo se le agrega una pizca de acetato de cobre (II), agitar el tubo para disolver el sólido agregado. Usando una pipeta Pasteur, aplicar sobre el trozo de papel filtro, utilizado en la extracción de clorofilas, un poco de esta solución. Irradiar lo aplicado sobre el papel, con luz UV proveniente de una lámpara. Observe. Compare con lo observado en el extracto original, la solución ácida y la solución que se le agregó acetato de zinc, que fueron aplicados sobre el papel. Describa los posibles cambios. Reemplazo directo. Despedazar una hoja de espinaca u otra hoja verde y colocar una cierta cantidad de ella en un tubo de ensayo mediano. Añadir un poco de ácido acético al 10% y una pizca de acetato de zinc o de cobre (II). Usando una pipeta Pasteur, aplicar sobre el trozo de papel filtro, utilizado en la extracción de clorofilas, un poco de esta solución. Irradiar lo aplicado sobre el papel, con luz UV proveniente de una lámpara. Observe. Compare con lo observado en la solución que se le agregó el acetato correspondiente, y que fue aplicado sobre el papel. Describa los posibles cambios.

De ser posible, obtener los espectros de absorción ultravioleta-visible en el rango de 700 a 250 nm, del extracto original, de la solución acidificada con ácido clorhídrico, la solución que se agregó acetato de zinc, la solución que se le agregó acetato de cobre y la de reemplazo directo. CUESTIONARIO. 1. Explique por qué es posible realizar la separación de los componentes del extracto obtenido de la hoja verde, en un gis. 2. ¿Cuál es el papel del magnesio en la fotosíntesis? 3. Describir el ciclo correspondiente a la fotosíntesis.


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 4. ¿Qué otros metales están asociados al proceso de la fotosíntesis? 5. Explicar por qué es posible la sustitución del ión magnesio, por otros iones metálicos, como los usados en la práctica. 6. Qué problemas puede presentar una planta, si el ión magnesio es reemplazado por otros iones metálicos. 7. ¿Puede ser reemplazado el magnesio por otros iones metálicos pesados? Sí ¿por qué? No ¿por qué?, cite ejemplos. 8. Proponga la estructura de cómo se encuentran unidos los iones metálicos que sustituyeron al magnesio. BIBLIOGRAFÍA. 1. Separaciones cromatográficas. Pedro J. Nathan. ANUIES. 2. Libros de Bioquímica y Bioinorgánica.

PRÁCTICA No. 5. EL pH METABÓLICO. INTRODUCCIÓN. El dióxido de carbono es un gas, que está cumpliendo con diversas funciones fundamentales en el metabolismo en general del organismo humano, debido a que está relacionado con el proceso de respiración, control del pH respiratorio y metabólico, formación de sustancias base del tejido óseo, etc. La acidosis es una alteración que tiende a producir un pH ácido al menos que haya una alcalosis oponente dominante. La alcalosis es lo opuesto y tiende a producir un pH alcalino al menos que exista una acidosis oponente dominante.


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 La alcalosis es una condición provocada por el exceso de base (álcali) en los líquidos del cuerpo. Los pulmones y los riñones regulan el estado ácido/base del cuerpo, la disminución en el dióxido de carbono o el aumento del nivel de carbonato crea un exceso del estado alcalino llamado alcalosis. La alcalosis respiratoria es ocasionada por los niveles bajos de dióxido de carbono. La hiperventilación (aumento en la frecuencia respiratoria) hace que el cuerpo pierda dióxido de carbono. La altitud o una enfermedad que produzca una reducción de oxígeno en la sangre, obliga al individuo a respirar más rápido, reduciendo los niveles de dióxido de carbono, lo que provoca una alcalosis respiratoria. La alcalosis metabólica es ocasionada por un exceso de bicarbonato en la sangre y la alcalosis hipoclorémica es causada por una deficiencia o pérdida extrema de cloruro (que puede ser debido a un vómito prolongado). Los riñones compensan la pérdida de cloruros mediante la conservación del bicarbonato. Estrictamente hablando el dióxido de carbono es un gas, no un ácido. El ácido carbónico sólo se forma cuando el dióxido de carbono se combina con agua. La acidosis respiratoria es una presión de dióxido de carbono elevada. El término “ácidos metabólicos” incluye a todos los ácidos del cuerpo a excepción

