Manual Biologia Celular - Mtro. Francisco Vazquez

UACJ ICB PROGRAMA DE QUÍMICA

BIOL BIOLOG OGÍA CELU CELULA LAR R

1

Universidad Autónoma de Ciudad Juárez Instituto de Ciencias Biomédicas Departamento de Ciencias Químico Biológicas

Manual

Francisco Javier Vázquez González

Ciudad Juárez Chihuahua Fecha: 2

Universidad Autónoma de Ciudad Juárez Instituto de Ciencias Biomédicas Departamento de Ciencias Químico Biológicas

Manual

Francisco Javier Vázquez González

Ciudad Juárez Chihuahua Fecha: 2

Contenido Introducción general ---------------------------------------------------------------------------- 4 Prácticas 1.

Microscopio ------------------------------------------------------------------------------ 6

2.

Preparación de frotis bacteriano --------------------------------------------------- 11

3.

Observación de bacterias ------------------------------------------------------------ 14

4.

Tinción Gram ---------------------------------------------------------------------------- 18

5.

Observación de protistas de vida libre -------------------------------------------- 20

6.

Reproducción celular. Reproducción asexual por gemación en levaduras ---------------------------------------------------------------------------------- 22

7. 8.

Observación microscópica de hongos --------------------------------------------- 24 Observación microscópica de un tejido vegetal: tejido epidérmico de cebolla -------------------------------------- ------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------ 27

9.

Observación microscópica de un tejido vegetal: tejido epidérmico del puerro ------------------------------------------------------------------------------------------------ 29

10.

Observación de células vegetales: células de la pulpa de tomate ---------- 31

11.

Observación de células de tejido adiposo----------------------------------------- 33

12.

Observación de la epidermis en hojas de Zebrina ------------------------------ 35

13.

Observación del citoesqueleto y fagocitosis en protistas acelulares: Tetrahymena ----------------------------------------------------------------------------- 38

14.

Observación de células sanguíneas ------------------------------------------------ 41

15.

Observación de las células epiteliales de nuestra boca ----------------------- 44

3

16.

Observación de los cloroplastos y pared celular en hojas de la planta acuática Elodea sp. --------------------------------------------------------------------- 46

17.

Observación de la fotosíntesis en la planta Elodea sp. ------------------------ 49

18.

Estudio de la mitosis en células de la raíz de cebolla -------------------------- 55

19.

Bibliografía --------------------------------------------------------------------------------- 58

20.

Anexo ---------------------------------------------------------------------------------------59

AGRADECIMIENTOS A la Maestra Paula M. Velasco Tarelo por su valiosa aportación para la elaboración de este manual, al Biol. Jonatan I. Campaña Lozoya por sus valiosas sugerencias

4

INSTRUCCIONES GENERALES

Para el desarrollo de las prácticas es conveniente tener en cuenta algunas normas elementales que deben ser observadas con toda escrupulosidad.

1. Antes de realizar una práctica, debe leerse detenidamente para adquirir una idea clara de su objetivo, fundamento y técnica. Los resultados deben ser siempre anotados cuidadosamente apenas se conozcan.

2. El orden y la limpieza deben presidir todas las experiencias de laboratorio. En consecuencia, al terminar cada práctica se procederá a limpiar cuidadosamente el material que se ha utilizado.

3. Cada grupo de prácticas se responsabilizará de su zona de trabajo y de su material.

4. Antes de utilizar un compuesto hay que fijarse en la etiqueta para asegurarse de que es el que se necesita y de los posibles riesgos de su manipulación.

5. No devolver nunca a los frascos de origen los sobrantes de los productos utilizados sin consultar con el profesor.

5

6. No tacar con las manos y menos con la boca los productos químicos.

7. Todo el material, especialmente los aparatos delicados, como lupas y microscopios, deben manejarse con cuidado evitando los golpes o el forzar sus mecanismos.

8. Los productos inflamables (gases, alcohol, éter, etc.) deben mantenerse alejados de las llamas de los mecheros. Si hay que calentar tubos de ensayo con estos productos, se hará al baño María, nunca directamente a la llama. Si se manejan mecheros de gas se debe tener mucho cuidado de cerrar las llaves de paso al apagar la llama.

9. Cuando se manejan productos corrosivos (ácidos, álcalis, etc.) deberá hacerse con cuidado para evitar que salpiquen el cuerpo o los vestidos. Nunca se verterán bruscamente en los tubos de ensayo, sino que se dejarán resbalar suavemente por su pared.

10. Cuando se quiera diluir un ácido, nunca se debe echar agua sobre ellos; siempre al contrario: ácido sobre agua.

11. Cuando se vierta un producto líquido, el frasco que lo contiene se inclinará de forma que la etiqueta quede en la parte superior para evitar que si escurre líquido se deteriore dicha etiqueta y no se pueda identificar el contenido del frasco.

12. No pipetear nunca con la boca. Se debe utilizar la bomba manual, una jeringuilla o artilugio que se disponga en el Centro.

13. Las pipetas se cogerán de forma que sea el dedo índice el que tape su extremo superior para regular la caída de líquido.

14. Al enrasar un líquido con una determinada división de escala graduada debe evitarse el error de paralaje levantando el recipiente graduado a la altura de los ojos para que la visual al enrase sea horizontal.

15. Cuando se calientan a la llama tubos de ensayo que contienen líquidos debe evitarse la ebullición violenta por el peligro que existe de producir salpicaduras. El tubo de ensayo se acercará a la llama inclinado y procurando que ésta actúe sobre la mitad superior del contenido y, cuando se observe que se 6

inicia la ebullición rápida, se retirará, acercándolo nuevamente a los pocos segundos y retirándolo otra vez al producirse una nueva ebullición, realizando así un calentamiento intermitente. En cualquier caso, se evitará dirigir la boca del tubo hacia la cara o hacia otra persona.

16. Cualquier material de vidrio no debe enfriarse bruscamente justo después de haberlos calentado con el fin de evitar roturas. 17.

Los cubreobjetos y portaobjetos deben cogerse por los bordes para

evitar que se engrasen.(1)

PRACTICA 1 MICROSCOPIO OBJETIVO. Que el alumno se familiarice con las partes del microscopio, su uso y su cuidado.

7

PARTES DE UN MICROSCOPIO ÓPTICO Sistema óptico OCULAR: Lente situada cerca del ojo del observador. Amplía la imagen del objetivo. OBJETIVO: Lente situada cerca de la preparación. Amplía la imagen de ésta. CONDENSADOR: Lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación. DIAFRAGMA: Regula la cantidad de luz que entra en el condensador. FOCO: Dirige los rayos luminosos hacia el condensador. Sistema mecánico SOPORTE: Mantiene la parte óptica. Tiene dos partes: el pie o base y el brazo. PLATINA: Lugar donde se deposita la preparación. CABEZAL: Contiene los sistemas de lentes oculares. Puede ser monocular, binocular, REVÓLVER: Contiene los sistemas de lentes objetivos. Permite, al girar, cambiar los objetivos. TORNILLOS DE ENFOQUE: Macrométrico que aproxima el enfoque y micrométrico que consigue el enfoque correcto. MANEJO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO

1. Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina completamente. Si el microscopio se recogió correctamente en el uso anterior, ya debería estar en esas condiciones.

2. Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas metálicas.

3. Comenzar la observación con el objetivo de 4x (ya está en posición) o colocar el de 10 aumentos (10x) si la preparación es de bacterias.

4. Para realizar el enfoque: a.

Acercar al máximo la lente del objetivo a la preparación, empleando

el tornillo macrométrico. Esto debe hacerse mirando directamente y no a 8

través del ocular, ya que se corre el riesgo de incrustar el objetivo en la preparación pudiéndose dañar alguno de ellos o ambos.

b.

Mirando, ahora sí, a través de los oculares, ir separando lentamente

el objetivo de la preparación con el macrométrico y, cuando se observe algo nítida la muestra, girar el micrométrico hasta obtener un enfoque fino.

