Chaib Hadjira

Chapitre 02: Conception de bioraffinerie de deuxième génération

Chapitre 2 : Conception de bioraffinerie de deuxième génération

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Chapitre 02: Conception de bioraffinerie de deuxième génération 2.1 Introduction

Le développement des biocarburants passera nécessairement par l'exploitation de nouvelles ressources, massives, disponibles, peu coûteuses. Les ressources lignocellulosiques répondent à ces exigences. Deux voies se dessinent pour transformer ces ressources en biocarburants: • La voie biochimique, qui produit essentiellement de l'éthanol par hydrolyse puis

fermentation de la lignocellulose (Figure 6). • La voie thermochimique qui permet la liquéfaction ou la gazéification de la biomasse, puis

de convertir les intermédiaires en produits valorisables (combustibles liquides, carburants, produits chimiques) (Figure 7). Dans ce chapitre, nous allons présenter la conversion de la matière lignocellulosique, ainsi que les différentes étapes de processus, et la valorisation des coproduits.

Figure 6: Chaine de valorisation globale par voie biochimique [11]

14


Figure 7: Chaine de valorisation globale par voie thermochimique [11]

2.2 Biomasse lignocellulosique La biomasse lignocellulosique est un composé organique essentiellement constitué de carbone C, hydrogène H, oxygène O, azote N et matières minérales. Les proportions de carbone, hydrogène et oxygène variant d’un type de biomasse à l’autre mais restent

relativement semblables: environ 50% de C, 40% de O et 6% de H. Les biomasses contiennent très peu de N (de 0.4 à 1.2% environ) [12]. Le pourcentage de matière minérale dans les biomasses peut varier dans de grandes proportions. Généralement, les bois (regroupés en familles de résineux et feuillus) contiennent peu de matière minérale. La matière minérale se trouve généralement sous forme des sels ou d’espèces inorganiques liées à des espèces organiques.

2.3 Ressources lignocellulosiques

Les ressources exploitables proviennent: • Des déchets agricoles: pailles de céréale, tiges, bagasse de cannes à sucre, etc.…

La part de résidus dans les cultures est très variable. Globalement, une tonne de résidus est produite pour une tonne pour l’alimentation. • Des déchets d’exploitation forestière Il s’agit des branches, rameaux, feuilles et troncs abîmés qui sont laissés en forêt. Pour une

tonne de bois exporté hors foret, une tonne de déchets est laissée sur place.

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Chapitre 02: Conception de bioraffinerie de deuxième génération • Des déchets de l’industrie du bois (sciures, rebuts) et de papier (papiers usagés, liqueurs

noires. Ces industries ont déjà l’habitude de valoriser énergétiquement leurs déchets. • De cultures dédiées

Pour compléter les ressources, on peut imaginer des cultures dédiées à fort rendement: plantes annuelles (triticale), cultures pérennes à rotation rapide (miscanthus, peuplier, eucalyptus, saule) 2.4 Composition et propriété chimique de la biomasse lignocellulosique

La biomasse lignocellulosique est un substrat complexe, composé essentiellement de la cellulose

(C6H10O5)n,

l'hémicellulose

comme

(galactoglucomannans,

arabinoglucuronoxylan) m et la lignine [C 9H10O3(OCH)0.9-1.7]n. avec des matières extractibles. Comme polymères structuraux, la matrice hémicellulosique et ligninique entour la composante cellulose de la paroi cellulaire des plantes (Figure 8) pour les protéger contre l’attaque enzymatique. La résistance de cette matrice à l'attaque enzymatique est un obstacle

majeur à la bioconversion de la biomasse lignocellulosique. Ceci présente le défi de la conception des procédés d’hydrolyse et de fermentation des sucres dérivés de matières

premières lignocellulosique. Plusieurs littérateurs décrivent la biomasse lignocellulosique [1315].

Figure 8: Structure de la biomasse lignocellulosique [16] 2.4.1 Cellulose

Au niveau microscopique la cellulose est un polysaccharide d'unité de base C 6 H 10O5 n , (Figure 9). Les caractéristiques principales de ce polymère, en particulier son insolubilité dans l'eau, résultent de la masse moléculaire très élevée (environ 3,000 unités glucose) et de 16


l'absence de modification de la chaîne. Le degré de polymérisation de la cellulose est de l'ordre de 10,000 dans les fibres naturelles [13, 17]. Au niveau moléculaire la cellulose est un polymère naturel se présentant sous la forme de longues chaînes de molécules dont le motif de base est la cellobiose. Une unité de cellobiose comporte deux molécules de β-glucopyranose [13, 17].

Figure 9: Cellulose contenant, au centre, un motif cellobiose [17] 2.4.2 Hémicellulose

L'hémicellulose est un polymère branché avec différents types de sucres. Par rapport à la cellulose, l'hémicellulose ne contient pas que des glucoses anhydres (Figure 10). Par exemple, en plus du glucose, les monomères de l'hémicellulose peuvent être de la xylose, du mannose, du galactose, du rhamnose, ou de l’arabinose. Le Xylose est toujours l'ose le plus représenté

mais les acides 4-O-methyl glucuronique et galacturonique sont aussi souvent présents [18]. En général elles sont constituées de chaînes moléculaires plus courtes avec un degré de polymérisation souvent inférieur à 200. Soit dix fois moins que la cellulose native. Leur hydrolyse conduit aux monomères constitutifs tels que la xylose, le glucose et l'arabinose…..

17


Figure 10: Exemple d’hémicellulose [17]

2.4.3 Lignine

Après la cellulose, la matière renouvelable la plus abondante à la surface de la terre est la lignine. Les lignines sont des polymères complexes (Figure 11) ayant des fragments aliphatiques et aromatiques. Leurs compositions sont différentes suivant les espèces végétales. Toutefois, toutes les lignines sont constituées d'unités phénylpropanes dérivées de trois alcools: synapylique, conyférylique et coumarylique (Figure 12) [13,19]. Il s'agit d'un haut polymère thermodurcissable dont la masse moléculaire peut être supérieure à 40 000 g/mole [20]. Elle assure la cohésion des fibres les unes entre les autres en agissant comme une colle naturelle.

Figure 11: Structure de la lignine

18


Figure 12: Principaux constituants de la lignine [19] 2.4.4 Matières extractibles Les matières extractibles sont solubles dans des solvants neutres ou l’eau. Les extractibles

représentent la plus petite fraction massique (de 1 à 5%). Ils contiennent un grand nombre de constituants lipophiles et hydrophiles. Les extractibles peuvent être classés en quatre groupes: (a) les terpenoïdes et les stéroïdes (b) les graisses et les cires (c) les phénols (d) les composés inorganiques. Le tableau 2 permet de récapituler en fonction de la nature de bois, les proportions de cellulose, d’hémicellulose et de lignine.

Tableau 2: Compositions biochimiques pour le bois [14] Compositions

Cellulose Glucane

C6

Hémicellulose

Feuillus

Résineux

41.61%

44.55%

41.61%

44.55%

17.66%

21.90%

Xylan

C5

13.86%

6.30%

Arabinane

C5

0.94%

1.60%

Galactane

C6

0.93%

2.56%

Mannan

C6

1.92%

11.43%

Lignine

26.70%

27.67%

Cendre

2.15%

0.32%

Acides

4.57%

2.67%

Extraits

7.31%

2.88% 19

Chapitre 02: Conception de bioraffinerie de deuxième génération Avant d’introduire la biomasse lignocellulosique dans les principales étapes de

valorisation, une étape de préparation de biomasse lignocellulosique nécessite plusieurs opérations : broyage, séchage, compactage, stockage,….etc.

2.5 Préparation de matière première

Le broyage simple consiste à fragmenter la BLC (biomasse lignocellulosique) de moins de 2mm. Il permet de réduire et minimiser la taille de la biomasse et obtenir très faibles granulométries requises pour observer des effets significatifs dans les étapes suivantes. Parmi ces effets on note l’augmentation de rendement de l’étape du prétraitement, et la facilitation

de la séparation des compositions de la biomasse lignocellulosique (cellulose, hémicellulose, et lignine) après l’étape de prétraitement...etc. Les étapes principales de la conversion des biomasses lignocellulosiques en éthanol sont selon deux variantes: - L’une, le prétraitement et l’hydrolyse sont effectués par voie chimique pour obtenir des sucres fermentescibles. - L’autre, l’hydrolyse est effectuée par voie enzymatique à l’aide des cellulases. Dans ce cas, un prétraitement s’avère nécessaire pour faciliter l’étape d’hydrolyse. Ce prétraitement

peut être mécanique, thermique, biologique ou chimique, ou bien la combinaison de deux ou trois de ces types d’action.

2.6 Procédé de la conversion de lignocellulose en éthanol 2.6.1 Prétraitement

Le prétraitement vise à modifier les propriétés physiques et physicochimiques du lignocellulose, et donc de la fraction cellulosique, telles que son degré de polymérisation ou son état de cristallinité, alors il vise à séparer, fractionné et rendre accessible les constituants liés et cristallisés de la BLC (biomasse lignocellulosique): cellulose, hémicellulose et lignine. Par action thermique, biologique et/ou chimique, la structure de la lignine est détruite, l'hémicellulose est plus ou moins hydrolysée, et la structure de la cellulose est modifiée. On retrouve ainsi dans la phase liquide la lignine solubilisée et les produits d'hydrolyse de l'hémicellulose, et dans la phase solide la cellulose et les résidus de lignine et d'hémicellulose. Selon le procédé retenu, ces phases sont, ou non, séparées. Les enjeux sont de préparer l'hydrolyse de la cellulose, sans dégrader les sucres de l'hémicellulose. Cette dégradation conduit à une baisse du rendement et à la formation d'inhibiteurs (furfural surtout) de la fermentation. Il existe quatre procédés de prétraitement, procédés physiques, chimique, biologique, physicochimique.

20

Chapitre 02: Conception de bioraffinerie de deuxième génération A- Procédés physiques Broyage mécanique

Un broyage suffisamment intense pour rompre la structure de la lignocellulose consommerait trop d'énergie pour une application industrielle. Ils ont pour but de réduire le degré de polymérisation de la cellulose et de la lignine, et surtout d’augmenter les surfaces accessibles par les enzymes. Un broyage mécanique intense améliore la digestibilité enzymatique de la cellulose, mais à des coûts d’investissement et d’énergie onéreux pour l’économie du procédé, en raison des très faibles granulométries requises pour observer des

effets significatifs. Par ailleurs, les techniques d’irradiation ont été décrites comme inefficaces, lentes, coûteuses en énergie et économiquement non viables [19]. Extrusion

Procédé d'extrusion est une nouvelle et prometteuse méthode de prétraitement physique, les matériaux sont soumis au chauffage, mélange et cisaillement, ce qui entraîne des modifications physiques et chimiques au cours le passage à travers l'extrudeuse. La vitesse de vis et la température du cylindre sont considérées à perturber la structure de lignocellulose causant la défibrillation, la fibrillation et le raccourcissement des fibres, et en fin de compte, augmente l'accessibilité d’hydrolyse enzymatique. Les différents paramètres de bio-réacteur

doivent être pris en compte pour atteindre la plus grande efficacité de procédé. Dans l’application des études récentes des enzymes au cours du processus d'extrusion est considéré

comme une technologie prometteuse pour la production d'éthanol [15]. B- Procédés physicochimiques Thermo hydrolyse

Il s’agit simplement d’une cuisson à l’eau (200-230 C) sous forte pression (50bar), et le

procédé fonctionne donc comme un simple autoclave (procédé discontinu) pendant 15 à 60 minutes. Cette technique conduirait à une solubilisation complète des hémicelluloses et une solubilisation significative de la lignine. Elle offre de bon rendement et quelques attraits: • De l’absence de produits chimiques ajoutés et de produits inhibiteurs générés. • Des taux de récupération en pentoses élevés; et bonne digestibilité enzymatique de la

cellulose prétraitée. Son intérêt économique n’a donc pas encore été validé. Mais la forte pression rend les

applications industrielles difficiles [11, 21]. Explosions à la vapeur

Consiste à chauffer rapidement (180-270°C pendant quelques minutes) le substrat par injection de vapeur saturée à haute pression (10-50bar) puis à l'amener à pression 21


atmosphérique par une détente brutale, qui désintègre la matière. Ses avantages sont: • Déstructuration intense et rapide • Son adaptation au traitement de particules de grande taille (copeaux). D’autre part son inconvénient est production d’inhibiteur et les coûts d’équipements et d’énergies élevées, ce procédé est peu efficace pour le traitement des résineux.

Aussi

ont été développées pour augmenter les rendements et éviter la formation

d’inhibiteurs: ajout d'acide, d'ammoniaque ou de CO 2. La plus prometteuse est l'explosion à la vapeur en condition acide [11, 14, 15, 21, 22]. C- Procédé biologique

Le prétraitement biologique utilise des champignons pour solubiliser la lignine et fractionner les constituent de la biomasse. La dégradation biologique de la lignine (biodélilignification) par des microorganismes est mentionné en 1984 comme peut-être utile à l'avenir, mais jusqu’au début du 21ème siècle, elles sont resté inadéquats à cause de: son coût très élevé, nécessite un temps de processus long, l’empoisonnement des microorganismes par les dérivés de la lignine , et un taux d’hydrolyse très faible [23, 24]. Le prétraitement biologique a des avantages: peu de consommation d'énergie, et douce sur l’environnement [14, 15]. D- Procédés chimiques Prétraitement en milieu alcalin

Les conditions habituelles de ces prétraitements sont: concentration de NaOH (de 8 à 12 % massique/matière sèche), 30 à 60 min à 80-120 °C. Au cours de ce prétraitement, la lignine est presque en totalité solubilisée, ainsi qu’une partie des hémicelluloses (liqueurs noires). L’efficacité de l’hydrolyse enzymatique ultérieure de la cellulose varie avec la concentration

de soude utilisée au cours du prétraitement. Cependant, l’efficacité du prétraitement alcalin s’accompagne toujours d’une perte de 30 à 35 % de matière sèche initiale. D’autre part, le

coût actuel des réactifs chimiques tels que la soude pénalise fortement le procédé si l’extrait alcalin n’est pas valorisé. En effet, le recyclage de la soude est onéreux et le résidu solide issu

du prétraitement doit être lavé et neutralisé (essentiellement par lavag e à l’eau sur filtre presse) avant hydrolyse enzymatique, ce qui engendre des coûts supplémentaires [11, 14, 15, 21]. Procédés organosolv

Consiste à l'extraction de la lignine et de l'hémicellulose par des solvants organiques (méthanol, éthanol, acétone …). Ce prétraitement aboutit à la solubilisation de la lignine et de la fraction hémicellulosique, et conduit à un résidu solide constitué essentiellement de 22


cellulose. Le solvant organique est par la suite extrait par évaporation, puis recyclé A 150200°C et en conditions acides, la cellulose et l'hémicellulose sont également hydrolysées (procédé ACOS (Acid Catalyzed Organosolv Saccharification). En général, le procédé Organosolv permet d’obtenir de bons rendements de récupération des sucres. Le principal

inconvénient de cette technique demeure le coût élevé du solvant. La nécessité d’un recyclage de 100 % condamne économiquement ce type de procédé. [11, 15, 21, 22]. Pré hydrolyse à l'acide dilué

Ces prétraitements sont réalisés par chauffage en présence d’acide dilué. Il existe plusieurs types de prétraitement à l'acide dilué, y compris le prétraitement a l’acide chlorhydrique (solution aqueuse des ions oxonium H 3O+ et des ions de chlorure Cl -), d’acide peracétique (C2H4O3), d'acide nitrique (HNO3), d'acide phosphorique (H 3PO4) ou d'acide sulfurique (H2SO4). Ce dernier est le plus utilisé d’après plusieurs littérateurs [11, 21]. En proportion de 1 à 3 % par rapport à la matière sèche lignocellulosique. Les températures et durées de traitement varient suivant les technologies utilisées: soit 200 °C pour des temps de séjour inférieurs à 10 s (réacteur " piston "), soit 120 à 130 °C pour des temps de séjour de l’ordre de 30 min (réacteur à percolation). Ces traitements ont pour effet d’augmenter la surface de la cellulose accessible aux enzymes, grâce à l’extraction de la fraction hémicellulosique, mais ils ont peu d’effet sur l’indice de cristallinité. Ces procédés conduisent à de bons rendements d’hydrolyse des hémicelluloses en sucres monomères, et cela améliore la digestibilité

enzymatique de la cellulose [11, 14, 15, 21, 22, 25]. Cette technique est efficace sur une gamme très variée de substrats (feuillus, plantes herbacées, coproduits agricoles). Les rendements d’hydrolyse enzymatique de la cellulose de plusi eurs produits prétraités à l’acide

sulfurique dilué sont supérieurs à 90 %. Dans le tableau ci-dessous (Tableau 3) on résume la comparaison de quelques procédés de prétraitement. Tableau 3 : Comparaison de quelques procédés de prétraitement [14] Méthode de prétraitement

Conditions

Hémicellulose hydrolysée %

Rendement d’hydrolyse de

Coûts

cellulose %

Acide dilué

>160°C, 2-10min

75-90%

>85%

+

milieu alcalin

80°C, 30min

60-75%

55%

++

Explosion à la vapeur

160-260°C, 2min

45-65%

90%

_

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La nature du prétraitement choisi dépendra également du substrat utilisé, les rendements globaux de récupération des sucres (en tenant compte à la fois du prétraitement et de l’hydrolyse enzymatique), le coût d’investissement de procédé, et la quantité de formation d’inhibiteurs de fermentation.

Parmi les procédés à décrire ultérieuremen t, le procédé de prétraitement à l’acide dilué est efficace à cause de son efficacité par rapport aux autres procédés. Les produits résultant du prétraitement, qui peuvent être éventuellement séparés, sont une solution d’hémicellulose ou de pentoses (sucres à 5 atomes de carbone) et un résidu solide

principalement constitué de cellulose et de lignine. Dans la plus part de temps le prétraitement conduise à une hydrolyse totale des hémicelluloses, de façon à récupérer les pentoses et les valoriser séparément de la fraction cellulosique. La fraction hémicellulosique (pentose) ainsi solubilise est extraite de matériel prétraité par une étape d’extraction à l’eau. La lignine peut être extraite de la fraction insoluble par une solution alcaline. L’extraction

totale du résidu alcaline contenant encore de la lignine par l’action d’agents oxydants tels que le peroxyde d’hydrogène améliore les rendements lors de l’étape ultérieure d’hydrolyse

enzymatique du substrat prétraité, à la fois pour les substrat résineux et les feuillus. L’extraction de la lignine ne serait pas nécessaire pour améliorer l’hydrolyse enzymatique de la cellulose [21]. Cependant, elle permet de diminuer le volume du réacteur d’hydrolyse, de diminuer la consommation en énergie lors de l’étape d’hydrolyse de la cellulose, et d’augmenter la concentration des sucres dans la solution.

2.6.2 Hydrolyse Le procédé d’hydrolyse est une réaction chimique qui peut être catalysée par un acide

dilué, un acide concentré ou des enzymes (cellulase), qui décomposent des chaînes complexes d’hydrate de carbone, proprement dite la cellulose, en des petits sucres (glucose, cellobiose)

fermentescibles. L’équation de réaction d’hydrolyse s’écrit comme suite: nC 6 H 10O5  nH 2O  nC 6 H 12O6 nGlucan

A- Hydrolyse à l'acide dilué

C'est la plus ancienne technologie pour convertir la biomasse cellulosique en bioéthanol. La plupart des processus d'acide dilué sont limités à une efficacité de récupération de sucre environ de 50% [21]. Le principal défi pour le processus d'hydrolyse à l'acide dilué est de

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savoir comment accroître le rendement de récupération de glucose en plus de 70%, et minimisant la décomposition du glucose. L'hydrolyse à l'acide dilué se fait généralement en deux étapes, la première faisant également office de prétraitement à l’acide dilué, et les conditions de la deuxième étape représentées dans le tableau 4. L'hydrolyse en 2 étapes évite la dégradation des sucres, augmente le rendement et réduit les temps de réaction. Ainsi, on peut hydrolyser successivement l'hémicellulose et la cellulose. Les sucres sont ensuite fermentés séparément ou ensemble. [11, 14, 21]. Tableau 4 : Conditions, avantages et inconvénients d’hydrolyse à l’acide dilué Conditions

Avantages

190-215°C 5-10min

Inconvénients

Risque de dégradation

Réacteurs simples

des sucres

H 2 SO4 1% B- Hydrolyse à l’acide concentré

L’avantage d’hydrolyse à l’acide concentré par rapport à l'acide dilué est le rendement de

la réaction (90%), à des températures moindres. La formation de coproduits nuisibles est aussi réduite. Les inconvénients viennent de la corrosion des réacteurs et de la nécessité de recycler l'acide. L’hydrolyse à l’acide concentré (acide sulfurique) se fait en deux étapes: 40% à 60°C puis 20-30% à 100°C. L'acide est séparé du sucre par chromatographie (sur résines échangeuses d'ions) et recyclé [11, 14, 21]. Les conditions, avantages et inconvénients d’hydrolyse à l’acide concentré sont mentionnés dans le tableau 5.

Tableau 5 : Conditions, avantages et inconvénients d’hydrolyse à l’acide concentré Conditions

Avantages

Inconvénients

50-100°C quelque min à 4h

Rapide, conditions faciles Peu d'inhibiteurs formés

Corrosion des matériaux Recyclage de l'acide Procédé complexe

H 2 SO4 20  40% C- Hydrolyse enzymatique

Dans le processus enzymatique, l´hydrolyse est catalysée par des enzymes appelées génériquement cellulases; en réalité, il ságit dún complexe enzymatique composé déndoglucanases (qui attaquent les chaînes de cellulose pour produire des polysaccharides plus courts), déxoglucanases (qui attaquent les terminaux non-réducteurs de ces chaînes plus courtes et enlèvent la cellobiose) et de β-glucosidases (qui hydrolysent la cellobiose et

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dáutres oligomères au glucose). Ainsi, comme dans les processus acides, un prétraitement est nécessaire pour exposer la cellulose à láttaque des enzymes. Comme le processus enzymatique est conduit sous des conditions non extrêmes, le coût en charges variables est relativement bas; il permet aussi dóbtenir de meilleurs rendements, de réaliser la fermentation en même temps que la saccharification (processus SSF simultaneous saccharification and fermentation) et de présenter un bas coût déntretien (aucun problème de corrosion) [11, 14, 21, 22]. En raison de son grand potentiel d´évolution et de réduction de coûts, de nombreux spécialistes voient l´hydrolyse enzymatique comme la clé pour la production de bioéthanol à un coût compétitif à long terme. 2.6.3 Procédé de fermentation Les sucres obtenus après l’étape de prétraitement et d’hydrolyse sont: 1-Sucres à six atomes de carbone

Les prétraitements, et plus particulièrement l’hydrolyse enzymatique, permettent la

conversion de la cellulose en sucres simples présentant toute la particularité de posséder 6 atomes de carbone (hexoses ou C 6). Ces sucres sont des molécules de glucose. L’hydrolyse de l’hémicellulose apporte également des sucres en C6. Le fructose, le mannose, le galactose et le

rhamnose en font partie [26]. La fermentation de ces sucres est actuellement bien maitrisée. De nombreux microorganismes ont été sélectionnés pour leur rendement élevé. Les plus utilisés au niveau industriel sont la levure Saccharomyces cerevisiae et la bactérie zymomonas mobilis [21, 26]. 2-Sucres à cinque atomes de carbone

L’hydrolyse de l’hémicellulose donne, outre des sucres en C6, des sucres à 5 atomes de

carbone (pentoses ou C 5): le xylose et l’arabinose. Ces sucres peuvent être fermentés en éthanol. Cependant les micro-organismes utilisés industriellement ne permettent pas une conversion efficace. D’autre micro-organismes peuvent être envisagés pour leur conversion:

Pachysolen tannophilus, Candida shehatae et Pichia stipitis [21, 26]. Ces souches ne donnent pas actuellement de rendement suffisamment élevé pour un usage industriel. De plus, elles sont rapidement inhibées par l’éthanol produit. En effet, l’inhibition apparait déjà pour des concentrations de l’ordre de 3 à 5%, alors que les concentrations en éthanol peuvent atteindre

10 à 12% avec S.cerevisiae [26]. Enfin, aucun micro-organisme, capable de fermenter simultanément les C 5 et les C6 avec assez de robustesse et de hauts rendements en éthanol, n’est actuellement connu. Les souches les plus utilisées sont des souches recombinantes car la plupart des bactéries ne possèdent pas l’ensemble des gènes nécessaires à la synthèse des

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Chapitre 02: Conception de bioraffinerie de deuxième génération enzymes permettant la transformation du sucre en éthanol. D’autres alternatives peuvent être

envisagées. La levure S.cerevisiae peut être utilisée moyennant une transformation génétique (ajout de gène permettant l’assimilation du xylose ou la transformation du xylose en xylulose). Enfin, l’ajout d’une isomérase au milieu de culture peut également être envisagée

afin de favorisée [26]. Donc de façon générale les sucres obtenus par hydrolyse de l’hémicellulose et de la cellulose sont des pentoses (principalement xylose et arabinose), des disaccharides (cellobiose) et du glucose. Ce dernier est facilement transformé en éthanol par la levure S. cerevisiae utilisée par l’ensemble des industries de fermentation alcoolique. D’autres levures ou bactéries peuvent également être utilisées. Pour les hydrolysats totaux, la présence conjointe de glucose et de pentoses peut constituer un problème d’optimisation des performances fermentaires. Deux technologies se sont développées pour tenter de remédier à ce problème [21]: la fermentation en co-culture et la fermentation séquentielle. Concernant les hydrolysats séparés issus de la fraction cellulosique, les technologies de SFS (Saccharification et fermentation simultanées) ou DMC (Direct Microbial Conversions) sont particulièrement développées ces dernières années. A- Fermentation en Co-culture

La fermentation en Co-culture est une approche qui consiste à cultiver ensemble deux microorganismes qui fermentent, l’un le glucose et l’autre les pentoses, en éthanol. La notion de Co-culture s’adresse à un hydrolysat total, et la fermentation des pentoses et du glucose à lieu dans le même réacteur, ce qui permet de diminuer les coûts d’investissement. La plupart des travaux ont concerné des Co-cultures avec deux levures : S. cerevisiae pour fermenter le glucose, et P. stipitis pour fermenter le xylose [21]. Mais les obstacles à la mise en œuvre d’un tel procédé sont nombreux: • La fermentation du xylose se fait toujours plus lentement que la fermentation du glucose et il

se pose finalement le problème de l’inhibition par l’éthanol du micro-organisme fermentant le xylose. • Il existe une répression catabolique exercée par le glucose sur l’utilisation du xylose. En

effet, cultivés sur un mélange de sucres, les micro-organismes utilisent préférentiellement le glucose. Pour s’affranchir de ce problème, a tenté de sélectionner une souche de P. stipitis ou C. shehatae incapable d’utiliser le glucose [21]. • Il y a compétition entre S. cerevisiae et la levure fermentant le xylose pour la consommation de l’oxygène du milieu qui joue un rôle primordial dans la fermentation alcoolique du xylose

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par P. stipitis. Pour éviter cette concurrence, les chercheurs ont développé un mutant respiratoire de Saccharomyces incapable d’utiliser l’oxygène. B- Fermentation séquentielle

Une autre approche consiste à réaliser successivement la fermentation du glucose et celle du xylose: c’est le principe de la fermentation séquentielle. Les performances obtenues en

fermentation séquentielle sont généralement faibles. Cependant, des résultats encourageants ont été obtenus récemment par les chercheurs. Ils ont développé une fermentation séquentielle à deux étages, en utilisant une souche mutante d’E.coli incapable d’utiliser le glucose dans le premier étage, et de S. cerevisiae dans le second étage [21]. Un mélange de glucose (30 g/l), d’arabinose (30 g/l) et de xylose (30 g/l) a été fermenté en 72 h. Ces résultats semblent prometteurs, cependant, le problème d’instabilité des souches mutantes n’est pas résolu. C- Saccharification et fermentation simultanées

Lorsque la cellulose, l'enzyme, et l'organisme de fermentation sont additionnées dans un même réacteur, la cellulose est hydrolysée en glucose et en même temps converti en éthanol par le microorganisme. Le processus de SSF (simultaneous saccharification and fermentation) est généralement effectuée à 35°C-38°C, ce qui optimise la production d'éthanol, mais n'est pas la température optimale pour soit l'enzyme ou du micro- organisme. L’axe prioritaire des recherches porte donc sur la sélection des souches thermotolérantes. Certaines souches de Saccharomyces cerevisiae sont capables de croître à 37 °C, de même que certaines souches de Sch. pombe sont capables de croître à 41 °C [14, 21]. Le processus de SSF est l’objet de recherches dans les dernières années. Dans ce processus combiné, le glucose produit est immédiatement consommé par la levure pour produire l'éthanol. Il ne concerne donc que la fermentation du glucose, bien qu’à l’avenir, il se pourrait que la SSF englobe à la fois la fermentation du glucose et des pentoses, si une souche capable de fermenter les deux sucres à la fois était mise au point. Des recherches au NREL ont montré que la SSF pouvait être une voie économique et efficace pour convertir la cellulose en éthanol. D'après [26], la SSF contribuerait à réduire de 23 % les coûts de production de l'éthanol à partir de la biomasse cellulosique. D- Conversion microbienne directe

Le procédé DMC (direct microbial conversion) est une variante de la SSF , qui n’utilise qu’une seule étape (et généralement un seul microorganisme) pour réaliser la production d’enzymes, l’hydrolyse de la cellulose et la fermentation alcoolique des sucres. Clostridium thermocellum est l’un des micro-organismes pouvant présenter le p lus d’intérêt pour ce

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procédé [21]. Mais les résultats obtenus jusqu’à présent ne sont pas prometteurs en termes de rendement éthanoïque. Une Co-culture entre Cl.thermocellum et Cl.saccharolyticum a également été étudiée, mais les rendements sont faibles en raison de la production importante d’acides organiques [14, 21].

2.6.4 Récupération de l’éthanol Après fermentation, l’éthanol se trouve dans un moût contenant principalement de l’eau et

des composés provenant de la dégradation de la biomasse, des substances ajoutées au cours du procédé

mais

également

d’autres

molécules

produites

par

les

micro-organismes

simultanément à la production d’éthanol, comme les alcools supérieurs. La concentration d’éthanol dans la solution est de l’ordre de 10% (v/v). Pour obtenir un alcool biocarburant, il faut d’abord le concentrer et le purifier par distillation et rectification.

Ensuite, il faut le déshydrater pour éliminer toute trace d’eau. A- Distillation

La première étape de récupération de l’éthanol est la distillation. Cette opération de séparation, basée sur la volatilité de l’alcool, permet de passer d’une solution de 10 à 94% en éthanol. Cependant, l’éthanol n’est pas le seul élément volatil présent dans le moût fermenté. D’autres composés sont volatilisés lors de la distillation: des alcools, des acides gras, des éthers mais aussi de l’eau et du CO2. L’ensemble de ces composés va se retrouver dans la

phase gazeuse a vec l’éthanol [14, 26]. B- Rectification

Le distillat, issu de la distillation, contient encore de nombreux composés volatils autres que l’éthanol. La rectification permet de séparer l’éthanol concentré de ces impuretés. Celles-

ci sont classées en deux catégories selon leur capacité à être distillées respectivement avant et après l’éthanol: les produits en tête et les produits en queue.