del dióxido de carbono. Los ácidos metabólicos no son eliminados por la respiración; ellos tienen que ser neutralizados, metabolizados o excretados a través del riñón. Acidosis metabólica es cuando el pH es más ácido que el apropiado para la presión de dióxido de carbono. Esta definición enfatiza la importancia del componente respiratorio en el pH global. El pH es siempre un producto de dos componentes, respiratorio y metabólico, y el componente metabólico es juzgado, calculado o computado de acuerdo a los efectos de la presión de dióxido de carbono, por ejemplo, cualquier cambio inexplicable en el pH por la presión de dióxido de carbono, indica una anormalidad metabólica. OBJETIVO GENERAL. Estudiar el comportamiento del dióxido de carbono en el agua y sus reacciones. OBJETIVO PARTICULAR. El alumno comprobará la importancia que tiene el pH en el metabolismo. MATERIAL. Potenciómetro (peachímetro). Vaso de precipitados de 250 mL. Piseta para agua destilada. Vaso de precipitados de 100 mL. Agitador de vidrio. - Vaso de precipitados de 50 mL. - Embudo de filtración. - Arillo metálico. - Espátula. -

REACTIVOS. - Óxido de calcio.


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 MATERIAL QUE DEBERÁ TRAER EL EQUIPO. Agua mineral (Peñafiel u otra marca, pero que contenga agua carbonatada. Puede estar en envase pet, lata, vidrio, etc., que contenga la menor cantidad posible de líquido). - Refresco (Coca Cola, Pepsicola, Mirinda u otra marca, pero que contenga agua carbonatada. Puede estar en envase pet, lata, vidrio, etc., que contenga la menor cantidad posible de líquido). - Dos hojas de papel milimétrico para graficar. - Lápiz. - Un poco de algodón. - Dos popotes. -

DESARROLLO EXPERIMENTAL. PARTE A. 1. Calibrar el potenciómetro (peachímetro). 2. En un vaso de precipitados de 100 mL, colocar el electrodo del peachímetro previamente calibrado. Destapar el envase que contiene el agua mineral e inmediatamente agregar un poco (aproximadamente 30 mL) en el vaso, esperar unos 3 segundos, leer y anotar el pH registrado, sin esperar a que se estabilice la lectura. 3. Una vez tomada la lectura, inmediatamente retirar el electrodo del peachímetro del vaso; introducir un agitador de vidrio y agitar durante 30 segundos. No usar el electrodo del peachímetro como agitador . 4. Transcurrido el tiempo de agitación, retirar el agitador de vidrio del vaso e introducir inmediatamente el electrodo del peachímetro, leer y anotar el pH registrado, sin esperar a que se estabilice la lectura. 5. Repetir la operación descrita en los puntos 3. y 4., hasta tener en total 10 lecturas de pH (ver notas). 6. Con las lecturas de pH, elaborar un gráfico de tiempo contra pH. Confirmar lo observado anteriormente, repitiendo el experimento, utilizando un refresco de cualquier sabor (ver notas). Guardar esta muestra agitada, para realizar la PARTE B. Comentar los resultados con el Profesor. Asociar estos fenómenos con los procesos de acidosis y/o alcalosis, respiratoria y/o metabólica que ocurre en nuestro organismo. Notas. 1. Entre cada agitación y medición de pH, no se debe calibrar el peachímetro; únicamente el electrodo debe enjuagarse con agua destilada y secarse. 2. Antes de medir el pH de la segunda muestra, agua mineral o refresco, debe calibrarse nuevamente el peachímetro. PARTE B.


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 Esta se realizará siguiendo las indicaciones del Profesor. Observando y explicando lo observado. CUESTIONARIO. 1. 2. 3. 4.