5. Pasar al siguiente objetivo. La imagen debería estar ya casi enfocada y suele ser suficiente con mover un poco el micrométrico para lograr el enfoque fino. Si al cambiar de objetivo se perdió por completo la imagen, es preferible volver a enfocar con el objetivo anterior y repetir la operación desde el paso b. El objetivo de 40x enfoca a muy poca distancia de la preparación y por ello es fácil que ocurran dos tipos de percances: incrustarlo en la preparación si se descuidan las precauciones anteriores y mancharlo con aceite de inmersión si se observa una preparación que ya se enfocó con el objetivo de inmersión.

6. Empleo del objetivo de inmersión: a.

Bajar totalmente la platina.

b.

Subir totalmente el condensador para ver claramente el círculo de luz

que nos indica la zona que se va a visualizar y donde habrá que echar el aceite.

c.

Girar el revólver hacia el objetivo de inmersión dejándolo a medio

camino entre éste y el de x40.

d.

Colocar una gota mínima de aceite de inmersión sobre el círculo de

luz.

e.

Terminar de girar suavemente el revólver hasta la posición del

objetivo de inmersión.

f.

Mirando directamente al objetivo, subir la platina lentamente hasta

que la lente toca la gota de aceite. En ese momento se nota como si la gota ascendiera y se adosara a la lente.

g.

Enfocar cuidadosamente con el micrométrico. La distancia de trabajo

entre el objetivo de inmersión y la preparación es mínima, aun menor que con el de 40x por lo que el riesgo de accidente es muy grande.

9

h.

Una vez se haya puesto aceite de inmersión sobre la preparación, ya

no se puede volver a usar el objetivo 40x sobre esa zona, pues se mancharía de aceite. Por tanto, si desea enfocar otro campo, hay que bajar la platina y repetir la operación desde el paso 3.

i.

Una vez finalizada la observación de la preparación se baja la platina

y se coloca el objetivo de menor aumento girando el revólver. En este momento ya se puede retirar la preparación de la platina. Nunca se debe retirar con el objetivo de inmersión en posición de observación.

j.

Limpiar el objetivo de inmersión con cuidado empleando un papel

especial para óptica. Comprobar también que el objetivo 40x está perfectamente limpio. MANTENIMIENTO Y PRECAUCIONES

1. Al finalizar el trabajo, hay que dejar puesto el objetivo de menor aumento en posición de observación, asegurarse de que la parte mecánica de la platina no sobresale del borde de la misma y dejarlo cubierto con su funda.

2. Cuando no se está utilizando el microscopio, hay que mantenerlo cubierto con su funda para evitar que se ensucien y dañen las lentes. Si no se va a usar de forma prolongada, se debe guardar en su caja dentro de un armario para protegerlo del polvo.

3. Nunca hay que tocar las lentes con las manos. Si se ensucian, limpiarlas muy suavemente con un papel de filtro o, mejor, con un papel de óptica.

4. No dejar el portaobjetos puesto sobre la platina si no se está utilizando el microscopio. 5.

Después de utilizar el objetivo de inmersión, hay que limpiar el

aceite que queda en el objetivo con pañuelos especiales para óptica o con papel de filtro (menos recomendable). En cualquier caso se pasará el papel por la lente en un solo sentido y con suavidad. Si el aceite ha llegado a secarse y pegarse en el objetivo, hay que limpiarlo con una mezcla de alcohol-acetona (7:3) o xilol. No hay que abusar de este tipo de limpieza, porque si se aplican estos disolventes en exceso se pueden dañar las lentes y su sujeción. 10

6. No

forzar

nunca

los

tornillos

giratorios

del

microscopio

(macrométrico, micrométrico, platina, revólver y condensador).

7. El cambio de objetivo se hace girando el revólver y dirigiendo siempre la mirada a la preparación para prevenir el roce de la lente con la muestra. No cambiar nunca de objetivo agarrándolo por el tubo del mismo ni hacerlo mientras se está observando a través del ocular.

8. Mantener seca y limpia la platina del microscopio. Si se derrama sobre ella algún líquido, secarlo con un paño. Si se mancha de aceite, limpiarla con un paño humedecido en xilol. 9.

Es conveniente limpiar y revisar siempre los microscopios al finalizar

la sesión práctica y, al acabar el curso, encargar a un técnico un ajuste y revisión general de los mismos.( 1)

RESULTADO, DISCUSION Y CONCLUSIONES

11

PRACTICA 2 PREPARACIÓN DE FROTIS BACTERIANO OBJETIVO. Que el alumno se familiarice con la técnica de tinción directa de bacterias y aprenda a fijar por métodos químicos y físicos. Se denomina frotis a la extensión que se realiza sobre un portaobjetos de una muestra o cultivo con objeto de separar lo más posible los microorganismos, ya que si aparecen agrupados en la preparación es muy difícil obtener una imagen clara y nítida. Este frotis debe ser posteriormente fijado al vidrio del portaobjetos para poder aplicar los métodos habituales de tinción que permiten la observación al microscopio de las bacterias sin que la muestra sea arrastrada en los sucesivos lavados. La fijación de una extensión bacteriana hace que las bacterias queden inactivadas y adheridas al vidrio alterando lo menos posible la morfología y bacteriana y las posibles agrupaciones de células que pudiera haber. REALIZACIÓN DEL FROTIS

1. Colocar una pequeña gota de agua en el centro de un portaobjetos limpio. Es necesaria muy poca cantidad de agua, por lo que se puede usar el asa de 12

siembra, ya que en el extremo curvo de su filamento queda retenida una mínima gota de agua, que resulta suficiente.

2. Flamear el asa de siembra, tomar, en condiciones asépticas, una pequeña cantidad del cultivo bacteriano en medio sólido y transferirlo a la gota de agua. Remover la mezcla con el asa de siembra hasta formar una suspensión homogénea que quede bastante extendida para facilitar su secado. Si la muestra se toma de un cultivo en medio líquido, no es necesario realizar los dos primeros pasos ya que basta con colocar y extender una gota de la suspensión bacteriana, que se toma con el asa de siembra, directamente sobre el portaobjetos.

3. Esperar hasta que el líquido se evapore o acelerar su evaporación acercando el porta a la llama del mechero. En este caso hay que tener mucha precaución de no calentar demasiado el porta pues las células pueden deformarse o romperse. FIJACIÓN DE LAS BACTERIAS AL PORTAOBJETOS

4. Por calor: Pasar tres veces el portaobjetos por la llama durante unos segundos. Dejar enfriar el porta entre los pases.

5. Con metanol (para bacterias procedentes de medio líquido). Añadir unas gotas de metanol sobre la extensión completamente seca. Golpear el portaobjetos por su canto con cuidado contra la mesa de trabajo para retirar de inmediato el exceso de metanol. Esperar a que el metanol se evapore completamente. Una vez realizado el frotis y fijadas las bacterias, las preparaciones pueden ser observadas al microscopio, aunque carecen de contraste. Lo normal es continuar con el proceso de tinción. TINCIÓN DEL FROTIS BACTERIANO

6. Cubrir el frotis con abundante colorante y dejarlos actuar durante el tiempo que indique el protocolo de cada tinción concreta. Suele oscilar entre 1 y 5 minutos. 13

En ocasiones el colorante tiñe sólo en caliente, por lo que el tiempo que dure su actuación se deberá sostener el portaobjetos con unas pinzas sobre la llama del mechero para que humee el colorante, pero teniendo mucho cuidado de que no llegue a hervir ya que se produciría la destrucción de las células.

7. Lavar la preparación con agua para eliminar el colorante. Esta operación se realiza inclinando el portaobjetos y aplicando el chorro de agua en su parte superior de manera que resbale sobre el frotis, pero sin que vaya dirigido directamente sobre él, pues podría arrastrar parte del frotis consigo. Eliminar la máxima cantidad de agua de los portaobjetos golpeándolos por su canto con cuidado contra la superficie de la mesa de trabajo.

