Guia_Fisiologia_2011_Final.pdf

2011 UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE CHILE Facultad de Ciencias de la Salud

Guía Práctica de Laboratorios de Fisiología

“El niño enfermo” Oleo de Pedro Lira.

Museo de Bellas Artes.

Carreras: Medicina Kinesiología Obstetricia Enfermería Profesores: Prof. José I. Loyola Prof. Mauricio Quiroz Prof. Daniel Droguett

[GUÍA PRACTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]

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Calendario de Actividades Semana 21 de Marzo 28 de Marzo

Actividad de Laboratorio LABORATORIO Nº1: ACTIVIDAD MULTIMEDIAL, SEMINARIO DE EXCITABILIDAD CELULAR LABORATORIO Nº2: ESTIMULACIÓN NERVIOSA Y MUSCULO ESQUELÉTICO

04 de Abril

LABORATORIO Nº3: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA ELECTROMIOGRAFIA (EMGS)

11 de Abril

LABORATORIO Nº4: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA SOMESTESIA

18 de Abril

LABORATORIO Nº5: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA ACTIVIDAD REFLEJA

25 de Abril

LABORATORIO Nº6: : PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA ELECTROCARDIOGRAMA Y PRESIÓN ARTERIAL

02 de Mayo

LABORATORIO Nº7: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA FROTIS SANGUÍNEO, ANALISIS DEL HEMATOCRITO Y GRUPOS SANGUÍNEOS

09 de Mayo

LABORATORIO Nº8: VOLUMENES PULMONARES ESPIROMETRÍA, CONTROL DE LA RESPIRACION

16 de Mayo

LABORATORIO Nº9: FISIOLOGÍA DEL SISTEMA RENAL

23 de Mayo

LABORATORIO Nº10: TEST DE TOLERANCIA A LA GLUCOSA

30 de Mayo

LABORATORIO Nº11: PROCESOS FÍSICOS Y QUÍMICOS DE LA DIGESTIÓN

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LABORATORIO Nº1: ACTIVIDAD MULTIMEDIAL, SEMINARIO DE EXCITABILIDAD CELULAR Este es un programa interactivo en el cual se simula un potencial de acción, sus diferentes características, las corrientes iónicas que lo generan y el efecto de diversas sustancias químicas sobre su generación y configuración. Ud. deberá trabajar utilizando el programa instalado en un PC a su disposición. En relación al video de simulación que se proyecte, responda y desarrolle cada una de las preguntas formuladas en el siguiente seminario y entregar al término del seminario (NOTA: en cada respuesta no se debe exceder más de 30 palabras): Integrantes activos del grupo: Nombre

Carrera

1. Defina los siguientes conceptos: a.- Potencial de equilibrio electroquímico b.- Potencial de reposo c.- Potencial de acción 2. Reconozca en la figura y explique las siguientes etapas del potencial de acción: a) Despolarización b) Hiperpolarización c) Período refractario absoluto d) Período refractario relativo

[ E SCRIBIR LA DIRECCIÓN DE LA

COMPAÑÍA

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3. ¿Cuál es el mecanismo de acción e importancia que tiene la bomba Na+ - K+ ATPasa en la recuperación del Potencial de Membrana? 4. Si un axón se sumerge en una solución sin sodio ¿Qué corriente iónica desaparecerá si se aplica un estímulo supraumbral? 5. Que sucederá si se disminuye a una cuarta parte la concentración de sodio extracelular y a la vez que sucede si aumenta en un 50%. 6. Que esperaría que ocurriera con el Potencial de Acción de una persona que padece una deshidratación severa. 7. Existe una gran diversidad de toxinas que afectan los canales iónicos. Una de ellas es la Tetrodotoxina (TTX), producida por una especie de pez globo. TTX bloquea los canales de sodio voltaje dependiente y por lo tanto tiene potentes efectos sobre el sistema nervioso. La Saxitoxina, homologo químico de la TTX tiene una acción similar a ésta y es producida por algunos dinoflagelados. ¿Por qué no se deben consumir mariscos que han ingerido dinoflagelados de la marea roja? ¿Cuáles son los efectos de la ingestión de saxitoxina sobre las neuronas?. Grafique cuáles son los efectos sobre el potencial de acción si se agrega una solución de TTX (Tetradotoxina) y TEA (Tetraetilamonio). 8. ¿Por qué cuando un paciente requiere hacerse una extracción dental se aplica anestesia local? ¿Qué relación existe entre los anestésicos locales y los canales de sodio voltaje dependientes?. 9. Explique qué ocurre con la velocidad de conducción nerviosa en los pacientes con Esclerosis Múltiple.

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LABORATORIO Nº2: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA ESTIMULACIÓN NERVIOSA Y MUSCULO ESQUELÉTICO

INTRODUCCIÓN Un potencial de acción en un axón motor, produce un potencial de acción en las fibras musculares que inerva. El efecto del potencial de acción es aumentar el nivel de calcio intracelular por un periodo breve, aportando la señal a la maquinaria contráctil molecular dentro de la fibra y generándose una breve contracción denominada “sacudida muscular”. Un músculo completo puede estar inervado por cientos de axones motores. Una forma a través de la cual, el sistema nervioso puede controlar la fuerza de contracción es controlando el número de axones motores que generan potenciales de acción y en consecuencia, el número de fibras musculares que se contraen. Este proceso se denomina “reclutamiento”. Una segunda forma a través de la cual el sistema nervioso controla la fuerza de contracción es variando la frecuencia de los potenciales de acción en los axones motores. A frecuencias menores de 5 Hz, hay tiempo suficiente para que el calcio intracelular vuelva a sus valores normales entre potenciales de acción; se producen entonces, sacudidas musculares separadas. A frecuencias entre 5 – 15 Hz, la concentración de calcio intracelular en una sacudida muscular, se ha recuperado solo parcialmente cuando llega el siguiente potencial de acción. La fibra muscular produce tensión pulsátil (suma de contracciones) y la tensión que se genera es mayor que en una sacudida muscular única: entre pulsos, la tensión nunca cae a cero. A frecuencias mayores, no se observa el componente pulsátil y la fibra genera una contracción permanente y de mayor magnitud “tétanos”.

OBJETIVO GENERAL Explorar como trabaja el sistema neuromuscular y examinar algunas de las propiedades de la fatiga muscular. OBJETIVOS ESPECIFICOS Estimular eléctricamente nervios (en la zona del antebrazo) que inervan músculos de la mano, modificando los parámetros de estimulación. Demostrar los fenómenos de reclutamiento, sumación y tétanos. MEDIDAS DE SEGURIDAD El equipo de estimulación del Power/Lab está aislado eléctricamente para poder ser usado sin peligro, sin embargo deben tomarse siempre las precauciones aquí mencionadas y personas con marcapasos o equipos similares, epilépticos o con problemas cardíacos NO deben ser utilizados como voluntarios para estos ejercicios.

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Medidas que deben considerarse siempre: 1. Sólo los estimuladores eléctricos suplementados con el equipo deben ser utilizados para los experimentos de estimulación (jamás si están dañados). Nunca deben ser usados separadamente (separar el positivo del negativo), jamás deben ser puestos en la cabeza o el tórax o utilizar dos estimuladores en cada mano. 2. Siempre usar crema o gel de conducción sobre la piel. 3. Siempre comenzar con la estimulación más baja y lentamente subir la corriente. 4. Si la persona voluntaria comienza a sentir malestar durante la experimentación deténgala y consulte de inmediatamente al profesor. 5. Siempre al usar el estimulador se debe ver una luz verde intermitente, si es amarilla indica que los

electrodos no bienen conectados (problema de conducción), en ese caso chequear la piel y las conexiones (en están especial experimentos más extensos). 6. Estar siempre alerta de cualquier situación de problema en el voluntario, en ese caso detener la estimulación bajando el interruptor en el panel frontal del Power/Lab.

MATERIALES PowerLab conectado a un computador Transductor de fuerza conectado a un conector Electrodo de estimulación de barra Crema conductora para electrodos Dinamómetro de mano Cinta adhesiva

METODODOLOGÍA 1. Asegúrese que el Power/Lab esté conectado y encendido 2. Conecte el transductor de fuerza al Imput 1 de la unidad Power/Lab y asegúrelo con cinta adhesiva sobre el mesón del laboratorio, como se indica en la figura N°1.

Figura 1. Instalación del sistema para iniciar la actividad 6


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3. Conecte el electrodo de estimulación de barra a la salida de la unidad aisladora de estímulo: el cable rojo (positivo) a la salida roja y el cable negro (negativo) a la salida negra. 4. Coloque una pequeña cantidad de crema conductora a ambas placas metálicas de la barra estimuladora.

ACTIVIDAD N°1: EFECTOS DE ESTIMULACIÓN NERVIOSA Objetivos Explorar los efectos sensoriales y motores de la estimulación eléctrica, utilizando los nervios del Antebrazo y una barra de electrodos estimuladora. Procedimiento En este primer ejercicio, la unidad Power/Lab se utiliza sólo como un estimulador, sin registrar. Ud. sólo deberá observar las respuestas musculares mirando la mano del voluntario. 1. Entre a set-up y abra la ventada del estimulador aislado; asegúrese que la programación sea la siguiente: Modo: continuo Rango: Hz Frecuencia: 1 Hz Duración del pulso: 200 µs Corriente de pulso: Variación en la intensidad del estimulo, cada vez con mayor intensidad en mA (de 1mA…..). 2. Coloque la barra de estimulación sobre el nervio ulnar a la altura de la muñeca, como lo indica la figura N° 2

Figura 2. Ubicación de la barra de estimulación sobre el nervio ulnar. 3. Ponga el estimulador en posición ON. 4. Note que las sacudidas musculares afectan el dedo pulgar y los otros dedos. Ajuste la posición del electrodo hasta que observe sacudidas de mayor magnitud. 5. Detenga el estimulador.

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Preguntas de la Actividad Nº1: 1. Defina y determine cuál es su umbral sensitivo 2. Defina y determine cuál es su umbral Motor 3. Anote los efectos motores que usted pudo observar ACTIVIDAD N°2: SACUDIDA MUSCULAR Y RECLUTAMIENTO Objetivos Medir una respuesta de sacudida muscular gatillada por estimulación nerviosa y mostrar reclutamiento en la respuesta de sacudida cuando aumenta la intensidad del estímulo. Procedimiento 1. Asegúrese que el transductor de fuerza esté firmemente unido al mesón, no debe moverse cuando se le aplique fuerza a las hojas. 2. Coloque su mano como lo muestra la figura N°3; con los dedos bajo el mesón y la punta del pulgar descansando suavemente sobre las hojas metálicas del transductor.

Figura 3. Pulgar ubicado sobre el transductor de presión 3. Coloque la barra de estimulación sobre el nervio ulnar a la altura de la muñeca y fíjelo firmemente en este lugar. 4. Coloque la corriente del pulso de estimulación en 0 mA. 5. Presione el botón de inicio de la ventana de Windows. Chart realizará un registro de duración fija de 0.5 seg. y luego se detendrá automáticamente. 6. Desde el valor de su umbral motor aumente la corriente de estimulación 1 mA cada vez hasta que la respuesta no aumente más. Para la mayoría de los sujetos, este estímulo máximo está entre 6-15 mA. 7. Anote todos los datos de su registro.

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Análisis de la Actividad Nº2: 1. Use el cursor para medir la amplitud de cada pick del registro. 2. Grafique la relación entre corriente de estimulación y tamaño de la respuesta obtenida. (Relación intensidad del estimulo v/s fuerza generada).

Preguntas de la Actividad Nº2: 1. ¿Pudo usted evocar una sacudida muscular visible con un estímulo de 0 mA? ¿Cuál será el número de fibras musculares que se contraen con esta corriente de estimulación?. 2. ¿Cuál fue la corriente mínima necesaria para provocar una contracción máxima? ¿Qué proporción de las fibras musculares se estarán contrayendo con esta intensidad de estimulo?. 3. ¿Qué concluye usted con respecto al número de fibras que se contraen cuando la corriente del estímulo pasa desde una intensidad umbral hasta la intensidad requerida para gatillar una contracción máxima?. 4. ¿Por qué al variar la intensidad del estímulo se modifica la fuerza de contracción?

ACTIVIDAD N° 3: SUMACIÓN Y TETANOS Objetivos Demostrar los efectos que se generan entre estímulos pareados y observar una corta contracción tetánica. Procedimiento 1. En Pulso la ventana fijo). de 5. de diálogos del estimulador aislado, coloque la intensidad de la corriente 19 mA (valor 2. Presione el botón de inicio de Chart y estimule. 5. Comience con una frecuencia de 10 Hz y registre. 6. Repita la estimulación a frecuencias de 10, 20, 30 Hz …

Preguntas de la Actividad Nº3: 1. ¿Cuál es la relación entre la frecuencia del estímulo y el tiempo entre estímulos?. 2.- Observe al modelo ¿Porqué, la respuesta tetánica visiblemente (amplitud) es mayor que la de una sacudida muscular?. 3. ¿Cuales son las 2 formas a través de las cuales el sistema nervioso puede controlar la fuerza generada por un músculo esquelético?. 4.- ¿Qué sucedería en el músculo esquelético, si Usted continúa con la estimulación eléctrica indefinidamente?. 5.- ¿Qué es la fatiga muscular?. Mencione tres factores que pueden desencadenar fatiga muscular. 6.- Según la respuesta observada, discuta ¿cuáles son las condiciones necesarias para que la fibra muscular se relaje?.

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LABORATORIO Nº3: PRACTICO DE FISIO LOGIA HUMANA ELECTROMIOGRAFIA (EMGS) INTRODUCCIÓN Una fibra muscular esquelética esta inervada por ramas de un axón motor. Bajo circunstancias normales, el potencial de acción neuronal activa todos los músculos inervados por la neurona motora. Este proceso de activación involucra un potencial de acción y una contracción de las fibras musculares. Por lo tanto, durante una contracción, hay actividad sincronizada en varias fibras del mismo músculo. La señal eléctrica registrada de un músculo contraído se llama electromiograma o EMG. Como en el electrocardiograma (ECG),voluntaria esta actividad se puede a través de electrodos puestos sobre lafibras. piel. Una contracción muscular se produce pordetectar uno o más potenciales de acción en muchas La actividad del EMG no es una serie regular de ondas como el ECG, sino un estallido caótico de señales solapadas en forma de espiga. En este experimento, usted registrara la actividad del EMG durante contracciones voluntarias de los músculos bíceps y tríceps. La señal “cruda” del EMG obtenida durante las contracciones voluntarias, puede procesarse de varias maneras para indicar la intensidad de actividad del EMG. En el método usado aquí, la porción negativa del EMG es invertida y entonces la señal se integra de tal manera que suaviza las puntas, y hace mucho más claro el cambio de actividad a lo largo del tiempo. Usted también registrará señales de EMG producidas por estímulos eléctricos de un nervio motor que inerva un músculo. El músculo abductor corto es uno del grupo de músculos de la eminencia tenar en la superficie palmar de la mano. El nervio motor de este músculo (el nervio mediano) es fácil de estimular en la muñeca y codo.

OBJETIVO GENERAL El objetivo de esta sesión es explorar la actividad eléctrica de musculatura esquelética. OBJETIVOS ESPECIFICOS Lograr registrar y analizar la electromiografía de un voluntario. ADVERTENCIA Algunos ejercicios involucran aplicación de estímulos eléctricos a través de electrodos puestos en la piel. Las personas que tienen marcapasos cardíaco o quién padece desórdenes neurológicos o cardíacos no se deben ofrecer para esos ejercicios.

MATERIALES: El PowerLab conectado a un computador Cable Bio Amp Cuatro electrodos EEG/EMG Electrodo Barra de estímulo Crema conductora para el electrodo Alcohol 80% Almohadilla Abrasiva Correa de tierra Cinta Adhesiva Cuatro libros de peso similar, aproximadamente 1 Kg 10


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METODODOLOGÍA 1. El estudiante que se ofrece para el experimento se debe quitar el reloj y cualquier joya de su cuerpo. 2. Conecte el cable “Bio Amp” a la unidad Power/Lab como se señala en la figura 1. 3. Conecte el terminal de la correa de tierra en la conexión tierra del cable “Bio Amp” (figura 2), colocando la correa (un electrodo de tierra) alrededor de la muñeca. Debe asegurase que el lado suave de la correa de tierra está por completo en contacto con la piel. 4. Prepárese para unir los electrodos al voluntario. Limpie suavemente el área dónde usted pondrá cada electrodo con una almohadilla abrasiva y luego con un algodón que contiene una solución de Etanol al 80%. Con un lápiz, marque ligeramente dos cruces pequeñas en el músculo bíceps, como se muestra en la figura Las crucesligeramente deben tener la unapiel separación 2-5 una centímetros y se deben alinear el eje largo del brazo.1. Desgaste marcadadecon almohadilla abrasiva; estocon disminuye la resistencia de la capa exterior de la piel y asegura un buen contacto eléctrico.

6. Prepare la piel del músculo Tríceps para unir los electrodos tal como se indica en el paso anterior para Bíceps. La posición de los electrodos para el tríceps se muestra en la Figura 1. 7. Ponga los electrodos hacia abajo sobre la piel encima de las cruces, y fíjelos con el pegamento. Use la cinta extra para atar el cable del electrodo que está inmediatamente adyacente a los electrodos en la piel. 8. Una los terminales de los cuatro electrodos EEG/EMG en los cuatro terminales del cable “Bio Amp” Fig. 1 y 2. La polaridad en este caso no interesa pero sí que los electrodos del bíceps o tríceps correspondan al canal correcto. En el canal 1 corresponde a los cables del bíceps y en el canal 2 a los del tríceps. 9. Verifique que todos los electrodos se conectaron apropiadamente al voluntario y al terminal de cable “Bio Amp”. Usted está ahora listo para empezar los ejercicios. 11


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ACTIVIDAD Nº 1: CAMBIO VOLUNTARIO EN LA FUERZA CONTRÁCTIL Objetivo Examinar la contracción muscular voluntaria y cómo la fuerza contráctil cambia con la demanda creciente. Procedimiento 1. El voluntario debe sentarse en una posición relajada, con su codo doblado en 90° con la palma de la mano hacia arriba. Debe usar la otra mano para sostener la muñeca del brazo que tiene los electrodos. 2. Pida al voluntario que haga una contracción fuerte del músculo del bíceps, intentando flectar el brazo y resistiendo este(Figura movimiento con su otro brazo o bien un compañero puede realizar esta función. Observe la señal 3).