¿Cuál es el pH sanguíneo de una persona normal? ¿Cuál es el sistema de regulación del pH más común en el organismo humano? ¿Cómo se produce la acidosis y alcalosis, respiratorias y metabólicas? ¿Cuál es el origen del carbonato de calcio en estructuras como huesos, dientes y caparazones como los cascarones de huevo? 5. ¿Qué cantidad aproximada de dióxido de carbono se libera en una exhalación? BIBLIOGRAFÍA. 1. Allan Gaw, et al. Bioquímica Clinica. Ediciones Harcourt S. A. Madrid, España. 2001. 2. Enrique J. Baran. Química Bioinorgánica. Editorial Mc. Graw-Hill. 1995. 3. American Chemical Society. Química. Un proyecto de la ACS . Editorial Reverté S. A. 2005.

PRÁCTICA NO. 6. LOS COMPUESTOS DE COORDINACIÓN. INTRODUCCIÓN. Los compuestos de coordinación los podemos definir como, aquellos compuestos (complejos) que constan básicamente de un metal de transición unido, a través de


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 enlaces covalente coordinados, a otras especies llamadas ligandos, entre los que podemos mencionar al agua, amoniaco, carbonilo, etc. En la naturaleza existe un conjunto de compuestos de coordinación cuyas funciones son básicas para los organismos, dentro de los cuales podemos mencionar al grupo prostético hemo, forma de la hemoglobina, mioglobina; a la corrina en los derivados de la vitamina B12; a la clorofila, etc. El cobre está comúnmente distribuido en los sistemas vivos a niveles traza. Niveles más altos en el hombre se han encontrado en el hígado, cerebro, pulmones y en los riñones a niveles más bajos. Altas concentraciones también han sido encontradas en pigmentos que forman parte del ojo asociado con melaninas. Niveles altos de cobre están asociados con ciertos estados de enfermedades, notablemente como la enfermedad de Wilson (degeneración hepatolenticular), la enfermedad de Menkes, que se presenta por un error de nacimiento en el metabolismo del cobre que conduce a una esperanza de vida menor a los tres años, y donde los síntomas clínicos pueden ser observados grandemente en términos de la baja actividad de las enzimas que requieren de cobre. El mayor efecto letal es la deficiencia de cobre en el cerebro. Una característica muy notable de la enfermedad de Menkes es una estructura muy rizada del cabello. El cobre tiene un papel esencial en un gran número de enzimas, sobresalen aquellas involucradas en la catálisis de la transferencia de electrones, en el transporte de dioxígeno y en la catálisis de sus reacciones. La hemocianina, es un acarreador de dioxígeno que contiene cobre, mientras que el papel del cobre en oxidasas es ilustrado por la citocromo oxidasa, el miembro terminal de la cadena de transferencia de electrones mitocondrial, existen oxidasas azules multicobre como por ejemplo la laccase, ascorbato oxidasa y ceruloplasmina y las oxidasas no azules. El cobre también está involucrado en las superóxido dismutasas que contienen Cu/Zn y en un gran número de hidrolasas, tales como la tirosinasa y dopamina- β-hidroxilasa. Tirosinasa y hemocianina tienen centros binucleares de cobre similares. El cobre está presente también en un número de proteínas pequeñas, caracterizadas por un color azul intenso, que catalizan la transferencia de electrones. Los centros de cobre en las oxidasas azules multicobre han sido clasificados en tres grupos. Esta clasificación puede ser extendida para incluir otras proteínas de cobre. Cobre tipo 1. Este es el centro de cobre responsable del profundo color azul de las oxidasas azules y de las proteínas azules que transfieren electrones. Los centros de cobre tipo 1, tienen una banda de absorción en el ultravioleta (UV) muy intensa cercana a los 600 nm, con un coeficiente de extinción de cerca de 100 veces más que los encontrados comúnmente para complejos de coordinación de Cu (II), junto con otras bandas cerca de 450 y 750 nm. Cobre tipo 2 . Este centro presente en oxidasas azules multicobre, es similar a los sitios típicos de Cu (II) de la geometría tetragonal encontrada en complejos de coordinación de cobre. El cobre en oxidasas no azules es frecuentemente registrado como cobre del tipo 2, aunque esto no fue considerado en la definición original. Cobre tipo 3. Este centro consiste de un par de iones de Cu (II), los cuales son diamagnéticos como resultado de un efecto de interacción antiferromagnética. Está caracterizado por una fuerte absorción en el UV, alrededor de los 330 nm con coeficientes de extinción en el rango de 3000 a 5000 dm 3 mol-1 cm-1. El centro de tipo 3 está asociado con reacciones redox de dioxígeno, así puede transferir dos electrones y así pasar por alto la formación del reactivo superóxido. Han sido reportados un gran número de sistemas modelo del cobre tipo 3.


