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Elaborado por: M.C. José Gerardo Alejandro Ceballos Corona M.C. María del Rosario Ortega Murillo M.C. Reyna Alvarado Villanueva Biól. Juan Diego Sánchez Heredia M.C. Alejandra Sánchez Trejo Biól. Marbella Arredondo Ojeda M.C. Rubén Hernández Morales Biól. Sandy Fabiola Andrade Hernández Biól. Patricia Herrera Hernández Morelia, Michoacán, Febrero del 2012

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CONTENIDO INTRODUCCIÓN ......................................................................................................................... 1 PRÁCTICA N° 1 EL PROCESO DE LA INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA .............................. 3 PRÁCTICA Nº 2 SISTEMÁTICA Y TAXONOMÍA ................................................................. 24 PRÁCTICA N° 3 CONOCIMIENTOS BÁSICOS DE MICROSCOPÍA Y MORFOLOGÍA GENERAL DE LOS PROTISTA ...................................................................................................... 41 PRÁCTICA Nº 4 COLECTA, FIJACIÓN Y PRESERVACIÓN DE PROTISTAS DULCEACUÍCOLAS .................................................................................................................. 70 PRÁCTICA N° 5 COLECTA, FIJACIÓN Y PRESERVACIÓN DE PROTISTAS MARINOS .78 PRÁCTICA No 6 PROTOZOOS ASOCIADOS SARCOMASTIGOPHOREA (flagelados y sarcodinos) .................................................................................................................................... 88 PRÁCTICA Nº 7 PROTOZOOS ASOCIADOS (Esporozoarios) ............................................... 95 PRÁCTICA N° 8 PROTOZOOS ASOCIADOS (Opalínidos) .................................................... 98 PRÁCTICA Nº 9 CRYPTOPHYTA (Criptomónidos) ............................................................... 100 PRÁCTICA N° 10 DYNOPHYTA (Dinoflagelados) ................................................................ 103 PRÁCTICA Nº 11 HETEROCONTOFÍCEAS: TRIBOFÍCEAS ………………...................... 109 PRÁCTICA Nº 12 HETEROCONTOFÍCEAS: CRISOFÍCEAS (algas doradas) y DICTYOCHOPHYCEAE (silicoflagelados) ............................................................................. 112 PRÁCTICA Nº 13 HETEROCONTOFÍCEAS: BACILARIOFÍCEAS (Diatomeas centrales) ..................................................................................................................................................... 116 PRÁCTICA Nº 14 HETEROCONTOFÍCEAS: BACILARIOFÍCEAS (Diatomeas pennales) ..................................................................................................................................................... 121 PRÁCTICA Nº 15 HAPTOFÍCEAS (Cocolitofóridos) ............................................................. 126 PRÁCTICA Nº 16 EUGLENOFÍCEAS (euglenas) ................................................................... 130 PRÁCTICA Nº 17 PROTOZOOS SARCODINOS (de vida libre dulceacuícolas y marinos) .. 134 PRÁCTICA No 18 PROTOZOOS CILIADOS (de vida libre dulceacuícolas y marinos) ........ 140 BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................................................ 147

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INTRODUCCIÓN La observación de los microorganismos inicia con la construcción del primer microscopio por los europeos, en particular Anton van Leeuwenhoek fue el primero en observar a los protozoos a quienes llamo “animalúnculos” por lo cual se le considera como el padre de la Protozoología y que junto con De Jussieu (padre de la ficología), abrieron un campo no imaginado por los científicos de su época. La controversia de considerar a los microorganismos unicelulares eucarióticos como vegetales o animales duró mucho tiempo. Ya desde el siglo antepasado se consideraron más de cinco reinos para tratar de explicar y sistematizar la enorme biodiversidad del planeta, sin embargo, en la década de los 70 del siglo pasado, Wittaker y Margulis son quiénes le dan mayor fuerza a esta propuesta; ubicando en particular a los unicelulares eucarióticos en el Reino Protista, aún cuando este fue concebido por Heckel a finales del siglo XIX. El avance en los inventos y mejoramiento de la microscopía, ha permitido tener una visión más amplia del mundo microscópico, es emocionante colocar una gota de agua de cualquier charco bajo el microscopio y darnos cuenta de la gran cantidad de organismos que conviven en ella. El presente tiene una doble finalidad, primero es una guía para el trabajo de campo y laboratorio con la perspectiva de apoyar el proyecto de investigación que los alumnos se propongan, y en segundo lugar que el alumno cuente con una orientación en forma de notas para estudiar. El aporte y asesoría de investigadores externos a la UMSNH, ha sido un factor de suma relevancia, ya que ellos fueron quienes nos iniciaron y alentaron para el estudio de los protistas, vaya pues un reconocimiento a las Doctoras Angela Catalina Mendoza González, Luz Elena Mateo Cid y la Q.B.P. Laura Huerta Múzquiz (Q.E.P.D), del Instituto Politécnico Nacional, así como al Dr. David Uriel Hernández Becerril del Instituto de Biología de la UNAM y a los Biólogos Luz del Socorro Rodríguez Jiménez, José L. Magaña Mendoza y Ana Isabel Reza de nuestra Facultad de Biología.

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PRÁCTICA N° 1 EL PROCESO DE LA INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA 1. INTRODUCCIÓN La investigación científica no es exclusivamente de nuestro siglo, ya que se remonta a los tiempos de Galileo quién utilizó lo que se llamó por mucho tiempo, "Método Científico". La Investigación Científica es un procedimiento que utilizan las personas de ciencias para comprobar hipótesis, solucionar problemas, formular teorías, etc. La metodología de la investigación científica, en la actualidad, es una asociación de conocimientos sólidos a partir de lo generado a lo largo de muchos siglos de práctica. A diferencia de otros grupos de conocimientos que se hallan en permanente evolución, la metodología de la investigación, por ser la herramienta para desarrollar el conocimiento, es más bien estable, convencional con criterios estandarizados y cruzados que permiten que la ciencia sea comunicable en diferentes campos disciplinares, contextos y regiones del planeta. Es el idioma universal de la ciencia que posibilita el avance en todos los campos, el intercambio y transferencia de tecnología, el consenso y el trabajo multidisciplinario, por lo cual se convierte en esencial para el avance del conocimiento. La investigación, en términos operativos, orienta al investigador en su razonamiento y aproximación a la realidad, ordena sus acciones y aporta criterios de rigor científico de supervisión de todo el proceso. El proyecto de investigación debe situar las bases de la investigación a realizar, su valor se establece en la medida en que tiene plena claridad y concreción en las razones para analizar el objeto de estudio elegido, la perspectiva teórica desde donde se sitúa el investigador, el tema elegido para investigar y que sustenta todo el estudio y, por tanto, la metodología de aproximación a la realidad: población, muestra, estrategias de búsqueda de la información, técnicas de análisis de los resultados generados y temporalidad de todo el proceso. En suma, el documento demuestra que el estudioso conoce suficientemente el tema de investigación y tiene las ideas claras sobre la estructura del proceso y el camino por el que pretende aportar al conocimiento científico. Para realizar tu proyecto deberás emplear el método científico. Este es la herramienta que usan los biólogos y científicos en general para encontrar las respuestas a sus interrogantes. Antes de empezar tu proyecto, es conveniente repasar los pasos de este método de investigación, que te presentaremos de manera muy simplificada: Observar e investigar. Plantearse una pregunta o problema. (Sé específico) Establecer una hipótesis, lo que es una posible respuesta a la pregunta. Realizar la investigación necesaria, esto es experimentar, recopilar datos, buscar información. Llegar a una conclusión, que compruebe o rechace tu hipótesis. El método científico es un proceso dinámico, que requiere observar todo el tiempo, buscar información continuamente y planificar experimentos para demostrar tu hipótesis.

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No vayas a pensar que es un capricho de tus profesores (as) que aprendas el método científico. Los científicos lo usan hoy en día más que nunca. La razón es que los grandes proyectos investigativos se hacen en instituciones y universidades en forma multidisciplinaria, involucrando una gran cantidad de científicos de diferentes países y de diferentes especialidades. Para que todos puedan colaborar juntos con eficiencia necesitan un método sistemático. Antes de comenzar con tu proyecto es conveniente verificar los siguientes pasos, de manera que puedas tener claridad y estés organizado: GUÍA PARA INICIAR EL PROCESO DE INVESTIGACIÓN 1. ¿Qué quiero investigar, descubrir o comprobar?, Este es el tema. 2. ¿Por qué quiero indagar o experimentar sobre este tema?, Justificación e importancia. 3. ¿De qué manera o por qué ocurre o se produce el fenómeno que deseo investigar?, Problema • Se plantea una pregunta para formularlo, ¿Qué? ¿Por qué? 4. ¿Para qué quiero investigar?, Objetivo 5. ¿Qué explicación o respuesta podría tener el problema planteado?, Hipótesis 6. ¿Qué se ha escrito y cómo se ha enfocado en los libros, las revistas, artículos en Internet o los periódicos sobre este tema?, Marco teórico, marco de referencia o antecedentes. 7. ¿Qué debo hacer para lograr realizar este descubrimiento o esta investigación?, Metodología o procedimiento 8. ¿Dónde voy a hacer la investigación?, Área o lugar 9. ¿Cuándo la voy a realizar?, Es el cronograma. El período de tiempo. 10. ¿Qué materiales se necesitan para realizar este experimento o investigación?, Materiales 11. ¿Qué descubrimos después de realizar el experimento o la investigación?, Resultados (Discusión Esquemas, Gráficos Modelos) 12. ¿Qué fuentes consulté para informarme sobre el tema? Libros, Revistas y otros, Bibliografía 13. ¿Quiénes vamos a realizarla?, El equipo humano 14. ¿Dónde voy a presentar los resultados?, Lugar de exposición 15. ¿De qué manera voy a presentar la información?, Informe escrito, modelo experimental, 3

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ponencia oral, cartel, etc. Para adentrarse en el tema es necesario conocer los estudios, investigaciones y trabajos anteriores. Conocer lo que se ha hecho con respecto a un tema ayuda a:  No investigar sobre algún tema que ya ha sido estudiado muy a fondo.  Estructurar más formalmente la idea de investigación. La elección del tema para el proyecto, deberá de estar sustentada en una investigación de tipo bibliográfico y electrónico, para este caso, necesitamos conocer que se ha hecho sobre los protistas microalgales y protozoos en México y en particular en Michoacán. FORMULACIÓN DE LOS ANTECEDENTES Todo hecho anterior a la formulación del problema que sirve para aclarar, juzgar e interpretar el problema planteado, constituye los antecedentes del problema. Establecer los antecedentes, de ninguna manera es hacer un recuento histórico del mismo, o presentar fuentes bibliográficas que se van a utilizar, o los datos recolectados que no sabemos en dónde ubicar, o la descripción de las causas del problema, a no ser que la investigación sea causal. En los antecedentes se trata de hacer una síntesis conceptual de las investigaciones o trabajos realizados sobre el problema formulado, con el fin de determinar el enfoque metodológico de la misma investigación. El antecedente puede indicar conclusiones existentes en torno al problema planteado. En la presentación de antecedentes se busca aprovechar las teorías existentes sobre el problema con el fin de estructurar el marco metodológico. Debe estar en función del problema y ser un medio seguro para lograr los objetivos del mismo. Antecedentes que no hayan sido trabajados mediante algún tipo de relación con el problema, son sobrantes. Consultando antecedentes libramos el riesgo de investigar lo que ya está hecho. “Un dato aislado frecuentemente es infructuoso. Una vez detectado el problema a investigar es necesario revisar los escritos sobre el tema, o sobre otros muy ligados a él, lo cual puede ampliar el panorama o afirmar las dudas respecto a los antecedentes. Después de consultarlos es conveniente hacer un resumen de los datos recolectados a fin de tenerlos al alcance cuando sea necesario. Si no se resumen se corre el riesgo de olvidar lo aportado por cada autor; si no se consulta la obra de otros investigadores se corre el riesgo de repetir investigaciones o buscar soluciones ya encontradas.” (Arias Galicia)

Una forma para darle orden a nuestra investigación de la información (bibliográfica, electrónica, iconográfica, etc.) y además de la manera como deberán presentarse los antecedentes, puede ser a partir de “la ley del embudo” (Fig. 1), en este sentido primero se abordarán aquellos trabajos de tipo general, para después irse centrado a los de mayor relación con el tema que se decidió “En otras palabras, redactar utilizando una estructura lógica deductiva”.

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LA INVESTIGACIÓN DE LA INFORMACIÓN

DE LO GENERAL

A LO PARTICULAR

Figura 1. “Ley del embudo” para presentar el orden de los antecedentes Obviamente todo trabajo consultado requiere de un resumen, los resúmenes sirven para facilitar la retención del material que has estudiado, ya que se asimila en síntesis los aspectos esenciales de cada tema. Además te sirven para preparar tus exámenes, ya que con ellos puedes evaluar tu comprensión de los temas de estudio. Para realizar un resumen debes haber leído previamente el material y haber comprendido, de manera tal que puedas expresarlo con tus propias palabras o puedas ligar las frases que usa el autor de manera adecuada. La elaboración de un resumen implica algunos pasos que facilitarán su redacción:  Elimina el material innecesario o secundario Esto quiere decir que descartes aquellas frases que te sirvieron para comprender la idea principal de un párrafo, pero que ahora puedes prescindir de ellas y dejar solo la idea principal.  Elimina el material importante pero redundante. Este material es el que se repite o abunda en la idea principal  Encuentra términos generales que incluyan varios objetos similares. Esto quiere decir que tendrás que encontrar una o varias palabras para utilizarlas en lugar de objetos con características comunes.  Sustituye una serie de eventos o sucesos por un término más general que los incluya. Es similar al paso anterior solo que aplicado a acciones o situaciones.  Identifica la oración tópico.

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La oración tópico es aquella en la que se expone el tema central, la idea más importante de la que se trata un párrafo. La puedes encontrar al inicio, al final o en medio de un párrafo. Frecuentemente tendrás que localizar dentro del párrafo datos, hechos o personajes que aparezcan separados, para después ligarlos y así formar oraciones tópico. Si no encuentras una oración tópico ¡Elabora una! Es importante que captes la esencia del o los párrafos para luego expresarlas con tus propias palabras. Siempre debes conservar la idea original del escrito. Para elaborar un resumen puedes elegir uno o todos los pasos que te sean convenientes. “RECUERDA QUE: “LA PRÁCTICA HACE AL MAESTRO”, ASÍ QUE MIENTRAS MÁS RESÚMENES HAGAS, MEJORARÁ TU HABILIDAD PARA REDACTARLOS Y NOTARÁS RESULTADOS MUY PRONTO EN TU APRENDIZAJE” Para el caso de la elaboración de los resúmenes, en la investigación biológica, es necesario que consideres los siguientes aspectos adicionales a los arriba mencionados:  Ubica el título del documento a analizar.  Lee el resumen que pudiera presentarse en los artículos a leer, normalmente las publicaciones científicas exigen a los autores un resumen de su trabajo, sin embargo, este no es el resumen que tu vas a realizar, solamente es una guía para lo que llevaras a cabo posteriormente.  Sitúa el o los objetivos del trabajo.  Localiza el área o lugar donde se realizó el trabajo.  Ubica la metodología que se utilizó para llevar a cabo la investigación, la de campo, laboratorio y de gabinete que utilizaron para procesar los datos obtenidos.  Analiza a detalle las figuras, gráficos y tablas que contiene el documento y concaténalas con los objetivos y las posibles hipótesis.  Examina las conclusiones y relaciónalas con los objetivos e hipótesis planteados si es el caso Lo anterior nos lleva a considerar el papel que tienen la investigación bibliográfica, incluyendo la electrónica, para nuestro protocolo, esto nos obliga entonces a llevar una serie de citas en los párrafos que empleemos en la redacción de nuestros antecedentes, lo cual nos permite acreditar cuál fue nuestra fuente de información, todas estas referencias se plasmarán en un capitulo llamado “literatura citada o bibliografía citada”, donde se incluyen todos los elementos del autor (es), u otro tipo de fuente utilizado en la investigación y preparación del trabajo. La bibliografía consultada, la conforman los trabajos que han servido de apoyo al trabajo realizado y que pueden ser útiles para estudios posteriores o relacionados, y que además, nos permiten analizar y discutir los resultados que obtengamos para poder establecer las posibles conclusiones. Se distinguen varios tipos de citas, entre ellas:  Cita textual: Cuando se transcribe un texto literalmente. a) Si la cita tiene menos de 40 palabras, ésta se coloca entre comillas a continuación del párrafo que se está exponiendo, generalmente nos permite reforzar ideas que surgen del análisis de resultados, es decir, en la discusión de estos.

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Ejemplo: En ambas localidades es notorio el valor de importancia de Akashiwo sanguinea, siendo más alto en Boca de La Necesidad. En el primer caso es la biomasa de los individuos de esta especie la que le da el mayor valor a este índice, en tanto que en el segundo es el número de individuos la que proporciona mayor peso al valor de importancia de la especie. De acuerdo a Krebs (1985) “las especies dominantes de una comunidad efectúan un gran control sobre las demás. Éstas se detectan fácilmente por su abundancia numérica o su biomasa”. "... no existe una sola forma correcta de presentar un trabajo. ... Resulta difícil, al respecto, tratar de formular procedimientos o técnicas que resuelvan esta tarea, pues no se trata de una actividad mecánica sino esencialmente creadora" (Sabino, 1986). b) Si la cita tiene 40 o más palabras (cita larga), ésta se escribe en una nueva línea, como una nueva división; escriba todo el párrafo con una sangría de cinco puntos desde el margen izquierdo y termínela de igual manera hacia la derecha, siempre y cuando se trate de un párrafo extraído de un texto completo. Ejemplo: ..... La dominancia se produce cuando una o varias especies controlan las condiciones ambientales que influyen en las especies asociadas. Se dice que una especie es dominante cuando tiene una gran influencia sobre la composición y forma de la comunidad, éstas son de gran éxito ecológico y relativamente abundantes dentro de la comunidad (Krebs, 1985)....  Cita contextual: Cuando se resume una parte específica de un documento o del contenido del mismo. Ejemplo: Alvarado et al. (1996), a partir de muestras de fitoplancton de las playas de “El Salto” y “El Naranjito” del municipio de Aquila, Mich., durante una “Marea Roja”, detectaron que ésta estuvo dominada por Ceratium tripos var. ponticum, seguida de Pyrodinium bahamense, sin embargo, no se pudo definir la toxicidad de la misma debido a la falta de análisis de toxinas en otros organismos filtradores o en peces.  Cita de cita: Cuando se hace referencia a citas mencionadas por otros autores. Cortés (1994), alude al hecho de que a partir de los años 80s el número de publicaciones sobre las mareas rojas, ha aumentado notablemente. Hace mención de que se creía que no era el número de mareas rojas el que había aumentado sino la cantidad de investigadores sobre el tema, sin embargo, el mismo se responde y analiza lo que ocurre en México. Estima que para los noventas la carencia de información sobre MR era bastante considerable, en tanto que los reportes más antiguos que se tenían eran los de Brongersma-Sanders de 1957, considerándolo como el reporte más antiguo del sureste del Golfo de California; aunque si bien ya en 1878 se reportaba una decoloración amarilla en las aguas del Golfo, y para 1937 Allen menciona la existencia de este fenómeno cerca de la Isla Ángel de la

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Guardia, donde se observaron hasta 3 000 000 céls/l de Noctiluca scintillans; en la misma área pero hacia 1939 Gilbert y Allen mencionan que el causante de la marea roja es Gymnodinium catenatum. NOTA ¡CUIDADO NO DEBEMOS DE ABUSAR EL USO DE CITA DE CITA! La cita se puede redactar de tres maneras: 

Con énfasis en el autor: Apellido del autor, el año entre paréntesis, el texto analizado.

Ejemplo: Alvarado y Ceballos (1997), reportan la primera mortalidad masiva de tortuga negra para el Pacífico Mexicano ocurrido en el invierno de 1995 en “Tierra Colorada”, Gro; en el mismo período ocurrieron episodios de marea roja en las costas de los estados de Guerrero (Bahía Petacalco) y Michoacán (Playa Azul). Los mismos mencionan que aunque la evidencia es circunstancial, la coincidencia espacio-temporal entre estos dos eventos sugiere a la marea roja provocada por Pyrodinium bahamense var. compresa, como el agente causante de la mortalidad. 

Con énfasis en el contenido del texto: El texto analizado y, entre paréntesis, el apellido del autor y el año.

Ejemplo: En mares tropicales y subtropicales es considerable la diversidad de especies de fitoplancton, especialmente de dinoflagelados, entre los que podemos encontrar formas muy vistosas. Esta condición también se refleja en aguas del Pacífico Tropical Mexicano, donde se reporta un número de especies notablemente alto (Hernández-Becerril, 1988). 

Con énfasis en la fecha de publicación: Es una narración que comienza con el año, luego el apellido del autor y el texto analizado.

Ejemplo: En 1988, Hernández-Becerril, publica un documento donde menciona un estudio de 16 especies de dinoflagelados marinos procedentes de muestras recolectadas con red en diversos puntos del Pacífico Tropical Mexicano y Golfo de California. Las observaciones son hechas por medio de microscopio fotónico y MEB. Presenta referencias básicas para la identificación: medidas, microfotografías. Discutiéndose su posición y relaciones taxonómicas. De los trece géneros estudiados, dos son monoespecíficos (Acanthogonyaulax y Spiraulax). 

Con énfasis en la fecha de realización de la investigación: Es una narración que comienza con el año, luego el apellido del autor y el texto analizado.

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Ejemplo: En mayo del 2004, se estudia la composición y estructura de los dinoflagelados nocivos en la costa de Michoacán, durante un evento de marea roja. Registrándose 132 especies y 7 variedades, solamente 19 especies y dos variedades se consideran potencialmente nocivas, entre las cuales se encuentran Alexandium catenella, Amylax triacantha, Gonyaulax polygramma, Gonyaulax spinifera y Linglodinium poyedrum. Se encontró que la temperatura dió origen a este florecimiento provocando un aumento de nutrientes, favoreciendo el desquistamiento de dinoflagelados nocivos en la superficie, los resultados muestran que la comunidad se ordena por una correlación inversa del oxígeno disuelto con las especies provocadoras del agotamiento del mismo, además de la relación inversa entre la abundancia de las especies nocivas con la salinidad y transparencia (Ceballos, 2006). NOTAS Cuando sean tres o más autores, cite al primero y a los subsecuentes como "et al."; en la lista de referencias se mencionan todos los autores. Ejemplo: Ortiz et al. (1987), estimaron la diversidad y densidad fitoplanctónica de una marea roja ocasionada por Ceratium furca en la Bahía de Manzanillo, Colima en junio de 1986, para lo cual establecieron seis estaciones de dos niveles cada una. Los resultados arrojan una biomasa poco elevada (315,142.0 céls/l en la estación cuatro), de ésta el 84.2 % corresponde a C. furca y en la estación dos se localizaron 13,985 céls/l de las cuales C. furca solamente ocupó el 2.0%, mientras que en la estación seis se localizaron 5, 530, 000.0 céls/l, en ésta, el porcentaje de C. furca fue de 95.58%. Si un mismo autor publica más de un artículo en el mismo año, entonces la cita de cada artículo, incluirá a continuación del año de publicación una letra minúscula en orden sucesivo dependiendo del número de artículos publicados. Ejemplo: Hernández-Becerril (1995a), durante 5 cruceros realizados en el años de 1984, 1985 y 1986 en distintos meses, analizó la dominancia de los organismos pertenecientes a los géneros de Rhizosolenia, Proboscia, Pseudosolenia presentes en el Golfo de California. Hernández-Becerril (1995b), en coordinación con CONACYT realizó un crucero denominado “CONACYT I” a bordo del B/O “El PUMA” para determinar la abundancia de fitoplancton en base a la composición de grupos concretos como lo son las diatomeas y los dinoflagelados, encontrando 216 diferentes taxa (especies, formas y variedades), entre las cuales se pueden mencionar algunas especies de diatomeas pertenecientes al género Rhizosolenia, como son: R. alata, R. bergonii, R. delicatula, R. hebetata, R. imbricata, R. robusta.

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 Contextual específica, manuscrito inédito En el Pacífico Mexicano Ceratium divaricatum con su sinónimo de C. dens se ha reportado para el Golfo de California y la Bahía de Mazatlán, vinculada a mareas rojas, asociándola con posibles efectos de anoxia y obstrucción de branquias en peces; también se reporta como un componente de un florecimiento en Faro de Bucerías, su presencia en mayo del 2004 fue notoria, tanto en la costa de Michoacán como en Colima y Jalisco, (Hernández et al. Inédito).  Comunicaciones personales Una parte de la muestra (un litro) se fijó con formol a una concentración final de 1% (HernándezBecerril(1). Dos litros se trasladaron en hielo para su análisis en vivo, todo el material fue transportado al laboratorio de Biología Acuática “Javier Alvarado Díaz” de la Facultad de Biología de Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo. _________________ (1) Com. Pers. Dr. D.U. Hernández-Becerril, Laboratorio de Fitoplancton Marino, ICMyL, UNAM Citas para el análisis cartográfico Ejemplos: Hacia el sur se presenta una precipitación mínima de 25 a 50 mm coincidiendo con la parte norte, en tanto que la precipitación máxima en la parte sur es de 1000 a 1200 mm y en el norte va de 900 a 1000 mm, mientras que para el centro las precipitaciones mínimas son de 50 a 100 mm y las máximas de 900 mm a 1200 mm (INEGI, 1989). Para llevar a cabo la caracterización de las localidades se utilizaron las cartas 1:250,000: Geológica, Hidrológica y Edafológica (INEGI, 1983), y la Topográfica 1:250,000 (INEGI, 1997), además de las cartas de caracteres geográficos 1:224,000 Aquila y Lázaro Cárdenas (Correa y Vargas, 1979; INEGI, 1985). NOTA Si diferentes cartas son publicadas el mismo año, la cita de cada una, incluirá a continuación del año de publicación una letra minúscula en orden sucesivo dependiendo del número de cartas publicadas. Ejemplo: De acuerdo a INEGI (1983a), la zona de estudio se ubica en la Provincia Fisiográfica Sierra Madre del Sur y a la subprovincia Costa del Sur, el conjunto de sierras que integra esta subprovincia se extienden a lo largo de las costas michoacanas, guerrerenses y oaxaqueñas, desde la desembocadura del Río Coahuayana (limite entre Michoacán y Colima), hasta el puerto de Salina Cruz, Oaxaca.

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En la zona costera se pueden encontrar combinaciones de arenisca- conglomerado constituida por una secuencia detrítica de origen continental, formada por una alternancia de limonitas, areniscas, areniscas conglomeráticas y conglomerados depositados en un ambiente fluviolacustre (INEGI, 1983b). Los suelos predominantes fuera de la línea de playa son regosoles eutrícos con una fase física lítica y de textura gruesa, presentándose también litosoles, redzinas y en menor proporción feozen háplico y regosol calcárico con fase textural media. En desembocaduras de ríos y arroyos predominan fluvisoles eutrícos con fase textural gruesa (INEGI 1983c). Cita de un lugar en la red, pero no un documento específico Altavista.com es un sitio que facilita el acceso al tema o información que usted necesite en internet (http:www.altavista.com) Cita de un lugar en la red, de un documento específico Los corales se consideran las comunidades marinas más diversas y complejas un arrecife puede albergar hasta 3.000 especies, y desempeñan un importante papel en el balance de masas geoquímica de los océanos. Se ha calculado que, anualmente, los arrecifes de coral son responsables de la precipitación de la mitad del calcio arrastrado a los océanos por los ríos y son especialmente importantes en el contexto del cambio climático mundial (IPIECA 1992). Cita de programas de computadora Para la elaboración de la clave dicotómica artificial se construyó una matriz de datos morfológicos a partir de la cual se generó un análisis de agrupamiento cualitativo, mediante el software NTSYSpc v. 2.02c, los datos obtenidos a partir de esta comparación se utilizaron para confrontar mediante la teoría de conjuntos las posibilidades de agrupación para la clave dicotómica. ¿NO SABES QUE TEMA ESCOGER PARA TU PROYECTO? Aquí te presentamos algunas ideas que te pueden ayudar a seleccionar el tema de tu trabajo. Recuerda que lo más importante es que te interese el tema. Busca algo que despierte tu curiosidad científica, auxíliate de lo que el profesor (a) haya expuesto con respecto al tema a desarrollar. FICOFLORA  ¿Cuántas especies de microalgas existen en la costa?, ¿Cuál grupo de microalgas es dominante en la costa?, ¿Existen diferencias en cuanto especies en toda la costa? ESTRUCTURA Y DISTRIBUCIÓN DE LA FICOFLORA  ¿Son las mismas especies en todos los sustratos en un mismo cuerpo de agua?

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 ¿Las especies de microalgas son diferentes en el medio marino a las localizadas en sistemas dulceacuícolas o salobres adyacentes?  ¿Las especies de microalgas son indicadoras de particularidades ecológicas (calidad del agua, perturbaciones, sucesión, etc.), en un mismo cuerpo de agua?  ¿Qué origen climático tiene la ficoflora en la costa michoacana? RELACIONES DE CAUSA Y EFECTO  ¿Qué importancia tiene el hábitat en la presencia o ausencia de diferentes microalgas?  ¿Cuál expresión filofenética de las microalgas es dominante en los diferentes cuerpos de agua?  ¿Influyen las condiciones ambientales en la expresión morfológica de las microalgas? PROTOZOOLOGÍA  ¿Cuántas especies de protozoos existen en un cuerpo de agua?  ¿Cuál grupo de protozoos es dominante en un cuerpo de agua? ESTRUCTURA Y DISTRIBUCIÓN DE LOS PROTOZOOS  ¿Existen diferencias en cuanto especies de protozoos entre un sistema marino y uno dulceacuícola adyacente?  ¿Se distribuyen de igual manera todas las especies de protozoos en todos los cuerpos de agua estudiados? RELACIONES DE CAUSA Y EFECTO  ¿Las especies de protozoos son indicadoras de particularidades ecológicas (calidad del agua, perturbaciones, sucesión, etc.), en un cuerpo de agua determinado?  ¿Qué importancia tiene el hábitat en la presencia o no de diferentes protozoos?  ¿Cuál expresión morfológica de los protozoos es dominante en los diferentes cuerpos de agua?  ¿Influyen las condiciones ambientales en la expresión morfológica de los protozoos? Añade nuevas ideas o aspectos a otros trabajos investigativos y crea tu propio proyecto. Como vez, el cielo es el límite, hay infinidad de cosas que investigar. Una vez que se ha planteado el problema, el investigador debe formular la hipótesis. Las hipótesis son las posibles explicaciones, soluciones, conjeturas que se formulan acerca del problema planteado. PLANTEAMIENTO DE PROBLEMAS Y FORMULACION DE HIPÓTESIS EN LA INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA De la observación directa o indirecta de un hecho o fenómeno pueden surgir ideas que llevan al investigador a plantear un problema.

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Para iniciar una investigación científica es fundamental plantearse un problema, que es el cuestionamiento de una observación, un hecho o un fenómeno. El problema puede formularse personalmente como una pregunta a la cual el investigador tratará de dar respuesta, después de experimentar y comprobar los resultados. El problema debe ser claro, preciso y debe plantearse en términos en que el proceso que se siga para su posible solución, pueda ser: realizable, observable, medible y estar sujeto a comprobaciones repetidas. Una vez que tengas clara tu hipótesis debes definir la forma como la vas a demostrar. Tienes que diseñar un experimento en el que puedas probar tu hipótesis. Escribe en tu manual una descripción paso a paso de lo que harás para investigar. Esto se conoce como Plan de Investigación o Procedimiento Experimental. FORMULACION DE LOS OBJETIVOS EN LA INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA Existen diversas concepciones acerca de los objetivos a continuación te presentamos la que consideramos más acorde y de fácil entendimiento de acuerdo a Tamayo y Tamayo: Cuando se ha seleccionado el tema de investigación y se ha formulado el problema, debe procederse a formular los objetivos de la investigación; que deben estar acordes con los del investigador y los de la investigación. El objetivo de la investigación es el enunciado claro y preciso de los propósitos por los cuales se lleva a cabo la investigación. El objetivo del investigador es llegar a tomar decisiones y a desarrollar una teoría que le permita generalizar y resolver en la misma forma problemas semejantes en el futuro. Todo trabajo de investigación es evaluado por el logro de los objetivos de la investigación. Los objetivos deben haber sido previamente formulados y seleccionados al comienzo de la investigación. La evaluación de la investigación se realiza con base en los objetivos propuestos y puede ser progresiva; esto lleva a clasificar los distintos niveles de resultados que se quieren lograr en le investigación. Si la investigación es planeada científicamente, debe tener validez en cada una de sus etapas, en razón de objetivos y el logro de éste en cada etapa es lo que permite pasar a la siguiente. Al final de la investigación, los objetivos han de ser identificables con los resultados; es decir, toda la investigación deberá estar respondiendo a los objetivos propuestos. Los objetivos son fundamentales en la investigación, ya que sin ellos es imposible decidir sobre los medios de realización de la misma. A partir del planteamiento del problema se comienza a dar respuesta al objetivo propuesto. El objetivo de una investigación es lo que se ha de demostrar a partir de un problema o de la hipótesis propuesta, lo cual nos permite formular objetivos generales y específicos. Objetivo general Consiste en enunciar lo que se desea conocer, lo que se desea buscar y lo que se pretende realizar en

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la investigación; es decir, el enunciado claro y preciso de las metas que se persiguen en la investigación a realizar. Para el logro del objetivo general nos apoyamos en la formulación de objetivos específicos. Un objetivo general puede enunciar varios resultados a lograr, lo importante es que su enunciado pueda ser diferenciado dentro del contexto total del enunciado del objetivo general. Objetivos específicos Los objetivos generales dan origen a objetivos específicos que son los que identifican las acciones que el investigador va a realizar para ir logrando dichos objetivos. Los objetivos específicos se van realizando en cada una de las etapas de la investigación. Estos objetivos deben ser evaluados en cada paso para conocer los distintos niveles de resultados y se reflejan en la metodología planteada. La suma de los objetivos específicos es igual al objetivo general y por tanto a los resultados esperados de la investigación. Conviene anotar que los objetivos específicos son los que se investigan y no el objetivo general, ya que éste se logra con los resultados. El número de objetivos específicos depende de las acciones necesarias a realizar para el logro de un objetivo general, conviene no olvidar que para cada resultado enunciado en el objetivo general hay que establecer una gama de objetivos específicos que me permita su logro. Más que el número de ellos, interesa interrogarnos si con esos enunciados de actividades puedo obtener el logro enunciado y así con cada uno de los resultados formulados en el objetivo general. Para una buena formulación de objetivos conviene redactar todos los posibles enunciados que se tengan en mente, lo cual nos ayuda a pulir el o los objetivos hasta lograr el enunciado que responda a nuestro propósito. El enunciado de un objetivo consta de un conjunto de palabras, las cuales permiten varias combinaciones y hacen posible el logro de la expresión de un propósito determinado. En la combinación de palabras o símbolos es necesario tener cuidado, pues se puede correr el riesgo de indicar con palabras una cosa diferente a lo que queremos expresar. Por tal razón, el enunciado oracional del objetivo debe responder a lo que el investigador tiene en mente como fin de la investigación. En la redacción de objetivos se requiere tomar en consideración que hay palabras o símbolos con muchas interpretaciones e igualmente los hay que admiten pocas interpretaciones; por ello, se debe seleccionar la palabra o el verbo que más convenga a su sentido de exactitud respecto a lo que se piensa. Otra característica importante en la declaración de un objetivo es que éste debe identificar el tipo de resultados concretos que se pretende lograr. Además los objetivos deben señalar acciones relacionadas con las observaciones y descripciones de situaciones que el investigador esté en capacidad de realizar y que no se salgan de sus posibilidades reales.

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A continuación se presenta un ejemplo para la redacción de los objetivos: Objetivo General  Llevar a cabo un reconocimiento de microalgas en la playa de “El Zapote de Madero”, Mpio. de Aquila, Michoacán. Objetivos particulares  Realizar el listado sistemático de las especies del fitoplancton de la playa de “El Zapote de Madero”.  Elaborar una lista comentada de las especies de microalgas del fitoplancton de la playa “El Zapote de Madero”, que contenga la descripción morfométrica y variables fisicoquímicas.  Determinar la estructura de la comunidad microalgal en la playa “El Zapote de Madero”, considerando su abundancia, frecuencia, dominancia y valor de importancia.  Definir la diversidad microalgal de la playa “El Zapote de Madero” LA CARACTERIZACIÓN DEL ÁREA DE ESTUDIO Cuando el proyecto de investigación está enfocado a trabajo de campo, es necesario que se haga una descripción detallada del área de estudio, cuyo principal sustento se encuentra primeramente en el análisis cartográfico, y posteriormente en la literatura especializada para el caso, incluso se puede utilizar como herramienta el programa de imágenes satelitales Google Earth, que se encuentra disponible en la red de manera gratuita. A continuación se presenta una propuesta del contenido que deberá de llevar ésta unidad dentro del protocolo de investigación: 5. CARACTERIZACIÓN DEL ÁREA DE ESTUDIO 5.1. Localización Geográfica 5.2. Fisiografía 5.3. Geología 5.4. Edafología 5.5. Hidrología 5.5.1. Hidrología Superficial 5.5.2. Variables Fisicoquímicas 5.5.3. Corrientes 5.5.4. Mareas 5.5.5. Transparencia 5.5.6. Temperatura 5.5.7. Salinidad 5.5.8. Oxigeno Disuelto y Nutrientes 5.6. Clima 5.7. Vegetación 5.7.1. Fitoplancton Marino

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5.7.2. Algas Bénticas 5.7.3. Vegetación Costera 5.8. Fauna 5.8.1. Zooplancton 5.8.2. Invertebrados Bentónicos 5.8.3. Vertebrados Marinos 5.9. Influencia Humana LA SECCIÓN DE MATERIALES Y MÉTODOS (Propuesta tomada de la Facultad de Biología) No debe faltar en el proyecto de investigación la unidad de Materiales y Métodos, describiéndose en ella el material y equipo que se pretende utilizar en la investigación. Tanto el equipo como los materiales deben describirse en conexión con la metodología, evitando enumerarlos en una lista y correspondiendo a la solución de cada uno de los objetivos específicos planteados. Si en la investigación se hará uso de varios experimentos que difieran en su metodología, se sugiere que en esta sección se describan los métodos generales y las variaciones propias para cada experimento, refiriéndolas bajo el subtítulo de Metodología Particular en relación a los objetivos con los que tiene relación directa. Para la descripción de los métodos deben aplicarse las siguientes reglas:  Cuando se trata de un proyecto que tiene relación con investigación en diferentes niveles, la metodología corresponderá a cada uno de ellos, por ejemplo: De Campo De Laboratorio De Gabinete  Las sustancias tales como fertilizantes, insecticidas, fármacos, reactivos, colorantes, etc., no se citan por su nombre comercial sino por la sustancia química activa, según la nomenclatura internacional. Las concentraciones que se usen se deben expresar como material activo. La maquinaria (tractores, bombas, etc.) se describe cuando sea necesario, pero sin incluir la marca comercial. No así el instrumental de precisión que deberá incluir marca y modelo (microscopios, salinómetros, conductivímetros, etc.).  Los métodos de conocimiento general, como diseños experimentales y métodos de análisis muy comunes, se mencionarán sin, mayor descripción indicando, si es el caso, una fuente para la información usada. El equipo común que no se considere como de precisión o en el caso de que la utilización de equipo similar con marcas o modelos distintos no impliquen efectos sobre los resultados, no deberá describirse con detalle y sólo se mencionará.  Si el método es original o muy modificado, se describe tan ampliamente como sea necesario.  Si el método no es de conocimiento general, pero ya ha sido descrito por otro autor, se menciona y se hará la cita bibliográfica correspondiente.

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 Todas las medidas deben darse según el Sistema Métrico Decimal (SMD), acorde al Sistema Internacional de Unidades (ISO 9000, 2006). Si se trata de una cita literal de trabajos, las medidas se dan tal como se encuentran en el trabajo citado, y a continuación, entre paréntesis, la equivalencia en el Sistema Métrico Decimal. Para describir las unidades de medida se utilizarán los símbolos o abreviaturas internacionales.  Para la escritura de nombres científicos deben respetarse las reglas de nomenclatura establecidas en los códigos internacionales correspondientes. LA SECCIÓN DE LITERATURA CITADA En ella deberán presentarse solamente aquellas obras a las que se hace referencia en el texto. Se ordenarán siguiendo las normas que se anexan a continuación: GUÍA PARA LAS CITAS BIBLIOGRÁFICAS EN UN TRABAJO DE ENSAYO (Tomado de la revista BIOLÓGICAS) Las normas para citar referencias bibliográficas en el protocolo de investigación serán las siguientes: De los autores Dependiendo del número de autores, las citas serán de la forma:  Un autor: Carreón A. Y. 2002. Estructura y función de la simbiosis micorrízica arbuscular. Ciencia Nicolaita (31): 65-74.  Dos autores: Ceballos C., J.G.A. y S.P. Canedo Y. 1995. Análisis del fitoplancton y su productividad en la Bahía de Maruata, Michoacán México. Biológicas Rev. Fac. Biol. UMSNH (3): 3-19.  Más de dos autores: Lyons, J., S. Navarro-Pérez, P. A. Cochran, E. Santana y M. Guzmán-Arroyo. 1995. Index of Biotic Integrity Based on Fish Assemblages or the Conservation of Streams and Rivers in WestCentral Mexico. Conservation Biology 3 (9): 569-584. Del tipo de publicación Artículo proveniente de una revista periódica:  Caso en que sólo hay número y no hay volumen: Alvarado D., J. y G. Ceballos C. 1997. Mortalidad de tortuga negra en el Pacífico Mexicano: posible

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implicación de la marea roja. Ciencia Nicolaita, Rev. Coord. Invest. Cient. UMSNH, Núm. 15, agosto: 77-82.  Caso en que hay número y volumen: Alonso R., R., J. L. Ochoa and M. Uribe A. 2005b. Grazing of heterotrophic dinoflagellate Noctiluca scintillans (Mcartney) Kofoid on Gymnodinium catenatum Graham. Rev. Latinoam. Microbiol. 2005, 47(1-2): 6-10.  Cita de un libro: Begon, M., J.L. Harper y C.R. Townsen. 1988. ECOLOGÍA Individuos, poblaciones y comunidades. Ediciones Omega,. S.A., Barcelona. XII+886. Bérard-Therriault, L., M. Poulin and L. Bossé. 1999. Guide de’identification du phytoplancton marin de l’estuaire et du golfe du Saint-Laurent incluant également certains protozoares. Publication spéciale canadienne des sciences halieutiques et aquatiques 128, CNRC-NRC. XIII + 439.  Cita de un capítulo de un libro: Boltovskoy, A. 1995a. Taxonomía y Morfología de los Dinoflagelados: Métodos De Trabajo. En: Manual de Métodos Ficológicos. K. Aveal, M.E. Ferrario, E.C. Oliveira y E. Sar (eds.), Universidad de Concepción, Concepción-Chile: 55-82.  Cita de un trabajo de ensayo: Ceballos C., J.G.A. 1988. Contribución al Conocimiento de la Composición y Distribución del Fitoplancton de la Bahía de Maruata, Michoacán, México. Ensayo de Licenciatura, Escuela de Biología, UMSNH, México. 110 pp.  Cita de un trabajo publicado en Memorias de eventos académicos: Ceballos C., J.G.A. 2002. Los Tintínnidos de la Provincia Nerítica en el Pacífico Tropical de México entre Guerrero y Jalisco, Un Grupo Poco Estudiado. XII Raunión Nacional de la Sociedad Mexicana de Planctología y V International Meeting of the Mexican Society of Planktology: 39. Cita proveniente de una fuente en Internet  Caso sin autor: Se cita como Anónimo y se sigue el siguiente formato: Anónimo. Año. Título del trabajo o de la página consultada. Dirección electrónica que permite acceder a la información (fecha de acceso). Anonymus. 2000. Environmental Management Branch. Phytoplankton Monitoring Program.

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Phytoplankton Monthly Report May. Technical Report No. 00-15. California Department Of Health Services 2151 Berkeley Way, Berkeley CA 94704-1011. www.cdph.ca.gov/healthinfo/environhealth/water/Documents/Shellfish/MonthlyandQuarterl yReports/2001/0104_06_MR_final.pdf. 27/01/2009. Si no se dispone del año en que se creó el documento, debe ponerse s.f. (sin fecha). El año debe corresponder a la fecha en que se hizo el trabajo, NO A LA QUE SE PUSO EN LÍNEA). Si la página es de una institución, ésta deberá aparecer como autor. En todos los casos es importante poner la fecha de acceso al final de la cita.  Caso con autoría explícita: Se aplican las mismas reglas que para un documento impreso en papel, adicionando la dirección electrónica. Ejemplos: Zambrano A., I. 1983. Tintinnidos del Golfo de Guayaquil. Acta Oceanográfica del Pacífico. INOCAR, Ecuador, 2 (2). www.inocar.mil.ec/download.php?uniqid=882&t=&id_exists=1. 27/01/2009. Molina-Astudillo, F.I.; H. Quiroz-Castelán; J. García-Rodríguez y M. Díaz-Vargas. 2005 Distribucíón vertical del plancton en un estanque rústico de producción piscícola en el municipio de Cuautla, Morelos, México (Vertical distribution of plankton in a rural fishery pond, Cuautla, Morelos, México). Revista Electrónica de Veterinaria REDVET - ISSN 1695-7504 http://www.veterinaria.org/revistas/redvet Vol. VI, Nº 4, Abril 2005 – http://www.veterinaria.org/revistas/redvet/n040405.html. 27/01/2009. Nota: Si se consulta un artículo en su formato original, deberá citarse como si fuera el original impreso y sólo comentar en el texto que la consulta se hizo en Internet. Una vez que se haya terminado con la parte de procesamiento de muestras, se requiere de la presentación de los resultados, para lo cual es necesario que lleves a cabo un análisis de datos procesados y los cuales se tendrán que presentar en forma de un ensayo escrito, la estructura del mismo que se muestra a continuación ha sido tomado del protocolo propuesto por la Facultad de Biología: CUERPO DEL ENSAYO Portada Resumen 1. Introducción 2. Antecedentes 3. Objetivos 3.1. Objetivo General 3.2. Objetivos Particulares

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4. Hipótesis 5. Caracterización del área de estudio 5.1. Localización Geográfica 5.2. Geología 5.3. Hidrología Superficial 5.4. Regionalización Oceanográfica 5.5. Oceanografía 5.5.1. Batimetría 5.5.2. Corrientes 5.5.3. Mareas 5.5.4. Transparencia 5.5.5. Temperatura 5.5.6. Salinidad 5.5.7. Oxigeno Disuelto 5.5.8. Nutrientes 5.6. Clima 5.7. Vegetación 5.7.1. Fitoplancton Marino 5.7.2. Algas Bentónicas 5.7.3. Vegetación Costera 5.8. Fauna Acuática 5.8.1. Zooplancton 5.8.2. Macroinvertebrados Bentónicos 5.8.3. Vertebrados Marinos 5.9. Influencia Humana 6. Materiales y Métodos 6.1. De campo 6.2. De Laboratorio 6.3. De Gabinete 7. Resultados y Discusión 8. Conclusiones 9. Literatura Citada El Resumen siempre forma parte del cuerpo de la ensayo, constituyendo un compendio del material en ella presentado. La extensión de este escrito no deberá ir más allá de una página. No debe incluir tablas ni figuras, pero puede referirse a ellas. La Introducción se considera el principio del cuerpo de la ensayo, y su primera página llevará el número 1, señalándose los demás a partir de ésta, con numeración corrida. La introducción tiene por objeto explicar la idea general, propósito, importancia y alcance del trabajo desarrollado, con breves antecedentes si son necesarios, sin que se convierta en una revisión de bibliografía. La sección de Antecedentes es una parte indispensable en la ensayo, como sección aparte. Cierta información precisa (en algunos casos), puede citarse en relación con los métodos o con los

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resultados y discusión obtenidos. Fundamentalmente, en esta sección se citarán los trabajos que han servido de base para la comprensión, planteamiento y desarrollo del trabajo. Se hará referencia solamente a aquellos artículos, libros u otras fuentes relacionados directa y de manera importante con el tema, los objetivos y los métodos empleados, evitando la mención de generalidades y la referencia a artículos de divulgación o textos elementales. El o los objetivos son indispensables en el escrito. Estos deberán ser concisos e indicar claramente lo que se pretende investigar. Se evitarán aquellos objetivos muy generales que comprendan: “Contribuciones al conocimiento....”, “colaborar en el proyecto...”, “Engrandecer la base de datos...” , “Enriquecer la colección ...”, etc. Puede haber objetivo (s) general (es) y objetivos particulares. La hipótesis, en el proceso de investigación es necesario tener una o más hipótesis, según el caso. Muchas veces la hipótesis está implícita en los objetivos y puede ser innecesario explicitarla; sin embargo, si a juicio del ensayota y su director de ensayo se considera importante escribirla, deberá plantearse como una suposición relacionada con los objetivos y que será sometida a experimentación y/o análisis. También deberá ser muy concreta refiriéndose específicamente a aquello que se va a comprobar, de tal manera que en las conclusiones del trabajo se acepte o se rechace la hipótesis, particularmente en aquellos trabajos que impliquen un diseño experimental con trabajo de laboratorio o campo. La Sección de Caracterización del Área de Estudio esta sección corresponde a la descripción del lugar donde se va a llevar a cabo el estudio, en la misma se deberá de especificar detalladamente rubros como: localización geográfica, descripción ambiental, entre otros. Si el trabajo se lleva a cabo en laboratorio se puede obviar esta sección y describir a detalle en la sección de Materiales y Métodos. La sección de Materiales y Métodos no debe faltar en la ensayo, describiéndose en ella el material y equipo usado y los métodos seguidos en la investigación; tanto el equipo como los materiales deben describirse en conexión con la metodología, evitando enumerarlos en una lista. Si la ensayo describe varios experimentos que difieran en su metodología, se sugiere que en esta sección se describan los métodos generales y las variaciones propias de cada experimento, refiriéndolas bajo el subtítulo de Metodología Particular en relación a los objetivos con los que tiene relación directa. Para la descripción de los métodos deben aplicarse las siguientes reglas: a) Las sustancias tales como fertilizantes, insecticidas, fármacos, etc., no se citan por su nombre comercial sino por la sustancia química activa, según la nomenclatura internacional. Las concentraciones que se usen se deben expresar como material activo. La maquinaria (tractores, bombas, etc.) se describe cuando sea necesario, pero sin incluir la marca comercial. No así el instrumental de precisión que deberá incluir marca y modelo. b) Los métodos de conocimiento general, como diseños experimentales y métodos de análisis muy comunes, se mencionarán sin, mayor descripción indicando, si es el caso, una fuente para la información usada. El equipo común que no se considere como de precisión o en el caso de

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que la utilización de equipo similar con marcas o modelos distintos no implique efectos sobre los resultados, no deberá describirse con detalle y sólo se mencionará. c) Si el método es original o muy modificado, se describe tan ampliamente como sea necesario. d) Si el método no es de conocimiento general, pero ya ha sido descrito por otro autor, se menciona y se hará la cita bibliográfica correspondiente. e) Todas las medidas deben darse según el Sistema Métrico Decimal. Si se trata de una cita literal de trabajos, las medidas se dan tal como se encuentran en el trabajo citado, y a continuación, entre paréntesis, la equivalencia en el Sistema Métrico Decimal. Para describir las unidades de medida se utilizarán los símbolos o abreviaturas internacionales. f) Para la escritura de nombres científicos deben respetarse las reglas de nomenclatura correspondientes. La sección de Resultados y Discusión describe lo más concretamente posible los resultados obtenidos en la investigación. Se sugiere que en lo posible los datos se sinteticen en tablas, o sean comentados en el texto. Para la discusión de los resultados se deberán interpretar los resultados obtenidos y se comparan con los resultados de otros autores, haciendo la referencia bibliográfica debida. En esta sección se pueden elaborar hipótesis, hacer algunas especulaciones y discutir las limitaciones o perspectivas del trabajo, utilidad y repercusiones de los resultados. Lo cual forma parte de la discusión. Para la elaboración de las tablas o gráficas véanse las reglas correspondientes más adelante. LAS TABLAS Y FIGURAS DEBERÁN DE INTERCALARSE EN EL TEXTO DE LOS RESULTADOS Y DISCUSIÓN REGLAS PARA LA PRESENTACIÓN DE TABLAS Y FIGURAS En un protocolo de investigación se pueden incluir tablas y figuras, las mismas deberán estar referenciadas en los párrafos correspondientes, para su presentación se deberán tomar en cuenta las siguientes reglas:  Las tablas deben enumerarse por orden de aparición en el texto, con números arábigos.  Las gráficas, fotografías, dibujos, etc., se incluyen bajo la denominación general de “Figuras” y se numeran por orden de aparición en el texto, con números arábigos.  Los títulos de las tablas y figuras, al igual que las notas al pie de página, deberán ir a renglón seguido.  Las tablas y figuras que aparezcan longitudinalmente en la página, deberán respetar los mismo márgenes ya establecidos para la escritura ordinaria (3.0 cm margen izquierdo y 2.5 cm para los otros tres). La posición de estas tablas y figuras debe ser en tal forma que la parte

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superior de ellas dé hacia el lomo y la base hacia el extremo exterior de la página. Estas páginas podrán no tener el número.  Las tablas deben ser auto-explicativas. Deben llevar un encabezado explícito sobre datos mostrados en ellas; si es necesario dar algunos datos adicionales, se hará por medio de llamadas en el lugar correspondiente, que se refieran a notas a pie; las llamadas se harán por medio de números arábigos entre paréntesis, y los símbolos (*) y (**) deben usarse exclusivamente para indicar diferencias de significación estadística  Las figuras deben llevar un pie que explique claramente lo que se desea mostrar en ellas. Las gráficas deben ser fáciles de leer, a escala conveniente, y con señalamientos y símbolos fácilmente diferenciables.  Las tablas y las figuras deben insertarse lo más próximo posible al lugar en que se hace la referencia. Cuando ocupen menos de media página, pueden incluirse en el texto, del cual se separarán por un espacio doble al usual. Cuando ocupen más de media página, deben escribirse en páginas aparte, que se intercalarán entre las del texto siguiendo a aquella página en la que se haga referencia al cuadro o figura. La sección de Conclusiones es parte integrante de todo ensayo, debe presentar de manera ordenada y sintética los hechos que han sido definitivamente probados o rebatidos en el ensayo, nos deben dar respuestas a los objetivos e hipótesis planteadas Debe evitarse todo tipo de discusión. La sección de Literatura Citada es indispensable. En ella deberán presentarse solamente aquellas obras a las que se hace referencia en el texto. Se ordenarán siguiendo las normas ya expuestas anteriormente. ¡A PARTIR DE AQUÍ SOLAMENTE SE TE PROPORCIONAN GUÍAS PARA TU PROCESO DE INVESTIGACIÓN, LA PARTE MÁS IMPORTANTE TE CORRESPONDE A TI, ES EL INICIO DE UNA NUEVA ETAPA EN EL PROCESO DE TU FORMACIÓN DENTRO DE ESTA FACULTAD! En este sentido el objetivo principal de todas las siguientes prácticas, es el de proporcionarte una orientación para el análisis de los posibles especies que puedas encontrar en las muestras colectadas en los diferentes sistemas acuáticos y terrestres.

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PRÁCTICA Nº 2 SISTEMÁTICA Y TAXONOMÍA 1. INTRODUCCIÓN El hombre en su afán de conocer el mundo que lo rodea en todas sus dimensiones, ha optado por clasificar, ya sea por la necesidad de procurarse alimento, medicarse o protegerse, ésta actividad le ha permitido sistematizar los conocimientos. Este hecho milenario permitió ir creando las bases para la clasificación actual. Una actividad inicial fue la de separar a los organismos de acuerdo a sus usos: medicinales, comestibles, de construcción, etc., a medida que su conocimiento avanzo, pudo entonces hacer los primeros intentos de utilizar una clasificación más natural, en la cual se utilizó por ejemplo los hábitos de vida que para el caso de las plantas pudo ser: hierbas, arbustos, árboles, etc. Sin embargo, el primer intento de una clasificación más sistematizada se encuentra entre las antiguas culturas como los griegos, es el caso de Aristóteles quien dividió a los organismos en animales y vegetales. El avance en los descubrimientos e inventos dio un vuelco al arte de clasificar, ya que permitió avanzar a grandes pasos en esta ciencia, dando como resultado una secuencia evolutiva, la cual se manifiesta en las diferentes escuelas de la taxonomía, EVOLUTIVA, FENÉTICA Y CLADÍSTA, esto a derivado en una oportunidad para debatir los diferentes conceptos implícitos en el arte de la clasificación, SISTEMÁTICA, TAXONOMÍA, CLASIFICACIÓN, NOMENCLATURA, IDENTIFICACIÓN y DETERMINACIÓN, entre otros. La sistemática es la ciencia de la diversidad, es decir, la organización del conjunto total del conocimiento sobre los organismos. Incluye la información filogenética, taxonómica, ecológica o paleontológica. Es una disciplina de síntesis, de abstracción de conceptos, de enunciado de teorías explicativas de los fenómenos observados. Por lo tanto, tiene en sí, un trasfondo teórico que supera al de la taxonomía y una tendencia predictiva. La taxonomía ha sido definida como una forma de organizar la información biológica con arreglo a diferentes métodos como el feneticismo, el cladismo, la taxonomía evolutiva, criterios de tipo ecológico, paleontológico, etc. Es una disciplina eminentemente empírica y descriptiva, acumula fenómenos, hechos, objetos, y a partir de dicha acumulación genera las primeras hipótesis explicativas. Además de describir organismos, la importancia de la taxonomía estriba en que organiza la diversidad biológica en forma de clasificaciones. Existe una cierta confusión en el uso de los términos taxonomía y sistemática. Si taxonomía significa ordenar entonces sistemática significa reunir, juntar. Aunque ambos términos abarcan conceptos semejantes, la sistemática se ocupa más de la diversidad y de las relaciones entre los organismos, mientras que la taxonomía atiende a la clasificación de esa diversidad. Se ha criticado que la taxonomía deba tener necesariamente relación con la filogenia, a lo que se ha respondido diciendo que la clasificación se ha de realizar sobre alguna base sólida, sea del tipo que sea. Esta relación ha sido la de los parentescos de tipo evolutivo que llevan a parentescos de tipo

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morfológico. Es un criterio al que podemos llamar natural, ya que se puede observar directamente en la naturaleza. El problema, en el fondo, es determinar hasta qué punto la taxonomía debe ser compatible con la filogenia pues no necesariamente ha de ser un compendio exhaustivo de esta última, "las clasificaciones que utilizamos en taxonomía son, de hecho, resúmenes de hipótesis filogenéticas, o filogenias simplificadas". La clasificación es el método básico que emplea el hombre para enfrentarse con la organización del mundo que le circunda. Intuitivamente ordena los seres con unos criterios, los reagrupa en conjuntos jerarquizados y forma con ellos una clasificación, entonces una clasificación se podría definir como la ordenación de los seres en jerarquías de clases. Los organismos que comparten muchas características se dice que forman un grupo único, es la ordenación de los seres en grupos de tamaño creciente, dispuestos de una manera jerárquica. Los distintos niveles de jerarquías de una clasificación se denominan CATEGORÍAS TAXONÓMICAS y los grupos que se forman en una clasificación, independientemente de las categorías que tengan, se denominan taxones (plural TAXA en latín, en singular taxón) o grupos taxonómicos. Es importante que se establezcan diferencias claras entre TAXÓN y CATEGORÍA TAXONÓMICA, el primero se refiere a un conjunto de organismos agrupados debido a que comparten ciertos caracteres, en tanto que el segundo se refiere al ordenamiento jerárquico de los taxones, es decir, integra y subordina diferentes categorías de manera ordenada como si fuera una gran biblioteca, donde cada sección de la misma correspondería a una categoría muy amplia y dentro de cada sección se establecen anaqueles con diferentes temáticas, por ejemplo: ciencias naturales, ciencias exactas, ciencias económicas, etc., y dentro de cada sección existen compartimentos correspondientes a nuevas subdivisiones: biología, medicina, química, etc., a su vez éstas se subdividen por ejemplo en biología tendríamos: microbiología, botánica, zoología, ecología, entre otras. De la misma manera los organismos los agrupamos, actualmente las grandes categorías taxonómicas reconocidas son: DOMINIO, REINO, DIVISIÓN O PHYLUM, CLASE, ORDEN, FAMILIA, GÉNERO y ESPECIE, (Fig. 1). DOMINIO EUKARIA

REINO PROTISTA

DIVISIÓN O PHYLUM

CLASE

ORDEN

FAMILIA GÉNERO

ESPECIE

REINO PLANTAE

DIVISIÓN O PHYLUM

CLASE

ORDEN

FAMILIA GÉNERO

ESPECIE

REINO ANIMALIA

DIVISIÓN O PHYLUM

CLASE

ORDEN

FAMILIA GÉNERO

ESPECIE

Figura 1. Categorías taxonómicas

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A partir de la categoría División o Phylum, se pueden establecer diferentes subcategorías las cuales suelen ser de dudosas relaciones filogenéticas y su aceptación depende del CÓDIGO DE NOMENCLATURA BIOLÓGICA utilizado. Los códigos internacionales de nomenclatura biológica reconocen la especie como la categoría taxonómica básica sobre la que se sustenta toda la jerarquización de los organismos vivos. Existen muchas definiciones de especie, pero en nuestro caso práctico para definir especie empleamos caracteres morfológicos. Estos caracteres son reflejo de sus genes, son la fuente de datos que mide más fielmente las interrelaciones evolutivas, y por ello deben ser la única base para el reconocimiento de las especies como una unidad taxonómica, aunque el hecho de que las especies se definan por sus caracteres morfológicos plantea problemas metodológicos muy serios. Por ejemplo: CASO 1 Al analizar la morfología de una sola especie de diatomea, Coscinodiscus asteromphalus, sino se considera su forma de reproducción asexual podríamos clasificarla como más de una especie, ya que el tamaño de las células hijas resultantes de la mitosis cambia drásticamente, después de un tiempo determinado, en el cual ocurren varias divisiones mitóticas (Fig. 2). 1a mitosis (1 hora)

2a mitosis (2 horas)





Figura 2. Mitosis reduccional en Coscinodiscus asteromphalus En este caso el diámetro de las células no es un factor morfométrico que nos ayude a definir la especie de Coscinodiscus, sin embargo, otras observaciones de los ejemplares nos pueden ayudar para identificar dicha especie, por ejemplo, el número de areolas en la valva y la presencia de una roseta central con un número definido de areolas mantienen su proporción, aún cuando los organismos se reproduzcan por mitosis reduccional. CASO 2 Cuando comparamos diferentes ejemplares de un dinoflagelado marino del género Ceratium, si desconocemos la plasticidad genética del mismo, los morfos que este pueda presentar podrían clasificarse como especies diferentes, es así que, Ceratium divaricatum, ha desatado una polémica morfológica entre diferentes investigadores, la forma y tamaño de los cuernos antapicales y el apical presentan fuertes variaciones, y para sumar más problemas si los investigadores no observan adecuadamente los individuos pueden cometer errores de interpretación, ya que no es lo mismo mirar

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el organismo en posición ventral que dorsal, puesto que el lugar del cuerno antapical más grande cambiaría de ser derecho a ser izquierdo o viceversa (Fig. 3).

Vista ventral Vista dorsal Figura 3. Ejemplares de Ceratium divaricatum Para este caso también es importante que consideremos que los cuernos antapicales pueden cambiar de tamaño y de ángulo, lo cual llevó a establecer diferentes categorías subespecífica para el caso de Ceratium divaricatum. Incluso han llevado a diferentes investigadores a establecer esta misma especie como Ceratium balechii (Fig. 4).

Meave del Castillo et al. 2003

Hernández-Becerril and Alonso-Rodríguez 2004

Figura 4. Problemática morfológica de Ceratium divaricatum o Ceratium balechii

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CASO 3 Las formaciones de valvas teratogénicas en diatomeas de agua dulce es otro problema en la taxonomía de dicho grupo, ya que estos organismos son altamente sensibles a las variaciones ambientales, las cuales en caso de llegar al grado de elevada contaminación generan la modificación estructural de su frústula. Algunas características utilizadas en la taxonomía de diatomeas son el contorno valvar, la disposición y densidad de estrías, la presencia y prolongación del rafe, caracteres que pueden presentar formas aberrantes para la naturaleza de la especie provocadas por mutaciones debidas a la exposición excesiva de las especies a toxinas, material orgánico, nutrimentos y metales pesados, causando mutaciones morfológicas, principalmente cambiando el contorno valvar, la estructura del rafe, la disposición de estrías así como su densidad. Algunos de los géneros con mayor incidencia en mutaciones valvares son Fragilaria sp., Gomphonema sp., Encyonema sp., Eunotia sp., Navicula sp. y recientemente en el Río Lerma el género Eolimna sp. (Fig. 5)

Normal Modificada Encyonema sp. Normal Modificada Eunotia sp.

Normal Modificada Gomphonema sp.

Normal Modificada Ulnaria sp.

Figura 5. Efecto teratológico en diatomeas de agua dulce CASO 4 El efecto teratológico también se presenta en otro tipo de microalgas como es el caso de los silicoflagelados. En Dictyocha spp., se han podido observar formas aberrantes de los endoesqueletos silíceos de las mismas, como consecuencia de una falta de sílice en el medio o bien anomalías térmicas que impiden una correcta asimilación del silicato para la formación de endoesqueletos (Fig. 6).

Normal Aberrante Dictyocha californica

Normal Aberrante Dictyocha octanaria

Figura 6. Efecto teratológico en silicoflagelados marinos

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La nomenclatura biológica es la parte de la sistemática que asigna nombres a los seres vivos y grupos de seres vivos (taxones), Los primeros nombres que tuvieron los seres vivos fueron los nombres vernáculos o nombres comunes, pero estos tienen los siguientes inconvenientes:  No son universales, sólo son aplicables a una lengua.  Sólo algunos seres vivos tienen nombre vernáculo.  A menudo dos o más seres vivos no relacionados tienen el mismo nombre o un mismo ser vivo tiene diferentes nombres comunes.  Se aplican indistintamente a géneros, especies o variedades. Por ejemplo: El perro mexicano los Nahuatl lo llaman “Xoloscuintle”, los Purépechas “Huicho”. La nomenclatura biológica trata de evitar estos problemas y establece una serie de reglas llamadas CÓDIGOS DE NOMENCLATURA. En la antigüedad (época prelinneana) cada planta era conocida en círculos eruditos por una larga frase descriptiva en latín, el SISTEMA POLINOMIAL O POLINOMINAL, que crecía a medida que se encontraban nuevas especies semejantes. Así, por ejemplo, la "hierba gatera" (Nepeta cataria L.) se mencionaba como: Nepeta floribus interrupte spiculatus pedunculatis (que quiere decir Nepeta con flores en una espiga pedunculada interrumpida). El primero que sugirió la idea para adoptar sólo dos palabras (sistema binomial/binominal) fue Gaspar Bauhin. Pero no fue hasta la publicación de Species Plantarum por Linneo en 1753 que el SISTEMA BINOMIAL fue establecido definitivamente. Linneo describió y nombró por tal sistema todo el mundo vivo conocido hasta la fecha (Fig. 7).

Figura 7. Linneo y su obra El nombre científico o nombre específico de un organismo vivo es una combinación de dos palabras en latín:  EL NOMBRE GENÉRICO O GÉNERO  EL EPÍTETO ESPECÍFICO  Los cuales siempre deberán de escribirse en cursivas. Por ejemplo, el encino es Quercus rotundifolia Lam., el pino piñonero es Pinus pinea L.  El Género inicia con mayúscula y la especie con minúscula.  El nombre científico siempre se acompaña del apellido abreviado del autor que lo describió  por primera vez de forma efectiva o válida. Lam. es abreviación de Lamarck y L. es la  breviación de Linneo.

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 Ningún nombre científico está completo sino se acompaña del nombre del autor o forma  abreviada de este, además del año en que fue descrito ya sea el género o la especie. Actualmente existen diferentes códigos de nomenclatura biológica, aplicables al Reino Protista, a continuación se mencionan los principales: CÓDIGO INTERNACIONAL DE NOMENCLATURA BOTÁNICA (conocido por sus siglas en inglés: ICBN), es el compendio de reglas que rigen la nomenclatura taxonómica de los organismos vegetales y las algas, a efectos de determinar, para cada taxón vegetal, un único nombre válido internacionalmente. CÓDIGO INTERNACIONAL DE NOMENCLATURA ZOOLÓGICA (conocido por sus siglas en inglés: ICZN) tiene como propósito fundamental proporcionar la máxima universalidad y continuidad de los nombres científicos de los animales compatibles con la libertad de los científicos para clasificar los animales según sus criterios taxonómicos. El Código reglamenta los nombres de los taxones de animales (reino Animalia) y de otros clados de eucariotas tradicionalmente considerados "protozoos". ¿QUE HACE UN TAXÓNOMO? Para clasificar los taxónomos usan los parecidos y las diferencias que hay entre los organismos. Se trabaja para encontrar caracteres o las peculiaridades de cada especie. El intento de clasificar a toda la diversidad del mundo vivo es muy antiguo este intento enfrenta grandes dificultades debido a que es necesario unificar los criterios para que cada grupo de organismos se halle claramente diferenciado del resto. Por lo tanto, una buena clasificación es aquella que permite desarrollar un árbol evolutivo a partir de los grupos creados, aunque el árbol no sea exhaustivo. La taxonomía no tiene en cuenta aspectos evolutivos en su elaboración del trabajo diario. No obstante, la taxonomía tradicional, basada casi exclusivamente en caracteres morfológicos, ha establecido una clasificación que en la actualidad se muestra como bastante cercana a la realidad. Esto es debido a que las semejanzas morfológicas obedecen a criterios de relaciones filogenéticas: cuanto más cercanas sean dos especies, evolutivamente hablando, más parecidas serán en su morfología. Por lo tanto, cuando un taxónomo trabaja, aún no siendo consciente de ello, está realizando comparaciones de tipo filogenético aunque sea a un nivel básico. Por ello las clasificaciones son teorías acerca de la base del orden natural, y no tediosos catálogos compilados con el único fin de evitar el caos. ¿Cuáles son entonces las herramientas que utilizan los taxónomos? Básicamente son dos la DETERMINACIÓN y/o la IDENTIFICACIÓN, consisten en dar nombre a un organismo por referencia a una clasificación existente, con ayuda de bibliografía (CLAVES), o por comparación con un organismo de identidad conocida (identificación). En algunos casos, luego de eliminar las posibilidades de que sea semejante a un elemento conocido, podría ser descubierto un nuevo organismo para la ciencia (determinación). La nomenclatura no está involucrada en el proceso de identificación. Para llevar a cabo estas actividades, es necesario que la información sobre los taxones esté disponible de una forma accesible.

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La otra parte indispensable en el quehacer del taxónomo corresponde a los medios físicos que utilizará, elementos como lupas o microscopios, son necesarios para observar los caracteres del organismo que permiten ubicarlo en uno u otro taxón, y como ya se mencionó requiere de una base bibliográfica especializada, la información normalmente está disponible en enormes libros llamados CLAVES DE IDENTIFICACIÓN ("clave“ o “key” en inglés), que poseen un sistema que va guiando al lector hacia el taxón al que pertenece su organismo. Normalmente las claves de identificación son para una zona específica, ya que sería inútil ingresar en ellas la información sobre taxones que no se localizan en la región en la que se encontró el organismo a determinar. Las claves o llaves, son instrumentos que sirven por lo tanto, para determinar organismos desconocidos. Con ellas es posible ubicar la especie a que pertenece un determinado ejemplar, asignarle un nombre y sobre todo, un lugar en el sistema de clasificación. También existen claves que permiten ubicar las distintas categorías sistemáticas (taxa) a que pertenece un organismo, como son: Género, Familia, Orden, Clase y División (Fig. 8).

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CLAVE DIDÁCTICA PARA LA DETERMINACIÓN DE DIVISIONES DE ORGANISMOS VEGETALOIDES 1. Células con cripta evidente ..................................................................................................... CRYPTOPHYTA 1’. Células sin cripta ............................................................................................................................................. 2 2. Organismos generalmente multinucleados ............................................................................ XANTHOPHYTA 2’. Organismos nunca multinucleados ................................................................................................................. 3 3. Células con sutura sagital y/o sulcus y cíngulo ....................................................................... PYRROPHYTA 3’. Células sin sutura sagital ni sulcus ................................................................................................................ 4 4. Células con cubierta celular a manera de pared, endoesqueleto, cocolitos, escamas o lórica ...................... ..................................................................................................................................................CHRYSOPHYTA 4’. Células sólo con periplasto anillado (metabolia), o con lórica ........................................... EUGLENOPHYTA CLAVE DIDÁCTICA PARA LAS CLASES DE ORGANISMOS VEGETALOIDES 1. Organismos generalmente multinucleados sifonados, la mayoría filamentosos y globosos ................................. ................................................................................................................................................ XANTHOPHYCEAE 1’. Organismos solamente uninucleados, la mayoría unicelulares, poco común filamentosos .............................. 2 2. Organismos con una cripta evidente y eyectosomas ............................................................. CRYPTOPHYCEAE 2’. Organismos sin cripta ni eyectosomas ............................................................................................................... 3 3. Células ovales, con una sutura sagital que une dos valvas ..................................................... DESMOPHYCEAE 3’. Células sin sutura sagital ................................................................................................................................... 4 4. Células generalmente con cíngulo y sulcus evidente, algunas veces presentan tentáculo .......... DINOPHYCEAE 4’. Células de otra forma y sin tentáculo ................................................................................................................. 5 5. Células con pared celular en forma de exoesqueleto silíceo o lóricas silíceas y mucilaginosas ........................... .................................................................................................................................................CHRYSOPHYCEAE 5’. Células sin exoesqueleto ni lóricas silíceas ........................................................................................................ 6 6. Células con pared celular silícea a manera de caja de petri, presentan dos vistas una valvar y otra conectiva o cingular (cíngulo) ............................................................................................................... BACILLARIOPHYCEAE 6’. Células sin pared celular pero si con periplasto, pueden presentar lóricas mucilaginosas pero nunca silíceas algunos presentan metabolia .................................................................................................. EUGLENOPHYCEAE

CLAVE ARTIFICIAL PARA DINOPHYTA DINOPHYCEAE 1. Células sin placas o tecas ................................................................................................ 2 1’. Células con placas o tecas .............................................................................................. 5 2. Células con cíngulo y sulcus evidentes ..................................................... Gymnodinium 2’. Células sin cíngulo y sulcus evidentes ........................................................................... 3 3. Células globosas .............................................................................................................. 4 3’. Células fusiformes convexas .......................................................................... Pyrocystis 4. Células con tentáculo ........................................................................................ Noctiluca 4’. Células sin tentáculo ...................................................................................... Pyrocystis 5. Células aplanadas lateralmente ..................................................................................... 6 5’. Células si aplanadas no lateralmente ........................................................................... 9 6. Células con sutura sagital en alguna de sus vistas .................................. Prorocentrum 6’. Células cuando menos con cíngulo evidente ................................................................. 7 7. Células con epicono muy reducido e hipocono demasiado largo ............. Amphisolenia 7’. Células con epicono poco reducido e hipocono cuando menos cinco veces el epicono . 8 8. Células con membranas alares sulcales muy evidentes y con costillas .... Ornithocercus 8’. Células con membranas alares sulcales poco evidentes ............................... Dinophysis 9. Células con sulcus muy ancho y cuando menos un cuerno antapical grande .. Ceratium 9’. Células con sulcus angosto con o sin cuernos antapicales .......................................... 10

Figura 8. Claves dicotómicas artificiales para diferentes categorías taxonómicas Las claves usualmente son diagnósticas, esto es, identifican un organismo desconocido utilizando sólo los rasgos más notorios por los cuales varios taxa pueden ser reconocidos, los caracteres diagnósticos usados en tales claves deben ser notorios y claramente diferenciables. La mayoría de las claves usadas hoy en día son dicotómicas, o sea, presentan 2 alternativas contrastantes en cada paso. Cada par de claves alternativas es llamado pareja, la clave se diseña de manera que una parte de la pareja es aceptada y la otra rechazada. Algunas claves pueden no ser dicotómicas y pueden proporcionar tres o cuatro alternativas, pero se prefieren los pares de alternativas. En este sentido

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podemos encontrar diferentes tipos de claves dicotómicas, a continuación se presentan algunas de ellas: CLAVES INDENTADAS: Las claves indentadas, son las más utilizadas en manuales para la identificación de organismos. En estas, la descripción de cada grupo de características está a una determinada distancia del margen izquierdo de la página, de manera que el grupo de características contrastantes está a la misma distancia del margen y generalmente empieza con la misma palabra. A medida que se avanza por la clave, las líneas están cada vez más indentadas en cada grupo de características subordinadas (Fig. 9). A-1. Membrana pedal extensa y que cubre por lo menos 2/3 partes de los dedos .................................... C. agilis A-2. Membrana pedal mínima o ausente. B-1. Raya dorsolateral presente; raya ventrolateral presente o ausente; línea lateral oblicua incompleta (no hasta el ojo). C-1. Raya ventrolateral presente (a veces no se nota en los animales preservados); vientre inmaculado; una raya longitudinal obscura en parte postero-distal del muslo ...................................... C. pratti C-2. Raya ventrolateral ausente; vientre manchado o reticulado; raya longitudinal obscura en la parte postero-distal del muslo ausente ................................................................................... C. latinasus B-2. Raya dorsolateral ausente (a veces perceptible en C. imbricolus); raya ventrolateral ausente (excepto, ocasionalmente, en C. nubicola); línea lateral oblicua completa (de ingle a ojo) incompleta o ausente. C-1. Línea lateral oblicua ausente ......................................................................................... C. mertensi C-2. Línea lateral oblicua presente. D-1. Línea lateral oblicua incompleta (no hasta el ojo). E-1. Vientre moteado de blanco (azul); una mancha clara en parte próxima de muslo ........... ..................................................................................................................... C. imbricolus E-2. Vientre inmaculado; mancha en parte proxima de muslo ausente ............. C. inguinalis

Figura 9. Clave indentada CLAVES PARALELAS: En éstas, los dos grupos de características contrastantes se escriben en líneas consecutivas (seguidas), de manera que es muy fácil hacer la comparación. al final de cada línea (en el margen derecho de la página), se encuentra un número que indica el nuevo par de caracteres contrastantes a comparar, o el nombre de la especie que se pretende identificar. este tipo de clave es muy útil cuando se trata de un gran número de especies (Fig. 10). 1. Organismos con un solo flagelo ………………………………..................………………………….. 2 1’. Organismos con más de un flagelo ………………………………..................………………………. 5 2. Organismos con un collar de microfibrillas bordenado al flagelo ……….............…………… 3 2’. Organismos sin collar de microfibrillas en el flagelo ……………………............................... 4 3. Organismos con collar trapezoidal ……………………………….............………………. Cosmoeca 3’. Organismos con collar cónico …………………………………..............…..…………... Pleurosiga 4. Organismos con una membrana alar sobre el flagelo …………...........……….. Trypanosoma 4’. Organismos sin membrana alar sobre el flagelo …………………..........…….…… Leishmania 5. Organismos solamente con axostilo ..................…………………................……………………… 6 5’. Organismos con rsotrum y axostilo …………………………………………................…………… 7 6. Organismos con axostilo muy largo y cinco flagelos …………………............………..... Giardia 6’. Organismos con axostilo corto y siete flagelos ...…...……………..…...........…… Trichomonas 7. Organismos con flagelos en forma de penacho, rostrum no evidente ….......... Lophomonas 7’. Organismos con flagelos hacia la parte posterior, rostrum evidente …...... Trichonympha

Figura 10. Clave paralela

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2. OBJETIVO: familiarizar al alumno con el trabajo básico que realiza un taxónomo. 3. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA a) El ejercicio lo iniciaremos con un conjunto de formas geométricas, lo cual nos facilitarán la tarea, recorta las figuras de la lámina 1. b) Debes tomar en cuenta las siguientes instrucciones: “LA TEORÍA DE CONJUNTOS HERRAMIENTA INDISPENSABLE PARA FACILITAR EL TRABAJO” Recuerda que la clave es de tipo dicotómico paralela y por lo tanto manejaras dos alternativas contrastantes por ejemplo:  Forma oblonga  Forma cuadrangular  Cada alternativa nos deberá de llevar a un nuevo número, siempre y cuando no se haya separado de manera individual alguno de los elementos, en tal caso deberás asignarle un nombre y esa opción se cierra.  Comúnmente, los elementos deberán quedar separados de manera individual en la segunda alternativa, de tal manera que a la primera le asignes el número siguiente y puedas continuar tu clave.  Debes iniciar redactando el primer criterio que utilizaste.  Cuando tengas separados ambos grupos, inicia la redacción del siguiente paso a partir del primer grupo que formaste, solamente podrás continuar con el segundo grupo hasta que hayas terminado el primero.  El anterior procedimiento deberá de aplicarse en todos los casos en los que se hayan creado nuevos subconjuntos.  Finalmente, cuando hayas terminado el primer subconjunto, podrás continuar con el segundo, asignándole al mismo el número que le corresponda y así sucesivamente. c) A continuación redacta la clave que obtuviste. d) Ahora, procede a realizar el mismo ejercicio, pero utilizando las fotografías de diferentes protistas que se presentan en las láminas 2 y 3, para lo cual deberás guiarte con los siguientes pasos:  Recorta las figuras y asígnale letras o nombres a cada una.  Separa tu conjunto de protistas en dos subconjuntos considerando por ejemplo la forma.  En cada subconjunto formado utiliza un nuevo criterio, por ejemplo: la simetría, presencia de poros, ordenación de los poros o areolas, existencia de flagelos y número de los mismos, presencia de ranuras o canales longitudinales, presencia de surcos longitudinales o transversales, entre otras.

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OJO: no utilices el tamaño, recuerda que este puede variar dependiendo del tipo de reproducción asexual que se presente.  En general sigue los mismos pasos que utilizaste para las figuras geométricas hasta que termines de separar las hojas totalmente. RECUERDA ANOTA LAS CARACTERÍSTICAS CONTRASTANTES QUE UTILIZASTE PARA CADA PASO. Son los datos que te permitirán elaborar y redactar tu clave, lo que corresponde al paso final de tu ejercicio.

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Lámina 1. Formas Geométricas

a

d

b

e

g

c

f

h

i

j

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Lámina 2a. Protistas vegetaloides (microalgas)

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Lámina 2b. Protistas vegetaloides (microalgas)

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Lámina 3a. Protistas animaloides (protozoos)

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Lámina 3b. Protistas animaloides (protozoos)

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PRÁCTICA N° 3 CONOCIMIENTOS BÁSICOS DE MICROSCOPÍA Y MORFOLOGÍA GENERAL DE LOS PROTISTA 1. INTRODUCCIÓN A LA MICROSCOPÍA El microscopio, es un instrumento que permite observar objetos que son demasiado pequeños para ser vistos a simple vista. El tipo más común de microscopio y el primero que se inventó es el óptico, este es un instrumento que contiene una o varias lentes que permiten obtener una imagen aumentada del objeto y que funciona por refracción. La ciencia que investiga las formas pequeñas utilizando este instrumento se llama MICROSCOPÍA. El microscopio se invento, hacia 1610, por Galileo, según los italianos, o por Jansen, en opinión de los holandeses. La palabra microscopio fue utilizada por primera vez por los integrantes de la "Accademia dei Lincei" una sociedad científica a la que pertenecía Galileo y que publicaron un trabajo sobre la observación microscópica del aspecto de una abeja. Las primeras publicaciones importantes en el campo de la microscopia aparecen en 1660 y 1665 cuando Malpighi prueba la teoría de Harvey sobre la circulación sanguínea al observar al microscopio los capilares sanguíneos y Hooke publica su obra Micrographia. A mediados del siglo XVII un comerciante holandés, Leenwenhoek, utilizando microscopios simples de fabricación propia describió por primera vez protozoos, bacterias, espermatozoides y glóbulos rojos Durante el siglo XVIII el microscopio sufrió diversos adelantos mecánicos que aumentaron su estabilidad y su facilidad de uso aunque no se desarrollaron mejoras ópticas. Las mejoras más importantes de la óptica surgieron en 1877 cuando Abbe publica su teoría del microscopio y por encargo de Carl Zeiss mejora la microscopía de inmersión sustituyendo el agua por aceite de cedro lo que permite obtener aumentos de 2000. A principios de los años 30 del siglo XX, se había alcanzado el límite teórico para los microscopios ópticos los máximos aumentos logrados eran de 500X o 1000X. En el segundo cuarto del siglo XX, se desarrolla un nuevo tipo de microscopio, el electrónico de transmisión (MET), fue el primero en su tipo, este utiliza un haz de electrones en lugar de luz para enfocar la muestra, consiguiendo aumentos de 100.000X. Fue desarrollado por Max Knoll y Ernest Ruska en Alemania en 1931. Posteriormente, en 1942 se desarrolla el microscopio electrónico de barrido (MEB). El microscopio óptico está constituido de las siguientes partes (Fig. 1): Sistema óptico CABEZAL: El cual es metálico y contiene prismas internos, tubos portaoculares y escala de Vernier. Su función es captar el haz luminoso que lleva la información de la imagen hacia los oculares, se encuentra en la parte superior del brazo.

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OCULARES: estas lentes permiten aumentar el tamaño de la imagen primaria. Se componen por un mínimo de dos lentes separados entre sí, una está localizada cerca de la imagen primaria y se llama lente colectora o de campo y la segunda se encuentra por encima de la anterior y es la que transmite la imagen al ojo, llamada lente ocular. OBJETIVOS: producen la imagen primaria y es responsable de la claridad de la misma, de los detalles estructurales, etc., que no pueden ser mejorados por los demás elementos ópticos del microscopio. CONDENSADOR: Su finalidad es la de conducir los rayos procedentes de la fuente luminosa hacia la preparación en la parte enfocada por el objetivo, de modo que el campo visual presente una iluminación uniforme. El condensador tiene además una segunda finalidad que es proporcionar al objetivo un cono de luz de tamaño y naturaleza adecuada para la obtención de resultados ópticos. DIAFRAGMA: Controla la apertura numérica y regula la cantidad de luz que entra en el condensador. Sistema de iluminación FOCO: Es la fuente de luz, la cual se dirige hacia un condensador y se regula mediante un diafragma.

Oculares

Cabezal

Revólver Brazo

Objetivos Platina

Desplazador de platina

Condensador Tornillos de ajuste para el haz de luz

Macrométrico

Palanca de ajuste para el diafragma del condensador

Micrométrico

Diafragma de la fuente de luz

Fuente de luz

Base

Figura 1. Componentes del microscopio compuesto

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Sistema mecánico SOPORTE: Es el sostén de todas las partes del microscopio. PLATINA: es una pieza metálica colocada en la parte superior del porta condensador, es la que sostiene al carro de aluminio o porta objetos. Tiene un orificio en el centro por el cual pasa los rayos luminosos, sirve de soporte al portaobjetos. Su función es el desplazamiento por medio del tornillo macrométrico de ascender o descender para buscar la distancia focal. CARRO DE ALUMINIO: Es una pieza metálica con desplazamiento horizontal y vertical compuesta con escala de Vernier, graduada en los ejes "X y Y", pinza tensor del porta objetos, por medio del desplazamiento se localiza el objeto a identificar, utilizando las coordenadas de los ejes. REVÓLVER: Es una pieza metálica giratoria estriada, con orificios estándar para la colocación de los lentes objetivo. Su función es el giro hacia la izquierda o derecha de los objetivos de menor a mayor aumento. CONTROLES DE ENFOQUE: tienen un finísimo mecanismo coaxial para los movimientos macrométrico y micrométrico, consta de dos partes:  TORNILLOS MACROMÉTRICOS, accionan el movimiento macro (desplazamiento de ascenso y descenso) rápido.  TORNILLOS MICROMÉTRICOS, accionan el movimiento micro (le dan nitidez a la imagen observada), dan precisión a la imagen. 2. INTRODUCCIÓN A LA MORFOLOGÍA GENERAL DEL REINO PROTISTA El análisis de organismos del Reino Protista cae dentro de la rama de la biología que estudia a las células tomando en cuenta su estructura, funciones e importancia en la complejidad de los seres vivos, rama que recibe el nombre de Citología. En el Reino Protista se encuentran agrupados tanto organismos que presentan similitudes con células vegetales (VEGETALOIDES o microalgas), (Fig. 2), como aquellos que presentan semejanzas con células animales (ANIMALOIDES o protozoos), (Fig. 3), lo cual nos obliga a conocer las características citológicas de cada una de las células mencionadas.

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Membrana Plasmática

Pared Celular

Vacuola

Mitocondrias

Pirenoide Retículo Endoplásmico Rugoso Cloroplasto

Aparato de Golgi

Leucoplasto

Nucleólo

Membrana Nuclear Núcleo

Figura 2. Célula vegetal típica

Membrana celular Vacuola contráctil Núcleo Centriólo

Nucleólo

Fagocitos Aparato de Golgi

Retículo endoplásmico

Mitocondrias

Figura 3. Célula animal típica

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La morfología comparada del reino protista es la fuente principal de caracteres utilizados para reconocer las relaciones y las diferencias entre todos los niveles taxonómicos de las diversas formas. El estudio de las características morfológicas de los integrantes de este Reino, han sido abordadas por diferentes investigadores, para el caso de México, González (1994), y López y Serrano (1994), han propuesto una serie de criterios que nos permiten distinguir entre los diferentes tipos morfológicos de las células vegetaloides y animaloides, ambas versiones pueden considerarse como complementarias y de gran utilidad para los propósitos del presente manual. López (1994), menciona que: ...La aceptación de la protistología como entidad válida permite ignorar la mayor parte de las controversias acerca de la “animalidad” o “vegetalidad” de los organismos en cuestión. Es importante citar que González (Op. Cit.), menciona que todos los elementos microalgales (células vegetaloides) al igual que todas las algas, se unifican porque comparten las expresiones morfológicas, por lo cual se les consideran como un grupo filofenético, tomando en cuenta el grado de complejidad estructural y funcional como un estatus morfofiológico de la expresión física de una especie o grupos de especies. Todos los pasos de un nivel de organización inferior a otro inmediatamente superior están ligados a la presencia de una nueva propiedad o adquisición de una capacidad importante, lo que tiene por consecuencia una modificación fundamental en la estructura y en la forma de vida. Lo anterior permite tener un criterio de orden para sistematizar a la diversidad microalgal, de tal forma que se pueden subdividir las microalgas en dos grandes grupos PROTOFITAS Y TALOFITAS (Tabla 1). PROTOFITAS: algas cuyo cuerpo se encuentra constituido por una sola célula y cuya forma primaria es la esfera; la misma desempeña todas las funciones básicas de los seres vivos. TALOFITAS: La estructura fundamental eucariótica es un cuerpo formado por una masa de células con poca diferenciación a lo cual se le llama TALO.

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Tabla 1. Principales Características Morfológicas de las Microalgas (González, 1994) GRUPO BASE

SUBGRUPO Procariontes

PROTOFITAS

Eucariontes (Fig. 4) Cenobiales (Fig. 5) TALOFITAS

Plasmodiales (Fig. 6)

Cenocíticas (Fig. 7)

Coloniales (Fig. 8)

Filamentosas (Fig. 9)

CARACTERIZACIÓN Células sin membranas internas que delimiten los organelos, pueden presentar zonas o regiones como son: nucleoide o centroplasma y cromoplasma o zona de pigmentación (no se presentan elementos en el Reino Protista). Las células presentan membranas internas que delimitan perfectamente a todos los organelos, aquí se consideran los elementos unicelulares. Talo constituido por un agregado celular bien definido con respecto al arreglo y número de células que lo constituyen, su forma puede ser esférica, cilíndrica o filamentosa, etc. El conjunto esta rodeado por una matriz gelatinosa (mucilago) común (CENOBIO), es pues una asociación de talófitos que duran una sola generación (todos mueren simultáneamente a diferencia de la colonia) y los elementos descienden de una misma célula madre. Constituidos por una masa protoplasmática multinucleada, carente de paredes celulares (PLASMODIO), se originan por la división del núcleo, sin haber formación de membranas o por fusión de varias células que se reúnen y pierden sus membranas. Talo constituido por una masa protoplasmática multinucleada en forma de tubo o sifón (CENOCITO), que resulta de diversas divisiones nucleares sin que haya división citoplasmática, las paredes transversales solo se forman para dar lugar a las estructuras reproductoras. Este estadio también es conocido como SIFONADO cuando realmente no presentan tabiques transversales que separen células, y CENOCÍTICO cuando se presentan tabiques transversales entre células multinucleadas. Los talos están conformados por agrupaciones celulares en las cuales se presenta división del trabajo, es decir, no todas las células realizan el conjunto de las funciones del organismo, sino existen células especializadas en funciones determinadas, asociación de talófitos en la que las células proceden todas de una sola célula madre, similar a los cenobios pero más permanentes y en la que se suceden las generaciones. (Fig. 4): CONSORCIOS, la agregación se lleva a cabo después de que se originan las células. COLONIAS VERDADERAS, la agregación se realiza desde el momento del origen de las células. Considerando como verdaderos talos multicelulares, siendo el resultado de la división sucesiva de una sola célula a partir del cual se derivan células íntimamente unidas con membranas celulares compartidas, pueden ser simples o ramificados.

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Surirella sp.

Ornithocercus sp.

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Discosphaera sp.

Chlamydomonas sp.

Figura 4. Protofitos eucariontes unicelulares

Cymbella sp. Filamentoso

Chlorella sp.

Figura 6. Talofito palmeloide

Figura 5. Talofitos cenobiales

Tribonema sp. Cenocítica

Planktoniella sp. Esférico

Vaucheria sp. Sifonada

Figura 7. Talofito cenocítico

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Pediastrum sp. Radial o estrellado Ceratium sp. Chaetoceros sp. Consorcios filamentosos

Thalassionema sp. En zig zag

CONSORCIOS

Phaeocystis sp. Esférica sin diferenciación evidente de trabajo

COLONIAS VERDADERAS

Volvox sp. Esférica con alta diferenciación de trabajo

Figura 8. Talofitas coloniales

Aulacoseira sp.

Figura 9. Talofitas filamentosas

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Considerando a los grupos animaloides, los protozoos, López (1994), menciona que entre los indicadores taxonómico filogenéticos distintivos de los diferentes phyla de los protzoos, destacan las características flagelares y ciliares, los cuerpos basales, centriolos y estructuras corticales o peliculares asociadas, formas seudopodiales y estructuras citoesqueléticas de diversas clases, mitocondrias y características de su estructura y función, caracteres de los plastidios, estrucdtura del aparato de Golgi, la organización nuclear, características ecológicas y de comportamiento, rasgos específicos bioquímicos y moleculares. Cada una de estas son descritas por López y Serrano (1994), y se presentan en la Tabla 2. Tabla 2. Principales Características Morfológicas de los Protozoos (López y Serrano, 1994) CARACTERÍSTICA Esqueletos externos (Fig. 10) Organelos de locomoción (Fig. 11) Tamaño y forma del cuerpo (Fig. 12) Organelos de adherencia a sustratos (Fig. 13) Organización celular (Fig. 14)

DESCRIPCIÓN Productos no vivos del organismo (testas, conchas, lóricas, placas, membranas de quistes, varillas silíceas internas, etc.). Seudópodos, flagelos, cilios y sus modificaciones Existen todas las formas posibles (simetría radial y bilateral) y el tamaño varia desde 106 µm hasta 1µm. Pedúnculos, ventosas, ganchos, espinas.

Unicelular, colonial como cenobios (discoidales, arborescentes, esferoidales), catenoides (amorfas o de forma irregular). Diferenciación pelicular o superficial Ornamentaciones de las tecas, surcos, espinas, (Fig. 15) distribución y modelo de los flagelos y la ciliatura. Cuerpos subpeliculares y sistemas fibrilares Gránulos basales, fibras cinetodesmales, (Fig. 16) raicillas ciliares y sistemas de mionemas en ciliados y flagelados. Organelos de alimentación Presencia o ausencia de citostoma o de un (Fig. 17) aparato oral y posesión de estructuras como seudópodos, organelos ciliares y tentáculos relacionados con la fagotrofía. Diferenciación interna e inclusiones citoplasmáticas Vacuolas, sistema mastigonte o (Fig. 18) cariomastigonte y otras inclusiones. Características nucleares Tipo de núcleos monomorfismo, dimorfismo (Fig. 19) (micronúcleo y macronúcleo) y multinucleados.

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Eimeria sp. valvas

Bolivina sp. conchas

Ornithocercus sp. extensiones corporales

Eucyrtidium sp. testas

Dictyocha sp. esqueletos internos

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Peridinium sp. placas o tecas

Dictyocysta sp. lóricas

Figura 10. Esqueletos Externos

Leishmania sp. Flagelos

Arcella sp. Seudópodos

Euplotes sp. Cilios y membranelas

Figura 11. Organelos de Locomoción

Actinophrys sp. Simetría radial

Giardia sp. Simetría bilateral

Amoeba sp. Amorfos

Figura 12.Tamaño y forma del Cuerpo

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Epistylis sp. Pedúnculos

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Giardia sp. Ventosas

Plasmodium sp. Ganchos

Figura 13. Organelos de Adherencia a Sustratos

Opalina sp.

Unicelular

Sphaeroeca sp. Discoide

Proterospongia sp. Esférica

Zootamium sp. Arborescente

Codonocladium sp. Catenoide o irregular

Multicelulares coloniales

Figura 14. Organización celular

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Actinelius sp.

Stauracon sp.

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Trichonympha sp

Surcos, poros, espinas

Trichonympha sp. Disposición de flagelos

Codonellopsis sp. Arcella sp. Disposición de materia orgánica

Estrías

Trypanosoma sp. membranas

Paramecium sp. Coleps sp. Disposición de estrías y cilios

Figura 15. Diferenciación pelicular o superficial

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Gránulos basales

Estructura infraciliar

Trichonympha sp. Rostrum

Giardia sp. Axostilos

Fibras

Figura 16. Cuerpos subpeliculares y sistemas fibrilares

m

c c

Paramecium sp. Euplotes sp. Cistostoma (c) y membranelas (m)

Acineta sp. Tentáculos alimentarios

Figura 17. Organelos de Alimentación

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Leishmania sp. Uninucleado

a

b

Paramecium sp.

Trichonympha sp.

Vacuolas: a) contráctiles y b) digestivas

Cariomastigonte

Figura 18. Diferenciación interna e inclusiones citoplasmáticas

Macronúclero

Micronúclero Opalina sp. Multinucleado Binucleado

Figura 19. Características nucleares

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3. LAS TÉCNICAS DE TINCIÓN PARA LA OBSERVACIÓN DE ESTRUCTURAS CELULARES EN PROTISTAS La mayoría de las células son diminutas para ser detectadas a simple vista, por lo cual se requiere el uso del microscopio para ver la forma y estructura de estas. Sin embargo, no solo el microscopio basta para ello, es necesaria la utilización de otros implementos que nos faciliten poder distinguir a las células y sus estructuras. El uso de sustancias específicas, permiten la observación de las diferentes partes que las constituyen. Las técnicas de tinción son diversas, pero en general todas buscan el mismo objetivo: lograr que el índice de refracción de las distintas estructuras celulares sea diferente, para que al ser atravesadas por la luz den una imagen no homogénea. Si no se utilizarán colorantes, los rayos de luz pasarían a través de las células sin modificar su trayectoria, o modificándola muy poco, y nos darían una imagen muy homogénea, casi sin ninguna diferencia. Los métodos de coloración no funcionan si no consideramos algunos factores como los siguientes: Para que el objeto sea visible a través del microscopio, este debe de poseer cierto grado de contraste con el medio circundante. El microscopio debe poseer un poder de resolución suficiente para permitir la percepción, como objetos separados, de dos puntos adyacentes muy próximos en la imagen. Una vez que estamos seguros de que se cumplen los anteriores requisitos, entonces podemos proceder al uso de los colorantes. La mayoría de los colorantes son compuestos que tienen alguna afinidad específica por las estructuras celulares. Con frecuencia son moléculas cargadas positivamente (cationes - ácidos) y se combinan con intensidad con los constituyentes celulares cargados negativamente, tales como los ácidos nucleicos y los polisacáridos ácidos. Ejemplos de colorantes catiónicos son el azul de metileno, el cristal violeta y la safranina. Otros son moléculas cargadas negativamente (aniones - básicos) y se combinan con los constituyentes celulares cargados positivamente, tales como muchas proteínas. Esos colorantes incluyen la eosina, la fucsina ácida y el rojo congo. Los colorantes se clasifican en ácidos, básicos y neutros, según la parte de los mismos que imparta el color. Las moléculas de los colorantes están constituidas de dos partes: Grupo cromóforo, el cual confiere el color. Grupo axócromo, que le da la capacidad de transferir el color a la estructura. En los colorantes ácidos el grupo cromóforo (el que distribuye el color), es el componente ácido, el componente básico es incoloro. Lo contrario sucede con los colorantes básicos. Los colorantes neutros tienen coloreado el componente ácido y el básico. La mayoría de los colorantes son sintéticos, aunque se emplean todavía algunos naturales.

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Las soluciones colorantes también son clasificadas de acuerdo a su acción sobre células vivas o muertas: Soluciones colorantes no vitales: El Lugol, el carmín acético, el cristal violeta y la solución colorante de Gram tiñen ciertas estructuras de la célula. Durante este proceso de coloración o teñido, algunas proteínas son desnaturalizadas y la célula muere inmediatamente. Las células vivas no pueden ser estudiadas con estas soluciones. Soluciones colorantes vitales: En muchas ocasiones es necesario resaltar detalles específicos en células vivas. Las soluciones colorantes vitales matan los organismos lentamente, estos absorben las soluciones colorantes y continúan con sus funciones vitales por algún tiempo. En consecuencia, es posible teñir la célula viva para mostrar cilios, flagelos o estructuras intracelulares (núcleo, vacuolas, cloroplastos, etc.). Estas soluciones colorantes vitales son el azul de metileno, azul de crecil o crecilo, azul tripano, verde brillante, rojo neutro y el rojo congo. Existen cuatro tipos de técnicas de tinción: simples, diferenciales, específicas y combinadas: Tinciones simples. En estas se usa un sólo colorante, siempre de tipo básico. Son usados exclusivamente para incrementar el contraste; todas las células absorberán el colorante y quedarán teñidas del mismo color. Por tanto, la tinción simple mejora la observación de la célula completa. Tinciones diferenciales Se utilizan para distinguir entre tipos de células. La técnica de tinción diferencial consta de dos etapas: a) tinción primaria, siguiendo el mismo método que en una tinción simple y b) tinción de contraste. En la tinción de contraste se utiliza otro colorante que tiñe las células no teñidas por el primer colorante. Estas tinciones son muy utilizadas en microbiología. Por ejemplo, la tinción de Gram y la tinción de ácido-alcohol, ambas aplicadas a bacterias. Tinciones específicas Mientras las tinciones diferenciales permiten distinguir entre distintos tipos de células, las tinciones específicas incrementan el contraste en las mismas y revelan estructuras particulares, entre las que se incluyen las endosporas, los flagelos, las cápsulas, el núcleo, paredes celulares, cloroplastos, pirenoides y placas, entre otras. Coloración combinada Se tiñen los elementos nucleares y citoplasmáticos recurriéndose, al empleo sucesivo de colores básicos y ácidos que contrastan por sus colores. En el estudio citológico de las células vegetales se utilizan diferentes colorantes, los cuales se muestran en la Tabla 1, en la misma se describe la técnica para su aplicación y cuáles son los detalles de las estructuras celulares que permiten observar.

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Tabla 3. Colorantes más utilizados en Citología COLORANTE

TÉCNICA DE APLICACIÓN

Azul de Crecil o Tinción simple, a la muestra se le agrega Crecilo directamente una o más gotas del colorante (dependiendo del tamaño de la misma). Si se trata de muestras acuosas de microalgas, únicamente se deberá quitar el exceso mediante papel absorbente si es necesario. Cuando la muestra es más grande, ya sean algas, musgos o plantas vasculares, entonces debemos de pasar agua gota a gota después de haber agregado el colorante para hacer un lavado de la muestra y de esta manera quitar el excedente del colorante.

Azul de Metileno

Carmín Acético

Tinción simple, a la muestra se le agrega directamente una o más gotas del colorante (dependiendo del tamaño de la misma). Si se trata de muestras acuosas de microalgas, únicamente se deberá quitar el exceso mediante papel absorbente si es necesario. Cuando la muestra es más grande, ya sean algas, musgos o plantas vasculares, entonces debemos de pasar agua gota a gota después de haber agregado el colorante para hacer un lavado de la muestra y de esta manera quitar el excedente del colorante. Tinción diferencial, se requiere de colocar la muestra en un portobjetos y agregar el suficiente colorante gota a gota hasta que cubra la misma. El portaobjetos es tomado mediante pinzas de disección y pasado varias veces por una flama hasta que comience a hervir, sin llegar a dejar secar completamente la muestra, ésta se retira de la flama y se le coloca el cubre objetos: Con las mismas pinzas se sujeta el porta y cubreobjetos para hacerles pasar agua, de preferencia destilada, gota a gota hasta que la muestra queda lavada. Si se trata de muestras acuosas de microalgas, únicamente se deberá quitar el exceso mediante papel absorbente si es necesario.

ESTRUCTURAS CELULARES Es usado exclusivamente para incrementar el contraste de la pared celular, se pueden observar las interconexiones citoplasmáticas entre células (puntos de conexión, cribum y plasmodesmos.), o bien extensiones de la pared celular como procesos alares o membranosos, papilas, trígonos, lamelas, etc.). Además permite la diferenciación de tejidos en caso de las plantas vasculares (xilema, floema, etc.). Es usado exclusivamente para incrementar el contraste; toda la célula absorberá el colorante y quedara teñida del mismo color. Por tanto, la tinción simple mejora la observación de la célula completa y hará resaltar los organelos más grandes como núcleo y cloroplastos. Permite distinguir el o los núcleos, incrementando el contraste entre el citoplasma y el núcleo.

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Tabla 3. Colorantes más utilizados en Citología (Cont.) Lugol

Rojo Congo

Rojo Neutro

Rojo Sudán

Verde Brillante

Tinción diferencial, se requiere de colocar la muestra en un portobjetos y agregar el suficiente colorante gota a gota hasta que cubra la misma, se coloca el cubre objetos y con las pinzas de disección se sujeta el porta y cubreobjetos para hacerles pasar agua, de preferencia destilada, gota a gota hasta que la muestra queda lavada. Si se trata de muestras acuosas de microalgas, únicamente se deberá quitar el exceso mediante papel absorbente si es necesario. Tinción simple, a la muestra se le agrega directamente una o más gotas del colorante (dependiendo del tamaño de la misma). Si se trata de muestras acuosas de microalgas, únicamente se deberá quitar el exceso mediante papel absorbente si es necesario. Cuando la muestra es más grande, ya sean algas, musgos o plantas vasculares, entonces debemos de pasar agua gota a gota después de haber agregado el colorante para hacer un lavado de la muestra y de esta manera quitar el excedente del colorante.

Tinción simple, a la muestra se le agrega directamente una o más gotas del colorante (dependiendo del tamaño de la misma). Si se trata de muestras acuosas de microalgas, únicamente se deberá quitar el exceso mediante papel absorbente si es necesario. Cuando la muestra es más grande, ya sean algas, musgos o plantas vasculares, entonces debemos de pasar agua gota a gota después de haber agregado el colorante para hacer un lavado de la muestra y de esta manera quitar el excedente del colorante. Tinción simple, a la muestra se le agrega directamente una o más gotas del colorante (dependiendo del tamaño de la misma). Si se trata de muestras acuosas de microalgas, únicamente se deberá quitar el exceso mediante papel absorbente si es necesario. Cuando la muestra es más grande, ya sean algas, musgos o plantas vasculares, entonces debemos de pasar agua gota a gota después de haber agregado el colorante para hacer un lavado de la muestra y de esta manera quitar el excedente del colorante. Tinción diferencial, a la muestra adicione una o más gotas de verde brillante. Lave con agua corriente, como se indica en los casos anteriores, Cubra la lámina con fluoroglucina durante 2 minutos. Transcurridos los 2 minutos elimine el exceso de colorante, cubra con ácido clorhídrico, y coloque el cubreobjetos.

Permite distinguir las estructuras que contengan polisacáridos como el almidón o sus derivados, incrementando el contraste entre el citoplasma y estas estructuras (pirenoides y cloroplastos).

Es usado exclusivamente para incrementar el contraste de la pared celular, se pueden observar las interconexiones citoplasmáticas entre células (puntos de conexión, cribum y plasmodesmos.), o bien extensiónes de la pared celular como procesos alares o membranosos, papilas, trígonos, lamelas, etc.). Además permite la diferenciación de tejidos en caso de las plantas vasculares (xilema, floema, etc.). Permite distinguir las vacuolas, incrementando el contraste entre el citoplasma y las vacuolas.

Sirve para poner de manifiesto la región lipídica de la membrana.

Sirve para diferenciar los tejidos conductores. Si solamente se utiliza el verde brillante, incrementa el contraste; toda la célula absorberá el colorante y quedara teñida del mismo color. Por tanto, la tinción simple mejora la observación de la célula completa y hará resaltar los organelos más grandes como núcleo y cloroplastos.

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4. OBJETIVO Obtener los conocimientos básicos del manejo y limpieza de microscopios, para su correcta aplicación en la observación de organismos del reino protista. 5. MATERIALES Y EQUIPO     

Microscopio compuesto Porta y cubreobjetos Goteros Pipetas Pasteur Agujas de disección

Colorantes:  Lugol  Azul de crecil  Azul tripano  Azul de metileno  Carmín acético  Rojo neutro

Otros:     

Papel seda Papel higiénico Aceite de inmersión Solución limpia lentes Material biológico: Muestras de agua dulce y marina

6. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA Antes de iniciar tu sesión es conveniente que observes el microscopio que se te proporciono, familiarízate con él, toma en cuenta que existen diferentes modelos, pero en general tienen las mismas partes básicas (Fig. 20).

Figura 20. Microscopios ópticos compuestos

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Normalmente tu microscopio ya se encuentra calibrado (Fig. 21).

Figura 21. Fotografías que muestran cuando un microscopio está mal calibrado Para saberlo, es necesario que sigas estos pasos: a) Conecta el microscopio a la de toma corriente y enciéndelo, cuidado no subas toda la luz o te deslumbraras por un rato. b) Coloca una gota de agua con organismos en un portaobjetos y ponle el cubreobjetos, sitúalo en la platina, asegúrate de que el objetivo de 10x este en la posición para observar, sube la platina hasta el tope mediante el tornillo macrométrico y observa tu muestra. Busca tu enfoque del organismo utilizando el tornillo micrométrico, no todos tenemos la misma definición (Fig. 22).

Mal enfocado

Bien enfocado

Figura 22. Enfoque adecuado de tus muestras c) Ya que has logrado enfocar al organismo, ahora pasa el revólver al objetivo de 5x, en caso de no contar con este objetivo déjalo en el de 10x. Cierra totalmente ambos diafragmas, sube toda la luz y trata de buscar un hexágono de luz bien definido y de un solo color en su entorno al centro del campo de observación.

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“SI TIENES EL HEXÁGONO DE LUZ, ENTONCES YA ESTA CALIBRADO TU MICROSCOPIO” “SINO TIENES EL HEXÁGONO DE LUZ O ESTA MUY DIFUSO O HACIA UN LADO”, ENTONCES TU MICROSCOPIO NO ESTA CALIBRADO” EL PROCESO DE CALIBRACIÓN DE LA LUZ DEL MICROSCOPIO a) Colocar una o dos gotas de muestra en un portaobjetos y ponle su cubreobjetos (puedes usar la misma muestra del paso anterior). b) Enfoca con el objetivo de 5x cualquier partícula orgánica o inorgánica. c) Sube a su tope máximo la luz (CUIDADO HAZLO SIN OBSERVAR POR EL OCULAR). d) Cierra ambos diafragmas (el del condensador y el de la fuente de luz). e) Observa por los oculares, busca un hexágono de luz perfectamente definido en el interior del campo de observación. f) Si el hexágono de luz no está definido, utiliza el tornillo de elevación del condensador para subir el mismo hasta delimitar perfectamente la figura del hexágono. g. Checa que ese hexágono de luz se encuentre en el centro del campo. h) Si el hexágono esta desplazado hacia algún lado fuera del centro, utiliza los tornillos del condensador para desplazarlo lentamente hacia el centro del campo de observación (Fig. 23).

Figura 23. Desplazamiento del hexágono de luz mediante los tornillos del condensador i. Una vez ubicado en el centro del campo el hexágono de luz, procede a abrir el diafragma de la fuente de luz, el del condensador mantenlo cerrado, BAJA LA INTENSIDAD DE LA LUZ. j) Ahora sí, ya está listo el microscopio para poder utilizarlo, pasa el revólver al objetivo de 10x y busca los organismos en tu muestra.

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k) Si deseas más detalle de lo que estas observando puedes seguir dos pasos: i. Pasar del objetivo de menor aumento a uno de mayor aumento, si la distancia focal es la correcta, entonces este paso es automático, es decir, si tu mueves el revólver a cualquiera de los objetivos de mayor aumento no tendrás ningún problema, por precaución hazlo lentamente, cuando pases del objetivo de 10x al de 40x, si notas que va a chocar con tu portaobjetos entonces baja un poco la platina y pasa el objetivo, después enfoca con el tornillo micrométrico y listo a observar. ii) Si deseas hacer observaciones a detalle ya sea en un organismo muy pequeño o para ubicar algún organelo, entonces tendrás que utilizar el objetivo de 100x. CUIDADO Este objetivo solamente se puede usar con ayuda de un aceite especial que normalmente es de cedro, por eso se le llama objetivo de inmersión Para colocar la pequeña gota de aceite, primero cierra el diafragma de la platina hasta que quede un pequeño rayo de luz en el área del cubreobjetos donde deseas observar, mueve el revólver a que quede entre el objetivo de 40x y el de 100x, en el haz de luz agrega la pequeña gota sobre el cubreobjetos, ahora abre tu diafragma y pasa automáticamente, pero lentamente, al objetivo de inmersión, checa que este no vaya a pegar con el cubreobjetos, si es así, entonces baja un poco la platina y enfoca después con el tornillo micrométrico. Una vez que se haya puesto el aceite de inmersión sobre el cubreobjetos, ya no se puede volver a usar el objetivo 40x sobre esa zona, pues se mancharía de aceite. Ya finalizada la observación de la preparación se baja la platina y se coloca el objetivo de menor aumento girando el revólver. En este momento ya se puede retirar la preparación de la platina. Nunca se debe retirar con el objetivo de inmersión en posición de observación. NOTA: Limpia el objetivo de inmersión con cuidado empleando un papel especial para óptica, así mismo comprueba también que el objetivo 40x está perfectamente limpio. 7. OBJETIVO Observar y diferenciar las estructuras citológicas y morfológicas de organismos del Reino protista 8. MATERIALES Y EQUIPO     


Colorantes:  Lugol  Azul de crecil  Azul tripano  Azul de metileno  Carmín acético  Rojo neutro

Otros:     

Papel seda Papel higiénico Aceite de inmersión Solución limpia lentes Material biológico: Muestras de agua dulce y marina 62

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9. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA Para la práctica se ocuparan muestras de agua dulce con organismos vivos y fijados con formol y marinas fijadas con formol. El análisis de las primeras, permitirá diferenciar entre microalgas y protozoos, para lo cual debemos observar si los organismos presentan o no plastidios y el color que estos tienen, además, también nos da la oportunidad de poder distinguir otros organelos como la pared celular, el periplasto o la membrana celular, los núcleos, ornamentaciones, y algo más interesante, el movimiento que pudieran tener. El análisis de las muestras fijadas nos dará la oportunidad de observar una mayor diversidad de organismos y muchas de las ornamentaciones que no son fácilmente distinguibles cuando los organismos están vivos. Para llevar a cabo esta actividad, sigue los pasos que a continuación se te muestran: a) Coloca sobre el portaobjetos una o dos gotas de muestra conteniendo sedimentos de agua dulce fresca no fijada con formol, ponle el cubre objetos, procurando que la muestra quede extendida a lo largo y ancho del cubreobjetos (Fig. 24)

Gotas de agua

Figura 24. Preparación de la muestra para la observación en microscopio óptico b) Sitúa el portaobjetos sobre la platina y observa. Recuerda que observar, no solo implica ver, también se requiere de que analices lo que contiene la muestra para poder diferenciar cuáles organismos son protistas y cuáles no. Ya que ubiques los posibles protistas, hay que distinguir las microalgas de los protozoos. En una muestra de agua con organismos vivos: ¿Cómo podrías diferenciar a una microalga de un protozoo? Explica:

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Si consideras lo expuesto en las Tablas 1 y 2, te darás cuenta de que algunas o muchas de las características de los protistas, no se pueden observar tan fácilmente. ¿Qué materiales, equipos y/o sustancias tendrías que utilizar para hacer resaltar las características citológicas en los organismos que estás viendo? Explica:  Para el tipo de cubierta externa (membrana celular, periplasto, pared celular, ornamentaciones).

 Para gránulos de reserva (pirenoides en su caso) y plastidios (forma y posición).

 Para núcleo o núcleos (forma y posición).

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Algunos métodos para aplicar los colorantes c) Si tu muestra ya está preparada, es decir, si vas a utilizar la misma muestra de la fase anterior, basta con agregar una o dos gotas del colorante elegido por un extremo del cubreobjetos, teniendo cuidado de no derramar la muestra sobre el cubreobjetos, inclina ligeramente el portaobjetos y permite que el colorante se diluya en la muestra (Fig. 25)

Figura 25. Procedimiento para agregar el colorante a una muestra ya preparada d) Si vas a realizar una preparación a partir de muestras fijadas con formol, agua dulce o marinas, sin agitar el agua, coloca una o dos gotas de la misma con sedimento y solamente tienes que agregar una o dos gotas del colorante elegido, revuelve ligeramente la muestra con una aguja de disección y sigue los mismos pasos que en la Figura 24. Para la observación del o los núcleos, se puede utilizar una técnica más específica para el caso de filamentos a base de Carmín Acético. e) Coloca una muestra de filamentos en un portaobjetos, agrega una o dos gotas de Carmín Acético y deja reposar por 2 minutos. f) Antes de colocar el cubreobjetos, mediante las pinzas de disección sujeta el portaobjetos y pásalo por una flama de mechero, calentando lentamente hasta que la muestra se ponga densa. g) Una vez calentada la muestra coloca el cubreobjetos y sujetándolo con las mismas pinzas, procede a eliminar el excedente de colorante mediante goteo lento del grifo, esquinando tu muestra, OJO DEBE SER A GOTEO O TU MUESTRA DESAPARECERA. Seca tu portaobjetos por la parte de abajo, en tanto que el cubreobjetos sécalo con una esquina de un cuadro de papel higiénico (Fig. 26)

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Figura 26. Procedimiento para preparar una muestra con Carmín Acético

Finalmente un aspecto importante lo constituye la morfología y organización celular, esto se pueden observar a partir de las muestras que tu preparaste. Esta práctica se dará en cinco sesiones, considerando el siguiente material biológico: PRIMERA SESIÓN MICROALGAS CRYPTOPHYTA: Cryptomonas sp. XANTOPHYTA: Vaucheria sp. y Tribonema sp. DICTYOCHOPHYCEAE: Dictyocha sp. HAPTOPHYTA: Emiliania sp., Gephyrocapsa sp. EUGLENOPHYTA: Euglena sp., Phacus sp., Trachelomonas sp. SEGUNDA SESIÓN MICROALGAS DINOPHYTA: Gymnodinium sp., Ceratium sp., Peridinium sp., Protoperidinium sp. DIATOMEAS CENTRALES: Coscinodiscus sp., Rhizosolenia sp., Chaetoceros sp. DIATOMEAS PENNALES: Navicula sp., Gomphonema sp., Synedra sp., Fragilaria sp., y Cocconeis sp. TERCERA SESIÓN SARCODINOS DE VIDA LIBRE DESNUDOS: Amoeba sp. LORICADOS: Arcella sp. CON CONCHAS (FORAMINÍFEROS): varios géneros TECADOS (RADIOLARIOS): varios géneros

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CUARTA SESIÓN PROTOZOOS ASOCIADOS KINETOPLÁSTIDOS: Trypanosoma sp., y Leishmania sp. DIPLOMONADIDOS: Giardia sp. HIPERMASTIGINOS: Trichonympha sp. SARCODINOS DESNUDOS: Entamoeba hystolitica QUINTA SESIÓN CILIADOS OPALÍNIDOS: Opalina sp. CILIOPHORA: Paramecium sp., Euplotes sp., Vorticella sp.y Favella sp. ES IMPORTANTE QUE DE CADA MUESTRA REALICES ESQUEMAS DE LOS ORGANISMOS OBSERVADOS, COLOCÁNDOLES LOS NOMBRES DE LAS ESRUCTURAS VISIBLES Realiza un cuadro comparativo de los géneros observados, utiliza los que se te presentan a continuación: REALICE UNA CLAVE DICOTÓMICA ARTIFICIAL TOMANDO EN CUENTA LOS TIPOS MORFOLÓGICOS OBSERVADOS.

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TIPO DE CUBIERTA EXTERNA

ORGANELOS DE LOCOMOCIÓN

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TAMAÑO Y FORMA DEL CUERPO

ORGANIZACIÓN CELULAR

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DIFERENCIACIÓN ESTRUCTURAS DIFERENCIACIÓN NÚMERO DE SUPERFICIAL ALIMENTARIAS INTERNA NÚCLEOS (ORGANELOS)

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PRÁCTICA N° 4 COLECTA, FIJACIÓN Y PRESERVACIÓN DE PROTISTAS DULCEACUÍCOLAS 1. INTRODUCCIÓN Los grupos vegetaloides (microalgas) y animaloides (protozoos), se encuentran en una gran diversidad de sistemas tanto terrestres como acuáticos, en el caso particular de los sistemas dulceacuícolas, ambos grupos los ubicamos en los gremios del PLANCTON y PERIFITON. Entendemos como plancton, aquel gremio compuesto por organismos que se encuentran en la superficie del agua flotando libremente los cuales no son capaces de contrarrestar las corrientes, aún cuando presentan cierto movimiento es de poca importancia, sin embargo, éste si juega un papel significativo en cuanto a la alimentación. Considerando su ciclo de vida este gremio se divide en: a) EUPLANCTON, constituido por organismos cuyo ciclo de vida es totalmente planctónico. b) TICOPLANCTON, formado por organismos que una parte de su ciclo de vida es planctónico y otra generalmente bentónico. Además los planctontes también se separan de acuerdo al tamaño que estos presentan, estableciéndose la siguiente clasificación: a) MACROPLANCTON , organismos mayores de 500 μm. b) MICROPLANCTON, organismos entre 20 μm y 500 μm. c) NANNOPLANCTON, organismos entre 2 μm y 20 μm. d) PICOPLANCTON, organismos menores de 2 μm. La captura de organismos planctónicos se lleva a cabo mediante diferentes técnicas, dependiendo de los objetivos establecidos: a) Por el tamaño de los organismos Bajo esta situación es conveniente que se utilicen redes cónicas (Fig. 1), de abertura de malla menor de 50µ, puesto que arriba de esta abertura no se captura el nannoplancton ni el picoplancton. Una red con estas características no siempre es 100 % eficiente, ya que deja escapar las formas más pequeñas menores de 5 µm. Los colectores de este tipo se utilizan solamente para trabajos de tipo cualitativo.

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b) De Cuchara

a) De Arrastre

Figura 1. Redes Cónicas Si queremos realizar cuantificaciones, entonces debemos utilizar un colector directo, como las botellas Van Dorn (Fig. 2), o bien un muestreador Schindler-Patalas (Fig. 3), aún cuando se requiere de un proceso posterior de sedimentación, estos son más eficientes en la captura de todos los tamaños de organismos planctónicos, además, sirven para obtener muestras en diferentes niveles verticales en cuerpos de agua con más de dos metros de profundidad.

a) Vertical

b) Horizontal

Figura 2. Colectores Van Dorn

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Figura 3. Muestreador Schindler-Patalas b) Por la profundidad de los sistemas Si se trata de sistemas con profundidades mayores de cinco metros, es conveniente la utilización de redes cónicas de arrastre, para lo cual se utiliza una lancha con motor fuera de borda, manteniéndose una velocidad baja más o menos constante. El arrastre puede ser horizontal ya sea en línea recta, zig-zag o circular (Fig. 4), o vertical para lo cual a la red se le coloca una plomada, ya sea en el aro mayor o en la unión de los cabos, bajándose a una profundidad generalmente definida por la transparencia del sistema y efectuando un movimiento diagonal del fondo hacia arriba (Fig. 5).

Figura 4. Colecta por arrastre horizontal con lancha de motor fuera de borda

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Figura 5. Colecta por arrastre vertical con lancha de motor fuera de borda Si los sistemas presentan profundidades menores de cinco metros o son charcas temporales, canales, bordos, lagunas y lagos con profundidades menores de un metro, no es conveniente usar lancha con motor fuera de borda, ni redes de arrastre; en estos casos se recomienda una lancha movida por remos, procurando mantener también una velocidad constante en lo posible, la red recomendable es pequeña y con un mango llamada RED DE CUCHARA (Fig.1b). Es posible que ni siquiera se pueda utilizar la lancha, cuando así ocurra entonces la colecta tendrá que realizarse de manera estacionaria, es decir, el agua se colecta mediante una cubeta la cual se hace pasar a través de una red cónica de arrastre (Fig. 6), o bien utilizando una red de cuchara (Fig. 7), la cual se arrastra calculando un tiempo aproximado de cinco minutos o menos, para obtener una buena concentración y representación de organismos la cantidad de agua que deberá de filtrarse dependerá de las condiciones del sistema, si este es eutrófico se recomienda como máximo 20 l, de lo contrario si es oligotrófico se filtrarán arriba de 100 l.

Figura 6. Muestreo estacionario con red de arrastre

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Figura 7. Muestreo estacionario con red de cuchara Independientemente del método utilizado, las muestras se pueden transportar al laboratorio de dos formas: 1) fijadas con formol al 4% y 2) en vivo a bajas temperaturas para evitar la degradación natural, es preferible hacerlo de las dos formas, máxime si se van a utilizar en los microcultivos. El perifiton se caracteriza como una derivación del bentos, es decir, son organismos que se encuentran fijos o entorno a diversos sustratos, de acuerdo a esto se clasifican en: a) EPIFITOS, aquellos que viven sobre las plantas y sus raíces. b) EPIXILÓTICOS las que se localizan sobre la madera muerta. c) EPILÍTICOS o las relacionadas con rocas o concretos prefabricados, así como metales o vidrio. d) EPIZOICOS ubicadas sobre organismos animales, por ejemplo: conchas, carapachos de tortugas, etc. e) ENDOZOICOS que se encuentran dentro de las conchas, caracoles, carapachos, recto de larvas de insectos, etc. f) EPISÁMICOS, que viven sobre la superficie del fondo lodoso. Algunos organismos se encuentran relacionados con sustratos que el humano a introducido en los ecosistemas, es el caso de pedazos de tela, plásticos, PVC, entre otros, en este sentido nos referimos al nombre directo del sustrato. La colecta del perifiton (Fig. 8), se lleva a cabo en los diferentes sustratos, las muestras se obtienen raspando la superficie de los mismos, utilizando para ello un cuchillo, navaja o espátula para aquellos sustratos duros o bien un cepillo de dientes para los suaves, en este último caso el raspado se realiza de manera circular, algunos sustratos como plantas acuáticas pueden ser exprimidos suavemente dentro de una bolsa de plástico o frasco.

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Figura 8. Muestreo del perifiton

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Figura 9. Cuadros para el muestreo cuantitativo

Si el estudio que nos planteamos requiere de cuantificaciones, entonces además de la técnica descrita arriba, se requiere de cuadros que nos permitan obtener muestras por áreas definidas (Fig. 9). Las muestras así obtenidas son colocadas en bolsas o frascos de plástico, uno por cada sustrato, las cuales pueden ser transportadas en vivo o fijadas con formol al 4 %. Independientemente del gremio que se pretenda colectar, las muestras deberán de portar una etiqueta (Fig. 10) para asegurar que nuestros ejemplares no se van a confundir con otros materiales. Localidad: ___________________________________ Municipio: ___________________________________ Fecha ____________ Hora de colecta _____________ Coordenadas: _________________________________ ______________________________________________ Plancton: Tipo de colector: ______________________________ Tiempo de muestreo: ___________________________ Cantidad del Concentrado: ______________________ Fijador: ______________________________________ Nombre del colector: ____________________________

Localidad: _______________________________ Municipio: ________________________________ Fecha ________Hora de colecta _______________ Coordenadas: _____________________________ __________________________________________ Perifiton: Tipo de sustrato: ___________________________ Color de la muestra: ________________________ Dimensiones de cuadro: _____________________ Fijador: ___________________________________ Nombre del colector: ________________________

Figura 10. Etiquetas para muestras de plancton y perifiton La etiqueta deberá de colocarse pegada por fuera del frasco o bolsa, pero además los mismos datos se anotaran en la libreta de campo. 2. OBJETIVOS Realizar uno o varios muestreos de sistemas dulceacuícolas someros para obtener material biológico, que nos permita su correcta identificación y/o determinación. Determinar las variables ambientales fisicoquímicas del sistema muestreado, que permita tener una visión de las condiciones bajo las que se desarrollan los Protista.

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3. EQUIPO Y MATERIALES Red cónica de cuchara con abertura de malla de 39µm Frasco de vidrio aproximadamente de 200 – 250 mililitros Frascos de vidrio de cuatro litros con tapa Termómetro Brújula Altímetro Papel indicador de pH Equipo winkler para oxígeno disuelto Cinta métrica Libreta de tránsito (diario de campo) Lápiz número dos Marcador grueso de tinta permanente contra el agua Disco de Sechii Zonda graduada en metros Escala de Beaufort (velocidad del viento) 4. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA Determinación de parámetros fisicoquímicos a) Antes de iniciar la colecta de plancton y perifiton es necesario realizar la determinación de los parámetros fisicoquímicos mencionados en los objetivos, para lo cual se deberán de tomar en cuenta los siguientes pasos: i. Determine la transparencia del sistema utilizando para ello el disco de secchi, las unidades a utilizar serán los centímetros. ii. Obtenga la profundidad del medio, para lo cual se auxiliarán del disco de secchi, al igual que la transparencia las unidades serán los centímetros. iii. Determine la temperatura del agua (superficie y fondo). iv. Utilizando un frasco para DBO y mediante el adaptador obtenga una muestra de agua, recuerde que no debe provocar burbujas, puesto que alterara los resultados de oxígeno disuelto, una vez obtenida la muestra aplique la técnica de Winkler para determinar el oxígeno disuelto. v. A la sombra pero en el medio aéreo determine la temperatura. vi. Mediante la escala de porcentaje determine la nubosidad. vii. Utilizando la escala de Beaufort determine la velocidad del viento, además de la dirección del mismo con ayuda de la brújula. 76

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Colecta de plancton y perifiton a) Con base a las características del estanque rústico asignado para llevar a cabo los muestreos, determinar que tipo de equipo se deberá utilizar. b) Una vez elegido el material se procede a la colecta, la cual implica los siguientes pasos: i. Con la red de cuchara de 39µm, realice varios arrastres manuales sobre la superficie y fondo del área elegida, durante 5 minutos. ii. Después de cada arrastre vacié el contenido de la red en un frasco de vidrio de cuatro litros, cerciórese de que todo el contenido de la red se vacié al frasco, de ser necesario utilice agua del medio para enjuagar la red. iii. El frasco de vidrio debe contener la suficiente agua (aproximadamente la mitad), para evitar la excesiva concentración de organismos y con ello la descomposición rápida de los mismos. iv. Con un marcador de tinta permanente escriba sobre el cristal el nombre de la localidad, fecha y hora de colecta, así como los nombres de los integrantes del equipo y sección. v. Es conveniente que en el frasco también se coloquen algunas de las plantas acuáticas del medio. Una vez concluida la actividad, los frascos de vidrio serán transportados al laboratorio para su mantenimiento.

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PRÁCTICA N° 5 COLECTA, FIJACIÓN Y PRESERVACIÓN DE PROTISTAS MARINOS Y COSTEROS 1. INTRODUCCIÓN Los ecosistemas marinos conforman un grupo heterogéneo, en términos generales se pueden dividir considerando la distancia con respecto a la orilla, en este sentido se pueden detectar dos grandes provincias: a) La Nerítica y b) La Oceánica (Fig. 1). a) La provincia nerítica. Esta corresponde a la zona más cercana a la línea de costa, básicamente la podemos ubicar sobre la plataforma continental, y aproximadamente tiene una amplitud de 200 m, por su proximidad al continente y por su menor profundidad, muestra condiciones ambientales más variables en el tiempo y en el espacio, permitiendo que se encuentre en ella esta gran diversidad de formas vivas, presenta abundante microflora (algas) y microfauna (protozoos), ya que sus aguas tienden a ser más ricas, por contar con los nutrientes y porque la luz solar penetra en toda ella y por la acción del oleaje y las corrientes, se acumula gran cantidad de nutrientes, lo que permite un rico crecimiento de algas. Muchas de las especies encontradas aquí generalmente no se localizan en otros lugares del mar o en aguas abiertas; los microorganismos, además de ser abundantes, presentan gran diversidad, al grupo pelágico se le denomina PLANCTON NERÍTICO. b) La provincia oceánica. Se presenta más allá de los 200 m de la línea de costa, arbitrariamente se dice que comienza donde termina la plataforma continental, es un ambiente netamente pelágico (que corresponde a la totalidad de la masa de agua). En esta zona se va a distribuir el llamado PLANCTON OCEÁNICO, con una diversidad menor de especies que el plancton nerítico, y en este dominan los representantes microalgales sobre los protozoos.

Figura 1. Provincias marinas

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Considerando su ciclo de vida en el medio marino el plancton ha sido clasificado de la siguiente manera: a) EUPLANCTON, organismos cuyo ciclo de vida es totalmente planctónico. b) MEROPLANCTON, formado por organismos que parte de su ciclo de vida son planctónicos y otra generalmente bentónicos. c) TICOPLANCTON, formado por organismos incidentales en el plancton. En el plancton marino también se clasifica de acuerdo al tamaño, como en el caso de los cuerpos de agua continentales. Para la colecta de plancton marino se requieren diferentes modelos de muestreadores, dependiendo de los objetivos del trabajo que se vaya a realizar; generalmente se consideran colectas para estudios cuantitativos y cualitativos.  a) Estudios cuantitativos La colecta para este tipo de investigaciones requiere de dos modelos de colectores: a) Botellas tomamuestras (Fig, 2 y 3) y b) Tubos segmentados (Fig. 4).

Figura 2. Botella tomamuestras tipo Van Dorn

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Individual

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En carrucel

Figura 3. Botella tomamuestras tipo Niskin

Figura 4. Tubo muestreador segmentado

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 b) Estudios cualitativos La colecta para este tipo de investigaciones requiere solamente de redes de tipo cónico, cuya abertura de malla va desde 20 µm hasta 100 µm, los modelos de las mismas son muy variados, dependen del tipo de muestreo que se quiera realizar. i) Colecta vertical en áreas profundas (Fig. 5)

Figura 5. Redes de cierre para colecta vertical ii) Colecta horizontal en áreas profundas (Figs. 6 y 7)

Figura 6. Redes de aro estándar para colecta horizontal

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Figura 7. Redes tipo bongo para colecta horizontal c) Redes para colecta en áreas someras En este tipo de áreas la recolecta puede realizarse con red cónica de aro o de cuchara (Figs. 8 y 9), de manera estacional o por arrastre.

Muestreo estacionario

Muestreo por arrastre

Figura 8. Red de aro estándar

Muestreo estacionario

Muestreo por arrastre

Figura 9. Red de cuchara

A diferencia de la recolecta en los cuerpos de agua continentales (dulceacuícolas y salobres), el tamaño de las redes puede variar mucho, además, para la provincia nerítica, se requiere de una embarcación, mínimamente de 7 m de eslora y motor fuera de borda, lo cual implica poder realizar muestreos en circulo o en zig-zag (Fig. 10), y en el caso de la provincia oceánica forzosamente se deberá de utilizar una embarcación de mayor calado (Fig. 11).

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Figura 10. Embarcaciones con motor fuera de borda para la Provincia Nerítica

B/O “El Puma” B/O “Justo Sierra” Buques oceanográficos (B/O) de la UNAM

B/O CICESE 1

Buques oceanográficos (B/O) de la Secretaría de Marina de México

Figura 11. Embarcaciones oceanográficas para trabajo en la Provincia Oceánica

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Otra diferencia que existe con respecto a la colecta de plancton en medios dulceacuícolas y salobres, es el tiempo de duración de los arrastres en embarcaciones, estos dependen de la trasparencia y la coloración del agua de mar, cuando la trasparencia es mayor de un metro y la coloración es de un azul oscuro, el tiempo de arrastre será aproximadamente de cinco minutos, mientras que si la trasparencia es menor de un metro y la coloración del agua va de un verde amarillento a un café rojizo el tiempo deberá de reducirse hasta dos minutos, incluso cuando existen fenómenos como las “mareas rojas” el arrastre se suprime ya que las redes se acolmatan inmediatamente y corremos el riesgo de que nuestra malla se rompa. 2. OBJETIVOS Realizar uno o varios muestreos de sistemas marinos y costeros para obtener material biológico, que nos permita su correcta identificación y/o determinación. Determinar las variables ambientales fisicoquímicas del sistema muestreado, que permita tener una visión de las condiciones bajo las que se desarrollan los Protista. 3. EQUIPO Y MATERIALES Red cónica de cuchara con abertura de malla de 39µm Frasco de vidrio aproximadamente de 200 – 250 mililitros Frascos de plástico de cuatro litros con tapa Termómetro Brújula Papel indicador de pH Equipo winkler para oxígeno disuelto Kit para nutrientes Libreta de tránsito (diario de campo) Lápiz número dos Marcador grueso de tinta permanente contra el agua Disco de Sechii Zonda graduada en metros Escala de Beaufort (velocidad del viento) 4. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA DETERMINACIÓN DE VARIABLES FISICOQUÍMICAS a) Antes de iniciar la colecta de plancton es necesario realizar la determinación de las variables fisicoquímicas mencionados en los objetivos, para lo cual se deberán de tomar en cuenta los siguientes pasos: i.

Determine la transparencia del sistema utilizando para ello el disco de Secchi, las unidades a utilizar serán los centímetros.

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ii. iii. iv.

v. vi. vii. viii.

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Obtenga la profundidad del medio, para lo cual se auxiliarán del disco de Secchi, las unidades serán los centímetros o metros. Determine la temperatura del agua (superficie y fondo). Utilizando un frasco para DBO y mediante el adaptador obtenga una muestra de agua, recuerde que no debe provocar burbujas, puesto que alterara los resultados de oxígeno disuelto, una vez obtenida la muestra aplique la técnica de Winkler para determinar el oxígeno disuelto. Mediante el kit determine los nutrientes. A la sombra en el medio aéreo determine la temperatura. Mediante la escala de porcentaje determine la nubosidad. Utilizando la escala de Beaufort y Douglas (Tabla 1), determine la velocidad del viento y oleaje, además de la dirección del mismo con ayuda de la brújula. Tabla 1. Escala de Beaufort y Douglas

Valor Escala de Beaufort

0

Nombre

Tierra

Calma

0

1

Ventolina

1-5

2

Flojito

6-11

3

Flojo

12-19

4

Moderado

20-28

5

Fresquito

29-38

6

Fresco

39-50

7

Frescachón

51-61

Altura olas (m)

Valor Escala Douglas

Nombre

0

0

Llana

En el mar hay pequeñas ondulaciones, rizos como escamas de pescados pero sin espuma

0.1

1

Rizada

Olas pequeñas en el mar, de apariencia vítrea sin romperse

0.2-0.5

2

Marejadill a

0.6-1

3

Marejada

1-2

4

Fuerte marejada

Olas medianas alargadas, cabrilleo con salpicaduras

2-3

5

Mar gruesa

Se forman olas grandes, crestas de espuma blanca y salpicaduras

3-4

6

Muy gruesa

El mar crece, la espuma blanca que proviene de las olas es arrastrado por el viento

4-5.5

6

Muy gruesa

Efectos

Valor (km/h)

Las hojas de los árboles se mueven, el humo se eleva verticalmente Las hojas de los árboles no se mueven, el humo se eleva en pequeñas ondulaciones Las hojas de los árboles susurran, las banderas ondean ligeramente Las hojas de los árboles están en constante movimiento, las banderas están extendidas al viento Las ramas pequeñas de los árboles se mueven, las banderas ondean Se balancean los árboles pequeños, las banderas ondean dando aletazos Las ramas grandes de los árboles se balancean, las banderas ondean fuertemente Los árboles grandes se mueven fuertemente

Mar

Mar completamente en calma como un espejo.

Pequeñas olas en el mar, crestas rompientes, espuma de aspecto vítreo y aislados vellones de espuma Pequeñas olas creciendo, cabrilleo numeroso y frecuente de las olas

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Tabla 1. Escala de Beaufort y Douglas (continuación) Valor Escala de Beaufort

8

9

10

11

12

Nombre

Valor (km/h)

Altura olas (m) Efectos

Olas de altura media y más alargadas, del borde superior Las ramas pequeñas de Temporal 62-74 de sus crestas comienzan a 5.5-7 los árboles se rompen destacarse torbellinos de salpicaduras Grandes olas, espesas estelas Las ramas grandes de de espuma a lo largo del Temporal los árboles se rompen, viento, las crestas de las olas 75-88 7-9 Fuerte las láminas de los se rompen en rollos, las tejados vuelan salpicaduras pueden reducir la visibilidad Olas muy grandes con largas crestas en penachos, la Los árboles son espuma se aglomera en Temporal arrancados, se grandes bancos y es llevada 89-101 10-11.5 Duro producen daños en las por el viento en espesas casas estelas blancas en conjunto la superficie esta blanca, la visibilidad esta reducida Olas de altura excepcional, pueden perderse de vista tras Se producen daños Temporal ellas barcos de tonelaje 102-117 generalizados en 11.5-14 muy Duro pequeño y medio, mar árboles y casas cubierto de espuma, la visibilidad esta reducida En el mar aire lleno de Grandes y extensos espuma, salpicaduras Temporal daños en las casas, > 117 abundantes, mar cubierto de > 14 Huracanado muchos árboles espuma y visibilidad muy arrancados reducida.

Valor Escala Douglas

Nombre

7

Arbolada

8

Montañosa

8

Montañosa

8

Montañosa

9

Enorme

COLECTA DE PLANCTON a) Con base a las características del sistema asignado para llevar a cabo los muestreos, determinar qué tipo de equipo se deberá utilizar. b) Una vez elegido el material se procede a la colecta, la cual implica los siguientes pasos: Mediante red de cuchara para áreas muy someras i. ii.

Con la red de cuchara de 39µm, realice varios arrastres manuales sobre la superficie y fondo del área elegida, hasta obtener un concentrado abundante. Vacié dos veces el contenido del frasco colector en un frasco de plástico de grande, cerciórese de que todo el contenido de la red se vacié al frasco, de ser necesario utilice agua del medio para enjuagar la red.

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iii. iv. v.

vi.

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El frasco de vidrio debe contener la suficiente agua (aproximadamente la mitad), para evitar la excesiva concentración de organismos y con ello la descomposición rápida de los mismos. Con un marcador de tinta permanente escriba sobre el cristal el nombre de la localidad, fecha y hora de colecta, así como los nombres de los integrantes del equipo y sección. Realice una segunda colecta colocando el material capturado en un frasco pequeño el cual debe contener previamente el formol necesario para que la muestra quede a una concentración final del 3 %. Con un marcador de tinta permanente escriba sobre el frasco y su tapa el nombre de la localidad, fecha y hora de colecta, así como número de equipo y sección, además de pegar una etiqueta con los datos correspondientes, los cuales deberán de vaciarse tambien a su diario de campo. Mediante red de arrastre convencional para áreas profundas

i. ii.

En una lancha con motor fuera de borda se llevará a cabo el arrastre mediante una red cónica con malla de 39 µm, el tiempo de arrastre dependerá de la trasparencia y el color del agua. Una vez hecho el arrastre, se deberá de bajar con agua del medio el contenido de plancton que se haya pegado en la malla, para posteriormente vaciar este en un frasco de plástico, previamente etiquetado y con el formol necesario para que la muestra quede a una concentración final del 3 %.

Una vez que has elaborado el proyecto de investigación, vas a requerir de ayuda para poder identificar los organismos que pudieras encontrar en las muestras de agua que hayas colectado o se te proporcionen , para lo cual las siguientes prácticas te serán de utilidad. En todas ellas requerirás de materiales y equipos básicos los cuales se mencionan a continuación:     


   

Papel seda Papel higiénico Aceite de inmersión Solución limpia lentes

Estos materiales son comunes para todas las prácticas, además de ellos, en cada una se te hará mención de los colorantes que ocuparás y para que serán necesarios. RECUERDA A PARTIR DE AQUÍ SOLAMENTE SE TE PROPORCIONAN GUÍAS PARA TU PROCESO DE INVESTIGACIÓN, LA PARTE MÁS IMPORTANTE TE CORRESPONDE A TI, ES EL INICIO DE UNA NUEVA ETAPA EN EL PROCESO DE TU FORMACIÓN DENTRO DE ESTA FACULTAD. En este sentido el objetivo principal a partir de la Práctica N° 6, es el de proporcionarte una guía para el análisis de los posibles especies que puedas encontrar en las muestras colectadas en los diferentes sistemas acuáticos y de aquellas asociadas con otros organismos.

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PRÁCTICA N° 6 PROTOZOOS ASOCIADOS SARCOMASTIGOPHOREA (flagelados y sarcodinos) FLAGELADOS 1. INTRODUCCIÓN Estos organismos son considerados como protistas animaloides heterótrofos, la mayoría de estos son parásitos, otros son de vida libre, comensales o simbiontes; pueden ser desde formas ameboides, ovoides circulares, entre otros con o sin flagelos, entre sus orgánelos característicos algunos presentan costa y axostilo. La reproducción más común es asexual por división longitudinal, en tanto que de la sexual se conoce muy poco, son formadores de quistes relacionado esto con las formas parásitas. Se clasifican en 8 ordenes, los más importantes por su relación parásita con el humano y otros vertebrados e invertebrados son: KINETOPLASTIDA (Trypanosoma spp.), DIPLOMONADIDA (Giardia spp.), OXYMONADIDA (Oxymonas spp.), TRICHOMONADIDA (Trichomonas spp.), HYPERMASTIGIDA (Lophomonas spp. y Trichonympha spp.) KINETOPLASTIDA. La mayoría son parásitos, presentan de uno a dos flagelos desiguales (heterocontos), originados a partir de una depresión; pueden ser ovales o alargados en forma de hoja, en el caso de los tripanosomas puede existir un fuerte polimorfismo. Presentan un núcleo central y una o varias vacuolas contráctiles, presentan blefaroplasto; su alimentación puede ser holozoica u coprozoica (kinetoplástidos de vida libre), en tanto que los parásitos muestran una nutrición saprozoica. Presentan dos subórdenes, el más importante es TRYPANOSOMATINA, el cual está representado por el género Trypanosoma (Fig. 1). Gránulo basal

Membrana ondulante Núcleo

Flagelo Eritrocito

Figura 1. Trypanosoma sp. A continuación se indican los posibles tipos morfológicos de este grupo de acuerdo a Martínez y Elías (1985), (Fig. 2): AMASTIGOTA: cuerpo redondeado a oval, con un gránulo basal y un flagelo corto, también es conocida como leishmánica.

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PROMATISGOTA: las células son alargadas o periformes, presentan un núcleo central, un flagelo anterior no se observa membrana ondulante, se conoce como forma leptomonádica. EPIMASTIGOTA: El flagelo parte de la región cercana al núcleo dirigiéndose hacia delante bordeando a una membrana ondulante corta, la forma es alargada, también se le conoce como forma critidial. TRIPOMASTIGOTA: su cuerpo es alargado ondulado, el origen del flagelo (cinetoplasto) y el gránulo basal se localizan en el extremo posterior de la célula, el flagelo se dirige hacia delante bordeando una larga membrana ondulante, la cual recorre a toda la célula, ésta es la típica forma tripanosoma.

Flagelo

Anterior

Anterior

Cuerpo basal Kinetoplasto Posterior

Posterior

Núcleo Amastigota

Promastigota

Flagelo

Anterior

Anterior

Cuerpo basal Kinetoplasto Posterior

Posterior

Núcleo Epimastigota

Tripomastigota

Figura 2. Tipos morfológicos tripanosomatinos

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OXYMONADIDA: Son exclusivamente parásitos, principalmente en termitas y cucarachas. Su forma es ovoide o periforme se caracterizan por presentar uno o muchos cariomastigontes, cada uno con cuatro flagelos arreglados típicamente en dos pares, en su etapa móvil (Martínez y Elias, 1985). Cada organismo tiene uno o varios axostilos contráctiles, son uninucleados, el género Oxymonas presenta un rostelo evidente, en el extremo anterior se ubica una copa succionadora (Fig. 3).

Rostelo Cariomastigontes

Axostilos

Núcleos

Figura 3. Proboscidiella sp. (Oximonadido flagelado) TRICHOMONADIDA: la mayoría de los integrantes de este grupo son parásitos o simbiontes del tracto digestivo o genital de metazoarios. Se caracterizan por presentar cariomastigontes con cuatro a seis flagelos, puede haber géneros con un solo flagelo o sin él, los mismos cuando presentes pueden ser libres o adheridos a la superficie del cuerpo y de haber membrana ondulante ésta se encuentra asociada a los flagelos. El axostilo frecuentemente se proyecta más allá de la célula. La nutrición puede ser holozoica o saprozoica, sólo presentan reproducción asexual levada a cabo por fisión binaria longitudinal; el género más conocido es Trichomonas spp. (Fig. 4.)

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Trofozoito

Flagelos

Núcleo

Axostilo Flagelo con membrana ondulante

Figura 4. Trichomonas vaginalis HYPERMASTIGIDA: Son organismos caracterizados por su complejidad flagelar, presentan un cuerpo de oval a alargado con un solo núcleo en el centro o extremo anterior. Se les puede observar un sistema de mastigontes, cada uno constituido de numerosos flagelos, o bien presentarse en forma de penacho terminal en dos o cuatro grupos dirigidos hacia la parte anterior y bordeando todo el cuerpo sobre canales longitudinales o sobre bandas espirales (Martínez y Elías, 1985). Es común que se les observe el rostrum; la importancia de este grupo está dada por su capacidad de degradar la celulosa, estableciendo una relación simbiótica vital con sus hospederos. Lophomonas sp., típicamente se encuentra en termitas y cucarachas; fácilmente observable por el característico penacho flagelar anterior (Figs. 5 y 6) Penacho flagelar Núcleo vesicular

Organismo vivo

Figura 5. Lophomonas spp.

Organismo vivo

Penacho flagelar Rostrum

Núcleo

Figura 6. Hipermastiginos (Trichonympha sp.)

vista apical

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2. OBJETIVOS Distinguir las principales estructuras celulares y tipos morfológicos de sarcomastigóforos parásitos y simbiontes. Realizar la determinación y/o identificación de los principales grupos a partir de muestras vivas. 3. MATERIALES Y EQUIPO Microscopio compuesto Microscopio estereoscópico Porta y Cubreobjetos Agujas de disección Navaja o bisturí Pinzas de disección

Cajas de petri Papel seda Algodón Goteros Guantes

4. MATERIAL BIOLÓGICO: 10 Termitas grandes vivas 5. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA Observación de organelos celulares (flagelos, rostelo o rostrum) a) En un portaobjetos coloque una termita y en el microscopio estereoscópico haga la disección del abdomen y extraiga el tubo digestivo. b) Elimine el resto del cuerpo y realice un frotis del tubo digestivo, inmediatamente coloque el cubreobjetos. c) Observe al microscopio compuesto  Disposición flagelar  Rostelo o Rostrum REALICE ESQUEMAS Observación de muestras en laminillas permanentes (Trypanosoma sp., Leishmania y Giardia sp.) REALICE ESQUEMAS 6. CUESTIONARIO 1. Elabore un cuadro con las características observadas en cada género.

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Cuadro Comparativo de los Géneros Observados GENERO

FORMA DEL CUERPO

ROSTRUM FORMACIÓN AXOSTIL FLAGELAR O

QUISTE

2. Describa cual es la importancia ecológica de los géneros observados. 3. ¿A qué se debe que estos organismos sólo se encuentren en el intestino de termitas? 4. ¿Cuáles son las funciones de los organelos celulares observados en los géneros? SARCODINOS 1. INTRODUCCIÓN Se caracterizan por su capacidad para producir pseudópodos, para capturar alimentos y para la locomoción. Se multiplican sin fase sexual conocida, mediante fisión binaria durante la fase de trofozoito móvil. Algunas especies pueden formar quistes. En el hombre, las amebas se encuentran sobre todo en el tubo digestivo. Fundamentalmente se pueden colectar a partir de materia fecal, aunque también pueden obtenerse a partir de un aspirado duodenal. Si las heces son líquidas o semilíquidas es muy importante efectuar el procesamiento antes de los primeros 30 minutos desde su emisión. Las especie más importante es Entamoeba histolytica (Fig. 7), que como su nombre indica es capaz de invadir y lisar las células epiteliales del intestino grueso, penetrando activamente en su pared. La enfermedad que produce es la disentería amebiana, caracterizada por diarrea mucosanguinolenta con fuertes dolores y graves complicaciones.

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Trofozoito de Entamoeba histolytica

Figura 7. Tipo Característico Ameboide Parásito Se contrae por la ingesta de quistes maduros presentes en los alimentos y aguas contaminadas. Estos quistes pueden resistir varios días en el medio externo. Una vez digeridos, se produce el desenquistamiento y la liberación de cuatro metaquistes que, al llegar al intestino grueso se multiplican como trofozoitos. El diagnóstico mediante observación del parásito es muy difícil y es muy importante diferenciarlo de otras amebas que pueden parasitar al hombre, tales como Entamoeba coli, Endolimax nana o Dientamoeba fragilis. Es posible, pero difícil, el cultivo de E. histolytica, prefiriéndose para el diagnóstico el examen serológico. 2. OBJETIVOS Distinguir las principales estructuras celulares y tipos morfológicos de sarcodinos parásitos. 3. MATERIALES Y EQUIPO Microscopio compuesto Microscopio estereoscópico Porta y Cubreobjetos Agujas de disección Navaja o bisturí Pinzas de disección

Cajas de petri Papel seda Algodón Goteros Guantes

4. MATERIAL BIOLÓGICO: muestras semipermanentes 5. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA Observación de muestras en laminillas permanentes (Entamoeba hystolitica) REALICE ESQUEMAS

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PRÁCTICA N° 7 PROTOZOOS ASOCIADOS (Esporozoarios) PHYLUM APICOMPLEXA 1. INTRODUCCIÓN Carecen de órganos locomotores, su movimiento puede ser por flexión del cuerpo o deslizamiento. Presentan un organelo complejo polar que comprende un conoide, anillos apicales, un corpúsculo alargado (toxonema), sarconema, roptría, micronema y corpúsculos polares, además en todo el cuerpo existen microporos que se observan como unos cilindros cortos y densos (Fig. 1)

Trofozoitos Figura 1. Diversidad Morfológica en Apicomplexos

Estos organismos presentan un ciclo de vida muy complejo, el cual consta de varias fases: la esquizogónica que es la reproducción asexual por fisión múltiple, algunos además sufren la reproducción sexual, llegan a formar ooquistes que contienen a los esporozoitos (fase infectiva), (Fig. 2). Las especies de este phylum son endoparásitas de nutrición saprozoica, ya sea intracelular o extracelular de vertebrados e invertebrados. En el caso de los vertebrados aparecen principalmente en la sangre, en el sistema retículo-endotelial y en el revestimiento epitelial del intestino, en los invertebrados se encuentran en el intestino, así como en el aparato reproductor o en el excretor. Se conocen dos clases: Perkinsea y Sporozoea. La más conocida es esta última, ya que dentro de este grupo se ubica Plasmodium causante de la malaria.

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esporogonia

quistes

Figura 2. Fases del Ciclo Reproductivo de Apicomplexos

2. OBJETIVOS 1. Conocer la morfología típica de los géneros representativos de los esporozoarios. 3. MATERIAL Y EQUIPO Microscopio compuesto Porta objetos Cubreobjetos Navajas de rasurar o Bisturí Agujas de disección

Pinzas de disección Solución salina Cloroformo Algodón Caja de petri

4. MATERIAL BIOLÓGICO: Grillos, Pollos de rancho (no gallinas), pichón y lombriz 5. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA Disección de los organismos a) En una charola se coloca los animales (pollito y lombriz) por separados b) Se anestesia con un algodón impregnado de cloroformo c) Esperar hasta que el animal este perfectamente dormido. d) Se coloca el animal con la región ventral hacia arriba e) Se realiza un corte longitudinal medioventral para dejar expuestos los órganos internos 96

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f) Localizar el intestino grueso y cortar la parte final de éste que corresponde a la cloaca g) Colocar un poco del material localizado en la cloaca en un portaobjetos y se disgrega con las agujas de disección. h) Se le agrega la solución salina i) Observar al microscopio compuesto. R E A L I C E E S Q U E M A S. 6. CUESTIONARIO 1. Elabore un cuadro con las características observadas en los diferentes géneros. 2. ¿En que fase de su ciclo de vida se presentaron los géneros observados? 3. ¿Investigue los términos de esporozoito, trofozoito, merozoito y gomonto? 4 ¿Qué entiendes por esporogonia, esquizogonia y gamogonia?

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PRÁCTICA N° 8 PROTOZOOS ASOCIADOS (Opalínidos) 1. INTRODUCCIÓN Los protistas animaloides que corresponden a este grupo fueron observados por Leeuwenhock, en 1683, en las heces fecales de la rana, más tarde Purkinje y Valentín en 1835 crearon el nombre genérico Opalina, debido a la coloración opalescente de estos organismos. Son organismos muy aplanados cuya forma puede ser oval a alargada; el cuerpo esta uniformemente cubierto por cilios distribuidos en hileras longitudinales, no presenta citostoma. Además carece de vacuolas contráctiles; la mayoría de los opalínidos presentan un gran número de núcleos iguales aunque existen pocos géneros que solo poseen dos núcleos (Fig. 1)

Cubierta ciliar Núcleos

Figura 1. Estructura Celular de un Opalínido

Su reproducción es asexualmente por fisión binaria longitudinal o transversal, algunos organismos sufren plasmotomía (se refiere a la división de los protozoo multinucleados en dos o más individuos de la misma condición nuclear), siendo la división citoplasmática independiente de la nuclear. Todos los representantes de este grupo son endocomensales del intestino grueso de ranas y sapos principalmente, su nutrición es saprozoica solamente se han encontrados en urodelos, reptiles y en peces. 2. OBJETIVOS 1. Conocer la estructura celular de los opalínidos 2. Realizar la determinación y/o identificación de estos organismos

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3. MATERIAL Y EQUIPO Microscopio compuesto Porta y Cubre objetos Navajas de rasurar o Bisturí Agujas de disección

Pinzas de disección Charola Cloroformo Algodón

4. MATERIAL BIOLÓGICO: Rana o sapo 5. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA Disección de los organismos a) En una charola se coloca los animales (rana o sapo) b) Se anestesia con un algodón impregnado de cloroformo c) Esperar hasta que el animal este perfectamente dormido. d) Se coloca el animal con la región ventral hacia arriba d) Se realiza un corte longitudinal medioventral para dejar expuestos los órganos internos e) Localizar el intestino grueso y cortar la parte final de éste que corresponde a la cloaca f) Colocar un poco en un portaobjetos y de disgrega con las agujas de disección inmediatamente se coloca el cubreobjetos para observar al microscopio  La hilera de cilios  Los núcleos  Forma del cuerpo R E A L I C E E S Q U E M A S. 6. CUESTIONARIO 1. ¿Cómo se lleva a cabo el movimiento ciliar de los opalínidos? 2. ¿Investigue si estos organismos pueden ser cultivados o no? 3. ¿Qué relaciones o diferencias existen entre los opalínidos y los ciliados?

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PRÁCTICA N° 9 CRYPTOFÍCEAS (Criptomónidos) 1. INTRODUCCIÓN Son organismos cuya coloración varía notablemente desde verdeamarillento, pardo, verdeazulados hasta rojo. Las especies pigmentadas poseen uno o dos cloroplastos parietales acintados con o sin pirenoides los que continúen clorofilas "a" y "c2",  y ß-caroteno, además de aloxantina, presentan ficobilinas del tipo de Cr- ficoeritrina (coloraciones rojas) y Cr ficocianina (coloraciones azules), su nutrición comprende autótrofos y auxótrofos éstos últimos requieren de colabamina (Vitamina B12). La sustancia de reserva puede ser almidón o sustancias amiloides ya sea en los pirenoides o disuelto en el citoplasma. No presentan pared celular típica, en su lugar se les puede observar un periplasto constituido de placas orgánicas hexagonales, solamente se pueden ver en MEB (Fig. 1), estas placas no se encuentran en la cripta; en la parte anterior de las células se presenta un surco simple y poco profundo que recibe el nombre de CRIPTA la que puede o no estar revestida de TRICOCISTOS o EYECTOSOMAS cuya probable función sea la de evitar la depredación. La forma del cuerpo es asimétrica algo comprimida en sentido dorsoventral. Estos organismos presentan dos flagelos, el más corto es pectinado (mastigonemas en un solo lado), mientras que el más grande es pinnado (mastigonemas en ambos lados), (Fig. 1). Flagelo pinnado Flagelo pectinado Vacuola contráctil

Cripta

Manchas oculares Pirenoide

Placas orgánicas hexagonales MEB

Núcleo Eyectosomas o tricocistos Cloroplasto

Figura 1. Estructura celular de criptomónidos

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El tipo morfológico característico del grupo corresponde a organismos unicelulares móviles o inmóviles (Fig. 2). Su principal forma de reproducción es asexual (vegetativa) por división longitudinal, algunos tienen la capacidad de formar quistes endógenos de pared engrosada, la reproducción sexual se desconoce. Se localizan en aguas dulces con cierto contenido de materia orgánica, algunos son marinos y otros son simbiontes de radiolarios y corales. Llegan a ingerir algunos ciliados como Myrionepta rubra. Flagelo Cripta Tricocistos

Vacuola contráctil

Tricocistos

Núcleo

Cloroplasto

Cryptomonas spp.

Ochroomonas sp.

Rhodomonas

Chilomonas paramecium

Cryptomonas ovata

Figura 2. Tipos morfológicos unicelulares móviles

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2. MATERIAL BIOLÓGICO Muestras de agua colectadas en los diferentes sistemas acuáticos. 3. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA La cubierta de las células se puede resaltar utilizando Azul de Crecil, en tanto que los gránulos de reserva mediante el Lugol, si lo que pretendes es observar el número de núcleos, entonces el Azul de Metileno es el adecuado. Si lo deseas puedes probar con una coloración mixta. a) Coloca una o dos gotas de concentrado de tu muestra, agrega 1 ó 2 gotas del colorante elegido, deja reposar durante 1 ó 2 minutos, coloca el cubreobjetos y observar al microscopio.  Cubierta celular (periplasto).  Organelos celulares (núcleos, gránulos de reserva, cloroplastos, flagelos).  Utilice las muestras preparadas para el caso anterior y observe: - Tipos unicelulares NOTA: SI EXISTE EXCESO DE COLORANTE QUITARLO CUIDADOSAMENTE CON PAPEL HIGIÉNICO. REALICE ESQUEMAS TOME FOTOGRAFÍAS (Recuerda que las fotografías te serán útiles para la presentación de tus resultados)

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PRÁCTICA Nº 10 DINOFÍCEAS (Dinoflagelados) 1. INTRODUCCIÓN Esta división comprende especies incoloras y pigmentadas estas últimas se conocen como pardodoradas o pardoverdosas, presentan clorofila "a" y "c2", -caroteno, peridinina, dinoxantina y diadinoxantina; los pigmentos generalmente se encuentran encerrados en cloroplastos en las formas pigmentadas, observándose de uno a dos en las formas más primitivas, mientras que en las mas evolucionadas son numerosos y discoidales. Las especies incoloras contienen los pigmentos en gránulos o disueltos en el citoplasma. Este grupo es único entre las eucariotas, debido a que carecen de proteínas histónicas, lo que hace que los cromosomas permanezcan compactos dándole un aspecto de rosario al núcleo (moniliforme). La mayoría de los miembros de esta división son móviles, presentando dos flagelos, uno pinnado y otro pectinado, por su posición pueden ser apicales o laterales. La cubierta celular puede ser en forma de una Pared o un periplasto, las mismas pueden o no presentar ornamentaciones, las cuales se caracterizan por la presencia de valvas o placas y poros o pliegues. En general los dinoflagelados se encuentran divididos en dos partes mediante un surco transverso llamado CINGULO, a la parte superior se le denomina EPICONO y su extremo anterior APICE o PARTE APICAL, a la parte inferior se le llama HIPOCONO y su extremo posterior ANTAPICE o PARTE ANTAPICAL, el hipocono a su vez se divide en dos por un surco longitudinal llamado SULCUS (Fig. 1).

Ápice o parte apical Núcleo moniliforme

Epicono

Flagelo cingular Sulcus

Cíngulo

Flagelo sulcal

Hipocono

Antápice o parte antapical Gymnodinium sp.

Figura 1. Principales estructuras morfológicas de dinoflagelados

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De las formas desnudas se complica un tanto cuanto su determinación, sin embargo, el tipo morfológico que llegan a presentar muchas de ellas, facilita este trabajo puesto que son muy característicos para cada especie; estos son de los organismos donde podemos observar los PLIEGUES DEL PERIPLASTO como parte de su ornamentación (Fig. 2). Núcleo moniliforme Pliegues del periplasto

Pyrocystis sp.

Figura 2. Ornamentaciones del Periplasto y Núcleo Moniliforme En tanto que las formas que presentan valvas, la estructura y disposición de las mismas nos permite definir el tipo de organismos de que se trata, es característico de este grupo un surco longitudinal que une las valvas y el cual es llamado SUTURA SAGITAL, los flagelos en estos organismos son de inserción apical (Fig. 3).

Espina apical Flagelos apicales Núcleo

Sutura sagital

b) Vista lateral c) Vista ventral Prorocentrum sp.

Figura 3. Dinoflagelados Valvados Las especies con placas también son conocidas como TECADAS, sus estructuras son fáciles de detectar, aunque en otras ocasiones se tienen que limpiar previamente a la determinación, estas placas se encuentran dispuestas como se muestra en la Tabla 1, y Figura 4.

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Tabla 1. Tabulación en Dinoflagelados

NOMBRE PLACAS APICALES PLACAS PRECINGULARES PLACAS INTERCALARES ANTERIORES PLACA ROMBICA

HIPOCONO NOMBRE PLACAS ANTAPICALES PLACAS POSTCINGULARES PLACAS INTERCALARES POSTERIORES

EPICONO SIMBOLO ' ó ap " ó pr a 1' ó r

SIMBOLO '''' ó at ''' ó pst p

LOCALIZACION APICE DE LA CELULA CONTACTO CON EL CINGULO ENTRE APICALES Y PRECINGULARES PRESENTE O NO, PUEDE LOCALIZARSE DELANTE DEL SULCUS Y PERTENECE A LAS PLACAS APICALES

LOCALIZACION ANTAPICE DE LA CELULA EN CONTACTO CON EL CINGULO ENTRE ANTAPICALES Y POSTCINGULARES

Figura 4. Disposición de las Placas en Dinoflagelados

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La numeración de las diferentes placas se efectúa a partir del borde izquierdo del surco longitudinal girando hasta terminar en el lado derecho, de esta manera podemos establecer las formulas para los géneros peridiniales, por ejemplo: Gonyaulax sp. [3', 0a, 6", 6c, 6-7s, 6''', 1p, 1''''] Peridinium sp. [4', 2-3a, 7" 5-6c, 0s, 5''', 0p, 2''''] Ceratium sp. [4', 0a, 5", 4-5c, 0s, 5''', 0p, 2''''] Existe también una gran cantidad de estructuras, presentándose como extensiones cingulares o sulcales a las que se les llama PROCESOS ALARES o también una serie de bordes alargados denominados COSTILLAS que suelen ser extensiones o prolongaciones de la pared celular; la misma pared se puede extender en porciones alargadas llamadas CUERNOS y ESPINAS (Figs. 5 y 6). Procesos Alares Cingulares

Poros Proceso Alar Sulcal

Costillas o radios Ornithocercus sp.

Figura 5.Ornamentaciones en Dinofíceas

Cuerno apical

Espinas Cuernos antapicales Ceratium sp.

Figura 6. Cuernos y Espinas

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La importancia ecológica de este grupo está basada en la presencia de los mismos en el fitoplancton por lo cual son la mayoría de ellos productores primarios, siendo alimento de peces y otros organismos principalmente de zonas tropicales. La MAREA ROJA es producto de grandes florecimientos de géneros como: Gonyaulax sp., Pyrodinium sp., y Gymnodinium sp., entre otros, dichas mareas son causantes de una gran mortandad de peces e invertebrados como los moluscos y cuyo consumo humano puede llegar a producir la muerte. 2. MATERIAL BIOLÓGICO Muestras de agua colectadas en los diferentes sistemas acuáticos. 3. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA La cubierta de las células se puede resaltar utilizando Azul de Tripano, en tanto que los gránulos de reserva mediante el Lugol, si lo que pretendes es observar el número de núcleos, entonces el Azul de Metileno es el adecuado. Si lo deseas puedes probar con una coloración mixta. a) Coloca una o dos gotas de concentrado de tu muestra, agrega 1 ó 2 gotas del colorante elegido, deja reposar durante 1 ó 2 minutos, coloca el cubreobjetos y observar al microscopio.  Cubierta celular (periplasto, valvas, placas o tecas).  Organelos celulares (núcleos, gránulos de reserva, cloroplastos, flagelos).  Utilice las muestras preparadas para el caso anterior y observe: - Tipos morfológicos NOTA: SI EXISTE EXCESO DE COLORANTE QUITARLO CUIDADOSAMENTE CON PAPEL HIGIÉNICO. REALICE ESQUEMAS TOME FOTOGRAFÍAS (Recuerda que las fotografías te serán útiles para la presentación de tus resultados)

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Elabore un cuadro con las características observadas en cada género GENERO

VALVAS PLACAS SURCOS

GENERO

CAP

CANT

PAS

PLACA EPICONO HIPOCONO ROMBOIDAL

PAC

COSTILLA POROS ESPINAS S

CAP: cuerno apical; CANT: cuerno antapical; PAS: proceso alar sulcal; PAC: proceso alar cingular 108

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PRÁCTICA Nº 11 HETEROCONTOFÍCEAS: XANTOFÍCEAS (Tribofíceas) 1 INTRODUCCIÓN Estas algas poseen uno o varios cloroplastos en forma de disco ubicados en la periferia de la célula, el retículo endoplásmico presenta continuidad desde su envoltura hasta los cloroplastos, son de color amarilloverdoso, cuyos pigmentos son clorofilas “a” y “c”,  caroteno, xantófilas como: diatoxantina, didinoxantina y vaucheraxantina, los pirenoides pueden estar o no asociados con el almacenamiento del almidón, el cual se produce fuera del cloroplasto, las sustancias de reserva pueden ser polisacáridos de bajo peso molecular, ácidos grasos y esteroles y probablemente en algunos casos este presente la crisolaminarina. La pared celular está compuesta por celulosa, sustancias pécticas y en otras de sílice, es el caso de las especies donde la pared está formada por dos partes iguales o desiguales que al unirse en su parte posterior forman una "H". La mayoría poseen un solo núcleo cuando jóvenes, pero cuando maduran pueden ser multinucleadas de tipo sifonado, cuyas formas pueden ser esféricas (Botrydium sp.), o tubulares (Vaucheria sp.), otras son multicelulares cenocíticas en forma de filamentos (Tribonema sp.), (Fig. 1). Arquegonio

Anteridio

Núcleos

Pared celulósica Núcleos

Vaucheria sp., sifonada tubular

Botrydium sp., sifonada esférica Pared celular silícea en forma de “H”

Núcleos Cloroplastos

Tribonema sp., cenocítica filamentosa

Figura 1. Morfología de Tribofíceas Multinucleadas

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Son raras las tribofíceas que son móviles, generalmente esto ocurre en la fase vegetativa, y puede llevarse a cabo el desplazamiento mediante flagelos o contracciones ameboidales, algunas utilizan ambos tipos y al igual que las zoosporas y gametos presentan dos flagelos desiguales, el más corto es de tipo látigo (liso) y se dirige hacia la parte posterior, mientras que el más largo es pinnado y se orienta a la parte anterior, existen algunas excepciones como las células móviles de Vaucheria sp., ya que sus células móviles son multiflageladas. La reproducción generalmente es asexual por esporas, las zoosporas y aplanosporas se pueden producir una vez en la célula o el protoplasto se puede dividir para originar varias esporas. Las zoosporas la mayoría de las veces son simétricas bilateralmente con dos cloroplastos dispuestos dorsoventralmente, algunas forman acinetos o quistes internos. La reproducción sexual no es frecuente, aunque si en el género Vaucheria, en cuyos filamentos sifonados se pueden observar los anteridios y oogonios, siendo la única fase en la que se forman paredes transversales para darles origen (Fig. 1), en las formas dulceacuícolas la meiosis ocurre durante la germinación del cigoto (MEIOSIS CIGOTICA) siendo entonces un ciclo haplóntico. Son organismos principalmente dulceacuícolas, poco conocidos ya que son microscópicos, Tribonema sp. se puede localizar en aguas frías de hasta 10 °C en la primavera, en tanto que el género Vaucheria crece en áreas fangosas en las orillas de lagos; estos organismos son considerados colonizadores extensivos en aguas salobres y ensenadas, muchos de ellos viven en charcas ácidas, alpinas y subalpinas, además de pantanos donde conviven con el musgo Sphagnum sp. 2. MATERIAL BIOLÓGICO Muestras de agua colectadas en los diferentes sistemas acuáticos. 3. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA La cubierta de las células se puede resaltar utilizando Azul de Crecil, en tanto que los gránulos de reserva y cloroplastos mediante el Lugol, si lo que pretendes es observar el número de núcleos, entonces el Carmín Acético es el adecuado. Si lo deseas puedes probar con una coloración mixta, solamente considera por separado la técnica para la observación de núcleos, puesto que ésta requiere de calentamiento. a) Coloca una o dos gotas de concentrado de tu muestra, agrega 1 ó 2 gotas del colorante elegido, deja reposar durante 1 ó 2 minutos, coloca el cubreobjetos y observar al microscopio.  Cubierta celular (pared celular).  Organelos celulares (núcleos, gránulos de reserva, cloroplastos).  Utilice las muestras preparadas para el caso anterior y observe: - Tipos morfológicos (sifonados y cenocíticos) NOTA: SI EXISTE EXCESO DE COLORANTE QUITARLO CUIDADOSAMENTE CON PAPEL HIGIÉNICO.

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REALICE ESQUEMAS TOME FOTOGRAFÍAS (Recuerda que las fotografías te serán útiles para la presentación de tus resultados)

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PRÁCTICA N° 12 HETEROCONTOFÍCEAS: CRISOFÍCEAS (algas doradas) y DICTIOCOFÍCEAS (silicoflagelados) 1. INTRODUCCIÓN CHRYSOPHYCEAE Los pigmentos fotosintetizadores característicos de este grupo están representados por las clorofilas “a”, “c1” y “c2”, así como xantofilas como: Fucoxantina y violaxantina, que en conjunto les dan coloraciones doradas. La sustancia de reserva corresponde a la crislaminarina y gotitas de aceite. Presentan dos flagelos heterocontos, uno liso en forma de látigo y otro pinnado (con mastigonemas), asociado al flagelo liso se encuentra una mancha ocular (Fig. 1). Flagelo liso corto

Flagelo pinnado largo

Mancha ocular Vacuola Cloroplastos Gotitas de aceite

Núcleo

Figura 1. Estructura celular característica de una célula Crisofícea Las especies de este grupo se caracterizan por formar estatostoras (características de formas bentónicas dulceacuícolas), son esporas de resistencia con pared constituida por dos mitades desiguales que se empalman, un tapón pequeño (puede o no estar silicificado) y una urna más grande fuertemente silicificada y con un poro (Fig. 2). Tapón

Poro

Urna

Estatospora o estomatocisto

Estatosporas en Dinobryon sp.

Figura 2. Estructura de las estatosporas de Crisofíceas

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Las especies en su fase vegetativa pueden presentar un recubrimiento celular a manera de periplasto mejor representado en las formas unicelulares (Chromulina sp., Ochromonas sp.) o bien como lóricas características de las formas coloniales como el caso del género Dinobryon sp. (Fig. 3).

Chromulina sp.

Ochromonas spp. Formas unicelulares con periplasto Lórica

Célula Dinobryon spp. Colonia arborecente

Uroglena spp. Colonia esférica

Figura 3. Tipos morfológicos de Crisofíceas DICTIOCOFÍCEAS (silicoflagelados) Los fotoautótrofos presentan varios cloroplastos discoidales, contienen clorofilas “a”, “c1” y “c2”, además de pigmentos accesorios como: Fucoxantina y diadinoxantina. La sustancia de reserva es crisolaminarina, pueden presentar gotas de aceites. Los flagelos son heterocontos apicales, uno pinnado y largo, el otro expresado como un cuerpo basal, no tienen mancha ocular. Con respecto a su

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tipo de nutrición las podemos encontrar como fotoautótrofas, mixo y heterótrofas. La pared celular es silícea en forma de endoesqueleto a manera de varillas es el caso los (Fig. 4). Endoesqueleto silíceo

Vacuolas

Núcleo

Cloroplastos

Diversidad de esqueletos silíceos de Dictyocha

Figura 2. Estructura morfológica en silicoflagelados (Dictyocha spp.) Especies como Dinobryon sp. y Dictyocha sp., son indicadoras biológicas de aguas dulceacuícolas y marinas frías respectivamente. Por su distribución las vamos a localizar tanto en aguas dulces como marinas. 2. MATERIAL BIOLÓGICO Muestras de agua colectadas en los diferentes sistemas acuáticos. 3. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA La cubierta de las células se puede resaltar utilizando Azul de Crecil, en tanto que los gránulos de reserva mediante el Lugol, si lo que pretendes es observar el número de núcleos, entonces el Azul de Metileno es el adecuado. Si lo deseas puedes probar con una coloración mixta. a) Coloca una o dos gotas de concentrado de tu muestra, agrega 1 ó 2 gotas del colorante elegido, deja reposar durante 1 ó 2 minutos, coloca el cubreobjetos y observar al microscopio.

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Cubierta celular (periplasto o esqueleto silíceo).  Organelos celulares (núcleos, gránulos de reserva, cloroplastos, flagelos).  Utilice las muestras preparadas para el caso anterior y observe: - Tipos morfológicos (unicelulares o coloniales) NOTA: SI EXISTE EXCESO DE COLORANTE QUITARLO CUIDADOSAMENTE CON PAPEL HIGIÉNICO. REALICE ESQUEMAS TOME FOTOGRAFÍAS (Recuerda que las fotografías te serán útiles para la presentación de tus resultados)

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PRÁCTICA Nº 13 HETEROCONTOFÍCEAS: BACILARIOFÍCEAS (Diatomeas centrales) 1. INTRODUCCIÓN En este grupo los cloroplastos son discoidales, los pigmentos fotosintetizadores están representados por las clorofilas “a” y “c”, además de β-caroteno y fucoxantina, en tanto que su reserva alimenticia corresponde a la crisolaminarina y aceites; presentan un sólo núcleo (Fig. 1). Cloroplastos

Núcleo

Coscinodiscus sp. Figura 1. Estructura citológica de una diatomea central La pared celular es tipo silícea arreglada en forma de una caja de petri, por lo cual podemos encontrar dos vistas, una valvar y otra conectiva o cingular, en esta última se puede observar la conexión de ambas valvas a la cual se le llama CÍNGULO y que divide al organismo en dos partes EPITECA la parte más ancha e HIPOTECA la parte más angosta (Fig. 2).

VISTA VALVAR

Epiteca

VISTA CONECTIVA

Cíngulo

Hipoteca Coscinodiscus sp.

Figura 2. Estructura valvar de una diatomea central

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Este grupo está compuesto por especies cuya ornamentación es de simetría radial, en la mayoría de las especies la vista valvar es circular, sin embargo las podemos encontrar triangulares, oblongas, ovoides y cuadrangulares entre otras. La vista conectiva generalmente es de tipo rectangular (Fig. 3). Las ornamentaciones están representadas por una serie de perforaciones comúnmente hexagonales denominadas areolas en cuyo interior se pueden ubicar puntuaciones. Presentan también una serie de espinas y/o espínulas, además de prolongaciones alares, tubulares gelatinosas llamadas sedas y cuernos que no siempre terminan aguzándose hacia los extremos (Fig. 4). Cabe mencionar que este orden no presenta géneros que se desplacen o tengan movimiento propio ya que carecen de rafe y seudorafe. El grupo se encuentra mejor representado en el medio marino, aunque también se encuentran en aguas dulces, todas son fotosintetizadoras, las formas más grandes se ubican en zonas frías y templadas y las más pequeñas en las zonas subtropical y tropical, también se localizan como organismos bentónicos y perifitónicos adheridos a filamentos de otras algas.

Actinoptychus sp.

Chaetoceross sp. Triceratium sp.

Figura 3. Formas de la Vista valvar en Diatomeas Centrales

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Ocelos Areolas

Roseta

Thalassiosira sp. Coscinodiscus sp. (vista valvar)

Procesos alares

Seda Panktoniella sp (vista valvar)

Ditylum sp. (vista conectíva) Espinas

Cuernos

Sedas

Chaetoceros sp. (vista conectiva)

Odontella sp. (vista conectiva)

Figura 4. Principales Ornamentaciones de las Diatomeas Centrales

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2. MATERIAL BIOLÓGICO Muestras de agua colectadas en los diferentes sistemas acuáticos. 3. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA La cubierta de las células se puede resaltar utilizando Azul de Crecil, en tanto que los gránulos de reserva mediante el Lugol, si lo que pretendes es observar el número de núcleos, entonces el Azul de Metileno es el adecuado. Si lo deseas puedes probar con una coloración mixta. a) Coloca una o dos gotas de concentrado de tu muestra, agrega 1 ó 2 gotas del colorante elegido, deja reposar durante 1 ó 2 minutos, coloca el cubreobjetos y observar al microscopio.  Cubierta celular (pared celular silícea).  Organelos celulares (núcleos, gránulos de reserva, cloroplastos).  Utilice las muestras preparadas para el caso anterior y observe: - Tipos morfológicos (unicelulares o coloniales) NOTA: SI EXISTE EXCESO DE COLORANTE QUITARLO CUIDADOSAMENTE CON PAPEL HIGIÉNICO. REALICE ESQUEMAS TOME FOTOGRAFÍAS (Recuerda que las fotografías te serán útiles para la presentación de tus resultados)

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Realice un cuadro comparativo con las diferentes ornamentaciones de los géneros observados. GENERO

VISTA VISTA ROSET VALVAR CONECTIVA A

SEDAS ESPINAS ESPÍNULAS

GENERO MEMBRANA AREOLAS OCELO RADIOS BANDAS CUERNOS ALAR S INTERCALARES

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PRÁCTICA Nº 14 HETEROCONTOFÍCEAS: BACILARIOFÍCEAS (Diatomeas pennales) 1. INTRODUCCIÓN Este grupo está compuesto por especies cuya ornamentación se dirige a una línea longitudinal (simetría bilateral), en la mayoría de las especies la vista valvar es alargada en forma romboidal, sin embargo, las hay oblongas, ovoides, con forma de bat, sigmoides y curvadas entre otras. La vista conectiva generalmente es de tipo rectangular (Fig. 1).

Surirella sp. Simetría bilateral romboidal

Gomphonema sp. Moniliformes

Pinnularia sp. valvar conectiva Elipsoidal

Cymbella sp. Simetría bilateral cóncava

Navicula sp naviculoides Surirella sp. valvar conectiva Oblonga

Figura 1. Simetría y Formas del Orden Pennales

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Las ornamentaciones están representadas por una serie de perforaciones denominadas costillas si son muy gruesas o estrías si son delgadas, pueden presentarse una serie de bandas de diferente constitución a lo que se le llama bandas intercalares (Fig. 2)

Costillas

Estrías

Pinnularia sp. Surirella sp.

Bandas intercalares

Epithemia sp.

Gomphonema sp.

Amphora sp.

Figura 2. Ornamentaciones en Diatomeas Pennales Morfológicamente podemos encontrar organismos unicelulares o multicelulares conformando colonias en zig-zag, radiales o filamentosas como empalizadas. Cabe mencionar que este orden presenta géneros que se desplazan ya que presentan rafe y seudorafe (Fig. 3). pn r pn: nodo polar cn: nodo central r: rafe pr: seudorafe

cn

pr

Cymbella sp.

Staurosira sp.

Figura 3. Rafe y Seudorafe

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Una característica de importancia taxonómica para este grupo lo representa la simetría, es decir, se requiere de saber si las valvas son simétricas o no tanto longitudinalmente como transversalmente y en ambas vistas (valvar y cingular o conectiva) para lo cual trazamos una línea imaginaria longitudinal o transversal según sea el caso (Fig. 4).

Epithemia sp.

Surirella sp.

Ulnaria sp.

L: Plano longitudinal T: Plano transversal

Figura 4. Simetría en Diatomeas Pennales El grupo se encuentra mejor representado en el medio dulceacuícola y salobre, aunque también se encuentran en aguas marinas, todas son fotosintetizadoras, las formas más grandes se ubican en zonas frías y templadas y las más pequeñas en las zonas subtropical y tropical, también se localizan como organismos bentónicos y perifitónicos adheridos a filamentos de otras algas. 2. MATERIAL BIOLÓGICO Muestras de agua colectadas en los diferentes sistemas acuáticos. 3. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA La cubierta de las células se puede resaltar utilizando Azul de Crecil, en tanto que los gránulos de reserva mediante el Lugol, si lo que pretendes es observar el número de núcleos, entonces el Azul de Metileno es el adecuado. Si lo deseas puedes probar con una coloración mixta. a) Coloca una o dos gotas de concentrado de tu muestra, agrega 1 ó 2 gotas del colorante elegido, deja reposar durante 1 ó 2 minutos, coloca el cubreobjetos y observar al microscopio.  Cubierta celular (pared celular silícea).  Organelos celulares (núcleos, gránulos de reserva, cloroplastos).

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 Utilice las muestras preparadas para el caso anterior y observe: - Tipos morfológicos (unicelulares o coloniales) NOTA: SI EXISTE EXCESO DE COLORANTE QUITARLO CUIDADOSAMENTE CON PAPEL HIGIÉNICO. REALICE ESQUEMAS TOME FOTOGRAFÍAS (Recuerda que las fotografías te serán útiles para la presentación de tus resultados) Realice un cuadro comparativo con las diferentes ornamentaciones de los géneros observados.

GENERO

VISTA VISTA SIMETRÍA SIMETRÍA ESTRÍA VALVAR CONECTIVA LONG. TRANSVEr. S

COSTILLA S

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RAFE SEUDORAFE

BANDAS INTERCALARES

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FORMA ORGANIZACIÓN DE CELULAR CÉLULA

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PRÁCTICA N° 15 HAPTOFÍCEAS (Cocolitofóridos) 1. INTRODUCCIÓN La mayoría de las especies de las haptofitas son unicelulares, móviles que presentan dos flagelos, los pigmentos fotosintetizadores, en el caso de las formas autótrofas y mixotróficas, son las clorofilas “a”. “c1” y “c2”, así como la β-caroteno y xantofilas como diatoxantina, diadinoxantina y fucoxantina y como sustancia de reserva se ha observado a la crisolaminariana, además de grandes concentraciones de aceites; comprende a los organismos que presenta un haptonema, escamas y cocolitos; el haptonema es una estructura semejante a un flagelo, pero difiere por su ultraestructura, ya que se compone de tres membranas concéntricas que rodean a seis microtúbulos, sus funciones pueden ser como órgano de fijación, sirve para alimentarse mediante la fagocitosis con capacidad de enroscarse y extenderse rápidamente (Fig. 1). Haptonema

Fagocitosis

Figura 1. Haptonema y Proceso de fagocitosis Las escamas pueden ser de constitución celulósica (orgánicas), los cocolitos son estructuras de carbonato de calcio, que varían de forma desde circulares a elipsoidales los cuales se localizan en la superficie de la célula, ésta y sus cocolitos reciben el nombre de cocósfera, la formación tanto de las escamas como los cocolitos está vinculada con el aparato de Golgi, para posteriormente depositarse en la superficie de la célula (Fig. 2) Casi todos pertenecen al nanoplancton y algunos pueden ser causantes de mareas tóxicas (Phaeocystis globosa). Los cocolitofóridos son evidentes en el registro fósil, debido a la constitución calcárea de sus discos los que se depositan en el fondo de las aguas marinas y se conocen desde el devoniano.

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Escamas en prymnesiales (Microscopía electrónica de trasmisión)

Cocosfera Cocolitos

Cocosfera y cocolitos Emiliania sp.(microscopia de luz)

Emiliania sp. Cocósfera y cocolitos (microscopia electrónica de barrido)

Figura 2. Escamas y Cocolitos

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2. MATERIAL BIOLÓGICO Fitoplancton marino (Emiliania sp., Coccolithus sp., Discosphaera sp., Pontosphaera sp., Scyphosphaera sp.) 3. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA Observación de la morfología. a) Coloque una pequeña parte de la membrana millipore que contenga cocolitofóridos en un portaobjetos y agréguele una gota de aceite de inmersión. b) Coloque el cubreobjetos y observe al microscopio compuesto, primero con el objetivo de 40X y una vez localizados los organismos, con cuidado observe con el objetivo de 100X:  Forma de las cocósferas, Forma de los cocolitos, Tipo de cocolitos REALICE ESQUEMAS TOME FOTOGRAFÍAS (Recuerda que las fotografías te serán útiles para la presentación de tus resultados) NOTA: EN CASO DE NO LLEVARSE A CABO LA OBSERVACIÓN UTILICE LAS FOTOGRAFÍAS QUE SE LE PROPORCIONEN Realiza un cuadro comparativo de los géneros observados Cuadro Comparativo de los Géneros Observados GENERO

FORMA DE TIPO DE COCOSFERA COCOLITO S

FORMA DE LOS COCOLITOS

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A partir de las fotografías proporcionadas realice un cuadro comparativo de los géneros Cuadro Comparativo de los Géneros de las Fotografías GENERO

FORMA DE TIPO DE COCOSFERA COCOLITO S

FORMA DE LOS COCOLITOS

Realice una clave dicotómica a partir del análisis de ambos cuadros y utilizando la teoría de conjuntos.

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135PRÁCTICA Nº 16 EUGLENOFÍCEAS (Euglenas) I. INTRODUCCIÓN Esta división comprende organismos cuya coloración verde, verde-amarillenta o roja esta dada por la presencia de pigmentos como: clorofilas a y b, -caroteno y xantofilas diadinoxantina (anteraxantina) y astaxantina (hematocromo); pueden o no presentar cloroplastos y cuando los hay pueden contener o no pirenoides; la sustancia de reserva se encuentra en forma de un derivado del almidón llamado PARAMILON y lípidos. Son organismos que presentan un núcleo bastante evidente (uninucleados) y pueden presentar o no MANCHA OCULAR, esta última nunca se encuentra asociada a los cloroplastos. No presentan pared celular sino PERIPLASTO y/o LÓRICA (Fig. 1), el primero en algunos organismos se encuentra constituido de una serie de anillos asociados a la secreción de mucilagos y a la actividad de METABOLIA proceso por el cual pueden cambiar de formas alargadas a esféricas y viceversa (Fig. 4), en los mismos se pueden observar una serie de ornamentaciones a manera de estrías longitudinales o diagonales, espinas o materia orgánica (Fig. 2). Núcleo

Cloroplastos

Periplasto Flagelo

Vacuola

Mancha ocular Euglena sp.

Figura 1. Estructura Celular de Euglenofícea Estrías

Espinas

Cauda

Lórica

Trachelomonas sp. Figura 2. Ornamentaciones en Euglenofícea

Phacus sp.

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En aquellos organismos con periplasto se presenta en el extremo anterior una invaginación (la CITOFARINGE y RESERVORIO) en forma de conducto y cuya abertura es llamada CITOSTOMA. Todos los organismos de esta división pueden presentar de 1 - 3 flagelos pectinados de posición apical colocados en la base del reservorio (Fig. 1). Los tipos morfológicos presentes en este grupo van desde unicelulares hasta coloniales dendroides con pedúnculos mucilaginosos; en cuanto a la forma de las células varía desde esféricas, ovoides hasta las alargadas (Fig. 3). Unicelulares Autótrofos

Euglena sp.

Peranema sp.

Phacus sp.

Strombomonas sp.

a) Larva de libélula; b) Colacium sp. c) zoospora

Heterótrofo

Figura 3. Tipos Morfológicos La reproducción asexual es la más conocida en este grupo y se lleva a cabo por escisión longitudinal aun en aquellas especies coloniales, pueden formar quistes cuando las condiciones del medio les son adversas, en tanto que la sexual es poco conocida.

Figura 4. Metabolia en Astasia sp.

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Se conocen aproximadamente 450 especies repartidas en 25 géneros, agrupados en una sola clase EUGLENOPHYCEAE y dos órdenes EUGLENALES y COLACIALES. La mayor parte viven en aguas dulces ricas en materia orgánica, cuando son muy abundantes producen floraciones de color verde-brillante, amarillento, parduzco o rojizo, son frecuentes en el suelo y limo húmedo, algunas son de aguas salobres y pocos géneros pueden ser localizados en aguas marinas, otras son endozoicas y no presentan pigmentos viven en el cuerpo de rotíferos, nematodos, turbelaridos, oligoquetos y copépodos. Algunas especies son consideradas como productores primarios como fuente de alimento para herbívoros del zooplancton, por su tasa de crecimiento tan sensible a la vitamina B12 y cobalamina se emplean como organismos de ensayo bioquímico y de nutrición. 2. MATERIAL BIOLÓGICO Muestras de agua colectadas en los diferentes sistemas acuáticos. 3. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA La cubierta de las células se puede resaltar utilizando Azul de Crecil, en tanto que los gránulos de reserva mediante el Lugol, si lo que pretendes es observar el número de núcleos, entonces el Azul de Metileno es el adecuado. Si lo deseas puedes probar con una coloración mixta. a) Coloca una o dos gotas de concentrado de tu muestra, agrega 1 ó 2 gotas del colorante elegido, deja reposar durante 1 ó 2 minutos, coloca el cubreobjetos y observar al microscopio.  Cubierta celular (periplasto).  Organelos celulares (núcleos, gránulos de reserva, cloroplastos).  Utilice las muestras preparadas para el caso anterior y observe: - Tipos morfológicos (unicelulares o coloniales) NOTA: SI EXISTE EXCESO DE COLORANTE QUITARLO CUIDADOSAMENTE CON PAPEL HIGIÉNICO. REALICE ESQUEMAS TOME FOTOGRAFÍAS (Recuerda que las fotografías te serán útiles para la presentación de tus resultados) Realice un cuadro comparativo con las diferentes ornamentaciones de los géneros observados.

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FORMA DEL CUERPO

ORNAMEN- CLOROPLASTOS CUBIERTA ORGANIZACIÓN TACIONES CELULAR CELULAR

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PRÁCTICA Nº 17 PROTOZOOS (Sarcodinos de vida libre dulceacuícolas y marinos) 1. INTRODUCCIÓN En este grupo se ubican las formas ameboides con seudópodos de diferente tipo (lobópodo, filópodos, rizópodos y auxópodos (Fig. 1). Su cuerpo puede estar protegido o desnudo; las especies dulceacuícolas poseen de una a varias vacuolas contráctiles, en tanto que las marinas.

Lobópodo

Filópodos

Rizópodos

Auxópodos

Figura 1. Tipos de seudópodos en los sarcodinos Sistemáticamente se encuentran repartidos en 2 subclases GYMNAMOEBIA y TESTACEALOBOSIA, las cuales son separadas por la presencia o ausencia de estructuras protectoras y la forma como se dividen el o los núcleos. De ambos grupos por su importancia se describen los órdenes Amoebida y Arcellinida. ORDEN AMOEBIDA Este grupo es cosmopolita, de vida libre, todo tipo de aguas, incluyendo suelos húmedos con alto contenido de humus, parásitos de diversos animales llegando a ser patógenos. Poseen un solo núcleo, carecen de etapas flageladas y solo presentan membrana celular. El grupo más importante son los Tubilinos donde se ubican las especies ameboidales de vida libre como: Amoeba spp., Chaos spp., Saccamoeba spp., Neoparamoeba spp., y Vexillifera spp. Su cuerpo va de tubular a cilíndrico ramificado o no, el flujo citoplasmático no es bidireccional y la división nuclear es mesomitótica son formadores de quistes (Fig. 2).

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Seudópodos Macronúcleo

Vacuola contráctil Vacuolas alimenticias Endoplasma

Ectoplasma Amoeba proteus

Figura 2. Tipo ameboide de vida libre ORDEN ARCELLIDA Este grupo es exclusivamente dulceacuícola, los organismos se caracterizan por presentar una cubierta protectora llamada testa y lórica o conchas (membrana rígida), puede ser lisa o esculpida, con una gran cantidad de ornamentaciones a base de materia orgánica, arena, cristales de sal y en ocasiones hasta heces fecales, pueden tener dos o más núcleos, puede presentar o no la lórica o concha quitinosa y entonces se fijan a la misma mediante cientos de filamentos, los ejemplos más típicos son los géneros Arcella y Difflugia (Fig. 3). Concha quitinosa Lórica o testa Poro

Seudópodos Materia orgánica y granos de arena Cuello

Arcella sp. (vista ventral)

Poro Diffugia sp.

Figura 3. Tipos morfológicos de ameboides con concha, lórica o testa

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CLASE HELIOZOEA Este grupo también es conocido como heliozoarios o animalúnculos sol, principalmente son de forma esférica con bastantes auxópodos radiales, que sólo pueden ser vistos en el microscopio óptico. El citoplasma se diferencia en un ectoplasma burdamente vacuolado además del endoplasma con pocas vacuolas y opaco, no presentan endoesqueleto, cuando hay exoesqueleto este puede ser silíceo o de materia orgánica, la mayoría son dulceacuícolas. El orden más representativo en los medios de agua dulce es ACTINOPHRYDA, el género que más fácilmente podemos encontrar es Actinosphaerium que presenta varias especies (Fig. 4). Auxópodos

Núcleo Ectoplasma vacuolado

Figura 4. Actinophrys un heliozoario de charcas perennes o temporales someras SUPERCLASE RHIZOPODA CLASE GRANULORETICULOSEA Las especies de esta clase se caracterizan por la presencia de conchas o testas perforadas a través de las cuales se proyectan los reticulopodios, seudópodos muy finos de aspecto hialino (transparente) o finamente granulados, estas estructuras son ramificadas de tal manera que forman una especie de red entorno del cuerpo. La composición de las conchas puede ser silícea o calcárea o bien presentar una serie de materiales extraños como: arena, espículas de esponjas, etc. Todos los representantes son de vida libre y la mayoría marinos, algunos de agua dulce; se agrupan en tres órdenes (ATHALAMIDA, MONOTHALAMIDA y FORAMINIFERIDA), sin menospreciar la importancia ecológica de los demás ordenes, consideramos que los foraminíferos son los de mayor relevancia. Algunos géneros representativos de este orden son: Rotalia sp., Asterigerina sp., Bolivina sp., Discorvis sp., y Globigerinasp. (Fig. 5).

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Globigerina bulloides

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Bulimina spp.

Nonionella sp. Figura 5. Tipos Morfológicos de Foraminíferos SUPERCLASE ACTINOPODA Son organismos de formas esféricas, los seudópodos más comunes son de tipo axópodos, menos comunes son otros tipos, la simetría de estas estructuras es radial a partir del centro del organismo, pueden ser desnudos o protegidos por un esqueleto este puede ser de sílice o silicatos de calcio y magnesio. Presentan reproducción asexual y sexual esta última implica gametos que son generalmente flagelados. Se clasifican en cuatro clases: ACANTHAREA, POLYCYSTINEA y PHAEODAREA, anteriormente conocidas como el orden RADIOLARIDA (Kudo, 1966) y HELIOZOEA, a las que corresponden 17 órdenes. A continuación se describen dos de las clases consideradas más importantes a nuestro criterio, debido a que fácilmente las podemos encontrar representadas en nuestro estado. CLASE ACANTHAREA Se caracterizan por presentar un esqueleto de composición típica de la superclase, en la mayoría de los casos presentan una cantidad variable de espinas en disposición de simetría radial algunos no presentan una clara simetría, contienen un ectoplasma vacuolado separado del endoplasma granular por una cápsula central que no presenta poros especiales; se clasifican en 5 ordenes: HOLACANTHIDA, SYMPHYACANTHIDA, CAHUNACANTHIDA, ARTHRACANTHIDA y ACTINELIDA, los cuales se separan por la cantidad y disposición de las espinas así como por la presencia o ausencia de quistes. Algunos géneros representativos son: Acanthochiasma sp., Acanthocolla sp., Acantholithium sp., Stauracon sp. y Actinelius sp. (Fig. 6).

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Acantholithium spp.

Eucecryphalus clinatus Anomalacantha dentata

Arachnocorallium sp.

Peromelissa phalacra

Figura 6. Tipos Morfológicos de los Radiolarios y Acantáridos 2. MATERIAL BIOLÓGICO Muestras de agua colectadas en los diferentes sistemas acuáticos. 3. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA La cubierta de las células se puede resaltar utilizando Azul de Metileno, en tanto que los núcleos, con el Rojo Neutro o Congo. Si lo deseas puedes probar con una coloración mixta. a) Coloca una o dos gotas de concentrado de tu muestra, agrega 1 ó 2 gotas del colorante elegido, deja reposar durante 1 ó 2 minutos, coloca el cubreobjetos y observar al microscopio.  Cubierta celular (membrana).  Organelos celulares (núcleos, vacuolas digestivas y contráctiles, tipos de seudópodos y ornamentaciones).  Utilice las muestras preparadas para el caso anterior y observe: - Tipos morfológicos (unicelulares o coloniales) NOTA: SI EXISTE EXCESO DE COLORANTE QUITARLO CUIDADOSAMENTE CON PAPEL HIGIÉNICO. REALICE ESQUEMAS TOME FOTOGRAFÍAS (Recuerda que las fotografías te serán útiles para la presentación de tus resultados) Realice un cuadro comparativo con las diferentes ornamentaciones de los géneros observados.

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FORMA TIPO DE SEUDÓPODOS ORNAMENTACIONES DE CUBIERTA CÉLULA

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PRÁCTICA Nº 18 PROTOZOOS CILIADOS (de vida libre dulceacuícolas y marinos) 1. INTRODUCCIÓN Su principal característica es la presencia de cilios o conjunto de estos, que pueden ser más complejos (cirros, membranelas, etc.); si bien algunas especies en la fase adulta pierden los cilios, en algunas etapas de su ciclo la van a presentar, o bien puede existir una infraciliatura. Además se les observa uno o más núcleos; algunos pueden contar con una boca bien definida llamada citostoma, que se comunica con una estructura tubular, la citofaringe, quien abre al interior de la célula. Este grupo es considerado como los animaloides de mayor complejidad, morfológica, estructural y fisiológicamente. La reproducción más común es de tipo asexual por fisión binaria, gemación, y fisión múltiple, en tanto que la sexual se da por conjugación y autogamia, no presentan una verdadera singamia. Algunas de sus características se pueden observar en la Figura 1.

Vacuola digestiva Citofarínge

Cilios

Citoprocto

Citostoma Ciliatura oral

Fagocito

Vacuola contráctil Membrana

Micronúcleo Macronúcleo Vacuola contráctil

Figura 1. Estructura citoplasmática y ciliar

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En el caso de las especies de vida libre se pueden localizar en aguas dulces, salobres, marinas y salinas también asociados a raíces y musgos con alto contenido de humedad. CLASE KINETOFRAGMINOPHOREA Presentan infraciliatura oral ligeramente distinta de la somática, se les observa un citostoma apical, subapical o medio ventral, pueden tener o no atrio o vestíbulo, con un anillo de cilios más largos cerca de la zona oral, también algunos presentan placas esqueletales (exoesqueleto), (Fig. 2)

Platyophrya

Urotricha

Prorodon

Lacrymaria spp.

Figura 2. Diversidad Morfológica de Kinetofragminophorea CLASE OLIGOHYMENOPHORA El aparato oral se encuentra en una cavidad bucal bien definida, solo en un grupo no se presenta. La ciliatura citostomática (bucal) es diferente a la del cuerpo ésta generalmente es uniforme y densa, presentan ciliatura paraoral en forma de membranela en uno de los lados y adoral con tres membranelas en el opuesto. El citostoma generalmente en posición ventral y cercana al lado anterior en el fondo de la cavidad bucal o infundibular, varias especies presentan lórica. SUBCLASE HYMENOSTOMATIA Los cilios del cuerpo normalmente son uniformes, las estructuras orales no son notorias, algunos géneros representativos son: Colpidium, Paramecium (Fig. 3).

Colpidium

Tetrahymena

Paramecium Figura 3. Morfología de Hymenostomatia

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SUBCLASE PERITRICHA Formas principalmente sésiles, con ciliatura corporal reducida, ésta sólo se ubica oralmente o en bandas conspicuas (Vorticella y Zoothamnium), (Fig. 4)

Zoothamnium

Vorticella

Cilios Microtúbulos Vacuola contráctil Vestíbulo Cistostoma Macronúcleo Vacuola digestiva Fibras contráctiles

Pedúnculo

Figura 4. Tipos Morfológicos de Vorticélidos CLASE POLYMENOPHOREA Presentan una zona adoral de multimembranas muy evidentes y bien desarrolladas, las cuales frecuentemente se extienden más allá del cuerpo en uno de los lados. En todo el cuerpo se pueden observar cilios, o sólo en una parte del mismo o en su defecto aparecen cirros. El citostoma se localiza al fondo de la cavidad bucal o infundibulo, la ciliatura del cuerpo pocas veces incluye cinetodesmata, comúnmente presentan postciliodesmata que suele ser prominente, frecuentemente no contienen citoprocto, en muchos casos existen especies con quistes y lórica. (Fig. 5)

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Tintinnopsis sp.

Leprotintinnus spp.

Favella sp.

Metacylis sp. Rhabdonella sp.

Xystonella sp.

Codonellopsis sp.

Tintinnopsis sp. Amphorella sp.

Tintinnus sp.

Figura 5. Algunos Tintinnidos Neríticos de México

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ORDEN HIPOTRICHIDA Organismos aplanados dorsiventralmente con cirros en el lado ventral, como los géneros: Urostyla sp., Euplotes sp. y Stylonichia sp. (Fig. 5)

Euplotes

Urostyla

Stylonichia

Membranelas Micronúcleo Cavidad bucal Macronúcleo Citostoma Citofarínge Vacuola contráctil Cirros

Figura 6. Tipos Morfológicos en Hipotrichida

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2. MATERIAL BIOLÓGICO Muestras de agua colectadas en los diferentes sistemas acuáticos. 3. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA La cubierta de las células se puede resaltar utilizando Azul de Metileno, en tanto que los núcleos, con el Rojo Neutro o Congo. Si lo deseas puedes probar con una coloración mixta. a) Coloca una o dos gotas de concentrado de tu muestra, agrega 1 ó 2 gotas del colorante elegido, deja reposar durante 1 ó 2 minutos, coloca el cubreobjetos y observar al microscopio.  Cubierta celular (membrana).  Organelos celulares (núcleos, vacuolas digestivas y contráctiles, tipos de cilios y ornamentaciones).  Utilice las muestras preparadas para el caso anterior y observe: - Tipos morfológicos (unicelulares o coloniales) NOTA: SI EXISTE EXCESO DE COLORANTE QUITARLO CUIDADOSAMENTE CON PAPEL HIGIÉNICO. REALICE ESQUEMAS TOME FOTOGRAFÍAS (Recuerda que las fotografías te serán útiles para la presentación de tus resultados) Realice un cuadro comparativo con las diferentes ornamentaciones de los géneros observados.

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Cuadro Comparativo de los Géneros Observados GÉNERO

FORMA DE CÉLULA

TIPO DE CUBIERTA

TIPO DE CILIOS

CITOSTOMA

VESTÍBULO

ORGANIZACIÓN CELULAR

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droplet

Microscopy

of

the

Protozoa.

150

laboratorio-protistas

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