FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES CARRERA DE INGENIERÍA AMBIENTAL BIOQUÍMICA AMBIENTAL
“DETERMINACIÓN DE TRIGLICÉRIDOS EN MICROORGANISMOS MICROORGANISMO S DE ORIGEN LAGUNAR”
Argote Huallpa, Huallpa, Ivan; Carreras Carreras Loo, Ana Ana Belén; Manrique Manrique Ferro, Evelyn Rosa; Tupac Perez, Jazmin Rutilia & Sullcaray Baldoceda, Baldoceda, Estefani Esther Docente: Vélez Azañero, Armando
2018
1. INTRODUCCIÓN Los lípidos constituyen un grupo de moléculas estructuralmente heterogénea, son sustancias naturales que no se disuelven en agua (Velázquez & Ordorica, 2006). Realizan diversas funciones en los seres vivos como reservas energéticas vitales, son componentes estructurales primarios de las membranas biológicas. Asimismo, otras moléculas lipídicas actúan como hormonas, antioxidantes (McKee & McKee, 2014). El contingente principal de lípidos está constituido por los triacilgliceroles, los cuales son hidrofóbicos (Battaner, 2012). Las propiedades físicas de estos reflejan de forma general las de sus ácidos grasos constituyentes, ya sea líquidos que son aceites o sólidos que son grasas (FESNAD, 2015). Los triglicéridos son de baja biodegradabilidad, densidad y poca solubilidad en agua. Por ello, tienden a separarse de la fase acuosa ocupando la superficie del líquido que las contiene y las forman natas. Estas natas provocan acidificación del agua, disminuye la cantidad de oxígeno que recibe el agua y aumenta el CO 2 (Arce, Calderón & Tomasini). Asimismo, disminuye la penetración de la luz, lo que incide directamente sobre la vida en el agua. Estos efectos provocan la eutrofización, y esta es una de las problemáticas ambientales más grandes de lagos y embalses (Ledezma, et al 2013). La eutrofización es la degradación ambiental natural de los lagos y lagunas, generado por el aumento de la concentración de nutrientes como el nitrógeno y fósforo (Urrutia, 2015). Este fenómeno provoca una pérdida de biodiversidad, proliferación y posterior acumulación de algas y plantas acuáticas (Baza, 2009). Debido a que la concentración de triglicéridos permite identificar si un medio acuático está en proceso de eutrofización, lo que es perjudicial, el objetivo de esta práctica es determinar cuantitativamente los triglicéridos presentes en microorganismos de origen lagunar por métodos colorimétricos. Su importancia se basa en obtener información cuantitativa que describa las características y condiciones del agua. Asimismo, analizar y determinar los factores que provocan la eutrofización y sus efectos que esta tiene.
2. MATERIALES Y MÉTODOS
Reactivos Para llevar a cabo la reacción se utilizaron los siguientes reactivos: Cloroformo(20mL), Estándar de triglicéridos, Reactivo enzimático para triglicéridos, Metanol (20mL). Estos se usaron para la preparación de las muestras, las cuales fueron dejadas en reposo posteriormente (Vélez, 2018)
Materiales: Entre los materiales usados en la práctica de laboratorio tenemos una Micropipeta 100µm, una Micropipeta 1000µm, Muestras de agua residual, una Pizeta con agua destilada, un Tubo Imhoff, un Soporte de tubo Imhoff, una Cuchara-espátula, cuatro Pipetas 5mL, dos Goteros descartables, dos Tubos de centrífuga Rey Germany 15mL, Matraz E. 100mL, Pipetas volumétricas 10ml,20ml y 50ml, y dos Bombillas de succión
Equipos Espectrofotometro: Para medir la absorbancia se utilizó un espectrofotómetro de 6320D visible, modelo 6320D con una longitud de onda: Mín.: 200 nm- Máx.: 1,000 nm, para uso industrial, educativo con un Montaje: benchtop de un solo haz (Jenway). Los espectros fueron medidos utilizando celdas de plástico (4.5 ml) de 1± 0.1cm de paso óptico (Castro, et al).
Centrifuga: Las centrífugas forman parte del equipamiento básico imprescindible en la mayor parte de los laboratorios. Dado que la centrifugación es un proceso que no altera las propiedades físicas de la muestra, es uno de los procesos de separación más empleados (Orto Alresa, 2014).