La rectification est donc une distillation fractionnée des différents produits présents dans le condensat. La rectificatio n est réalisée en continu par passage au préalable dans l’épuratrice. Cette colonne permet de séparer les produits de tête. Le reste de la solution passe alors dans la colonne de rectification proprement dite. Celle- ci va permettre de concentrer l’éthanol et de séparer les produits de queue. Les produits de tête et l’alcool concentré dans la colonne de

rectification sont soumis à une épuration complète par passage dans une colonne de repasse. L’alcool épuré est ensuite transféré dans une colonne de concentr ation permettant l’épuisement en alcool des flegmes [26]. C- Déshydratation

Avant tout usage, l’éthanol doit être déshydraté. En effet, les alcools issus de la rectification sont des alcools à 94%. Une déshydratation jusqu’à 99.7% est nécessaire, elle

29


peut être réalisée via diverses technique: ajout de réactifs déshydratants tels que la chaux ou la baryte, déshydratation sous vide, déshydratation extractive. Mais, la méthode la plus employée est la déshydratation par entraineur azéotropique [26]. Dans cette méthode, l’alcool est introduit dans la partie supérieure en même temps qu’un produit entraineur, généralement une solution benzénique. La colonne est chauffée à sa base. L’eau est alors déplacée en bas de colonne alors que l’alcool se concentre dans la partie supérieure avant d’être évacuée. Le mélange azéotrope éthanol-benzène est ensuite séparé par

passage dans une autre colonne. Une autre technique est actuellement en expansion au niveau industriel: l’adsorption de l’eau dans des colonnes de tamis moléculaires à base de zéolithe. Lorsque la première colonne est saturée, l’éthanol à déshydrater est transféré sur une seconde colonne, ce qui permet de régénérer la première. Cette régénération est réalisée par mise sous dépression. L’éthanol

déshydraté est refroidi avant stockage [26]. 2.7 Processus d’intégration L’hydrolyse et la fermentation peuvent être réalisées suivant différents schémas comme on

explique ultérieurement. Le plus courant consiste en une hydrolyse et une fermentation séparées (SHF). Ce p rocédé permet d’optimiser chaque étape par maintien des conditions optimales de réaction. Au cours de ce procédé, la fermentation des pentoses peut être menée soit après fermentation des hexoses (figure13 ) soit en parallèle à l’hydrolyse et la fermentation des hexoses (Figure14). Dans le premier cas, une double distillation doit être effectuée [26].

Biomasse

H2SO4 0.1%

Enzyme (cellulase)

CO2

Prétraitement

Hydrolyse enzymatique

Fermentation C6 CO2

Fermentation C5

EtOH Eau

Colonne de distillation EtOH Eau

Colonne de distillation

Résidus

Figure13: Schéma de production de bioéthanol par SHF avec post-fermentation des pentoses

30


Biomasse

EtOH Eau

H2SO4 0.1%

Enzyme (cellulase)

CO2

Prétraitement

Hydrolyse enzymatique

Fermentation C6 Colonne de distillation

CO2 Fermentation C5

Résidus

Figure14: Schéma de production de bioéthanol par SHF avec fermentation des pentoses parallèle En SHF, les sucres libérés lors de l’hydrolyse entrainent une inhibition des enzymes et des

micro-organismes en fermentation. Pour éviter ces inconvénients, un autre type de procédé SSF peut être envisagé. En SSF, les deux étapes (hydrolyse et fermentation des hexoses) se réalisent de manière simultanée empêchant l’accumulation des sucres à des concentrations

inhibitrices. Le procédé est schématisé à la figure15. fi gure15.

Biomasse

Enzyme (cellulase)

H2SO4 0.1%

CO2

Prétraitement

Fermentation C5

EtOH Eau

CO2

Hydrolyse enzymatique et Fermentation C6


Résidus

Figure15: Schéma de production de bioéthanol par SSF (hydrolyse et fermentation des hexoses) Un troisième procédé de production peut être envisagé. En effet, il est possible d’effectuer simultanément, outre une saccharification de la cellulose et de l’hémicellulose, une Co-

fermentation des deux types de sucre obtenus (Figure 16).

31


Cette méthode (SSCF-simultaneous saccharification and Co-fermentation) se distingue donc de la précédente (SSF) par une fermentation simultanée de tous les sucres.

H2SO4 0.1%

Biomasse

Prétraitement

Enzyme (cellulase)

EtOH Eau

CO2

Hydrolyse enzymatique et Fermentation des C 5 et C6


Résidus

Figure16: Schéma de production de bioéthanol par SSCF Enfin, un dernier processus peut être envisagé: le regroupement des différents bioprocédés (CBP-Consolidated Bioprocessing). Au cours de celui- ci, les enzymes et l’éthanol sont produits par une communauté microbienne rassemblée dans un même réacteur dans cette cas on utilise la technique de Direct Microbial Conversion. Cette technique présente l’avantage de n’impliquer aucun coût (production ou l’achat d’enzymes), la séparation de composés. Cependant, actuellement aucune communauté efficace n’a été mise en évidence. En effet,

celle-ci doit satisfaire la production de cellulase en concentration élevée de même que la conversion des sucres simples (pentoses et hexoses) en éthanol. La figure 17 illustre ce procédé.

H2SO4 0.1%

Biomasse

Prétraitement

EtOH Eau

CO2

Production d’enzyme,


Hydrolyse enzymatique et Co-Fermentation C5 et C6

Résidus

Figure17: Schéma de production de bioéthanol par CBP

32

Chapitre 02: Conception de bioraffinerie de deuxième génération 2.8 Intégration énergétique

Les échangeurs de chaleur sont généralement utilisés avec les étapes de séparation et de réaction pour changer la température et/ou les conditions de phase d'un flux de processus. Dans ce cas, on a besoin d’utiliser: 

Échangeur Échangeur pour augmenter la température d ’entrée de réacteur de prétraitement



Échangeur Échangeur pour démunir la température d ’entrée de réacteur d’hydrolyse



Échangeur Échangeur pour démunir la température d ’entrée de réacteur de fermentation



Echangeur pour augmenter la température d’entrée de colonne de distillation

La figure18 illustre le schéma générale du pro cédé de production d’éthanol par vois biochimique.

33


H2SO4 0.1%

Biomasse

Prétraitement (180°C)

Enzyme (cellulase)

Extraction de Lignine

Extraction des sucres d’hémicellulose

Hydrolyse enzymatique (cellulase, 50°C)

CO2 Lignine

EtOH Eau

CO2 Fermentation C6 (35°C)


Fermentation C5 (35°C)

Résidus

Figure18: Schéma générale de production de bioéthanol

34

Chapitre 02: Conception de bioraffinerie de deuxième génération 2.9 Valorisation des coproduits 2.9.1 Alcools supérieurs

Les micro-organismes produisent de nombreux autres composés que l’éthanol au cour s de la fermentation, principalement des alcools. Ils sont généralement dénommés alcools secondaires ou supérieurs. Ils comprennent les alcools propyliques, butylique et amyliques qui peuvent être purifiés en vue d’une commercialisation.

2.9.2 Lignine

La lignine est un composé majeur de la lignocellulose qui n’est pas utilisé dans la production de bioéthanol. Mais, il est isolé lors du procédé. Une valorisation est possible après transformation sous forme de résines phénoliques ou de lignosulfonates. Les résines peuvent être utilisées dans l’industrie des produits forestiers (panneaux de particules, contreplaqués, agglomérés, etc.) mais également dans l’industrie des isolants, des abrasifs et

des planchers de camions. La lignine intervient également dans la fabrication de colle à bois. Elle peut également être utilisée pour la production d’électricité ou la cogénération (production d’électricité et de vapeur).

2.9.3 Furfural

Le furfural est un composé issu du prétraitement, lorsque les sucres sont soumis à des conditions extrêmes de températures durant des temps longs. Les produits et coproduits forestiers sont valorisés en de très nombreux produits: bûches, planches… Cette transformation génère de nombreux coproduits valorisables par diverses

filières telles que la cogénération et le compostage. Les produits agricoles sont destinés à un usage direct au sein de l’exploitation ou pour la vente et l’utilisation des coproduits. Les filières de transformation sont également variées:

production de sucre alimentaire, de farine, de fourrage, d’énergie, etc. Les déchets urbains constituent une biomasse non négligeable. Leurs récolte est actuellement réalisée par des intercommunales sur l’ensemble du territoire belge. Celles-ci se chargent de la collectés mais également du traitement ou de la revente des déchets collectés à des entreprises spécialisées. La plupart des déchets verts sont actuellement recyclés ou utilisés à d’autres fins de même que les papiers et carton, mais leur utilisation à des fins énergétiques

peut également être envisagée. Les bois collectés par les intercommunales des déchets sont quant à eux broyés et compostés. Aucune valorisation en bioéthanol de ces déchets ne peut donc être envisagée dans un temps relativement court.

35


Un dernier type de produit a été envisagé au début de ce travail. Ce sont les coproduits de l’industrie papetière telles que les liqueurs noires. Elles n’ont aucun intérêt pour la production

proprement dite de bioéthanol mais peuvent être utilisées. Après récupération des acides, en cogénération. Les rognures de papier présentent un intérêt beaucoup plus important mais peuvent également être réutilisées par l’entreprise, de même que les papiers non-conformes,

pour une production de papier recyclé.

36

Chapitre 03: Modélisation et cinétique des procédés

Chapitre 3 : Modélisation et cinétique des procédés

37

Chapitre 03: Modélisation et cinétique des procédés 3.1 Introduction

Dans ce chapitre nous voulons élaborer des modèles mathématiques pour décrire l’hydrolyse enzymatique de cellulose et la fermentation alcoolique, ainsi que un modèle mathématique pour l’hydrolyse et la fermentation simultanée. Le modèle d’hydrolyse développée inclue une équation décrivant la désactivation

enzymatique de cellulase. La quantité d'enzyme active diminuée considérablement au cours de la réaction, cela implique l’introduction de cette dernière équation. Ce modèle est appliqué

pour un réacteur batch. Dans le modèle de la fermentation, on essaie de prendre en considération la croissance et la mort des cellules en fonction de la production d’éthanol. Dans cette étude, nous avons basé sur la fermentation de glucose qui se trouve, après les étapes de prétraitement et d’hydrolyse. Dans le cas de l’hydrolyse et de la fermentation simultanée le modèle contient à la fois des équations d’hydrolyse de cellulose et de fermentation de glucose. Les équations d’hydrolyse de ce modèle sont différents que celles d’hydrolyse séparée. Cette différence présente de l’influence de l’éthanol sur le mécanisme d’hydrolyse où bien l’inhibition de cellulase par l’éthanol.

3.2 Cinétique et modélisation d’hy drolyse enzymatique 3.2.1 Enzyme cellulase

La cellulase n'est pas une enzyme simple, mais, se rapporte à une entité multi composantes avec une composition variable. La nature du système cellulolytique d'enzymes utilisé détermine le mode de l'action de la cellulase, de l'activité de chaque composant d'enzymes, de l'effet synergique parmi les composants d’enzyme, et l'effet d’inhibiteur sur l’action

enzymatique par les intermédiaires et les produits de réaction [27]. En général, cellulases sécrétés par des champignons se composent de trois grandes classes de composants: (1) 1,4- β-D-glucan glucohydrolases (endoglucanases); (2) 1,4- β-D-glucan cellobiohydrolases and 1,4- β-D-glucan glucohydrolases (exoglucanases); and (3) β-Dglucoside glucohydrolases (β-glucosidases). Les masses moléculaires des composants de

cellulase varient de 5.6 à 89.000 Da. Dans leur température optimale (50 C) sont lentement désactivée. Malheureusement, ils sont sensibles à l’inhibition des produits. On note que les

activités de cellulase et β-glucosidases sont exprimées par International Filter Paper Units (IFPU) et International Units (IU), respectivement [28]. 3.2.2 Formulation de modèle Le mécanisme de modèle inclut l’hydrolyse simultanée de cellulose par les composants d’endoglucanase et d’exoglucanase de la cellulase à la cellobiose et glucose, conversion de

38

Chapitre 03: Modélisation et cinétique des procédés cellobiose en glucose par β-glucosidase. Parce que la cellulose est un substrat insoluble,

l'enzyme doit adsorber à sa surface pour initialiser l'hydrolyse. Au contraire, l'hydrolyse de la cellobiose en glucose par β-glucosidase est réalisée en solution. Ainsi, la conversion de la cellulose en glucose impliquant la séquence des étapes suivantes: 1- La cellulase diffuse vers la surface de cellulose; 2- Les composants Endoglucanases et Exo glucanases de cellulase s’adsorbent à la surface des particules de cellulose pour initialiser l'hydrolyse; 3- La cellulose est hydrolysée en cellobiose et en glucose par la cellulase; 4- La cellobiose et le glucose diffuse dans la phase aqueuse; 5- La cellobiose est monomérisé en glucose par β-glucosidase. Ce mécanisme est illustré sur la figure 19 [29].

r 1 Cellobiose

Cellulose

r 2 r 3

Glucose

Figure 19: Mécanisme d ’hydrolyse enzymatique 3.2.3 Cinétique d’hydrolyse le la cellulose

Le bilan de matières de cellulose (C), de cellobiose (B) et de glucose (G) sont donnés par les équations suivantes:

 Cellulose 

 Cellobiose 

 Glucose 

d (C ) dt d ( B) dt

d (G) dt

 r 1  r 3

(01)

 1.056r 1  r 2

(02)

 1.053r 2  1.11r 3

(03)

Où (C), (B), et (G) sont des concentrations en (g/l), et r 1, r 2, et r 3 sont des vitesses des réactions en (g/l-h). Les facteurs de 1.056, 1.053, 1.11 représentent les coefficients stœchiométriques massiques de cellobiose dans la réaction 1, et de glucose dans les réactions

2 et 3 respectivement. 39

Chapitre 03: Modélisation et cinétique des procédés M cellulose  162  n g/mol

;

M glu can  162 g/mol

M glu cose  180 g/mol M cellobiose  342 g/mol  n mol glucose 1 mol cellulose 

1 g cellulose   1.11 g glucose

1 mol cellulose  

n 2

mol cellobiose

1 g cellulose   1.056 g cellobiose

1 mol cellobiose   2 mol glucose 1 g cellobiose  1.053g glucose

Les vitesses des réactions d'hydrolyse sont données par: k 1 ' (C )e   t r 1  ( B) (G)  1 K 1 B K 1G

r 2 

k 2 ' ( B) (G) )  ( B) K m (1  K 2G

k 3 ' (C )e   t r 3  ( B) (G)  1 K 1 B K 1G

(04)

(05)

(06)

Où k 1’, k 3’ (h -1), et k 2’ (g/l-h) sont les constantes de vitesse spécifique localisées. K 1B, K 1G et K 2G sont des constants d’inhibition (g/l) pour l’inhibition de cellulase par cellobiose, cellulase par glucose, et β-glucosidase par glucose, respectivement, K m est la constant de saturation de cellobiose par β-glucosidase (g/l), et λ est une constante (h -1) liés à la diminution de la surface

spécifique de la cellulose. L’expression exponentielle empirique représente le taux de diminution de la surface spécifiques de la cellulose en fonction de temps. Michaelis-Menton montre que les constantes de vitesse spécifique localisées k 1’et k 3’depondent de la concentration de cellulose tel que décrit dans les expressions suivantes:

40

Chapitre 03: Modélisation et cinétique des procédés 

k 1 



k 3 

k 1 (e)T ec

* *

(07)

*

(08)

K eq  (e)T ec k 3 (e)T ec

*

K eq  (e)T ec

Où (e)T est la concentration totale (libre et liée) du comple xe d’enzyme cellulase et βglucosidase (g/l), e c* est l'activité spécifique de la cellulase dans la préparation enzymatique (FPU/g protéine), k1 et k3 sont les taux spécifique maximal (h-1) de l'hydrolyse de la cellulose en cellobiose et glucose, respectivement, et Keq est la constante de saturation d'adsorption de la cellulase (g/l). La constante de vitesse spécifique localisée k 2 est proportionnelle à la concentration de βglucosidase avec la réduction due à l'adsorption irréversible de la lignine est décrit dans l'expression suivante: *  k 2  k 2 (e)T e g [1  K L (L)]

(09)

Où eg* est l'activité spécifique de β-glucosidase dans la préparation enzymatique (IU/g protéine), k 2 est le taux spécifique maximal (g/ (IU-h) de l'hydrolyse de la cellobiose en glucose, K L est le facteur d’adsorption de lignine par β-glucosidase (L/g), et (L) la concentration de lignine (g/l). Les paramètres d’hydrolyse sont donnes et discuté dans la partie de simulation (chapitre4).