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 Proteínas azules de cobre . Se pueden citar algunos ejemplos de este tipo de proteínas como: Azurina, Plastocianina, Plantacianina, Laccase, Ceruloplasmina, etc. Dentro de este grupo de proteínas puede existir cobre del tipo 1, 2 o 3. Proteínas azules que transfieren electrones . Estas proteínas han sido aisladas de una gran variedad de fuentes y tienen bajos pesos moleculares. Ellas forman un círculo entre Cu (II) y Cu (I).

OBJETIVO. Observar las propiedades químicas de los metales de transición y sus complejos. MATERIAL. - -

Cápsula de porcelana. Espátula. Parrilla de calentamiento. Cinco tubos de ensayo medianos. Piseta para agua destilada. Pipeta graduada de 5 mL. Gradilla Vaso de precipitados de 100 mL Balanza analítica y/o granataria. Dos vasos de precipitados de 50 mL. Embudo de filtración. Papel filtro. Matraz Erlenmeyer de 125 mL. Agitador de vidrio. Vidrio de reloj. Perilla de succión.

REACTIVOS. -

Sulfato cúprico (sólido). Cloruro de níquel (solución). Solución de amoniaco. Cloruro férrico (solución), Tiocianato de potasio (o sodio) (solución). Ferrocianuro de potasio (o sodio) (solución). Dicromato de potasio (solución). Zinc en polvo. Ácido clorhídrico concentrado. Acetato de cobre (sólido). Glicina.

DESARROLLO EXPERIMENTAL. PARTE A. EFECTO DE LOS LIGANTES. 1. Leer detenidamente la etiqueta del frasco original que contiene el reactivo sulfato cúprico. Destapar el frasco y observar el reactivo contenido en él. Anotar lo observado. 2. Colocar en una cápsula de porcelana, limpia y seca, una pizca de sulfato cúprico y calentar en la parrilla. Preguntar al Profesor, cuándo detener el calentamiento. Observar y anotar los resultados. 3. Dejar enfriar un poco la cápsula de porcelana y colocar el sulfato cúprico calentado, en un tubo de ensayo limpio y seco. 4. Dejar caer sobre el sulfato cúprico, una gota de agua destilada. Observar y anotar los resultados. Guardar éste tubo de ensayo, para realizar la PARTE B. Comentar con el Profesor lo observado y dar una explicación.


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 PARTE B. IÓN CENTRAL CON NÚMERO DE OXIDACIÓN CONSTANTE. Con cobre y níquel. 1. Al tubo de ensayo de la PARTE A, agregarle un mL de agua destilada. 2. En otro tubo de ensayo, colocar 0.5 mL de una solución de sal de níquel. 3. A cada uno de los tubos de ensayo, conteniendo sulfato cúprico y la sal de níquel, agregarle un mL de una solución de amoniaco y agitar. En caso de formación de un precipitado, agregar un poco más de la solución de amoniaco y agitar hasta que se disuelva. Explicar lo observado. Con hlerro. 1. En cada uno, de dos tubos de ensayo, colocar 0.5 mL de una solución de cloruro férrico. 2. En uno de los tubos de ensayo, agregar gotas de una solución de tiocianato de potasio (o sodio) y agitar. Explicar lo observado. 3. En el otro tubo de ensayo, agregar gotas de una solución de ferrocianuro de potasio (o sodio) y agitar. Explicar lo observado.