MÉTODO Área de estudio Las recolecciones de muestras del presente estudio han sido tomadas en los distintos puntos de la laguna de los pantanos de villa I. Se tomarán 4 muestras de agua de manera aleatoria, el cual permitió profundizar en el análisis y proporcionó mayor control de la muestra a estudiar. Se han determinado puntos diferentes, debido a que el agua se encuentra distribuida en forma variable. La importancia de tomar en distintos puntos se debe a que permita analizar con más precisión. La muestra varía de composición según la localización horizontal y la profundidad (Moreno Franco, et al., 2010).
EXPERIENCIA Nº1: PREPARACIÓN DE LA MUESTRA Se extrajo de una laguna contaminada un volumen aproximado de 1.5L de agua de una zona ubicada a un metro de la orilla con la ayuda de un cucharón de muestreo, luego se colocó un litro del contenido en un tubo Imhoff, 12 horas previas al inicio de la práctica y con la ayuda de un gotero, se retiró el agua, con cuidado de no resuspender el precipitado, se colocó el precipitado en un tubo de centrifuga de 15mL y se centrifugó a 3000 RPM durante 10 minutos eliminando el sobrenadante.
EXPERIENCIA Nº2: CUANTIFICACIÓN Se agregó 2mL de agua destilada y se homogeneizó, luego se agregó 4mL de Metanol y se agitó durante dos minutos. Después, se agregó 2mL de cloroformo y se agitó durante dos minutos, se agregó 2mL de cloroformo, se homogeneizó y se dejó en reposo durante un minuto. Se agregó 2mL de agua destilada, se homogeneizó y se dejó en reposo durante un minuto; se centrifugó el contenido a 3000RPM durante 15 minutos y se extrajo 2mL de la zona basal del tubo, siendo esto colocado en la estufa durante cinco minutos a 65 grados Celsius, se realizó la cuantificación de triglicéridos mediante el método enzimático, se incubó cinco minutos a 37°C y se leyeron las absorbancias a 520nm, determinando la concentración de la muestra problema.
Tabla 1. Preparación de la batería de soluciones. Blanco Estándar Muestra Problema Estándar
-
0.1 mL
-
Muestra Problema
-
-
0.1 mL
1.0 mL
1.0 mL
Reactivo Enzimático 1.0 mL 3. RESULTADOS
Experiencia Nº 1 Se muestran las absorbancias obtenidas por los diferentes grupos de laboratorio a una longitud de onda de 550 nm por medio del uso del espectrofotómetro, para posteriormente determinar la concentración de triglicéridos, además se anotó la concentración de oxígeno disuelto y la temperatura que presentaba la laguna de estudio tal y como muestra la tabla 1.
Todas las baterías de tubo fueron analizadas con un blanco y un estándar (200 mg/dL). No se observan similitudes exactas entre los valores de concentración obtenidos por cada grupo, pero sí presentan un incremento y disminución, además los datos obtenidos en dichos grupos fueron tomados como repeticiones para el análisis.
La gráfica fue obtenida con los datos de todos los grupos de laboratorio, haciendo uso del método estadístico de diagrama de cajas, se obviaron los valores asimétricos en el diagrama ya que fueron tomados como valores extremos.
Fig. 1. Diagrama de cajas con las absorbancias de las muestras problemas
Tabla 2. Concentración de triglicéridos, oxígeno disuelto y temperatura de la laguna contaminada.
[Triglicéridos] ug/ml [Oxígeno Disuelto] ppm Temperatura °C 21.985695
5.99
21.4
184.435553
5.8
21.4
2.442855
6.64
21.2
122.549893
6.14
21.3
162.857
5.99
21.4
109.11419
5.86
21.4
178.735558
6.64
21.6
274.006903
9.39
23.6
86.31421
9.36
23.5
98.528485
8.53
23.7
Experiencia Nº 2 Para poder realizar el análisis estadístico comparativo se tomaron los resultados de las concentraciones obtenidas anteriormente (Tabla 2) y los datos de la Laguna Control tal y como se expresan en la Tabla 3. El ecosistema control, brindado por el docente, presenta las mismas condiciones que la laguna contaminada evaluada en la práctica y presenta 5 repeticiones de los 3 factores de estudio (concentración de triglicéridos, oxígenos disuelto y la temperatura).