3.2.4 Vitesse de désactivation enzymatique

Les enzymes sont des molécules protéiques de configuration complexe qui peuvent être déstabilisés par les forces relativement faibles. Dans le cadre des réactions catalysées par des enzymes, la désactivation enzymatique se produit à un taux qui dépend de la structure de l'enzyme et des conditions de réaction. Les facteurs environnementaux qui affectent la stabilité des enzymes comprennent la température, le pH, les forces ioniques, les forces mécaniques et la présence des dénaturants tels que les solvants, les détergents et les métaux lourds. Dans de nombreuses applications la cinétique de désactivation enzymatique est tout aussi importante que la cinétique de la réaction elle-même, parce que la quantité d'enzyme active peut diminuer considérablement au cours de la réaction [30]. Dans le modèle le plus simple de la désactivation d'enzyme, l'enzyme active

subit de la

 E i  . transformation irréversible à la forme inactive i E a 

41


La vitesse de désactivation est généralement considérée comme une réaction de premier ordre [30]: r d  k d  E a

(10)

Où r d est la vitesse de réaction de désactivation enzymatique (g/l-h), E a est la concentration de l’enzyme active, et k d est la constante de vitesse de désactivation (h -1). D’après [Q. Gan et al]. le cellulase perte 10% de son activité après une semaine [27]. Ceci

montre une bonne stabilité mécanique. 3.3 Cinétique et modélisation de fermentation de glucose 3.3.1 Saccharomyces cerevisiae

Saccharomyces cerevisiae est un micro-organisme, une levure particulière parmi tous les ferments, levains, levures, etc. utilisés dans l'élaboration du pain, de yaourt, du vin et de la bière. Elle a été découverte, isolée et identifiée au milieu du XIXe siècle par des brasseurs hollandais à la demande de la corporation des boulangers parisiens qui commençaient à industrialiser leur production et cherchaient, pour faire leur pain, un procédé de fermentation plus fiable et plus rapide que leur levain traditionnel. Ainsi, dans ces domaines, elle est appelée «levure de boulanger» ou «levure de bière». Enfin, dû à son mode de reproduction, elle est également nommée «levure à bourgeon» ou «levure bourgeonnante» [31]. Saccharomyces peut produire l'énergie nécessaire à sa survie et à sa reproduction de deux manières différentes, en fonction du milieu ambiant. Ces deux modes de production d'énergie sont: 

la voie aérobie: respiration, transformation du glucose en gaz carbonique et ATP à l'aide de l’oxygène ou utilisation de l'éthanol avec consommation d'O2 (transition diauxique)



la voie anaérobie: la fermentation alcoolique du glucose.

Le premier est utilisé en cuisine, tandis que la fermentation est privilégiée pour la production d'alcool tel que le vin ou la bière... Une température de 32 degré est optimale pour sa reproduction. Sa taille varie de 6 à 12 µm pour la longueur et de 6 à 8 µm pour la largeur (Figure 20).

42


Figure 20: Photo microscopique de Saccharomyces cerevisiae 3.3.2 Formulation de modèle

Beaucoup des travaux scientifiques aient étudié sur la fermentation d'éthanol avec le S. cerevisiae a été réalisé, dans certains cas un manque de l'identification de sa voie métabolique a mené aux approches qui sont peu susceptible de rapporter des améliorations significatives. La voie métabolique principale impliquée dans la fermentation d'éthanol est la glycolyse [32], par laquelle une molécule de glucose est métabolisée, et deux molécules de pyruvate sont produites comme illustré dans la figure (21). Le glucose est facilement transformé en éthanol par la levure S.cerevisiae. Actuellement, aucun autre micro-organisme n’atteint ses performances sur glucose en conditions non stériles, le pyruvate est encore réduit à l'éthanol avec le dégagement de CO 2. Théoriquement, le rendement est 0.511pour l’éthanol et 0.489 pour CO2 sur une base de masse de glucose

métabolisé. Deux molécules d'ATP produite dans la glycolyse sont utilisés pour piloter la biosynthèse des cellules de levure qui implique une variété de nécessitant de l'énergie de bioréactions. Par conséquent, la production d'éthanol est étroitement associée à la croissance de cellules de levure, ce qui signifie que la levure doit être produite comme un coproduit [32].

43


Figure 21: Métabolisme de la fermentation éthanoïque par S. cerevisiae [33] 3.3.3 Cinétique de fermentation de glucose L’équation de fermentation de glucose s’écrit comme suite:

C6H12O6 (glucose) → 2CH3CH2OH (éthanol) +2CO2 + ATP

(11)

La production d’éthanol à partir de la fermentation de glucose est une réaction, accompagnée

avec de la croissance et de la mort des cellules. Selon [30] on a développé modèle de fermentation de glucose basé sur ces deux paramètres. A- Croissance de cellules de levure

L’équation de croissance cellulaire est décrit par:

r x    X v

(12)

r x : La vitesse de production de la levure (g/l-h); Xv : La concentration de levure viable; µ : Le taux de croissance spécifique; Le taux de croissance spécifique de levure dépend de la concentration de nutriments dans le milieu. Souvent, un seul substrat exerce une influence dominante sur le taux de croissance; cette composante est connu comme le substrat limitant de croissance, il est souvent la source de carbone (le glucose dans notre travail). Au cours de la croissance équilibrée, le taux de croissance spécifique est liée à la conc entration de substrat (glucose) par l’équation de

44

Chapitre 03: Modélisation et cinétique des procédés Monod, un homologue du l’expression de Michaelis-Menten (La plupart des réactions

biologiques sont raisonnablement bien représentées par l’équation de Michaelis-Menten):  

Donc :

 max  G k g  G

r x   max 

(13)

G  X v k g  G

(14) Où k g constant de saturation de substrat par les cellules (g de cellule viable /g de substrat), µmax est le taux maximum de croissance spécifique h -1, et G est la concentration de substrat g/l (glucose). B- Production d’éthanol

Pour les produits formés où en trouve génération de l'ATP, la vitesse de production est liée à la demande d'énergie cellulaire. La réaction de croissance de cellules est généralement la principale réaction nécessitant de l'énergie, par conséquent, si la production est couplée au métabolisme énergétique, le produit sera formé chaque fois qu'il y a croissance des cellules. Cependant, l'ATP est également nécessaire pour d'autres activités qui t’appelé maintenance. La synthèse de produits dans les voies de l'énergie sera produite lorsque des fonctions de maintenance sont effectuées en raison d’ATP. L’expression cinétique pour la formation du

produit doit tenir compte de la croissance associée et l'entretien de production associés, comme dans l'équation suivante: r p    r x  m p  X v

(15)

Où r p est la vitesse de production de l’éthanol (g/l-h), α est le substrat utilisé pour le produit par la croissance des cellules, et m p est le taux spécifique de formation du produit résultant de maintenance (h-1). C- Désactivation (mort) des cellules de la levure

La cinétique de la désactivation des cellules est une considération importante dans la conception des processus des fermentations où la perte substantielle de viabilité est prévue. Dans un environnement létal, les cellules de population ne meurent pas tous à la fois; la désactivation de la culture se déroule sur une période de temps déterminée en fonction du 45


nombre initial de cellules viables et la sévérité des conditions imposées. La mort cellulaire est supposée être un processus de premier ordre: r d  k d  N

(16)

Où r d est la vitesse de la mort cellulaire, N est le nombre des cellules viables, et k d est la constant spécifique de la mort (désactivation) des cellules. La vitesse de mort cellulaire peut être exprimée par la concentration des cellules plutôt que le nombre de cellule: r d  k d  X v

(17)

Où k d est la constant spécifique de la mort des cellules basé sur la concentration des cellules, et xv est la concentration des cellules viables. 3.4 Cinétique Modélisation de saccharification et fermentation simultanée

Un modèle décrivant SSF peut être très simple ou très complexe et le degré de complexité est décidé par le but du modèle. Plusieurs facteurs, tels que l'inhibition d'enzymes et de levures, de transfert de masse, d'absorption, la désactivation d'enzymes, et les caractéristiques du substrat peut être pris en considération. Jusqu’à présente plusieurs modèles décrivant

l'hydrolyse enzymatique de la cellulose, mais seulement quelques-uns décrivant SSF ont été développés. Le modèle est basé sur des réactions homogènes et hétérogènes d’hydrolyse, qui sont influencés par le produit final. 3.4.1 Formulation de SSF

Le modèle SSF (saccharification et fermentation simultanée) développé pour convertir la cellulose en éthanol est combinaison des réactions catalytique homogène et hétérogène. Cette conversion implique les étapes suivantes: 

La cellulase diffuse vers la cellulose et s’adsorbe sur sa surface;



La cellulose est hydrolysée en cellobiose et glucose par endoglucanase et exoglucanase respectivement



La cellobiose diffuse dans la phase aqueuse, où il est transformé en glucose pa r βglucosidase



Le glucose diffuse dans la suspension de SSF est reprise par les cellules (Organisme de fermentation);



Le glucose est catabolisé à l'éthanol. 46

Chapitre 03: Modélisation et cinétique des procédés 

L'éthanol est sécrété dans la phase aqueuse.

Le mécanisme d’hydrolyse et fermentation simultanées est représenté sur la figure 22 [34]. .

r 1 Cellulose

Cellobiose r 2 r 3 Ethanol + CO2 + ATP

Glucos

Figure 22: Mécanisme d’hydrolyse et fermentation simultanées 3.4.2 Cinétique d’hydrolyse et fermentation simultanées

Dans ce cas les vitesses des réactions d'hydrolyse sont données par: k 1 ' (C )e   t K E r 1  * ( B) (G ) K E  E  1 K 1 B K 1G r 2 

k 2 ' ( B) (G ) K m (1  )  ( B) K 2G

(18)

(19)

k 3 ' (C )e   t K E r 3  * ( B) (G ) K E  E  1 K 1 B K 1G

Les vitesses des réactions d’hydrolyse (18) et (20) dans lesquelles le terme

(20)

K E K E  E

montre que l’éthanol a une influence sur l’enzyme cellulase (endoglucanase et exoglucanase)

Où K E est la constante d’inhibition (g/l) pour l’inhibition de cellulase par l’éthanol, E est la concentration de l’éthanol.

En ce qui concerne les vitesses de fermentation, on garde le même modèle de la fermentation puis qu’il décrit bien les réactions de fermentation, et particulièrement la réaction de fermentation de glucose. Les vitesses des réactions de la fermentation sont présentées comme suivantes: r x   max 

G  X v k g  G

r p    r x  m p  X v r d  k d  X v

(21) (22) (23) 47

Chapitre 04: Résultats de la Simulation du procédé

Chapitre 4 : Résultats de la simulation du procédé

48

Chapitre 04: Résultats de la Simulation du procédé 4.1 Introduction

Dans ce présent chapitre, nous allons simuler les principales étapes du procédé de production de bioéthanol de seconde génération, par voie biochimique (prétraitement de la biomasse lignocellulosique, hydrolyse enzymatique de la cellulose, fermentation du glucose, et distillation azéotropique), en utilisant le logiciel de simulation ChemCad. La modélisation de la cinétique de prétraitement est une tache assez compliqué, pour cela nous avons simplifie cette étape, en supposant un prétraitement à l’acide dilué avec une efficacité de 90%. Pour valider le modèle d’hydrolyse enzymatique avec les résultats expérimentaux nous concentrons notre effort sur cette partie puisqu’elle a beaucoup de paramètres à optimiser. Dans l’étape de la fermentation alcoolique, la simulation se fait pour valider notre modèle

de fermentation avec les résultats expérimentaux disponibles dans la bibliographie. La simulation de procédé de saccharification et fermentation simultanées pour montre la différence qui peut exister entre elle et le procédé SHF. La biomasse utilisée dans ce travail est le bois de douglas (Figure 23) qui est l’un de bois

résineux durable. Douglas est un matériau ayant une croissance rapide et une densité supérieure à celle des Sapins et Épicéas (500 kg/m³ en moyenne) [35]. La composition de douglas est donnée dans le tableau 6.

Figure 23: Photos de bois de douglas

49


Tableau 6 : Composition élémentaire de douglas [36] Compositions

% Poids sec

Carbone Hydrogène Oxygène Azote Soufre Chlore Cellulose Hémicellulose Xylan Arabinan Galactan Mannan Lignine

51.9 6.16 41.7 0.12 0.03 0.02 48.8 ±7.6 21.1 ±11.4 5.3 1.6 2.3 11.9 25.9 ±2.2

4.2 Logiciel ChemCad

Actuellement, l'industrie des procédés chimiques relève de nombreux défis: croissance des carburants, coût des matières premières, réduit dans le staff engineering, cycles de vie plus courts de produit, concurrence globale développée, et règlement accru. Ces défis exigent que les compagnies de l'industrie des procédés chimiques cherchent et utilisent les meilleurs outils pour augmenter la productivité, et pour améliorer des décisions de la technologie. Parmi les logiciels des procédés chimiques, le ChemCad est un environnement de simulation puissant et flexible, établi autour trois valeurs principales: l'innovation, l’intégration, et une architecture ouverte. Avec une possibilité des liens avec d’autres outils

tels que le MS Excel, le VBA et le Word, et des interfaces telles que COM, DCOM, OPC, CAPE-open, et XML. Le ChemCad combine une interface graphique (Figure 24), une grande base de données des composantes chimiques, une grande bibliothèque des données thermo-dynamiques, et une bibliothèque des opérations unitaires les plus communes pour donner aux utilisateurs la capacité de fournir des retours significatifs et mesurables sur leur investissement. En outre, le logiciel est construit de telle façon qui permette aux utilisateurs de faire une expérience puissante en utilisant les produits chimiques, la thermodynamique, les opérations unitaires, les calculs, et rapporter tous les ingrédients. Le ChemCad est capable de modéliser des processus continus, batchs, et semi-batchs, et il peut simuler les systèmes équilibrés et dynamiques. Ce logiciel est utilisé intensivement dans le monde pour la conception, les opérations, et l'entretien des processus chimiques dans une 50


grande variété d'industries, y compris l'exploration de pétrole et de gaz (la production et le raffinage), le processus de gaz; la production des produits chimiques spéciales, les pharmaceutiques, les biocarburants, et la fabrication de processus d'équipement.

Figure 24: Interface de ChemCad

Le ChemCad est adapté en utilisant des applications de Visual Basic, ou VBA aux besoins de notre étude. Nous avons programmé au VBA les cinétiques des réactions d’hydrolyse et

fermentation.