Figura 3. El cuadro de dialogo del “Bio-Amplifier” muestra una fuerte contracción del Bíceps. 3. Repita los pasos 2 para la señal del tríceps. El voluntario puede hacer una contracción fuerte del músculo del tríceps intentando forzar hacia abajo el brazo y resistiendo este movimiento con su otro brazo o un compañero puede realizar esta función. 4. Para empezar la grabación presione el botón INICIO (Start). Capte la señal en reposo inicialmente y luego el voluntario debe realizar una contracción máxima del bíceps y luego del músculo tríceps. Pulse el botón de Termino (Stop) y verifique que la señal integrada sea claramente visible en pantalla. Si no se ve claramente, use los botones de auto- escalar en el Eje de Amplitud o el Cursor para ajustar la escala vertical. 5. El voluntario debe sentarse ahora en una posición relajada, con su codo sin apoyo y en 90° con la palma hacia arriba. 6. Pulse el botón Inicio de nuevo, para reasumir sus grabaciones. Después de unos segundos, ponga un libro (o un peso similar) en la mano del sujeto de prueba, déjelo durante dos a tres segundos, grabe el cambio en el EMG, entonces quítelo. Repita este proceso para dos, tres y cuatro libros. 7. Pulse el botón “Stop” para detener la grabación. La forma de las ondas debe parecerse a aquéllas de la Figura 4. 12


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Figura 4. Estallidos de actividad del bíceps mientras sostiene un peso: canal 1 corresponde a la señal integrada. La ventana de zoom muestra parte de la actividad de EMG “crudo” del bíceps.

Análisis 1. Revise los datos grabados y note los cambios en la actividad eléctrica en el Bíceps. Note que también poniendo los pesos en la mano da una pequeña o ninguna actividad en el músculo del tríceps. Seleccione una parte pequeña de la actividad del Bíceps y examínelo en la ventana del Zoom. La señal dellos EMG “crudo” está compuesta por muchas espigas dirigidas hacia arriba hacia abajo. 2. Note cambios en el gráfico integrado cuando se agregaron pesos y luego seyquitaron. La altura del trazado se correlaciona con la fuerza producida por el músculo.

ACTIVIDAD Nº 2: LA ACTIVIDAD ALTERNA Y COACTIVATION Objetivo Examinar la actividad de músculos antagonistas y el fenómeno de coactivación. Procedimiento 1. El voluntario debe sentarse en una posición relajada, con su codo en 90° con la palma hacia arriba. Debe usar la otra mano para resistir el movimiento sosteniendo la muñeca del brazo que tiene los electrodos. 2. Pida al voluntario que active bíceps y tríceps alternadamente. Debe practicar este modelo alterno hasta sentir que ambos músculos está activándose por igual. 3. Inicie el registro. Pídale al voluntario que use el modelo alterno de activación durante 20 a 30 segundos. 4. Detenga el registro. La forma de las ondas debe parecerse a las mostradas en la Fig. 5.

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Figura 5. Actividad alternada del bíceps y tríceps, mostrando la coactivation.

Análisis 1. Observe los trazos de la EMG para los bíceps y tríceps. Note la alternancia de actividad en el bíceps y tríceps. 2. También note que cuando el músculo bíceps se activa enérgicamente, hay un aumento menor de actividad en el tríceps. Correspondientemente, hay un aumento menor de actividad, en el trazo del bíceps cuando el tríceps se activa. Este fenómeno se llama “coactivación”. Su significado fisiológico no se entiende bien, aunque podría servir para estabilizar la articulación del codo. Para Investigar: 1. ¿Cómo cambia el trazado del EMG cuando añade peso a su brazo? ¿Que indican estos resultados? 2. Describa la coactivación. ¿Por qué cree que ocurre este fenómeno? 3. Explique los mecanismos fisiológicos de la contracción tetánica? 4. Explique la diferencia mecánica y fisiológica de la sacudida muscular y la contracción tetánica?

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LABORATORIO Nº4: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA SOMESTESIA

INTRODUCCIÓN Los seres vivientes desarrollan sus actividades en un medio ambiente que es, generalmente, cambiante. A estos cambios del medio los denominaremos estímulos. Un estímulo puede implicar, para una especie en particular la necesidad de dar una respuesta adecuada a él, con el objetivo de poder sobrevivir, es decir que es una formaconsiderar de adaptación su medio ambiente. Así, existen al menos dos aspectos se deben dentrodel delorganismo proceso deaadaptación: i) el conocimiento del cambio energético ii) la capacidad de dar respuesta adecuada a él Para conocer el cambio energético existen estructuras denominadas receptores sensoriales cuya finalidad es translucir el cambio energético medio-ambiental a energía eléctrica (potenciales generadores) la que debidamente codificada, integrada y procesada puede dar srcen a una respuesta adecuada.

OBJETIVO GENERAL Estudiar las sensaciones que se srcinan a nivel de la piel: tacto, calor y frío. OBJETIVO ESPECÍFICOS Analizar las relaciones que existen entre la magnitud del estímulo y la intensidad de la sensación evocada (tacto y presión).

MATERIALES Algodón Agua a 40°C (recipiente I) Agua a 20°C (recipiente II) Agua a 4°C (recipiente III) Compás de Weber modificado Reglas graduadas en milímetros

ACTIVIDAD Nº 1: CAPACIDAD DE LOCALIZACIÓN DE UN ESTÍMULO TÀCTIL Toque suavemente con la punta de un lápiz la piel del sujeto y pídale que con otro lápiz trate de localizar el punto tocado. Determine el margen de error midiendo la distancia que hay entre el lugar estimulado y el señalado. Estimule en la frente, en el dorso (espalda), en el dorso y palma de la mano, antebrazo. Mientras aplica el estímulo el alumno permanecerá con los ojos cerrados y sólo al contestar utilizara el control visual.

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ACTIVIDAD Nº 2: SENSACIÓN TÁCTIL Con un trozo de algodón roce suavemente (intensidad ligeramente supra umbral) la piel de la mano (palma y dorso), antebrazo, cara, tórax y observe que regiones cutáneas son más sensibles a este tipo de estimulación. ACTIVIDAD Nº 3: DISCRIMINACIÓN DE DISTANCIA DE 2 PUNTAS Mediante las puntas del compás de Weber modificado toque al sujeto y pídale que diga si siente dos puntas o una. Si señala sentir una, debe continuar separando las puntas del compás modificado hasta que el alumno discrimine dos, de esta manera deberá medir la distancia entre las puntas y anotarla. Explore: pulpejo de los dedos, mano (dorso y palma), antebrazo, brazo, cara, labios, espalda. ACTIVIDAD Nº 4: ADAPTACIÓN AL TACTO LIGERO Con la punta de un lápiz flecte un pelo, mantenga la posición alcanzada y pregunte al sujeto cuando deje de sentir que lo tocan. Mida el tiempo (cronómetro) desde que se flecto el pelo hasta que el alumno informe que no lo siente. Realice esta actividad en el dorso de la mano, en el antebrazo y la cara.

ACTIVIDAD Nº 5: SENSIBILIDAD TÉRMICA - Efecto de la Superficie: introduzca un dedo e inmediatamente después, toda la mano en agua a 40º C y compare la intensidad de ambas sensaciones. Repita el mismo experimento, utilizando agua con hielo (4º C). - Sensaciones térmicas: en tres recipientes con agua a diversas temperaturas (4º, 20º y 40ºC), dispuestos en ese orden se sumerge la mano derecha en el agua a 40º C, la mano izquierda en el agua con hielo y a continuación ambas manos en el recipiente con agua a 20ºC (temperatura ambiente). Anote las sensaciones percibidas. Cuestionario de preguntas a desarrollar durante la actividad de laboratorio 1.- ¿Los receptores de los folículos pilosos son tónicos o fásicos? ¿Por qué el tiempo de adaptación de los pelos varía en las distintas zonas del cuerpo? 2.- Discriminación con el compás de Weber modificado: Haga un gráfico con los resultados obtenidos ¿Qué influencia puede tener el tamaño de los campos receptivos con los resultados obtenidos? 3.- Señale las características de los receptores de calor y de frío; cuál es la importancia de los mecanismos adaptativos a diferentes temperaturas ambientales. 4.- Localización de un estímulo táctil y sensación táctil: ¿a qué se debe la diferencia en el error de localización al explorar las diferentes zonas del cuerpo? 5.- ¿Por qué al practicar una punción venosa en el dorso de la mano, un paciente siente más intensamente que si lo puncionan en el brazo?

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LABORATORIO Nº5: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA ACTIVIDAD REFLEJA

INTRODUCCIÓN La respuesta refleja del sistema nervioso es una manifestación directamente observable de la actividad de un grupo reducido de neuronas. Este pequeño grupo de neuronas esta interconectado en forma relativamente sencilla, de modo que responde de la misma manera frente a un mismo estímulo (simple), en el mismo lugar del estímulo (local), relación uno a uno (un estímulo, una respuesta – individuales-) y estereotipados. Otro hecho relevanteenes elquecaso dichos de neuronas encuentran “empaquetados” dentro de regiones (segmentos de grupos la médula espinal)se claramente identificadas y definidas en el neuroeje. Esta particular forma de organización de la arquitectura neuronal, nos proporciona una herramienta de incalculable valor para el análisis de la integridad segmento a segmento del sistema nervioso. Efectivamente, una vez estandarizada una cierta forma de estimulación, obtendremos siempre una respuesta invariable y estereotipada. Esta respuesta refleja es un elemento de juicio objetivo clínico y neurofisiológico para el evaluador, donde surge la inevitable pregunta: ¿Está funcionando intacto aquel sector del neuroeje que estoy estimulando?

Del mismo modo, podemos señalar que para interpretar las respuestas obtenidas, existen dos enfoques que acompañan al evaluador: - La comparación con exámenes previos realizados en sujetos normales. - La comparación con la misma respuesta obtenida en el lado opuesto del mismo sujeto que se está examinado. Estotambién último aesnivel particularmente ya cualquier que la simetría del ser humano se manifiesta de los reflejos,importante, de modo que asimetríabilateral en una respuesta dada tiene gran valor en el diagnóstico de un proceso patológico.

OBJETIVO GENERAL Estudiar algunos reflejos profundos y superficiales en el hombre. OBJETIVOS ESPECÍFICOS Familiarizar al alumno con algunos reflejos de uso clínico. Conocer los estímulos, vías aferentes, centros integradores, vías eferentes y efectores en la respuesta refleja. Adquirir un lenguaje neurofisiológico orientado a aspectos clínicos.

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ACTIVIDAD Nº1: REFLEJO MIOTÁTICO O DE ESTIRAMIENTO Objetivo Estimular y observar el reflejo miotático en un voluntario relajado Material Martillo de percusión Procedimiento a) Reflejo tricipital El mano alumno acostado sobreeluna camilla, el brazoensesumantiene posición flectada y libre; percuta con la o con el martillo tendón del tríceps inserciónendistal b) Reflejo rotuliano o patelar El alumno sentado sobre camilla u otro, con las piernas flectadas (sin tocar el suelo). Con el martillo de percusión o la mano del evaluador, percuta el tendón del cuadriceps en la inserción distal. Es necesario que la pierna del alumno este en total relajación. c) Reflejo aquiliano El alumno acostado sobre una camilla con los pies pendiendo libremente, percuta el tendón del triceps. d) Maniobra de Jendrassik El alumno sentado con los pies elevados del suelo, se le pide que entrelace sus manos y trate de separarlas con el máximo de fuerza. e) Babinski (explicación y apoyo video) f) Clonus (explicación y apoyo video)

Cuestionario preguntas a desarrollar durante la actividad de laboratorio 1.¿Por qué alde estimular el tendón del cuadriceps la pierna se extiende?. 2.- ¿Qué estructura está involucrada en este tipo de reflejos? Explique y realice un diagrama. 3.- Discuta el rol del huso muscular en la contracción. 4.- Describa el órgano tendinoso de Golgi y sus conexiones. Dibuje las conexiones de inervación recíproca en una articulación. 5.- Justifique la respuesta observada en la maniobra de Jendrasick. 6.- ¿Qué pasa con la respuesta refleja en condiciones de shock medular? Justifique. 7.- ¿Qué estructuras están involucradas en el reflejo miotático inverso o antimiotático? 8.- ¿En qué condición clínica se presenta el signo de Babinski y Clonus?. Justifique ACTIVIDAD Nº2: REFLEJO PUPILAR Introducción La retina es capaz de responder a un amplio rango de intensidades de luz. Con luz brillante, la sensibilidad del ojoeneslos baja, pero cuando la luzparte es tenue, la sensibilidad parte de adaptación ocurre fotorreceptores, pero de esta resulta de la aumenta. regulaciónLademayor la cantidad de esta luz que entra al ojo a través de la pupila.

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Objetivo Observar los reflejos pupilares y los efectos relacionados en un voluntario Materiales Linterna Lápiz Procedimiento a) Reflejo fotomotor El alumno debe cerrar los ojos durante 15 segundos. Posteriormente aplique un haz de luz sobre el ojo Reflejo y observeconsensual las variaciones del diámetro pupilar. b) Repetir la actividad anterior y observe la pupila del ojo contrario. c) Reflejo pupilar de acomodación Con iluminación normal, observe la pupila del alumno cuando este mira un lápiz que se ubica a 10 cm de la cara, y luego observe el diámetro cuando el lápiz es colocado a gran distancia. Compare los diámetros pupilares en ambas situaciones.

Cuestionario de preguntas a desarrollar durante la actividad de laboratorio 1.- ¿Cuál es el efecto de la luz sobre el diámetro pupilar? ¿Cuál es el efecto beneficioso de poseer indemne este reflejo? 2.- ¿El reflejo fotomotor es un reflejo consensual? Justifique. 3.- ¿Qué estructuras están involucradas en las respuestas reflejas oculares? Describa.

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LABORATORIO Nº6: : PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA ELECTROCARDIOGRAMA Y PRESIÓN ARTERIAL

INTRODUCCIÓN Un par de electrodos de superficie colocados directamente sobre el corazón registrarán un patrón repetido de cambios de potencial. Como los potenciales de acción se propagan desde las aurículas a los ventrículos, el voltaje medido entre estos dos electrodos variará en una forma tal, que, entregará una “imagen” dedelaregistro; actividaddiferentes eléctrica del corazón. entregan Esta imagen puede variar cambiando la posiciónasí, de una los electrodos posiciones diferentes perspectivas, permitiendo imagen más completa de los eventos eléctricos. El cuerpo es un buen conductor de la electricidad debido a que los líquidos tisulares contienen una alta concentración de iones que se mueven (creando corrientes) en respuesta a diferencias de potencial. Las diferencias de potencial generadas en el corazón, se conducen entonces a la superficie corporal, donde pueden registrarse mediante electrodos de superficie colocados sobre la piel. El registro obtenido de esta forma se denomina electrocardiograma (ECG). Los componentes del ECG se pueden correlacionar con la actividad eléctrica del músculo auricular y ventricular. • La onda P corresponde a la despolarización de las aurículas. • El complejo QRS es producido por despolarización ventricular; la repolarización auricular también ocurre durante este tiempo. • La onda T es producida por repolarización ventricular. El primer ruido cardiaco “lub” ocurre durante la primera fase de contracción ventricular y se produce la porpresión cierre sanguínea de las válvulas aurículo-ventriculares (mitral los ventrículos se relajan, desciende bajo la presión que hay yentricúspide). la arteria yCuando las válvulas semilunares (aórtica y pulmonar) se cierran, produciendo el segundo ruido cardiaco “dup”.

OBJETIVO GENERAL Registrar y analizar un ECG obtenido de un estudiante voluntario estando en reposo y luego del ejercicio. OBJETIVOS ESPECÍFICOS Examinar la relación entre el ECG y los ruidos característicos del corazón. MATERIALES - Power/Lab conectado a un computador - Cable Bio Amp - 3 electrodos desechables - Pasta conductora, algodón, alcohol y esponja abrasiva - Fonendoscopio - Botón marcador de tiempo 20


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ACTIVIDAD Nº 1: ELECTROCARDIOGRAMA Y RUIDOS CARDIACOS REGISTRO DE UN ECG EN REPOSO 1. El estudiante voluntario deberá sacarse el reloj y joyas de sus manos. 2.- La conexión de los electrodos debe realizarse de acuerdo al diagrama adjunto.

3.- Conecte los electrodos ya colocados en el estudiante, al cable del Bio Amplificador (tierra, negativo y positivo). 4.- Asegúrese que el estudiante esté sentado y relajado para minimizar cualquier señal proveniente del movimiento. 5.- Comience el registro pulsando el botón START. Si la señal tiene mucho ruido de fondo, asegúrese que el estudiante voluntario esté relajado. 6.- A partir del trazado ECG, utilizando el marcador (M) y el cursor mida la amplitud de 4 ondas P, complejos QRS y ondas T. Para esto, mueva el cursor hasta el punto más alto de la onda y obtenga el valor de la amplitud en el display Rango/Amplitud, directamente sobre el canal ECG. Saque el promedio de los valores obtenidos. 7.- Utilizando el marcador y el cursor, mida la duración de una onda P, un complejo QRS y una onda T, colocando el marcador sobre el trazado ECG al inicio de la onda y el cursor al final de la onda. 8.-Anote sus resultados en la siguiente tabla: COMPONENTE

AMPLITUD ( mV)

DURACIÓN (seg)

Onda P Complejo QRS Onda T 21


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9.- Realice el mismo procedimiento y confeccione la misma tabla con las variaciones sufridas en el registro luego de haber realizado ejercicio.

CUESTIONARIO 1. ¿Cuáles son las bases bioeléctricas de un Electrocardiograma? 2.-¿Qué puede decir acerca de la amplitud de las distintas ondas del ciclo cardíaco?. 3.- La onda P y el complejo QRS representan la despolarización del músculo auricular y ventricular respectivamente. ¿Por qué el complejo QRS tiene una amplitud mayor?. 4.- Compare los resultados obtenidos en reposo y luego de realizar ejercicio. 5.- ¿Cómo se correlaciona el intervalo P-R con la velocidad de conducción en el nodo aurículoventricular?. 6.- El siguiente diagrama muestra el sistema de conducción y los distintos tipos de potenciales de acción que se generan en el corazón y su correlación temporal con la actividad eléctrica registrada mediante el ECG.

¿Cuáles son las corrientes iónicas que se generan en las distintas fases de los potenciales de acción de acción de una célula marcapaso y de una fibra ventricular?. 7. ¿Cuál es la duración de un potencial de acción de una fibra ventricular?. 8. ¿Cuánto dura el período refractario en la fibra ventricular? ¿Cuál es su importancia fisiológica?. 9. Analice al menos 3 electrocardiogramas patológicos con sus respectivas figuras.

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ACTIVIDAD Nº2: MEDICION DE LA PRESION ARTERIAL SISTEMICA La presión en la aorta y en las arterial braquiales y otras arterias grandes en un adulto normal joven, aumenta hasta alcanzar su valor máximo (presión sistólica) de casi 120 mm Hg durante cada ciclo cardíaco y disminuye a un valor mínimo (presión diastólica) cercano a 70 mm Hg. La presión de pulso es aproximadamente de 50 mm Hg y corresponde a la diferencia entre la presión sistólica y diastólica. La presión arterial media, es la presión promedio durante todo el transcurso del ciclo cardíaco; como la sístole es más corta que la diástole, la presión media es algo menor que el valor del punto medio entre las presiones sistólica y diastólica y puede determinarse de manera eficaz sólo mediante la integración del área de la curva de presión; no obstante como una aproximación, la presión media equivale a la presióndirecta, diastólica más launa tercera parte de laarteria presión La presión de arterial se puede medir en forma insertando cánula en una y eldeusopulso. de transductores presión. Sin embargo, la presión arterial en el ser humano se mide habitualmente por el método auscultatorio. El método auscultatorio para medir la presión arterial sistémica es un procedimiento indirecto y no invasivo, que se aplica de rutina en todos los servicios médicos.