Tabla 3. Concentración de triglicéridos, oxígeno disuelto y temperatura de la Laguna Control [Triglicéridos] mg/ mL [Oxígeno Disuelto] ppm Temperatura °C 0.022
12
20
0.0215
11,5
20.1
0.023
11,9
20.5
0.026
11.5
21
0.022
12.1
21.9
Experiencia Nº 3 Las comparaciones estadísticas realizadas de la concentración de triglicéridos, oxígeno disuelto y la temperatura entre la laguna contaminada y la laguna control arrojaron los valores de varianzas para cada una de estas variables Tabla 4. El valor de la comparación de temperaturas de ambos lagos result o ́ cercana, pero para el caso de la concentración de triglicéridos y oxígeno presentaron una diferencia significativa.
Tabla 4. Comparación estadística de las varianzas de concentración de triglicéridos, concentración de oxígeno disuelto y temperatura. Prueba de Levene para igual de varianzas
Triglicéridos
Se asumen varianzas iguales No se asumen varianzas iguales
Oxígeno
Se asumen varianzas iguales
disuelto
No se asumen varianzas iguales
Temperatura
Se asumen varianzas iguales No se asumen varianzas iguales
F
SIG
8.535
0.008
47.595
0.000
0.974
0.357
Experiencia Nº4 Con los datos obtenidos de la media y las varianzas de ambas lagunas se establecieron los diagramas de cajas de concentración de triglicéridos, oxígeno disuelto y la temperatura entre la laguna contaminada y la laguna control. En la laguna contaminada, hay mayor concentración de triglicéridos, sin embargo, al compararla con la laguna control, los resultados son muy alejados tal y como expresa la Figura 2, de igual modo se observa el resultado de la Figura 3 para el factor concentración de oxígeno disuelto, este último en la laguna control tiene una diferencia significativa con la laguna contaminada, ya que tiene menor cantidad de oxígeno. Para el caso de la temperatura no presenta mayor varianza y, los resultados de la Figura 4 se muestran cercanos, están en un promedio de valores.
Fig. 2. Diagrama del Test comparativo de la concentración de triglicéridos entre la laguna contaminada de la UCSUR y la laguna control
Fig. 3. Diagrama del Test comparativo de la concentración de Oxígeno Disuelto entre la Laguna contaminada de la UCSUR y la Laguna control
Fig. 4. Diagrama del Test comparativo de la temperatura entre la Laguna contaminada de la UCSUR y la Laguna control.
TEST STUDENT H0: No existe una diferencia significativa entre los datos experimentales y los datos control. H1: Existe una diferencia significativa entre los datos experimentales y los datos control.
1.
Temperatura
Tabla 5. Datos de temperatura obtenidos del grupo experimento y datos del grupo control
Grupo experimento
Grupo control
21,46 °C
20,00 °C
22,55 °C
20,10 °C
21,30 °C
20,50 °C
23,80 °C
21,00 °C
-
21,90 °C
Tabla 6. Datos de análisis descriptivo de Temperatura en SPSS
Estadístico
Grupo experimento
Grupo control
Media
22,28 °C
20,7 °C
Desviación estándar
1,16 °C
0,78 °C
Mediana
22,01 °C
20,5 °C
Desviación intercuartil
1,08 °C
0,7 °C
Asimetría
+
+
El grupo experimento presenta una media de 22, 28 °C con una desviación estándar de ± 1, 16 °C, una mediana de 22,01 °C con una desviación intercuartil de 1,08 °C y asimetría positiva, que sugiere que los datos se dispersan por encima de la media. Mientras que el grupo control presenta una media de 20,7 °C con una desviación estándar de ± 0,78 °C, una mediana de 20,5 °C con una desviación intercuartil de 0,7 °C y asimetría positiva, que sugiere que los datos se dispersan por encima de la media.
Fig. 5. Diagrama de cajas “Temperatura”
Fig.6. Diagrama de cajas de Temperatura sin el dato 21,9 del grupo (dato atípico)
Tabla 7. Normalidad para Temperatura Prueba Shapiro-Wilk Temperatura
Grupo
Estadístico
Datos
SIG
Control
0,905
5
0,439
Experimento
0,905
4
0,458
Tabla 8. Prueba T para temperatura SIG
SIG bilateral
Se asumen varianzas
0,044
iguales
Temperatura
0,357 Se asumen varianzas
0,066
diferentes
2. Oxígeno disuelto Tabla 9. Datos de Oxígeno Disuelto obtenidos del grupo experimento y datos del grupo control
Grupo experimento
Grupo control
6.16
12
6.14
11,5
6.14
11,9
8.21
11,5
8.21
12.1
Tabla 10. Datos de análisis descriptivo de Oxígeno Disuelto en SPSS
Estadístico
Grupo experimento
Grupo control
Media
6,97
11,8
Desviación estándar
1,13
0,28
Mediana
6,16
11,9
Desviación intercuartil
1,04
0,275
Asimetría
+
-
El grupo experimento presenta una media de 6,97 ppm con una desviación estándar de ± 1,13 ppm, una mediana de 6,16 ppm con una desviación intercuartil de 1,04 ppm y asimetría positiva, que sugiere que los datos se dispersan por encima de la media. Mientras que el grupo control presenta una media de 11,8 ppm con una desviación estándar de ± 0,28 ppm, una mediana de 11,9 ppm con una desviación intercuartil de 0,275 ppm y asimetría negativa, que sugiere que los datos se dispersan por debajo de la media.
Fig.7. Diagrama de cajas “Oxígeno Disuelto” No se retiró ningún dato, ya que no estaban muy dispersos ni se encontró datos atípicos lo cual no afecta en nada.
Tabla 11. Normalidad para Oxígeno Disuelto
Prueba Shapiro-Wilk
O2 disuelto
Grupo
Estadístico
Datos
SIG
Control
0,843
5
0,174
Experimento
0,688
5
0,007
Tabla 12. Prueba T para Oxígeno Disuelto SIG
Se asumen Oxígeno Disuelto
SIG bilateral
0,000
varianzas iguales 0,000 Se asumen varianzas diferentes
0,000
3. Triglicéridos Tabla 13. Datos de concentración de Triglicéridos obtenidos del Grupo experimento y datos del grupo control
[Triglicéridos] ug/ml
Control concentración de triglicéridos (µg/ml)
21.985695
22
184.435553
21.5
2.442855
23
122.549893
26
162.857
22
109.11419
-
178.735558
-
274.006903
-
86.31421
-
98.528485
-
Tabla 14. Datos de análisis descriptivo de Concentración de Triglicéridos en SPSS
Estadístico
Grupo experimento
Grupo control
Media
176,08
22,38
Desviación estándar
10,15
0,75
Mediana Asimetría
152,48 +
22,5 -
El grupo experimento presenta una media de 176,08 ug/ml con una desviación estándar de ± 10,15 ug/ml, una mediana de 152,48 ug/ml y asimetría positiva, que sugiere que los datos se dispersan por encima de la media. Mientras que el grupo control presenta una media de 22,38 ug/ml con una desviación estándar de ± 0,75 ug/ml, una mediana de 22,5 ug/ml y asimetría negativa, que sugiere que los datos se dispersan por debajo de la media.
Fig.8. Diagrama de Cajas “Concentración de Triglicéridos”
Tabla 15. Normalidad para Concentración de Triglicéridos
Prueba Shapiro-Wilk Grupo
Estadístico
Datos
SIG
Control
0,849
4
0,224
Experimento
0,936
18
0,251
Concentración de Triglicéridos
Tabla 16. Prueba T para Concentración de Triglicéridos SIG
SIG bilateral
Se asumen varianzas Concentración
iguales
de Triglicéridos
0,007 0,008
Se asumen varianzas
0,000
diferentes
4. DISCUSIONES Los triglicéridos son lípidos empleados para el almacenamiento de energía en depósitos de grasas, generalmente dentro de células especiales rodeadas por una membrana fosfolipídica y una red de colágeno relativamente débil (Lehninger et al., 1993). La concentración de triglicéridos depende de la cantidad de azúcares (glucosa), que se convierten en ácidos grasos y se unen a un glicerol (González, 2011). De acuerdo a las concentraciones obtenidas
experimentalmente se puede observar que a pesar de que los datos han sido tomados a un metro del borde de la laguna artificial de la Universidad Científica del Sur, los datos varían significativamente, haciendo uso del SPSS se calculó la varianza, la cual nos indica que hay una gran dispersión de datos, como por ejemplo, un grupo calculó que la concentración de triglicéridos fue de 2.44 ug/ml, y otro grupo calculó 364.39 ug/ml de concentración. Por otra parte, la muestra control varía en un rango de 21.5 a 26 ug/ml, siendo estos datos menos dispersos, en otras palabras, son más homogéneos. La dispersión de los datos puede ser debida a la toma de muestra, siendo posible este un factor para la varianza de datos en los grupos. También se le puede atribuir el hecho de la dispersión de los datos a factores ambientales (Poveda, 2007), ya que a pH 7.0, las interacciones de los triglicéridos se vuelven importantes y a distintos modelos de pH y temperatura afecta las propiedades químicas y físicas de los componentes (Mclean & Stack, 2003). En referencia a nuestros resultados las altas concentraciones de triglicéridos pueden ser relacionados a niveles altos de contaminantes solubles en grasa (por ejemplo, policlorados, bifenilos y dibenzofuranos) así como a nutrientes y marcadores vitamínicos (por ejemplo, vitaminas B, D y carotenos) (Patel, 2012). El oxígeno disuelto es una variable con una alta ponderación debido a que define la supervivencia de la comunidad biótica. La mayoría de la biodiversidad que habita en un cuerpo acuífero toleran concentraciones bajas de oxígeno, pero cuando esta excede por debajo del punto de saturación genera efectos negativos (Pérez, et al; 2009). Esta disminución de oxígeno provoca la muerte de organismos aerobios (Moreta, 2008). Al observar las tablas del test student se puede deducir que los datos de oxígeno disuelto obtenidos en la práctica son superados aproximadamente dos veces más por los datos del grupo control, lo cual quiere decir “que su baja concentración contribuye a que los organismos sean muy susceptibles al envenenamiento por metales pesados o plaguicidas” (Pérez, et al; 2009). “La baja de esta