PARTE C. VARIACIÓN EN EL NÚMERO DE OXIDACIÓN DEL IÓN CENTRAL. 1. En un tubo de ensayo colocar un mL de una solución de dicromato de potasio. Añadir una pizca de zinc en polvo y cinco gotas de ácido clorhídrico. Dejar en reposo. Al transcurrir el tiempo, observar los cambios de color de la solución debido a los cambios del número de oxidación del cromo, el cual pasa de Cr(VI) a Cr(III) y finalmente a Cr (II). SÍNTESIS DEL COMPUESTO DE COORDINACIÓN, BISGLICINATO DE COBRE (II). 1. En un vaso de precipitados de 100 mL dejar hervir unos 20 mL de agua destilada. 2. Pesar 0.1 g de acetato de cobre, y 0.75 g de glicina. 3. Simultáneamente, en un vaso de precipitados de 50 mL, disolver el acetato de cobre con 1.5 mL de agua destilada hirviendo; y en otro vaso de precipitados de 50 mL, disolver la glicina con 1.5 mL de agua destilada hirviendo. Rápidamente, sin dejar enfriar, mezclar ambas soluciones. 4. Dejar enfriar la mezcla hasta que se formen cristales de color azul claro. 5. Filtrar los cristales y dejar secar al aire. Nota: Para que la reacción sea efectiva, las soluciones de los reactivos deben estar muy calientes al mezclarlas. De ser posible, purificar los cristales. Disolver una pequeña cantidad de estos en 5 mL de agua caliente y con esta disolución obtener el espectro visible. CUESTIONARIO. 1. Escribir cada una de las reacciones ocurridas en los distintos experimentos. 2. Explicar brevemente los resultados en los distintos experimentos.


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 3. Las reacciones de la PARTE C, ¿son reacciones de oxidación-reducción? Si la respuesta es afirmativa, ¿quién se oxida y quién se reduce?

BIBLIOGRAFÍA. 1. 2. 3. 4.

James E. Huheey. Química Inorgánica. Harla. 1981. Gregory C. Demitras, et al. Química Inorgánica. Prentice Hall Internacional. 1973. Cotton and Wilkinson. Basic Inorganic Chemistry . Wiley International Edition. 1976. Joseph Nordmann. Análisis Cualitativo y Química Inorgánica. CECSA. 1983.

PRÁCTICA NO. 7. COMPLEJOS METÁLICOS CON EL EDULCORANTE ASPARTAME. INTRODUCCIÓN. En los últimos 50 años, se ha notado una marcada tendencia hacía el incremento en el consumo de azucares, en la dieta de los pobladores de un gran número de países. Esta tendencia ha sido asociada a problemas de salud principalmente como la obesidad, enfermedades cardiovasculares y caries dental. Los edulcorantes de bajo contenido energético, están siendo empleados en los países desarrollados y algunos comienzan a ser utilizados a nivel mundial, para sustituir en parte el azúcar de caña o de remolacha, de la dieta humana. Sin lugar a dudas, el edulcorante más importante que se introdujo al mercado, en la década de los ochentas, es el Aspartame (APM). En México este edulcorante sintético conocido con el nombre de Canderel, se utiliza en la preparación de refrescos o bien como sustituto del azúcar de mesa. Desde el punto de vista químico, APM es el éster metílico del dipéptido Laspartil-L-fenilalanina. Dicha molécula posee un gran poder edulcorante, sin embargo, es susceptible a la hidrólisis con la subsecuente pérdida de su poder edulcorante. La interacción de iones metálicos con este dipéptido, es interesante desde el punto de vista biológico, ya que provee un interesante sistema de estudio para entender a nivel molecular, la interacción de metales esenciales con péptidos y proteínas.