8. Secar el portaobjeto presionando entre dos papeles de filtro, pero en ningún caso se debe frotar el porta.

9. Observar la preparación al microscopio llegando hasta el máximo aumento. Si se quiere montar de forma definitiva no se debe usar ahora el aceite de inmersión. MONTAJE DEFINITIVO DE LA PREPARACIÓN La técnica siguiente es de aplicación para cualquier preparación microscópica que se desee montar de forma definitiva. Se anotará en un extremo del portaobjetos el contenido de la preparación, la fecha y, en su caso, el nombre del alumno.

10. Pasar sucesivamente los portaobjetos por las siguientes soluciones manteniéndolos un mínimo de 5 minutos en cada baño. La serie de alcoholes puede modificarse en función de la disponibilidad de los reactivos, pero el objetivo es que la preparación quede totalmente deshidratada. Escurrir bien el reactivo antes de introducirlo en el siguiente baño. a

Alcohol de 70º

b

Alcohol de 95º

c

Acetona pura

d

Acetona-xilol (1:1)

e

Xilol 14

11.

Montar la preparación. Emplear bálsamo de Canadá, euparal o algún medio de montaje sintético. Utilizar preferiblemente cubreobjetos de 22x22 mm.( 1)


PRACTICA 3 OBSERVACIÓN DE BACTERIAS

15

OBJETIVOS

1. Realizar una tinción simple de bacterias procedentes de distintas muestras naturales

2. Realizar dos tipos de fijaciones bacterianas y saber en qué casos se recomienda una u otra.

3. Observar la morfología bacteriana y aprender a distinguir los distintos tipos de agrupaciones que existen.

4. Practicar con el microscopio al máximo aumento y con el correcto empleo del aceite de inmersión. MATERIAL - Mechero Bunsen o de alcohol - Asa de siembra o aguja enmangada - Pinzas - Portaobjetos - Muestras bacterianas de origen natural: yogur, vinagre, sarro dental, suelo, etc. - Colorantes para tinción: a) Solución de cristal violeta al 1% b) Solución de safranina al 0,5% c) Azul de metileno al 1% - Microscopio y aceite de inmersión BACTERIAS DEL YOGUR El yogur es un producto lácteo producido por la fermentación natural de la leche. A escala industrial se realiza la fermentación añadiendo a la leche dosis del 3-4% de una asociación de dos cepas bacterianas: el Streptococcus termophilus, poco productor de ácido, pero muy aromático, y el Lactobacillus bulgaricus, muy acidificante. En esta preparación se podrán, por tanto, observar dos morfologías bacterianas distintas (cocos y bacilos) y un tipo de agrupación (estreptococos, cocos en cadenas arrosariadas). Además, el tamaño del lactobacilo (unos 30μm de longitud) facilita la observación aunque no se tenga mucha práctica con el enfoque del microscopio.

1. Realizar el frotis disolviendo una mínima porción de yogur en una pequeña gota de agua.

2. Fijar con metanol para eliminar parte de la grasa.

16

3.

Teñir con un colorante cualquiera de los arriba indicados durante 1-2

minutos.

4. Observar al máximo aumento del microscopio. Bacterias del vinagre El vinagre es una solución acuosa rica en ácido acético resultante de la fermentación espontánea del vino o de bebidas alcohólicas de baja graduación. La acetificación del vino es producida por bacterias aeróbicas del ácido acético, principalmente Acetobacter aceti , aunque también Gluconobacter . Se trata de bacilos rectos con flagelos polares.

1. Tomar con una aguja enmangada una pequeña porción de madre de vinagre natural o de la telilla que se forma sobre la superficie de los vinos agriado.

2. Extender la muestra en el portaobjetos con una gota de agua y hacer el frotis.

3. Dejar secar y fijar con calor. 4. Teñir 2-3 minutos, lavar el exceso de colorante y secar. Bacterias del sarro dental El sarro dental es un depósito consistente y adherente localizado sobre el esmalte de los dientes. Está constituido principalmente por restos proteicos, sales minerales y bacterias junto con sus productos metabólicos. La flora bacteriana de la cavidad bucal es muy variable dependiendo de las condiciones que se den en el momento de hacer la preparación, pero suelen abundar bacterias saprófitas, pudiéndose observar gran variedad de morfologías: espiroquetas, cocobacilos, diplococos y bacilos.

1. Con una aguja enmangada tomar una pequeña porción de sarro dental y disolverla en una gota de agua sobre el portaobjetos.

2. Dejar secar y fijar con calor. 3. Teñir 2-3 minutos, lavar el exceso de colorante y secar. Bacterias del suelo La variedad de bacterias que pueden aparecer en una muestra de suelo es prácticamente infinita, muchas de ellas no cultivables en los laboratorios y 17

algunas, incluso, desconocidas para los microbiólogos. Para recoger la muestra y hacer el frotis basta con dejar parcialmente enterrado en vertical un portaobjetos en la tierra de una maceta o de un jardín. Después de varios días, las bacterias se habrán adherido al vidrio y sólo habrá que fijarlas por calor y teñirlas con un colorante cualquiera. Previamente hay que limpiar los bordes del portaobjetos, así como la parte que no se va a teñir.( 1) PREGUNTAS 1.- ¿Qué tipos de morfología y agrupación aparecen en los frotis de los cultivos? 2.- ¿Qué fin tiene la fijación de muestras al realizar u n frotis bacteriano? 3.- Señale las ventajas y desventajas de la tinción simple respecto del examen en fresco. DIBUJOS


18

PRACTICA 4 TINCION GRAM OBJETIVO. Que el alumno aprenda a clasificar las bacterias aplicando una técnica diferencial como es la tinción de Gram. MATERIAL

19

•

Microscopio

•

Frasco lavador

•

Portaobjetos

•

Mechero de alcohol

•

Cubreobjetos

•

Papel de filtro

•

Asa de siembra

•

Cristal violeta

•

Cubeta de tinción

•

Lugol

•

Cultivo bacteriano

•

Alcohol-acetona

•

Pinzas

•

Safranina

TÉCNICA

1. Preparar los frotis bacterianos. 2. Teñir con cristal violeta 1min. 3. Lavar con abundante agua el exceso de colorante. 4. Cubrir con Lugol 1min. 5. Lavar con agua el exceso de Lugol. 6. Decolorar con alcohol-acetona o simplemente con alcohol hasta que la preparación deje de perder color (30seg)

7. Lavar con abundante agua para eliminar el resto de disolvente. 8. Teñir con safranina 1min. 9. Lavar con agua para eliminar el colorante de contraste. 10. Secar la preparación. 11. Examinar al microscopio fijándose sobre todo en el color de cada preparación. Los tiempos de exposición a los colorantes son orientativos. Cada vez que se prepara la batería de colorantes para realizar la tinción Gram presentan algunas diferencias respecto a los preparados en otro momento, por lo que puede ser necesario ajustar los tiempos. En un laboratorio de Microbiología, cada vez que se preparan los colorantes, se suelen hacer pruebas con cultivos patrón de los dos tipos (Gram+ y Gram-) para ajustar así los tiempos y tener la certeza de que el resultado de todas las tinciones que se hagan mientras duren esos colorantes son fiables.

20

Otra posibilidad es adquirir el equipo completo de colorantes ya preparados, pero es mucho más caro.(1) Dibujos


PRACTICA 5 OBSERVACIÓN DE PROTISTAS DE VIDA LIBRE OBJETIVO. El alumno reconozca diferentes protistas de vida libre que se desarrollan en nuestro medio ambiente los cuales varían de acuerdo a las estaciones del año.

21

Los estanques en tu escuela o colonia contienen muchos protistas e invertebrados. La composición de estas comunidades varia a través de los estanques y conforme avanza el año. MATERIAL -

Gota de agua estancada

-

Porta y cubreobjetos

-

Pipeta Pasteur

-

Microscopio

TÉCNICA 1.

Toma una gota de agua estancada y colócala en un portaobjetos. Cúbrela con un cubreobjetos. Observa al microscopio. Componentes celulares: flagelos, cilios y diferentes medios de locomoción.

OBSERVACIONES

Aumento Total ____________ Sin/Con tinción ____________


PREGUNTAS. 1. Describe con palabras y dibujos los organismos de tu gota de agua. RESULTADO, DISCUSION Y CONCLUSIONES 22

PRACTICA 6 REPRODUCCIÓN CELULAR: REPRODUCCIÓN ASEXUAL POR GEMACIÓN EN LEVADURAS OBJETIVO. El alumno reconozca la reproducción asexual en células eucariontes. MATERIAL -

Microscopio

-

Portaobjetos

-

Cubreobjetos

-

Levadura

-

Agua azucarada

-

Aguja enmangada

-

Lactofenol-safranina

23

TÉCNICA

1. Disolver con ayuda de una aguja enmangada un poco de levadura sobre un porta que contenga 2 o 3 gotas de agua ligeramente azucarada.

2. Colocar el cubreobjetos y observar al microscopio. 3. Repetir los pasos anteriores mezclando sobre el portaobjetos la suspensión acuosa de la levadura con una gota de lactofenol-safranina. Con este procedimiento se consigue una doble finalidad:

a) Ver mejor las células de las levaduras, teñidas por la safranina. b)

Retrasar un poco el desprendimiento de las células hijas gracias a la acción desfavorable del fenol para la vida normal de las levaduras.(1)

24

REPRODUCCIÓN CELULAR: REPRODUCCIÓN ASEXUAL POR GEMACIÓN EN LEVADURA. OBSERVACIONES



PREGUNTAS. 1. ¿Por qué se realiza la tinción? 2. ¿Qué hace la safranina? 3. ¿Cuál es la función del lactofenol? RESULTADO, DISCUSION Y CONCLUSIONES

25

PRACTICA 7 OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA DE HONGOS OBJETIVO. Que el alumno identifique los hongos microscópicos que se encuentran en el ambiente. Los principales métodos aplicados para la observación microscópica de los cultivos son: la observación en fresco, con una solución adecuada, y las preparaciones en cinta adhesiva.

1. Realizar preparaciones en fresco y en cinta adhesiva de distintas especies de mohos.

2. Observar la morfología de los hongos y distinguir entre hifas septadas y no septadas y entre distintos tipos de esporas y las estructuras que las originan. MATERIAL - Portaobjetos y cubreobjetos (22x22 mm) muy limpios y desengrasados con alcohol - Cubetas de Tinciones - Aguja enmangada o lanceta - Cinta adhesiva transparente - Trozo enmohecido de fruta o pan o un cultivo de hongos - Solución de lactofenol al azul algodón - Microscopio PREPARACIONES EN FRESCO DE MOHOS

1. Colocar sobre un portaobjetos una gota de solución de lactofenol no demasiado grande para evitar que el cubreobjetos flote y la preparación quede demasiado gruesa. Realizar la misma operación en otro portaobjetos que se usará para lavar la muestra.

26

2.

Tomar el material a observar en una mínima cantidad con agujas

finas o lancetas procurando arrancarlo desde la base y disponerlo con cuidado sobre la gota de uno de los portaobjetos. Con esta especie de lavado se consigue desprender el exceso de conidios que casi siempre llenan estas preparaciones y que impiden ver lo que realmente interesa, los conidióforos. 3.

Transportar el material con la lanceta a la gota del segundo

portaobjetos que será ya el definitivo. Si se trata de hongos con picnidios (estructuras globosas tapizadas en su interior por los conidióforos), se aplastarán éstos ligeramente sobre la gota o se seccionarán con un bisturí.

4. Con agujas muy finas se distribuye el material en la gota de manera que no quede amontonado.

5. Colocar el portaobjetos poco a poco y empezando por un lado para evitar que se formen burbujas entre los dos vidrios. PREPARACIONES EN CINTA ADHESIVA

1. Colocar sobre un portaobjetos una gota de solución de lactofenol no demasiado grande para evitar que el cubreobjetos flote y la preparación quede demasiado gruesa.

2. Cortar un trozo de cinta adhesiva transparente de aproximadamente 2cm.

3. Tocar con el lado adhesivo de la cinta la superficie de la fruta o el pan enmohecidos o el borde de una colonia de hongo de un cultivo. En la zona central de una colonia puede haber una excesiva concentración de esporas.

4. Pegar la cinta adhesiva sobre la gota del portaobjetos. 5.

Eliminar el colorante sobrante con un papel de filtro.( 1)

OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA DE HONGOS OBSERVACIONES

27

Aumento Total ____________


PREGUNTAS. 1. Determina si las hifas son septadas o no. 2. Forma, tamaño y disposición de las esporas. 3. Tipo de estructuras formadoras de esporas que se observan. RESULTADO, DISCUSION Y CONCLUSIONES

28

PRACTICA 8 OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA DE UN TEJIDO VEGETAL: TEJIDO EPIDÉRMICO DE CEBOLLA OBJETIVO. Que el alumno reconozca diferentes estructuras del tejido vegetal. MATERIAL -

Microscopio

-

Portaobjetos

-

Cubreobjetos

-

Cubeta

-

Agujas enmangadas

-

Pinzas

-

Escalpelo

-

Verde de metilo acético o azul de metileno

-

Cuentagotas

-

Cebolla

TÉCNICA 1.

Separar una de las hojas interna de la cebolla y desprender la tenue membrana que está adherida por su cara inferior cóncava.

2. Depositar el fragmento de membrana en un porta con unas gotas de agua. Pon el porta sobre la cubeta de tinción para que caiga en ella el agua y los colorantes. Si es preciso,

Citoplasma

estirar el trozo de epidermis con ayuda de dos agujas enmangadas.

3. Escurrir el agua, añadir una gotas

Membrana Núcleo

de verde de metilo acético (o azul de metileno) sobre la membrana y dejar actuar durante 5 minutos aproximadamente. ¡No debe secarse la epidermis por falta de colorante o por evaporación del mismo! 29

4. Con el cuentagotas bañar la epidermis con agua abundante hasta que no suelte colorante. 5.

Colocar sobre la preparación un cubreobjetos evitando que se formen burbujas y llevarlas al microscopio.

6. Observa la preparación a distintos aumentos empezando por el más bajo 7.

Observa la preparación a distintos aumentos, empezando por el más bajo. Identifica las distintas células del tejido epidérmico y las de las hojas del bulbo de cebolla.( 1)

OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA DE UN TEJIDO VEGETAL: EPIDÉRMICO DE CEBOLLA OBSERVACIONES




30

TEJIDO

PRACTICA 9 OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA DE UN TEJIDO VEGETAL: TEJIDO EPIDÉRMICO DEL PUERRO OBJETIVO. Que el alumno reconozca estructuras del tejido vegetal. MATERIAL -

Microscopio

-

Portaobjetos

-

Cubreobjetos

-

Cuentagotas con agua

-

Agujas enmangadas

-

Pinzas

-

Escalpelo

-

Un puerro

TÉCNICA

1. Retira una parte pequeña de la epidermis de la hoja de puerro y llévala sobre un porta en el que habrás colocado dos o tres gotas de agua. Ten la precaución de que sea una capa incolora y de que esté perfectamente extendida.

2. Pon el cubre y examina la preparación al microscopio. 3.

Identifica en tu preparación la estructura de las células que aparecen en el esquema.(1)

31

OBSERVACIÓN

MICROSCÓPICA DE UN TEJIDO VEGETAL:

EPIDÉRMICO DEL PUERRO OBSERVACIONES



PREGUNTAS. 1. ¿Qué son los estomas? 2. ¿Cuál es su función? 3. ¿Poseen cloroplastos alguna de las células epidérmicas? RESULTADO, DISCUSION Y CONCLUSIONES

PRACTICA 10 32

TEJIDO

OBSERVACIÓN DE CÉLULAS VEGETALES: CÉLULAS DE LA PULPA DE TOMATE OBJETIVO. Que el alumno reconozca los organelos membranosos en tejido vegetal. MATERIAL -

Microscopio

-

Portaobjetos

-

Cubreobjetos

-

Escalpelo

-

Pinzas

-

Tomate

TÉCNICA

1. Utilizando un escalpelo, corta en dos mitades el tomate. 2. Obtén, ayudándote de unas pinzas, un trozo de pulpa de tomate de la zona indicada en la figura de unos 2mm de grosor. 3. Deposítalo en el centro de un portaobjetos sin poner agua. 4. Coloca encima un cubreobjetos y comprime

suavemente

con

los

dedos hasta obtener un completo aplastamiento del fragmento de pulpa de tomate.