4.3 Résultats de simulation de procédé de prétraitement

Dans le prétraitement à l’acide dilué le bois (douglas) est d'abord subit à un broyage pour le transformer en particules de diamètre de 2mm environ. Le prétraitement est réalisé dans un réacteur alimenté par une suspension du bois de 10% et de l'acide sulfurique de 1% (Figure 25). La température et la pression de réacteur sont 180°C, 12 bar respectivement. Le taux de conversion dans ces conditions peut atteindre jusqu’à 90%.

51


Figure 25: Réacteur du prétraitement Les résultats de simulation de l’étape de prétraitement sont représentés dans le tableau 7. Nous avons trouvé comme produits essentiels: la cellulose et la lignine à l’état solide avec de

concentration de 37.759 kg/m 3, 20.0401 kg/m3 respectivement. Les sucres obtenus (xylose, arabinose, galactose et mannose) par hydrolyse de l’hémicellulose sont solubilisés dans l’eau. Pour passer à l’étape d’hydrolyse de cellulose il faut extraire la lignine les sucres

hémicellulosiques.

52


Tableau 7 : Résultats de simulation de procédé de prétraitement Nom de flux

Température (°C) Pression (bar) Enthalpie (MJ/h) Fraction massique de vapeur Total (kmol/h) Total (kg/h)

Biomasse

Produits

180 12 -1771,8 0 5,6611 111

180 12 -1719,4 0 5,6007 110,838

Débit de flux (kg/h)

Biomasse Cellulose Lignine Sulfuric Acid Water Xylose Arabinose Galactose Mannose Extractive

10 0 0 1 100 0 0 0 0 0

1 4,392 2,331 1 99,838 0,477 0,144 0,207 1,071 0,378

Concentration des compostions (kg/m3)

Biomasse Cellulose Lignine Sulfuric Acid Water Xylose Arabinose Galactose Mannose Extractive

86,8299 0 0 8,683 868,2994 0 0 0 0 0 Etat de flux Liquide Solide

Débit massique (kg/h) Débit molaire (kmol/h)

101 5,561

10 0,1

8,5972 37,759 20,0401 8,5972 858,3305 4,1009 1,238 1,7796 9,2076 3,2498 Liquide

Solide

102,737 5,563

8,101 0,037

4.4 Résultats de simulation de procédé d’hydrolyse enzymatique L’hydrolyse enzymatique de cellulose en glucose s’effectuée dans un réacteur simple avec

des conditions douces: pH de 4.8, température de 45 - 50° C, pression atmosphérique et l’enzyme de cellulase comme catalyseur (Figure 26).

53


Il y a dans ce procédé plusieurs paramètres à optimiser comme la charge de substrat (cellulose), la quantité d’enzyme et l’activité de chaque composant d’enzyme pour améliorer le rendement de l’étape d’hydrolyse enzymatique.

cellulose

glucose catalyseur

Figure 26: Réacteur batch de l’hydrolyse enzymatique 4.4.1 Influence de la charge de cellulose

Nous avons choisi cinq différentes charges initiales de cellulose de 10, 15, 20, 25, et 30% dans l'étape d'hydrolyse enzymatique au sein du réacteur batch. La concentration et l’activité d'enzyme initiale utilisé sont fixées à 0.5g/l, 15FPU/g protéine; 45IU/g protéine respectivement. Le temps de réaction total est de 72h. La figure 27 montre l’effet de différentes charges initiales de cellulose sur le taux de

conversion. On remarque que le taux de conversion diminue de 97.3% à 83% lorsque la charge de cellulose augmente de 10% à 30%. La concentration de glucose augmente linéairement de 0 à 8% de la charge de cellulose (Figure 28) . La pente de la courbe correspondante à chaque charge de cellulose est représe nté l’augmentation de la concentration de glucose. On observe une diminution progressive de la pente au dû la de 10 à 30% de la charge de cellulose ce qui correspond à une diminution de conversion de cellulose. La haute charge de cellulose peut entraîner des problèmes de mélange (transfert thermique et massique de l'enzyme). Ces problèmes de mélange ont été traduits à liquéfaction lente de cellulose (solides). Les produits finis peuvent aussi causer de fortes inhibitions de l'enzyme. Afin de résoudre les problèmes de la charge de cellulose élevée lors de l'hydrolyse enzymatique on propose d'utiliser une quantité assez élevé de l’enzyme pour obtenir une conversion de la cellulose maximale, mais la concentration forte de l’enzyme n'est pas une

solution économiquement pratique pour obtenir une haute conversion de la cellulose.

54


100 90 80

) % ( n o i s r e v n o c e d x u a T

70 60 50

10% de cellulose 15% de cellulose 20% de cellulose 25% de cellulose 30% de cellulose

40 30 20 10 0 0

6

12

18

24

30

36

42

48

54

60

66

72

Temps (h)

Figure 27: Effet de la charge du substrat (cellulose) sur le taux de conversion

250

) 200 m / g k ( e s 150 o c u l g e d n 100 o i t a r t n e 50 c n o C

3

0 0

5%

10%

15%

20%

25%

30%

Concentration de cellulose (concentration massique)

Figure 28: Effet de la charge du substrat (cellulose) sur la concentration du glucose après 72h

55

Chapitre 04: Résultats de la Simulation du procédé 4.4.2 Influence de la quantité d’enzyme

Dans cette partie, nous avons travaillé avec des concentrations des cellulases suivantes: 0.1, 0.2, 0.3, 0.4, 0.5, 0.6 g/l. La charge de cellulose a été maintenu constante 10%, l’activité de l’enzyme est de 15FPU/g protéine; 45IU/g protéine, et le temps de réaction est toujours de

72h. La figure 29 représente l’effet de la quantité d’enzyme sur le taux de conversion de

cellulose. On remarque une augmentation de la conversion au fur et à mesure que la concentration de cellulase augmente. Les écarts entre les différentes allures de conversion diminue progressivement à partir de 15% entre les deux concentrations de cellulase (0.1, 0.2g/l) jusqu’à 1% entre (0.5, 0.6g/l). On observe aussi, au début de réaction, que l’augmentation de la concentration de cellulase conduit à une conversion très rapide.

Les concentrations 0.1 et 0.2g/l ne sont pas suffisant pour hydrolyser la quantité de cellulose utilisée. Le rapprochement des courbes de conversion surtout aux concentrations de 0.4, 0.5 et 0.6g/l est dû probablement à l’insuffisance de la surface de cellulose, et à la

quantité importante adsorbée des molécules d'enzyme formant des couches multiples. Seul l'enzyme adsorbée dans la première couche participe à l'hydrolyse. La conversion rapide de cellulose durant la phase initiale de réaction mène à l’inhibition de cellulase par le cellobiose

et le glucose ce qui donne presque même forme des courbes. 100 90 80


70 60 50

0.1 g/l de cellulase 0.2 g/l de cellulase 0.3 g/l de cellulase 0.4 g/l de cellulase 0.5 g/l de cellulase 0.6 g/l de cellulase

40 30 20 10 0 0

6

12

18

24

30

36

42

48

54

60

66

72

Temps (h)

Figure 29: Effet de la quantité d’enzyme sur le taux de conversion

56

Chapitre 04: Résultats de la Simulation du procédé 4.4.3 Influence de l’activité de cellulase

La cellulase (endo-glucanase et exo-glucanase) attaque la chaine de cellulose, résultant la formation de glucose et cellobiose. La cellobiose est catalysée par β-glucosidase en glucose.

Cet action de β-glucosidase réduit l'inhibition de la cellulase par le cellobiose. Pour tester l’effet de l’activité de cellulase, on maintient une valeur constante de l’activité de βglucosidase (45 IU/g protéine) et de changer l’activité de cellulase:

5, 10, 15 et 30 FPU/g protéine. La charge de cellulose a été maintenue à de 10% massique, et la concentration de cellulase est de 0.5g/l. La figure 30 représente l’effet de l’activité de cellulase sur le taux de conversion de cellulose.

On observe que le taux de conversion de cellulose augmente de 88% à 97% après un temps de réaction de 72h avec l’augmentation de l’activité de cellulase de 5 à 30 FPU/g protéine. L’activité de cellulase au-dessus de 10 FPU/g protéine n’améliore pas le degré de conversion

de la cellulose. Actuellement, l’activité de cellulase supérieure à 15 FPU/g protéine reste irréaliste, au moins à cause de coût de la production d'enzyme. 100 90 80


70 60 50 40

5FPU/g protéine; 45IU/g protéine 10FPU/g protéine; 45IU/g protéine 15FPU/g protéine; 45IU/g protéine 30FPU/g protéine; 45IU/g protéine

30 20 10 0 0

6

12

18

24

30

36

42

48

54

60

66

72

Temps (h)

Figure 30: Effet de l’activité de cellulase sur le taux de conversion

57

Chapitre 04: Résultats de la Simulation du procédé 4.4.4 Influence de l’activité de β-glucosidase Pour voir l’influence de l’activité de β-glucosidase, nous avons fixé l’activité de cellulase à

15 FPU / g protéine et varie celle de β-glucosidase de: 5, 10, 15 et 45 IU/g protéine. La charge de cellulose et la concentration de cellulase sont maintenues à 10% et 0.5g/l respectivement. Les figures 31 et 32 montrent que le taux de conversion et la concentration de glucose augmentent lorsque l’activité de β-glucosidase augmente de 5 à 45 IU/g protéine. Les faibles activités de β-glucosidase conduisent à l’accumulation de cellobiose élevé, qui a fortement

inhibé la cellulase d'où une faible conversion de cellulose et concentration de glucose. Au dû la de 45 IU/g protéine de l’activité de β-glucosidase, on ne trouve pas une amélioration significativement de la conversion de cellulose et la concentration de glucose. La figure 33 montre que la cellobiose ne converti pas complètement en glucose après 72 h même avec une activité élevé de β-glucosidase de 45 IU/g protéine. Ceci est dû probablement au fait que la β-glucosidase est inhib ée par le produit finale (glucose). Il y a d’autre raison consiste à l’activité mécanique et/ou thermique de la β-glucosidase au cours de l’hydrolyse. Par conséquent, le ratio de l’activité de cellulase à l’activité de β-glucosidase est considéré

comme un facteur critique sur l'hydrolyse enzymatique de cellulose. Dans cet étude, la concentration de cellulase est devenue un facteur de limitation sur l'hydrolyse enzymatique, lorsque le ratio est inférieur de de 15 FPU / g protéine: 15 IU/g protéine. Cependant, la β-glucosidase est aussi un facteur de limitation, lorsque le ratio est supérieur à 15 FPU / g protéine: 15 IU/g protéine, par exemple: 15 FPU / g protéine: 5 IU/g protéine et 15 FPU / g protéine: 10 IU/g protéine. Le ratio de 15 FPU / g protéine: 15 IU/g protéine entre la cellulase et la b-glucosidase donne de bons résultats avec environ 85% la digestibilité enzymatique après 72h.

58


100 90 80


70 60 50

15 FPU/g protéine; 5 IU/g protéine 15 FPU/g protéine; 10 IU/g protéine 15 FPU/g protéine; 15 IU/g protéine 15 FPU/g protéine; 45 IU/g protéine

40 30 20 10 0 0

6

12

18

24

30

36

42

48

54

60

66

72

Temps (h)

Figure 31: Effet de l’activité de β-glucosidase sur le taux de conversion

110 100

) m / g k ( e s o c u l g e d n o i t a r t n e c n o C

3

90 80 70 60 50

15 FPU/g protéine; 5 IU/g protéine 15 FPU/g protéine; 10 IU/g protéine 15 FPU/g protéine; 15 IU/g protéine 15 FPU/g protéine; 45 IU/g protéine

40 30 20 10 0 0

6

12

18

24

30

36

42

48

54

60

66

72

Temps (h)

Figure 32 : Effet de l’activité de β-glucosidase sur la concentration de glucose

59

Chapitre 04: Résultats de la Simulation du procédé 25

) m20 / g k ( e s o 15 i b o l l e c e d 10 n o i t a r t n e 5 c n o C

3

15/5 15/10 15/15 15/45

0 0

6

12

18

24

30

36

42

48

54

60

66

72

Temps (h)

Figure 33: Effet de l’activité de β-glucosidase sur la concentration de cellobiose 4.4.5 Résultats de l’hydrolyse enzymatique dans les Conditions optimales D’après notre étude les paramètres optimales sont estimées : 100g/l de charge de cellulose,

0.5g/l de concentration de cellulase, 15 FPU/g protéine d’activité de cellulase et de 45 IU/g protéine d’activité de β-glucosidase. La figure 34 montre la variation de la charge de cellulose, de cellobiose, et de glucose dans les conditions optimales. On remarque que la charge de cellulose diminue rapidement jusqu’à

18h correspondant à un taux de conversion de cellulo se de 90%, puis progressivement jusqu’à la consommation totale après 64h. La production de glucose augmente rapidement jusqu’à une concentration de 80.5g/l pour t=18h, puis progressivement vers la concentration de 102.1g/l à 72h. La diminution de la vitess e de conversion induit pour l’inhibition de cellulase et celle dû à l’augmentation de la concentration de glucose. En ce qui concerne la cellobiose, on observe une augmentation rapide jusqu’ à 6h résultant de la cellulase qui attaque la chaine

de cellulose pour former le glucose et la cellobiose. Après certain temps, la réaction de cellobiose diminue progressivement sous l’effet de l’activité de β-glucosidase. Cette dernière

catalyse la cellobiose en glucose, et réduit l'inhibition de la cellulase par le cellobiose. La simulation d’hydrolyse enzymatique nous donne un rendement molaire de 87%, et un taux de conversion de 97.3%. Ces résultats sont intéressants et compatibles avec les résultats expérimentaux (Taux de conversion de 97.5% pour les bois résineux) [37].

60


110 100 90

) 3 m / g k ( n o i t a r t n e c n o c

80 70

cellulose cellobiose glucose

60 50 40 30 20 10 0 0

6

12

18

24

30

36

42

48

54

60

66

72

Temps (h)

Figure 34: Variation des concentrations de cellulose, cellobiose, et de glucose dans les conditions optimales: 10% de cellulose, 0.5% de cellulase, 15FPU/g protéine; et 45IU/g protéine 4.5 Résultats de simulation de procédé de fermentation éthanoïque

Le glucose obtenu par hydrolyse enzymatique de la cellulose est facilement transformé en éthanol par la levure S. cerevisiae utilisée par l’ensemble des industries de fermentation

alcoolique. La fermentation éthanoïque est réalisée dans un batch réacteur (Figure 35) dans des conditions optimales

et fameuses: la température est de 35°C, la pression est

atmosphérique et la concentration initiale de la levure est de 0.1g/l pour initialiser la fermentation du glucose.

Figure 35: Réacteur batch de la fermentation éthanoïque

61

Chapitre 04: Résultats de la Simulation du procédé La figure 36 montre l’évolution des concentrations de glucose, d’éthanol et des cellules xv en fonction de temps. On observe que la concentration d’éthanol est nulle pendent les trois

heures premières. Ensuit cette concentration augmente progressivement de 5g/l à 10h, et considérablement jusqu’à atteindre de 41.56g/l à 34h. La courbe de glucose montre une

diminution légère pendant les dix heures premières, puis une diminution significative jusqu ’ à s’annuler à 34h. En ce qui concerne la courbe des cellules xv, on remarque une augmentation de l’allure vers une valeur maximale de 2.11 g/l à 13h, et à partir de cette valeur va à diminue jusqu’à atteindre 0.58 g/l à 34h.

Pour les courbes de glucose e t l’éthanol on trouve deux phases. La première où la réaction est lente est due aux étapes intermédiaires de la glycolyse du glucose. Ces étapes prennent un temps appelé temps d’initialisation. La deuxième où la réaction est rapide est due de l’excès

des cellules x v dans le milieu et de la fin des étapes d’initialisation. Concernant la courbe de cellules xv a aussi deux phases. Dans la première, la vitesse de croissance des cellules x v est plus grande que celle de mort des cellules x v au fait que la réactio n de production d’éthanol est lent, et dans la deuxième où la réaction est rapides, donc une consommation rapides des cellules xv ce qui explique leur mort. La simulation de la fermentation éthanoïque nous donne un rendement molaire de 90.9%, et un rendement massique de 46.5% proche de plusieurs résultats expérimentaux [21, 38, 39]. 110

3,00

100

glucose éthanol cellules x v

90

e s ) o 3 c u / m l g g e k d ( l n o o n i a t h a t r é t n ' e d c t n e o C

80

2,75 2,50 2,25 2,00

70

1,75

60

1,50 50

1,25

40

1,00

30

0,75

20

0,50

10

0,25

0

) m / g k ( v x s e l u l l e c s e d n o i t a r t n e c n o C

3

0,00 0

2

4

6

8

10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30 32 34

Temps (h)

Figure 36: Evolution des con centrations de glucose, d’éthanol et des cellules xv en fonction de temps

62

Chapitre 04: Résultats de la Simulation du procédé 4.6 Résultats de simulation de procédé d’hydrolyse et fermentation simultanée On utilise les mêmes conditions optimales obtenues au cours du procédé d’hydrolyse et fermentation séparé au procédé d’hydrolyse et fermentation simultané: la cellulose est de 10%

(100g/l), la concentration de cellulase est de 0.5g/l et la levure de 0.1g/l. Ces constituants sont injectés dans un batch réacteur (Figure 37) à une température de 45°C et une pression atmosphérique.

Figure 37: Réacteur batch de procédé SSF La variation des concentrations de glucose, d’éthanol et des cellules xv au cours du procédé d’hydrolyse et de fermentation simultané est présentée dans la figure 38. On remarque que la

cellulose est consommée totalement jusqu’à 120h. La courbe de la cellobiose montre une production légère jusqu’à 4kg/m3 à 20h et une consommation progressive jusqu’à s’annuler à 120h. La courbe de glucose montre une augmentation rapide jusqu’à 14kg/m3 à 14h, une

diminution rapide jusqu’à 3kg/m3 à 45h et une augmentation progressive jusqu’à 5kg/m3 à 120h. En ce qui concerne l’éthanol, on observe que la concentration d’éthanol est nulle

pendant les cinq premières heures, puis cette concentration augmentée pour atteindre 33.38kg/m3 à 120h. D’après cette figure, la consommation de cellulose est lente (jusqu’à 120h) dû à l’inhibition de cellulase par le glucose, la cellobiose et le produit finale (éthanol). Le temps d’initialisation explique bien l’augmentation du glucose et l’annulation de la concentration d’éthanol pendant les cinq premières heures . Dans l’intervalle 12-45h, la vitesse de fermentation du glucose est plus grande que celle de la production. Après 45h, l’augmentation

de la concentration du glucose et la prod uction légère de l’éthanol est dû à la mort des cellules xv. 63


100 90 80

) m / g k ( n o i t a r t n e c n o C

3

cellulose glucose éthanol cellobiose

70 60 50 40 30 20 10 0 0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

120

Temps (h)

Figure 38: Variation des concentrations de la cellulose, du glucose, de l ’éthanol et du cellobiose en fonction du temps 4.7 Comparaison entre le procédé SHF et le procédé SSF Le rendement molaire de procédé d’hydrolyse et fermentation séparé SHF est de 67.85%

(le rendement massique de procédé SH F est de 50.32%), c’est -à-dire:  0.6785 mol d' éthanol 1 mol de cellulose 

1 kg de cellulose   0.5032 kg d' éthanol Le rendement molaire de procédé d’hydrolyse et fermentation simultané SSF est de

65.35% (le rendement massique de procédé SSF est de 46.5%), c ’est -à-dire:  0.6535 mol d' éthanol 1 mol de cellulose   0.465 kg d' éthanol 1 kg de cellulose  La concentration d’éthanol produit par le procédé SHF est de 41,5653g/l tandis que celle

produit par le procédé SSF est de 33.38g/l. Dans le procédé SHF, la température de l’hydrolyse et celle de la fermentation sont bien

optimisées, mais dans le procédé SSF on ne peut pas optimiser une température optimale pour l’hydrolyse et la fermentation à la fois.

64

Chapitre 04: Résultats de la Simulation du procédé L’inhibition des cellulases dans le procédé SHF est faite par le glucose et la cellobiose, mais dans le procédé SSF est fait par trois composés le glucose, la cellobiose et l’éthanol.

De point de vue technique (ren dement et concentration d’éthanol, et température optimal de réaction), le procédé de SHF est mieux que celui procédé SSF, mais de point de vue économique, le procédé de SSF est plus efficace que celui de SHF. Le procédé de SSF contribuerait à réduire de 23 % le coût de production de l'éthanol à partir de la biomasse cellulosique [26]. 4.8 Résultats de simulation de procédé de distillation Les produits obtenus après l’étape de fermentation sont éthanol, eau et une faible quantité

des autres composés, tels q ue la biomasse non convertie (cellulose, cellobiose…etc.), les composés provenant de la dégradation de biomasse, et les substances ajoutées au cours de procédé. La concentration d’éthanol résultant par le procédé SHF est de 41.56g/l (5.8% (v/v)). Donc

pour obtenir un alcool biocarburant de concentration élevé il faut d’abord enlever les particules solides par un procédé de centrifugation, puis le concentrer avec une distillation simple. Cette opération de distillation est basée sur la volatilité de l’éthanol pour obtenir une

solution plus concentrée en éthanol, alors que le mélange éthanol-eau forme un mélange azéotropique. L’éthanol dans le distillat de première colonne a besoin de déshydratation.

Parmi les techniques de déshydratations, nous avons utilisés la distillation extractive avec le solvant et sel comme entraîneur (agent de séparation). Comme produit de tête, l’éthanol avec une concentration molaire élevée est obtenu, et en tant que produit de fond un mélange d’eau et d’entraîneur est retiré (Figure 39). Ce mélange est porté à une colonne de régénération à

basse pression afin de séparer l'eau de l ’agent de séparation et le recycler. La distillation extractive est un processus de vaporisation partielle, en présence d’un agent de séparation non-volatil de haut point d’ébullition qu'il est habituellement appelé entraîneur. Ce dernier est ajouté au mélange azéotropique pour changer la volatilité relative du produit principal obtenu sans addition d’un agent azéotropique. La plupart des solvants utilisés dans

la distillation extractive sont: le glycol, le glycérol, et l’essence. Pour le cas de la distillation extractive avec sel, l’acétate et les sels inorganiques comme: CaCl2 AlCl3 Kno3 (CuNO3)2 3H2O, Al(NO)3 9H2O, K 2CO3 sont utilisés[40]. La distillation extractive avec des sels et des solvants se présente comme une nouvelle possibilité pour obtenir des produits de haute pureté. Ce processus combine la distillation extractive traditionnelle avec le principe de l’effet de sel. Avec cette méthode combinée, il est

65


possible de résoudre plusieurs problèmes de transport éventuels à savoir : la dissolution, la corrosion et l'obstruction, constaté lorsque le sel est utilisé seulement comme agent de séparation. En plus, cette distillation extractive possède les caractéristiques suivantes [40]: 

Elle permet un fonctionnement continu en raison de la haute efficacité et la basse perte du solvant ;



Un produit de haute pureté peut être obtenu ;



La volatilité relative du système éthanol-eau est augmentée par rapport à l'effet produit par chacun des agents indépendants.

Figure 39: Schéma de purification d’éthanol biocarburant

Le tableau 8 résume les résultats de simulation de la première colonne de distillation dans les conditions optimales de ce procédé [41]. Ces conditions sont: 

Température d’alimentation T=78°C



Pression d’alimentation P=1atm



Nombre de plateaux N p=20



Plateaux de la charge (alimentation) P A=8



Taux de reflux R=3.44229

66


Tableau 8: Résultats obtenus de première colonne de distillation Paramètres

Charge

Distillat

résidus

Débit molaire (kmol/h)

2.4983

0.0552

2.443

Débit massique (kg/h)

46.3887

2.3282

44.0605

Fraction molaire d’éthanol

0.019019

0.86

1 e-6

Fraction massi que d’éthanol

0.047188

0.94015

2 e-06

Fraction molaire d’eau

0.978812

0.14

0.99778

Fraction massique d’eau

0.949649

0.05985

0.996668

Concentration volumique d’éthanol % (v/v)

5.79662

95.17529

0.000282

41.56

701.625

0.0021

Concentration (g/l)

D’après le tableau au-dessus et la figure 40, on remarque que la fraction molaire d’éthanol dans le distillat égale à 0.86, et cette composition est conformément au point d’azéotropique

de mélange éthanol-eau.

r 1,0 u e p 0,9 a v e s 0,8 a h p a 0,7 l s n a 0,6 d l o n 0,5 a h t é ' 0,4 d e r i a 0,3 l o m0,2 n o i t c 0,1 a r F 0,0

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0

Fraction molaire d'éthanol dans la phase liquide

Figure 40: Courbe d’équilibre éthanol-eau

67


Les résultats de simulation de la deuxième colonne de distillation sont représentés dans le tableau 9 dans les conditions suivantes [40.42]: 




Pression d’alimentation P=1atm



Nombre de plateaux Np=20



Plateaux de la charge (alimentation) P A=12



Plateaux d’alimentation de solvant Ps =3



Parentage de solvant (S/F) rapport molaire = 0.6



Température d’alimentation de solvant T=80°C



Taux de reflux R=1.7



Concentration de sel dans le solvant = 0.075g/l d’éthylène glycol

Tableau 9: Résultats obtenus de deuxième colonne de distillation Paramètres

Charge

solvant

Distillat

résidus


0.0552

0.0329

0.0477

0.0404


2.3282

2.075

2.1934

2.2098

0.86

-

0.9953

0.000554

0.94015

-

0.997946

0.0001

0.0.14

-

0.004495

0.186005

Fraction massique d’eau

0.05985

-

0.001757

0.061307

Concentration volumique d’éthanol % (v/v)

95,17529

-

99.8389

0,014209

Concentration (g/l)

701.625

-

734.0266

0,1027

Fraction molaire d’éthanol Fraction massique d’éthanol Fraction molaire d’eau

D’après les résultats présentés dans le tableau au-dessus et la figure 41, on constate que la déshydratation d’éthanol par la distillation extractive permet d’obtenir une concentration d’éthanol de 99.83% (v/v) et une fraction molaire de 0.995. Cette propriété d’éthanol récupéré

permet de dire que la distillation extractive est alternative pour les processus de déshydratation d'alcool.

68

Chapitre 04: Résultats de la Simulation du procédé r 1,0 u e p 0,9 a v e s 0,8 a h p a 0,7 l s n a 0,6 d l o n 0,5 a h t é ' 0,4 d e r i a 0,3 l o m n 0,2 o i t c 0,1 a r F 0,0

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0

Fraction molaire d'éthanol dans la phase liquide

Figure 41: Courbe d'équilibre Pseudo-binaire du l'éthanol-eau-éthylène-glycolcalcium-chloride Les résultats de simulation de la colonne de régénération de solvant sont représentés dans le tableau 10 dans les conditions suivantes [40.42]: 




Pression de colonne P=0.2atm



Nombre de plateaux Np=11



Plateaux d’alimentation PA=6



Taux de reflux R=0.5 Tableau 10: Résultats obtenus de régénération de solvant Paramètres

Charge

Distillat

résidus


0.0404

0.0075

0.0329


2.2101

0.1367

2.0734

Fraction molaire d’éthylène glycol

0.797058

0.00245

0.979098

Fraction molaire de calcium chloride

0.016721

0

0.020552

Fraction molaire d’eau

0.186103

0.996911

0.000350

Fraction molaire d’éthanol

0.000119

0.000637

0

69

Chapitre 04: Résultats de la Simulation du procédé 4.9 Bilan totale de procédé

Le schéma général de bioraffinerie de deuxième génération de production de bioéthanol à partir d’une matière lingcellulosique est représenté dans la figure 42 où les étapes importantes

de procédé sont montrées. Le bilan matière de ce procédé à partir de 10kg du bois Douglas est comme suit:

Quantité de bois ……………………………… 10kg Contenu de cellulose………………………….. 4.88kg Quantité de cellulose récupérée………………. 4.35kg Conversion de cellulose………………………. 97.3% Quantité de glucose récupéré…………………. 4.7051kg Rendement massique de bioéthanol…………... 46.5% Quantité de bioéthanol produit………………... 2.19kg Quantité d’éthanol purifié…………………….. 2.188kg Volume de bioéthanol purifié………………… 2.77425L Contenu d’hémicellulose……………………… 2.11kg Quantité d’hémicellulose récupéré……………. 1.899kg Rendement massique de bioéthanol [12]……... 25.5% Quantité de bioéthanol produit………………... 25.5% Quantité d’éthanol purifié…………………….. 0.484kg Volume de bioéthanol purifié………………… 0.614L Le volume total d’éthanol récupéré à par tir de 10 kg de bois est 3.38825L

70

Chapitre 04: Résultats de la Simulation du procédé Matière première (bois 10kg) Broyage Régénération de solvant

1

thylène glycol + Calcium chloride (0.6 rapport molaire)

Prétraitement S. cerevisiae (0.1g/l)

H2SO4 (1%) Cellulase (0.5g/l)

2

Ethanol Distillation extractive (99.83%, 3.388L)

12

Distillation

Acétone

Centrifugation

Eau

9

Acétone

régénération

Ethanol 86%

10

Régénération de solvant

Eau

8

11

4

Récipient de précipitation

7

6

3 5

Laveuse -1

Laveuse -2

Eau Hydrolyse de cellulose

Fermentation de glucose Résidus (cellulose, cellobiose, cellules morts….etc.)

Liqueur noire (acétone, lignine, H2SO4…etc.)

Liqueur léger (hémicellulose, eau, acétone, H2SO4...etc.) Figure 42: Schéma simplifies d’un bioraffinerie de 2 me génération 01

Broyeur

02

03

Récipient

04

06

Réacteur sociométrique (prétraitement) Réacteur batch (hydrolyse)

05

Lave-solide (élimination des sucres)

07

Réacteur batch (fermentation)

08

09


10

Colonne de distillation extractive

11

Colonne de régénération

10

Lave-solide (élimination de lignine) Centrifugeur (élimination des particules solide) Mélangeur

71

Conclusion générale


72


Dans ce travail, nous avons étudié et o ptimisé les quatre étapes principales d’une bioraffinerie de seconde génération. Les prétraitements à l’acide dilué et à l’explosion à la vapeur sont les mieux adaptés. Ils permettent une récupération totale des pentoses et une bonne accessibilité de la cellulose à l'hydrolyse. Le résidu cellulosique est hydrolysé, soit par voie acide, soit par voie enzymatique. L’hydrolyse par voie acide s’effectuée à l'aide d’un acide (concentré ou dilué), est efficace mais requiert d'importantes quantités de produits chimiques (acide puis base pour la neutralisation). L'hydrolyse enzymatique par les cellulases ne présente pas cet inconvénient; elle s'effectue par ailleurs dans des conditions douces et est efficace. Le problème de la fermentation des pentoses n’est toujour s pas résolu. Le développement des outils génétiques, et les nouvelles voies de recherches avec S. cerevisiae et Z. mobilis devraient permettre d’améliorer les performances de la fermentation alcoolique des pentoses. Les efforts de recherches devraient éve ntuellement permettre d’aboutir à terme à la sélection d’un micro-organisme capable de fermenter efficacement à la fois les pentoses et le

glucose, ce qui simplifierait le procédé et permettrait des économies substantielles. La production du bioéthanol peut se faire soit en SHF (hydrolyse et fermentation séparée) ou SSF (saccharification et fermentation simultanée) où les étapes d’hydrolyse et fermentation sont

soient séparé ou non. La récupération de bioéthanol se fait en deux étapes. La première étape consiste à récupérer le bioéthanol dans une première colonne de distillation, où la plupart de l'eau reste au bas de la colonne et l’éthanol récupéré dans la partie supérieure de colonne avec une concentration juste au-dessous de l'azéotrope (86%). La deuxième étape a été effectuée dans une seconde colonne de déshydratation. La reprise de bioéthanol dans la seconde colonne de distillation est fixée à 99,5%. Le prétraitement à l’acide dilué avec les conditions

T = 180°C, P = 12 bar et la

concentration d'acide sulfurique = 1% (w/w), nous permet de récupérer de 90%, des sucre hémicellulosiques solubilisés dans l’eau, et des produits essentiels: la cellulose et la lignine.

La haute concentration de la cellulose a donné une haute concentration du glucose, et une baisse digestibilité enzymatique. La concentration du glucose a augmenté de 100.5kg/m 3 à 234.0kg/m3, et la digestibilité enzymatique a diminué de 97.3% à 83% lorsque la charge de cellulose a augmenté de 10% à 30%. L’augmentation de la concentration de cellulase de 0.1 à 0.6g/l a amélioré le taux de

conversion de 71.7 à 98.4%. A partir de 0.4g/l de concentration de cellulase, aucune grande amélioration n’a été trouvée au taux d’hydrolyse.

73


Avec une charge cellulose de 10% et une concentration totale de cellulase de 0.5g/l, l’activité de cellulase égale et supérieur de 10 FPU/g protéine a bien réformé la digestibilité

enzymatique. Si on fixe la charge cellulose à 10%, la concentration de cellulase à 0.5g/l, et l’activité de

cellulase à 15 FPU/g protéine, la digestibilité enzymatique et la concentration de glucose ont augmenté au fur et à mesure que l’activité de β-glucosidase a augmenté de 5 à 45 IU/g protéine, car la présence de β-glucosidase en grande quantité a catalysé la cellobiose en glucose et a diminué l ’inhibition de la cellobiose sur la cellulase. Par conséquent, le ratio de l’activité de cellulase à l’activité de β-glucosidase est considéré

comme un facteur critique sur l'hydrolyse enzymatique de cellulose. La concentration de cellulase est devenue un facteur de limitation sur l'hydrolyse enzymatique, lorsque le ratio est inférieur de de 15 FPU/g protéine: 15 IU/g protéine. Cependant, la β-glucosidase est aussi un facteur de limitation, lorsque le ratio est supérieur à 15 FPU/g protéine: 15 IU/g protéine, par exemple: 15 FPU/g protéine: 5 IU/g protéine et 15 FPU/g protéine: 10 IU/g protéine. Dans les conditions optimales (charge cellulose de 10%, concentration totale de cellulase de 0.5g/l et ratio de 15 FPU/g protéine: 45 IU/g protéine), la simulation d’hydrolyse enzymatique nous donne un rendement molaire de 87%, et un taux de conversion de 97.3%. La fermentation éthanoïque avec S. cerevisiae nous donne un rendement molaire de 90.9%, et un rendement massique de 46.5%. Le rendement molaire de procédé d ’hydrolyse et de fermentation séparé SHF est de 67.85% (le rendement massique de procédé SHF est de 50.32%), c’est -à-dire:

1 mol de cellulose   0.6785 mol d' éthanol 1 kg de cellulose   0.5032 kg d' éthanol Le rendement molaire de procédé d’hydrolyse et de fermentation simultané SSF est de

65.35% (le rendement massique de procédé SSF est de 46.5%), c’est -à-dire: 1 mol de cellulose   0.6535 mol d' éthanol 1 kg de cellulose   0.465 kg d' éthanol La concentration d’éthanol produit par le procédé SHF est de 41,5653g/l tandis que celle

produit par le procédé SSF est de 33.38g/l. Dans le procédé SHF, la température de l’hydrolyse et celle de la fermentation sont bien

optimisées, mais dans le procédé SSF on ne peut pas optimiser une température optimale pour l’hydrolyse et la fermentation à la fois.

74

Conclusion générale Le problème de l’inhibition de cellulase reste toujours un inconvénient majeur dans les

deux cas de procédés SHF et SSF, La déshydratation d’éthanol par la distillation extractive aves le solvant (glycol) et le sel

(CaCl2) permet d’obtenir une concentration d’éthanol de 99.83% (v/v) et une fraction molaire de 0.995. Cette propriété d’éthanol récupéré permet de dire que cette distillation extractive

est alternative pour les processus de déshydratation d'alcool. Le volume total d’éthanol récupéré à partir de 10 kg de bois est 3.38825L.

75

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77

Annexe

Annexe

Annexe Fonctions des réactions d’hydrolyse en VBA

'Example reaction rate - Langmuir Hinshelwood Function RxnTemplate(ByVal nUopID As Long, ByVal nRxnID As Long, _ ByVal nComponents As Long, ByVal fTemperature As Double, _ ByVal fPressure As Double, ByVal fRPM As Double, ByVal fBetaFac As Double, _ ByVal fFreqFac As Double, ByVal fExpActE As Double, ByRef C() As Double, _ ByRef Pi() As Double, ByRef fStoich() As Double, ByRef fExponent() As Double, _ ByRef fAdsFac() As Double, ByRef fAdsE() As Double, ByRef fAdsExp() As Double, _ ByRef pRateForm As Double) As Long On Error Resume Next 'Used to skip random divide by zero error 'Arhenius expression Dim ArheniusRate As Double ArheniusRate = fExpActE * fFreqFac Dim iComp As Long For iComp = 0 To (nComponents - 1) If fStoich(iComp) < 0# Then 'This is a reactant. If fExponent(iComp) = 0 Then 'A reactant with no exponent specified is assumed to have an exponent 'of its stoichiometry. ArheniusRate = ArheniusRate * C(iComp) ^ (-1# * fStoich(iComp)) Else 'The exponent was specified. Use it rather than the default. ArheniusRate = ArheniusRate * C(iComp) ^ (fExponent(iComp)) End If End If Next iComp 'This is the end of the Arhenius term. 'Next section is the Langmuir-Hinshelwood adsorption terms Dim fAdsSum As Double fAdsSum = 0# For iComp = 0 To (nComponents - 1) fAdsSum = fAdsSum + fAdsFac(iComp) * fAdsE(iComp) * C(iComp) ^ fAdsExp(iComp) Next iComp Dim fAdsTerm As Double 'double fAdsTerm=pow(1.0 + fAdsSum, -1.0*fBetaFac); fAdsTerm = (1# + fAdsSum) ^ (-1# * fBetaFac) 'Final rate of formation as a return value pRateForm = ArheniusRate * fAdsTerm '[=] moles/(volume*time) or mass/(volume*time) RxnTemplate = 0 'Return success to CHEMCAD End Function Function reaction1(ByVal nUopID As Long, ByVal nRxnID As Long, _

Annexe

ByVal nComponents As Long, ByVal fTemperature As Double, _ ByVal fPressure As Double, ByVal fRPM As Double, ByVal fBetaFac As Double, _ ByVal fFreqFac As Double, ByVal fExpActE As Double, ByRef C() As Double, _ ByRef Pi() As Double, ByRef fStoich() As Double, ByRef fExponent() As Double, _ ByRef fAdsFac() As Double, ByRef fAdsE() As Double, ByRef fAdsExp() As Double, _ ByRef pRateForm As Double) As Long On Error Resume Next 'Used to skip random divide by zero error ' Reaction Name: ' reaction1 Dim C001 As Double Dim C002 As Double Dim C003 As Double Dim C005 As Double C001 = C(0) C002 = C(1) C003 = C(2) C005 = C(4) Cl = C001 'cocentration of cellulose (g/l) B = C002 'cocentration of cellobiose (g/l) Et = C003 'total concentration of the cellulase and B_glucosidase enzyme complex (g/l) G = C005 'concentration of glucose (g/l) K1b = 5.85 'inhibition constant for inhibition of cellulase by cellobiose (g/l) K1g = 53.16 'inhibition constant for inhibition of cellulase by glucose (g/l) landa = 0.137 'constant in the exponential expression that account forthe rate of decrease in cellulose_specific surface area (h^-1) k1 = 7.59 'maximum specific rate of cellulose hydrolysis to cellobiose (h^-1) Ec = 15 'specific cellulase activity of the enzyme preparation (FPU/g protein) Keq = 132000 'cellulse adsorption saturtion constant (g/l) kp1 = (k1 * (Et) * Ec) / (Keq + (Et) * Ec) 'lumped specific rate constant (g/l_h) pRateForm = (kp1 * Cl * Exp(-landa * t)) / (1 + B / K1b + G / K1g) 'hydrolysis reaction rate of the cellulose to cellobiose (g/l_h) reaction1 = 0 'return success End Function Function reaction2(ByVal nUopID As Long, ByVal nRxnID As Long, _ ByVal nComponents As Long, ByVal fTemperature As Double, _ ByVal fPressure As Double, ByVal fRPM As Double, ByVal fBetaFac As Double, _ ByVal fFreqFac As Double, ByVal fExpActE As Double, ByRef C() As Double, _ ByRef Pi() As Double, ByRef fStoich() As Double, ByRef fExponent() As Double, _ ByRef fAdsFac() As Double, ByRef fAdsE() As Double, ByRef fAdsExp() As Double, _ ByRef pRateForm As Double) As Long On Error Resume Next 'Used to skip random divide by zero error ' Reaction Name: ' reaction2 Dim C002 As Double Dim C003 As Double

Annexe

Dim C005 As Double C002 = C(1) C003 = C(2) C004 = C(3) C005 = C(4) B = C002 'cocentration of cellobiose (g/l) Et = C003 'total concentration of the cellulase and B_glucosidase enzyme complex (g/l) G = C005 'concentration of glucose (g/l) Km = 10.56 'cellobiose saturation constant for B_glucosidase (g/l) K2g = 0.62 'inhibition constant for inhibition of B_glucosidase by glucose (g/l) K2 = 0.015 'maximum specific rate of cellobiose hydrolysis to glucoseose (h^-1) Eg = 45 'specific cellulase activity of the enzyme preparation (IU/g protein) Kl = 0.0073 'B_glucosidase adsorption to lignin factor (l/g) kp2 = K2 * Et * Eg * (1 - Kl * l) 'lumped specific rate constant (g/l_h) pRateForm = (kp2 * B) / (Km * (1 + G / K2g) + B) 'hydrolysis reaction rate of the cellobiose to glucose (g/l_h) reaction2 = 0 'return success End Function Function reaction3(ByVal nUopID As Long, ByVal nRxnID As Long, _ ByVal nComponents As Long, ByVal fTemperature As Double, _ ByVal fPressure As Double, ByVal fRPM As Double, ByVal fBetaFac As Double, _ ByVal fFreqFac As Double, ByVal fExpActE As Double, ByRef C() As Double, _ ByRef Pi() As Double, ByRef fStoich() As Double, ByRef fExponent() As Double, _ ByRef fAdsFac() As Double, ByRef fAdsE() As Double, ByRef fAdsExp() As Double, _ ByRef pRateForm As Double) As Long On Error Resume Next 'Used to skip random divide by zero error ' Reaction Name: ' reaction3 Dim C001 As Double Dim C002 As Double Dim C003 As Double Dim C005 As Double C001 = C(0) C002 = C(1) C003 = C(2) C005 = C(4) Cl = C001 'cocentration of cellulose (g/l) B = C002 'cocentration of cellobiose (g/l) Et = C003 'total concentration of the cellulase and B_glucosidase enzyme complex (g/l) G = C005 'concentration of glucose (g/l) K1b = 5.85 'inhibition constant for inhibition of cellulase by cellobiose (g/l) K1g = 53.16 'inhibition constant for inhibition of cellulase by glucose (g/l) landa = 0.137 'constant in the exponential expression that account forthe rate of decrease in cellulose_specific surface area (h^-1) k3 = 19.2 'maximum specific rate of cellulose hydrolysis to glucose (h^-1) Ec = 15 'specific cellulase activity of the enzyme preparation (FPU/g protein)

Annexe

Keq = 132000 'cellulse adsorption saturtion constant (g/l) kp3 = (k3 * (Et) * Ec) / (Keq + (Et) * Ec) 'lumped specific rate constant (g/l_h) pRateForm = (kp3 * Cl * Exp(-landa * t)) / (1 + B / K1b + G / K1g) 'hydrolysis reaction rate of the cellulose to glucose (g/l_h) reaction3 = 0 'return success End Function Function reaction4(ByVal nUopID As Long, ByVal nRxnID As Long, _ ByVal nComponents As Long, ByVal fTemperature As Double, _ ByVal fPressure As Double, ByVal fRPM As Double, ByVal fBetaFac As Double, _ ByVal fFreqFac As Double, ByVal fExpActE As Double, ByRef C() As Double, _ ByRef Pi() As Double, ByRef fStoich() As Double, ByRef fExponent() As Double, _ ByRef fAdsFac() As Double, ByRef fAdsE() As Double, ByRef fAdsExp() As Double, _ ByRef pRateForm As Double) As Long On Error Resume Next 'Used to skip random divide by zero error ' Reaction Name: ' reaction4 Dim C003 As Double C003 = C002 Et = C003 Kd = 0.006 pRateForm = Kd * Et reaction4 = 0 'return saccess End Function

Annexe Fonctions des réactions de fermentation en VBA

'Example reaction rate - Langmuir Hinshelwood Function RxnTemplate(ByVal nUopID As Long, ByVal nRxnID As Long, _ ByVal nComponents As Long, ByVal fTemperature As Double, _ ByVal fPressure As Double, ByVal fRPM As Double, ByVal fBetaFac As Double, _ ByVal fFreqFac As Double, ByVal fExpActE As Double, ByRef C() As Double, _ ByRef Pi() As Double, ByRef fStoich() As Double, ByRef fExponent() As Double, _ ByRef fAdsFac() As Double, ByRef fAdsE() As Double, ByRef fAdsExp() As Double, _ ByRef pRateForm As Double) As Long On Error Resume Next 'Used to skip random divide by zero error 'Arhenius expression Dim ArheniusRate As Double ArheniusRate = fExpActE * fFreqFac Dim iComp As Long For iComp = 0 To (nComponents - 1) If fStoich(iComp) < 0# Then 'This is a reactant. If fExponent(iComp) = 0 Then 'A reactant with no exponent specified is assumed to have an exponent 'of its stoichiometry. ArheniusRate = ArheniusRate * C(iComp) ^ (-1# * fStoich(iComp)) Else 'The exponent was specified. Use it rather than the default. ArheniusRate = ArheniusRate * C(iComp) ^ (fExponent(iComp)) End If End If Next iComp 'This is the end of the Arhenius term. 'Next section is the Langmuir-Hinshelwood adsorption terms Dim fAdsSum As Double fAdsSum = 0# For iComp = 0 To (nComponents - 1) fAdsSum = fAdsSum + fAdsFac(iComp) * fAdsE(iComp) * C(iComp) ^ fAdsExp(iComp) Next iComp Dim fAdsTerm As Double 'double fAdsTerm=pow(1.0 + fAdsSum, -1.0*fBetaFac); fAdsTerm = (1# + fAdsSum) ^ (-1# * fBetaFac) 'Final rate of formation as a return value pRateForm = ArheniusRate * fAdsTerm '[=] moles/(volume*time) or mass/(volume*time) RxnTemplate = 0 'Return success to CHEMCAD End Function Function cell_growth(ByVal nUopID As Long, ByVal nRxnID As Long, _ ByVal nComponents As Long, ByVal fTemperature As Double, _

Annexe

ByVal fPressure As Double, ByVal fRPM As Double, ByVal fBetaFac As Double, _ ByVal fFreqFac As Double, ByVal fExpActE As Double, ByRef C() As Double, _ ByRef Pi() As Double, ByRef fStoich() As Double, ByRef fExponent() As Double, _ ByRef fAdsFac() As Double, ByRef fAdsE() As Double, ByRef fAdsExp() As Double, _ ByRef pRateForm As Double) As Long On Error Resume Next 'Used to skip random divide by zero error ' Reaction Name: ' cell growth Dim C003 As Double Dim C001 As Double Dim c007 As Double C003 = C(2) C001 = C(0) c007 = C(6) Dim muMax As Single 'Maximum Specific Growth rate; kg cells / (kg cells hr) Dim ks As Single 'saturation constant of substrate; (kg carbon source) / m^3 Dim yieldxs As Single 'yield coefficient of cells on substrate; (kg cells)/(kg carbon source) Dim ms As Single 'maintenance constant of cells on subtrate; (kg cells)/(kg carbon source) Dim xv As Single 'cell concentration; kg/m^3 Dim S As Single 'substrate concentration; kg/m^3 Dim H As Single ' Heaviside function xv = C003 S = C001 muMax = 0.294 ks = 1.67 H = 1# If c007 = 0 Then H = 0# pRateForm = muMax * S * xv / (ks + S) * H cell_growth = 0 'return success End Function Function cell_death(ByVal nUopID As Long, ByVal nRxnID As Long, _ ByVal nComponents As Long, ByVal fTemperature As Double, _ ByVal fPressure As Double, ByVal fRPM As Double, ByVal fBetaFac As Double, _ ByVal fFreqFac As Double, ByVal fExpActE As Double, ByRef C() As Double, _ ByRef Pi() As Double, ByRef fStoich() As Double, ByRef fExponent() As Double, _ ByRef fAdsFac() As Double, ByRef fAdsE() As Double, ByRef fAdsExp() As Double, _ ByRef pRateForm As Double) As Long On Error Resume Next 'Used to skip random divide by zero error ' Reaction Name: ' cell death Dim C003 As Double

Annexe

C003 = C(2) Dim kd As Single 'death rate Dim xv As Single 'viable yeast cell concentration; kg/m^3 xv = C003 kd = 0.06 pRateForm = kd * xv cell_death = 0 'return success End Function Function product_formation(ByVal nUopID As Long, ByVal nRxnID As Long, _ ByVal nComponents As Long, ByVal fTemperature As Double, _ ByVal fPressure As Double, ByVal fRPM As Double, ByVal fBetaFac As Double, _ ByVal fFreqFac As Double, ByVal fExpActE As Double, ByRef C() As Double, _ ByRef Pi() As Double, ByRef fStoich() As Double, ByRef fExponent() As Double, _ ByRef fAdsFac() As Double, ByRef fAdsE() As Double, ByRef fAdsExp() As Double, _ ByRef pRateForm As Double) As Long On Error Resume Next 'Used to skip random divide by zero error ' Reaction Name: ' product formation Dim C003 As Double Dim C001 As Double C003 = C(2) C001 = C(0) Dim muMax As Single 'Maximum Specific Growth rate; kg cells / (kg cells hr) Dim ks As Single 'saturation constant of substrate; (kg carbon source) / m^3 Dim alpha As Single 'substrate used for product by growth of cells Dim beta As Single 'non-growth associated product formation constant Dim xv As Single 'viable cell concentration; kg/m^3 Dim S As Single 'substrate concentration; kg/m^3 Dim H As Single ' Heaviside Function variable xv = C003 S = C001 muMax = 0.294 ks = 1.67 alpha = 4.4 beta = 0.035 H = 1# If S = 0 Then H = 0# pRateForm = alpha * muMax * S * xv / (ks + S) + beta * xv * IsNull(S) product_formation = 0 'return success End Function

Annexe Fonctions des réactions d’hydrolyse et de fermentation simultanées en VBA

'Example reaction rate - Langmuir Hinshelwood Function RxnTemplate(ByVal nUopID As Long, ByVal nRxnID As Long, _ ByVal nComponents As Long, ByVal fTemperature As Double, _ ByVal fPressure As Double, ByVal fRPM As Double, ByVal fBetaFac As Double, _ ByVal fFreqFac As Double, ByVal fExpActE As Double, ByRef C() As Double, _ ByRef Pi() As Double, ByRef fStoich() As Double, ByRef fExponent() As Double, _ ByRef fAdsFac() As Double, ByRef fAdsE() As Double, ByRef fAdsExp() As Double, _ ByRef pRateForm As Double) As Long On Error Resume Next 'Used to skip random divide by zero error 'Arhenius expression Dim ArheniusRate As Double ArheniusRate = fExpActE * fFreqFac Dim iComp As Long For iComp = 0 To (nComponents - 1) If fStoich(iComp) < 0# Then 'This is a reactant. If fExponent(iComp) = 0 Then 'A reactant with no exponent specified is assumed to have an exponent 'of its stoichiometry. ArheniusRate = ArheniusRate * C(iComp) ^ (-1# * fStoich(iComp)) Else 'The exponent was specified. Use it rather than the default. ArheniusRate = ArheniusRate * C(iComp) ^ (fExponent(iComp)) End If End If Next iComp 'This is the end of the Arhenius term. 'Next section is the Langmuir-Hinshelwood adsorption terms Dim fAdsSum As Double fAdsSum = 0# For iComp = 0 To (nComponents - 1) fAdsSum = fAdsSum + fAdsFac(iComp) * fAdsE(iComp) * C(iComp) ^ fAdsExp(iComp) Next iComp Dim fAdsTerm As Double 'double fAdsTerm=pow(1.0 + fAdsSum, -1.0*fBetaFac); fAdsTerm = (1# + fAdsSum) ^ (-1# * fBetaFac) 'Final rate of formation as a return value pRateForm = ArheniusRate * fAdsTerm '[=] moles/(volume*time) or mass/(volume*time) RxnTemplate = 0 'Return success to CHEMCAD End Function Function reaction1(ByVal nUopID As Long, ByVal nRxnID As Long, _ ByVal nComponents As Long, ByVal fTemperature As Double, _ ByVal fPressure As Double, ByVal fRPM As Double, ByVal fBetaFac As Double, _

Annexe

ByVal fFreqFac As Double, ByVal fExpActE As Double, ByRef C() As Double, _ ByRef Pi() As Double, ByRef fStoich() As Double, ByRef fExponent() As Double, _ ByRef fAdsFac() As Double, ByRef fAdsE() As Double, ByRef fAdsExp() As Double, _ ByRef pRateForm As Double) As Long On Error Resume Next 'Used to skip random divide by zero error ' Reaction Name: ' reaction1 Dim C008 As Double Dim c009 As Double Dim C0010 As Double Dim C001 As Double Dim C005 As Double C008 = C(7) c009 = C(8) C0010 = C(9) C001 = C(0) C005 = C(4) Cl = C008 'cocentration of cellulose (g/l) B = c009 'cocentration of cellobiose (g/l) Et = C0010 'total concentration of the cellulase and B_glucosidase enzyme complex (g/l) G = C001 'concentration of glucose (g/l) E = C005 'concentration of ethanol (g/l) K1b = 5.85 'inhibition constant for inhibition of cellulase by cellobiose (g/l) K1g = 53.16 'inhibition constant for inhibition of cellulase by glucose (g/l) landa = 0.137 'constant in the exponential expression that account forthe rate of decrease in cellulose_specific surface area (h^-1) k1 = 7.59 'maximum specific rate of cellulose hydrolysis to cellobiose (h^-1) Ec = 410 'specific cellulase activity of the enzyme preparation (FPU/g protein) Keq = 132000 'cellulse adsorption saturtion constant (g/l) Ke = 50.35 'ehanol inhibition constant for the microorganism (g/l) kp1 = (k1 * (Et) * Ec) / (Keq + (Et) * Ec) 'lumped specific rate constant (g/l_h) pRateForm = ((kp1 * Cl * Exp(-landa * t)) / (1 + B / K1b + G / K1g)) * (Ke / Ke + E) 'hydrolysis reaction rate of the cellulose to cellobiose (g/l_h) reaction1 = 0 'return success End Function Function reaction2(ByVal nUopID As Long, ByVal nRxnID As Long, _ ByVal nComponents As Long, ByVal fTemperature As Double, _ ByVal fPressure As Double, ByVal fRPM As Double, ByVal fBetaFac As Double, _ ByVal fFreqFac As Double, ByVal fExpActE As Double, ByRef C() As Double, _ ByRef Pi() As Double, ByRef fStoich() As Double, ByRef fExponent() As Double, _ ByRef fAdsFac() As Double, ByRef fAdsE() As Double, ByRef fAdsExp() As Double, _ ByRef pRateForm As Double) As Long On Error Resume Next 'Used to skip random divide by zero error ' Reaction Name:

Annexe

' reaction2 Dim c009 As Double Dim C0010 As Double Dim C001 As Double c009 = C(8) C0010 = C(9) C001 = C(0) B = c009 'cocentration of cellobiose (g/l) Et = C0010 'total concentration of the cellulase and B_glucosidase enzyme complex (g/l) G = C001 'concentration of glucose (g/l) Km = 10.56 'cellobiose saturation constant for B_glucosidase (g/l) K2g = 0.62 'inhibition constant for inhibition of B_glucosidase by glucose (g/l) K2 = 0.015 'maximum specific rate of cellulose hydrolysis to cellobiose (h^-1) Eg = 820 'specific cellulase activity of the enzyme preparation (IU/g protein) Kl = 0.0073 'B_glucosidase adsorption to lignin factor (l/g) kp2 = K2 * Et * Eg * (1 - Kl * l) 'lumped specific rate constant (g/l_h) pRateForm = (kp2 * B) / (Km * (1 + G / K2g) + B) 'hydrolysis reaction rate of the cellobiose to glucose (g/l_h) reaction2 = 0 'return success End Function Function reaction3(ByVal nUopID As Long, ByVal nRxnID As Long, _ ByVal nComponents As Long, ByVal fTemperature As Double, _ ByVal fPressure As Double, ByVal fRPM As Double, ByVal fBetaFac As Double, _ ByVal fFreqFac As Double, ByVal fExpActE As Double, ByRef C() As Double, _ ByRef Pi() As Double, ByRef fStoich() As Double, ByRef fExponent() As Double, _ ByRef fAdsFac() As Double, ByRef fAdsE() As Double, ByRef fAdsExp() As Double, _ ByRef pRateForm As Double) As Long On Error Resume Next 'Used to skip random divide by zero error ' Reaction Name: ' reaction3 Dim C008 As Double Dim c009 As Double Dim C0010 As Double Dim C001 As Double Dim C005 As Double C008 = C(7) c009 = C(8) C0010 = C(9) C001 = C(0) C005 = C(4) Cl = C008 'cocentration of cellulose (g/l) B = c009 'cocentration of cellobiose (g/l) Et = C0010 'total concentration of the cellulase and B_glucosidase enzyme complex (g/l) G = C001 'concentration of glucose (g/l)

Annexe

E = C005 'concentration of ethanol (g/l) K1b = 5.85 'inhibition constant for inhibition of cellulase by cellobiose (g/l) K1g = 53.16 'inhibition constant for inhibition of cellulase by glucose (g/l) landa = 0.137 'constant in the exponential expression that account forthe rate of decrease in cellulose_specific surface area (h^-1) k3 = 19.2 'maximum specific rate of cellulose hydrolysis to glucose (h^-1) Ec = 410 'specific cellulase activity of the enzyme preparation (FPU/g protein) Keq = 132000 'cellulse adsorption saturtion constant (g/l) Ke = 50.35 'ehanol inhibition constant for the microorganism (g/l) kp3 = (k3 * (Et) * Ec) / (Keq + (Et) * Ec) 'lumped specific rate constant (g/l_h) pRateForm = ((kp3 * Cl * Exp(-landa * t)) / (1 + B / K1b + G / K1g)) * (Ke / Ke + E) 'hydrolysis reaction rate of the cellulose to glucose (g/l_h) reaction3 = 0 'return success End Function Function cell_growth(ByVal nUopID As Long, ByVal nRxnID As Long, _ ByVal nComponents As Long, ByVal fTemperature As Double, _ ByVal fPressure As Double, ByVal fRPM As Double, ByVal fBetaFac As Double, _ ByVal fFreqFac As Double, ByVal fExpActE As Double, ByRef C() As Double, _ ByRef Pi() As Double, ByRef fStoich() As Double, ByRef fExponent() As Double, _ ByRef fAdsFac() As Double, ByRef fAdsE() As Double, ByRef fAdsExp() As Double, _ ByRef pRateForm As Double) As Long On Error Resume Next 'Used to skip random divide by zero error ' Reaction Name: ' cell growth Dim C002 As Double Dim C001 As Double Dim C006 As Double C002 = C(1) C001 = C(0) C006 = C(5) Dim muMax As Single 'Maximum Specific Growth rate; kg cells / (kg cells hr) Dim ks As Single 'saturation constant of substrate; (kg carbon source) / m^3 Dim yieldxs As Single 'yield coefficient of cells on substrate; (kg cells)/(kg carbon source) Dim ms As Single 'maintenance constant of cells on subtrate; (kg cells)/(kg carbon source) Dim xv As Single 'cell concentration; kg/m^3 Dim G As Single 'substrate concentration; kg/m^3 Dim H As Single ' Heaviside function xv = C002 G = C001 muMax = 0.294 ks = 1.67 H = 1# If C006 = 0 Then H = 0# pRateForm = muMax * G * xv / (ks + G) * H

Annexe

cell_growth = 0 'return success End Function Function cell_death(ByVal nUopID As Long, ByVal nRxnID As Long, _ ByVal nComponents As Long, ByVal fTemperature As Double, _ ByVal fPressure As Double, ByVal fRPM As Double, ByVal fBetaFac As Double, _ ByVal fFreqFac As Double, ByVal fExpActE As Double, ByRef C() As Double, _ ByRef Pi() As Double, ByRef fStoich() As Double, ByRef fExponent() As Double, _ ByRef fAdsFac() As Double, ByRef fAdsE() As Double, ByRef fAdsExp() As Double, _ ByRef pRateForm As Double) As Long On Error Resume Next 'Used to skip random divide by zero error ' Reaction Name: ' cell death Dim C002 As Double C002 = C(1) Dim kd As Single 'death rate Dim xv As Single 'viable yeast cell concentration; kg/m^3 xv = C002 kd = 0.06 pRateForm = kd * xv cell_death = 0 'return success End Function Function product_formation(ByVal nUopID As Long, ByVal nRxnID As Long, _ ByVal nComponents As Long, ByVal fTemperature As Double, _ ByVal fPressure As Double, ByVal fRPM As Double, ByVal fBetaFac As Double, _ ByVal fFreqFac As Double, ByVal fExpActE As Double, ByRef C() As Double, _ ByRef Pi() As Double, ByRef fStoich() As Double, ByRef fExponent() As Double, _ ByRef fAdsFac() As Double, ByRef fAdsE() As Double, ByRef fAdsExp() As Double, _ ByRef pRateForm As Double) As Long On Error Resume Next 'Used to skip random divide by zero error ' Reaction Name: ' product formation Dim C002 As Double Dim C001 As Double C002 = C(1) C001 = C(0) Dim muMax As Single Dim ks As Single

'Maximum Specific Growth rate; kg cells / (kg cells hr) 'saturation constant of substrate; (kg carbon source) / m^3

Chaib Hadjira

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