importante variable llega muchas veces a causa de la eutrofización” (Baza, 2009). La pérdida de OD que se ha registrado en las muestras de laboratorio se agravan por el exceso de organismos fotosintéticos que también producen oxígeno y que ocupan la superficie, esta se satura del gas y el exceso se escapa a la atmósfera (Díaz & Sotomayor, 2013). La concentración de OD en el agua de un lago depende de la temperatura del agua, que a su vez depende de la radiación solar y de la profundidad (Moreta, 2008), esta concentración de oxígeno disminuye conforme la temperatura se incrementa, por lo que puede esperarse que los valores de oxígeno sean altos en los meses fríos y bajos en los meses cálidos. De igual manera la concentración de oxígeno disuelto en el agua disminuye conforme la profundidad se incrementa, por lo que puede esperarse que los valores de oxígeno sean más altos en la superficie de un lago que en zonas profundas (Watch, 2003). Estudios anteriores demostraron que las lagunas con un bajo porcentaje de oxígeno disuelto poseen una limitada biodiversidad de organismos (Perez C, Ana & Rodríguez, Alexis, 2008). Uno de los efectos de la contaminación térmica de los lagos y ríos es la menor solubilidad de O2 en agua al aumentar la temperatura. Esta situación impide la disolución de oxígeno en las capas más profundas y afecta la respiración de los organismos acuáticos que necesitan oxígeno. (Rodríguez, 2012) La temperatura es tal vez el factor que más influencia tiene en los lagos, juega un papel importante en la distribución, periodicidad y reproducción de los organismos. La temperatura influye en la proliferación y supervivencia de los microorganismos a medida que aumenta las reacciones enzimáticas y tasas de reproducción (Arse, 2005). Según lo que nos indica las tablas del test student las temperaturas registradas en el grupo de prácticas de laboratorio y en el grupo control son similares, no existe mucha diferencia entre los valores, lo que quiere decir que la temperatura es una variable independiente, esta no
depende el oxígeno disuelto en el agua ni de otros factores presentes en el agua (Carlson R., 1981), la temperatura define la cantidad de oxígeno que el agua puede mantener en disolución (Watch, 2003). Además, se ve influenciada por el aumento de solutos en el agua de la muestra problema, estos absorben fotones de luz y al incrementar su número, incrementan la cantidad absorbida, aumentando la temperatura del cuerpo de agua. Los principales constituyentes de la absorción de luz serían los microorganismos en suspensión (Marín, 1999).
5. RECOMENDACIONES Durante la ejecución de la experiencia en el laboratorio se presentaron incidentes. Se pudo observar que no se realizó el muestreo de agua para la obtención de la muestra. El muestreo constituye el primer paso para determinar la calidad de una fuente de agua (CATHALAC, 2012). Es necesario preparar la muestra de agua anticipadamente; así poderla dejar en reposo. Es importante el tiempo de reposo; ya que de este depende la concentración de los restos sólidos presentes en la muestra que se sedimentan en la base. Asimismo, ayuda a cuantificar la concentración de triglicéridos (Subdirección Red Nacional de Laboratorios; 2011). Se recomienda que en las sucesivas prácticas se prepare anticipadamente las muestras a utilizar; también el de analizar la importancia de obtener datos controles para poder contrastarlos con los datos de la práctica, reduciendo los niveles de error y también para buscar explicación a estos.
6. CUESTIONARIO
1.