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 El aspartames un polvo blanco, el cual es ligeramente soluble en agua y etanol (1 g/100 mL y 0.4 g/100 mL, respectivamente), y cuyo peso molecular es de 294.3 g/mol. Las constantes de disociación (pKa) son 3.1 y 7.9 a 25 °C, y su punto isoeléctrico es de 5.2. La estabilidad del APM es afectada por la temperatura, humedad y pH. Como el APM es un dipéptido, este no puede existir definidamente en el agua, ya que el enlace del éster metílico es hidrolizado produciendo metanol y el dipéptido L-α-aspartil-L-fenilalanina (DIP). Posteriormente la hidrólisis del dipéptido de los componentes aminoácidos, L-aspártico y L-fenilalanina, además es posible obtener metanol y 3-bencil-2, 5-piperacina-diona-6-ácido acético, que es la dicetopiperacina (DCP) del dipéptido aspartilfenilalanina. El aspartame proporciona 4 kilocalorías por gramo, pero únicamente 0.04 gramos de éste (0.1kcal) son necesarios para reemplazar una cucharadita de sacarosa (16 kcal). APM, es un potenciador de algunos sabores, en particular sabores de frutas. OBJETIVO. Sintetizar los compuestos de coordinación de Cobre(II), Níquel(II) y Cobalto(II) con el edulcorante aspartame. Observar la influencia del ión metálico en las propiedades espectroscópicas del ligante aspartame. Determinar mediante espectroscopía UV-Vis las bandas de absorción características de cada compuesto sintetizado. MATERIAL. - -

Un vaso de precipitados de 50 mL Piseta con agua destilada. Potenciómetro (peachímetro). Agitador de vidrio. Papel filtro. Pipeta graduada de 5 mL. Espátula. Vaso de precipitados de 250 mL. Perilla de succión.

REACTIVOS. -

CuSO 4 5H2O (sólido). CuCl 2 2H2O (sólido). NiSO 4 6H2O (sólido). NiCl2 6H2O(sólido). CoSO4 7H2O(sólido). CoCl 2 6H2O(sólido)Solución Buffer pH 7. Solución Buffer pH 9 (o 10). Hidróxido de sodio 0.2 M. Hidróxido de sodio 0.5 M. ∙

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MATERIAL QUE DEBERÁ TRAER EL EQUIPO. -

12 sobres de Canderel. Un frasco vacío de alimento infantil Gerber, primera etapa (sin tapa), limpio y seco. Trozo de masking tape. Etiqueta adherible.

DESARROLLO EXPERIMENTAL.


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 COMPLEJOS CON COBRE. 1. Pesar 0.1248 g de CuSO 4 5H2O (o 0.0852 g de CuCl 2 2H2O) y 0.1248 g de aspartame. 2. Colocar la sal de cobre en un vaso de precipitados de 50 mL y disolverla con 3 mL de agua destilada. Colocar el aspartame en el frasco Gerber y disolverlo con 3 mL de agua destilada. 3. Mezclar ambas soluciones, quedando la mezcla final en el frasco Gerber. 4. Con cuidado aumentar el pH de la mezcla hasta 7.16, usando gotas de hidróxido de sodio en solución (se sugiere iniciar con hidróxido de sodio 0.5 M y al estar cerca del pH requerido usar hidróxido de sodio 0.2 M), agitando la mezcla después de cada adición y antes de medir el pH. ∙

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Al alcanzar el pH, se obtiene un precipitado de color azul. 5. Tapar el frasco Gerber con un trozo de papel filtro, asegurándolo con maskin tape. Dejar en reposo durante dos días para que se evapore la solución. Después de este tiempo se obtiene un polvo en forma de erizos. De ser posible, recristalizar en N, N-dimetilformamida (DMF). Obtener el espectro de absorción UV-Vis de los cristales puros, en el rango de 900 a 30 nm, empleando celda de cuarzo y para la obtención de la línea base usar agua destilada como solución de referencia. COMPLEJOS CON NÍQUEL. 1. Pesar 0.1315 g de NiSO4 6H2O (o 0.1189 g de NiCl 2 6H2O) y 0.1315 g de aspartame. 2. Colocar la sal de níquel en un vaso de precipitados de 50 mL y disolverla con 3.5 mL de agua destilada. Colocar el aspartame en el frasco Gerber y disolverlo con 3.5 mL de agua destilada. 3. Mezclar ambas soluciones, quedando la mezcla final en el frasco Gerber. 4. Con cuidado aumentar el pH de la mezcla hasta 9.90, usando gotas de hidróxido de sodio en solución (se sugiere iniciar con hidróxido de sodio 0.5 M y al estar cerca del pH requerido usar hidróxido de sodio 0.2 M), agitando la mezcla después de cada adición y antes de medir el pH. ∙

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Al alcanzar el pH, se obtiene un precipitado de color verde claro. 5. Tapar el frasco Gerber con un trozo de papel filtro, asegurándolo con maskin tape. Dejar en reposo durante dos días para que se evapore la solución. Después de este tiempo se obtiene un polvo verde. De ser posible, recristalizar en N, N-dimetilformamida (DMF). Obtener el espectro de absorción UV-Vis de los cristales puros, en el rango de 900 a 30 nm, empleando celda de cuarzo y para la obtención de la línea base usar agua destilada como solución de referencia. COMPLEJOS CON COBALTO.


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 1. Pesar 0.1406 g de CoSO 4 7H2O (o 0.1189 g de CoCl 2 6H2O) y 0.1472 g de aspartame. 2. Colocar la sal de cobalto en un vaso de precipitados de 50 mL y disolverla con 3 mL de agua destilada. Colocar el aspartame en el frasco Gerber y disolverlo con 3 mL de agua destilada. 3. Mezclar ambas soluciones, quedando la mezcla final en el frasco Gerber. 4. Con cuidado aumentar el pH de la mezcla hasta 8.33, usando gotas de hidróxido de sodio en solución (se sugiere iniciar con hidróxido de sodio 0.5 M y al estar cerca del pH requerido usar hidróxido de sodio 0.2 M), agitando la mezcla después de cada adición y antes de medir el pH. ∙

∙

Al alcanzar el pH, se obtiene un precipitado de color rosa. 5. Tapar el frasco Gerber con un trozo de papel filtro, asegurándolo con maskin tape. Dejar en reposo durante dos días para que se evapore la solución. Después de este tiempo se obtiene un polvo de color rosa. De ser posible, recristalizar en N, N-dimetilformamida (DMF). Obtener el espectro de absorción UV-Vis de los cristales puros, en el rango de 900 a 30 nm, empleando celda de cuarzo y para la obtención de la línea base usar agua destilada como solución de referencia.

Información:

O

H2N O O

HO

CH3

NH O

Posibles sitios de coordinación para la molécula de aspartame2.

CUESTIONARIO.


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 a. Investigue que otros tipos de edulcorantes existen en el mercado de alimentos. b. Haga una tabla comparativa del valor energético de los edulcorantes encontrados. c. Mencione cual es la importancia de utilizar edulcorantes bajos en calorías. d. ¿Qué beneficios da al paciente diabético el utilizar edulcorantes bajo en calorías? BIBLIOGRAFÍA. A. Martin N. Hughes. Coordination compounds biology . Academic Press. Cap.26 (1986). B. Hernández, A. Guadalupe y González V. Enrique. Síntesis y caracterización de complejos de coordinación de Cobre(II), Níquel(II) y Cobalto(II) con el edulcorante aspartame. Tesis de Licenciatura. BUAP. Abril (1990).

