UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE CIUDAD JUÁREZ
INSTITUTO DE CIENCIAS BIOMEDICAS LICENCIATURA EN QUÍMICO FARMACÉUTICO BIÓLOGO
MANUAL DE PRÁCTICAS
LAB. DE BIOLOGIA CELULAR
Actualización: Diciembre, 2014 1/40
INSTRUCCIONES GENERALES Para el desarrollo de las prácticas es conveniente tener en cuenta algunas normas elementales que deben ser observadas con todo cuidado. 1. Antes de realizar una práctica, debe leerse detenidamente para adquirir una idea clara de su s u objetivo, fundamento y técnica. Los resultados deben ser siempre anotados cuidadosamente a penas se conozcan. 2. El orden y la limpieza deben presidir p residir todas las experiencias de laboratorio. En consecuencia, al terminar cada práctica se procederá a limpiar cuidadosamente el material que se ha utilizado. Cada grupo de estudiantes será responsable de su área de trabajo y su material. 3. Antes de utilizar un compuesto hay ha y que revisar la etiqueta para asegurar que es el que se necesita y los posibles riesgos de su manipulación. 4. No devolver nunca a los frascos de origen los sobrantes de los productos utilizados sin consultar con el profesor. 5. No tacar con las manos y menos con la boca los productos químicos. 6. Todo el material, especialmente los aparatos delicados, d elicados, como lupas y microscopios, deben manejarse con cuidado evitando los golpes o el forzar sus su s mecanismos. 7. Los productos inflamables (gases, alcohol, éter, etc.) deben mantenerse alejados de las llamas de los mecheros. Si hay que calentar tubos de ensayo con estos productos, se hará al baño María, nunca directamente a la llama. l lama. Si se manejan m anejan mecheros de gas se debe tener mucho cuidado de cerrar las llaves de paso al apagar la llama. 8. Cuando se manejan productos corrosivos (ácidos, álcalis, etc.) deberá hacerse co n cuidado para evitar que salpiquen el cuerpo o la ropa. Nunca se verterán bruscamente en los tubos de ensayo, sino que se dejarán resbalar suavemente por su pared. 9. Cuando se quiera diluir un ácido, nunca se debe agregar agua sobre ellos, siempre al contrario: ácido sobre agua. 10. Cuando se vierta un producto líquido, el frasco que lo contiene se in inclinará clinará de forma que la etiqueta quede en la parte p arte superior para evitar que si escurre líquido se deteriore dicha etiqueta y no se pueda identificar el contenido del mismo. 11. No pipetear nunca con la boca. Se debe utilizar la bomba manual, una jeringuilla que se disponga en el laboratorio. 12. Las pipetas se cogerán de forma que, sea el dedo índice el que tape su s u extremo superior para regular la caída de líquido. 13. Al enrasar un líquido con una determinada división d ivisión de escala graduada debe evitarse el error de paralaje levantando el recipiente graduado a la altura de los ojos para que la visual al enrase sea horizontal. 14. Cuando se calientan a la llama tubos de ensayo que contengan líquidos debe evitarse la ebullición violenta por el peligro que existe de producir salpicaduras. El tubo de ensayo se acercará a la llama inclinado y procurando que ésta actúe sobre la mitad superior del contenido y, cuando se observe que se inicia la ebullición rápida, se retirará, acercándolo nuevamente a los pocos segundos y retirándolo otra vez al producirse una nueva ebullición, realizando así un calentamiento intermitente. En cualquier caso, se evitará dirigir la boca del tubo hacia la cara o hacia otra persona. 15. Cualquier material de vidrio no debe enfriarse bruscamente justo después de haberlos calentado con el fin de evitar roturas. 16 Los cubreobjetos y portaobjetos deben tomarse por los bordes para evitar que se engrasen.
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PRACTICA 1 EL USO DEL MICROSCOPIO
PARTES DEL MICROSCOPIO ÓPTICO Sistema óptico OCULAR: Lente situada cerca del ojo del observador. Amplía la imagen del objetivo. OBJETIVO: Lente situada cerca de la preparación. Amplía la imagen de ésta. CONDENSADOR: Lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación. DIAFRAGMA: Regula la cantidad de luz que entra en el condensador. FOCO: Dirige los rayos luminosos hacia el condensador.
Sistema mecánico SOPORTE: Mantiene la parte óptica. Tiene dos partes: el pie o base y el brazo. PLATINA: Lugar donde se deposita la preparación. p reparación. CABEZAL: Contiene los sistemas de lentes oculares. Puede ser monocular, binocular, …
REVÓLVER: Contiene los sistemas de lentes objetivos. Permite, al girar, cambiar los objetivos. TORNILLOS DE ENFOQUE: Macrométrico que aproxima el enfoque y micrométrico que consigue el enfoque correcto. 3/40
d el microscopio, su uso y cuidado. OBJETIVO. Que el alumno se familiarice con las partes del
MANEJO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO 1. Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina completamente. Si el microscopio se recogió correctamente en el uso anterior, ya deberá estar en esa condición. co n las pinzas metálicas. 2. Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con ( ya está en posición) o colocar el de 10 aumentos (10x) si la 3. Comenzar la observación con el objetivo de 4x (ya preparación es de bacterias.
4. Para realizar el enfoque: a. Acercar al máximo la lente del objetivo a la preparación, empleando el tornillo macrométrico. Esto debe hacerse mirando directamente y no a través del ocular, ya que se corre el riesgo de incrustar el objetivo en la preparación pudiéndose dañar alguno de ellos o ambos.
. Mirando, a través de los oculares, ir separando lentamente el objetivo de la preparación con el macrométrico y, cuando se observe nítida la muestra, girar el micrométrico hasta obtener un enfoque fino. suficien te con mover un poco el 5. Pasar al siguiente objetivo. La imagen debería estar ya casi enfocada y suele ser suficiente micrométrico para lograr el enfoque fino. Si al cambiar de objetivo se perdió por completo la imagen, es preferible volver a enfocar con el objetivo anterior y repetir la operación desde el paso 3. El objetivo de 40x enfoca a muy p oca distancia de la preparación y por ello es fácil que ocurran dos tipos de percances: incrustarlo en la preparación si se descuidan las precauciones anteriores y mancharlo con aceite de inmersión si se observa una preparación que ya se enfocó con el objetivo de inmersión.
6. Empleo del objetivo de inmersión: a. Bajar totalmente la platina. . Subir totalmente el condensador para ver claramente el círculo de luz que nos indica la zona que se va a visualizar y donde habrá que echar el aceite. in mersión dejándolo a medio camino entre éste y el de x40. x40 . c. Girar el revólver hacia el objetivo de inmersión
d. Colocar una gota mínima de aceite de inmersión sobre el círculo de luz. pos ición del objetivo de inmersión. e. Terminar de girar suavemente el revólver hasta la posición
f.
Mirando directamente al objetivo, subir la platina lentamente hasta que la lente toca la gota de aceite. En ese momento se nota como si la gota ascendiera y se adosara a la lente.
g. Enfocar cuidadosamente con el micrométrico. La distancia de trabajo en tre el objetivo de inmersión y la preparación es mínima, aun menor que con el de 40x por lo que el riesgo riesgo de accidente es grande.
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h. Una vez se haya puesto aceite de inmersión sobre la preparación, ya no se puede volver a usar el objetivo 40x sobre esa zona, pues se mancharía de aceite. Por tanto, si desea enfocar otro campo, hay que bajar la platina y repetir la operación desde el paso 3.
i.
Una vez finalizada la observación de la preparación se baja la platina y se coloca el objetivo de menor aumento girando el revólver. En este momento ya se puede retirar la preparación de la platina. Nunca se debe retirar con el objetivo de inmersión en posición de observación.
.
Limpiar el objetivo de inmersión con cuidado empleando un papel especial para óptica. Comprobar también que el objetivo 40x está perfectamente limpio.
MANTENIMIENTO Y PRECAUCIONES 1. Al finalizar el trabajo, hay que dejar puesto el objetivo de menor aumento en posición de observación, asegurarse de que la parte mecánica de la platina no sobresale del borde de la misma y dejarlo cubierto con su funda.
2. Cuando no se está utilizando el microscopio, hay que mantenerlo cubierto con su funda para evitar que se ensucien y dañen las lentes.
3. Nunca hay que tocar las lentes con las manos. Si se ensucian, limpiarlas muy suavemente con un papel de filtro o, mejor, con un papel de óptica.
4. No dejar el portaobjetos puesto sobre la platina si no se está utilizando el microscopio. 5. Después de utilizar el objetivo de inmersión, hay que limpiar el aceite que queda en el objetivo con pañuelos especiales para óptica o con papel de filtro (menos recomendable). En cualquier caso se pasará el papel por la lente en un solo sentido y con suavidad. Si el aceite ha llegado a secarse y pegarse en el objetivo, hay que limpiarlo con una mezcla de alcohol -acetona (7:3) o xilol. No hay que abusar de este tipo de limpieza, porque si se aplican estos disolventes en exceso se pueden dañar las lentes y su sujeción.
6. No forzar nunca los tornillos giratorios del microscopio (macrométrico, micrométrico, platina, revólver y condensador).
7. El cambio de objetivo se hace girando el revólver y dirigiendo siempre la mirada a la preparación para prevenir el roce de la lente con la muestra. No cambiar nunca de objetivo agarrándolo por el tubo del mismo ni hacerlo mientras se está observando a través del ocular.
8. Mantener seca y limpia la platina del microscopio. Si se derrama sobre ella algún líquido, secarlo con un paño. Si se mancha de aceite, limpiarla con un paño humedecido en xilol.
9. Es conveniente limpiar y revisar siempre los microscopios al f inalizar la sesión práctica. RESULTADOS 1.- Realice una introducción al tema y mencione nuevamente el objetivo del esta práctica. 2.- Mencione el material con que trabajo y si fue necesario algún tipo de preparación o procedimiento. 3.- Incluya en su reporte dibujos, esquemas o fotografías de sus observaciones, haga señalamientos en los mismos 5/40
indicando qué es cada parte incluida en sus dibujos o esquemas.
4.- Para finalizar su reporte elabore algunas conclusiones sobre s u aprendizaje del tema. 5.- Reportar la(s) fuente(s) bibliográfica(s) consultada(s).
PRACTICA 2 OBSERVACIÓN DE LEUCOPLASTOS: AMILOPLASTOS OBJETIVO. Que el alumno reconozca los amiloplastos, estos son un tipo de plastos que no contienen pigmentos y su función es de almacenar almidón de reserva en ciertas células vegetales.
MATERIAL -
Microscopio
-
Portaobjetos
-
Cubreobjetos
-
Escalpelo
-
Pinzas
-
Agujas de disección
-
Papa o plátano
-
Lugol
METODO 1. Utilizando un escalpelo, cortar una capa muy delgada de papa o plátano. 2. Colocar en un portaobjetos y con ayuda de una aguja de disección deshacer el tejido. 3. Añadir unas cuantas gotas de lugol y esperar unos 2 -3 minutos. 4. Colocar encima un cubreobjetos y comprimir suavemente con los dedos hasta obtener un completo aplastamiento del fragmento. 5. Lleva la preparación a la platina del microscopio y realiza una observación con pequeños aumentos. Selecciona el mejor grupo de células y pasa a mayores aumentos. 6. Identifica las células y los amiloplastos, estos tienen forma muy variada, esféricos, ovales, alargados y normalmente muestran una deposición en capas alrededor de un punto, el hilo.
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RESULTADOS 1.- Realice una introducción al tema. 2.- Mencione nuevamente el objetivo del esta práctica. 3.- Mencione el material (de laboratorio y biológico) con que utilizo. 4.- Repita cada paso en la preparación o procedimiento del material para su observación. 5.- Reporte dibujos, esquemas o fotografías de sus observaciones y haga los señalamientos pertinentes. 6.- Para finalizar su reporte elabore algunas conclusiones sobre s u aprendizaje del tema. 7.- Reportar la(s) fuente(s) bibliográfica(s) consultada(s).
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PRACTICA 3 OBSERVACIÓN DE CÉLULAS DEL TEJIDO ADIPOSO OBJETIVO Que el alumno reconozca las células del tejido animal graso.
MATERIAL -
Tocino u otra grasa animal
-
Bisturí o escalpelo
-
Porta y cubreobjetos
-
Formol
-
Sudán III
-
Frasco lavador
-
Cubeta de tinción
-
Microscopio
METODO 1. Con ayuda de un bisturí, cortar una finísima capa de grasa, colocarla en un porta y cubrirla con unas gotas de formol. Dejar actuar 4 minutos.
2. Lavar la muestra con agua y cubrirla con unas gotas de Sudán III. Dejar actuar unos 5 minutos. 3. Volver a lavar la preparación con agua, cubrirla con un cubreobjetos y observar al microscopio. RESULTADOS 1.- Realice una introducción al tema. 2.- Mencione nuevamente el objetivo del esta práctica. 3.- Mencione el material (de laboratorio y biológico) con que utilizo. 4.- Repita cada paso en la preparación o procedimiento del material para su observación. 5.- Realice un esquema, dibujo o fotografía que muestre sus observaciones. 6.- Conteste el cuestionario. 7.- Para finalizar su reporte elabore algunas conclusiones sobre s u aprendizaje del tema. 8.- Reportar la(s) fuente(s) bibliográfica(s) consultada(s). CUESTIONARIO
1. ¿Por qué hay que teñir con Sudán III? 2. ¿Para qué sirve el formol? 8/40
PRACTICA 4 PREPARACIÓN DE UN FROTIS BACTERIANO Se denomina frotis a la extensión que se realiza sobre un portaobjetos de una muestra o cultivo. El objeto es separar lo más posible los microorganismos para obtener una imagen clara y nítida. El frotis posteriormente deberá ser fijado al vidrio del portaobjetos para poder aplicar los métodos habituales de tinción que permitan la observación de las bacterias al microscopio, sin que la muestra sea arrastrada en los sucesivos lavados. La fijación de una extensión bacteriana hace que las bacterias queden inactivadas y adheridas al vidrio alterando lo menos posible su morfología y las posibles agrupaciones celulares que pudiera haber.
OBJETIVO Que el alumno se familiarice con la técnica directa de observación de bacterias y aprenda a fijar por métodos químicos y físicos.
MATERIAL Microscopio Aceite de inmersión Cubre y portaobjetos Goteros Mechero Asa de siembra
Cultivo bacteriano Metanol Safranina Violeta de Genciana Azul de Metileno
REALIZACIÓN DEL FROTIS 1. Colocar una pequeña gota de agua en el centro de un portaobjetos limpio. Es necesaria muy poca cantidad de agua, por lo que se puede usar el asa de siembra, ya que en el extremo curvo de su filamento queda retenida una mínima gota de agua, que resulta suficiente. 2. Flamear el asa de siembra, tomar, en condiciones asépticas, una pequeña cantidad del cultivo bacteriano en medio sólido y transferirlo a la gota de agua. Remover la mezcla con el asa de siembra hasta formar una suspensión homogéneaquequedebastanteextendidaparafacilitarsusecado. Si la muestra se toma de un cultivo en medio líquido, no es necesario realizar los dos primeros pasos ya que basta con colocar y extender una gota de la suspensión bacteriana, que se toma con el asa de siembra, directamente sobre el portaobjetos. 3. Esperar hasta que el líquido se evapore o acelerar su evaporación acercando el portaobjetos a la l lama del mechero. En este caso, hay que tener mucha precaución de no calentar demasiado pues las células pueden deformarse o romperse.
FIJACIÓN DE LAS BACTERIAS AL PORTAOBJETOS 4. Por calor: Pasar tres veces el portaobjetos por la llama durante unos segundos. Dejar enfriar el porta entre los pases. 9/40
5. Con metanol (para bacterias procedentes de medio líquido). Añadir unas gotas de metanol sobre la extensión completamente seca. Golpear el portaobjetos por su canto con cuidado contra la mesa de trabajo para retirar de inmediato el exceso de metanol. Esperar a que el metanol se evapore completamente. Una vez realizado el frotis y fijadas las bacterias, las preparaciones pueden ser observadas al microscopio, aunque carecen de contraste. Lo normal es continuar con el proceso de tinción.
TINCIÓN DEL FROTIS BACTERIANO 6. Cubrir el frotis con abundante colorante y dejarlos actuar durante el tiempo que indique el protocolo de cada tinción concreta. Suele oscilar entre 1 y 5 minutos. 7. Lavar la preparación con agua para eliminar el colorante. Esta operación se realiza inclinando el portaobjetos y aplicando el chorro de agua en su parte superior de manera que resbale sobre el frotis, pero sin que vaya dirigido directamente sobre él, pues podría arrastrar parte del frotis consigo. Eliminar la máxima cantidad de agua de los portaobjetos golpeándolos por su canto con cuidado contra la superficie de la mesa de trabajo. 8. Secar el porta presionando entre dos papeles de filtro, pero en ningún caso se debe frotar. 9. Observar la preparación al microscopio llegando hasta el máximo aumento. Se debe usar el aceite de inmersión.
MONTAJE DEFINITIVO DE LA PREPARACIÓN La técnica siguiente es de aplicación para cualquier preparación microscópica que se desee montar de forma definitiva. Se anotará en un extremo del portaobjetos el contenido de la preparación, la fecha y, en su caso, el nombre del alumno. 10. Pasar sucesivamente los portaobjetos por las siguientes so luciones manteniéndolos un mínimo de 5 minutos en cada baño. La serie de alcoholes puede modificarse en función de la disponibilidad de los reactivos, pero el objetivo es que la preparación quede totalmente deshidratada. Escurrir bien el reactivo antes de introducirlo en el siguiente baño.
a) ) c) d) e)
Alcohol de 70º Alcohol de 95º Acetona pura Acetona-xilol (1:1) Xilol
11. Montar la preparación. Emplear bálsamo de Canadá, Euparal o algún medio de montaje sintético. Utilizar preferiblemente cubreobjetos de 22x22 mm.
RESULTADOS 1.- Realice una introducción al tema y mencione nuevamente el objetivo del esta práctica. 2.- Mencione el material (de laboratorio y biológico) con que trabajo. 3.- Repita cada paso en la preparación o procedimiento del material para su observación. 4.- Reporte dibujos, esquemas o fotografías de sus observaciones. Señale en los mismos indicando cada parte incluida en sus dibujos o esquemas.
5.- Para finalizar su reporte elabore algunas conclusiones sobre s u aprendizaje del tema. 6.- Reportar la(s) fuente(s) bibliográfica(s) consultada(s).
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PRACTICA 5 OBSERVACIÓN DE BACTERIAS
OBJETIVOS 1. 2. 3. 4.
Realizar una tinción simple de bacterias procedentes de distintas muestras naturales. Realizar dos tipos de fijaciones bacterianas y saber en qué casos se recomienda una u otra. Observar la morfología bacteriana y aprender a distinguir los distintos tipos de agrupaciones que existen. Practicar con el microscopio al máximo aumento y con el correcto empleo del aceite de inmersión.
MATERIALES - Muestras bacterianas de origen natural: yogur, vinagre, sarro dental, suelo, etc. - Mechero Bunsen o de alcohol - Asa de siembra - Goteros - Agujas de disección - Portaobjetos y cubreobjetos - Metanol - Colorantes para tinción: a) Solución de cristal violeta al 1% b) Solución de safranina al 0,5% c) Azul de metileno al 1% - Microscopio - Aceite de inmersión
BACTERIAS DEL YOGURT El yogurt es un producto lácteo producido por la fermentación natural de la leche. A escala industrial se realiza la fermentación añadiendo a la leche dosis del 3-4% de una asociación de dos cepas bacterianas: el Streptococcus termophilus, poco productor de ácido, pero muy aromático, y el Lactobacillus bulgaricus, muy acidificante. En esta
preparación se podrán, por tanto, observar dos morfologías bacterianas distintas (cocos y bacilos) y un tipo de agrupación (estreptococos, cocos en cadenas arrosariadas). Además, el tamaño del lactobacilo (unos 30 μm de longitud) facilita la observación aunque no se tenga mucha práctica con el enfoque del microscopio.
1. Realizar el frotis disolviendo una mínima porción de yogur en una pequeña gota de agua. 2. Fijar con metanol para eliminar parte de la grasa. 3. Teñir con un colorante cualquiera de los arriba indicados durante 1-2 minutos. 4. Observar al máximo aumento del microscopio.
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BACTERIAS DEL VINAGRE El vinagre es una solución acuosa rica en ácido acético resultante de la fermentación espontánea del vino o de bebidas alcohólicas de baja graduación. La acetificación del vino es producida por bacterias aeróbicas del ácido acético, principalmente Acetobacter aceti, aunque también Gluconobacter. Se trata de bacilos rectos con flagelos polares.
1. Tomar con una aguja enmangada una pequeña porción de madre de vinagre natural o de la telilla que se forma sobre la superficie de los vinos agriados.
2. Extender la muestra en el portaobjetos con una gota de agua y hacer el frotis. 3. Dejar secar y fijar con calor. 4. Teñir 2-3 minutos, lavar el exceso de colorante y secar.
BACTERIAS DEL SARRO DENTAL El sarro dental es un depósito consistente y adherente localizado sobre el esmalte de los dientes. Está constituido principalmente por restos proteicos, sales minerales y bacterias ju nto con sus productos metabólicos. La flora bacteriana de la cavidad bucal es muy variable dependiendo de las condiciones que se den en el momento de hacer la preparación, pero suelen abundar bacterias saprófitas, pudiéndose observar gran variedad de morfologías: espiroquetas, cocobacilos, diplococos y bacilos.
1. Con una aguja enmangada tomar una pequeña porción de sarro dental y disolverla en una gota de agua sobre el portaobjetos.
2. Dejar secar y fijar con calor. 3. Teñir 2-3 minutos, lavar el exceso de colorante y secar.
BACTERIAS DEL SUELO La variedad de bacterias que pueden aparecer en una muestra de suelo es prácticamente infinita, muchas de ellas no cultivables en los laboratorios y algunas, incluso, desconocidas para los microbiólogos. Para recoger la muestra y hacer el frotis basta con dejar parcialmente enterrado en vertical un portaobjetos en la tierra de una maceta o de un jardín. Después de varios días, las bacterias se habrán adherido al vidrio y sólo habrá que fijarlas por calor y teñirlas con un colorante cualquiera. Previamente hay que limpiar los bordes del portaobjetos, así como la parte que no se va a teñir.
RESULTADOS 1.- Realice una introducción al tema y mencione nuevamente el objetivo del esta práctica. 2.- Mencione el material (de laboratorio y biológico) con que trabajo. 3.- Repita cada paso en la preparación o procedimiento del material para su observación. 4.- Reporte dibujos, esquemas o fotografías de sus observaciones. Señale en los mismos indicando cada parte incluida en sus dibujos o esquemas. 12/40
5.- Contestar el cuestionario. 6.- Para finalizar su reporte elabore algunas conclusiones sobre s u aprendizaje del tema. 7.- Reportar la(s) fuente(s) bibliográfica(s) consultada(s).
CUESTIONARIO 1.- ¿Qué tipos de morfología y agrupación aparecen en los frotis de los cultivos? 2.- ¿Qué fin tiene la fijación de muestras al realizar un frotis bacteriano? 3.- Señale las ventajas y desventajas de la tinción simple respecto del examen en fresco.
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PRACTICA 6 OBSERVACIÓN DE LOS PROTISTAS DE VIDA LIBRE OBJETIVO Que el alumno reconozca diferentes protistas de vida libre que se desarrollan en nuestro medio ambiente. Los estanques en tu escuela o colonia contienen muchos protistas e invertebrados. La composición de estas comunidades varia a través de los estanques y conforme avanza el año.
MATERIAL -
Gota de agua estancada Porta y cubreobjetos Goteros Microscopio Guías de identificación de Protistas
METODO Toma una gota de agua estancada y colócala en un portaobjetos. Cúbrela con un cubreobjetos. Observa al microscopio componentes celulares, especialmente: flagelos, cilios y diferentes medios d e locomoción.
RESULTADOS 1.- Realice una introducción al tema de Protistas 2.- Mencione nuevamente el objetivo del esta práctica. 3.- Mencione el material (de laboratorio y biológico) con que trabajo. 4.- Repita cada paso en la preparación o procedimiento del material para su observación. 5.- Reporte dibujos, esquemas o fotografías de sus observaciones. 6.- Para cada observación incluya la procedencia de la muestra y el nombre o grupo de cada uno de los protistas observados, apoyándose de guías de identificación o bibliografía.
7.- Para finalizar su reporte elabore algunas conclusiones sobre su aprendizaje del tema. 8.- Reportar la(s) fuente(s) bibliográfica(s) consultada(s).
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PRACTICA 7 REPRODUCCIÓN CELULAR: REPRODUCCIÓN ASEXUAL POR GEMACIÓN EN LEVADURAS OBJETIVO. Que el alumno reconozca la reproducción asexual en células eucariontes. MATERIAL -
Microscopio Portaobjetos Cubreobjetos Levadura de sobrecitos o en masa (de panadería) Tepache Alimentos fermentados Agua azucarada Aguja de disección Lactofenol-safranina
MÉTODO 1. Disolver con ayuda de una aguja de disección un poco de levadura sobre un porta que contenga 2 o 3 gotas de agua ligeramente azucarada. También pueden observarse levaduras en diversas muestras d e alimentos fermentados (en descomposición), o bien en el tepache (bebida preparada con la cascara de piña y agua, se dejar reposar de 2-3 días en in recipiente con tapa). 2. Colocar el cubreobjetos y observar al microscopio. 3. Repetir los pasos anteriores mezclando sobre el portaobjetos la su spensión acuosa de la levadura con una gota de lactofenol-safranina. Con este procedimiento se consigue una doble fin alidad: a) Ver mejor las células de las levaduras, teñidas por la safranina. b) Retrasar un poco el desprendimiento de las células hijas gracias a la acción desfavorable del fenol para la vida normal de las levaduras.
RESULTADOS 1.- Realice una introducción al tema. 2.- Mencione nuevamente el objetivo del esta práctica. 3.- Mencione el material (de laboratorio y biológico) con que trabajo. 4.- Repita cada paso en la preparación o procedimiento del material para su observación. 5.- Reporte dibujos, esquemas o fotografías de sus observaciones. 6.- Para cada observación incluya la procedencia de la muestra y sea especifico al señalar las estructuras internas de las levaduras y los brotes de la gemación.
7.- Para finalizar su reporte elabore algunas conclusiones sobre s u aprendizaje del tema. 8.- Reportar la(s) fuente(s) bibliográfica(s) consultada(s).
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PRACTICA 8 OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA DE HONGOS OBJETIVO Observar algunos representantes de hongos microscópicos que se encuentran en el ambiente. MATERIAL - Portaobjetos y cubreobjetos (22x22 mm) limpios y desengrasados con alcohol - Aguja de disección o lanceta - Pinzas - Cajas de Petri - Cinta adhesiva transparente - Trozo enmohecido de fruta o pan o un cultivo de hongos. - Solución de lactofenol al azul algodón - Microscopio óptico - Microscopio de disección o estereoscopio - Guía de identificación o bibliografía.
METODO Antes de comenzar con las preparaciones microscópicas, poner su muestra en una caja de Petri y observarla al microscopio de disección, así podrá distinguir la naturaleza filamentosa d e las células de los hongos (hifas) y buscar hacia los extremos de las hifas pequeñas protuberancias o zonas donde son producidas las esporas (esporangios o conidios). También deberá observar el color que presenta cada colonia de mohos.
Para la observación microscópica se utilizaran los métodos de observación en fresco y preparaciones con cinta adhesiva. Observar la morfología de los hongos y distinguir entre hifas septadas y no septadas, los distintos tipos de esporas y las estructuras que las originan.
Preparación en fresco de mohos o setas 1. Colocar sobre un portaobjetos una gota de solución de lactofenol no demasiado grande para evitar que el cubreobjetos flote y la preparación quede demasiado gruesa. Realizar la mism a operación en otro portaobjetos que se usará para lavar la muestra. 2. Tomar el material a observar en una mínima cantidad con agujas finas o lancetas procurando arrancarlo desde la base y disponerlo con cuidado sobre la gota de uno de los portaobjetos. Con esta especie de lavado se consigue desprender el exceso de conidios que casi siempre llenan estas preparaciones y que impiden ver lo que realmente interesa, los conidióforos. 3. Transportar el material con la lanceta a la gota del segundo portaobjetos que será ya el definitivo. Si se trata de hongos con picnidios (estructuras globosas tapizadas en su interior por los conidióforos), se aplastarán éstos ligeramente sobre la gota o se seccionarán con un bisturí. 4. Con agujas muy finas se distribuye el material en la gota de manera que no quede amontonado. 5. Colocar el portaobjetos poco a poco y empezando por un lado para evitar que se formen burbujas entre los dos vidrios.
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Preparación en cinta adhesiva 1. Colocar sobre un portaobjetos una gota de solución de lactofenol no demasiado grande para evitar que el cubreobjetos flote y la preparación quede demasiado gruesa. 2. Cortar un trozo de cinta adhesiva transparente de aproximadamente 2cm. 3. Tocar con el lado adhesivo de la cinta la superficie de la fruta o el pan enmohecidos o el borde de una colonia de hongo de un cultivo. En la zona central de una colonia puede haber una excesiva concentración de esporas. 4. Pegar la cinta adhesiva sobre la gota del portaobjetos. 5. Eliminar el colorante sobrante con un papel de filtro.
RESULTADOS 1.- Realice una introducción al tema. 2.- Mencione nuevamente el objetivo del esta práctica. 3.- Mencione el material (de laboratorio y biológico) con que trabajo. 4.- Repita cada paso en la preparación o procedimiento del material para su observación. 5.- Reporte dibujos, esquemas o fotografías de sus observaciones. 6.- Para cada observación incluya la procedencia de la muestra y sea específico al señalar las hifas, esporas y esporangios 7.- Responda el cuestionario. 8.- Para finalizar su reporte elabore algunas conclusiones sobre s u aprendizaje del tema. 9.- Reportar la(s) fuente(s) bibliográfica(s) consultada(s).
CUESTIONARIO 1. M encion e cómo eran las hifas (septa das o no septadas) en sus diferentes muestras.
2. Determine la forma, tamaño y disposición de las esporas en cada muestra con ayuda de la guía o bibliografía. 3. Observar el tipo de estructuras formadoras de esporas presentes en cada especie de moho con ayuda de la guía o bibliografía. 4. Mencione el color del micelio de sus muestras y trate de asociar con algún género. Hifas somáticas: A- Cenocítica B- Septadas 17/40
Esporangios
PRACTICA 9 CÉLULA VEGETAL OBJETIVO. Que el alumno reconozca diferentes estructuras y organelos de la célula vegetal.
MATERIAL -
Microscopio
-
Portaobjetos
-
Cubreobjetos
-
Agujas de disección
-
Pinzas
-
Escalpelo o navajas
-
Verde de metilo acético o azul de metileno
-
Gotero
-
Cebolla morada preferentemente
-
Agua azucarada o salada concentrada.
METODO 1. Separar una de las hojas de la cebolla y desprender la tenue membrana que está adherida por su cara inferior cóncava. Depositar el fragmento de membrana en un porta con unas gotas de agua. Si es preciso, estirar el trozo de epidermis con ayuda de dos agujas de disección Citoplasma
. 2. Escurrir el agua, añadir una gotas de verde de metilo acético (o azul de metileno) sobre la membrana solo si la cebolla es blanca y dejar actuar durante 5 minutos Membrana aproximadamente. ¡No debe secarse la epidermis por falta Núcleo
de colorante o por evaporación del mismo!
3. Con el gotero bañar la epidermis con agua abundante hasta que no suelte colorante.
4. Colocar sobre la preparación un cubreobjetos evitando que se formen burbujas y llevarla al microscopio. 5. Observa la preparación a distintos aumentos, empezando por el más baj o. Identifica las distintas células del tejido epidérmico y las de las hojas del bulbo de cebolla.
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6. Identifica las partes importantes de la célula vegetal: pared celular, núcleo y vacuola, los cloroplastos no se encontraran en este ejemplar debido a que es un órgano de perennación subterráneo. 7. Una vez realizado tus observaciones, por un lado del cubreobjetos agrega unas gotas de la solución azucarada o salada y deja que transcurran unos 15 minutos y observa la reacción de las células al incorporar en el medio un solvente concentrado de solutos.
RESULTADOS 1.- Realice una introducción al tema. 2.- Mencione nuevamente el objetivo del esta práctica. 3.- Mencione el material (de laboratorio y biológico) con que trabajo. 4.- Repita cada paso en la preparación o procedimiento del material para su observación. 5.- Reporte dibujos, esquemas o fotografías de sus observaciones y haga los señalamientos pertinentes. 6.- Explique qué sucedió con las células de su muestra de cebolla al agregarle el agua azucarada o salada. 7.- Para finalizar su reporte elabore algunas conclusiones sobre su aprendizaje del tema. 8.- Reportar la(s) fuente(s) bibliográfica(s) consultada(s).
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PRACTICA 10 OBSERVACIÓN DE CELULAS VEGETALES: LOS ESTOMAS OBJETIVO Que el alumno reconozca los estomas en la epidermis de la planta y sus partes.
MATERIAL -
Microscopio
-
Portaobjetos
-
Cubreobjetos
-
Cuentagotas con agua
-
Agujas enmangadas
-
Pinzas
-
Escalpelo
-
Un puerro o cebollita de Cambray (cebolla de rabo)
METODO 1. Retira una parte pequeña de la epidermis externa de la hoja de poro o cebollita y llévala sobre un porta en el que se ha colocado unas gotas de agua. Ten la precaución de que esté perfectamente extendida. 2. Pon el cubre y examina la preparación al microscopio. 3. Identifica en tu preparación la estructura de las células que aparecen en el esquema.
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RESULTADOS 1.- Realice una introducción al tema. 2.- Mencione nuevamente el objetivo del esta práctica. 3.- Mencione el material (de laboratorio y biológico) con que trabajo. 4.- Repita cada paso en la preparación o procedimiento del material para su observación. 5.- Reporte dibujos, esquemas o fotografías de sus observaciones y haga los señalamientos pertinentes. 6.- Responda el cuestionario. 7.- Para finalizar su reporte elabore algunas conclusiones sobre s u aprendizaje del tema. 8.- Reportar la(s) fuente(s) bibliográfica(s) consultada(s).
CUESTIONARIO 1. ¿Qué son los estomas?
2. ¿Cuál es su función?
3. ¿Poseen cloroplastos algunas de las células epidérmicas? 4. Mencione diferentes tipos de estomas entre las plantas, según el número y arreglo de las células acompañantes.
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PRACTICA 11 OBSERVACIÓN DE ESTOMAS OBJETIVO El alumno reconozca el aparato estomático en sus diferentes estados, es decir, ser capaz de reconocer el estoma abierto o cerrado en un periodo de varios minutos.
MATERIAL -
Hojas de Zebrina (o especies alternativas).
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Pinzas
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Porta y cubreobjetos
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Agua
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Solución salina
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Microscopio
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Escapelo o navaja
METODO Observar la superficie abaxial de una hoja. En la capa más externa se podrán ver los estomas, compuestos por células guarda, cuya función es controlar el intercambio de gases y vapor de agua en la planta a través de un poro u ostiolo. 1. Coloca una gota de agua en el centro del portaobjetos. 2. Romper un pedazo de la hoja de manera que un borde irregular de la epidermis aparezca en el lado de debajo de la hoja. 3. Utilizando pinzas, cuidadosamente tomar el borde de la hoja de la epidermis expuesta y desprender una pieza muy pequeña; colocar esta pieza de epidermis en la gota de agua del porta objetos. Algunas veces el tejido se enrosca y se pega a las pinzas si esto sucede, algunas veces se desenrollan cuando se coloca el tejido en el agua. Si no pasa esto, ayudarse de las pinzas o agujas de disección. 4. Colocar un cubre objetos sobre la muestra y observar al microscopio. 5. Buscar células en pares con forma de labios. Estas son las células guarda del estoma. 6. Localizar pares de células guarda abiertas, las cuales estarán arqueadas ligeramente, dejando un espacio entre ellas. 7. Dibujar el tejido epidérmico incluyendo las células guarda, células acompañantes y ostiolo. 8. Colocar una gota de solución salina en el portaobjetos adyacente al borde de cubre objetos. 9. Colocar un pequeña pieza de papel secante en el lado opuesto del cubre objetos. 10. Después de 30 minutos observar los efectos de la solución salina en las células guarda. Describa los cambios presentados. 22/40
RESULTADOS 1.- Realice una introducción al tema. 2.- Mencione nuevamente el objetivo del esta práctica. 3.- Mencione el material (de laboratorio y biológico) con que trabajo. 4.- Repita cada paso en la preparación o procedimiento del material para su observación. 5.- Reporte dibujos, esquemas o fotografías de sus observaciones y haga los señalamientos pertinentes. 6.- Responda el cuestionario. 7.- Para finalizar su reporte elabore algunas conclusiones sobre s u aprendizaje del tema. 8.- Reportar la(s) fuente(s) bibliográfica(s) consultada(s).
CUESTIONARIO
¿Cómo puede una célula regular el movimiento de dióxido de carbono, oxigeno, y vapor de agua hacia fuera y dentro de la hoja? ¿Cómo beneficiaría influenciar en el movimiento de estas moléculas?
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PRACTICA 12 OBSERVACIÓN DE CÉLULA VEGETAL CROMOPLASTOS OBJETIVO. Que el alumno reconozca organelos membranosos, como los cromoplastos de las células vegetales. MATERIAL -
Microscopio
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Portaobjetos
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Cubreobjetos
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Escalpelo
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Pinzas
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Tomate u otro vegetal de color anaranjado o amarillo.
METODO 1. Utilizando un escalpelo, corta en dos mitades el tomate. 2. Obtén, ayudándote de unas pinzas, un trozo de pulpa de tomate de la zona indicada en la figura de unos 2mm de grosor.
3. Deposítalo en el centro de un portaobjetos sin poner agua. 4. Coloca encima un cubreobjetos y comprime suavemente con los dedos hasta obtener un completo aplastamiento del fragmento de pulpa de tomate.
5. Lleva la preparación a la platina del microscopio y realiza una observación con pequeños aumentos. Selecciona el mejor grupo de células y pasa a mayores aumentos.
6. Identifica los distintos orgánulos celulares visibles y dibuja lo q ue observe en el apartado observaciones.
Vacuola
Núcleo 24/40
Cromoplasto
RESULTADOS 1.- Realice una introducción al tema. 2.- Mencione nuevamente el objetivo del esta práctica. 3.- Mencione el material (de laboratorio y biológico) con que utilizo. 4.- Repita cada paso en la preparación o procedimiento del material para su observación. 5.- Reporte dibujos, esquemas o fotografías de sus observaciones y haga los señalamientos pertinentes. 6.- Para finalizar su reporte elabore algunas conclusiones sobre s u aprendizaje del tema. 7.- Reportar la(s) fuente(s) bibliográfica(s) consultada(s).
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PRACTICA 13 OBSERVACIÓN DE CÉLULAS SANGUÍNEAS OBJETIVO Que el alumno reconozca las diferentes células y elementos sanguíneos humanos.
MATERIALES -
Microscopio Portaobjetos Mechero de alcohol Lanceta estéril Cubeta de tinción Frasco lavador Alcohol absoluto Hematoxilina Eosina
METODO Con la lanceta estéril realizar una punción en un pulgar. Depositar una gota de sangre en la parte central de un portaobjetos.
gota de sangre
Colocar un portaobjetos como indica el dibujo y deslizarlo sobre toda la superficie del porta de manera que se pueda obtener una fina película de sangre. El porta absorbe la gota y la arrastra, pero sin pasar nunca por encima de ella para no dañar los hematíes. Colocar el frotis de sangre sobre la cubeta de tinción y añadir unas gotas de alcohol absoluto y dejar que el alcohol se evapore para fijar la preparación. Cubrir con unas gotas de hematoxilina y dejar actuar durante 15 minutos. Evitar la desecación del colorante agregando más líquido. Lavar la preparación y añadir unas gotas de eosina dejándola actuar 1 minuto. Volver a lavar hasta que no queden restos de colorante. Dejar secar aireando el porta o bien al calor muy lento de la llama del mechero. Observar al microscopio. 26/40
OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA - Al microscopio se verán con un dominio predominante los glóbulos rojos, hematíes o eritrocitos teñidos de color rojo por la eosina. No tienen núcleo y son más delgados por el centro que por los bordes. - Los glóbulos blancos o leucocitos se identifican fácilmente por la presencia de núcleo, teñido de morado por la hematoxilina. Hay varias clases de leucocitos: + Linfocitos: de tamaño aproximado al de los glóbulos rojos, tienen un solo núcleo que ocupa casi todo el glóbulo. + Monocitos: son los leucocitos mayores, poco frecuentes normalmente, núcleo grande, redondo, son los más móviles y su función principal es la fagocitosis. + Polimorfonucleares: núcleo fragmentado o “arrosariado”. Pueden ser eosinófilos, neutrófilos y basófilos, con
abundantes granulaciones teñidas de rojo por la eosina. + Las plaquetas no serán visibles ya que precisan una técnica especial de tinción.
RESULTADOS 1.- Realice una introducción al tema. 2.- Mencione nuevamente el objetivo del esta práctica. 3.- Mencione el material (de laboratorio y biológico) con que utilizo. 4.- Repita cada paso en la preparación o procedimiento del material para su observación. 5.- Realice un esquema, dibujo o fotografía que muestre sus observaciones. 6.- Para finalizar su reporte elabore algunas conclusiones sobre s u aprendizaje del tema. 7.- Reportar la(s) fuente(s) bibliográfica(s) consultada(s). 27/40
PRACTICA 14 OBSERVACIÓN DE CÉLULAS EPITELIALES BUCALES OBJETIVO Que el alumno reconozca diferentes componentes de las células eucariotas humanas.
MATERIAL -
Palillo dental
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Porta y cubreobjetos
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Azul de metileno
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Papel secante
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Goteros
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Cubeta de tinción
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Microscopio
METODO 1. Colocar una pequeña gota de azul de metileno en el centro del portaobjetos. Si usa demasiado se escurrirá del cubreobjetos ocasionando problemas. Recuerda que es un colorante que penetrará todo lo que toca, así que evita el contacto con tu ropa. Adiciona una gota de agua a la laminilla. 2. Cuidadosamente usa la punta de un palillo dental para frotar el tejido epitelial de la mejilla dentro de la boca, debajo del labio superior. 3. Gira esa parte del palillo en el centro de la laminilla. Antes de continuar coloca el palillo en un bote de desechos con cloro al 10%. 4. Utiliza pinzas para colocar el cubreobjetos sobre la muestra y observa al microscopio los componentes celulares: membrana plasmática, envoltura nuclear y cromatina. 5.
Al finalizar coloca tu portaobjetos, sin lavarlo, en el bote de residuos punzo cortantes.
RESULTADOS 1.- