INFORME_3_MICROBIOLOGIA

UNIVERSIDAD NACIONAL DE INGENIERIA FACULTAD DE INGENIERIA AMBIENTAL

DETERMINACION DE LA CALIDAD DEL AGUA POR SU CONTENIDO BACTERIAL

TERCER LABORATORIO DEL CURSO DE MICROBIOLOGIA SANITARIA I – SA323

ALEXANDER JULIO LOPEZ CASTROMONTE – 20151358F

DOCENTE: ING. JORGE GILBERTO TELLO T ELLO CEBREROS

Lima, Perú 2017

A UNIVERSI UNIV ERSIDAD DAD NA NACI CION ONAL AL DE I N G E N I E RI A

Facultad de Ingeniería Ambiental Índice 1. Resumen…………………………………………………………………………..… 6 2. Introducción ……………………………………………………………………….… 7 3. Objetivos………………………………………………………………………… ..…8 4. Marco teórico…………………………………………………………………… ..…9 4.1. Introducción a la microbiología del agua…………...……………………… .9 4.2. ¿Qué

necesitan

los

microorganismos microorganis mos

para

desarrollarse?……………………………………………………………… ...10 4.3. Parámetros en el control de la calidad del agua …………………….……10 4.3.1. Parámetros organolépticos……………………………………… ..…10 fisicoquímicos………………………………………….. ………………..15 4.3.2. Parámetros fisicoquímicos…………………………

4.4. Enfermedades microbianas transmitidas por el agua ……………………..17 agua………………………………..18 4.4.1. Parámetros para la calidad de agua………………………………..18

4.4.2. Cálculos y norma de calidad del agua potable (según DIGESA)………………………………………………………………. 18

5. Metodología ……………………………………………………………………… ..21 5.1. Materiales ……………………………………………………………….….… 21 5.2. Procedimiento ……………………………………………………………...… 22 6. Resultados …………………………………………………………………………. 23 upo 1……………………………………………………………………..…23 6.1. Gr upo

6.2. Grupo 3……………………………………………………………………..…24 6.3. Grupo 5…………………………………………………………………….….25 7. Discusión de resultados ……………………………………………………… ..…26 8. Conclusiones ……………………………………………………………………….27 9. Recomendaciones ………………………………………………………………. ..28 10. Cuestionario …………………………………………………………………… ..…29 10.1. Definir los términos siguientes con respecto a la calidad sanitaria del agua………………………………………………………………………… ...29 10.2. ¿Qué valor se considera en el recuento de bacterias heterotróficos del estándar de calidad de agua para consumo humano?............................29 10.3. ¿Qué valor se considera para determinar la calidad del agua por su contenido bacterial del agua embotellada, del agua de piscina, del agua para hielo?...............................................................................................30

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Facultad de Ingeniería Ambiental 10.4. Investigue la cantidad cantidad del agua por por recuento de bacterias bacterias heterotróficos heterotróficos en edificios ………………………………………………………………… .…32 11. Fuentes de información……………………………………………………………35 Anexos……………………………………… ……………………………………………… ………………………………….….. ………….…..36 12. Anexos………………

12.1. Reglamento

de

calidad

del

agua

(según

DIGESA)………………………….……………… DIGESA)………………………….…………………………………… …………………………...36 ……...36 Apéndice……………………………………………………… ………………………………………..….. ………………..…..38 13. Apéndice………………………………

13.1. Datos y presentación de muestras……………………………………….. 38 13.2.Diagrama 13.2.Diagrama de flujo……………………………………………………….…....41

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Facultad de Ingeniería Ambiental Índice de tablas Tabla 4.1: Cambios con el aumento y disminución del agua……………………… 15 Tabla 4.2: Conductividad para algunos tipos de agua………………………………16

Tabla 6.1: Resultados de la muestra del grupo 1……………………….………….23 Tabla 6.2: Resultados de la muestra del grupo 3……………………………..……24 Tabla 6.3: Resultados de la muestra del grupo 5……………………………… .….25 Tabla 13.1: Datos de la muestra del grupo 1………………………………………. 38 Tabla 13.2: Presentación de la muestra del grupo 1……………………………… 38

Tabla 13.3: Datos de la mues tra del grupo 3…………………………………………39 Tabla 13.4: Presentación de la m uestra del grupo 3………………………………39 Tabla 13.5: Datos de la muestra del grupo 5………………………………………… 40

Tabla 13.6: Presentación de la muestra del grupo 5………………………………40

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UNIVERSIDAD NACIONAL DE I N G E N I E RI A

Facultad de Ingeniería Ambiental Índice de figuras: Figura 4.1: Tipos de color para el agua ……………………………………………. .11 Figura 4.2: Frasco con agua sin color …………………………………………… .....12 Figura 4.3: Tipos de olor para el agua …………………………………………… .…12 Figura 4.4: Frascos son diferentes grados de turbidez ………………………… ....14 Figura 4.5: Grados del pH ……………………………………………………………. 17 Figura 4.6: Fórmula para calcular el número más probable ………………..……..19 Figura 5.1: Tubos de ensayo ………………………………………………………... ..21 Figura 5.2: Placas Petri……………………………………………………………..… 21 Figura 5.3: Mechero de Bunsen …………………………………………………...…. 21 Figura 6.1: Placa de 0.1ml del grupo 1 …………………………………………… ....23 Figura 6.2: Placa de 1 ml del grupo 1……………………………………………..…23 Figura 6.3: Placa de 0.1 ml del grupo 3……………………………………………. 24

Figura 6.4: Placa de 1 ml del grupo 3………………………………………………..24 Figura 6.5: Placa de 1ml del grupo 5……………………………………………… ...25 Figura 6.6: Placa de 0.1ml del grupo 5………………………………………… ..….25

Figura 6.7: Placa de 0.01ml del grupo 5 ………………………………………………25 Figura 12.1: Artículos 59, 60, 61, 62 y 63 del reglamento de calidad de agua......36 Figura 12.2: Límites máximos permisibles de parámetros microbiológicos y parasitológicos…………………………………………………………………….…… 37