PRÁCTICA No. 8. METALES Y PROTEÍNAS. INTRODUCCIÓN. El hierro aparece como el elemento de transición más ampliamente difundido entre los seres vivientes, encontrándose en todas las formas de vida, habiendo llegado a decirse que si no existiera el hierro, la vida no sería tal como la conocemos. La versatilidad del hierro en los sistemas biológicos es realmente única, ya que no sólo es utilizado en el transporte de oxígeno y de electrones sino que participa también en la fijación de nitrógeno y en procesos enzimáticos de muy diverso tipo. Además, y debido a la importancia que el hierro reviste para ellos, los seres vivientes han desarrollado también diversos sistemas de captación, transporte y almacenamiento de hierro, que les permite retener cantidades importantes del elemento en sus tejidos. La ovotransferrina o conalbúmina, es una proteína que se encuentra presente en el huevo. La transferrina es una proteína muy parecida a la conalbúmina, pero ésta se


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 encuentra en el organismo humano. En ambos, la función de ésta proteína es la del transporte de hierro. El hombre y los organismos superiores ingieren éste metal en los alimentos. En éstos se haya en estado férrico, poco soluble, pero al llegar al estómago se reduce para ser absorbido,y en la sangre se vuelve a oxidar y se combina con una beta-globulina para dar lugar a la transferrina. El hierro se acumula en forma de hemosiderina y de ahí se utiliza directamente para la formación de hemoglobina. La falta de éste metal en el organismo se manifiesta rápidamente en un estado anémico, pero su acumulación excesiva puede provocar trastornos muy graves. OBJETIVOS. 1. Observar la interacción de proteínas con iones metálicos. 2. Al término de la práctica, el alumno habrá observado la interacción de la conalbúmina con el Fe (III). MATERIAL. -

Vaso de precipitados de 250 mL. Agitador de vidrio Probeta de 100 mL. Piseta para agua destilada. Vaso de precipitados de 100 mL. Pipeta de 5 mL. Vidrio de reloj. Perilla de succión. Dos vasos de precipitados de 50 mL.

REACTIVOS. - Bicarbonato de sodio. - Cloruro férrico, solución. - Sulfato ferroso.

MATERIAL QUE DEBERÁ TRAER EL EQUIPO. -

Un huevo de gallina, fresco (uno para dos equipos).

DESARROLLO EXPERIMENTAL. Preparación de soluciones testigo (para ser usadas por todos los equipos). a. En un vaso de precipitados de 50 mL colocar 20 ml de agua destilada, añadir con agitación 0.1 g de bicarbonato de sodio. Agregar 0.5 mL de solución de cloruro férrico y agitar hasta homogeneizar la mezcla. b. En un vaso de precipitados de 50 mL colocar 20 ml de agua destilada, añadir con agitación 0.1 g de bicarbonato de sodio. Agregar 0.2 g de sulfato ferroso y agitar hasta homogeneizar la mezcla.

OBTENCIÓN DEL COMPUESTO DE Fe-CONALBÚMINA. Técnica (participan dos equipos).


FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE QUÍMICA BIOINORGÁNICA QFB OTOÑO 2017 Un equipo: 1. Colocar la clara de un huevo en un vaso de precipitados de 250 mL. 2. Añadir al vaso de 250 mL, 100 mL de agua destilada y agitar suavemente hasta obtener una mezcla homogénea. Los dos equipos: Dividir el total de la mezcla entre los dos equipos. Y cada equipo continúa trabajando con la porción que le tocó, de la siguiente manera. 3. Agregarle 0.25 g de bicarbonato de sodio y agitar suavemente hasta homogeneizar la mezcla. 4. Dividir la mezcla en dos partes aproximadamente iguales. 5. A una parte, adicionar 1 mL de solución de cloruro férrico, agitar suavemente y dejar reposar. Observar, comparar con la solución testigo correspondiente y anotar los resultados. 6. A la otra parte, añadir 0.25 g de sulfato ferroso, agitar suavemente y dejar reposar. Observar, comparar con la solución testigo correspondiente y anotar los resultados.

De ser posible, obtener los espectros de absorción UV-Vis de las mezclas obtenidas en los puntos 5. y 6. y compararlos. En caso necesario obtener los espectros de las soluciones testigo. CUESTIONARIO. 1. ¿Qué moléculas captan, transportan y acumulan al hierro? 2. Recorte y pegue la estructura de la conalbúmina. BIBLIOGRAFÍA. 1. Martin N. Hughes. Coordination compounds in biology . Academic Press. 1986.

Manual Bioinorganica

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