Objetivo: Determinar las presiones arteriales mediante el método auscultatorio y observar los cambios en el flujo sanguíneo mientras se mide la presión arterial. Materiales: - PowerLab 4/20T conectado a un computador - Transductor de pulso - Manómetro - Brazalete - Fonendoscopio Metodología: a) Se coloca el brazalete en el brazo correspondiente b) Se palpa el pulso de la arteria cubital a nivel del pliegue del codo c) Se coloca la cápsula del fonendoscopio en ese lugar, debiendo existir un espacio libre de alrededor de 5 cm entre el borde inferior del brazalete y el lugar en que se coloca la cápsula del fonendoscopio. d) Se eleva rápidamente la presión a 150 mm Hg, insuflando aire al manguito, con lo que desaparecen los periódicos ruidos arteriales. e) A continuación se deja escapar lentamente el aire, moviendo el tornillo anexo a la pera de insuflación y se auscultan los ruidos arteriales; al mismo tiempo se observa el descenso de la columna de mercurio en el manómetro. La presión sistólica corresponde 23


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a la aparición de los primeros ruidos que se perciben durante el descenso de la presión, y la presión diastólica corresponde al momento en que se reducen notoriamente dichos ruidos, o en su defecto, cuando dichos ruidos arteriales desaparecen del todo. f) Se repiten estas mediciones 2 o 3 veces con intervalos de a lo menos 2 minutos, hasta obtener valores consistentes, experimentando con distintas velocidades de escape de aire, es decir, con una mayor o menor velocidad en el descenso de la columna de mercurio. g) Calcule la presión de pulso y la presión arterial media h) Pídale a un estudiante del grupo que se coloque en posición horizontal, mídale la presión arterial y la frecuencia cardiaca. Sin sacar el brazalete, indíquele que se ponga de pié rápidamente y vuelva a medir los mismos parámetros. Compare con los valores anteriores i) Mida presiónarterial arterialyantes y después de realizar maniobra de Valsalva. j) Mida lapresión frecuencia cardiaca antesuna e inmediatamente después de pedalear durante 5 minutos en una bicicleta ergométrica a una intensidad correspondiente al 70% de su frecuencia cardiaca máxima teórica.

Discuta los resultados obtenidos con su profesor. Sonidos de Korotkoff: mediante estudios angiográficos y técnicas ultrasónicas, se ha demostrado que la primera aparición de los ruidos característicos (presión sistólica) coincide con el pasaje de sangre por la arteria en la zona de compresión braquial. Luego los sonidos sistólicos aumentan de intensidad y de duración, para disminuir después a medida que disminuye la presión en el manguito. Estos ruidos se hacen más sordos y apagados, llegando a desaparecer del todo a presiones inferiores a la diastólica. Cuando fluye sangre por un vaso sanguíneo de paredes colapsables y la presión transmural es negativa (presión interior menor que la presión exterior), entonces pueden srcinarse autoscilaciones en la pared vascular a causa del flujo intermitente de la sangre en su interior. Cambios en el lumen arterial debido al cono de presión del brazalete

ACTIVIDAD Nº3: PRESION ARTERIAL Y PULSO 1. Entre a CHART y deje en la pantalla sólo el canal 1. 2. Trabaje bajo las siguientes condiciones experimentales: Sampling rate. 100 muestras por segundo View compresión. 5:1 para comenzar Canal 1. Input Amplifier: rango 200 mV, Low Pass 50 Hz, Positive Checkbox On. 1. Conecte el transductor de pulso como lo indica el diagrama (debe quedar firme pero no apretado).

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4. Asegúrese que el voluntario este sentado y relajado para minimizar cualquier señal proveniente del movimiento. 5. En el canal 1 entre al Input Amplifier, ajuste el valor hasta que la señal sea claramente visible. 6. Vuelva a Chart y registre aproximadamente 10 segundos 7. Infle el brazalete con aire y eleve rápidamente la presión a 150 mm Hg, Note que la señal de pulso desaparece. 8. Bote el aire a una velocidad de 1 a 2 mm Hg por segundo. Cuando escuche la presión sistólica a través de fonendoscopio, presione ENTER (sirve para marcar el tiempo). 9. Cuando se alcance la presión diastólica, vuelva a presionar ENTER y luego bote todo el aire del brazalete. 10. Detenga el registro y comprima la señal a 5:1

CUESTIONARIO a. ¿el tiempo en que aparece el primer sonido Korotkoff se corresponde con la primera aparición de flujo? b. ¿podría Ud. usar la medición de pulso para reemplazar el fonendoscopio? c. ¿Cómo se regula la presión arterial media? d. ¿Por qué es necesaria la regulación de la presión arterial media? e. ¿Por qué los pacientes hipertensos no deben realizar ejercicios isométricos?

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LABORATORIO Nº7: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA FROTIS SANGUÍNEO, ANALISIS DEL HEMATOCRITO Y GRUPOS SANGUÍNEOS

INTRODUCCIÓN El término de tejido sanguíneo es un tejido conectivo altamente especializado, cuya matriz extracelular es liquida y se denomina plasma, además cuenta con elementos formes que corresponden a las células sanguíneas: leucocitos, eritrocitos y plaquetas. En cuanto a los Grupos sanguíneos, Berstein puso de manifiesto que este sistema llamado ABO consistía en tres alelos de un único gen: A, B y O; que determinan 4 grupos fenotípicos diferentes:: A B - AB – O. Los alelos A y B exhiben codominancia y a su vez son dominantes con respecto a O.

El alelo A produce en la sangre un antígeno A, el alelo B produce el antígeno B y el O no produce ningún antígeno. Estos antígenos son mucopolisacáridos y se denominan aglutinógenos, encontrándose en la cara externa de la membrana plasmática de los eritrocitos. Además de los antígenos, los grupos A, B y O presentan anticuerpos para cualquiera de los antígenos A y B que no poseen. Estos anticuerpos o aglutininas producidas por las células plasmáticas y linfocitos circulantes de la sangre, se denominan isoaglutininas, pues se presentan naturalmente en el suero, sin que sea necesaria la presencia del antígeno correspondiente para su producción.

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Las transfusiones de sangre entre individuos de distintos tipos ABO puede dar lugar a una reacción de aglutinación, especialmente si se introducen grandes cantidades de un tipo sanguíneo distinto. Ottenberg estableció reglas prácticas para evitar accidentes, con el siguiente esquema clásico, en el cual el sentido de cada flecha indica que la transfusión sólo es posible en esa dirección.

Se Apuede antígenos y B).deducir también que las personas del tipo O son “dadoras universales” (ausencia de Landsteiner y Wiener descubrieron un grupo de genes el sistema Rhesus (Rh), de los cuales el más importante es el D por ser el más antigénico y las personas son, para fines prácticos Rh positivas (si poseen el antígeno D) o Rh negativas (si carecen de él). El alelo D (+) es dominante con respecto al alelo (-). Es el responsable de la incompatibilidad sanguínea materno-fetal.

OBJETIVOS 1. Identificar en microscopio óptico los elementos del tejido sanguíneo. 2. Comprender los mecanismos de identificación de los grupos sanguíneos. 3. Analizar los resultados de Hematocrito obtenidos del procesamiento de una muestra sanguínea.

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MATERIALES 1. Sangre fresca 2. Kit para determinación de grupos sanguíneos (Antisueros comerciales) 3. Agua destilada 4. Tinción May-Grügualds-Giemsa 5. PBS 6. Portaobjetos y cubreobjetos 7. Algodón 8. Microscopio Alcohol 9. óptico 10. Capilar para micro-hematocrito 11. Centrifuga

ACTIVIDAD Nº1: REALIZACIÓN DE UN FROTIS SANGUÍNEO Obtención de sangre: limpiar con un algodón embebido en alcohol el pulpejo del dedo, presionar y pinchar con una aguja. Dejar caer una gota en el extremo de un portaobjeto limpio y con un extensor (cubre-objeto) realizar el extendido. Una vez seco el extendido, se cubre el frotis con May-Grügualds, se deja 5 minutos. Luego se agrega de 3 a 5 gotas de PBS (tampón fosfato-salino), soplar suavemente para homogenizar la solución, se deja así 3 minutos. Posteriormente se debe lavar el frotis (sumergirlo 5 veces a un vaso que contenga PBS). se cubre el frotis con se unadebe dilución de frotis Giemsa (por cada 1 mlluego de PBS, 3 gotas se deja Luego 15 minutos. Posteriormente lavar el 5 veces en PBS, se deja secar.de Giemsa), Se observa en 100X (usando aceite de inmersión)

NOTA: En el frotis se presentan 3 zonas (cabeza, cuerpo y cola), pero para poder observar se debe fijar entre el cuerpo y la cola, esta zona se reconoce porque los glóbulos rojos están unos al lado del otro y se observa la depresión central o halo blanco. En la cola los glóbulos rojos están deformados, totalmente separados y no se les nota la depresión central. En la cabeza los glóbulos rojos están aplanados (por los puntos antes expuestos los extremos cabeza y cola no son aptos para la observación del frotis sanguíneo). Una vez ubicada la zona optima, nos vamos al borde del frotis y empezamos a realizar un zic-zac por el frotis hasta llegar al otro extremo, de esta forma se visualizarán todos los elementos formes presentes, por ejemplo usted debe ser capaz de identificar las diferencias entre glóbulos rojos y glóbulos blancos, tratar de localizar a las plaquetas, identificar los distintos tipos de leucocitos que se observan.

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ACTIVIDAD Nº2: DETERMINACIÓN DE GRUPOS SANGUINEOS Obtener sangre del pulpejo del dedo como se indica en la actividad anterior y dejar caer una gota de sangre sobre cada uno de los casilleros de un portaobjeto previamente rotulados con los grupos sanguíneos. Figura 1. A

B

AB A

Rh

Figura 1. Portaobjetos rotulados en casilleros con los grupos sanguíneos.

A continuación, colocar donde corresponda una gota de suero Anti A, una de suero Anti B, una de suero Anti AB y una gota de antisuero Rh. Revolver suavemente con unos palillos, esperar unos minutos y determinar según el proceso de aglutinación a qué grupo sanguíneo y factor Rh corresponde. Figura 2.

Figura 2. Determinación de grupos sanguíneos.

ACTIVIDAD Nº3: DETERMINACIÓN DEL MICRO-HEMATOCRITO

Análisis. Frotis de sangre 1. Cuál es la célula más abundante del preparado? 29


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2. De los leucocitos, ¿cuáles fueron los que pudo observar? ¿Cuál es la función de cada uno? 3. ¿Cuál es la función de las plaquetas? ¿Cómo se srcinan?

Grupo sanguíneo 1. ¿Que ocurre en cada una de las gotas? 2. ¿De qué forma determina los grupos sanguíneos?

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LABORATORIO Nº8: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA VOLUMENES PULMONARES ESPIROMETRÍA, CONTROL DE LA RESPIRACION INTRODUCCIÓN El intercambio de gases entre el aire y la sangre ocurre en los sacos alveolares. La eficacia del intercambio de gases es dependiente de la ventilación: movimientos respiratorios cíclicos que alternadamente inflan y desinflan los sacos alveolares. La inspiración recambia el aire de los alvéolos por aire atmosférico fresco y la espiración quita el aire consumido el que tiene una menor presión de oxígeno y mayor de CO2. Muchos aspectos importantes función pulmonar pueden determinar, aéreo y los cambios correspondientes en deellavolumen pulmonar.se En el pasado esto midiendo se hizo flujo respirando normalmente en una campana espirométrica en la cual el nivel de una de la campanilla flotante en un tanque daba una medida de cambios de volumen pulmonares. En la actualidad, se puede medir el flujo aéreo directamente con un neumotacómetro (la palabra se deriva de raíces griegas que signif ican (“dispositivo que mide velocidad de la respiración”). El neumotacómetro PowerLab se muestra en la Fig 2. El cabezal de flujo contiene una malla fina; el aire respirado a través de la malla da lugar a una diferencia de presión pequeña que es (dentro de ciertos límites) proporcional al flujo. Dos tubos plásticos pequeños transmiten la diferencia de presión al espirómetro dónde un transductor convierte el signo de presión en un voltaje cambiante que se graba por el PowerLab y es desplegado con el software Chart. Una complicación que surge en la medida de volúmenes pulmonares, es causada por la diferencia en la temperatura del aire que entra al espirómetro (temperatura ambiente) y el aire exhalado de los pulmones (temperatura corporal). El volumen de gas se expande con el calor, por consiguiente el volumen aéreo espirado de los pulmones será ligeramente mayor que el inspirado. Para reducir estas diferencias, el flujo tiene que ser integrado separadamente durante la inspiración y espiración, siendo el volumen con inspiratorio corregido por un factor BTPS (temperatura cuerpo, presión atmosférica saturada vapor de agua). La extensión del Chart 'Spirometry ' puededel hacer esta corrección. La espirometría permite visualizar, medir y calcular muchos componentes de la función pulmonar (como se muestra en la Fig 1).

Figura 1. Volúmenes y Capacidades Pulmonares

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La respiración consiste en ciclos repetidos de inspiración seguidos por espiración. Durante el ciclo respiratorio, un volumen específico de aire es arrastrado al interior y luego espirado fuera de los pulmones; este volumen es el volumen corriente o tidal (VT). En la ventilación normal, la frecuencia respiratoria (ƒR) es aproximadamente 15 ciclos respiratorios por minuto. Este valor varía con el nivel de actividad. El producto de ƒR y VT corresponde a la ventilación pulmonar (VE). Este parámetro también cambia según el nivel de actividad. La capacidad total de los pulmones comprende cuatro volúmenes pulmonares funcionales: el volumen corriente (VT), volumen de reserva inspiratorio (IRV), volumen de reservadeespiratorio y el volumen residual (RV). Hay cinco capacidades pulmonares que son la suma dos o más(ERV) volúmenes pulmonares: capacidad inspiratoria (IC), capacidad espiratoria (EC), capacidad residual funcional (FRC), la capacidad pulmonar total (TLC) y la capacidad vital (VC). Observe que RV, FRC, y TLC no pueden ser medidos por el espirómetro. Los parámetros forzados, los cuales evalúan la habilidad de ventilar los pulmones con el esfuerzo voluntario máximo, son a menudo de mayor valor clínico que las capacidades y los volúmenes pulmonares simples. El volumen espiratorio en un segundo (FEV1), el flujo inspiratorio máximo (PIF) y el flujo espiratorio máximo (PEF) son fuertemente afectados por la resistencia de la vía aérea y son importantes en la detección y monitoreo de desórdenes obstructivos (bronquitis, enfisema y asma). La capacidad vital forzada (FVC) o sea el máximo volumen de aire que se puede espirar en el menor tiempo posible después de una inspiración máxima, se encuentra reducida en los desórdenes restrictivos como la fibrosis pulmonar. En condiciones normales, el FEV1 representa alrededor del 80% de la FVC.

OBJETIVO GENERAL Examinar los volúmenes y capacidades pulmonares. MATERIALES - Neumotacómetro (PowerLab) - Boquillas - Obturador nasal METODOLOGÍA Encienda el PowerLab y el transductor del neumotacómetro (espirómetro) por lo menos 15 min antes de utilizarlos. Conecte el equipo como se indica en la Fig 2. Conecte el transductor ( pod) al canal 1 del PowerLab. NOTA: todos los implementos en contacto con la boca y el aire espirado han sido lavados con desinfectante para ser usados por los voluntarios. Si sufre de alguna infección respiratoria no es recomendable que sea voluntario para estos experimentos.

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Figura 2. Configuración para el uso del neumotacómetro PowerLab. 1. El voluntario debe poner la boca en la boquilla del neumotacómetro. Coloque el oclusor nasal, procurando que todo el aire respirado pase a través de la boquilla, filtro y, posteriormente, al neumotacómetro, como se indica en la Fig 3.

Figura 3. Diseño experimental. 2. Una vez que el voluntario se acostumbre al equipo, inicie el registro y seleccione compresión 10:1. Pida al voluntario que comience con una espiración máxima y luego registre la ventilación corriente por un minuto. Al término, el voluntario debe realizar una segunda espiración máxima. Detenga el registro y retire los equipos al voluntario. 33


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ACTIVIDAD Nº 1: VOLÚMENES Y CAPACIDADES PULMONARES Objetivos Examinar el ciclo respiratorio, medir flujo y cambios de volumen. Importante: es importante que el alumno voluntario no observe la pantalla del computador durante TODO el registro (para evitar el control voluntario de la respiración). SIEMPRE DEBE LLEVAR EL ESPIRÓMETRO A “CERO” PREVIO A CADA MEDICIÓN. Procedimiento Todos los datos deben ser anotados en una tabla que indique el parámetro y el valor. 1. El voluntario debe haber puesto previamente el espirómetro en “cero” tal como se indicó previamente (spirometer pod). 2. Pídale al voluntario que se coloque el oclusor nasal y que respire normalmente a través del cabezal de flujo (Fig 3). Presione Start para iniciar el registro y registre la ventilación pulmonar normal durante 20 segundos. Agregue el comentario “ventilación pulmonar normal” al registro de Chart. Pulse el botón Stop para finalizar la grabación. 3. Un miembro del grupo debe observar el número de veces que el voluntario respiró en el tiempo de 20 segundos. Calcule cuántas respiraciones habría en un período de un minuto (ƒR). El valor de ƒR (/min) debe ser registrado en una tabla. También registre la frecuencia respiratoria en las unidades Hz (divida el número de respiraciones en un minuto por 60). 4. Pulse el botón el botón Start de Chart para empezar a grabar y prepare el comentario “procedimiento de IRV”. 5. Al final de una inspiración corriente normal pida al voluntario que inspire tan profundamente como le seaPrepare posibleely luego que respire normalmente. Presione el comentario al Chartpida . al 6. comentario “procedimiento de ERV”. AlENTER final depara unaagregar espiración corriente normal voluntario que exhale tan profundamente como le sea posible y luego que respire normalmente. Presione ENTER para agregar el comentario al Chart. 7. Repita la maniobra al mismo voluntario, pero ahora luego de realizar una actividad física. Compare los resultados obtenidos.

Análisis de la actividad en reposo y luego del ejercicio. (En ambos casos). 1. Calcule la capacidad inspiratoria (IC) 2. Calcule la capacidad espiratoria (EC) 3. Calcule la VC del voluntario usando los valores experimentalmente derivados para 4. El volumen residual (RV) es el volumen de gas que permanece en los pulmones después de una espiración máxima. El RV no se puede determinar mediante espirometría. De acuerdo a lo señalado determine el RV predicho para el voluntario. 5. La capacidad pulmonar total (TLC) es la suma de la capacidad vital y volumen residual. Calcule la TLC para el voluntario usando los valores de VC y RV. 6. La capacidad residual funcional (FRC) es el volumen de aire que permanece en los pulmones al final de una espiración normal. Calcule los valores de FRC.

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PREGUNTAS para discutir e investigar: 1. ¿Qué parámetros de la función pulmonar midió en este trabajo práctico? ¿Cuáles parámetros sólo se pueden estimar mediante la espirometría? 2. En la ventilación en reposo, la mayoría del esfuerzo muscular se realiza durante la inspiración. La espiración es, en gran medida, pasiva debido al retroceso elástico de los pulmones y relajación del diafragma. ¿Puede usted correlacionar este hecho con la forma del trazado del flujo inspiratorio y espiratorio? 3. Cómo se comparan los valores obtenidos en reposo con respecto a los obtenidos luego del ejercicio ¿Qué factores explicarían las diferencias (si las hubiera)?. 5. ¿Qué proporción aproximada del volumen pulmonar en reposo representa el espacio muerto anatómico? 6. ¿Qué sucede con el volumen del espacio muerto y la proporción, cuando el volumen pulmonar aumenta hasta la capacidad pulmonar total? 7. ¿Qué es el volumen espiratorio forzado en un segundo y cuál es la utilidad diagnóstica de su determinación en clínica? 8.- ¿Que determina los cambios de frecuencia respiratoria? 9.- Haga un esquema con los centros integradores del control de la respiración.

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LABORATORIO Nº9: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA FISIOLOGÍA DEL SISTEMA RENAL Objetivos 1. Definir nefrón, corpúsculo renal, túbulo renal, arteriola aferente, filtración glomerular, arteriola eferente, aldosterona, ADH y reabsorción. 2. Describir los componentes y las funciones de una nefrón. 3. Entender cómo afecta el diámetro arterial a la función de la nefrón. 4. Entender cómo influye la presión arterial en la función de la nefrón. 5. Explicar el proceso de la reabsorción. 6. Explicar el papel de los transportadores en la reabsorción de glucosa. 7. En tender las acciones de la ADH y de l a aldosterona en la reabsorción de solutos y en la absorción de agua.

Los riñones son órganos excretores y reguladores. Al excretar agua y solutos, los riñones son responsables de eliminar del organismo los productos de desecho y el exceso de agua. Los riñones regulan 1) la osmolaridad del plasma, o concentración de una solución expresada como osmoles de soluto por litro de solvente; 2) el volumen plasmático; 3) el equilibrio ácido-base; 4) el equilibrio de electrólitos; 5) la excreción de desechos metabólicos y de materiales extraños, y 6) la producción y la secreción de hormonas que regulan la osmolaridad y el equilibrio de electrólitos. Todas estas actividades son extremadamente importantes para mantener la homeostasis en el organismo. Los riñones están situados entre la pared abdominal posterior y el peritoneo abdominal. Aunque muchos libros de texto representan los riñones directamente enfrente uno del otro, realmente el riñón derecho está un poco más bajo que el izquierdo. Cada riñón humano contiene aproximadamente 1,2 millones de nefróns, las unidades funcionales del riñón. Cada nefrón se compone de un corpúsculo renal y de un túbulo renal. El corpúsculo renal consiste en un penacho de capilares, denominado glomérulo, que está encerrado por una cápsula llena de líquido denominada cápsula de Bowman. Una arteriola aferente proporciona sangre al glomérulo. A medida que la sangre atraviesa los capilares glomerulares, el plasma sin proteínas se filtra hacia la cápsula de Bowman, un proceso denominado filtración glomerular. Depués, una arteriola eferente drena el glomérulo de la sangre restante. El líquido filtrado fluye desde la cápsula de Bowman hasta el comienzo del túbulo renal, denominado túbulo contorneado proximal, sigue después hasta el túbulo recto proximal, seguido por el asa de Henle, una curva en forma de horquilla en «U». El líquido filtrado fluye luego al túbulo contorneado d istal antes de alcanzar el túbulo conector (connecting tubule) y el conducto colector, donde se recoge la orina. El túbulo distal y el conducto colector están formados por dos tipos de células: las células principales y las células intercaladas. Las células principales reabsorben Na + yagua y secretan K+. Las células intercaladas secretan H+ o HC03 - y son, por lo tanto, muy importantes en la regulación del equilibrio ácido/base.

Filtración Glomerular La sangre entra en el glomérulo desde la arteriola aferente. Las fuerzas de Starling (los gradientes de presión hidrostática y osmótica) conducen al plasma sin proteínas desde la sangre, a través de las paredes de los capilares glomerulares hasta la cápsula de Bowman. Lafiltración glomeruínr es un índice 36


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de la función del riñón. En los seres humanos, la filtración oscila entre 80 y 140 ml/min, de modo que en 24 horas los glomérulos filtran alrededor de 180 litros de plasma. El filtrado que se forma está desprovisto de partículas celulares y esencialmente no contiene proteínas. La concentración de sales y de moléculas orgánicas es similar a la de la sangre. La producción normal de orina es 1-1,5 litros/24 horas. La diferencia es reabsorbida por el organismo. Normalmente, solo se filtra cerca del 20% de la sangre que entra en la nefrón, debido a la presión osmótica de la sangre (presión oncótica) y a la presión hidrostática de los fluidos de la cápsula de Bowman. La filtración glomerular se puede alterar cambiando la resistencia de la arteriola aferente, la presión de la arteriola eferente, o el tamaño de la superficie de filtración, o por un proceso denominado autorregulación renal. Una vez formado el filtrado, el nefrón debe reabsorber los materiales que necesita el organismo y excretar los materiales queuro cada día se filtran 180 Más litros,delen67% la orina se excretan menos del 1 %innecesarios. del agua filtrMientras ada, de clor sódico y de otroshasta solutos. de esta reabsorción tiene lugar en el túbulo contorneado proximal. El túbulo contorneado distal y el conducto colector reabsorben aproximadamente el 7% del NaCl filtrado, secretan una cantidad variable de K+ y de H+ y reabsorben una cantidad variable de agua. Es en esta parte distal de la nefrón donde actúan las hormonas para reabsorber agua y electrólitos. La aldosterona regula la reabsorción de NaCl (y así también su excreción). La ADH (hormona antidiurética) produce un incremento de la permeabilidad del túbulo distal y del conducto colector, promoviendo la absorción de agua desde el líquido filtrado. La ADH se considera la hormona más importante del organismo para regular el equilibrio hídrico. En las tres pr imeras actividades te concentrarás en cómo el diámetro y la pr esión arteriales afectan a la filtración glomerular y al volumen de orina. Del Menú Principal, selecciona Fisiología del Sistema Renal (Renal System Physiology).

(Hel p) en Pulsa Ayuda parte superiordede la pantalla y selecciona desamarilla pués Globos Activos (Balloons On). Mueve ahora tu la ratón alrededor la nefrón simulada en la parte de la pantalla.

Aparecerán etiquetas en las distintas partes de la nefrón a medida que pasas sobre ellas. Observa en particular el glomérulo y la cápsula del glomérulo. Observa también el «tubo aferente» y el «tubo eferente» a la izquierda del glomérulo --éstos representan las arteriolas aferente y eferente que llevan y que drenan la sangre desde el glomérulo. Puedes ajustar el radio de cualquiera de estos tubos pulsando sobre los botones (+) y (-) Junto a los tubos respectivos. También puedes ajustar la presión arterial del recipiente de origen pulsando los botones (+) y (-) junto indicador de «Presión (mmHg)» (Pressure). Una vez que hayas identificado todo el equipo de la pantalla, pulsa de nuevo Ayuda (Help) y selecciona Glob Inactivos (Balloons Off) (no puedes seguir con el experimento a menos que las etiquetas estén des activadas). En parte inferior izquierda de la pantalla hay dos recipientes. El recipiente de la izquierda, al que llamaremos el «recipiente de origen», representa el suministo de sangre que llega al nefrón. Cuando se pulsa el botón Iniciar (Start), la sangre fluirá desde el recipiente de origen a la arteriola aferente y luego al grupo de pequeños tubos que representan el glomérulo. A medida que la sangre atraviesa el glomérulo, verás cómo se produce la ultra filtración (ultrafiltración significa de cualquier excepto lasena prje» oteínas células). La origen. sangre entonces la serfáiltración drenadadesde desdeelelplasma glomérulo hasta el «rcosa, ecipiente de dr juntoy allasreci piente de En el extremo del tubo de la nefrón verás la formación de orina en un depósito pequeño en la parte inferior derecha de la pantalla. Para ver en acción un experimento de prueba de este proceso pulsa el 37


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botón Iniciar (Start). Al final del experimento, pulsa Rellenar (Refill) debajo del recipiente de drenaje antes de comenzar las actividades que siguen.

Pantalla de inicio del experimento de Simulación de la filtración glomerular.

Actividad 1 Efecto del diámetro de la arteriola sobre la filtración glomerular

En esta actividad investigarás cómo los diámetros de las arteriolas aferente y eferente que conducen hacia y desde el glomérulo pueden afectar a la filtración glomerular. 1. El indicador del radio aferente (Afferent Radius) debe fijarse a 0.50 mm y el del radio eferente (Efferent Radius) a 0.45 mm. Si no lo están, utiliza los botones (+) o (-) junto a los indicadores de los

radios para ajustarlos. 2. Asegúrate de que el recipiente de la izquierda está lleno. Si no lo está, pulsa el botón Rellenar (Refill). 3. El indicador de presión (Pressure (mmHg)) que se encuentra sobre el recipiente de la izquierda debería marcar 90 mm Hg. Si no es así, pulsa los botones (+) o (-) junto al indicador para ajustarlo. 4. Pulsa el botón Iniciar (Start). Observa los indicadores de la presión glomerular (Glomerular Pressure) y de la filtración glomerular (Glomerular Filt. Rate) en la parte superior derecha de la pantalla a medida que la sangre atraviesa la nefrón, así como el indicador del volumen de orina (Urine Volume)

en la parte inferior derecha de la pantalla. 38


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5. Después de que el recipiente de drenaje se haya llenado de sangre, pulsa Guardar Datos (Record Data). Estos serán tus datos de referencia para esta actividad. 6. Pulsa el botón Rellenar (Refill). 7. Aumenta el radio aferente (Afferent Radius) en 0.05 mm y repite los pasos 3 a 6, asegurándote de pulsar Guardar Datos (Record Data) al final de cada experimento. Mantén el resto de variables en sus valores srcin ales. Continúa repitiendo la actividad hasta que hayas alcanzado el radio aferente (Afferent Radius) máximo de 0.60 rnm. Compara estos datos con tus datos de referencia. ¿Cómo afectó el aumento del radio de la arteriola aferente a laelfiltr ación glomer ular?aferente (Afferent Radius) hasta 0.30 rnm y pulsa Iniciar (Start). 8. Reduce radio de la arteriola En estas condiciones, ¿fluye el líquido a través del nefrón? ¿Cuál es la filtración glomerular? ¿Cómo es esta filtración comparada con tus datos de referencia, y por qué? 9. Utilizando la simulación, diseña y realiza un experimento para probar los efectos del aumento o de la disminución del radio eferente (Efferent Radius). ¿Cómo afectó el aumento del radio eferente a la filtración glomerular? ¿Cómo afectó la disminución del radio eferente a la filtración glomerular? ¿Cuál podría ser la causa fisiológica de un cambio en el radio de la arteriola aferente o eferente? Actividad 2: Efecto de la Presión sobre la filtración glomerular

A continuación, investigarás el efecto de la presión arterial sobre la filtración glomerular. 1. Bajo el indicador de Conjunto de Datos (Data Sets), resalta Presión (Pressure). Esto te permitirá

guardar tus datos en una nueva ventana de conjunto de datos. Siempre puedes recuperar tus datos de la actividad anterior resaltando el conjunto de datos Aferente (Afferent). 2. Asegúrate de que el recipiente de origen está lleno de sangre y el recipiente de drenaje está vacío. Si no es así, pulsa Rellenar (Refill). 3. Ajusta el indicador de pr esión (Pressure (mm Hg)) (encima del recipiente de origen) a 70 mm Hg. Fija el radio aferente (Afferent Radius) a 0.50 mm y el radio ef erente (Efferent Radius) a 0.45 mm. 4. Pulsa el botón Iniciar (Start). Observa los indicadores de Presión Glomerular tGlomerular Pr essure) y de Filtración Glomerular (Glomerular Filtration Rate) en la parte superior derecha de la pantalla. 5. Cuando hayas finalizado el experimento, pulsa el botón de Guardar Datos (Record Data). Estos son tus datos de referencia. 39


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6. Aumenta la presión (Pressure (mm Hg)) en 5 mmHg y repite el experimento. Continúa aumentándola de 5 en 5 rnm y repitiendo el experimento hasta que hayas alcanzado la presión máxima de 100 mmHg. Asegúrate de pulsar Guardar Datos (Record Data) y Rellenar (Refill) después de cada ex perimento. ¿Qué le sucedió a la presión en el glomérulo a medida que aumentabas la presión? ¿Qué ocurrió con la filtración glomerular? Compara el volumen de orina de tus datos de referencia con el volumen de orina cuando aumentaste la presión. ¿Cómo cambió el volumen de orina? ¿Por qué podría considerarse beneficioso para el organismo un incremento del volumen de orina?

Actividad 3. Efectos Combinados En la primera actividad te fijaste en el diámetro de la arteriola y su papel en la filtración glomerular. Después examinaste el efecto de la presión sobre la filtración glomerular. En el cuerpo humano, ambos efectos se producen simultáneamente. En esta actividad investigarás los efectos combinados de los cambios en el diámetro de la arteriola y en la presión sobre la filtración glomerular. 1. Bajo la ventana de Conjunto de Datos (Data Sets), resalta Combinado (Combined). Esto te permitirá guardar tus datos en una nueva ventana de conjunto de datos. Siempre puedes recuperar tus datos de las actividades anteriores resaltando el conjunto de datos Aferente (Afferent) o el conjunto de datos Presión (Pressure).

2. Fija la presión (Pressure (mmHg)) a 90 mmHg, el radio de la arteriola aferente (Afferent Radius) a 0.50 mm, y el radio de la arteriola eferente (Efferent Radius) a 0.45 mm. 3. Pulsa el botón Iniciar (Start) y deja que se complete el experimento. Pulsa entonces Guardar Datos (Record Data). Estos son tus datos de referencia. 4. Pulsa Rellenar (Refill).

5.Disminuye la presión (Pressure (mmHg)) hasta 80 mmHg. Mantén el radio de la arteriola aferente (Afferent Radius) en 0.50 y el radio de la arteriola eferente (Efferent Radius) en 0.45 mm. 6. Pulsa el botón Iniciar (Start) y deja que se complete el experimento. Pulsa entonces Guardar Datos (Record Data).

7. Pulsa Rellenar (Refill). ¿Qué sucedió con la filtración glomerulai y con el volumen de orina después de reducir la presión? ¿Cómo podrías ajustar el radio aferente o eferente para compensar el efecto de la reducción de presión sobre la filtración glomerular y sobre el volumen de orina? Utiliza la simulación para decidir tu respuesta. 8. A continuación, pulsa el botón cuadrado de la válvula que se encuentra sobre el conducto colector (que actualmente indica «válvula abierta» (valve open)). Ahora la válvula debe indicar «válvula cerrada» (valve closed). 9. Pulsa Iniciar (Start). Al final del experimento pulsa Guardar Datos (Record Data).

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¿Qué cambios se observan en el funcionamiento de la nefrón cuando la válvula está cerrada? ¿Por qué se observaron estos cambios? ¿Es funcional el riñón cuando la filtración glomerular es cero? Explica tu respuesta. ¿Cuál es el principal «ingrediente» que se necesita eliminar de la sangre? Los estudios sobre el envejecimiento han demostrado que algunas nefróns pueden fallar a medida que envejecemos. ¿Será esto un problema en lo que se refiere a la formación de la orina? Si la presión arterial disminuyera -por ejemplo, como resultado de la pérdida de sangre ¿qué cambios necesitaría hacer el riñón para mantener su filtración normal?

SIMULANDO LA FORMACIÓN DE ORINA La reabsorción es el movimiento de los solutos y del agua filtrada desde la luz de los túbulos renales nuevamente hacia el plasma. Sin la reabsorción excretaríamos los solutos y el agua que necesita nuestro organismo. En la siguiente actividad examinarás el proceso de reabsorción pasiva que se produce mientras el líquido filtrado viaja a través de un nefrón y se va formando orina. Pulsa Experimento (Experiment) en la parte superior de la pantalla y selecciona Simulando la Formación de Orina tSimulating Urine Formation. El espacio amarillo claro que rodea a la nefrón de color amarillo oscuro representa el espacio intersticial entre la nefrón y los capilares peritubulares que se ramifican desde la arteriola eferente. El movimiento de solutos yagua desde los túbulos renales al espacio intersticial depende del gradiente de concentración --es decir, la diferencia entre la concentración de solutos en los túbulos y la concentración de solutos en el espacio intersticial. Observa el indicador de Cone. Grad. (mosm) (Gradiente de Concentración) cerca de la parte inferior de la (+) y ación pantalla. Pulsando botones (-) quedehay juntodel a este indicador y después pulsando plic (Dispense), puedes los ajustar la concentr solutos espacio intersticial. Cuando pulsas AIn iciar (Starti, el líquido filtrado comenzará a fluir a través de la nefrón, y los solutos y el agua se moverán

desde los túbulos al espacio intersticial y de ahí a los capilares peritubulares, .completando el proceso de la reabsorción. Observa que los capilares no se muestran en la pantalla.

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Pantalla de inicio del experimento de Simulación de la formación de orina Observa también las dos botellas cuentagotas en la parte derecha de la pantalla, que contienen las hormonas aldosterona (Aldosterone) y ADH (hormona antidiurética). Para la primera actividad te ocupar ás solamente de de la ADH, que Cerca aumenta agua deldetúlabulo contoneado distal del conducto colector la nefrón. de lalapermeabilidad parte inferior al izquierda pantalla observar ás uny Detector (Probe). Cuando el detector se ponga rojo, puedes pulsar sobre él y arrastrarlo sobre las diferentes partes de la nefrón y sobre el recipiente, para medir la concentración de solutos en ese momento. Finalmente, observa el equipo para añadir transportadores de glucosa en la misma parte superior de la pantalla. Explicaremos este equipo en la Actividad 5, cuando estudies la reabsorción de glucosa.

Actividad 4. Efecto del gradiente de soluto sobre la concentración de la orina 1. Asegúrate de que esté resaltado Gradiente (Gradient) dentro de la ventana de Conjunto de Datos (Data Sets).

2. Pulsa y arrastra el tapón del cuentagotas de la botella de ADH y suéltalo en la parte superior del tapón gris, directamente encima del lado derecho de la nefrón. El tapón se abrirá y la ADH goteará sobre el conducto colector. Después se cerrará el tapón. 3. La ventana de Conc. Grad. (mosm) (Gradiente de Concentración) debe indicar 300. Si no es así, utiliza los botones (+) o (-) para ajustarlo. 42


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4. Pulsa Aplicar (Dispense) para añadir la concentración de 300 mosm al fluido intersticial. Es importante observar que éste es también el valor típico de la concentración sanguínea de solutos. 5. Pul a Iniciar (Start) y deja que la sangre atraviese el sistema. Observa el Detector (Probe) en la parte inferior izquierda de la pantalla. Cuando se ponga rojo, pulsa sobre él y arrástralo hasta encima del depósito que recoge la orina para medir la concentración de solutos en ella. El valor aparecerá en la ventana de Concentración (Concentration) al lado de la localización original del detector. 6. Al final del experimento, pulsa Guardar Datos (Record Data). 7. Aumenta el gradiente de concentración en 300 mosm (es decir, fíjalo a 600 mosm) y repite el experimento. Recuerda añadir ADH al conducto colector antes de pulsar Iniciar (Start). Continúa aumentando el gradiente de 300 en 300 mosm y repitiendo el experimento hasta que alcances 1200 mosm, el valor normal de la concentración intersticial de solutos en el riñón. Asegúrate de pulsar Guardar Datos (Record Data) después de cada experimento. ¿Cómo varió la concentración de solutos de la orina a medida que aumentaba el gradiente de concentración del fluido intersticial? ¿Qué le sucedió al volumen de orina a medida que aumentaba el gradiente de concentración? ¿Por qué? Al aumentar el gradiente de concentración, ¿qué le estás haciendo a la orina que se está formando? Haz una predicción sobre qué le sucedería al volumen de orina si no añadieras ADH al conducto colector.

Actividad 5. Reabsorción de Glucosa La glucosa no es unacomo molécula grande,filtrado. y comoPar talaseasegur filtraarfácilmente desde del plasma hacia la cápsula de Bowman parte muy del líquido se de que la glucosa sea reabsor bida hacia el organismo, de modo que pueda constituir el material inicial del metabolismo, existen en el nefrón transportadores de glucosa. Hay un número finito de transportadores en cada célula, de forma que si se ingiere demasiada glucosa, no toda ella será reabsorbida hacia el organismo. La glucosa es absorbida mediante un transporte activo secundario, cuya «energía» procede del gradiente creado por el transporte de sodio. Los transportadores que trasladan estas moléculas a través de la membrana on proteínas incrustadas en la membrana celular. En esta actividad examinarás el efecto de los tran portadores de glucosa sobr e su reabsorción. 1. Resalta Glucosa (Glucos.e) en la ventana de Conjunto de Datos (Data Sets). 2. Fija el Conc. Grad. (mosm) (Gradiente de Concentración) en 1200 y pulsa Aplicar (Dispense). Recuerda que 1200 es el valor normal de la concentración de solutos en el riñón. 3. Pulsa Iniciar (Start).

4.Pulsa Guardar Datos (Record Data) al final del experimento. Éste servirá como «control», sin transportadores de glucosa. Observa que tampoco se ha añadido ADH -te centrarás en la ausencia o la 43


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presencia de transportadores de glucosa. 5. En la parte superior de la pantalla pulsa el botón (+) hasta que la ventana de Transportadores de Glucosa (Glucose Carriers) indique 100. Pulsa entonces Añadir Transportadores (Add Carrier) 6. Pulsa Iniciar (Start). 7. Al final del experimento, pulsa Guardar Datos (Record Data). 8. Continúa aumentando el número de transportadores de glucosa de 100 en 100 y repitiendo el perimento hasta de queconcentración hayas alcanzado portador 500.Guardar Asegúrate aexplicar el gradiente anteseldemáximo comenzarnúmer cada oexde pertrans imento, y de es, pulsar Datodes (Record Data) después de cada uno de ellos.

¿Qué le sucede a la concentración de glucosa a medida que añades transportadores de glucosa al sistema? ¿En qué punto la concentración de glucosa en la orina es cero? Una persona con diabetes tipo 1 no puede sintetizar insulina, y una persona con diabetes tipo II no responde a la insulina que sintetiza. En cualquier caso, la persona diabética es incapaz de absorber glucosa hacia su organismo. ¿Qué esperarías encontrar en la orina de una persona diabética? ¿Por qué?

Actividad 6. Efecto de las hormonas sobre la reabsorción Ahora debes entender cómo se produce la filtración y cómo está controlada. Debes comprender el movimiento pasivo de solutos y el papel de los transportadores de glucosa en su reabsorción. A continuación, examinar ás las acciones de las hormonas sobre la nefrón, la mayoría de las cuales tienen lugar en el conducto colector. La hormona antidiurética (ADH) está influida por la osmolalidad (la concentración de una solución expresada en osmoles de partículas de soluto por kilogramo de solvente) de los fluidos corporales así como por el volumen y la presión del sistema cardiovascular. Un cambio de un 1 % en la osmolalidad corporal hará que se segregue esta hormona. Su cción principal es aumentar la permeabilidad al agua del túbulo distal y del conducto colector de modo que se absorba más agua hacia el organismo. La ADH se une a los receptores de las células principales para producir esta reacción abriendo acuaporinas, o canales de agua en la membrana apical, Sin absorción de agua, el organismo se deshidrataría rápidamente. En condiciones normales el riñón regula estrechamente la cantidad de agua excretada para mantener el equilibrio hídrico del organismo. La entrada de agua al organismo debe ser exactamente igual a su pérdida. Si la toma de agua es baja, o si ha habido una pérdida de fluidos del organismo, los riñones funcionan para conservar el agua haciendo la orina muy hiperosmótica (con una concentración de solutos relativamente elevada) con respecto a la sangre. Si ha habido una gran entrada de líquido, la orina es más hipoosmótica. En el individuo normal, la osmolalidad de la orina varía desde 50 hasta 1200 miliosmoles/kg de agua. La osmolalidad del organismo se debe mantener dentro de límites La muyaldoster estrechos. ona es una hormona de la corteza suprarrenal que está bajo el control del sistema renina-angiotensina. Una disminución de la presión arterial es detectada por las células de la arteriola aferente y desencadena la liberación de renina. La renina actúa como una enzima proteolítica, haciendo 44


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que el angiotensinógeno se convierta en angiotensina I. Las células endoteliales tienen una enzima, denominada enzima convertidora, que convierte la angiotensina I en angiotensina II. La angiotensina II actúa sobre la corteza suprarrenal para inducirla a que segregue la aldosterona. La aldosterona actúa sobre el conducto colector del riñón para estimular la captación de sodio desde el líquido filtrado hacia el organismo y la liberación de potasio desde el organismo. Unido a la adición de ADH, este cambio de electrólito también hace que se reabsorba más agua hacia la sangre, dando como resultado un incremento de la presión arterial. 1. Resalta Hormona (Hormone) dentro de la ventana de Conjunto de Datos (Data Sets). 2. Fija el número de Transportadores de Glucosa (Glucose Carriers) en cero y pulsa Aplicar (Dispense) para asegurarte de que ningún transportador de la actividad anterior continúa activo. 3. Fija el Conc. Grad. (mosm) (Gradiente de Concentración) en 1200 y pulsa Aplicar (Dispense). 4. Pulsa Iniciar (Start). Al final del experimento pulsa Guardar Datos (Record Data). Éste es tu experimento «control» y tus datos de referencia. 5. Pulsa y arrastra el tapón del cuentagotas de la botella de aldosterona y suéltalosobre el tapón gris, directamente encima del lado derecho de la nefrón. El tapón se abrirá y la aldosterona goteará so bre el conducto colector. 6. Pulsa Iniciar (Start). Al final del experimento, pulsa Guardar Datos (Record Data). 7. Pulsa y arrastra tapón de la botella de se ADH sobrgotear e el taá pón gris, directamente encimaeldel ladodel dercuentagotas echo de la nefrón. El tapón abriryá suéltalo y la ADH sobre el conducto colector. 8. Pulsa Iniciar (Start). Al final del experimento pulsa Guardar Datos (Record Data). 9. Para tu cuarto experimento, aplica sobre el conducto colector tanto la ADH como la aldosterona. Debes ver aparecer una línea amarilla contorneando el conducto colector. 10. Pulsa Iniciar (Start). Al final del experimento, pulsa Guardar Datos (Record Data). ¿Qué hormona tiene el mayor efecto sobre el volumen de orina? ¿Por qué? ¿Cómo influye la adición de aldosterona a la concentración de potasio en la orina? ¿Cómo afecta la adición de ADH a la concentración de potasio en la orina? Este efecto ¿es comparable al efecto de añadir aldosterona? ¿Cómo afecta añadir ambas hormonas a 1) la concentración de la orina, 2) el volumen de orina y 3) la concentr ación de potasio? Si no se utilizara ADH, ¿cómo variaría la concentración de la orina? Razona tu respuesta

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SEMINARIO DE FISIOLOGÍA ENDOCRINA 1.- Si en un animal de experimentación, se hace una sección a nivel de los vasos portales: ¿Qué pasará con la secreción de hormonas hipofisiarias? ¿Por qué?. 2.- ¿Cómo es el modelo general de control de la secreción de hormonas adenohipofisiarias?. 3.- Actualmente el Ministerio de Salud tiene implementado un programa de búsqueda masiva de hipotiroidismo congénito y fenilcetonuria, que se aplica a todos los recién nacidos que nacen en los hospitales públicos del país. En Chile, para detectar el hipotiroidismo congénito se extrae una gota de sangre del talón hasta y mediante técnicas de radioinmunoanálisis (RIA), se cuantifica TSH, siendo sus valores normales 20 mUI/ml. a) ¿Qué es el Hipotiroidismo Congénito? b) ¿Por qué se puede utilizar la cuantificación de TSH para pesquisar esta patología? c) ¿Por qué los niños afectados con esta patología tienen niveles de TSH altos? d) ¿Cómo se encontrarán los niveles plasmáticos de T3 y T4 en estos niños? e) ¿Por qué es importante prevenir esta enfermedad? f) Qué manifestaciones se observan a nivel del sistema nervioso central en los niños afectados por esta patología? ¿Cuál cree Ud. que sería el tratamiento? 4.- Un individuo normal fue sometido a las siguientes condiciones experimentales: - Se le administró en ayunas 75 g de glucosa por vía oral y se le determinó la glicemia en función del tiempo. Los valores encontrados fueron: Basal: 80 mg/dl 60 min.: 170 mg/dl 120 min.: 110 mg/dl 180 min.: 95 mg/dl -Al día siguiente se le administró igual cantidad de glucosa por vía endovenosa. En este caso los valores encontrados fueron: Basal: 85 mg/dl 60 min.: 175 mg/dl 120 min.: 150 mg/dl 180 min.: 120 mg/dl Grafique los resultados en cada caso. a) ¿A qué se deben las diferencias observadas entre las dos condiciones experimentales? b) ¿Cómo es la respuesta de un diabético frente a una carga oral de glucosa? c) ¿Cuál es la importancia de la mantención de la glicemia? e) ¿Qué hormonas participan en este proceso? Indique los efectos sobre el metabolismo intermediario que poseen tales hormonas y los tejidos sobre los cuales actúan. 5. El gráfico muestra un test de tolerancia a la glucosa realizado en una persona que presenta hipoglicemia reactiva. 46


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a) ¿Todas las personas presentan este tipo de hipoglicemia reactiva? b) ¿Cuál es la causa de esta respuesta a la ingesta de glucosa? c) ¿Cómo cree Ud. que debería ser normalmente, la ingesta de carbohidratos en esta persona? d) ¿Por qué se debe evitar caer en un estado de hipoglicemia como la que presenta este paciente? 6. Algunos fármacos hipoglicemiantes utilizados en el tratamiento de pacientes diabéticos son bloqueadores de canales de potasio sensibles a ATP. En el contexto del mecanismo de acoplamiento estímulo- secreción de insulina ¿cómo es que estos fármacos podrían estimular la secreción de insulina? 7. ¿Cuáles son las hormonas que influyen en el crecimiento normal y cuál es su función? 8. ¿La hormona del crecimiento aumenta directamente la velocidad de desarrollo en los niños? 9. Clasifique las acciones biológicas directas de la hormona del crecimiento sobre el tejido adiposo, músculos e hígado.

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LABORATORIO Nº10: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA TEST DE TOLERANCIA A LA GLUCOSA INTRODUCCION La prueba de la glucosa en sangre sirve para conocer la cantidad de glucosa en sangre justo en el momento de la obtención de la muestra. Se utiliza tanto para detectar hiperglicemias como hipoglicemias y para diagnosticar la diabetes. La glucosa sanguínea puede medirse en estado de ayuno (obtención después de 8 a 10 horas de ayuno), aleatoriamente (en cualquier momento), postprandial (después deesuna comida), formando parte de un test tolerancia a la glucosaante (TOG). Un test de TOG no más que unay/o serie de determinaciones de de glucosa. Debeoral determinarse todo una glucosa en ayunas; entonces el paciente bebe una cantidad estándar de una solución de glucosa para poner a prueba su sistema. A continuación se solicitan una o más determinaciones de glucosa a intervalos específicos para controlar los niveles de glucosa a lo largo del tiempo. El test de TOG puede solicitarse como ayuda en el diagnóstico de una diabetes y como una prueba de seguimiento ante una glucosa en sangre aumentada. La American Diabetes Association recomienda estudiar la glucosa en ayunas o bien el test de TOG para diagnosticar una diabetes pero dice que la prueba debe repetirse al cabo de un tiempo, para poder confirmar el diagnóstico de diabetes. Niveles elevados de glucosa suelen indicar diabetes, pero existen muchas otras situaciones y enfermedades que pueden también causar aumentos de glucosa en sangre. En la tabla siguiente se resume el significado de los resultados obtenidos, basándose en las recomendaciones de práctica clínica de la American Diabetes Association. Tabla 1.

Tabla 1. Interpretación de los resultados obtenidos en el Test de Tolerancia a la glucosa.

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OBJETIVO GENERAL Diagnosticar diabetes y se realiza en toda persona con glicemia basal entre 110 y 126 mg/dl, valoración del postparto de gestantes con diabetes gestacional o en estudios epidemiológicos. MATERIALES Sobrecarga de Glucosa (75gr) Glucotex Lancetas IMPORTANTE Para el desarrollo de esta actividad practica es necesario que un integrante de cada grupo de trabajo este en ayunas de al menos 10-12 hrs. RIESGO FRECUENTE El riesgo más frecuente consiste en tener nauseas e incluso llegar a vomitar con lo que la prueba quedaría anulada. PROCEDIMIENTO El test consiste en la administración de glucosa por vía oral y medición del aumento de la glicemia durante dos horas. Se administrará 75 g (1,75 g/kg de peso en niños) de glucosa oral. Se extraerá sangre en situación basal y cada media hora posterior a la administración de la sobrecarga de glucosa. El paciente deberá permanecer en reposo. ANALISIS DE LA ACTIVIDAD 2. Anotar en la siguiente tabla los valores obtenidos de glicemia en cada uno de los tiempos establecidos, según la tabla: Tiempo 0 Basal 30´ 1h 1.5 h 2.0 h 2.5

mg/dL

3. Graficar glicemia (mg/dl) v/s tiempo (hrs.). Analizar y discutir el grafico obtenido. Si el nivel de glucosa a las dos horas es inferior a 140mg/dl el paciente es normal, si a las dos horas, el valor es mayor o igual a 200 mg/dl la situación del paciente es patológica. Para valores entre 140 y 200 mg/dl se considera intolerancia oral a la glucosa. 49


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PARA INVESTIGAR: 1. ¿Por qué dentro de la técnica del test de tolerancia a la glucosa se utiliza una sobre carga de 75 gr. de glucosa? 2. ¿Explique los mecanismos fisiológicos por los cuales al cabo de 1 hora se logra normalizar la glicemia? 3. ¿Cómo sería esta grafica en los siguientes casos: diabetes tipo 1, diabetes tipo 2, intolerancia a la glucosa y diabetes gestacional? 4. Averiguar la diferencia de realizar el test en sangre total y en plasma. NOTA: Consultar valoresnormales.com

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LABORATORIO Nº11: PRACTICO DE FISI OLOGIA HUMANA PROCESOS FÍSICOS Y QUÍMICOS DE LA DIGESTIÓN Objetivos: 1. Definir tracto digestivo, glándulas accesorias, digestión, hidrolasas, amilasa salival, carbohidratos, proteínas, lípidos, sales biliares, pepsina y lipasa. 2. Comprender las principales funciones y procesos del sistema digestivo. 3. Comprender la especificidad de la acción enzimática. 4. Explicar el efecto de la temperatura y del pH sobre la actividad enzimática. 5. Identificar las tres categorías principales de moléculas alimenticias. 6. Explicar cómo puede determinarse la actividad enzimática con ensayos enzimáticos. 7. Identificar las principales enzimas, sustratos y productos de la digestión de carbohidratos, proteínas y grasas. El sistema digestivo, también denominado sistema gastrointestinal, consta de un tracto digestivo y las glándulas accesorias que segregan enzimas y los fluidos necesarios para la digestión. El tracto digestivo incluye la boca, la faringe, el esófago, el estómago, el intestino delgado, el colon, el recto y el ano. Las funciones principales del sistema digestivo son inferir el alimento, romperlo en sus componentes más simples, extraer los nutrientes de estos componentes para su absorción corporal y eliminar los deshechos. La mayoría de los alimentos que consumimos no se pueden absorber hacia nuestra circulación sanguínea sin que primero se rompan en partículas más pequeñas. La digestión es el proceso de rotura en tracto digestivo de las moléculas de alimento en otras más pequeñas con la ayuda de enzimas. Las enzimas digestivas son hidrolasas: catalizan (aceleran) la adición de agua a las moléculas de alimento para romperlas en subunidades más pequeñas. Por ejemplo, cuando dos aminoácidos se unen para formar una proteína, un grupo –OH- es eliminado del extremo carboxilo de un aminoácido y un –H+ es eliminado del grupo amino del segundo aminoácido para formar un enlace dipéptido entre los dos aminoácidos y además agua. Para romper esta proteína, una enzima digestiva cataliza la adición de agua al enlace dipéptido, rompiendo el enlace para restaurar el grupo carboxilo del primer aminoácido y el grupo amino del segundo aminoácido, escindiendo eficazmente la proteína en dos subunidades de aminoácido. Una vez que una molécula de alimento se rompe en sus componentes mas simples, estos se absorben a través de las células epiteliales que revisten el tracto intestinal y entran en la circulación sanguínea. Además de ser hidrolasas, las enzimas digestivas son específicas de sustrato -funcionan sobre algunas sustancias pero no sobre otras. Por ejemplo, la amilasa salival e una enzima de la saliva que rompe el almidón (que se encuentra en alimentos como el maíz, las patatas, el pan y la pasta) y el glucógeno (almidón animal), pero no la celulosa (que se encuentra en las paredes celulares de las plantas), aunque la celulosa se compone de glucosa, al igual que el almidón y el glucógeno. La temperatura y el pH son dos factores que desempeñan un papel clave en la eficacia de las enzimas digestivas. Un aumento en la temperatura puede hacer que una reacción se acelere, ya que las moléculas se muevan más rápidamente y entonces se incrementa el contacto con la enzima; sin embargo, una temperatura demasiado alta alterará las uniones moleculares que estabilizan la configuración de la enzima, causando su desnaturalizacion (es decir, experimenta un cambio estructural que impide su función). Además, cada enzima tiene un pH óptimo en el cual es más activa. Dentro del rango de pH óptimo, la enzima funcionará según lo esperado; más allá de este pH, la enzima no tendrá efecto. La mayoría de las moléculas alimenticias se pueden incluir en una de las siguientes categorías: carbohidratos, proteínas o lípidos. Los carbohidratos son la f uente principal de calorías para la mayoría de las personas e incluyen la glucosa, las azúcares y el almidón. Antes de ser absorbidos hacia la sangre, 51


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los carbohidratos más grandes se rompen en monosacáridos (azúcares simples, tales como glucosa). Las proteínas son muy importantes para el crecimiento, es pecialmente entre la gente joven. Las proteínas se rompen en aminoácidos antes de ser absorbidas por el organismo para construir nuevas proteínas. Los lípidos, la mayoría de los cuales son triglicéridos (1os componentes principales de grasas y de aceites) no son solubles en agua y por ello plantean pr oblemas especiales para la digestión. La lipasa, la enzima que actúa sobre los lípidos, es hidrolítica (como todas las enzimas digestivas) y solo puede actuar en la superficie de las gotas de lípidos porque estos son insolubles en agua. Para aumentar la velocidad de digestión por la lipasa, los lípidos primero son emulsionados (se rompen en gotas más pequeñas) con la ayuda de las sales biliares, derivadas del colesterol. La emulsión da lugar a gotas más pequeñas con áreas superficiales más grandes, haciendo más fácil que la lipasa se una a los sustratos y digiera los lípidos. Las sales biliares también forman micelas, que ayudan a la absorción de los productos de la digestión de los lípidos: ácidos grasos y monog licéridos.

Amilasa Observa las 11 botellas cuentagotas en el cuadrante superior derecho de la pantalla. Prepararás tubos de ensayo conteniendo varias combinaciones del contenido de las botellas. Debajo de las botellas cuentagotas hay una unidad de incubación que te permitirá hervir, congelar e incubar los tubos de ensayo. El armario cenado en el cuadrante superior izquierdo de la pantalla es un armario de análisis, que contiene los productos químicos que añadirás a tus tubos de ensayo experimentales para interpretar los resultados de la prueba. Debajo del armario de análisis hay un lavador de tubos de ensayo (Test Tube Washer) donde depositarás los tubos de ensayo usados. Junto a él hay un aparato distribuidor d e tubos de ensayo, donde pulsarás sobre los tubos de ensayo y los arrastrarás a los soportes en la unidad de incubación, donde los prepararás para la experimentación. A lo largo de la parte inferior de la pantalla está el módulo de registro de datos, donde guardarás tus datos experimentales.

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Actividad 1. Amilasa salival y almidón La digestión del almidón comienza en la boca con la acción de la amilasa salival, que es segregada por las glándulas salivales. La amilasa salival r ompe el almidón en maltosa, un disacárido formado por dos moléculas de glucosa. Así, la presencia de maltosa en una muestra experimental indicaría que se ha producido la digestión del almidón. Tus objetivos en este experimento son probar lo efectos de la amilasa sobre el almidón, determinar el pH óptimo al que actúa la amilasa y observar los efectos de la temperatura sobre la actividad enzimática. 1. Pulsa sobre el tubo de ensayo que cuelga más cerca de la incubadora, arrástralo a la ranura número 1 en la parte superior de la incubadora y suelta el botón del ratón. El tubo de ensayo se colocará en su lugar. Repite esta acción, llenando la ranura número 2, la ranura número 3, etcétera, hasta que las siete ranuras en la parte superior de la incubadora contengan tubos ensayo. 2. Llena tus siete tubos de ensayo con tres sustancias cada uno, tal como sigue: - Tubo de ensayo 1: almidón (Starch), agua desionizada (Deionized Water), tampón pH 7.0 (PH 7.0 Buffer)

- Tubo de ensayo 2: amilasa (Amylase), agua desionizada (Deionized Water), tampón pH 7.0 (PH 7.0 Buffer)

- Tubo de ensayo 3: almidón (Starch), amila a (Amylase), tampón pH 7.0 (PH 7.0 Buffer) - Tubo de ensayo 4: almidón (Starch), amilasa (Amylase), tampón pH 7.0 (PH 7.0 Buffer) - Tubo de ensayo 5: maltosa (Maltose), agua desionizada (Deionized Water), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer)

- Tubo de ensayo 6: almidón (Starch), amilasa (Amylase), tampón pH 2.0 (pH 2.0 Buffer) (St9.0 arch ), amilasa Tubo de ensayo almidón tampón7:pH 9.0 (pH (-Am ylase), Buff er)

Para hacer esto, pulsa sobre el cuentagotas de la sustancia deseada, arrástralo encima del tubo de ensayo correspondiente y suelta el botón del ratón. 3. Pulsa el número «3» debajo del tubo n.? 3. El tubo bajará en la unidad de incubación. Entonces pulsa Hervir (Boil). El tubo hervirá y después volverá a subir. Observa que la única diferencia entre el tubo 3 y el tubo 4 es que el tubo 3 ha hervido. 4. Asegúrate de que la temperatura de incubación está fijada a 37°C y el temporizador (Timer) está fijado en 60 minutos. Si no es así, pulsa los botones (+) o (-) para ajustarlo. 5. Pulsa Incubar (lncubate). Los siete tubos de ensayo bajarán al interior de la unidad de incubación y serán agitados suavemente mientras se incuban. Al final del periodo de incubación, los tubos volverán a subir y la puerta del armario de análisis se abrirá. Observarás que en el armario de análisis hay siete tubos de ensayo vacíos y dos botellas cuentagotas. Las dos botellas cuentagotas contienen los reactivos de IKI y de Benedict. La prueba de IKI detecta la presencia de almidón, mientras que la prueba de Benedict detecta la presencia de azúcares tales como 53


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glucosa o maltosa (que, como recordarás, son productos de la digestión del almidón). Añadirás estos reactivos a tus siete tubos de ensayo experimentales para determinar si ha habido o no digestión. 6. Pulsa sobre el tubo de ensayo 1 de la ranura 1 de la incubadora. Verás cambiar el cursor a un tubo de ensayo en miniatura. Arrástralo al borde del primer tubo del armario de análisis, después suelta el botón del ratón. El contenido del tubo de ensayo en miniatura se vaciará en el tubo de análisis. 7. Repite el paso 6 para los tubos de ensayo restantes. Asegúrate de hacer esto secuencialmente; es decir, haz el tubo de ensayo 2, después el tubo de ensayo 3, etcétera. 8. Una vez las soluciones de cada uno de tubos de la incubadora se han transfer los tubos del armar io que de análisis, pulsa sobr e el tapón delos la botella cuentagotas del reactivo de IKI,ido arraástralo a la boca del primer tubo del armario de análisis y suelta el botón del ratón. Se verterán las gotas del reactivo de IKI. Repite esto para todos los tubos de ensayo del armario de análisis y observa cualquier cambio de color. Un color azul oscuro o gris indica una prueba positiva para el almidón; un color amarillo indica una prueba negativa. Anota tus resultados de la prueba de IKI en la tabla que hay más adelante. 9. Después, pulsa sobre el tapón de la botella cuentagota de Benedict, arrástralo a la boca del tubo de ensayo 1, (en la ranura 1 de la incubadora) y suelta el botón del ratón. Las gotas del reactivo de Benedict se añadirán al tubo de ensayo. Repítelo para los restantes tubos de ensayo de la incubadora. 10. Después de que el reactivo de Benedict se haya añadido a cada tubo de ensayo, pulsa Hervir (Boil). Todos los tubos de ensayo descenderán a la unidad de incubación, hervirán y volverán a subir. Examina los cambios de color de los tubos. Un color verde, naranja o rojizo indican la presencia de maltosa, considerando positivo el resultado de la prueba de Benedict. Un color azul indica que no hay maltosa y el resultado de la prueba de Benedict se considera negativo. Anota tus datos en la Tabla l. d Data) para 11. Pulsa Guardar Datos guardar tus(Print resultados la obtener pantalla.una Tam bién impresa puedes pulsar Herramientas y seleccionar Imprimir Datos para copia (Tools()Recor Data)de de tus resultados.

12. Pulsa y arrastra cada tubo de ensayo al lavador de tubos de ensayo (Test Tube Washer) y suelta el botón del ratón. Lo tubos desaparecerán. ¿Cuál era el propósito de tubos1 y 2? ¿Qué puedes concluir de los tubos 3 y 4? ¿Qué indican los tubos 4, 6 y 7 sobre la actividad de amilasa y el pH?

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Tabla 1. Resultados de la Actividad 1 Tubo Nº Sustancias

1 Almidon Agua desionizada Tampón pH 7.0 Condiciones 37ºC de incubación

2 amilasa Agua desionizada Tampón pH 7.0 37ºC

3 Almidon amilasa Tampón pH 7.0 Hervido y luego incubado a 37ºC

4 Almidon Agua desionizada Tampón pH 7.0 37ºC

5 maltosa Agua desionizada Tampón pH 7.0 37ºC

6 Almidon amilasa Tampón pH 2.0

7 Almidon amilasa Tampón pH 9.0

37ºC

37ºC

Prueba del reactivo de IKI Prueba del reactivo de Benedict

¿Cuál es el pH óptimo para la actividad de la amilasa? ¿La amilasa actúa a pH diferentes al pH óptimo? ¿Cuál es el producto final de la digestión del almidón? ¿En qué tubos detectaste la presencia de maltosa al final del experimento? ¿Por qué la maltosa no estuvo presente en los otros tubos? La amilasa salival sería desactivada casi por completo en el estómago. Sugiere una razón del porqué, basada en lo que has aprendido en esta actividad.

Actividad 2. Amilasa Salival y Celulosa Si queda algún tubo de ensayo en la incubadora, pulsa sobre él y arrástralo al lavador de tubos de ensayo (Test Tube Washer) antes de comenzar esta actividad. En la actividad anterior aprendimos que la amilasa salival puede digerir el almidón. En esta actividad investigaremos si la amilasa salival digiere o no la celulosa, una sustancia que se encuentra en la pared celular de los vegetales. También investigaremos si las bacterias (tales como las que se encuentran en el estómago de la vaca y de otros rumiantes) digerirán la celulosa y si la peptidasa (una enzima pancreática que rompe los péptidos) digerirá el almidón. l. Pulsa sobre el tubo de ensayo que cuelga más cerca de la incubadora, arrástralo a la ranura número 1 en la parte superior de la incubadora y suelta el botón del ratón. El tubo de ensayo se colocará en su lugar. Repite esta acción, llenando la ranura número 2, la ranura número 3, etcétera, hasta que las siete ranuras contengan tubos de ensayo. 2. Llena tus siete tubos de ensayo con tres sustancias cada uno, tal como sigue: - Tubo de ensayo 1: amilasa (Amylase), almidón (Starch), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer) - Tubo de ensayo 2: amilasa (Amylase), almidón (Starch), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer) - Tubo de ensayo 3: amilasa (Amylase), glucosa (Glucose), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer) - Tubo de ensayo 4: amilasa (Amylase), celulosa (Cellulose), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer) - Tubo de ensayo 5: amilasa (Amylase), celulosa (Cellulose), agua desionizada (Deionized Water) - Tubo de ensayo 6: peptidasa (Peptidase), almidón (Starch), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer) - Tubo de ensayo 7: bacterias (Bacteria), celulosa (Cellulose), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer)

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Para hacer esto, pulsa sobre el cuentagotas de la sustancia deseada, arrástralo encima del tubo de ensayo correspondiente y suelta el botón del ratón. 3. Pulsa el número «1» debajo del tubo n.? 1. El tubo bajará a la unidad de incubación. Entonces pulsa Congelar (Freeze). El tubo se congelará y después volverá a subir. 4. Asegúrate de que la temperatura de incubación está fijada a 37°C y el temporizador (Timer) está fijado en 60 minutos. Si no es así, pulsa los botones (+) o (-) para ajustarlo. 5. Pulsa Incubar (lncubate). Los siete tubos de ensayo bajarán a la unidad de incubación y serán agitados suavemente se incu Al final del periodo de incubación, los tubos volverán a subir y se abr irá la puermientras ta del armario deban. análisis. Observarás, de nuevo, que en el armario de análisis hay siete tubos de ensayo vacíos y las botellas cuentagotas de los reactivos de IKI y de Benedict. Recuerda que la prueba de IKI detecta la presencia del almidón, mientras que la prueba de Benedict detecta la presencia de glucosa o maltosa. Añadirás estos reactivos a tus siete tubos de ensayo experimentales para determinar si ha habido o no digestión. 6. Pulsa sobre el tubo de ensayo n.? 1 de la ranura 1 de la incubadora. Verás cambiar el cursar a un tubo de ensayo en miniatura. Arrástralo al borde del primer tubo en el armario de análisis, después suelta el botón del ratón. El contenido del tubo de ensayo en miniatura se vaciará en el tubo de análisis. 7. Repite el paso 6 para los restantes tubos de ensayo. Asegúrate de hacer esto secuencialmente: es decir, haz el tubo de ensayo n 2, después el tubo de ensayo n 3, etcétera. 8. Una vez que las soluciones de cada uno de los tubos de la incubadora se han transferido a los tubos del armario de análisis, pulsa sobre el tapón de la botella cuentagotas del reactivo de IKI, arrástralo a la boca delRpr imeresto tubopara del todos armario análisis y suelta atón. Seyver terán gotas del reactivo de IKI. epite losde tubos de ensayo delelarbotón mariodel de ranálisis o bser valas cualquier cam bio de color. Un color azul oscuro o gris indica una prueba positiva para el almidón; un color amarillo indica una prueba negativa. Anota tus resultados de la prueba de IKI en la tabla que hay más adelante. 9. Después, pulsa sobre el tapón de la botella cuentagotas del reactivo de Benedict, arrástralo a la boca del tubo de ensayo n." 1, (en la ranura 1 de la incubadora) y suelta el botón del ratón. Se añadirán al tubo de ensayo las gotas del reactivo de Benedict. Repítelo para los restantes tubos de ensayo. 10. Después de que el reactivo de Benedict se haya añadido a cada tubo de ensayo de la incubadora, pulsa Hervir (Boil). Todos los tubos descenderán a la unidad de incubación, hervirán y volverán a subir. Examina los cambios de color de los tubos. Un color verde, naranja o rojizo indica la presencia de glucosa o de maltosa, considerando positivo el resultado de la prueba de Benedict. Un color azul indica que no hay glucosa o maltosa y el resultado de la prueba de Benedict se considera negativo. Anota tus datos en la Tabla 2.

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Tabla 2. Resultados de la Actividad 2 Tubo Nº Sustancias

1 amilasa almidón Tampón pH 7.0 Condiciones Congelado de y luego incubación incubado a 37ºC Prueba del reactivo de

2 amilasa almidón Tampón pH 7.0 37ºC

3 amilasa glucosa Tampón pH 7.0 37ºC

4 amilasa celulosa Tampón pH 7.0 37ºC

5 amilasa celulosa agua desionizada 37ºC

6 peptidasa almidón Tampón pH 7.0 37ºC

7 bacterias celulosa Tampón pH 7.0 37ºC

IKI Prueba del reactivo de Benedict

11.

Pulsa

Guardar

Datos

(Record

Data)

para

guardar

tus

datos

de

la

pantalla

12. Pulsa y arrastra cada tubo de ensayo al lavador de tubos ensayo (Test Tube Washer) y suelta el botón del ratón. Los tubos desaparecerán. ¿Qué tubos mostraron un resultado positivo para el reactivo IKl? ¿Qué tubos mostraron un resultado positivo para el reactivo Benedict? ¿Cuál fue el efecto de congelar el tubo 1? ¿Cuál es la diferencia entre congelar o hervir el tubo? ¿Cuál es la subunidad más pequeña en la cual puede romper el almidón? ¿Cuál fue el efecto de la amilasa sobre la glucosa en el tubo 3? Sugiere una explicación para este efecto. ¿Cuál fue el efecto de la amilasa sobre la celulosa en el tubo 4? Las palomitas de maíz y el apio están constituidas casi exclusivamente por celulosa. ¿Qué puedes concluir sobre la digestión de la celulosa a juzgar por los resultados de los tubos de ensayo 4, 5 y 7? ¿Cuál fue el efecto de la enzima peptidasa utilizada en el tubo 6? Explica tu respuesta, basándote en lo que sabes sobre la peptidasa y la especificidad de substrato.

Pepsina Las proteínas están compuestas de subunidades conocidas como aminoácidos. Cuando están sometidas a actividad enzimática se rompen en sus componentes aminoácidos. La pepsina es un ejemplo de enzima que rompe proteínas. Es segregada por glándulas del estómago en forma de proenzima inactiva, pepsinógeno, que es convertido a pepsina por la escisión de uniones débiles en el ambiente ácido (pH bajo) del estómago. El grado en el que se hidrolizan o digieren proteínas en el estómago es significativo aunque variable. Se estima que el 15% de las proteínas de la dieta son reducidas a aminoácidos por la pepsina. La mayoría de la digestión de las proteínas ocurre en el duodeno del intestino delgado.

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Actividad 3. Digestión de proteínas por la pepsina En la siguiente actividad investigarás los efectos de la pepsina sobre BAPNA, una proteína sintética. Pulsa Experimento (Experiment) en la parte superior de la pantalla y después selecciona Pepsina (Pepsin). Verás la pantalla mostrada en la Figura 8.2. La pantalla es ligeramente diferente a la empleada con las actividades de la «Amilasa». Observa que las botellas cuentagotas incluyen ahora botellas de pepsina y de BAPNA. BAPNA es una solución incolora y transparente pero que tomará un color amarillo si es digerida una enzima enzimática. como la pepsina -no necesitarás añadir reactivos adicionales para determinar si ha habidopor o no actividad 1. Pulsa sobre el tubo de ensayo que cuelga más cerca de la incubadora, arrástralo a la ranura número l

en la parte superior de la incubadora y suelta el botón del r atón. El tubo de ensayo se colocará en su lugar. Repite esta acción, llenando la ranura número 2, la ranura número 3, etcétera, hasta que seis de las siete ranuras contengan tubos de ensayo (a diferencia de las actividades anteriores, aquí trabajarás solamente con seis tubos de ensayo). 2. Llena tus seis tubos de ensayo con tres sustancias cada uno, tal como sigue: - Tubo de ensayo n." 1: pepsina (Pepsin), BAPNA, tampón pH 2.0 (PH 2.0 Buffer) - Tubo de ensayo n." 2: pepsina (Pepsin), BAPNA, tampón pH 2.0 (pH 2.0 Buffer) - Tubo de ensayo n." 3: pepsina (Pepsin), agua desionizada (Deionized W ater), tampón pH 2.0 (PH 2.0 Buffer)

- Tubo de ensayo n." 4: agua desionizada tDeionized Water), BAPNA, tampón pH 2.0 (PH 2.0 Buffer) - Tubo de ensayo n." 5: pepsina (Pepsin), BAPNA, tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer) (Pepsin), BAPNA, tampón -pH Tubo 9.0 de (pHensayo 9.0 Bufn." fer)6: pepsina Para hacer esto, pulsa sobre el cuentagotas de la ustancia deseada, arrástralo encima del tubo de ensayo correspondiente y suelta el botón del ratón.

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3. Pulsa el número «1» debajo del tubo 1. El tubo bajará a la unidad de incubación. Entonces pulsa Hervir (Boil). El tubo hervirá y después volverá a subir. 4. Asegúrate de que la temperatura de incubación está fijada a 37°C y el temporizador (Timer) está fijado en 60 minutos. Si no es así, pulsa los botones (+) o (-) para ajustarlo. 5. Pulsa Incubar (Incubate). Los seis tubos de ensayo bajarán a la unidad de incubación y serán agitados suavemente mientras se incuban. Al [mal del periodo de incubación, los tubos volverán a subir y se abrirá la puerta del armario de análisis. pectrof otómetUtilizarás ro, un instrumento Al abrirse el armariodde análisis, verás un esuna que mide la cantidad de luz absorbida (llamado ensid ad óptica ) por solución. el espectrofotómetro para medir la intensidad del color amarillo que se produce cuando es «digerido» el BAPNA. Para hacer esto, arrastrarás individualmente cada tubo de ensayo al espectrofotómetro y pulsará Analizar (Analyze). El espectrofotómetro emitirá una luz que pasará a través de la solución para medir su densidad óptica. Cuanto mayor es la densidad óptica, más BAP A habrá sido digerida por la pepsina.

6. Pulsa el tubo n." 1, arrástralo al espectrofotómetro y suelta el botón del ratón. 7. Pulsa Analizar (Analyze). Observa la lectura de densidad óptica para este tubo. Apúntala en la Tabla 3. 9. Quita el tubo de ensayo y devuélvelo a su ranura encima de la incubadora. 10. Repite los pasos 6 a 9 para los restantes tubos de ensayo. 11. Después de que se hayan leído todos los tubos, pulsa Guardar Datos (Record Data) para guardar tus datos de la pantalla. Tabla 3. Resultados Tubo Nº de la 1Actividad 32 Sustancias

pepsina BAPNA Tampón pH 2.0

pepsina BAPNA Tampón pH 2.0

Condiciones hervido y 37ºC de luego incubación incubado a 37ºC Densidad óptica

3 pepsina agua desionizada Tampón pH 2.0 37ºC

4 Agua desionizada BAPNA Tampón pH 2.0 37ºC

5 pepsina BAPNA Tampón pH 7.0

6 pepsina BAPNA Tampón pH 9.0

37ºC

37ºC

12. Arrastra cada tubo de ensayo al lavador de tubos de ensayo (Test Tube Washer) para deshacerte de de ellos. ¿Qué valor de pH permitió la máxima hidrólisis del BAPNA? ¿Qué efecto sobre la actividad enzimática produjo el hervir el tubo de ensayo? ¿Qué tubos de ensayo te el llevaron esta conclusión? La congelación ¿tendría mismoaefecto? ¿Cuáles tubos de ensayo fueron tus controles? ¿De qué eran controles? 59


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¿Cuál fue el efecto de la pepsina sobre BAPNA? Usando la simulación, diseña un experimento que te permita ensayar cómo varía la cantidad de BAPNA digerida en función del tiempo. ¿Cuál es tu conclusión? Usando la simulación, diseña un experimento que te permita ensayar si la temperatura tieno o no algún efecto sobre la digestión de BAPNA. ¿Cuál es tu conclusión?

Lipasa En una dieta normal, los principales lípidos son los triglicéridos, los componentes mayoritarios de grasas y aceites. Los lípidos son insolubles en agua y primero deben ser emulsionados (se rompen en gotas más pequeñas, aumentando su área superficial) antes de que una enzima digestiva como la lipasa pueda actuar con eficacia sobre producido ellos. En el delgado, los lípidos son cubier emulsionados portienen la bilis, un líquido amarillo verdoso porintestino el hígado. Las gotas resultantes tas de bilis áreas superficiales relativamente grandes, permitiendo a la enzima lipasa, soluble en agua, un acceso más fácil a los sus tratos. La lipasa entonces hidroliza las gotas de lípidos a ácidos grasas y monoglicéridos, los productos finales de la digestión de los lípidos. La hidrólisis de los lípidos también forma micelas, pequeños agregados moleculares que aumentan la absorción de los productos de la digestión de los lípidos. Las lipasas que se encuentran en el jugo pancreático son las responsables de la digestión de la mayoría de los lípidos presentes en la dieta normal.

Actividad 4. Lipasa, bilis y digestión de lípidos Pulsa Experimento (Experiment) en la parte superior de la pantalla y después selecciona Lipasa (Lipase). Observa entreque las las botellas cuentagotas ahorque a secontienen incluyen tampones las de lipasa, aceite y sales biliarpor es. Observa que también botellas cuentagotas de pH estávegetal ahora codif icadas colores, esto te ayudará más adelante a analizar tus resultados. Ensayarás los efectos de la lipasa y de la bilis en la digestión de un lípido: el aceite vegetal. 60


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1. Pulsa sobre el tubo de ensayo que cuelga más cerca de la incubadora, arrástralo a la ranura número 1

en la parte superior de la incubadora y suelta el botón del ratón. El tubo de ensayo se colocará en su lugar. Repite esta acción, llenando la ranura número 2, la r anura número 3, etcétera, hasta que las siete ranuras contengan tubos de ensayo. 2. Llena tus siete tubos de ensayo con cuatro sustancias cada uno, tal como sigue: - Tubo de ensayo 1: lipasa (Lipase), aceite vegetal (Vegetable Oil), sales biliares (Bife salts), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer) - Tubo de ensayo 2: Iipasa (Lipase), aceite vegetal (Vegetabfe Oil), sales biliares (Bife salts), tampón pH (pHde 7.0ensayo Buffer3: ) lipasa (Lipase), aceite vegetal (Vegetable Oil), agua desionizada (Deionized Water), -7.0 Tubo tampón pH 7.0 (PH 7.0 Buffer) - Tubo de ensayo 4: lipasa (Lipase), agua desionizada tDeionized Water), sales biliares (Bife salts), tampón pH 9.0 (pH 9.0 Buffer) - Tubo de ensayo 5: agua desionizada (Deionized Water), aceite vegetal (Vegetable Gil), sales biliares (Bife safts), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer) - Tubo de ensayo 6: lipasa (Lipase), aceite vegetal (Vegetable Oil), sales biliares (Bile salts), tampón pH 2.0 (pH 2.0 Buffer) - Tu bo de ensayo 7: lipasa (Lipase), aceite vegetal (Vegetable Oil), sales biliares (Bile salts), tampón pH 9.0 (pH 9.0 Buffer)

Para hacer esto, pulsa sobre el cuentagotas de la sustancia deseada, arrástralo encima del tubo de ensayo corresponiente y suelta el botón del ratón. 3. Pulsa el número «1» debajo del tubo n. l. El tubo bajará a la unidad de incubación. Entonces pulsa Hervir (Boil). El tubo hervirá y después volverá a subir. 4. Asegúrate de que la temperatura de incubación está fija a 37°C y el temporizador (Timer) está fi jado en 60 minutos. Si no es así, pulsa los botones (+) o (-) para ajustarlo. 5. Pulsa Incubar (Incubate). Los siete tubos de ensayo jarán a la unidad de incubación y serán agitado suavemente mientras se incuban. Al final del periodo de incubación los tubos volverán a subir y se abrirá la puerta del armario de análisis. Verás un medidor de pH (acidímetro) en el armario de análisis. La digestión del aceite vegetal por la lipasa liberará acidos grasos, que disminuirán el pH. Así, utilizarás el acidímetro para ayudarte a detectar la presencia de ácidos grasos (y por lo tanto, evidencia de la digestión) comparando el pH tus muestras con su pH srcinal. Pulsarás y arrastrarás individualmente los tubos de ensayo al acidímetro. Una vez tubos estén colocados en su lugar, pulsarás Medir pH (measure pH). Un electrodo descenderá sobre el contenido de los tubos y tomará una lectura de pH. 6. Pulsa y arrastra el tubo de ensayo 1 al acidímetro. 7. Pulsa Medir pH (Measure pH). 8. Anota el valor del pH en la table 4, después devuelve el tubo de ensayo a su ranura en la incubadora. 9. Repite los pasos 6 a 8 con los restantes tubos de ensayo. 10. Cuando todos los tubos hayan sido analizados, pulsa Guardar Datos (Record Data). 12. Deshazte de los tubos de ensayo arrastrándolos individualmente al lavador de tubos de ensayo (Test Tube Washer).

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¿Qué mostró el tubo 1? ¿Por qué el tubo 1 debía tener un pH de 7? ¿Cuál es la principal diferencia entre los tubos 2 y 3? ¿Cuál es el efecto de la sustancia del tubo 2 que no fue incluida en el tubo 3? ¿Cuál fue el pH óptimo para la digestión por la lipasa? ¿Cómo lo sabes? ¿Qué efecto tuvieron los otros tampones sobre el proceso digestivo? ¿Cuáles son los productos de digestión por lipasa en el tubo 2? ¿En qué tubos detectaste la presencia de ácidos grasas? Tabla 4. Resultados de la actividad 4 Tubo

1

2

3

4

5

6

7

Sustancias

lipasa aceite vegetal sales biliares Tampón pH 7.0


lipasa aceite vegetal agua desionizada Tampón pH 7.0

lipasa agua desionizada sales biliares Tampón pH 9.0

agua desionizada aceite vegetal sales biliares Tampón pH 7.0



Condicion es de incubación

hervido y luego incubado a 37°C

37°C

37 °C

37°C

37 °C

37°C

37 °C

pH

Procesos Físicos de la Digestión Ten presente que los procesos químicos de la actividad enzimática son solamente una parte del proceso digestivo. También están implicados procesos físicos. La masticación, por ejemplo, mezcla el alimento con la mucosidad salival y la amilasa, lo reduce a partículas pequeñas y manejables y lo transforma en una masa que se puede tragar denominada bolo. La lengua se para el bolo de la masa del alimento en la boca, presionándolo contra el paladar duro. El bolo entra entonces en la faringe, estimulando los receptores táctiles que inician el reflejo de deglución y lo impulsan a través del esófago. Una onda de contracción denominada peristaltismo mueve entonces el bolo hasta el estómago, donde se convierte en quimo. Los músculos del estómago mezclan el quimo con los jugos gástricos para fragmentar el alimento en partículas aún más pequeñas; también r egulan la entrada del quimo en el intestino delgado. Los movimientos peristálticos continúan en el intestino delgado, entremezclándose periódicamente con la segmentación, en la cual el quimo va hacia delante y hacia atrás por la contracción y la relajación de los segmentos intestinales. La segmentación mezcla a fondo el quimo con las enzimas digestivas, la bilis y los iones bicarbonato segregados por el conducto pancreático, aumentando la eficacia de la a bsorción de nutrientes a la sangre.

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ANEXO PREGUNTAS COMPLEMENTARIAS PARA ESTUDIAR

LECTURAS COMPLEMENTARIAS Y PREGUNTAS GUIADAS PARA EL ESTUDIO AUTONOMO DE LA UNIDAD DE MEDIO INTERNO. Lecturas sugeridas Alberts, B. et al (2006) “Introducción a la Biología Molecular de la Célula”, Segunda Edición. Editorial Médica Panamericana. Capitulo 1: Introducción a las células. Pag 1-38. Capitulo 2: Componentes químicos de las células. Pag 39-82. Koeppen B.M; Stanton B.A (2009) “Berne y Levy: Fisiología”, Sexta Edición, Editorial Elsevier Mosby. Capítulo 1: Principios de la función celular. Pag 3-19. Capitulo 2: Homeostasis de los líquidos corporales. Pag 20-33. Capitulo 3: Transducción de señales, receptores de la membrana, segundos mensajeros y regulación de la expresión génica. Pag 34-50.

Preguntas Guiadas 1) Realice un esquema e identifique las principales organelos de una célula animal y sus funciones respectivas. 2) ¿Cual es la función del colesterol y los esfingolipidos en la membrana plasmática?. 3) En relación a los mecanismos de transporte de la membrana plasmática, haga una pequeña descripción de las proteínas transportadoras de la membrana (Canales de agua, canal iónico, transportadores de solutos y dependiente de ATP). 4) Defina que es el transporte vesicular y de dos ejemplos específicos en el cual se utilice a nivel celular. 5) ¿Que es el gradiente electroquímico y cuál es su importancia para la célula?. 6) ¿Que es osmosis y por qué se srcina la presión osmótica?. 7) ¿Qué es la presión oncótica?, ¿Por quién es producida a nivel de la sangre? y ¿Cuál es su importancia?. 8) ¿Que es homeostasis y cuáles son los principales métodos fisiológicos para mantenerla?. 9) Según su peso y la proporción aproximada de agua en una persona normal, indique cuanta de esta se encuentra en el compartimento intracelular y en el extracelular (en su caso particular). 63


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10) En relación al balance hidrosalino, realice una tabla en la cual indique la concentración de los principales iones en el medio extracelular v/s el intracelular. 11) ¿Por qué no todas las células tienen la misma concentración iónica de su citoplasma? Indique algunos ejemplos característicos de esto. 13) ¿Qué es un canal iónico? y ¿Cuáles son sus principales componentes?. 14) ¿Qué factores afectan la movilidad de iones en forma libre en el agua?. 15) sus Indique que rol juega la Na+ K+de ATP-asa en el mantenimiento de la homeostasis celular y cuáles son mecanismos más importantes regulación. 16) Defina transporte pasivo y activo (primario y secundario).

LECTURAS COMPLEMENTARIAS Y PREGUNTAS GUIADAS PARA EL ESTUDIO AUTONOMO DE LA UNIDAD DE SISTEMA NERVIOSO. Lecturas sugeridas Ganong W. F. (2006) “Fisiología Medica”, Vigésima Edición, Editorial Manual Moderno, Capitulo 2: Tejido nervioso excitable. Pag 49-60. Capitulo 4: Transmisión sináptica y de unión. Pag 79-109. Capitulo 6: Reflejos. Pag 121-128.

Preguntas Guiadas 1) Enuncie y esquematice los principales mecanismos por los cuales una célula puede establecer comunicación con otra. 2) ¿Que es un receptor de membrana?, ¿Cuáles son sus principales tipos?, realice un cuadro comparativo entre las características de los diferentes tipos de receptores. 3) En relación al receptor de Insulina ¿Cuál es su tipo y que implica esto?. 4) ¿Que es una vía de transducción de señales?. 5) ¿Que iones o moléculas actuarían como mensajeros intracelulares?. 6) ¿Que característica debe tener una célula para poder ser excitable?. 7) ¿Qué es el potencial de membrana y cuál es su importancia para la generación del potencial de acción?. 8) Defina: 64


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Potencial de reposo. Despolarización de membranas. Potencial excitatorio Potencial de umbral. Hiperpolarización. Periodos refractarios. Periodo absoluto. Periodo relativo. Potenciales postsinápticos excitatorios (PPSE). Potenciales postsinápticos inhibitorios (PPSI). 9) ¿Qué condiciones son necesarias para que se genere un potencial de reposo en una célula?. 10) ¿Que tipos de canales ionicos se encuentran involucrados en la generación y propagación del potencial de acción?. 11) ¿Qué tipos de estímulos son capaces de generar un impulso nervioso?. 12) ¿Explique por qué se ve afectada la conducción de un potencial de acción frente a la presencia de mielina en un axón (conducción continua y saltatoria)?. 13) Realice un cuadro con las principales características de los diferentes tipos de fibras nerviosas. 14) Realice un cuadro comparativo entre las características de la sinapsis química y eléctrica. 15) Defina que es un neurotransmisor y cuáles son sus tipos. 16) Explique cuál es la función de la acetilcolinesterasa en la sinapsis musculo esquelética. 17) ¿Cuáles son las principales funciones del sistema nervioso?. 18) ¿Qué función cumplen las siguientes partes del sistema nervioso central (SNC)? Medula espinal: Bulbo raquídeo: Protuberancia anular: Mesencéfalo: Cerebelo: Tálamo: Cerebro: 19) ¿Que significa transducción en un receptor sensorial?. 20) Enuncie 4 características de los receptores nicotínicos. 21) ¿Qué es una proteína G?, ¿cuáles son los posibles efectores? y ¿cuántos tipos existen? 65


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22) Defina el concepto de adaptación en un receptor sensorial. 23) En relación al concepto de dolor, defínalo e indique 3 características. 24) Realice un cuadro comparativo entre las características de un dolor protopatico y epicritico. 25) Cuando hay un daño en el cerebelo a nivel del vermis, ¿Qué vía aferente se afecta y qué signos clínicos aparecen?. 26) Cuando hay un aparecen?. daño en el cerebelo a nivel del lóbulo floculonodular, ¿Qué vía aferente se afecta y qué signos clínicos

LECTURAS COMPLEMENTARIAS Y PREGUNTAS GUIADAS PARA EL ESTUDIO AUTONOMO DE LA UNIDAD DE CARDIOVASCULAR Lectura Sugerida Guyton A.C., Hall J.E. (2001) “Tratado de Fisiología Medica”, Decima Edición, Mc Graw Hill Interamericana Capitulo 9: Musculo cardiaco; el corazón como bomba. Pag 115-127. Capitulo 10: Estimulación rítmica del corazón. Pag 129-136. Capitulo 11: El electrocardiograma normal. Pag 137-143. Capitulo 20: Gasto cardiaco, retorno venoso y su regulación. Pag 253-267.

Preguntas Guiadas 1) Realice un esquema en donde identifique las principales partes del corazón. 2) Defina gasto cardiaco e indique cuales son los principales factores que pueden afectarlo y como. 3) Esquematice las ondas de un electrocardiograma a través de un grafico y correlaciónelo con cada uno de los pasos del ciclo cardiaco. 4) ¿Qué ocurre si aumenta el gasto cardiaco en relación a la curva de función cardiaca?. 5) ¿Cuáles son los principales mecanismos que regulan el gasto cardiaco?. 6) ¿Cuáles son los principales factores que regulan la curva de función vascular?. 7) ¿Cuál de los sitios del circuito cardiovascular el flujo sanguíneo pierde el mayor porcentaje de energía líquida?. 66


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8) ¿Qué evento marca el inicio de la fase de relajación isovolumétrica ventricular?. 9) ¿Cuales son los elementos que forman parte de la función que relaciona la resistencia hemodinámica y el flujo sanguíneo?. 10) Señale las alternativas que puede tener el organismo para poder compensar una pérdida significativa de sangre por hemorragia aguda. 11) Indique ¿Que son los presoreceptores del seno carotideo?, ¿qué función cumplen? y ¿Qué ocurriría si se comprimieran ambas carótidas simultáneamente hasta colapsarlas?. 12) ¿Cuál es la función de la angiotensina-II?. 13) ¿Cual es el efecto del oxido nítrico sobre los vasos sanguíneos y que factores son capaces de influir en su accionar?. 14) ¿En qué órganos ocurre la más alta extracción de O2 sanguíneo, expresada por gramo de tejido y por minuto?. 15) ¿Qué es el potencia de acción cardiaco?. 16) ¿Qué es un electrocardiograma y cuáles son sus principales componentes?. 17) ¿Que eventos ocurren cuando se lesiona un vaso sanguíneo? Descríbalos brevemente. 18) ¿Que se denomina hemostasia secundaria y señale cual es su importancia?. 19) Si un paciente se presenta dolor articular, petequias, y ante cualquier lesión presenta hemorragias. Se le realizan una serie de pruebas de coagulación, dando alterados los resultados del TTPA (elevado) y Dosificación del factor VIII (baja concentración), según lo que se ha señalado cual es la patología que este individuo presenta: 20) Indique que parámetros tenemos para evaluar la hemostasia primaria y secundaria y ¿Cuáles son sus rangos normales?. 21) ¿Indique que es y cuál es la función de la eritropoyetina?. 22) Un glóbulo rojo es capaz de atravesar capilares de tamaño más pequeño que su diámetro, indique dos características que le permiten poder deformarse de esta manera. 23) En relación a la hemoglobina describa cual es su proceso de síntesis. 24) En relación a las células del sistema inmune, si una persona presenta un aumento de los neutrofilos la persona probablemente esté sufriendo un cuadro de: 25) ¿Que significa que un hemograma tenga una desviación a la izquierda?. 67


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26) Realice un esquema de la circulación materno-fetal.

LECTURAS COMPLEMENTARIAS Y PREGUNTAS GUIADAS PARA EL ESTUDIO AUTONOMO DE LA UNIDAD DE RENAL Lectura Sugerida Guyton A.C., Hall J.E. (2001) “Tratado de Fisiología Medica”, Decima Edición, Mc Graw Hill Interamericana Capitulo 26: Formación de la orina por los riñones: I. filtración glomerular, flujo sanguíneo renal y su control. Pag 339-358. Capitulo 27: Formación de la orina por los riñones: II Procesamiento tubular del filtrado glomerular. Pag 359-380. Capitulo 28: Regulación de la osmolaridad y de la concentración de sodio en el liquido extracelular. Pag 381-400. Capitulo 29: Integración de los mecanismos renales para el control del volumen sanguíneo y del volumen del liquido extracelular; regulación renal de potasio, calcio, fosfato y magnesio. Pag 401-420. Capitulo 30: Regulación del equilibrio acido básico. Pag 421-441. Capitulo 31: Micción, diuréticos y enfermedades renales. Pag. 443-461. Preguntas Guiadas 1) Elabore un esquema de la anatomía macroscópica del riñón e identifique sus principales partes. 2) Indique cuales son las principales funciones del riñón. 3) Elabore un esquema del nefron y reconozca sus partes y funciones. 4) ¿Qué es la acidosis metabólica, cuando puede ocurrir y por qué se caracteriza?. 5) Que función cumple y donde se producen las hormonas renina angiotensina aldosterona?. 6) ¿Cual es la respuesta inmediata frente a la variación del pH sanguíneo?. 7) ¿Por qué producto de una alteración renal se puede srcinar edema?. 8) ¿Qué factores aumentan la tasa de filtración glomerular?. 9) ¿Cuales son las funciones del tubulo proximal?. 10) Indique cual es el mecanismo por el que se produce reabsorción de agua en el túbulo proximal. 68


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11) ¿Cuales son las características del asa descendente de Henle que permiten que se produzca el mecanismo de contracorriente y cuáles son las condiciones para que se produzca?. 12) Considerando que la urea es el producto final del metabolismo proteico, qué efecto tendrá sobre la concentración urinaria un régimen hipo proteico del asa? Explíquelo brevemente. 13) ¿Cual es el mecanismo de acción de los diuréticos?. 14) ¿Que es la ultrafiltración y en qué lugar se produce?. 15) ¿Qué componentes forman la barrera de filtración?. 16) ¿Que es el péptido natriuretico? y ¿cuál es su función?.

LECTURAS COMPLEMENTARIAS Y PREGUNTAS GUIADAS PARA EL ESTUDIO AUTONOMO DE LA UNIDAD DE RESPIRATORIO Lectura Sugerida Koeppen B.M; Stanton B.A (2009) “Berne y Levy: Fisiología”, Sexta Edición, Editorial Elsevier Mosby. Capítulo 20: Estructura y función del aparato respiratorio. Pag 717- 429. Capitulo 21: Propiedades mecánicas del pulmón y la pared torácica: estática y dinámica. Pag 430-443. Capitulo 22: Ventilación, perfusión y cociente. Pag 444-458. Capitulo 23: Transporte de oxigeno y del dióxido de carbono. Pag 459-467. Capitulo 24: Control de la respiración. Pag 468-477. Preguntas Guiadas 1) ¿Indique que es el surfactante pulmonar y cuál es su importancia?. 2) ¿Cual es la función que cumplen los cilios y el mucus en las vías pulmonares?. 3) ¿Por qué una persona que ha fumado durante largo tiempo tiende a desarrollar más fácilmente infecciones pulmonares?. 4) ¿Cuál es la función del diafragma en la fase activa de la respiración?. 5) Realice un esquema de un alveolo pulmonar y de las estructuras que lo rodean. 6) Explique brevemente donde se encuentran los centros nerviosos y cuál es el mecanismo que regula la respiración. 7) Defina los siguientes conceptos: 69


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Capacidad pulmonar total (CPT) Volumen corriente (VC) Capacidad vital (CV) Volumen residual (VR) Capacidad residual funcional (CRF) Volumen de reserva espiratorio 8) ¿Que parámetros determinan los volúmenes pulmonares?. 9) ¿Por qué importante tener una presión transpulmonar positiva?. 10) ¿Que significa la sigla EPOC y cuáles son sus características clinicas?. 11) ¿Que es una espirometria y en qué casos se puede aplicar?. 12) ¿Que es el espacio pleural y cuál es su importancia?. 13) ¿Explique por qué si se perfora la pared toraxica a un individuo se dificulta la respiración?. 14) ¿Qué es un neumotórax y por qué se puede srcinar?. 15) ¿Que es el punto de presión equivalente?. 16) ¿Qué variables determinan la presión parcial de O2 en el alveolo?. 17) Explique por qué se dice que existe una relación inversa entre la ventilación y la presión parcial de CO2 en el alveolo?. 18) Mediante que mecanismos se regula la presión parcial de CO2?. 19) ¿A qué se refiere el concepto de ventilación del espacio muerto fisiológico?. 20) ¿Que características presentan las paredes de las arteriolas que recubren los alveolos que favorecen el intercambio gaseoso?. 21) ¿Cuáles son los mecanismos a través de los que se puede trasladar el O2 en el torrente sanguíneo?. 22) Esquematice una molécula de hemoglobina. 23) ¿Que rol juega el bicarbonato en el transporte del CO2?. 24) ¿Cuales son los mecanismos por los que se controla el equilibrio acido base del organismo?. 25) ¿Qué es una apnea del sueño y por qué se srcinan?.

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LECTURAS COMPLEMENTARIAS Y PREGUNTAS GUIADAS PARA EL ESTUDIO AUTONOMO DE LA UNIDAD DE DIGESTIVO Lectura Sugerida Koeppen B.M; Stanton B.A (2009) “Berne y Levy: Fisiología”, Sexta Edición, Editorial Elsevier Mosby. Capítulos 26: Anatomía funcional y principios generales de regulación en el tracto gostrointestinal. Capitulo 27: Las fases cefálica, oral y esofágica de la respuesta integrada ante una comida. Capitulo 28: La fase gástrica de la respuesta integrada ante una comida. Capitulo 29: La fase del intestino delgado de la respuesta integrada ante una comida. 30: Funciones La fase colonica de la respuesta ante una Capitulo 31: de transporte y metabólicas delcomida hígado.

Preguntas Guiadas 1) Indique cuales son las funciones del aparato digestivo. 2) ¿Cuales son las etapas de la deglución?. 3) Realice un cuadro resumen en donde enumere en orden secuencial las diferentes enzimas con las que se encuentran los alimentos en el tubo digestivo, indicando también su sustrato y el producto de su actividad. 4) En relación al esófago indique ¿cuáles son sus capas al realizar un corte transversal?. 5) Realice un esquema con la inversión nerviosa de los diferentes componentes del sistema digestivo. 6) Indique ¿qué es el peristaltimo?, ¿Cuál es su importancia? y ¿En qué sectores del tubo digestivo lo podemos encontrar?. 7) Indique ¿Cuáles son las funciones de la secreción salival?. 8) Realice un esquema explicativo de la secreción del acido Clorhídrico por las glándulas fundicas. 9) Realice un cuadro resumen en el cual indique el nombre de los diferentes tipos de células gástricas, su producto de secreción y la función del mismo. 10) Indique cual es el mecanismo por el cual el etanol se absorbe en el estomago. 11) Indique cuales son las funciones de los acidos biliares. 12) En relación a la absorción y reabsorción de los ácidos y sales biliares, indique ¿Cuál es el objetivo de la misma?, ¿en qué lugares se realiza? y ¿cómo se realiza este proceso?. 13) ¿Por que el ser humano no es capaz de digerir la celulosa?.

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14) ¿Que es el tripsinogenos, donde se secreta y cuál es su función?. 15) En relación a las enzimas secretadas por el páncreas, indique cuales son estas y cuales son sus funciones. 16) ¿Qué función cumple el bicarbonato en la secreción pancreática?. 17) ¿Que estructuras ayudan a aumentar la superficie de absorción intestinal?. 18) Realice un esquema de la organización del lobulillo hepático, indicando cuáles son sus diferentes partes. 19) ¿Cuáles son las funciones del moco alcalino del estomago?. 20) Indique cuales son las características de los movimientos de segmentación a nivel del intestino. 21) ¿Por qué se dice que el ion sodio juega un papel importante en la absorción de los carbohidratos?. 22) ¿Cuáles enzimas se encuentran asociadas a la superficie de la mucosa intestinal en el ribete en cepillo del enterocito?.

LECTURAS COMPLEMENTARIAS Y PREGUNTAS GUIADAS PARA EL ESTUDIO AUTONOMO DE LA UNIDAD DE ENDOCRINO. Lectura Sugerida Ganong W.F. (2006) “Fisiología Medica”, Vigésima Edición, Editorial Manual Moderno. Capitulo 17: Balance energético, metabolismo y nutrición, 267- 298. Capitulo 18: Glándula tiroides. 299-312 Capitulo 19: Funciones endocrinas del páncreas y regulación del metabolismo de carbohidratos. 313-334 Capitulo 20: Medula y corteza suprarrenal. 335-358 Capitulo 21: Control hormonal del metabolismo del calcio y fisiología del hueso. 359-372 Preguntas Guiadas 1) ¿Cuáles son las principales funciones en que participa el sistema endocrino? 2) Enumere las principales glándulas endocrinas del organismo e identifique cuáles son sus principales productos hormonales. 3)¿Cuáles son los efectos que usted podría esperar si a una persona que sufre de hipotiroidismo?. 4) ¿Cuáles son los principales efectos de las hormonas tiroideas de srcen folicular? 72


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5) La destrucción selectiva de la corteza suprarrenal produciría una reducción directa en la síntesis y liberación de ciertas hormonas ¿Cuáles son estas y cuál sería el efecto de su pérdida?. 6) Describa brevemente que hormona y cuál es el mecanismo que produce que se inicie la eyección de la leche en una mujer embarazada. 7) En relación a la insulina y la diabetes ¿Cuál sería el efecto de la administración de Aloxana en una rata experimental?. 8) Enuncie cuales son las principales funciones de la insulina. 9) ¿Cuáles son los principales efectos de la administración de insulina en un paciente diabético?. 10) ¿Qué hormonas son capaces de incrementar la glicemia? 11) En relación al embarazo, ¿Por qué algunas mujeres tienden a desarrollar resistencia a la insulina en este periodo? 12) Enuncia cuales son las hormonas secretadas por la hipófisis anterior y sus efectos. 13) ¿Cuáles son los principales efectos del cortisol? 14) ¿Cuáles son las principales características de la parathormona?. 15) Esquematice en un grafico las principales hormonas, sus fluctuaciones e indique los principales eventos durante un ciclo menstrual de 28-30 días. 16) ¿Cuál o cuáles estructuras tiene el rol de secretar progesterona durante la segunda fase del ciclo menstrual femenino?. 17) En relación a la ovulación ¿cuál es el cambio hormonal previo a esta?. 18) ¿Qué hormona es la responsable de la fase proliferativa del ciclo endometrial? 19) ¿Cuela son las hormonas liberadas por la neurohipofis y cuáles son sus funciones? 20) ¿Que es la calcitonina y como ejerce su función fisiológica? 21) Esquematice la síntesis de las Hormonas Tiroideas. 22) Nombre los efectos fisiológicos del glucagon.

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FORMATO UNICO PARA LA REALIZACIÓN DE INFORMES DE LABORATORIOS Instrucciones para los autores: Los informes deben ser escritos siguiendo fielmente el diseño y las instrucciones propuestas en este protocolo. En la evaluación se considerará orden, redacción y presentación de la información, evite el corta y pega, pues acumula puntaje en contra. NO se salga de los márgenes establecidos y del espacio asignado. Cualquier informe que no cumpla con estas instrucciones, será descalificado y será evaluado con nota mínima. El informe en su totalidad debe ser escrito con letra Times New Román tamaño 12, espaciado 1,5. PORTADA:

Titulo del informe: (El título debe integrar el nombre del práctico realizado)

Carrera: Fecha: Grupo (día y hora del práctico). Integrantes del grupo. ..( NO SE ACEPTARÁN INCORPORACIONES DE INTEGRATES LUEGO DE ENTREGADO EL INFORME) 74


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RESUMEN Este comprende un compendio de la realización del práctico realizado, indicando su importancia y propósito, como fue realizado, indicando los principales resultados obtenidos, conclusiones y perspectivas de estos resultados según el enfoque profesional de la carrera (NO OCUPAR MÁS DE ESPACIO QUE EL CEDI DO)

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1.- INTRODUCCIÓN: En este espacio, se deben incorporar los aspectos generales de la temática de la cual se trate el informe, como por ejemplo: la problemática del tema, su importancia, el estado del arte y los antecedentes bibliográficos al respecto.

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2.- OBJETIVOS: Se debe plantear los objetivos generales y específicos que se pretenden lograr con la realización del laboratorio e informe realizado. Estos deben ser claros y coherentes con las diferentes actividades efectuadas, no poner objetivos que no podrán cumplir, considerar que el cumplimiento de estos objetivos marca el éxito de la actividad práctica. NOTA: NO CONFUNDIR ACTIVIDADES CON OBJETIVOS .

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3.- METODOLOGÍA: Se señalan acá los diferentes instrumentos, equipos, software, técnicas y procedimientos ocupados para lograr los objetivos propuestos. Sea riguroso en este punto, señalando en detalle cada una de las característica, modelo y marca de los equipos ocupados en el desarrollo del práctico.

Aumentar el número de recuadro si fuese necesario 78


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4.- RESULTADOS: Se incluyen en este ítem todos los resultados obtenidos en la realización de las actividades del práctico, dispuestos en: tablas o gráficos (figuras) según corresponda, con su debida numeración correlativa de acuerdo al siguiente ejemplo:

Fig: 1. Representación de la variación de los Tabla 1: Relación talla peso de los estudiantes..... valores........

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5.- DISCUSIÓN Se discuten en esta sección, los resultados obtenidos y su relación con los resultados esperados, confrontándolos con los resultados presentados por la bibliografía, explicando las posibles causas de la discrepancia de estos, si es que las hubiese.

Aumentar el número de recuadro si fuese necesario 80


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6.- CONCLUSIONES Se dispondrán en este espacio las principales conclusiones sacadas luego de los resultados obtenidos y su posterior discusión, estas tendrán que tienen que ser claras, puntuales, precisas, y estar en relación a los objetivos planteados y considerando las posibles proyecciones y relevancia de los resultados.

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7.- BIBLIOGRAFÍA Se incluyen en este espació toda la bibliografía consultada y citada en el desarrollo del práctico, como en el ejemplo siguiente (Marcado en Rojo) Sin embargo, diversas condiciones de estrés alteran esta homeostasis celular, aumentando la producción de EROs ( 240-720 µM s -1 de O2▬ y un nivel estacionario de 5-15 µM de H2O2) (Kühlbrandt, y col. 1994). Estos tipos de estrés incluyen sequía, sal, bajas temperaturas, metales pesados, radiación ultravioleta, estrés mecánico, falta de nutrientes, ataque de col. 1992; Allen R., de y col. 1995; Mittler, R. 2002 patógeno, entre otros.durante (Bowler, ). La producción de EROs estosy tipos de estrés resulta procesos como fotorespiración, fotosíntesis y respiración mitocondrial. Patógenos, heridas o estrés abióticos como sequía o estrés osmótico, se han relacionado con la producción activa de EROs por la acción de NADPH oxidasas (H ammond- Kosack, y col. 1996; Orozco-Cardenas, y Ryan, 1999, Mittler, R. 2002, Mi ttler y col. 2004). La bibliografía tiene que ser citada ordenada alfabéticamente de la siguiente forma:

Apellido primer autor, inicial nombre, (año publicación): nombre del artículo. Nombre revista de la publicación. Número volumen. Paginas.

Allen, R. (1995) Dissection of oxidative stress tolerant using transgenic plants. Plant Physiol. 107, 1049-1054 En caso de ser más de un autor:

Bergmann C.D.; Lukowittz, W. Somerville C.R. 2004 (b). Stomatal development and pattern controlled by a MAPKK Kinase. Science 304:1494-1497 Trate de evitar CITAR páginas de la web que no sean sitios reconocido o con un respaldo académico científico.

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Guia_Fisiologia_2011_Final.pdf

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