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Te Tema de int interés

Determinación de catecolaminas y sus metabolitos*

* Adaptad Adaptado o y traducido de Rober Robertt T. Pea P easton ston and Cyril Weinkove. Measurement of catecholamines and their metabolites. Ann Clin Biochem 2004; 41: 17-38.

Acta Bioquímica Clínica Latinoamericana Incorporada al Chemical Abstract Service. Código bibliográfico: ABCLDL. ISSN 0325-2957

Introducción L as catec catecol ola aminas de interés clíni clí nico co –adrenalina, –adrenali na, noradrenalina noradrenali na y dopamina– son importantes neurotransmisores en el sistema nervioso simpático, donde ejercen efectos metabólicos y cardiovasculares por estimulación de receptores adrenérgicos en una amplia variedad de cél células ulas. La L a exces excesiva iva produ producció cción n y liberación liberación de catecol catecolam amiinas al torrente sanguíneo por una neoplasia de tejido cromafínico, tal como feocromocitoma produce en forma característica, hipertensión persistente o paroxística. Aunque es una causa rara de hipertensión, es imperativo un diagnóstico temprano para evitar las complicaciones asociadas con la excesiva liberación de catecolaminas por parte del tumor. L a determi determinació nación n de catecol catecolam amiinas y sus meta metabol boliitos en en plasplasma u orina es fundamental para la detección y diagnóstico de tumores de células cromafínicas. Químicame uí micamente, nte, las las catecol catecolam amin inas as son monoaminas. mon oaminas. La La estru estructur ctura a en anillo no solamente hace que estos compuestos sean naturalmente fluorescentes sino que también los tornan sensibles a la luz y fácilmente mente oxidables oxi dables. L os prime pri meros ros métodos analí analíticos ticos de estimac estimació ión n de catecol catecolam amin inas as se basaron en sus propi propiedade edades s de fluor fluores escencia cencia (1( 1-3) 3).. L a pri principal ncipal vía de degradaci degradación de de lascatecol catecolam amiinas conoci conocida da hasta 1956 demostró la presencia de ácidos orgánicos que poseen el grupo 4-hidr 4-hidroxi oxi-3 -3-me -metoxi toxi en ori orina humana (4) y de esta forma forma se demosdemostró la importancia i mportancia de la la metil metilac ació ión n de la las cate catecolaminas colaminas en el organismo por aislamiento del metabolito ácido 4-hidroxi-3-metoxi mandélico (HMMA) (5). Otros reportes posteriores mostraron la existencia de metabolitos amino metoxilados – normetadrenalina y metadrenalina– junto con el producto final del metabolismo de dopamina, ácido homova homovaníli ní lico co (H VA) ( 6)(7). 6)( 7). Ha H asta hace hace poco tiempo tiempo lasdet las determ ermiinaciones espectrofotométricas para el análisis de los niveles urinarios de HM HMMA y meta metadrenali drenalina na total total fueron fueron frecuente frecuenteme mente nte usa usadas como tests bioquímicos para la detección de tumores de la cresta neural tales como el feocromocitoma (8)(9). Sin embargo, la introducción de la cromatografí cromatografía a gas gaseosa eosa (GC) (GC) y de la cromatografía cromatografía lí l íquida quida de alalta performance ( H PLC) PL C) permiti permitió ó la la cua cuantifi ntifica cación ción de estos estos meta metaboli bolitos tos de catecolaminas con un alto grado de sensibilidad y especificidad, eliminando muchos problemas asociados a las técnicas previas espectrofotométricas.

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BIOQUÍMICA DE LAS CATECOLAMINAS Las tres catecolaminas dopamina, adrenalina y noradrenalina derivan de la dihidroxifenilalanina (DOPA), un ácido amino catecólico. La noradrenalina es el producto final en el sistema adrenérgico central y periférico, mientras que en la médula adrenal es posteriormente metabolizada a adrenalina. Los principales sitios de producción de catecolaminas son el cerebro, la médula adrenal y las neuronas simpáticas. U na vez sintetizadas, lascatecolaminas son almacenadassin cambios clínicos dentro de los gránulos cromafínicos de la médula adrenal y en las neuronas postganglionales, en vesículas de almacenamiento unidas a la membrana. Dentro de estas vesículas de almacenamiento, las catecolaminas son complejadas con proteínas no difusibles (cromograninas) que sirven para inactivar y prevenir la degradación enzimática hasta la liberación por exocitosis de los contenidos de las vesículas. Aunque los tumores de células cromafínicas pueden secretar una variedad de neuropéptidos biológicamente activos (10), los productos secretorios dominantes son las catecolaminas. Con una vida media en plasma de aproximadamente de 1-2 min, las catecolaminas ejercen sus diversos efectos biológicos por unión a receptores α y β presentes en la membrana plasmática que son conocidos como receptores adrenérgicos, clasificados de acuerdo a su afinidad por varios agonistas o antagonistas. La dopamina también estimula los receptores α y β adrenérgicos así como también receptores dopaminérgicos, produciendo un aumento de la presión sanguínea sistólica y del flujo cardíaco. Sólo una pequeña fracción de las catecolaminas liberadas desde la vesículas de almacenamiento se une a receptores postgangliónicos, ya que la mayoría es eficientemente removida por captación neuronal y extraneuronal de tal forma que sólo una pequeña fracción escapa a la circulación (11). Los antidepresivos tricíclicos y la cocaína bloquean en forma efectiva el proceso de captación neuronal. Las principales vías para el camino de las catecolaminas que entraron en la circulación involucran dos enzimas, la monoaminaoxidasa (MAO) y la catecol-O-metiltransferasa (COMT ), produciendo una serie de metabolitos (12). Luego de ser captada por la neurona, la noradrenalina es inactivada por almacenamiento o desaminada oxidativamente por la MAO a 3,4-dihidroxifenilglicol antes de ser reducida y O-metilada por COMT a 3-metoxi-4-hidroxi-fenilglicol (13). La degradación extraneuronal de noradrenalina y adrenalina por COMT lleva a la formación de normetadrenalina y metadrenalina, respectivamente. Posterior desaminación y oxidación por MAO termina en la formación de HMMA, el principal producto final del metabolismo de noradrenalina y adrenalina (14)(15). El metabolismo

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de la dopamina semeja estrechamente el de noradrenalina y adrenalina, con un metabolismo extraneuronal realizado por COMT y MAO que conduce a la formación de 3-metoxitiramina, ácido 3,4-dihidroxifenilacético y finalmente HVA. Como lascatecolaminasdietariasson extensamente conjugadas antes de alcanzar la circulación, los niveles de catecolaminas libres (no conjugadas) en plasma y orina son independientes de las influencias dietarias y reflejan con mayor seguridad la producción endógena. En el plasma, casi el 99% de la dopamina y alrededor del 60-70% de la noradrenalina y adrenalina circulantes existen como conjugados con sulfato y son excretadas junto con sus derivados O-metilados en orina como conjugados glucurónido y sulfato. En contraste, la catecolamina predominante en orina es dopamina no conjugada, de la cual una sustancial proporción es derivada de síntesis de novo en los túbulos renales a partir del precursor DOPA (16). A diferencia de las catecolaminasy de lasmetadrenalinas, H MMA y HVA no están significativamente conjugados.

Metodología analítica Para el análisis de catecolaminas y sus metabolitos en tejidos y fluidos biológicos se utilizan una serie de técnicas fluorimétricas, espectrofotométricas, radioenzimáticas, cromatografía GC y HPL C e inmunoensayos (17)(18) pero, con excepción de la HPLC, pocas aplicaciones han tenido amplia aceptación en el laboratorio clínico. Se ha demostrado que la HPLC con detección electroquímica (19) provee una técnica específica y sensible capaz de ser automatizada y es la más comúnmente preferida para la determinación de catecolaminas y sus metabolitos. Sin embargo, inmunoensayos recientemente desarrollados se muestran promisorios como una alternativa viable respecto a la HPL C (20). Además, la espectrometría de masa en tandem que puede ser combinada con sistemas de HPL C, ofrece ventajas de sensibilidad analítica y especificidad dado que la detección se basa en la masa molecular y la estructura química, propiedades únicas para cada molécula. Aunque la HPLC combinada con fluorescencia o detección electroquímica puede proveer la sensibilidad necesaria para el análisis de catecolaminas y sus metabolitos, el paso inicial de purificación previo a la separación cromatográfica es de importancia crítica. El pretratamiento de las muestras es a menudo más simple con HPL C y detección electroquímica que con detección por fluorescencia ya que esta última generalmente requiere la formación de derivados fluorescentes estables. Sin embargo, los detectores electroquímicos son más susceptibles a fluctuaciones en la ve-

Determinacióndecatecolaminas ysus metabolitos 227 locidad de bombeo de la HPLC, resultando en un aumento de la relación señal/ ruido; además, la fase móvil debe ser eléctricamente conductora restringiendo la elección de su composición.

Análisis de HMMA y HVA urinarios Las siguientes referencias bibliográficas resumen diversos métodos cromatográficos para la detección de estos metabolitos (21-28).

HPLC Con la amplia disponibilidad de equipamiento para HPL C los procedimientos para la estimación de HMMA y HVA fueron simplificados y mejoraron las técnicas de aislamiento preliminar para limitar la coextracción de interferencias. Numerosos procedimientos se han descripto que involucran extracción con solventes (29), cromatografía de partición iónica con resinas de intercambio aniónico (30) y el uso de pequeñas columnas de sílica (31)(32). Muchos de los métodos publicados pueden aislar simultáneamente HMMA y HVA a partir de la orina con muy poca alteración en las condiciones de la extracción (29-34). Sin embargo, con el advenimiento de procedimientos más específicos para la estimación de catecolaminas urinarias, la sensibilidad diagnóstica de HMMA en la detección de feocromocitoma ha sido cuestionada (35)(36). Actualmente, la determinación de HMMA es considerada clínicamente más útil cuando se usa en conjunto con el análisis de HVA en la investigación bioquímica y monitoreo del neuroblastoma (28)(37), más que en la investigación del feocromocitoma.

Análisis de catecolaminas libres urinarias HPLC Los métodos de HPLC simplificaron enormemente la estimación de las catecolaminas urinarias y permitieron que técnicas que estaban originalmente confinadas a los laboratorios de investigación se pudieran aplicar como procedimientos de rutina en laboratorios bioquímico-clínicos. Con la posibilidad de automatización, un sistema de HPL C permite el manejo de un gran número de muestras y la investigación de rutina de pacientes con hipertensión sintomática. Se han descripto diferentes métodos de HPL C para la cuantificación de catecolaminas libres urinarias, lo que indica que ninguno es ideal aún con el aumento de la especificidad analítica ofrecida por los sistemas de detección electroquímica o fluorimétrica. El aislamiento preliminar y la purificación de las catecolaminasa partir de la

orina, generalmente involucra extracción en fase sólida basada en la interacción de la función cis-diol del núcleo catecol con alúmina, o con resinas de intercambio iónico, o ácido bórico y sus derivados o combinaciones de estos procedimientos (38-41). L a elección del procedimiento de aislamiento precromatográfico estará invariablemente determinada por el sistema de detección empleado. Si la detección es fluorimétrica, se debe prestar consideración a las interferencias producidas por drogas que posean propiedades fluorescentes, tales como alfa-metildopa (42) o isoproterenol, mientras que se ha demostrado que el labetalol interfiere en los procedimientos de HPLC que utilizan detección electroquímica (43). Históricamente, los procedimientos descriptos en las siguientes referencias constituyeron la base para muchos procedimientos de HPLC (44-48). Muchos procedimientos han usado alúmina para el aislamiento en conjunción con HPLC y detección electroquímica para el análisis de catecolaminas plasmáticas (49)(50), pero, como la alúmina aislará todos los compuestos con un núcleo catecol, la especificidad del aislamiento con alúmina a partir de muestras de orina es limitada (51). Aislamiento con alúmina de una muestra de orina a ser analizada esprobablemente más conveniente para HPL C con detección de fluorescencia (52-54) que con detección electroquímica, independientemente de su uso en una columna o en el modo de extracción “batch”. Sin embargo, la combinación del aislamiento con alúmina seguida de un segundo procedimiento de aislamiento tal como minicolumnas de sílica puede ayudar a resolver muchos de los problemas inherentes a una separación inicial con alúmina pero con la desventaja de costo y tiempo de preparación. Como una alternativa a la separación con alúmina han sido usadas las resinas de intercambio catiónico débil y fuerte para el aislamiento de catecolaminas libres a partir de la orina (39)(55)(56). Las resinas de intercambio catiónico fuerte tal como las resinas Dowex tienen la desventaja de ser menos selectivas, mientras que la selectividad de los intercambiadores iónicos con ácidos carboxílicos débiles tales como BioRex 70 puede ser mejorada usando elusión con ácido bórico (58-60). En esta forma, el aislamiento inicial ocurre a través de la función amina, mientras que la elusión con ácido bórico forma un complejo de la función cisdiol. La combinación del aislamiento con intercambio iónico y alúmina ha sido reportada para dar menos interferencia en los cromatogramas de HPL C pero con el inconveniente de un aumento en el tiempo de preparación de la muestra (40)(60). Hay productos comerciales disponibles para el aislamiento de catecolaminas urinarias basados en minicolumnas de sílica con propiedades de intercambio catiónico fuerte y débil, pero tienen costos altos (61).

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228 Tema deinterés El incremento en la especificidad obtenida al utilizar el aislamiento con ácido bórico ha sido luego extendido al uso de geles de ácido fenilborónico inmovilizado y ácido bórico en fase sólida (62-66). La elusión se logra rápidamente por disminución del pH, constituyendo un método simple y rápido previo al análisis por H PL C. Sin embargo, una de las desventa jas previamente notada fue la variación en las propiedades de diferentes “batches” de geles (67). Este problema fue superado en un procedimiento elegante (68) que involucra la formación de un complejo con difenilborato, extracción del complejo por un par de solvente iónico-orgánico dentro de una mezcla de heptano y octanol antes de una extracción de las catecolaminas en ácido acético. Este procedimiento produce recuperaciones de hasta 100% para las tres catecolaminas y fue posteriormente refinado mediante la introducción de un paso inicial de aislamiento utilizando una columna de intercambio catiónico fuerte (69).

PROCEDIMIENTOS AUTOMÁTICOS Muchas de las desventajas de los geles de ácido borónico fueron superadas por inmovilización de derivados de este ácido sobre micropartículas de sílica (70), permitiendo la preconcentración y aislamiento de catecolaminas urinarias para la detección por HPL C automatizada (71). Otrastécnicasde aislamiento que utilizan alúmina o intercambio catiónico en columna de sílica (( 72)(73)(74) demostraron el potencial de la automatización para el análisis de las catecolaminas urinarias.

Análisis de normetadrenalina y metadrenalina urinarias Estos metabolitos son excretados en orina tanto como aminas libres como conjugados con sulfato y glucurónido. Los niveles de la fracción libre representan menos del 3% del total de la excreción de metadrenalina urinaria. La normetadrenalina y metadrenalina urinarias derivan fundamentalmente del metabolismo de las catecolaminas circulantes por vías extraneuronales (75) y como tal no son significativamente influenciadas por la dieta (76). Ha sido demostrada la ventaja práctica del uso de los métodos de HPL C, permitiendo la determinación separada de normetadrenalina y metadrenalina en orina (77). Además, recientemente se ha reportado la superioridad diagnóstica que se obtiene por la medida de normetadrenalina y metadrenalina en plasma utilizando procedimientos altamente específicos y sensibles de HPL C (78).


Aunque unos pocos estudios han medido las fracciones no conjugadas en orina (79-81) se prefiere la liberación de los metabolitos conjugados. Consecuentemente, las metadrenalinas totales urinarias(libres más conjugadas) son generalmente determinadas usando un paso de hidrólisis preliminar (9)(82)(77).

MÉTODOS CROMATOGRÁFICOS Las técnicas basadas en HPL C para la determinación de metadrenalinas ofrecen un enfoque más práctico que la GC o los procedimientos fluorimétricos, ya que pueden ser utilizadas condiciones uniformes de HPL C para las catecolaminas urinarias y las metadrenalinas (56)(58). Los procedimientos de extracción de metadrenalinas originales (9) generan gran complejidad en la subsecuente HPL C, por lo tanto esto se ha mejorado mediante aislamiento selectivo empleando una amplia variedad de procesos de intercambio iónico o una combinación de estos con extracción con solventes (83-86). Varios investigadores han intentado solucionar los problemas de limitada especificidad de aislamiento por combinación del HPL C con sistemas más específicos de detección tales como la espectrometría de masa en tandem(LC-MS/ MS) ( 87-89), detección por fluorescencia (90)(91) o una disposición de detectores culométricos múltiples (92). En contraste, otros investigadores adaptaron exitosamente un sistema automático para medir catecolaminas y metadrenalinas simultáneamente en muestras de hidrolizados de orina (93). Sin embargo, ha sido desarrollado un procedimiento simple basado en una cromatografía dual en columna con intercambio catiónico y aniónico (57)(58). Los cromatogramas resultantes no muestran la complejidad asociada con otros procedimientos. Este procedimiento ha sido recientemente validado por comparación con resultados obtenidos por un método GC-MS (94). Con excepción del procedimiento automatizado ASTED (93), la determinación de normetadrenalina y metadrenalina requiere invariablemente un paso inicial de purificación previo a cualquier técnica basada en HPLC. Aún procedimientos analíticos altamente sensibles y específicos tales como LC-MS/ MS (95)(96) requieren una extensa preparación de las muestras.

Análisis de catecolaminas plasmáticas Hay numerosos trabajos en la literatura que reportan determinaciones de catecolaminasplasmáticascon técnicas basadas en ensayos radioenzimáticos, fluorescencia o HPLC. Trabajos pioneros (97) mostraron la aplicación de las técnicas radioenzimáticas usando mé-

Determinacióndecatecolaminas ysus metabolitos 229 todos con uno o dos isótopos para producir ensayos muy sensibles que requerían pequeño volumen de muestra (50-100 µL). Sin embargo, los métodos son bastante complejos y tediosos requiriendo una atención minuciosa y no son adecuados para aplicar en la rutina del laboratorio clínico. Aunque las catecolaminas poseen fluorescencia natural, muchos otros compuestos y drogas presentes en el plasma tienen absorción y emisión máxima a la misma longitud de onda (98) y por lo tanto, los métodos fluorimétricos requieren técnicas de aislamiento altamente específicas. Aunque la conversión de las catecolaminas a derivados fluorescentes con triindoxiindol o etilendiamina puede aumentar la sensibilidad, la especificidad es todavía limitada debido a las interferencias de otras drogas y de componentes de las dietas (1-3). Combinando HPLC con detección por fluorescencia y usando derivatización con precolumna (99) o postcolumna (100) se puede resolver alguna de las desventajas, pero HPLC con detección amperométrica o coulométrica (HPLC-EC) es el procedimiento analítico dominante para el análisis de las catecolaminas plasmáticas. L a principal ventaja de los procedimientos basados en HPL C es la versatilidad, ya que con mínimos cambios de las condiciones cromatográficas, las catecolaminas urinarias y sus metabolitos también pueden ser determinados. El pretratamiento de lasmuestrasde plasma para el análisis de catecolaminas involucra generalmente una extracción sobre alúmina lavada con ácido (4650)(57) o el uso de aislamiento con ácido bórico (6369). El principal desafío analítico reside en adquirir la sensibilidad necesaria para los bajos niveles de catecolaminas plasmáticas restringiendo la coelución de muchos compuestos endógenos y exógenos que permanecen luego de un proceso no selectivo como el aislamiento sobre alúmina (47)(69). Algunos investigadores han combinado el aislamiento sobre alúmina con resinas de intercambio catiónico en un intento para solucionar la limitada especificidad pero a expensas de menores recuperaciones (55)(101)(102), mientras que otros han descripto las ventajas de usar el pretratamiento de las muestras on-line o microcolumnas de ácido bórico para HPLC (diámetro interno <1 mm) para mejorar la sensibilidad (71)(103). Aunque no es un proceso selectivo, muchos procedimientos todavía involucran el procedimiento de alúmina lavada con ácido, y con cuidadosa atención hacia la estandarización, este procedimiento puede proveer análisis confiables. Se debe prestar especial atención a las condiciones de HPL C tales como la selección de la fase móvil y el potencial de oxidación electroquímico (104)( 105) que influencian significativamente la selectividad. Alteraciones simples en la concentración de los modificadores orgánicos o del contra ión del par iónico pueden producir cambios significativos en los

rendimientos de la separación cromatográfica y proveen la oportunidad de resolver problemas encontrados en la coextracción de compuestos interfirientes. Sin embargo, tales modificaciones pueden subsecuentemente alterar el comportamiento cromatográfico de otras sustancias con consecuencias impredecibles. En una excelente revisión sobre la determinación de catecolaminas plasmáticas (106) se promueve el uso de columnas de HPLC con intercambio catiónico en lugar de las más populares de fases reversa con pares iónicos. En contraste con técnicas que involucran extracción manual se ha mostrado que el sistema Gilson ASTED automatizado puede ser fácilmente adaptado para la determinación de catecolaminas plasmáticas, proveyendo buena precisión analítica y eliminación de los pasos de extracción manual ( 107). Independientemente de la técnica de aislamiento seleccionada, el análisis de catecolaminas plasmáticas por HPL C-EC claramente requiere un mayor grado de atención que la determinación de catecolaminas urinarias, y deben ser validados procedimientos nuevos contra aquellos procedimiento bien establecidos. Cambiando las condiciones de HPL C, es posible comparar resultados obtenidos para cada muestra usando la misma técnica de extracción en alúmina pero empleando condiciones alternativas de HPL C tales como intercambio catiónico o fase reversa con pares iónicos. Esto puede ayudar a identificar problemas asociados con la especificidad analítica y la selectividad (57)(108).

ANÁLISIS DE NORMETADRENALINA Y METADRENALINA PLASMÁTICAS Estudios recientes han clarificado los beneficios clínicos que las determinaciones fraccionadas de las metadrenalinas plasmáticas ofrecen para la investigación de tumores de células cromafínicas (78)(109)(110) (111)(112). Un resultado normal indica que la presencia de un feocromocitoma esaltamente improbable. L a determinación de las metadrenalinas plasmáticas involucra métodos radioenzimáticos o procedimientos basados en HPLC. L as metadrenalinas están normalmente presentes en plasma en concentraciones menores que las de las catecolaminas y, por lo tanto, requieren procedimientos altamente específicos y sensibles (111113)(39)(115). Posteriormente fueron introducidos mayores refinamientos a los procedimientos basados en HPLC (116)(117), incorporando el uso de resinas de intercambio iónico débiles y fuertes para el aislamiento preliminar de las metadrenalinasa partir de plasma, para luego proceder a su determinación por HPLC con detección electroquímica. Debido a las bajas concentraciones de las metadrenalinas no conjugadas en plasma se midieron normetadrenalina y metadrenalina total


230 Tema deinterés (libre +conjugada) (116)(117). Posteriormente, se desarrolló un procedimiento analíticamente más sensible para HPL C ( 118) que empleacolumnasdescartables de intercambio catiónico sobre sílica gel y éste ha sido la base de la mayoría de los procedimientos actualmente en uso ( 109)(111)(112)(119). Indudablemente, el análisis de las metadrenalinas plasmáticas requiere cualquier procedimiento basado en HPLC para lograr los mayores niveles de sensibilidad analítica a fin de obtener resultados confiables (120); sin embargo, con el desarrollo de técnicas inmunológicas confiables para la determinación de las metadrenalinas urinarias totales, tales procedimientos pueden ofrecer una alternativa viable en el futuro (20)(121). Actualmente, sin embargo, la pregunta en el tema se refiere no a la elección del método sino al hecho de si la medida de las metanefrinas plasmáticas no conjugadas o totales representa el procedimiento bioquímico óptimo para el diagnóstico del feocromocitoma (76)(78)(112)(116)(117)(122)(123). El clearance de las metadrenalinas conjugadas con sulfato como producto final del metabolismo de las catecolaminas depende casi enteramente de la eliminación a través del riñón. Así, las concentraciones plasmáticas elevadas de metadrenalinas totales pueden deberse a una disminución de la función renal, limitando su especificidad diagnóstica (116)(117). Lenders et al.(78) compararon las metadrenalinas totales y no conjugadas en su utilidad para el diagnóstico del feocromocitoma yconcluyeron que la determinación de las concentraciones totales no ofrece ventajas sobre la determinación de la fracción no conjugada. La presencia de un tumor produce mayores incrementos en las concentraciones de normetadrenalina libre que en la de normetadrenalina total. Sin embargo, otros investigadores (112) argumentan que la mayor vida media de las metadrenalinas conjugadas con sulfato minimizarían las amplias variacionesen lasconcentraciones plasmáticasque podrían surgir de la liberación intermitente desde un tumor. Lo que está claro es que la determinación de las metadrenalinas plasmáticas tiene una sensibilidad diagnóstica superior a las de las catecolaminas plasmáticas para el diagnóstico del feocromocitoma, y por lo tanto son un marcador más confiable para detectar la presencia de ese tumor (75).

Inmunoensayos Se han desarrollado varios procedimientos de este tipo en el pasado (124-126), pero hay problemas asociados con la especificidad de los anticuerpos para esos haptenos de bajo peso molecular lo que ha restringido la aceptación de estas técnicas (127)(128). Como las catecolaminas y las metadrenalinas no poseen suficiente capacidad inmunogenética, las técni-


cas de inmunoensayos dependen de la posibilidad de obtener anticuerpos contra los derivados N-acetilados (124-126)(129)( 130). En este contexto, las catecolaminas se aíslan usando extracción sobre alúmina y ácido bórico, seguida por una metilación enzimática. A diferencia de las catecolaminas, las metadrenalinas no requieren un paso de aislamiento. Se ha reportado un estudio comparativo entre los resultados de inmunoensayos para la detección de catecolaminas urinarias y las metadrenalinas con los valores obtenidos por HPL C, mostrando ausencia de interferencias para un amplio rango de medicamentos (20). Utilizando un kit comercial (121) se compararon los resultados para las metanefrinas urinarias determinadas por un enzimoinmunoenzayo y se concluyó que estos kits pueden ser razonablemente aplicados en la detección bioquímica del feocromocitoma. Sin embargo, se investigó la posibilidad de un programa de detección de neuroblastoma en niños basado en un inmunoensayo para HVA, concluyéndose que un HPL C es esencial a fin de evitar resultados falso positivos (131). En un inmunoensayo se debe recordar que cada catecolamina individual, o cada metabolito, requiere un kit separado para su análisis a diferencia de los procedimientos basados en HPL C, en los cuales varios analitos pueden ser cuantificados simultáneamente dentro de una misma corrida. Sin embargo, tales kits pueden proveer una alternativa para HPLC (20).

Consideraciones pre-analíticas TIPOS DE MUESTRAS DE ORINA En neonatos y niños pequeños las muestras tomadas al azar han reemplazado a las muestras de 24 h debido a dificultades prácticas (37)(132). Mientras se han propuesto muestras de orina tomadas al azar para el diagnóstico del feocromocitoma en adultos (133)(134), la determinación de las catecolaminas libres y de las metadrenalinas totales generalmente se realiza sobre muestras de orina de 24 h. Sin embargo, los problemas relacionadoscon la recolección completa de tales muestrashan llevado a propuestas alternativas con otras estrategias de recolección o por corrección de volumen expresando los resultados como una relación a los valores de creatinina (97)(135)(136). Sin embargo, esto puede conducir a complicaciones posteriores porque la creatinina exhibe una amplia variabilidad biológica (137). Alternativamente, en el caso de feocromocitomas que secretan catecolaminassólo exacerbadamente la recolección de muestras de orina al azar a continuación de talesepisodios puede proveer información clínica. Un procedimiento simple y conveniente para investigar individuos con un alto grado de sospecha clínica

Determinacióndecatecolaminas ysus metabolitos 231 de un tumor secretor de catecolaminas involucra la determinación de noradrenalina en muestras de orina de la noche (138). Dado que las catecolaminas exhiben una variación diurna en su excreción (139), la eliminación de estímulos ambientales y emocionales asociados con las variaciones, resulta en una declinación de la excreción nocturna en individuos normales. (140)(141). La eficacia de la recolección de orina de una noche para la detección de feocromocitoma fue demostrada por Peaston et al. (142). La secreción autónoma de catecolaminas ymetadrenalinas fue evidente en todos los pacientes con feocromocitomas y provee una mejor sensibilidad diagnóstica yuna mayor especificidad que la recolección de orina de 24 h. La recolección de las muestras de orina nocturna simplifica el protocolo y evita los efectos del estrés y el ejercicio sobre la excreción de catecolaminas. La investigación de pacientes con la sospecha de un tumor secretor de catecolaminas requiere más de una recolección de orina a fin de evitar la posibilidad de perder episodios esporádicos de secreción. Resultados anormales provenientesde la recolección de muestras de orina nocturna pueden ser reconfirmados con recolección de muestras de orina de 24 h.

ESTABILIDAD Y ALMACENAMIENTO DE LAS MUESTRAS Catecolaminas urinarias y sus metabolitos Estudios recientes han demostrado la necesidad de reducir el pH de la orina amenos de 3,5 (19)(74)(143145). A pH 3.0 se ha demostrado alguna pérdida de catecolaminas (145). Otros investigadores consideran que es suficiente el agregado de 0,5 g de EDTA y metadisulfito de sodio en los recipientes de recolección para estabilizar muestras de orinas de 24 h para la determinación de catecolaminas y metadrenalinas, pudiendo guardarse las muestras durante dos semanas a –20 ºC o por períodos más prolongados a –80 ºC (146). Sin embargo, otros resultados muestran que la temperatura de almacenamiento de las muestras de orina tienen una profunda influencia sobre la estabilidad de las catecolaminas (147). Generalmente los pacientes son ambulatorios y ellos reciben instrucciones precisas para la recolección y el subsecuente almacenamiento de la orina de 24 h, pero controlar la amplia variación en las condiciones de almacenamiento es virtualmente imposible y la adición de un volumen fijo de ácido al recipiente antes de comenzar a recolectar la muestra de orina es recomendada para evitar la pérdida de catecolaminas. Si el pH de la muestra de orina está por debajo de 3,5, las catecolaminas urinarias son estables hasta 5 días a temperatura ambiente (148) y por muchos meses a

–20 ºC, pudiendo ser la orina fácilmente transportada a los centros de referencia. La experiencia también demuestra que la metadrenalina urinaria es considerablemente más estable que las catecolaminas parentales, siendo estables a temperatura ambiente hasta 7 días en muestras de orina recolectadas sin ningún preservativo ácido (94)(96)(148)(149). Así, muestras de orina que pueden no ser válidaspara la estimación de catecolaminas pueden serlo para el análisis de metadrenalina.

Catecolaminas plasmáticas La estabilidad de las catecolaminas y sus metabolitos en plasma ha sido motivo de mucha investigación (47)(98)(106)(150). Hay un cierto número de variables que deben ser consideradas cuando se recolectan muestras de plasma para la determinación de catecolaminas. Estas son: la hora del día, ya que la noradrenalina exhibe un patrón diurno; el sitio de muestreo, ya que lasconcentraciones de catecolaminas en sangre arterial son menores que en sangre venosa; estrés ambiental; influencia de la posición del cuerpo, ya que las concentraciones de catecolaminas plasmáticaspueden aumentar dos a tres veces desde una posición supina a una posición derecha; influencia del tabaco y de la ingesta de cafeína (150). Esto ha dado origen a una gran profusión de protocolos. Estos incluyen la adición de antioxidantes tales como ácido ascórbico (151), EDTA (152), EGTA con glutation (99) o metadisulfito de sodio (46) a la muestra de sangre heparinizada antes de la centrifugación y almacenaje del plasma a –20 ºC o a –80 ºC. La mayoría de los protocolos consideran en forma rigurosa la necesidad de la separación del plasma tan pronto como sea posible luego de la recolección de la muestra de sangre a fin de minimizar las pérdidas de catecolaminas. L os investigadores han concluido que las catecolaminas plasmáticas son estables sin antioxidantes en plasma hasta 6 semanas a –20 ºC (47) y por 1 año al menos a –80 ºC (106)(150). Se considera que la temperatura de almacenamiento de las muestras es muy importante (106), y que las muestras de plasma deberían ser almacenadas a –80 ºC. También es prudente incorporar antioxidantes tales como ácido ascórbico (151) a fin de estabilizar eluatos por 24 h a temperatura ambiente. La recolección, manipulación y preparación de las muestras de plasma para la determinación de catecolaminas debe ser cuidadosamente controlada y estandarizada para obtener resultados válidos y reproducibles. Las precauciones mínimas incluyen el uso de un catéter venoso y una posición de reposo reclinada para el paciente al menos 30 min antes de la extracción; el transporte de las muestras de sangre heparinizadas o con EDTA al laboratorio debe realizarse sobre el hielo y la centrifugación debe hacerse preferentemente a 4 ºC dentro de los 30 min, antes del almacenamiento a –80 ºC.


232 Tema deinterés Metadrenalinas plasmáticas En contraste con las catecolaminas plasmáticas, las metadrenalinas plasmáticas son significativamente menos susceptibles a un incremento por influencias externastales como cambio en la postura o el estrés, y las muestras de sangre pueden ser tomadas con el paciente sentado o en posición acostada (111)( 112)( 118120). Esto implica que los requerimientos para los protocolos de determinación son menos exigentes que los necesarios para la determinación de catecolaminas plasmáticas. Sin embargo, todos los reportes realizados hasta la fecha han adoptado los mismos protocolos de muestreo para las metadrenalinas plasmáticas que para lascatecolaminas, de acuerdo a estudios donde se ha comparado su sensibilidad y especificidad diagnóstica (109)(111)( 112)( 118-120). Las muestras de sangre se colectan sobre hielo y se centrifugan dentro de los 30 min para luego ser almacenadas a –80 ºC.

Consideraciones analíticas EXACTITUD Hasta el presente no existen procedimientos de referencia para el análisis de las catecolaminas y sus metabolitos. Varios métodos de GC-MS (cromatografía gaseosa-espectrometría de masa) y HPL C-MS han sido reportados para los análisis en plasma y orina (27)(28)(80)(87-89)(93)(94)(153) y, aunque no está disponible en la mayoría de los laboratorios, la MS puede proveer una fuente invalorable para validar la exactitud, de los métodos usados de rutina. Mientras la HPL C ofrece una aproximación versátil y práctica para los análisis de rutina de las catecolaminas y sus metabolitos, los procedimientos basados en HPL C también tienen sus limitaciones, por lo que se debe efectuar una apreciación crítica de los resultados a fin de evaluar potenciales fuentes de inexactitud.

FUENTES POTENCIALES DE INEXACTITUD Aunque se han realizado numerosos estudios para caracterizar lasposiblesinterferenciasde los análisis de catecolaminas plasmáticas (154-156), las muestras de orina para el análisis de las catecolaminas y sus metabolitos contienen invariablemente un amplio rango de drogas antihipertensivas, convirtiendo el análisis en una tarea prácticamente imposible para lograr con muestras de orina. La interferencia por drogas puede influir significativamente en los resultados por coelusión con picos que son de interés o por alterar la recuperación de la muestra durante la etapa de preparación en los procedimientos a base de HPL C (157)(158). Particularmente sospechoso es el hallazgo de una adrenalina elevada en ausencia de una concentración aumentada de noradrenalina. Aun con sofisti-


cados procedimientos de integración en HPLC, los cromatogramas de HPL C deben ser manejados cuidadosa y críticamente si se pretende detectar compuestos que interfieren y se desea evitar las fuentes de inexactitud. Particularmente sedebe prestar atención a la recuperación del estándar interno, a alteraciones en los tiempos de retención relativosde los picos de interéso de estándares internos junto con el ensanchamiento relativo de los picos y la simetría de los mismos para ayudar en la identificación de compuestos interferentes. Todos los métodos deben ser evaluados, incluyendo muestras de pacientesque están bajo tratamiento con drogas antihipertensivas y otros compuestos conocidos que causan interferencias en los métodos de determinación de catecolaminas (42)(43)(51)(157)(158). La comparación del procedimiento con otros métodos basados en diferentes principios ayuda a validar la exactitud analítica En ausencia de una preparación de referencia internacional, la determinación de la exactitud dependerá del uso de un material de calibración de pureza conocida, de experimentos de recuperación y de la participación en programas externos de control de calidad. Las catecolaminas y sus metabolitos están disponibles como bases libres o como sales de ácido clorhídrico o de bitartrato, y exhiben estabilidad en ácido clorhídrico diluido o ácido perclórico o sulfúrico. Actualmente hay disponibles varios programasde control de la exactitud para la calidad de los procedimientos utilizados para las catecolaminas urinarias, metadrenalinas, H VA y HMMA. L os proveedores además del material adecuado para el control de calidad interno también ofrecen todos los reactivos necesarios, estándares, kits de extracción y hardware tales como columnas de HPL C para asegurar la estandarización y la reproducibilidad si las instrucciones se siguen estrictamente.

FACTORES QUE INFLUYEN EN LA EXCRECIÓN DE CATECOLAMINAS Aunque diversos factores fisiológicos y fisiopatológicos, tales como la actividad física, el estrés emocional, la ingesta de comidas y la hipoglucemia pueden tener un efecto significativo sobre las catecolaminas circulantes (15), tales cambios de corto plazo raramente impactan sobre la concentración de catecolaminasurinarias o sus metabolitos en muestras de 24 horas. Sin embargo, la excreción de catecolaminas exhibe una variación diurna (138-142) y las concentraciones plasmáticas pueden ser significativamente influenciadas por la postura corporal, con nivelesaumentados en los individuos ambulantes. El metabolismo renal de las catecolaminas es complejo y en pacientes con insuficiencia renal o falla renal, las catecolaminas plasmáticas o las metadrenalinas pueden estar aumentadas dos a tres veces por encima de los límites de referencia en pacientes que no tienen feocromocitoma (159).

Determinacióndecatecolaminas ysus metabolitos 233 Las drogas también pueden tener una influencia significativa sobre las concentraciones de catecolaminas urinariaso plasmáticas(156-158). Estasinfluencias deben ser consideradascuando se establecen los datos de referencia para las catecolaminas y sus metabolitos y los valores deben ser obtenidos de grupos de sujetos tan diversos como sea posible (160-162). Existen experiencias en el tratamiento de feocromocitomas en niños (162), mientras que algunos estudios proveen intervalos de referencia relacionados con la edad en muestras de orina tomadas al azar en niños (164-168).

Detección por el laboratorio de tumores secretores de catecolaminas Estos tumores, entre los que se encuentran los neuroblastomas, los feocromocitomas o paragangliomas, son tumores raros que surgen en el tejido cromafínico. Su distribución anatómica sigue estrechamente la de los sitios donde hay células cromafínicas presentes en el momento del nacimiento, tales como el sistema nervioso simpático, los ganglios autonómicos, la médula adrenal y las células paragangliares. Fundamental para el diagnóstico de estos tumores es la determinación bioquímica de las catecolaminas o sus metabolitos en plasma u orina (35)(36)(93).

NEUROBLASTOMAS Estos tumores se originan a partir de neuroblastos ectodérmicos en la médula adrenal o en otros sitios en los cuales hay presente tejido simpático. Es uno de los tumores malignos más comunes de la niñez, generalmente presente antes de los tres años; más comúnmente ubicado en el abdomen (60%). Generalmente se presentan como una masa asintomática, de rápido crecimiento con metástasis extendidas a los nódulos linfáticos adyacentes. Aproximadamente el 90 a 95% de los neuroblastomas están asociados a una excesiva producción de catecolaminas o sus metabolitos, excesiva sudoración, enrojecimiento, dolores de cabeza, diarreas y encefalopatía cerebelar aguda. En niños muy pequeños el tumor puede remitir espontáneamente, pero esto no sucede en niños mayores. Clínicamente, la mejor forma para la detección de estos tumores involucra la determinación de HVA, HMMA y dopamina en muestras de orina al azar. Esto, junto con la edad y el estadío, puede ayudar a determinar el pronóstico y a establecer un tratamiento.

FEOCROMOCITOMA La incidencia de estos tumores se ha estimado en <0,5% de los pacientes hipertensos. El diagnóstico es

importante porque la hipertensión generalmente es curable por extirpación del tumor y, como hay una alta incidencia de complicaciones cardiovasculares asociadas con esta enfermedad, es imperativo que el diagnóstico no sea tardío ni equivocado (169)(171). Entre las características clínicas, la hipertensión es la más común, con síntomas de dolores de cabeza, excesiva sudoración y palpitaciones (171). Sin embargo, unos pocos pacientes pueden tener presión normal o, hasta en raros casos, ser hipotensos debido predominantemente a la secreción de adrenalina o dopamina (172). Un significativo número de feocromocitomas han sido descubiertos en las autopsias, demostrando que muchos pacientes han permanecido prácticamente asintomáticos durante toda su vida (173-175). En los adultos, el 90% de los feocromocitomas ocurren en la médula adrenal y aproximadamente el 10% de ellos es bilateral. Los feocromocitomas extraadrenales (paragangliomas) se presentan en células cromafínicas dentro del eje paragangliómico simpático. Muchos de estos tumores pueden ser no funcionales con ninguna evidencia bioquímica de excesos de catecolaminas en plasma u orina (176)(177). Formas hereditarias del feocromocitoma han sido descriptas en asociación con la neoplasia endocrina múltiple (MEN) tipo 2, enfermedad de von H ippel-Lindau y la neurofibromatosis de von Recklinghausen. El feocromocitoma en MEN 2 está asociado con una mutación del proto-oncogen RET y el screening de familias para tales mutaciones ha mejorado el manejo clínico en pacientes con feocromocitomas heredables (169). El diagnóstico de feocromocitoma depende de un alto índice de sospecha clínica y de la confirmación bioquímica de una secreción excesiva de catecolaminas. Recientemente, la determinación de metadrenalinas plasmáticas ha sido recomendada como el procedimiento ideal para la detección y exclusión de la presencia de feocromocitomas tanto en niños como en adultos(76)(117)(178)(179). Sin embargo, actualmente la determinación de metadrenalinas plasmáticas no está ampliamente disponible. Lasdeterminaciones de catecolaminas plasmáticas tienen valor diagnóstico limitado (180-182). Una única determinación plasmática puede no revelar un feocromocitoma con secreción episódica, mientras que una muestra de orina colectada durante 24 h o por la noche provee un índice integrado de la concentración de catecolaminas. Sin embargo, el análisis en plasma puede ser el único test diagnóstico útil en un paciente anúrico y oligúrico (35)(36)(168)(183)(184). Cuando existen complicaciones o dificultades prácticas con estas técnicas, la concentración de catecolaminas libres urinariassuplementadas, tan frecuentemente como sea posible, con la determinación de metadrenalinas urinarias fraccionadas, aumenta la probabilidad de detectar un feocromocitoma. Con una determinación inequívoca de ca-


234 Tema deinterés tecolaminas urinarias altas, la determinación de las metadrenalinas fraccionadas provee una posterior confirmación bioquímica. La combinación de estas dos determinaciones puede ser útil para distinguir aumentos límites en las excreciones de catecolaminas de fuentes no tumorales o cuando hay sospecha clínica que indica la posible presencia de un feocromocitoma (185). Es importante reconocer que no hay un único procedimiento perfecto de screening urinario para la detección bioquímica de un feocromocitoma. El análisis de muestras repetidas de orina debe ser siempre considerado para excluir o confirmar la posible presencia de un feocromocitoma. Si la sospecha clínica es alta y la catecolaminas o las metadrenalinas son dudosas debe ser incluido un análisis posterior de muestra de orina en dos o tres ocasiones, idealmente en el tiempo en el que el paciente es sintomático. En la mayoría de los pacientes no es necesario hacer una recomendación de restricción dietaria o de medicación antes del screening urinario. Sin embargo, algunas drogas como el Labetalol pueden interferir con muchas técnicas de determinación de catecolaminas y metadrenalina y debería discontinuarse durante 4-7 días antes de la repetición del análisis. Existen diversas técnicas para la localización anatómica de los tumores. La mayoría de los pacientes se torna normotenso después de una resección exitosa del feocromocitoma, pero unos pocos permanecen hipertensos. El seguimiento clínico y bioquímico consiste en la determinación de muestras de orina varias veces durante el primer año y luego anualmente. Los feocromocitomas malignos, que pueden ocurrir aproximadamente en un 10% de los pacientes, sólo pueden ser diagnosticados en la operación cuando el tumor es localmente invasivo y no puede ser eliminado quirúrgicamente, o se presenta recurrente después de la primer operación, o se encuentra que es metastático.

Conclusiones Existe una plétora de procedimientos disponibles para la determinación de catecolaminas y sus metabolitos que utilizan la versatilidad de las técnicas de HPLC con fluorescencia o detección electroquímica. El mayor grado de especificidad analítica logrado con HPL C-EC ha reducido significativamente el impacto de la interferencia de drogas. Las técnicas inmunológicas han sido desarrolladas y eliminan la necesidad de tener equipamiento de H PLC, ofreciendo una alternativa viable para la detección en el laboratorio del feocromocitoma. L a mayor sensibilidad y especificidad de la cromatografía líquida - espectometría de masa en tandemhace posible un rápido screening de grandes números de muestra de orina y plasma para las determinaciones de metadrenalina, eliminando la necesidad


de emplear protocolos especializados para la recolección de las muestras. Mientras la sensibilidad y especificidad diagnóstica de las catecolaminas urinarias es suficiente para detectar la mayoría de los tumores secretores de catecolaminas, las determinaciones de metadrenalinas plasmáticas o urinarias muestran ser procedimientos bioquímicos altamente confiables para la detección del feocromocitoma. Un planteo planificado de detección bioquímica del feocromocitoma que puede tener una amplia variedad de presentaciones clínicas y de patrones secretorios, permite una estrategia optimizada usando una combinación de marcadores en la detección de estos tumores. La interpretación de los resultados bioquímicos debe ser realizada en términos de la magnitud del aumento por encima de los intervalos de referencia más que de un simple resultado aumentado. Un paciente con resultados significativamente elevados y síntomas clínicos relevantes tiene una alta probabilidad de tener un tumor secretor de catecolaminas, siendo esta probabilidad mayor que la de un paciente con los mismos síntomas pero con un aumento en el límite de la excreción de catecolamina o metadrenalina. En estos casos se debe considerar siempre la recolección de muestras repetidas de orina antes de realizar una prueba por supresión. Recomendaciones para la detección del feocromocitoma: • Recolecciones de orina de una noche. • Preservación de las muestras en ácido diluido. • Medición de normetadrenalina urinaria, excreción de catecolamina y metadrenalina por H PL C con detección electroquímica. • Los resultados anormales tienen que estar bien por encima de los correspondientes a una población apareada por edad con tratamientos por hipertensión. • Medidas de reserva plasmática para: pacientes anéfricos; localización del tumor cuando fallan las técnicas de scanning convencionales; exclusión de disfunción del sistema nervioso autónomo.

Referencias bibliográficas 1. Lund A. Simultaneous fluorimetric determination of adrenaline and noradrenaline in blood. Acta Pharmacol Toxicol 1950; 6: 137-46. 2. Engel A, van Euler US. Diagnostic value of increased urinary output of noradrenaline and adrenaline in phaeochromocytoma. Lancet 1950; ii: 387. 3. Natelson S, Lugovoy J R, Pincus J B. A new fluorometric method for the determination of epinephrine in blood. Arch Biochem Biophys 949; 23: 157.

Determinacióndecatecolaminas ysus metabolitos 235 4. Armstrong MD, Shaw KNF, Wall PE. The phenolic acids of human urine. J Biol Chem 1956: 218: 293303. 5. Armstrong MD, McMillan A, Shaw KNF. 3-Methoxy-4hydroxy-mandelic acid, a urinary metabolite of norepinephrine. Biochim Biophys Acta 1957; 25: 422-3. 6. Axelrod J . O-Methylation of epinephrine and other catechols in vitro and in vivo. Science 1957; 126: 400-1. 7. Shaw KNF, McMillan A, Armstrong MD. The methylation of 3,4-hydroxyphenylalanine. J Biol Chem 1957; 226: 255-66. 8. Pisano J J , Crout J R, Abraham D. Determination of 3methoxy-4-hydroxymandelic acid in urine. Clin Chim Acta 1962; 7: 285-91. 9. Pisano J J . A simple analysis for normetanephrine and metanephrine in urine. Clin Chim Acta 1960; 5: 40614. 10. Fonseca V, Bouloux P-M. Phaeochromocytoma and paraganglioma. Baillières Clin Endocrinol Metab 1993; 7: 509-44. 11. Bravo EL, Tarazi RC, Gifford RW, Stewart BH. Circulating and urinary catecholamines in phaeochromocytoma: diagnostic and pathophysiologic implications. N Engl J Med 1979; 301: 682-4. 12. Sharman DF. Catabolism of the catecholamines. Br Med Bull 1973; 29: 110-5. 13. Brown MJ . Simultaneous assay of noradrenaline and its deaminated metabolite, dihydroxyphenylglycol in plasma: a simplified approach to the exclusion of phaeochromocytoma in patients with borderline elevation of plasma noradrenaline concentration. Eur J Clin Invest 1984; 14: 67-72. 14. Eisenhofer G, Rudnqvist B, Aneman A. Regional release and removal of catecholamines and extraneuronal metabolism to metanephrines. J Clin Endocrinol Metab 1995; 80: 3009-17. 15. Kopin IJ . Catecholamine metabolism: basic aspects and clinical significance [review]. Pharmacol Rev 1985; 37: 333-63. 16. Brown MJ , Alison DJ. Renal conversion of plasma DOPA to urine dopamine. Br J Clin Pharmacol 1981; 12: 251-3. 17. Causon RC, Brown MJ . Catecholamine measurements in phaeochromocytoma: a review. Ann Clin Biochem 1982; 19: 396-404. 18. Rosano TG, Swift TA, Hayes LW. Advances in catecholamine and metabolite measurements for the diagnosis of phaeochromocytoma. Clin Chem 1991; 37: 1854-67. 19. Winkobe C. Measurement of catecholamines and their metabolites in urine. ACP Broadsheet No. 127. J Clin Pathol 1991; 44: 269-75. 20. Wassell J , Reed P, Kane J , Weinkove C. Freedom from drug interference in new immunoassays for urinary catecholamines and metanephrines. Clin Chem 1999; 45: 2216-23. 21. Felice LJ , Kissenger PT. A modification of the Pisano

method for vanillylmandelic acid using high performance liquid chromatography. Clin Chim Acta 1977; 76: 317-20. 22. Tuchman M, Crippen PJ , Krivit W. Capillary gas-chromatography determination of urinary homovanillic acid and vanillylmandelic acid. Clin Chem 1983; 29: 828-31. 23. Taylor GF, Duong T, Carter NG. An improved gas chromatographic determination of urinary catecholamine metabolites. Ann Clin Biochem 1982; 20: 289-93. 24. Yoshida A, Yoshioka M, Sakai T, Tamura Z. A simple method for the simultaneous determination of homovanillic acid and vanillylmandelic acid in urine by high performance liquid chromatography. J Chromatogr 1982; 227: 161-7. 25. Soldin SJ , Hill J G. Simultaneous liquid chromatographic analysis of 4-hydroxy-3-methoxymandelic acid and 4-hydroxy-3-methoxy-phenylacetic acid in urine. Clin Chem 1980; 26: 291-4. 26. Hanai J , Kawai T, Sato Y, Takasugi N, Nishi M, Takeda T. Simple liquid chromatographic measurement of vanillylmandelic acid and homovanillic acid in urine on filter paper for mass screening of neuroblastoma in infants. Clin Chem 1987; 33: 2043-6. 27. Seviour J A, McGill AC, Dale G, Craft AW. Method of measurement of urinary homovanillic acid and vanillylmandelic acid by gas chromatography-mass spectrometry suitable for neuroblastoma screening. J Chromatogr 1988; 432: 273-7. 28. Fauler G, Leis HJ , Huber E, Schellauf C, Kerbi R, Urban C Gleispach. Determination of homovanillic acid and vanillylmandelic acid in neuroblastoma screening by stable isotope dilution GC-MS. J Mass Spectrom 1999; 32: 501-14. 29. Davidson DF. Simultaneous assay for urinary 4hydroxy-3-methoxymandelic acid, 5-hydroxy-indoleacetic acid and homovanillic acid by isocratic HPLC with ECD. Ann Clin Biochem 1989; 26: 137-43. 30. Binder SR, Sivorinovsky G. Measurement of urinary vanillylmandelic acid and homovanillic acid by high performance liquid chromatography with electrochemical detection following extraction by ion exchange and ion-moderated partition. J Chromatogr 1984; 336: 173-88. 31. Thomasson CG, Blijenberg BG, Eilvers GAM, Leijnse B. A comparative study of five different methods for the determination of 3-methoxy-4-hydroxymandelic (vanillylmandelic) acid by liquid chromatography with electrochemical detection. J Clin Chem Clin Biochem 1983; 21: 417-27. 32. Holly J MP, Patel N. The assay of 4-hydroxy-3methoxymandelic acid in urine by HPLC with electrochemical detection using bonded-phase silica sorbents for rapid, simple and selective extraction. Ann Clin Biochem 1986; 23: 447-52. 33. Westerink BHC, Basker FJ , O’Hanlon J F. Use of alumina, Sephadex G10 and ion-exchange columns to purify samples for determination of epinephrine, nor-


236 Tema deinterés epinephrine, dopamine, homovanillic acid and 5hydroxyindoleacetic acid in urine. Clin Chem 1982; 28: 1745-8. 34. Bonfigli AR, Coppa G, Testa R, Testa I, De Sio G. Determination of vanillylmandelic acid, 5-hydroxyindolacetic acid and homovanillic acid in urine by isocratic liquid chromatography. Eur J Clin Chem Clin Biochem 1997; 35: 57-61. 35. Graham PE, Smythe GA, Edwards GA, Lazarus L. Laboratory diagnosis of phaeochromocytoma: which analytes should we measure. Ann Clin Biochem 1993; 30: 129-34. 36. Peaston RT, Lai LC. Biochemical detection of phaeochromocytoma: should we still be measuring urinary HMMA? J Clin Pathol 1993; 46: 734-7. 37. O’Meara A, Tormey W, Fitzgerald RJ , Fitzgibbon M, Kenny D. Interpretation of random urinary catecholamines and their metabolites in neuroblastoma. Acta Paediatr 1994; 83: 88-92. 38. Wu AHB, Gornet TG. Preparation of urine samples for liquid chromatographic determination of catecholamines: bonded-phase phenylboronic acid, cation-exchange resin and alumina absorbents compared. Clin Chem 1992; 593: 185-90. 39. Nohta H, Yamaguchi E, Ohkura Y, Watanabe H. Measurement of catecholamines, their precursor and metabolites in human urine and plasma by solidphase extraction followed by high performance liquid chromatography with fluorescence derivatization. J Chromatogr 1989; 493: 15-26. 40. Foti A, Kimura S, DeQuattro V, Lee D. Liquid-chromatographic measurement of catecholamines and metabolites in plasma and urine. Clin Chem 1987; 33: 2209-13. 41. Moyer TP, J iang NS, Tyce GM, Sheps SG. Analysis of urinary catecholamines by liquid chromatography with amperometric detection: methodology and clinical interpretation of results. Clin Chem 1979; 25: 256-63. 42. Minion GL, Seaton J F, Harrison TS. HPLC for urinary catecholamines and metanephrines with alphamethyldopa. J Surg Res 1983; 35: 507-14. 43. Miano L, Kolloch R, De Quattro V. I ncreased catecholamine excretion after labetalol therapy: a spurious effect of drug metabolites. Clin Chim Acta 1979; 95: 211-7. 44. Weil-Malherbe H, Bone AB. The chemical estimation of adrenaline-like substance. Biochem J 1952; 51: 311-8. 45. Von Euler US, Lishajko F. The estimation of catecholamines in urine. Acta Physiol Scand 1959; 45: 122-32. 46. Anton AH, Sayre DF. A study of factors affecting the aluminium oxide-trihydroxyindol procedure for analysis of catecholamines. J Pharmacol Exp Ther 1962; 138: 360-75. 47. Boulox P-M, Perrett D, Besser GM. Methodological considerations in the determination of plasma cate-


cholamines by high perfomance liquid chromatography with electrochemical detection. Ann Clin Biochem 1985; 22: 194-203. 48. Davidson DF, Fitzpatrick J . A simple, optimised and rapid assay for urinary catecholamines by HPLC with electrochemical detection. Ann Clin Biochem 1985; 22: 297-303. 49. Holly J MP, Makin HJ L. The estimation of catecholamines in human plasma. Anal Biochem 1983; 128: 257-74. 50. H jemdahl P. Interlaboratory comparison of plasma catecholamine determination using several different methods. Acta Physiol Scand Suppl 1984; 527: 43-54. 51. Goldstein DS. Modified sample preparation for high perfomance liquid chromatographic electrochemical assay of urinary catecholamines. J Chromatog 1983; 275: 174-7. 52. Oka K, Sekiya M, Osada H, Fujita K, Kato T, Nagatsu T. Simultaneous fluorometry of urinary dopamine, norepinephrine and epinephrine compared with liquid chromatography with electrochemical detection. Clin Chem 1982: 28: 646-9. 53. J ackman GP. Differential assay for urinary catecholamines by use of liquid chromatography with fluorescence detection. Clin Chem 1981; 27: 1202-4. 54. Moleman P, van Dijk J . Determination of urinary norepinephrine and epinephrine by liquid chromatography wit fluorescence detection and pre-column derivatization. Clin Chem 1990; 36: 732-6. 55. Gerlo E, Malfait R. High-performance liquid chromatography assay of free norepinephrine, epinephrine, dopamine, vanillylmandelic acid and homovanillic acid. J Chromatogr 1985; 9: 343-7. 56. Chan YP, Siu TS. Simultaneous quantitation of catecholamines and O-methylated metabolites in urine by isocratic ion-pairing high performance liquid chromatography with amperometric detection. J Chromatogr 1988; 459: 251-60. 57. Rosano TG, Whitley RJ . Catecholamines and serotonin. In: Burtis CA, Ashwood ER, eds. Tietz Textobook of Clinical Chemistry, 3rd edn. Philadelphia: WB Saunders, 1999: 1570-600. 58. Parker NC, Cyndy BL, Wright PW, Woodward LL, Chapman J F. Uniform chromatographic conditions for quantifying urinary catecholamines, metanephrines, vanillylmandelic acid, 5-HIAA by liquid chromatography with electrochemical detection. Clin Chem 1986; 32: 1473-6. 59. Premel-Cabic A, Turcant A, Allain P. Normal reference intervals for free catecholamines and their acid metabolites in 24-hour urines from children, as determined by liquid chromatography with amperometric detection. Clin Chem 1986; 32: 1585-7. 60. Degel F, Zuman P, J andik P, Gilch G. Effect of pretreating samples with boric acid before liquid chromatographic determination of urinary catecholamines. Clin Chem 1987; 33: 108-12. 61. Huang M, Wall J , Kebra P. Improved solid-phase

Determinacióndecatecolaminas ysus metabolitos 237 extraction and liquid chromatography with electrochemical detection of urinary catecholamines. J Chromatogr 1988; 452: 409-18. 62. Peaston RT. Rouline determination of urinary free catecholamines by high performance liquid chromatography with electrochemical detection. J Chromatogr 1988; 424: 263-72. 63. Hansen C, Agrup G, Rorsman H, Rosengren AM, Rosengren E. Chromatographic separation of catecholic amino acids and catecholamines with immobilised phenylboronic acid. J Chromatogr 1978; 161: 352-65. 64. Speek AJ , Odink J , Schriver J , Scheurs WHP. High performance liquid chromatographic determination of urinary free catecholamines with electrochemical detection after purification on immobilised boric acid. Clin Chim Acta 1983; 128: 103-13. 65. Higa S, Suzuki T, Hayashi A, Tsuge I, Yamamura Y, Isolaton of catecholamines in biological fluids by boric acid gel. Anal Biochem 1977; 77: 18-23. 66. Kagedal B, Goldstein DS. Catecholamines and their metabolites. J Chromatogr 1988; 429: 177-233. 67. Hansen C, Agrup G, Rorsman H, Rosengren AM, Rosengren E. Chromatographic separation of catecholic amino acids and catecholamines on immobilised phenylboronic acid. J Chromatog 1978; 161: 352-5. 68. Smedes F, Kraak JC, Poppe H. Simple and fast solvent extraction system for selective and quantitative isolation of adrenaline, noradrenaline and dopamine from plasma and urine. J Chromatogr 1982; 231: 25-39. 69. Macdonald IA, Lake DM. An Improved technique for extracting catecholamines from body fluids. J Neurosci Methods 1985; 13: 239-48. 70. Hannson L, Hannson C. Boronic acid-silica; a new tool for the purification of catecholic compounds online with reverse-phase high performance liquid chromatography. J Chromatogr 1983; 265: 37-44. 71. De J ong J, Point AJ F, Tjaden UR, Beeksma S, Kraak J C. Determination of catecholamines in urine and plasma by liquid chromatography after on-line sample pretreatment on small alumina or dihydroxyborylsilica columns. J Chromatogr 1987; 414: 285-300 72. Rodriguez C, Bernard N, J ulian C, Cuisinaud G, Sassard J. Routine analysis of catecholamines and metabolites in urine by liquid chromatographic column switching system. Int J Environ Anal Chem 1986; 25: 235-55. 73. Panholzer TJ , Beyer J, Lichtwald K, Coupled-column liquid chromatographic analysis of catecholamines, serotonin and metabolites in human urine. Clin Chem 1999; 45: 262-8. 74. Green B, Cooper J DH, Turnell DC. An automated method for the analysis of urinary catecholamines using ASTED and high pressure liquid chromatography. Ann Clin Biochem 1989; 26: 361-7. 75. Eisenhofer G, Keiser H, Friberg P, Mezey E, Thanh Truc H, Hiremagalur B, et al. Plasma metanephrines

are markers phaeochromocytoma produced by catechol-O-methyltransferase within tumours. J Clin Endocrinol Metab 1998; 83: 2175-85. 76. Moleman P. Effect of diet on urinary excretion of unconjugated catecholamines and some of their metabolites in healthy control subjects. Clin Chim Acta 1990; 189: 19-24. 77. Shoup RE, Kissenger PT. Determination of urinary normetanephrine, metanephrine and 3-methoxytyramine by liquid chromatography with amperometric detection. Clin Chem 1977; 23: 1268-74 . 78. Lenders J WM, Keiser HR, Goldstein DS, Willemsen J J , Friberg P, Jacobs M-C, Kloppenborg PWC, Thien T, Eisenhofer G. Plasma metanephrines in the diagnosis of phaeochromocytoma. Ann Intern Med 1995; 123: 101-9. 79. Buu NT, Angers M, Chevalier D, Kuchel O. A new method for the simultaneous analysis of free and sulfocon jugated normetanephrine, metanephrine and 3-methoxytiramine in human urine by HPLC with electrochemical detection, J Lab Clin Med 1984; 104: 425-32. 80. Abeling NA. Van Gennip AH, Overmars H, Voute PA. Simultaneous determination of catecholamines and metanephrines by HPLC with fluorometric detection. Clin Chim Acta 1984; 137: 211-26. 81. Davidson DF. Phaeochromocytoma with normal catecholamines: the potential value of urinary free metadrenalines. Ann Clin Biochem 2002; 39: 557-66 . 82. Smith ERB, Weill-Malherbe H. Metanephrine and normetanephrine in human urine; method and results. J Lab Clin Med 1962; 60: 212-23. 83. J ohnston LV, Reese M, Nelson DH. Interference in Pisano’s urinary metadrenaline assay after use of xray contrast media. Clin Chem 1972; 18: 209-11. 84. Orsulak PJ , Kizulka P, Grab E, Schildkraut J . Determination of urinary metanephrines by radial compression liquid chromatography and electrochemical detection. Clin Chem 1983; 29: 305-9. 85. Gupta RN. Improved sample preparation in determination of urinary metanephrines by liquid chromatography with electrochemical detection. Clin Chem 1990; 36: 538-40. 86. J ackman GP. A simple method for the assay of urinary metanephrines using high performance liquid chromatography with fluorescente detection. Clin Chim Acta 1982; 120: 137-42. 87. Canfell C, Binder SR, Khayam-Bashi H. Quantification of urinary normetanephrine and metanephrine by reverse phase extraction and mass-fragmentographic analysis. Clin Chem 1982; 28: 25-8. 88. Chan EC, Ho PC. High performance liquid chromatography/atmospheric pressure chemical ionization mass spectrometric method for the analysis of catecholamines and metanephrines in human urine. Rapid Cumm Mass Spectrometry 2000; 14: 1959-66. 89. Kema IP, Meiborg G, Nagel GT, Stob GJ, Muskiet FAJ . Isotope dilution ammonia chemical ionization mass fragmentographic analysis of urinary 3-0-methylated


238 Tema deinterés catecholamine metabolites. J Chromatogr 1993; 617: 181-9. 90. Chan EC, Wee PY, Ho PY, Ho PC. High performance liquid chromatographic assay for catecholamines and metanephrines using fluorimetric detection with precolumn 9-fluorenymethyl-oxycarbonyl chloride derivatization. J Chrom Biomedical Sciences 2000; 749: 179-89. 91. Panholzer T J , Beyer J, Lichtwald K. Coupled-column liquid chromatographic analysis of catecholamines, serotonin and metabolites in human urine. Clin Chem 1999; 45: 262-8. 92. Gamache PH, Kingery ML, Acworth IN. Urinary metanephrine and normetanephrine determined without extraction by using liquid chromatography and coulometric array detection. Clin Chem 1993; 39: 1825-30. 93. Stewart MF, Reed P, Weinkove C, Moriarty KJ , Ralston AJ . Biochemical diagnosis of phaeochromocytoma: two instructive case reports. J Clin Pathol 1993; 46: 280-2. 94. Willemsen J J , Ross A, Wolthers BG, Sweep CGJ , Kema IP. Evaluation of specific high performance liquid chromatographic determinations of urinary metanephrine and normetanephrine by comparison with isotope dilution mass spectrometry. Ann Clin Biochem 2001; 38: 722-30. 95. Crockett DK, Frank EL, Roberts WL. Rapid analysis of metanephrine and normetanephrine in urine by gas chromatography-mass spectrometry. Clin Chem 2002; 48: 332-7. 96. Taylor RL, Singh RJ . Validation of liquid chromatography-tandem mass spectrometry method for analysis of urinary conjugated metanephrine and normetanephrine for screening of phaeochromocytoma. Clin Chem 2002; 48: 533-9. 97. Peuler J D, J ohnson GA. Simultaneous single isotope radioenzymatic assay of norepinephrine, epinephrine and dopamine. Life Sci 1977; 21: 625-36. 98. Nyyssonen K, Parvianen MT. Plasma catecholamines: laboratory aspects. Crit Rev Clin Lab Sci 1989; 27: 211-36. 99. Mitsui A, Nohta A, Ohkura Y. High-performance liquid chromatography of plasma catecholamines using 1,2diphenylethylenediamine as precolumn fluorescence derivatization reagent. J Chromatogr 1985; 344: 61-7. 100. Yui Y, Fujita T, Yamamoto T, I tokawa Y, Kawai C. Liquid-chromatographic determination of norepinephrine and epinephrine in human plasma. Clin Chem 1980; 26: 194. 101. Frayn KN, Maycock PM. Sample preparation with ionexchange resin before liquid chromatographic determination of plasma catecholamines. Clin Chem 1983; 29: 1426. 102. Davis GC, Kissinger PT, Shoup RE. Strategies for determination of serum or plasma norepinephrine by reverse phase liquid chromatography. Life Sci 1981; 53: 156-64.


103. Goto M, Sakurai E, Ishii D. Determination of catecholamines in human serum by micro high performance liquid chromatography with micro precolumn and dual electrochemical detection. J Chromatogr 1983; 275: 271-9. 104. Bartlett WA. Effects of mobile phase composition on the chromatographic behavior of catecholamines and selected metabolites. J Chromatogr Biomed Appl 1989; 493: 1-14. 105. Krstulovic AM. Investigations of catecholamine metabolism using high performance liquid chromatography: analytical methodology and clinical applications. J Chromatogr Biomed Appl 1982; 229: 1-34. 106. Hjemdahl P. Plasma catecholamines: analytical challenges and physiological limitations. Baillières Clin Endocrinol Metab 1993; 7: 307-53. 107. Dutton J , Hodgkinson AJ , Hutchinson G, Roberts NB. Evaluation of a new method for the analysis of free catecholamines in plasma using automated sample trace enrichment with dialysis and HPLC. Clin Chem 1999; 45: 394-9. 108. Eisenhofer G. www.catecholamines.org/labprocedure/procedure/plasmacat.htm. 109. Raber W, Raffesberg R, Bischof M, Scheuba C, Niederle B, Gasic S, et al. Diagnostic efficacy of unconjugated plasma metanephrines for the detection of phaeochromocytoma. Arch Intern Med 2000; 160: 2957-63. 110. Eisenhofer G, Lenders J WM, Linehan WM, Walther MM, Goldstein DS, Keiser HR. Plasma normetanephrine and metanephrine for detecting phaeochromocytoma in Von Hippel-Lindau disease and multiple endrocrine neoplasia type 2. N Engl J Med 1999; 340: 1872-9. 111. Roden M, Raffesberg W, Raber W, Bernroider E, Niederle B, Waldhäusl W, et al. Quantification of unconjugated metanephrines in human plasma without interference by acetaminophen. Clin Chem 2001; 47: 1061-7. 112. Grouzmann E, Fathi M, Gillet M, de Torrenté A, Cavadas C, Brunner H, et al. Disappearance rate of catecholamines, total metanephrines and neuropeptide Y from the plasma of patients after resection of phaeochromocytoma. Clin Chem 2001; 1075-82. 113. Kobayashi K, De Quattro V, Bornheimer J, Kolloch R, Miano L. Plasma normetadrenaline: a biochemical marker of sympathetic nerve function in man. Life Sci 1980; 26: 1821-6. 114. Foti A, Adachi M, De Quattro. The relationship of free conjugated normetadrenaline in plasma and spinal fluid of hypertensive patients. J Clin Endocrinol Metab 1982; 55: 81-6. 115. Ishimitsu T, Hirose S. Simultaneous assay of 3,4dihydroxyphenyl alanine, catecholamines and Omethylated metabolites in human plasma using high performance liquid chromatography. J Chromatogr 1985; 337: 239-48. 116. Pagliari R, Cottet-Emard J M, Peyrin L. Determination

Determinacióndecatecolaminas ysus metabolitos 239 of free and conjugated normetanephrine and metanephrine in human plasma by high performance liquid chromatography with electrochemical detection. J Chromatogr 1991; 563: 23-36. 117. Mornex R, Peyrin L, Pagliari R, Cottet-Emard J M. Measurement plasma methoxyamines for the diagnosis of phaeochromocytoma. Horm Res 1991; 36: 220-6. 118. Lenders J WM, Eisenhofer G, Armando I, Keiser HR, Goldstein DS, Kopin I J . Determination of metanephrines in plasma by liquid chromatography with electrochemical detection. Clin Chem 1993; 39: 97103. 119. Pallant A, Mathian B, Prost L, Theodore C, Patricot MC. Determination of plasma methoxyamines. Clin Chem Lab Med 2000; 38: 513-7. 120. Eisenhofer G. www.catecholamines.org/labprocedure/ procedure/plasmametanephrines.htm. 121. Wolthers BG, Kema IP, Volmer M, Wesemann R, Westermann, Manz B. Evaluation of urinary metanephrine and normetanephrine enzyme immunoassay (ELlSA) kits by comparison with isotope dilution mass spectrometry. Clin Chem 1997; 43: 114-20. 122. Eisenhofer G. Free or total metanephrines for the diagnosis of phaeochromocytoma: what is the difference? Clin Chem 2001; 47: 988-9. 123. Bravo EL. Plasma or urinary metanephrines for the diagnosis of phaeochromocytoma? That is the question. Ann Intern Med 1996; 125: 331-2. 124. Linuma K, Ikeda I, Ogihara T, Hashizume K, Kurata K, Kumahara Y. Radioimmunoassay of metanephrine and normetanephrine for diagnosis of phaeochromocytoma. Clin Chem 1994; 32: 1879-83. 125. Oishi S, Sanaki M, Ohno M, Sato T. Urinary normetanephrine and metanephrine measured by radioimmunoassay for the diagnosis of phaeochromocytoma: utility of 24-hour and random 1-hour determinations. J Clin Endocrinol Metab 1988; 67: 614-7. 126. Murphy J F, Davies DH, Smith CJ . The development of enzyme-linked immunosorbent assays (ELlSA) for the catecholamines adrenaline and noradrenaline. J Immunol Methods 1992; 154: 89-98. 127. Mellor GW, Gallacher G. Fluorescent polarization immunoassay of urinary vanillylmandelic acid. Clin Chem 1990; 36: 110-2. 128. Taran F, Frobert Y, Creminion C, Grassi J , Olichon D, Mioskowski C, et al. Competitive enzyme immunoassay with monoclonal antibody for homovanillic acid measurement in human urine samples, Clin Chem 1997; 43: 363-8. 129. Manz B, Lorey M, Heyn S, J acobs R, Krause U, Pollow K. New radioimmnoassays for epinephrine and norepinephrine in plasma and urine as well as metanephrine and normetanephrine in urine. GIT Labor-Medizin 1990; 5: 245-53. 130. Knoll E, Wisser H. Problems in the development of radioimmunoassay of catecholamines. J Clin Chem Clin Biochem 1984; 22: 741-9.

131. Kerbi R, Urban CE, Ambros PF, Lackner H, Ladenstein R, et al. Screening for neuroblastoma in late infancy by use of EIA (enzyme-linke immunoassay) method: 11500 screened in Austria. Eur J Cancer 1996; 32A: 2298-305. 132. Fitzgibbon M, FitzGerald RJ , Tormey WP, O’Meara A, Kenny D. Reference values for urinary HMMA, HVA, noradrenaline, adrenaline and dopamine excretion in children using HPLC with electrochemical detection. Ann Clin Biochem 1992; 29: 400-4. 133. Ito Y, Obara T, Okamoto T, Kanbe M, Tanaka R, Iihara M, et al. Efficacy of single voided urine metanephrine and normetanephrine assay for diagnosing phaeochromocytoma. World J Surg 1998; 22: 684-8. 134. Oishi S. Random one-hour urine catecholamines and 4-hydroxy-3-metoxy-mandelic acid assays for the diagnosis of phaeochromocytoma. Clin Chim Acta 1980; 103: 335-42. 135. Sullivan J M, Soloman HS. The diagnosis of phaeochromocytoma. Overnight excretion of catecholamine metabolites. J AMA 1975; 231: 618-9. 136. Heron E, Chatellier G, Billaud E, Foos E, Plouin P-F. The urinary metanephrine to creatinine ratio for the diagnosis of phaeochromocytoma. Ann Intern Med 1996; 125: 300-3. 137. Gowans EMS, Fraser CG. Biological variation of serum and urine creatinine and creatinine clearance: ramifications for interpretation of results and patient care. Ann Clin Biochem 1988; 25: 259-63. 138. Ganguly A, Henry DP, Yune HY, et al. Diagnosis and localization of phaeochromocytoma. Detection by measurement of urinary norepinephrine excretion during sleep, plasma norepinephrine concentration and computerized axial tomography (CT scan). Am J Med 1988; 84: 993-1000. 139. Townsend MM, Smith AJ . Factors influencing the urinary excretion of catecholamines in man. Clin Sci 1972; 44: 252-65. 140. Dabrowska B, Feltynowski T, Wcocial B, Szpak W, J anuszwicz W. Effect of removal of phaeochromocytoma on diurnal variability of blood pressure, heart rhythm, and excretion of catecholamines. J Hum Hypertens 1990; 4: 397-9. 141. MacDougall IC, Isles CG, Stewart H, Inglis GC, Finalyson J , Thompson I, et al. Overnight clonidine suppression test in the diagnosis and exclusion of phaeochromocytoma. Am J Med 1988; 84: 9931000. 142. Peaston RT, Lennard TWJ , Lai LC. Overnight excretion of urinary catecholamines and metabolites in the detection of phaeochromocytoma. J Clin Endocrinol Metab 1996; 81: 1378-84. 143. Boomsma F, Alberts G, van Eijk L, Man in’t Veld AJ , Schalekamp MA. Optimal collection and storage conditions for catecholamine measurements in human plasma and urine. Clin Chem 1993; 39: 2503-8. 144. Giles HG, Meggiorini S. Stability of catecholamines in urine. Clin Chem 1985; 29: 595.


240 Tema deinterés 145. McCreanor G, Patel D, Wright D. The effect of acid concentration on the stability of urinary free catecholamines. In: Martin SM, Halloran SP, eds. Proceedings of the ACB National Meeting 1993. London: The Association of Clinical Biochemists, 1993: 74. 146. Moleman P. Preservation of urine for assay of catecholamines and their metabolites. Clin Chem 1985; 31: 653-4. 147. Miki K, Sudo A. Effect of storage, time and temperature on stability of catecholamines, cortisol and creatinine. Clin Chem 1998; 44: 1759-61. 148. AI-Maney M, Reed P, Weinkove C. Ascorbic acid as a novel preservative for urinary catecholamines and metadrenalines. In: Martin SM, Halloran SP, eds. Proceedings of the ACB National Meeting 1999. London: The Association of Clinical Biochemists, 2001: 121. 149. Twomey PJ , Shearing CH. Stability of metadrenalines in urine from intensive care patients. In: Martin SM, Halloran SP, eds. Proceedings of the ACB National Meeting 2001. London: The Association of Clinical Biochemists, 2001: 73. 150. Goldstein DS. Sample handling and preparation for liquid chromatography and electrochemical assays for plasma catecholamines. In: Krsytulovic AM, ed. Quantitative Analysis of Catecholamines and Related Compounds. Chichester: Ellis Horwood, 1985: 126-36. 151. Hugh D, Grennan A, Abugila MA, Weinkove C. Ascorbic acid as an antioxidant in measurements of catecholamines in plasma. Clin Chem 1987; 33: 569-71. 152. Falconer AD, Lake D, Macdonald IA. The measurement of plasma noradrenaline by high performance liquid chromatography with electrochemical detection: an assessment of sample stability and assay reproducibility. J Neurosci Methods 1982; 2: 261-4. 153. Kushnir MK, Urry FM, Frank EL, Roberts WL, Shushan B. Analysis of catecholamines in urine by positive-ion electrospray tandem mass spectrometry. Clin Chem 2002; 48: 323-31. 154. Eisenhower G. Analytical differences between the determination of plasma catecholamines by liquid chromatography with electrochemical detection and radioenzymatic assay. J Chromatogr 1986; 377: 328-2. 155. Koller M. Results for 74 substances tested for interference with the determination of plasma catecholamines by high performance liquid chromatography with electrochemical detection. Clin Chem 1988; 34: 947-9. 156. Bouloux P-M, Perrett O. Interference of labetalol metabolites in the determination of plasma catecholamines by HPLC with electrochemical detection. Clin Chim Acta 1985; 150: 111-7. 157. Feldman J M. Falsely elevated urinary excretion of catecholamines and metanephrines in patients receiving labetalol therapy. J Clin Pharmacol 1987; 27: 288-92. 158. Binder SR, Biaggi ME. Analysis of urinary cate-


cholamines by high performance liquid chromatography in the presence of labetalol metabolites. J Chromatogr 1987; 385: 241-7. 159. Godfrey J A, Rickman OB, Williams AY, Thompson GB, Young WF. Phaeochromocytoma in a patient with end stage renal disease. Mayo Clin Proc 2001; 76: 953-57. 160. Kairisto V, Koskinen P, Mattila K, Puikkonen J , Virtanen A, Kantola I, et al. Reference intervals for 24-h urinary normetanephrine, metanephrine and 3methoxy-4-hydroxymandelic acid in hypertensive patients. Clin Chem 1992; 38: 416-20. 161. Standing S, Gardner SG, Shine B, Turner H, Wass J AH. Reference ranges for urinary metadrenalines in patient populations. British Endocrine Society, Endocrine Abstracts 2002; 3: P147. 162. Lake CR, Zeigler MG, Kopin IJ . Use of plasma norepinephrine for evaluation of sympathetic neural function in man. Life Sci 1976; 18: 1315-26. 163. Rosano TG. Liquid-chromatographic evaluation of age-related changes in the urinary excretion of free catecholamines in pediatric patients. Clin Chem 1984; 30: 301-2. 164. Nunez C, Ortiz-Apodaca MA. Excretion of free catecholamines by children. Eur J Clin Chem Clin Biochem 1994; 32: 461-3. 165. Reed P, Bu’lock D, J ones A, Layton T. Reference ranges for free catecholamine/creatinine ratios in random urines from normal children aged 5 to 16 years. Ann Clin Biochem 1991; 28: 297-8. 166. Henderson MJ , Heney D, McGinlay J M, Lewis I, Bailey C. Measurement of dopamine, HVA and HMMA in untimed urine samples: establishment of age related reference data in children. Ann Clin Biochem 1992; 29: 162-7. 167. Ein SH, Pullerits J , Creighton R, Balfe J W. Pediatric phaeochromocytoma. A 36 year review. Pediatr Surg Int 1997; 12: 595-8. 168. Fitzgibbon MC, Tormey WP. Paediatric reference ranges for urinary catecholamines/metabolites and their relevance in neuroblastoma diagnosis. Ann Clin Biochem 1994; 31: 1-11. 169. Pacak K, Linehan WM, Eisenhofer G, Walther MM, Goldstein DS. Recent advances in genetics, diagnosis, localization and treatment of phaeochromocytoma. Ann Intern Med 2001; 134: 315-29. 170. Editorial. Phaeochromocytoma still surprises. Lancet 1990; 335: 1189-90. 171. Shapiro B, Fig LM. Management of phaeochromocytoma. Endocrinol Metab Clin North Am 1989; 18: 443-81. 172. Baxter MA, Hunter P, Thompson GR, London DR. Phaeochromocytoma as a cause of hypotension. Clin Endocrinol 1992; 37: 304-6. 173. Bravo E. Phaeochromocytoma: new concepts and future trends. Kidney Int 1991; 40: 544-5. 174. St J ohn Sutton MG, Sheps SG, Lie J T. Prevalence of clinically unsuspected phaeochromocytoma: review

Determinacióndecatecolaminas ysus metabolitos 241 of a 50-year autopsy series. Mayo Clin Proc 1981; 56: 354-9. 175. Manger WM, Gifford RW J r. Phaeochromocytoma. In: Laragh J H, Brenner BM, eds. Hypertension: Pathophysiology, Diagnosis and Management. New York: Raven Press, 1990: 2225-44. 176. Erickson D, Kudva YC, Ebersold MJ , Thompson GB, Grant CS, van Heerden J A, et al. Benign paragangliomas: clinical presentation and treatment outcomes in 236 patients. J Clin Endocrinol Metab 2001; 86: 5210-6. 177. Peaston RT, Ibrahim IH, Woods D, Senior PA, Perros P. Clinical and biochemical findings in paragangliomas. British Endocrine Society, Endocrine Abstracts 2002; 3: P145. 178. Lenders J W, Pacak K, Walther MM, Linehan WM, Mannelli M, Friberg P, et al. Biochemical diagnosis of phaeochromocytoma: which test in best? J AMA 2002; 20: 1427-34. 179. Weise M, Merke DP, Pacak K. Utility of plasma free metanephrines for detecting childhood phaeochromocytoma. J Clin Endocrinol Metab 2002; 87: 1955-60. 180. Gerlo EAM, Sevens C. Urinary and plasma cate-

cholamines and urinary catecholamine metabolites in phaeochromocytoma: diagnostic value in 19 cases. Clin Chem 1994; 40: 250-6. 181. Bravo EL, Gifford RW. Phaeochromocytoma: diagnosis, localization and management. N Engl J Med 1984; 311: 1298-1303. 182. Plouin PF, Duclos J M, Menard J , Comoy E, Bohoun C, Alexandre JM. Biochemical tests for the diagnosis of phaeochromocytoma: urinary versus plasma determinations. BMJ 1981; 282: 853-4. 183. Hernandez FC, Sanchez M, Alvarez A, Diaz J , Pascual R, Perez M, et al. A five year report on experience in the detection of phaeochromocytoma. Clin Biochem 2000; 33: 649-55. 184. Grossman E, Goldstein DS, Hoffman A, Keiser HR. Glucagon and clonidine testing in the diagnosis of phaeochromocytoma. Hypertension 1991; 17: 733-41. 185. Sawka AM, J aeschlke R, Singh RJ, Young WF J r. A comparison of biochemical tests for phaeochromocytoma: measurement of fractionated plasma metanephrines compared with the combination of 24-hour urinary metanephrines and catecholamines. J Clin Endocrinol Metab 2003; 88: 553-8.


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