¿Cuáles son las ventajas energéticas de los lípidos frente a
moléculas como los carbohidratos y proteínas? La principal fuente de energía, normalmente es de naturaleza lipídica, puesto que estos, aportan aproximadamente 9 Kcal/gramo, frente a las 4 Kcal/gramo con que contribuyen los carbohidratos (Lehninger, 1993). Esto es más del doble que los demás nutrientes, además si la ingesta de grasas supera las necesidades diarias, se almacenan directamente en el tejido adiposo en forma de triglicéridos (FEC).
2.
¿Cuál es la importancia de los Sulfolípidos y Galactolípidos en las
plantas? Los sulfolípidos de plantas son ricos en ácidos grasos saturados, fundamentalmente en ácido palmítico, y representan, aproximadamente, el 5% de los glicerolípidos de las membranas cloroplásticas y los galactolípidos no presentan carga a pH fisiológico y son la única clase de lípidos de membrana que neutros presentes en los tilacoides (Andreu, 2010). En los cloroplastos, los sulfolípidos se han encontrado tanto en las membranas tilacoidales como en las membranas interna y externa de la envoltura cloroplástica (Dörman, 2005). Los galactolípidos
contienen
elevadas
concentraciones
de
ácidos
grasos
poliinsaturados y son los lípidos predominantes en las membranas fotosintéticas de plantas y cianobacterias (Block, 1983).
3.
¿Por qué los esfingolípidos pueden comportarse como fosfolípidos
y glucolípidos? Los esfingolípidos son los lípidos de membrana que incluyen en su estructura las denominadas bases esfingoides conocidas también como bases de cadena larga ó esfingosinas. (Palacios Aláiz, 2009) Estos, como los fosfolípidos, se componen de un grupo de cabeza polar y dos colas no polares. El núcleo de los esfingolípidos es la larga cadena de aminoácidos
de
alcohol,
la
esfingosina.
Los
esfingolípidos
son
las
esfingomielinas y glicoesfingolípidos (el cerebrósido, sulfátidos, globosides y gangliósidos). Esfingomielinas son los esfingolípidos sólo clase que también son los fosfolípidos. Esfingolípidos son componentes de todas las membranas, pero son particularmente abundantes en la vaina de mielina. (W. King, 2015) Los esfingolípidos constituyen la mayoría de los denominados glucolípidos de las membranas, es decir, lípidos que poseen uno o más azúcares unidos formando parte de su zona hidrofílica. (Janmey PA, Kinnunen PKJ, 2006 & Van Meer G, Voelker DR, Feigenson GW ,2008)
4.
¿Dónde se encuentran principalmente los triglicéridos en plantas y
animales? Debido a su insolubilidad en medio acuoso, los triglicéridos se transportan en el plasma como integrantes de las lipoproteínas, junto con el colesterol (libre o esterificado). Se encuentran formando parte de las células y tejidos de los animales y vegetales. Los triglicéridos son principal forma de almacenamiento de energía. Los principales depósitos de grasa se encuentran bajo la piel (grasa subcutánea), alrededor de los órganos vitales y en las membranas que rodean a los intestinos. El tejido adiposo, tiene elevado contenido de triglicéridos, que se encuentra por todo el cuerpo, especialmente debajo de la piel, que impide la
pérdida de calor es decir que en los animales forman la mayor parte del tejido adiposo. En los vegetales son los aceites, en algunos vegetales se acumula en las semillas para darle sustento al embrión cuando empiece su desarrollo, la germinación, por lo que constituyen reserva de energía importante en las frutas y semillas (Billavos, 2001). Las semillas de ciertas plantas como las del girasol y el maní acumulan triglicéridos en organelas llamadas esferosomas, que ocupan el mayor volumen de las células del endospermas o de los cotiledones, cuando estas semillas germinan la grasa se utiliza para crecimiento hasta que la fotosíntesis se establece. Algunos frutos como las aceitunas y lo aguacates contienen triglicéridos, para atraer a los animales y así poder distribuir sus semillas (McKee & McKee, 2003).
7. BIBLIOGRAFÍA Andreu, V. (2010). Caracterización bioquímica, molecular y celular de las W3 desaturasas plastidiales de plantas y análisis de su implicación en la síntesis de jasmonatos. Universidad de Zaragoza: España. Arce, A., Calderón, C., Tomasini, A. Fundamentos técnicos para el muestreo y análisis de aguas residuales. Arse, M. (2005). Química del agua. Mexico D.F Battaner, A. E. (2012). Biomoléculas. una introducción estructural a la bioquímica.
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