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Facultad de Ingeniería Ambiental 1. Resumen En el trabajo de laboratorio realizado el día 11 de abril, se inició preparando el agar nutritivo, para utilizarse posteriormente en las placas de Petri. Mientras tanto se estaba tomando distintas muestras, de distintos ambientes, de agua potable para su análisis en el laboratorio, se utilizó para este fin un frasco de vidrio con tapón de plástico, y un termómetro, se debió identificar la muestra debidamente y la temperatura a la que estaba. Una vez listo todo, con una pipeta se debió verter 1ml, 0.1ml y 0.01ml en distintas placas con agar moverlas un poco para facilitar su disolución y finalmente incubar las muestras. Se debió esperar 48 horas para el posterior análisis, sin embargo por el feriado largo, esto se realizó recién el martes 18 de abril; esto periodo de tiempo, incrementó el número de colonias por lo que dificultaba el conteo, pero por recomendación del docente, se dispuso a seleccionar un mínimo para el tamaño de las bacterias, la mayoría de grupo utilizo el parámetro de mayor a 1mm para sus cálculos. Finalmente tras calcular las unidades formadoras de colonias, se comparó con los parámetros establecidos por DIGESA para constatar la calidad de las agua.

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Facultad de Ingeniería Ambiental 2. Introducción El presente laboratorio se realizó con la mejor disposición y cumplimiento del procedimiento, para tratar de obtener los mejores resultados. En ella destaca la identificación de las unidades formadoras de colonias (U.F.C) y el grado de contaminación bacteriológica del agua potable en la UNI. El agua potable, recurso indispensable para los seres vivos, es escasa y debe ser utilizada eficientemente, sin embargo, para consumo humano, debe cumplir un estándar de calidad, las Unidades Formadoras de Colonias (UFC) son un valor que indica el grado de contaminación microbiológica de un ambiente. Expresan el número relativo de microorganismos de un taxón determinado en un volumen de un metro cúbico de aguas. Las UFC son el número mínimo de células separables sobre la superficie, o dentro, de un medio de agar semi-sólido que da lugar al desarrollo de una colonia visible del orden de decenas de millones de células descendientes. Las UFC pueden ser pares (diplococos), cadena (estreptococos) o racimos (estafilococos), así como células individuales. Luego de haber realizado el experimento y comparado los resultados nos dimos cuenta que en las facultades evaluadas, si cumple el estándar de calidad dispuesto por DIGESA (500 u.f.c), en algunos casos al límite.

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Facultad de Ingeniería Ambiental 3. Objetivos Reconocer los factores más importantes que influyen en el crecimiento de microorganismos en el agua. Conocer el procedimiento de las mediciones en análisis y calidad del agua Determinar la unidad formadora de caloría (U.F.C) de las muestras de agua potable utilizadas. Comparar los resultados que obtuvimos en los ambientes donde sacamos la muestra con la norma de calidad del agua.

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Facultad de Ingeniería Ambiental 4. Marco Teórico 4.1. Introducción a la microbiología del agua El 75% de nuestro cuerpo al nacer es agua. También lo es el 70% de la Tierra. De hecho, no hay nada más abundante en nuestro planeta. Además, el agua es un constituyente necesario de las células de todos los tejidos animales y vegetales y no puede existir la vida, ni siquiera durante un periodo limitado, en ausencia de agua porque en ella se desarrollan todas las reacciones bioquímicas de los seres vivos. El agua es el fundamento de la vida porque la vida a nacido en ella, es la base de todo lo vivo. Así lo afirmaba el filósofo Tales de Mileto quien llego a considerarlo “el principio de todo lo que existe”.

El agua es un elemento usado generalmente como vehículo de transmisión de microorganismos entéricos. La dirección general de salud ambiental (DIGESA), la organización mundial de la salud (OMS) y otras normas internacionales establecen requisitos de calidad para el agua de consumo humano.

En

general,

bacteriológicamente

para

estos

establecen

consumo

si

no

que se

el

agua

encuentra

es en

apta ella

microorganismos patógenos de origen entérico y parasitario intestinal. Estos transmiten enfermedades como: Salmonelosis (Salmonella), Shigelosis (Shigella), Cólera (Vibrio Cholerae), Amebiasis (Entamoeba histolytica), alteraciones gastrointestinales (Aeromonas mesófilas, Helicobacter pylori, Campylobacter); giardiasis (Giardia lamblia), etc. En las áreas de mayor densidad poblacional los microorganismos patógenos que se encuentran en el agua de consumo son mayores. La seguridad y presencia que un agua contaminada puede ser causa de enfermedades, ha conducido a la necesidad de controlar la calidad microbiológica de muestras de diversos orígenes. Los controles rutinarios de la totalidad de los microorganismos hídricos, potencialmente riesgosos para la salud, resultan difíciles de llevar a cabo debido a la gran variedad de bacterias patógenas cultivables, a la complejidad

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Facultad de Ingeniería Ambiental de los ensayos de aislamientos y a la presencia en baja concentración de varias especies altamente agresivas, sin que el orden detallado indique prioridad. Por esta razón, los análisis bacteriológicos apuntan a la búsqueda de microorganismos indicadores de contaminación fecal. 4.2. ¿Qué necesitan los microorganismos para desarrollarse? El aislamiento de bacterias a partir de muestras naturales se realiza, en la mayoría de los casos, mediante la producción de colonias aisladas en cultivos sólidos. El crecimiento explosivo de las bacterias produce un gran número a partir de una única célula inicial de forma que, tras un periodo de tiempo de incubación en las condiciones ambientales adecuadas, se produce una colonia de individuos iguales. Para crecer, un microorganismo necesita nutrientes que le aporten energía y elementos químicos para la síntesis de sus constituyentes celulares. Dependiendo de la fuente de carbono que utilizan, los microorganismos se pueden clasificar en autotrofos si es el CO2 atmosférico (microorganismos que fotosintetizan) y heterotrofos si utilizan carbono orgánico. Los microorganismos de importancia clínica son todos ellos heterotrofos.

La

fórmula

elemental

de

un

microorganismo

es,

aproximadamente, C4H7O2N lo que supone que los componentes de las células son: carbono que representa alrededor del 50% del peso seco, oxígeno (32%), nitrógeno (14%) y debe estar disponible, normalmente, en forma de NH4 o de aminoácidos a los que se pueda tomar su grupo amino; fósforo (3%) y debe estar en forma de PO4 3-, azufre que representa en torno al 1% y procede de aminoácidos sulfurados o de SO4 2-; y otros elementos traza entre los que se encuentran Fe, K, Mg, Mn, Co, Mb, Cu y Zn. La elaboración de medios de cultivo que permitan aislar microorganismos a fin de iniciar posteriores cultivos puro o axénicos requiere proporcionar los nutrientes antes citados y, en ciertos casos, algunos aminoácidos o vitaminas que determinados tipos de microorganismos no pueden sintetizar. Los medios de cultivo se pueden clasificar en definidos cuando su composición química se conoce totalmente y complejos cuando no es el caso porque están compuestos por mezclas de extractos de materiales complejos (extracto de levadura, extracto de carne, etc.).

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Facultad de Ingeniería Ambiental 4.3. Parámetros en el control de la calidad del agua El agua para consumo humano (tanto el agua que se bebe, el que se usa para recreación o para agricultura, entre otros usos) debe ser sometida, reglamentariamente, a un control de calidad anterior a su distribución y posterior utilización. El objetivo de controlar la calidad del agua es la eliminación o reducción de los constituyentes del agua que sean perjudiciales para la salud humana y el bienestar de la comunidad. De esta forma se asegura que los consumidores del agua obtengan un recurso en condiciones de ser utilizado. Para establecer en qué estado se encuentra el agua se deben evaluar una serie de parámetros: a) Parámetros Organolépticos: color, olor, sabor, turbidez. b) Parámetros Físicos: temperatura, conductividad, entre otros. c) Parámetros Químicos: salinidad, ph, niveles de oxígeno, entre otros. d) Parámetros Microbiológicos: coliformes, estreptococos, entre otros. A continuación analizaremos con más detalle algunos de los parámetros organolépticos y físicos. 4.3.1. Parámetros organolépticos Color.

Originalmente el agua no tiene color, pero puede estar levemente coloreada debido a la presencia de materia pigmentada en suspensión, proveniente, por ejemplo, de hojas, coníferas, madera, arcillas, limos, etc. Este color causado por la mat eria en suspensión es llamado “color aparente” y varía según la ubicación del depósito de agua:

Figura 4.1: Tipos de color para el agua.

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Facultad de Ingeniería Ambiental El color de las aguas afectadas o contaminadas dependerá del tipo de compuesto o sustancia que haya sido vertido en ella. Olor

En su estado puro, el agua no produce sensaciones olfativas. Aún así, existen ciertos aromas característicos del agua que pueden indicar la fuente de la cual proviene esa agua:

Figura 4.2: Frasco con agua sin color.

Figura 4.3: Tipos de olor para el agua. Muchas veces el olor del agua depende del tipo de actividad para la cual se ha usado o incluso el tipo de actividad que se desarrolle en zonas cercanas. Así por ejemplo, las aguas residuales de industrias vinícolas, cerveceras o lecheras o empresas relacionadas con la explotación de petróleo tienen olores distintivos, generalmente fáciles de identificar. La presencia de olores extraños o muy intensos debe ser tomada como indicador de que esa agua puede no ser apta para el consumo.

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Facultad de Ingeniería Ambiental Sabor

El agua pura es, en realidad, insípida –no tiene sabor. Sin embargo, hay aguas que provienen de determinadas fuentes que tienen sabores característicos. Es el caso del agua de deshielo y el agua mineral, de cuyo sabor son responsables los minerales disueltos en ella, que a su vez provienen del suelo. Es frecuente que el agua “de la canilla” tenga un leve

sabor a cloro, ya que se usa esta sustancia como purificador. La detección de mucho sabor a cloro en el agua o incluso de otro tipo de sabores podría ser un indicador de que se trata de agua de mala calidad. Turbidez

Se entiende por turbidez a la falta de transparencia de un líquido debido a la presencia de partículas en suspensión. Cuantos más sólidos en suspensión haya en el líquido, más sucia parecerá ésta y más alta será la turbidez – y cuanto más turbia el agua, menor es su calidad. Hay varios factores que influyen en la turbidez del agua, entre algunos de ellos la presencia de organismos acuáticos y/o el crecimiento de algas, descarga de efluentes (escorrentías urbanas), presencia de partículas suspendidas y disueltas de gases, líquidos y sólidos tanto orgánicos como inorgánicos. La turbidez de tipo físico es nocivo para la producción de plantas y de oxígeno disuelto, debido a que la arcilla evita la penetración de los rayos solares, estos son dispersados y absorbidos en lugar de transmitirse en línea recta, produciendo que el agua aumente de temperatura y afectando la productividad primaria, por lo cual disminuye la fotosíntesis de las plantas afectando de igual manera la producción de oxígeno. La turbiedad se debe tener en consideración en las aguas para abastecimiento público por tres razones: - Estética: Cualquier turbiedad en el agua para beber, produce en el consumidor un rechazo inmediato y pocos deseos de ingerirla y utilizarla en sus alimentos. - Filtrabilidad: La filtración del agua se vuelve más difícil y aumenta su costo al aumentar la turbiedad. - Desinfección: Un valor alto de la turbidez, es una indicación de la probable presencia de materia orgánica y microorganismos que van a aumentar la

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Facultad de Ingeniería Ambiental cantidad de cloro u ozono que se utilizan para la desinfección de las aguas para abastecimiento de agua potable. El límite máximo de turbidez permisible en el agua potable es de 10 NTU (unidades de turbidez nefelométricas).

Figura 4.4: Frascos son diferentes grados de turbidez

Cloro residual

La concentración de cloruros es una medida específica de la salinidad de las descargas de la industria petrolera. Los cloruros son los principales componentes de las salmueras de petróleo. El incremento de cloruro en el agua ocasiona el aumento de la corrosividad del agua. El alto contenido de cloruros impide que el agua sea utilizada para el consumo humano o el ganado. Los cloruros que se encuentran en el agua natural proceden de la disolución de suelos y rocas que los contengan y que están en contacto con el agua. En el caso de las aguas costeras, su presencia también es debida a la intrusión de aguas saladas. Otra fuente de cloruros es la descarga de aguas residuales domésticas, agrícolas e industriales a aguas superficiales. Las heces humanas, por ejemplo suponen unos 6 gr. de cloruros por persona día. En lugares donde la dureza del agua sea elevada, los compuestos que reducen la dureza del agua son también una importante fuente de aportación de cloruros. • Un contenido elevado de cloruro puede d añar las conducciones

y estructuras metálicas y perjudicar el crecimiento vegetal. El umbral del gusto de los cloruros es de 200 mg/L a 300 mg/L.