5. Lleva la preparación a la platina del microscopio y realiza una observación con pequeños aumentos. Selecciona el mejor grupo de células y pasa a mayores aumentos.

6. Identifica

los

distintos

orgánulos

celulares visibles y dibuja lo que.( 1) Vacuola

Nucleo Cromoplasto 33

OBSERVACIÓN DE CÉLULAS VEGETALES: CÉLULAS DE LA PULPA DE TOMATE OBSERVACIONES




34

PRACTICA 11 OBSERVACIÓN DE CÉLULAS DEL TEJIDO ADIPOSO OBJETIVO. Que el alumno reconozca las estructuras en tejido animal graso. MATERIAL -

Tocino u otra grasa animal

-

Bisturí o escalpelo

-


-

Formol

-

Sudán III

-

Frasco lavador

-

Cubeta de tinción

-

Microscopio

TÉCNICA

1. Con ayuda de un bisturí, cortar una finísima capa de grasa, colocarla en un porta y cubrirla con unas gotas de formol. Dejar actuar 4 minutos.

2. Lavar la muestra con agua y cubrirla con unas gotas de Sudán III. Dejar actuar unos 5 minutos. 3.

Volver a lavar la preparación con agua, cubrirla con un cubreobjetos

y observar al microscopio.(1) OBSERVACIÓN DE CÉLULAS DEL TEJIDO ADIPOSO. OBSERVACIONES

Aumento Total

35

Aumento Total

PREGUNTAS. 1. ¿Por qué hay que teñir con Sudán III? 2. ¿Para qué sirve el formol? RESULTADO, DISCUSION Y CONCLUSIONES

36

PRACTICA 12 OBSERVACIÓN DE LA EPIDERMIS EN HOJAS DE ZEBRINA OBJETIVO. El alumno reconozca la epidermis en las plantas. Ahora se observará la superficie de la epidermis: la capa más externa de una célula vegetal. En ella podrás ver células guarda que controlan el intercambio de gas y vapor en la planta a través de un poro, o estoma. Serás capaz de ver el estoma abierto o cerrado en un periodo de varios minutos. MATERIAL -

hojas de Zebrina (o especies alternativas).

-

pinzas

-


-

Agua

-

Solución salina

-

Microscopio

TÉCNICA 1.

Utilizarás un portaobjetos, cubreobjetos, pinzas y hojas de Zebrina (o especies alternativas).

2. Coloca una gota de agua en el centro del portaobjetos. 3.

Rompe un pedazo de la hoja de Zebrina de manera que un borde irregular de la epidermis aparezca en el lado de debajo de la hoja.

4. Utilizando pinzas cuidadosamente toma el borde de la hoja de la epidermis expuesta y desprende una pieza muy pequeña; coloca esta pequeña pieza de epidermis en la gota de agua de tu porta objetos. Algunas veces el tejido se enrosca y se pega a las pinzas si esto sucede, algunas veces se desenrollan cuando colocas el tejido en el agua. Si no pasa esto, ayúdate de las pinzas. .

5. Coloca un cubre objetos sobre la muestra y observa al microscopio. 6.

Busca células en pares con forma de labios. Estas son las células guarda. En la Zebrina no existen pigmentos rojos presentes en el resto de los tejidos epidérmicos. 37

7. Localiza pares de células guarda con el estoma abierto las células en forma de labio estarán arqueadas ligeramente, dejando un espacio blanco entre ellas.

8. Dibuja el tejido epidérmico incluyendo las células guarda y los cloroplastos. Señala las células epidérmicas, células guarda, estomas, y cloroplastos.

9. coloca una gota de solución salina en el portaobjetos adyacente al borde de cubre objetos.

10. coloca un pequeña pieza de papel secante en el lado opuesto del cubre objetos. Esto bañara de solución salina la muestra de epidermis y las células guarda. La solución salina sacara agua de las células. 11.

después de 30 minutos observa los efectos de la solución salina en las células guarda y escribe una descripción de los cambios en la epidermis.( 2)

COMPONENTES CELULARES: LA EPIDERMIS VEGETAL. OBSERVACIONES

Aumento Total ____________ Sin/Con tinción


____________

PREGUNTAS.

1. ¿Cómo puede una célula regular el movimiento de dióxido de carbono, oxigeno, y vapor de agua hacia fuera y dentro de la hoja? 38

2. ¿Cómo beneficiaría influenciar en el movimiento de estas moléculas? RESULTADO, DISCUSION Y CONCLUSIONES

PRACTICA 13

39

OBSERVACIÓN DEL CITOESQUELETO Y FAGOCITOSIS EN PROTISTAS ACELULARES: TETRAHYMENA OBJETIVO. El alumno reconozca las estructuras externas en células eucariotas: los cilios, citoesqueleto y fagocitosis En esta sección, trabajarás con organismos vivos del reino protista. Protistas contienen organismos eucariotas acelulares y otras grupos cercanos. El organismo con que trabajaras es un protozoario ciliado del genero Tetrahymena. Los cilios son proyecciones de la célula que contienen filamentos del citoesqueleto que se mueven en forma de ola para mantener al organismo en su ambiente líquido. En esta actividad colocarás a Tetrahymena en una solución con partículas de tinta. Esto te ayudará a observar la locomoción y hábitos alimenticios de este protozoario. A través del microscopio, observaras la acción de los cilios. Órganos en forma de pelo en la superficie de Tetrahymena. Los cilios también se encuentra en las superficie de las células epiteliales en tus vías respiratorias, desde la traquea en tu garganta hasta los bronquiolos de tus pulmones. Mientras investigas la función de los cilios en Tetrahymena trata de imaginar como estos mismos organelos pueden funcionar en tus vías respiratorias. También

podrás observar la fagocitosis, tipo de alimentación utilizado por

Tetrahymena, las células especializadas en nuestro sistema inmune utilizan este

mismo proceso de fagocitosis para eliminar material infeccioso, además de observar a Tetrahymena capturando las partículas de tinta ,observaras a estas partículas moverse a través de las fibras del citoesqueleto. Aunque no podrás ver el citoesqueleto, podrás ver el camino por el que se mueven las vesículas que contiene la tinta hacia las áreas de digestión.

MATERIAL -

Suspensiones de células de Tetrahymena

-

Pipeta pasteur 40

-


-

Tinta al 1%

-

Microscopio

TÉCNICA

1. Habrá suspensiones de células de Tetrahymena en soluciones de proteoseptona al 2% en un matraz de 125ml. Sin mezclar el fluido, inserta la punta de una pipeta al fondo de la suspensión de células y toma 2mm en un tubo.

2. Pipetea 2mm de tinta al 1% en el mismo tubo y mezcla subvente las dos soluciones. Toma el tiempo.

3. Coloca dos gotas de la mezcla de Tetrahymena y la tinta en un portaobjetos, coloca un cubreobjetos y observa al menos 5 células. 4.

Después de 10min, repite el paso 3 y observa las células en microscopio. Repite el paso 3 de nuevo después de 20 min. y después de 30 min.( 2)

COMPONENTES CELULARES: CILIOS Y CITOESQUELETO. OBSERVACIONES


Aumento Total ____________ Sin/Con tinción ____________ 41

PREGUNTAS. 1.

Describir como influencia el citoesqueleto en el movimiento de Tetrahymena en su ambiente, además de la captura y procesamiento del

alimento. RESULTADO, DISCUSION Y CONCLUSIONES

PRACTICA 14 OBSERVACIÓN DE CÉLULAS SANGUÍNEAS OBJETIVO. Que el alumno conozca las diferencias estructurales entre células animales y vegetales. MATERIALES -

Microscopio

-

Portaobjetos

-

Mechero de alcohol

-

Lanceta estéril 42

-

Cubeta de tinción -

Frasco lavador Alcohol absoluto

-

Hematoxilina

-

Eosina

TÉCNICA

1. Con la lanceta estéril realizar una punción en un pulgar. 2. Depositar una gota de sangre en la parte central de un portaobjetos. 3.