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Facultad de Ingeniería Ambiental 4.3.2. Parámetros fisicoquímicos Temperatura

Se ve influida en gran medida por la cantidad de energía solar que es absorbida tanto por el agua como por el suelo y el aire que la rodea. Mayor calor solar da como resultado aguas con temperaturas más elevadas, por lo tanto cualquier factor que influya sobre la penetración de los rayos solares (Ej. Materia en suspensión) afectará el calentamiento del agua, lo cual causará diferencias térmicas, la distribución de los organismos en la columna de agua y la productividad. En zonas poco profundas no se presentan diferencias marcadas de temperatura en la columna de agua, debido a que la brisa puede mezclar el agua y distribuir la temperatura absorbida. En cambio en los grandes lagos existe una gran diferencia entre la temperatura superficial del agua y la profunda. La temperatura de un cuerpo de agua influye mucho en la cantidad y diversidad de la vida acuática. Los lagos son relativamente fríos y tienen poca vida vegetal acuática en invierno, florecen en primavera y verano cuando las temperaturas se elevan y las aguas ricas en nutrientes se mezclan con las superiores. La temperatura rige algunos parámetros físicos, químicos y biológicos, tales como ser la evaporación y la solubilidad de los gases. Dentro de los biológicos están los procesos metabólicos como la respiración, nutrición, actividad de las bacterias en la descomposición de la materia orgánica, etc. de ahí la necesidad de conocer y evaluar los cambios de temperatura del agua.

Tabla 4.1: Cambios con el aumento y disminución del agua Aumenta la temperatura del Agua Disminuye la temperatura del Agua Radiación solar

Radiación devuelta

Calor atmosférico

Conducción de calor a la atmósfera

Condensación de vapor de agua

Conducción de calor al fondo

Calor de reacciones químicas

-

Calor de fricción producido por movimiento

-

de las partículas del agua

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Facultad de Ingeniería Ambiental Conductividad

La conductividad de una sustancia se define como "la habilidad o poder de conducir o transmitir calor, electricidad o sonido". La unidad de medida en el sistema SIMELA es Siemens por metro [S/m]. El agua destilada tiene una conductividad relativamente baja, pero el agua pura es un buen conductor de la electricidad. Esto se debe a que el agua pura posee iones disueltos, y la conductividad aumenta cuando aumenta la concentración de iones. Entonces, entre más compuestos con iones posea el agua, mayor será su conductividad (por eso el agua de mar tiene mucha más conductividad que el agua ultra pura, como puede observarse en la tabla a continuación): Tabla 4.2: Conductividad para algunos tipos de agua. Tipo de Agua Ultra Pura Potable De Mar

Conductividad [S/m] 5.5 · 10-6 S/m 0.005 – 0.05 S/m 5 S/m

PH

El pH es el valor que determina si una sustancia es ácida, neutra o básica, calculando el número iones hidrogeno presentes. Se mide en una escala a partir de 0 a 14, en la escala 7, la sustancia es neutra. Los valores de pH por debajo de 7 indican que una sustancia es ácida y los valores de pH por encima de 7 indican que es básica. Cuando una sustancia es neutra el número de los átomos de hidrógeno y de oxhidrilos son iguales. Cuando el número de átomos de hidrógeno (H+) excede el número de átomos del oxhidrilo (OH-), la sustancia es ácida La concentración de ión hidrogeno es un parámetro de calidad de gran importancia tanto para el caso de calidad de las aguas naturales como residuales. • Todas las fases del tratamiento del agua para suministro y

residual, como o la neutralización ácido – base, suavizado, precipitación, coagulación, desinfección y control de la corrosión, depende del pH. El agua residual con concentración de ión hidrógeno presenta elevadas dificultades de tratamiento con procesos biológicos y el efluente puede 16


Facultad de Ingeniería Ambiental modificar la concentración de ión hidrogeno en las aguas naturales si ésta no se modifica antes de la evacuación de las aguas. A una temperatura determinadas, la intensidad del carácter ácido o básico de una solución viene dada por la actividad del ión hidrogeno o pH. El pH de los sistemas acuosos puede medirse convenientemente con pHmetro.

Figura 4.5: Grados del pH 4.4. Enfermedades microbianas transmitidas por el agua La contaminación microbiana de los materiales utilizados por muchos individuos es una fuente muy común de enfermedades infecciosas. Estas fuentes comunes pueden ser el agua o los alimentos contaminados. Las enfermedades transmitidas por el agua son una importante fuente de morbilidad y mortalidad, especialmente en los países en vías de desarrollo. Una gran variedad de bacterias, virus y protozoos causan enfermedades infecciosas transmitidas por el agua. Las enfermedades transmitidas por el agua comienzan como infecciones. El agua puede producir infecciones incluso si solo presenta una pequeña cantidad de microorganismos; el número exacto de patógenos necesarios para producir una infección esta e función de la virulencia del patógeno y la habilidad del hospedador para resistir la infección.

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Facultad de Ingeniería Ambiental 4.4.1. Parámetros para la calidad de agua Unidades Formadoras de Colonias

Es un valor que indica el grado de contaminación microbiológica de un ambiente. Expresa

el

número

relativo

de

microorganismos de

un taxón determinado en un volumen de un metro cúbico de agua. UFC es el número mínimo de células separables sobre la superficie, o dentro, de un medio de agar semi-sólido que da lugar al desarrollo de una colonia visible del orden de decenas de millones de células descendientes. Las UFC pueden ser pares (diplococos), cadena (estreptococos) o racimos (estafilococos), así como células individuales Unidad formadora de colonias. Una dilución hecha con bacteria y agua peptonada se coloca en el plato de agar (Cuenta de plato agar para muestras alimenticias o Agar trypticase de soja para muestras clínicas) y expandida en el plato siguiendo este patrón. 1 .. 

=

° ó

4.4.2. Cálculos y norma de calidad del agua potable (según DIGESA) Cálculo del Número Más Probable

En el caso del agua tratada, cuando se inoculan cinco porciones con 20 mililitros de muestra, el Número Más Probable se calcula con ayuda del cuadro 5.2. Si se elige la siembra de una serie de 10 tubos con 10 mililitros de muestra, el Número Más Probable se calculará con el cuadro 5.3. En el caso de agua superficial sin tratamiento, si se selecciona para la prueba la siembra de tres series de cinco tubos con volúmenes de 10 mililitros, un mililitro y 0,1 mililitros, el Número Más Probable se obtiene directamente del cuadro 5.4. Para este cálculo, se seleccionan los tubos con resultados positivos en las pruebas confirmativas de coliformes totales y termo tolerantes, obtenidos en las tres series consecutivas inoculadas. Con los tubos positivos de cada serie se forma una combinación de números (también denominada código), que corresponde a un valor de Número Más Probable de coliformes. En el caso de presentarse aguas con alta contaminación

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Facultad de Ingeniería Ambiental biológica, se requiere efectuar un mayor número de diluciones y el Número Más Probable se obtiene mediante una fórmula. Cuando se inoculan tres series de cinco tubos en volúmenes de muestra diferentes de los indicados en la tabla, el código se formará con el número de tubos con resultado positivo seleccionado en tres series consecutivas inoculadas y se verificará el valor de Número Más Probable correspondiente a ellos. El índice de Número Más Probable final será dado a través de la siguiente formula.

Figura 4.6: Fórmula para calcular el número más probable.

Método de presencia-ausencia

Es un procedimiento simplificado de la técnica de fermentación en tubos múltiples para la determinación cualitativa de coliformes en agua destinada al consumo humano. La prueba de presencia-ausencia considera la siembra de 100 mililitros de muestra en el caldo P-A y está fundamentada sobre el principio de que los coliformes deben estar ausentes en 100 mililitros de agua potable. Esta prueba consta de dos fases: una presuntiva y otra confirmativa. Si el resultado del análisis es positivo, puede ser necesaria la determinación cuantitativa en una nueva muestra. El método de presencia-ausencia es una alternativa para la determinación cualitativa de coliformes totales y termotolerantes. Es más simple y económica que las técnicas de tubos múltiples y de filtro de membrana, que son pruebas cuantitativas. El procedimiento descrito a continuación es una versión de la técnica presenceabsence coliform test del Standard Methods (American Public Health Association-American Water Works Association, 1999).

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Facultad de Ingeniería Ambiental Método rápido. Técnica de filtro de membrana con agar m-7 horas FC

El procedimiento simplificado con agar m-7 horas para la determinación de coliformes termo tolerantes es similar a la técnica de filtro de membrana para coliformes termo tolerantes en medio m-FC o agar m-FC, pero permite obtener resultados en siete horas, y la incubación a una menor temperatura facilita la recuperación de los coliformes termo tolerantes (41,5 ± 0,2 °C). Está técnica es aceptada por el Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater (American Public Health Association-American Water Works Association, 1999). Se propone como una alternativa para la determinación rápida de coliformes termo tolerante. Se puede aplicar para valorar la calidad de agua de bebida en situaciones de emergencia. El procedimiento descrito a continuación es una versión simplificada de Rapid detection methods. Seven hour fecal coliform test (specialized) (American Public Health Association-American Water Works Association, 1999).

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Facultad de Ingeniería Ambiental 5. Metodología 5.1. Materiales a) Tubos de ensayo b) Placas Petri c) Algodón d) Agar e) Pipetas de 1ml y 1.1 ml f)

Gradilla

g) Mechero h) Frascos de dilución

Figura 5.1: Tubos de ensayo

Figura 5.2: Placas Petri

Figura 5.3: Mechero de Bunsen 21


Facultad de Ingeniería Ambiental 5.2. Procedimiento a) Preparamos el agar lo esterilizamos y lo distribuimos en los tubos de ensayos. b) La muestra debe tomarse en el menor tiempo posible ya que si demoramos mucho puede que contenga otras bacterias que no es análisis de este laboratorio, debe tomarse en frasco de vidrio previamente esterilizado, luego de sacar las muestras una del grifo de los SS.HH del primer nivel en FAUA (G1), la otra del grifo del primer nivel en FIM (G3) y la tercera que fue extraída del grifo del primer nivel de la FIA (G5). c) Luego vaciamos en las placas Petri solo la cantidad requerida para luego echarles encima el agar. d) Preparamos placas con medio agar nutritivo, sembrando: 1.0 ml, 0.1 ml y 0.01 ml de muestra de agua potable. e) Luego de hacer todo este procedimiento ponemos las placas a incubar a 37 C durante 48 horas. El número de colonias en una placa 

dada multiplicada por la reciproca de la fracción sembrada por el número de bacterias por ml. Solamente las placas que contienen de 30 a 300 colonias deben considerarse como satisfactorias para el recuento de bacterias. En el caso de que ninguna placa este dentro de estos límites se contara la placa que se aproxime más al número 30 o 300. f) Las placas debido al receso de clases por semana santa se sometieron al análisis a los 7 u 6 días.

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Facultad de Ingeniería Ambiental 6. Resultados 6.1. Grupo 1 Tabla 6.1: Resultados de la muestra del grupo 1. MUESTRA

1ml

10-1ml

10-2ml

UFC/ml

OBSERVACIONES

-Se rompió un tubo de ensayo con agar Grifo FAUA

90

82

-

820

-Tiempo de incubación: 147hrs. -Rango de 2mm – 2cm

Figura 6.1: Placa de 0.1ml del grupo 1.

Figura 6.2: Placa de 1ml del grupo 1.

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Facultad de Ingeniería Ambiental 6.2. Grupo 3 Tabla 6.2: Resultados de la muestra del grupo 3. MUESTRA

1ml

10-1ml

10-2ml

UFC/ml

Grifo FIM

108

52

-

520

OBSERVACIONES -No se trabajó con la tercera placa. -Tiempo de incubación: 166 hrs. -Rango de 1mm – 2.5cm

Figura 6.3: Placa de 0.1 ml del grupo 3.

Figura 6.4: Placa de 1 ml del grupo 3

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Facultad de Ingeniería Ambiental 6.3. Grupo 5 Tabla 6.3: Resultados de la muestra del grupo 5. MUESTRA

1ml

10-1ml

10-2ml

UFC/ml

Grifo FIA

75

31

6

310

OBSERVACIONES -Tiempo de incubación: 167hrs. -Rango: 2mm – 2cm

Figura 6.5: Placa de 1ml del grupo 5.



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Facultad de Ingeniería Ambiental 7. Discusión de resultados Por el receso de clases debido al feriado largo, las 3 muestras excedieron los 6 días de incubación por lo que esto intervendrá en el crecimiento de las colonias y por tanto en el número de ellas. Además se toma un rango para la evaluación de las UFC, que considere este incidente. El agua más contaminada bacteriológicamente es el de FIM, seguida por el de FAUA y finalmente el de FIA. Es preocupante el nivel de contaminación del agua de FAUA está muy sobre el límite de 500 UFC/ml establecido por DIGESA, mientras que el de FIM lo supera un poco y el de FIA cumple los parámetros establecidos, pero no se puede afirmar con seguridad debido al tiempo de incubación. No se realizó las disoluciones de 0.01 ml en los grupo 1 y 3, debido a que se preparó el agar diluido en las proporciones incorrectas.

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Facultad de Ingeniería Ambiental 8. Conclusiones Como el experimento se realizó parcialmente (no se utilizó todas las placas), y con un tiempo de incubación muy por encima de lo que debió ser (48hrs), se debe realizar por segunda vez o una segunda seriada para poder determinar las UFC con mayor precisión. Este proceso nos sirve como indicador fiable para llevar un control sobre la calidad del agua potable, sobre todo en FAUA y FIM, y reportarlo a las oficinas de servicios generales de la universidad. Se debe averiguar porque el agua de FAUA y FIM son más contaminadas respecto a la de FIA, esto puede ser por las tuberías, por el pozo de captación o por algún otro factor y proceder a una solución en este caso podría ser el tratamiento con cloro.

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Facultad de Ingeniería Ambiental 9. Recomendaciones Tener cuidado al momento de tomar las muestras de agua evitando cualquier tipo de contaminación externa. Anotar las condiciones en las que se encuentran las muestras a tomar. Contar las colonias por lo menos dos veces y escoger a partir de qué tamaño estas son contabilizadas, anotar diámetros y características para un mejor resultado. El tiempo de incubación debe ser preciso, exacto y no excederse, para poder comparar los resultados con los números máximos permisibles según la norma del DIGESA. Los grupos deben estar atentos y concentrados al momento de realizar el experimento, pues en la dilución de agar para la tercera placa hubo un error en cuanto a las proporciones de preparación.

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Facultad de Ingeniería Ambiental 10. Cuestionario 10.1. Definir los términos siguientes con respecto a la calidad sanitaria del agua:

Agua potable: Es el agua que es apta para la alimentación y uso doméstico o de industrias alimentarías, comprendiendo el agua corriente y el agua de pozo, manantial o aljibe que cumpla con las características que se establecen para agua potable (estándares de calidad determinados por las autoridades locales e internacionales)

Agua polucionada: La Organización Mundial de la Salud define a la polución de las aguas de la siguiente manera: "Debe considerarse que un agua está polucionada, cuando su composición o su estado están alterados de tal modo que ya no reúnen las condiciones a una u otra o al conjunto de utilizaciones a las que se hubiera destinado en su estado natural". Pero ha sido en este siglo cuando se ha

extendido este problema a ríos y mares de todo el mundo.

Agua contaminada: Debe considerarse el agua contaminada cuando una substancia o condición altere su composición o estado, de tal modo que ya no reúna las condiciones a la que se les hubiera destinado en su estado normal.

10.2. ¿Qué valor se considera en el recuento de bacterias heterotróficas del estándar de calidad de agua para consumo humano? Contenido de bacterias heterotróficas debe ser menor o igual a 500ufc/ml Resultados obtenidos: tratamiento de aguas procedentes del río Rímac: Cuantificación de Coliformes Totales, Coliformes Termotolerantes y Bacterias Heterótrofas

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Facultad de Ingeniería Ambiental El análisis de bacterias del grupo coliforme y bacterias heterótrofas en las muestras de agua no tratadas ("Bocatoma") arrojaron resultados en términos generales cuantitativamente elevadas; siendo las medias geométricas alcanzadas para los CT del orden de 5,63 x 104 NMP/100 mL, mientras que para los CTT éstas alcanzaron a 1,41 x 104 NMP/100 mL; en tanto las BH presentaron una media geométrica de 7,55 x 104 UFC/ mL Respecto a la cuantificación de CT y CTT en las muestras de agua decantada y agua filtrada, varias evaluaciones resultaron cuantitativamente negativas; por lo tanto, a estos resultados se sumó una unidad para determinar las medias geométricas. Los valores de las medias geométricas para CT y CTT en muestras de agua decantada fueron determinadas en el orden de 2,04 UFC/100 mL y 1,67 UFC/100 mL respectivamente; en tanto, la media geométrica para las BH fue de 4,8 x 104 UFC/ mL. Asimismo, el análisis cuantitativo de las muestras de agua filtrada arrojaron medias geométricas de 2,13 UFC/100 mL para los CT y de 1,81 UFC/100 mL para los CTT; mientras la media geométrica para las BH fue de 1,74 x 104 UFC/ mL.

Finalmente, al evaluar las muestras de agua clorinada para CT y CTT no se obtuvieron cuantificaciones positivas en ningún caso; sin embargo, para las BH se obtuvo una media geométrica de 2,23 UFC/ mL, valor comparativamente muy inferior a las otras muestras. 10.3. ¿Qué valor se considera para determinar la calidad del agua por su contenido bacterial del agua embotellada, del agua de piscina, del agua para hielo?

Agua embotellada: Se considera las UFC también, solo que el límite varia en relación al del agua para consumo humano, el límite es de 100 UFC/ml. Caso Panamá

En una primera prueba realizada entre el 20 y el 23 de diciembre pasados, el agua de marca Puríssima registró un total de 207 UFC/ML (unidades formadoras de colonias por cada mililitro de agua analizado). Este resultado

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Facultad de Ingeniería Ambiental evidencia que Puríssima no cumple con la Resolución 402 del 20 de julio de 1997, que establece los requisitos físico-químicos y microbiológicos que debe cumplir el agua envasada para consumo humano y que permite hasta 100 UFC/ML. En una segunda prueba realizada el 12 de enero pasado, esta misma marca de agua embotellada marcó 128 UFC/ML. Este resultado mantiene a Puríssima por encima de los valores permitidos. Otra marca que no cumple con las normas de calidad es Aqua Sana (importada), que registró en el primer análisis de diciembre pasado 133 unidades de UFC/ML. Consumo. La demanda de agua embotellada ha aumentado durante el último mes, debido a la crisis surgida en la potabilizadora de Chilibre y que administra el Idaan. En la segunda prueba, practicada el 12 de enero, esta misma marca registró 62 UFC/ML. Este valor está dentro del rango que permite la norma. En prueba realizada el 12 de enero pasado, la marca Aqua Viva reportó 128 UFC/ ML, incumpliendo con las regulaciones vigentes. No obstante, en la primera prueba practicada en diciembre pasado, esta marca registró 24 UFC/ ML. Aqua Viva y Puríssima son dos de las tres empresas que dominan el mercado del agua embotellada en Panamá. La tercera es la marca Cristalina. Otras marcas de agua embotellada como Dasani, Panama Blue y Volvic registraron en ambas pruebas (diciembre y enero pasado) cantidades de bacterias menores a los niveles permitidos para el consumo humano (ver gráfico). Entre las bacterias aerobias mesófilas se encuentran las coliformes (Escherichia coli, Klebsiella, Shigella entre otras, que son las causantes de diarrea, vómito, colitis y hepatitis.

Agua de piscinas: En el Perú no se encontró información online disponible, sin embargo en España se sigue el control microbiológico según los siguiente: A

continuación

vamos

a

relacionar

los

distintos

tipos

de microorganismos que se buscan por medio de l análisis microbiológico

del agua de la piscina. a. Recuento total de aerobios a 37º C (hasta 200 ufc/ml.) b. Coliformes totales (menor o igual a 10 ufc/ml.) c.

Coliformes fecales (ausencia en 100 ml.)

d. Staphylococcus Aureus (ausencia en 100 ml.) 31


Facultad de Ingeniería Ambiental e. Pseudomona Aeruginosa (ausencia en 100 ml.) f.

Escherichia coli (ausencia en 100ml.)

g. Salmonella spp (ausencia en 100 ml.) h. Estreptococos fecales (ausencia en 100 ml.) i.

Parásitos y protozoos (ausencia)

j.

Algas, larvas u organismos vivos (ausencia).

Como se observará por la intensidad del estudio microbiológico, se le da una gran importancia, todos estos microorganismos pueden existir o coexistir en el agua de las piscinas pudiendo provocar distintas patologías (colitis, conjuntivitis, otitis…….). De todo lo anterior se deduce que el tratamiento

desinfectante del agua de las piscinas deberá ser constantemente vigilado, los niveles de cloro (u otro desinfectante) adecuados a la norma y los valores de pH óptimos son necesarios para conseguir la esterilización del agua de la piscina. 10.4. Investigue la calidad del agua por recuento de bacterias heterotróficas en edificios.

Recuento heterotrófico en placas Durante los últimos años, el interés por medir la densidad bacteriana de las muestras de agua potable ha dado lugar a algunos cambios en el procedimiento aceptado. Mientras que en el pasado el recuento de bacterias en placas era conocido como el “recuento total en placas” o el “recuento en placa estándar”, la terminología cambió de los métodos estándar a “recuento heterotrófico en placas” (RHP). Al adoptar este nombre, se reconoce que el

procedimiento de recuento de bacterias en placas no puede obtener una medición total del recuento de las bacterias y que, mientras se requieran condiciones estándares, deberá haber alguna libertad para elegir las condiciones estandarizadas de modo que la medición se adapte a las necesidades de información del usuario. El recuento heterotrófico en placas, ofrece al usuario varias alternativas para determinar la densidad de bacterias presentes en el agua. Los métodos estándar volvieron a establecer la opción de incubación a 20 °C e introdujo la filtración por membrana y los procedimientos de placas difusas para la enumeración bacteriana. También

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Facultad de Ingeniería Ambiental reconoció el uso de un medio con bajo contenido de nutrientes para el recuento heterotrófico en placas, así como cambios en el tiempo de incubación para obtener una enumeración óptima a 20 °C o 28 °C. Estos cambios en el procedimiento del recuento en placas se realizaron debido a investigaciones iniciadas a mediados de la década de 1970. Definición de bacterias heterótrofas

Las bacterias heterotróficas (heterótrofas) se definen como aquellas bacterias que usan compuestos del carbono orgánico como fuente de energía y el carbono para su crecimiento, en contraposición con las bacterias autotróficas que utilizan los compuestos inorgánicos como fuente de energía y el C02, como fuente de carbono. Esta definición de bacteria heterótrofa es amplia e incluye tanto a las bacterias saprofíticas como a las patógenas. Por lo tanto, tanto las bacterias que causan como las que no causan enfermedades son heterótrofas. Medios selectivos versus no selectivos para la reproducción de bacterias heterótrofas

Los medios RHP empleados para enumerar los heterótrofos encontrados en el agua se consideran medios no selectivos porque no tienen compuestos inhibitorios ni selectivos para un determinado grupo de bacterias. Algunos compuestos que se usan en los medios selectivos son las sales biliares, sulfa to de laurilo de sodio o desoxicolato de sodio (usado en medios para la detección de coliformes), azida de sodio (selectiva para enterococcos), colorantes (verde brillante) y antibióticos. Las condiciones de incubación, incluida la temperatura, pueden ser selectivas y por consiguiente tales condiciones deben estar especificadas para las bacterias particulares que se procura detectar o enumerar. I Usos del recuento heterotrófico en placas

El recuento heterótrofico en placas (RHP) es un procedimiento sencillo que se puede realizar por el método de placa fluida, difusa o filtración por membrana (FM) y es una herramienta muy útil. Aunque no es esencial para evaluar la seguridad del agua potable, los resultados del RHP proporcionan información que complementa los resultados de los coliformes totales. El RHP se puede

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Facultad de Ingeniería Ambiental usar para indicar la composición bacteriana general del agua de la fuente y la eficacia y eficiencia de los procesos de tratamiento del agua, como la sedimentación, coagulación, filtración y cloración. El monitoreo del RHP en el agua distribuida puede proporcionar información sobre la limpieza del sistema de distribución, desarrollo de bacterias después del tratamiento, efectos de los cambios de temperatura en el agua y del cloro residual en la población bacteriana.

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Facultad de Ingeniería Ambiental 11. Fuentes de información http://www.watersolutionsperu.com/pdf/analisis_cerper.pdfb (Visualizado el 27/04/2017) http://www.digesa.minsa.gob.pe/publicaciones/descargas/reglamento_calida d_agua.pdf (Visualizado el 26/04/2017) http://www.bvsde.paho.org/bvsala/e/fulltext/recuento/recuento.pdf (Visualizado el 26/04/2017). https://es.scribd.com/doc/314415400/Parametros-Organolepticos-Ph-yTurbiedad (Visualizado el 25/04/2017) M. Madigan, J. Martinko, J. Parker, Biología de los microorganismos, Madrid, Editorial Pearson, 2004 http://www.monografias.com/trabajos27/crecimiento-bacteriano/crecimientobacteriano.shtml (Visualizado el 22/04/2017)

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Facultad de Ingeniería Ambiental 12. Anexos 12.1. Reglamento de calidad de agua (D.S. Nº 031-2010-MINSA)

Figura 12.1: Artículos 59, 60, 61, 62 y 63 del reglamento de calidad de agua.

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Facultad de Ingeniería Ambiental

Figura 12.2: Límites máximos permisibles de parámetros microbiológicos y parasitológicos. Fuente: MINSA .

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Facultad de Ingeniería Ambiental 13. Apéndice 13.1. Datos y presentación de las muestras. 13.1.1. Grupo 1 Tabla 13.1: Datos de la muestra del grupo 1

DATOS DE LA MUESTRA TIPO DE MUESTRA

Agua potable

FECHA DE MUESTREO

11/04/2017

LUGAR DE MUESTREO TECNICA DE MUESTREO

Baño de varones del primer piso en FAUA NTP 214.005 - 1987 (Rev. 2011) Ítem 4.4 y 4.5 Se abrirá el grifo para que el agua fluya abundantemente y se renueve la contenida en la tubería que la alimenta. Se destapará el frasco esterilizado sin tocar la boca del mismo ni el interior del tapón. Todos los movimientos deberán realizarse sin interrupciones, al abrigo de corrientes de aire y con las máximas precauciones de asepsia. La muestra de agua no deberá llenar totalmente el frasco, siendo necesario dejar un espacio interior a fin de facilitar su homogenización en el momento de iniciar los análisis.

Tabla 13.2: Presentación de la muestra del grupo 1.

PRESENTACION DE LA MUESTRA IDENTIFICACION DE LA MUESTRA FECHA DE INGRESO DE LA MUESTRA

En frascos de vidrio cerrado. -

Grifo FAUA Temperatura: 27oC 11/04/2017 – 12:25 pm

FECHA DE INICIO DEL ANALISIS

17/04/2017

FECHA DE TERMINO DEL ANALISIS

17/04/2017

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Facultad de Ingeniería Ambiental 13.1.2. Grupo 3 Tabla 13.3: Datos de la muestra del grupo 3.


Agua potable

FECHA DE MUESTREO

11/04/2017

LUGAR DE MUESTREO

Baño de varones del primer piso en FIM

TECNICA DE MUESTREO

NTP 214.005 - 1987 (Rev. 2011) Ítem 4.4 y 4.5 Se abrirá el grifo para que el agua fluya abundantemente y se renueve la contenida en la tubería que la alimenta. Se destapará el frasco esterilizado sin tocar la boca del mismo ni el interior del tapón. Todos los movimientos deberán realizarse sin interrupciones, al abrigo de corrientes de aire y con las máximas precauciones de asepsia. La muestra de agua no deberá llenar totalmente el frasco, siendo necesario dejar un espacio interior a fin de facilitar su homogenización en el momento de iniciar los análisis.




Grifo FIM Temperatura: 27oC 11/04/2017 – 12:05 pm


18/04/2017


18/04/2017

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Facultad de Ingeniería Ambiental 13.1.3. Grupo 5 Tabla 13.5: Datos de la muestra del grupo 5.


Agua potable

FECHA DE MUESTREO

11/04/2017

LUGAR DE MUESTREO

Baño de varones del primer piso en FIA

TECNICA DE MUESTREO

NTP 214.005 - 1987 (Rev. 2011) Ítem 4.4 y 4.5 Se abrirá el grifo para que el agua fluya abundantemente y se renueve la contenida en la tubería que la alimenta. Se destapará el frasco esterilizado sin tocar la boca del mismo ni el interior del tapón. Todos los movimientos deberán realizarse sin interrupciones, al abrigo de corrientes de aire y con las máximas precauciones de asepsia. La muestra de agua no deberá llenar totalmente el frasco, siendo necesario dejar un espacio interior a fin de facilitar su homogenización en el momento de iniciar los análisis.




Grifo FIA Temperatura: 27oC 11/04/2017 – 12:00 pm


18/04/2017


18/04/2017

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Facultad de Ingeniería Ambiental 13.2. Diagrama de flujo Análisis del agua potable

Obtención de muestras

Preparación del agar nutritivo

Con una botella de vidrio y un termómetro se procede a obtener muestras de distintos

Verter el agar y las muestras.

ambientes.

Se identifica

Placa de Petri con

Placa de Petri con

Placa de Petri con

1ml de muestra.

0.1ml de muestra.

0.01 ml de muestra.

completamente las muestras.

Finalmente, se cuentan las colonias cremas con un rango definido y se procede a calcular Se incuban las placas a

las UFC, para comparar según el

37oC por 48hrs. (*)

reglamento de control de calidad de agua (DIGESA) y sacar nuestros resultados sobre la contaminación del agua potable en la UNI

(*) No se incubo 48 hrs por semana santa, fueron 166 hrs aproximadamente para todos los grupos. 41

INFORME_3_MICROBIOLOGIA

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