Colocar un portaobjetos como indica el dibujo y deslizarlo sobre

toda la superficie del porta de manera que se pueda obtener una fina película de sangre. El porta absorbe la gota y la arrastra, pero sin pasar nunca por encima de ella para no dañar los hematíes.

4. Colocar el frotis de sangre sobre la cubeta de tinción y añadir unas gotas de alcohol absoluto y dejar que el alcohol se evapore para fijar la preparación.

5. Cubrir con unas gotas de hematoxilina y dejar actuar durante 15 minutos. Evitar la desecación del colorante agregando más líquido.

6. Lavar la preparación y añadir unas gotas de eosina dejándola actuar 1 minuto.

7. Volver a lavar hasta que no queden restos de colorante.

gota de sangre

8. Dejar secar aireando el porta o bien al calor muy lento de la llama del mechero.

9. Observar al microscopio.

43

OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA Al microscopio se verán con un dominio predominante los glóbulos rojos, hematíes o eritrocitos teñidos de color rojo por la eosina. No tienen núcleo y son más delgados por el centro que por los bordes. Los glóbulos blancos o leucocitos se identifican fácilmente por la presencia de núcleo, teñido de morado por la hematoxilina. Hay varias clases de leucocitos:

1. Linfocitos: de tamaño aproximado al de los glóbulos rojos, tienen un solo núcleo que ocupa casi todo el glóbulo.

2. Monolitos:

son

los

leucocitos

mayores,

poco

frecuentes

normalmente, núcleo grande, redondo, son los más móviles y su función principal es la fagocitosis.

3. Polimorfonucleares: núcleo fragmentado o arrosariado. Pueden ser eosinófilos, con abundantes granulaciones teñidas de rojo por la eosina, neutrófilos y basófilos. Las plaquetas no son visibles ya que precisan una técnica especial de tinción.(1) OBSERVACIÓN DE CÉLULAS SANGUÍNEAS OBSERVACIONES



44

PREGUNTAS.

1. Identifica en los dibujos los distintos tipos de células sanguíneas. 2. ¿De qué color aparece teñido el núcleo de los leucocitos? 3. ¿Qué forma tienen los glóbulos rojos? ¿Tienen núcleo? RESULTADO, DISCUSION Y CONCLUSIONES

PRACTICA 15 OBSERVACIÓN DE LAS CÉLULAS EPITELIALES DE NUESTRA BOCA OBJETIVO. El alumno reconozca diferentes componentes de las células eucariotas humanas. En esta sección, prepararás una muestra de tus células epiteliales. Adicionarás azul de metileno a tu muestra de células, esto volverá visible el material nuclear a través del microscopio.

45

Nota-Estarás observando células epiteliales de tu propia boca. Debido a cuestiones de salud, es importante que sigas las instrucciones de acuerdo a las normas de seguridad de los picadientes que usarás para colectar tus células epiteliales. MATERIAL -

Picadiente

-


-

Azul de metileno

-

Papel secante

-

Pipetas pasteur

-

Cubeta de tinción

-

Microscopio

TÉCNICA 1. Utilizarás un microscopio, un cubreobjetos, portaobjetos, y papel secante. 2. Cuidadosamente coloca una pequeña gota de azul de metileno en el centro del portaobjetos. Si usas demasiado se escurrirá del cubreobjetos ocasionándote problemas. Recuerda que es un colorante que penetrará todo lo que toca, así que evita el contacto con tu ropa. Adiciona una gota de agua a la laminilla. 3. Cuidadosamente usa la punta de un picadiente para frotar el tejido epitelial de la mejilla dentro de tu boca, debajo de tu labio superior. 4. Gira esa parte del picadiente en el centro de tu laminilla. Antes de continuar coloca ese picadiente en un bote de desechos con cloro al 10%. 5. Utiliza pinzas para colocar un cubreobjetos sobre tu muestra y obsérvala al microscopio. Antes de continuar coloca tu portaobjetos, sin lavarlo, en el bote de residuos punzo cortantes. Componentes celulares: membrana plasmática, envoltura nuclear y cromatina.( 2) OBSERVACIONES 46



PREGUNTAS. 2. Dibuja tu célula y señala la membrana plasmática, la envoltura nuclear, y la cromatina. La cromatina está compuesta, en parte, de ADN, la molécula que contiene toda la información hereditaria en cada una de tus células.


PRACTICA 16 OBSERVACIÓN DE LOS CLOROPLASTOS Y PARED CELULAR EN HOJAS DE LA PLANTA ACUÁTICA ELODEA OBJETIVO. El alumno reconozca la pared celular y los cloroplastos en las plantas. Las hojas de la planta acuática Elodea sp. Son muy delgadas que pueden observarse sus células con un microscopio sin necesidad de cortarlas en secciones delgadas. La mayoría de las estructuras en las células de las plantas no son visibles a través de la luz del microscopio. Sin embargo, cuando ajustas propiamente el microscopio podrás ver la pared celular y los cloroplastos. El centro 47

de la célula aparecerá vacío ya que está ocupado por una gran vacuola que no es visible a través de la luz del microscopio. Los organelos que son de interés particular en este ejercicio son los cloroplastos; son de color verde, estructura membranosa en el citoplasma entre la membrana plasmática y la vacuola. Como estarás observando células vivas, los cloroplastos se mostrarán en su color y comportamiento natural bajo el microscopio. MATERIAL -

Hoja de Elodea

-

Bisturí o escalpelo

-


-

agua

-

Microscopio

TÉCNICA 1.

Util Utiliza iza pinza pinzass para para toma tomarr una una hoja hoja joven joven de Elodea. Las hojas jóvenes están al extremo distal de la punta del tallo.

2. Coloca Coloca la hoja hoja extendida extendida en una una laminilla laminilla.. Adhiere Adhiere una gota gota o dos de agua y coloca un cubreobjetos. 3. Observ Observa a al objet objetivo ivo 10x 10x y despué despuéss al de 40x. 40x. 4. Usa el micrómetro micrómetro para para moverte moverte a través través de los los planos planos de la célula. célula. b) El centro centro de la célula célula está ocupado ocupado por una una gran vacuola vacuola que no es visible. visible. La vacuola empuja el citoplasma y los cloroplastos hacia abajo, arriba y a la pared de la célula. c) Si está estáss enfo enfocan cando do arrib arriba a de la célu célula la verás verás clorop cloropla last stos os espar esparcid cidos os a través de la célula. d) Mien Mientr tras as vaya vayass enfo enfoca cando ndo haci hacia a debaj debajo o de la célul célula, a, los los cloro cloropl plast astos os ocuparán el perímetro de la célula, hacia la pared. Hacia abajo de la célula, los cloroplastos estarán otra vez esparcidos en la célula. 5.

Haz un bosquejo de una célula de Elodea. Anota la pared celular, y los los cloro cloropl plas asto tos. s. Aunqu Aunque e pare parezca zca que que las las célu célula lass está estáss vacía vacías, s, realmente realmente están llenas de estructuras estructuras no visibles visibles con el microscopio de luz. 48

6.

Si hay movimientos citoplasmáticos, verás los cloroplastos circulando alre alrede dedo dorr de la célu célula la.. Los Los movi movimi mien ento toss del del cito citopl plas asma ma son son controlados por microfilamentos en el citoesqueleto de la célula. Estos filamentos de actina y miosina mueven el contenido celular a un proceso activo que usa la energía liberada por el rompimiento rompimiento de ATP hacia ADP.( 2)

COMPONENTES CELULARES: CLOROPLASTOS Y PARED CELULAR

OBSERVACIONES



PREGUNTAS. 1.

¿Cómo puede beneficiarse una célula al gastar energía en circular su citoplasma?


49

PRACTICA 17 OBSERVACIÓN OBSERVACIÓN DE LA FOTOSÍNTESIS EN LA PLANTA

ELODEA

SP.

OBJETIVO. El alumno reconozca el proceso de la fotosíntesis determinando la producción de oxigeno. La vida por si misma no puede ser mantenida sin energía. Tal vez la diferencia fund fundam ament ental al entre entre organ organis ismo moss vivo vivoss y subs substa tanci ncias as no viva vivass es el nivel nivel tan tan impresi impresionan onante te de comple complejid jidad ad y la organiza organizació ción n entre entre organis organismos mos vivos, vivos, una cantidad de energía tremenda es requerida para llevar a cabo las complejas funciones de los organismos. Las funciones más básicas de los organismos-sentir y responder condiciones externas, crecer, desarrollarse, y reproducirse-claramente requieren de energía. Si los organismos vivos son privados de un recurso externo de energía, no son capaces de continuar elaborando elaborando estos procesos esenciales y se vuelven inactivos o mueren. Como toda vida requiere una fuente de energía, la vida por sí misma necesita una fuente externa de energía, esta fuente externa viene del sol. La fotosíntesis es el proceso que convierte la energía del sol en energía química, en los enlaces que mantienen juntas las moléculas orgánicas de los organismos vivo vivos. s. La energ energía ía que que se requ requie iere re para para const constru ruir ir prot proteí eínas nas,, lípi lípido dos, s, ácid ácidos os 50

nucleicos, y carbohidratos proviene del sol. Aunque todas las formas de vida están compuestas de moléculas orgánicas, solamente unas cuantas- plantas, algas, y algunas bacterias- son capaces de fotosintetizar. El resto debemos robar la energía de estos organismos fotosintetizadores (cuando comemos plantas), o de otros ladrones (cuando comemos animales). La fotosíntesis es un proceso que incluye muchas reacciones, las cuales se agrupan en dos reacciones mayores. Tal vez las más impresionantes de estas reacciones en un organismo vivo son las reacciones de transducción de la fotosíntesis. Las reacciones de transducción capturan las longitudes de onda de la luz roja y azul. La luz verde no se utiliza en la fotosíntesis, por lo cual la mayoría de los organismos fotosintéticos reflejan la luz verde. La luz verde y roja es utilizada pata excitar los electrones de las moléculas de agua ocasionando que el agua se rompa formando oxígeno. La energía de estos electrones excitados es usada en las reacciones de transducción para adicionar un tercer fosfato al ADP para formar ATP y es usado para adherir electrones al hidrógeno del NADP + para formar NADPH. Las reacciones de fijación de carbono oxidan el ATP y el NADPH que fueron reducidos en la anterior reacción de luz. Esto libera energía la cual es utilizada para elaborar moléculas de glucosa (C6H12O6) del hidrógeno y el dióxido de carbono (CO2). Tomando todo en cuenta, estas dos reacciones convierten la energía solar en energía química, utilizan el agua y el dióxido de carbono para producir azúcares, y ellos producen oxígeno. Las carreras de electrones (ADP, ATP, NADP +, NADPH) son recicladas de las reacciones de transducción hacia las reacciones de fijación de carbono y de vuelta a las reacciones de transducción. Como simplemente circulan entre las reacciones, no son incluidas en toda la red de reacciones que describen los reactivos que entran a la fotosíntesis y los productos que salen de la fotosíntesis. En esta actividad trabajarás en grupo para diseñar y conducir un experimento que pruebe el efecto de un factor, una variable independiente que hayas diseñado, en la velocidad de la fotosíntesis, la variable dependiente. 51

Usaras un respirometro para medir la producción de oxigeno de una planta acuática, Elodea. Como el oxigeno molecular es producido solamente en la fotosíntesis, puedes usar la producción de oxigeno como un indicador de la velocidad de la fotosíntesis. Como Elodea produce oxigeno a través de la fotosíntesis, el oxigeno subirá del agua hacia el espacio aéreo al inicio del tubo. La adición de oxigeno al espacio aéreo empujara el fluido marcador hacia la punta de la pipeta. Midiendo el movimiento del fluido marcador a través de la pipeta, estarás midiendo tu variable dependiente, la velocidad de la fotosíntesis. Mientras conduces este experimento cuida de evitar y controlar otros factores que puedan cambiar la presión del aire en tu respirometro e interferir con la medición de la fotosíntesis. Figura 4-2.

52

TÉCNICA 1. Llena el frasco del respirómetro con agua a temperatura del cuarto (Si cambias la temperatura del agua cuida de no quebrar el frasco cambiando repentinamente la temperatura). 2. Coloca la lámpara a 70cm del baño de agua. 3. Atornilla la tapa al respirometro. Rota el respirometro para que los dos agujeros queden equidistantes a la luz. 4. Llena los tubos con agua o con una solución tratadora aproximadamente 3 cm debajo de la tapadera. 5. Los tubos de vidrio salientes de la tapadera necesitan estar en un espacio con aire, no debajo del agua. Usa un termómetro para asegurarte que la temperatura del agua en los tubos este alrededor de 2 grados de temperatura del agua del frasco del respirometro. Baja los tubos hacia los agujeros en la tapa frente a la luz. 6.

Recorta dos ramas de Elodea de 12cm cada una y coloca una en cada tubo.

7. Adhiere dos tapones a los tubos. Si los tapones están secos, coloca un poco de grasa en la tapadera y luego sécala con papel. 8. Adhiere fluido marcador a cada pipeta e inclina la pipeta boca abajo para colocarla entre 0.0 y 0.15mm. Coloca las pipetas en una superficie nivelada como en un estante de tubos. Tips para fluidos marcadores #1 • Si el fluido marcador no se mueve, probablemente la pipeta este sucia con otro fluido marcador. Lávalo con agua jabonosa y después con agua. • Si el fluido marcador se quiebra dentro de la pipeta, probablemente el interior de la pipeta este muy jabonoso, lávalo con agua.

1. Anota la posición del fluido marcador de cada pipeta. Anota la posición de los marcadores de cada pipeta cada cuatro minutos durante los siguientes 20 minutos. Tips para fluidos marcadores #2 53

• Si el fluido marcador se mueve más allá de la parte graduada de la pipeta antes de tu última lectura, anota esta locación y vuelve a comenzar o pide ayuda. • Si el fluido marcador no se mueve en 10 minutos pide ayuda. Tal vez haya un agujero. ¿Están los tornillos cerrados? ¿Están las mangueras ajustadas? La tapadera tal vez necesita estar cerrada con un poco de grasa. 2.

Remueve las ramas de la Elodea; pesa cada rama y anota el peso.

3.

Si tus plantas han fotosintetizado a diferentes velocidades con solo un intento, no puedes decir si esto fue por tu variable independiente o por otro factor. Por ejemplo una rama de Elodea no es mas sana que la otra. Para obtener una conclusión convincente necesitas repetir tu experimento si hay tiempo.

4. Tus fluidos marcadores tal vez no empezaron exactamente en cero sino en diferentes locaciones. Ajusta esto y anota el resultado acumulativo de la producción de oxigeno. 5.

Tus dos plantas tal vez no eran del mismo tamaño exactamente. Ajusta esto dividiendo cada valor por el peso y anota el resultado acumulativo de la producción de oxígeno por gramo de tejido. Tabla 4-1. Tabla 4-2. Tabla 4-3.(2)

PREGUNTAS.

1. Antes de refinar los detalles de tus métodos y preparar tú experimento, debes hacer una lluvia de ideas con tu grupo para designar e identificar tu variable independiente, la variable que podrás manipular para ver si la velocidad de la fotosíntesis cambia. Mientras desarrollas una lista de posibles variables independientes considera y discute las siguientes preguntas.

2. ¿Cuáles son los requerimientos de la fotosíntesis? 3. ¿Qué condiciones podrán influir en la disponibilidad de estos requerimientos en un sistema acuático?

4. ¿La fotosíntesis utiliza enzimas, si lo hace, que factores pueden influir en las reacciones enzimáticas dentro de una planta acuática? 54

5. Mientras discutes estas preguntas, escribe una lista de posibles variables independientes de tu experimento. Una vez que hayas identificado estas variables discute tus favoritas con tu instructor.

6. Ahora que has escrito tú variable independiente estas listo para escribir una hipótesis formal sugiriendo de manera general como este factor influye en la fotosíntesis.

7. El siguiente paso en diseñar tu experimento es determinar como planearas manipular tu variable independiente. En otras palabras, ahora podrás diseñar los detalles de tus métodos experimentales. Lee los siguientes métodos y discute con tu grupo como podrías modificarlos para adaptarlos a las necesidades de tu experimento. RESULTADO, DISCUSION Y CONCLUSIONES

55

PRACTICA 18 ESTUDIO DE LA MITOSIS EN CÉLULAS DE LA RAÍZ DE CEBOLLA OBJETIVO. Que el alumno se familiarice con las diferentes fases de la mitosis. MATERIALES -

Microscopio

-

Portaobjetos

-

Cubreobjetos

-

Lanceta estéril

-

Cubeta de tinción

-

Aguja enmangada

-

Pinzas

-

Palillos Frasco lavador Mechero de alcohol

-

Tijeras Papel de filtro Vaso de precipitados -

Vidrio de reloj 56

-

Orceína A

-

Orceína B

TÉCNICA .

Llenar un vaso de precipitados con agua y colocar un bulbo de cebolla sujeto con dos o tres palillos de manera que la parte inferior quede inmersa en el agua. Al cabo de 3-4 días aparecerán numerosas raicillas en crecimiento de unos 3 o 4 cm de longitud.

.

Cortar con las tijeras unos 2-3 mm del extremo de las raicillas y depositarlo en un vidrio de reloj en el que se han vertido 2-3 ml de orceína A.

.

Calentar suavemente el vidrio de reloj a la llama del mechero durante unos 8 minutos, evitando la ebullición, hasta la emisión de vapores tenues.

.

Con las pinzas tomar uno de los ápices o extremos de las raicillas y colocarla sobre un portaobjetos, añadir una gota de orceína B y dejar actuar durante 1 minuto.

.

Colocar el cubreobjetos con mucho cuidado sobre la raíz. Con el mango de una aguja enmangada dar unos golpecitos sobre el cubre sin romperlo de modo que la raíz quede extendida.

.

Sobre la preparación colocar unas tiras de papel de filtro, 5 o 6. Poner el dedo pulgar sobre el papel de filtro en la zona del cubreobjetos y hacer una suave presión, evitando que el cubre resbale. Si la preparación está bien asentada no hay peligro de rotura por mucha presión que se realice.

.

Observar al microscopio. OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA Se realizará a fuertes aumentos. La orceína A reblandece las membranas celulares y la B completa el proceso de tinción. Con la presión sobre el porta de la preparación se logra una extensión y difusión de las células del meristemo de la cebolla.

57

La preparación presenta el aspecto de una dispersión de células por todo el campo que abarca el microscopio. Se observan células en diversas fases o estados de división celular. Se ven los cromosomas teñidos de morado por la orceína. El aspecto reticulado así como el mayor tamaño de algunos núcleos corresponde a las células que se encontraban en los procesos iniciales de la división mitótica.( 1) ESTUDIO DE LA MITOSIS EN CÉLULAS DE LA RAÍZ DE CEBOLLA

OBSERVACIONES



PREGUNTAS.

1. Describe las fases de la mitosis que has observado y su significado. 2. ¿Por qué los cromosomas se tiñen de morado? 3. ¿Has observado el proceso de citocinesis? En caso afirmativo, descríbelo. RESULTADO, DISCUSION Y CONCLUSIONES

58

Bibliografía utilizada para la elaboración de las prácticas del manual de Biología Celular.

1. Manual de Biología General; José A. Cortes. 2005 http://www.joseacortes.com/practicas/index.htm 2.

Manual CELLULAR AND ORGANISMAL Biology. Ralph W. Preeszler, Laura Lowell Haas, Amy L. Marion. 2003. Outernet Publishing, LLC.

Bibliografía de consulta para el alumno.

1. Biología. Solomon, Berg, Martin. 8ª. ED. Mc. Graw Hill. 2008 2.

Introducción a la Biología Celular. Alberts, Bray, Hopkin,… 2ª. Panamericana. 2006.

3.

Biología Molecular de LA CELULA, Bruce Alberts, Bray, Lewis 3ª. Omega.

4. Microbiología. Cuarta Edición.; Lansing Prescott; John P. Harley; Donald A. Klein.; Ed. Mcgraw-Hill-Interamericana.; 2003

5.

Introducción a la Microbiología. , 9ª Edición. Tortora, Funke, Case. Ed. Panmericana. 2007

6.

Biología De Los Microorganismos. Octava Edición.; Michael T. Madigan; John M. Martinko; Jack Parker Printice Hall.; 2000 .

59

ANEXO

Preparación de colorantes Acido-Alcohol: (decolorante para tinción Ziehl-Neelsen) Ácido clorhídrico concentrado ..........................................................3 ml Etanol 95% ....................................................................................97 ml 2. Azul de metileno: Colorante de contraste para tinción de flagelos. Azul de metileno................................................................................1 g Agua destilada...............................................................................100 ml 3. Azul de metileno de Loeffler: Tinciones simples. Solución de hidróxido potásico al 1%.................................................1 ml Azul de metileno, sol. saturada en etanol al 95%...............................30 ml Agua destilada...............................................................................100 ml 4. Colorante para esporas: Solución acuosa saturada de verde malaquita 5. Colorante para flagelos de Leifson: Solución A Fucsina básica .........................................................................1,2 g Etanol 95%.............................................................................100 ml Solución B Ácido tánico................................................................................3 g 1.

o

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60

Agua destilada.........................................................................100 ml Solución C Cloruro sódico..........................................................................1,5 g Agua destilada.........................................................................100 ml Para preparar la solución de uso, se mezclan cantidades iguales de las soluciones A, B y C y se guarda en frasco cerrado herméticamente en la nevera donde es estable durante varias semanas. Cristal violeta: Para tinción Gram y tinción simple. Cristal violeta (violeta de genciana)....................................................0,5 g Agua destilada.................................................................................100 ml Eosina: Para observación de células sanguíneas. Eosina...............................................................................................0,3 g Ácido acético glacial......................................................................0,025 ml Agua destilada...................................................................................100 ml Fucsina diluida: Para tinción Gram y tinción simple. Fucsina fenicada de ZiehlNeelsen......................................................10 ml Agua destilada.................................................................................100 ml Fucsina fenicada de Ziehl-Neelsen: Para tinción ácido-alcohol resistente. Fucsina básica......................................................................................1 g Etanol 95%........................................................................................10 ml Fenol 5% en solución acuosa............................................................100 ml Hematoxilina: Para observación de células sanguíneas. Hematoxilina.........................................................................................2 g Agua destilada......................................................................................1 l Lactofenol: Para preparaciones microscópicas en fresco de mohos. Ácido láctico.....................................................................................100 ml Fenol................................................................................................100 g Glicerol.............................................................................................200 

o

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6.

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61

ml Agua.................................................................................................100 ml Lactofenol al Azul Algodón: Para preparaciones en fresco y tinciones de mohos. Solución de azul algodón Sol. saturada de azul algodón (azul anilina soluble)......................10 ml Glicerol.....................................................................................1 0 ml Agua.........................................................................................8 0 ml Mezclar esta solución con lactofenol a partes iguales Lugol: Solución de yodo para tinción Gram. Yodo...................................................................................................1 g Yoduro potásico..................................................................................2 g Agua destilada.................................................................................300 ml Orceína A: Tinción de cromosomas. Orceína................................................................................................2 g Ácido acético.....................................................................................45,8 ml Ácido clorhídrico 1 mol/l......................................................................8,3 ml Agua..................................................................................................45, 8 ml Orceína B: Tinción de cromosomas. Orceína................................................................................................2 g Ácido acético.....................................................................................55 ml Agua..................................................................................................55 ml Safranina: Colorante de contraste para tinción Gram (preferible a la fucsina) y esporas. Safranina.........................................................................................0,25 g Agua destilada..................................................................................100 m Sudán III: Tinción específica de grasas. Alcohol etílico...................................................................................100 ml Sudán III...................................................................................hasta o

12.

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13.

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62

Manual Biologia Celular - Mtro. Francisco Vazquez

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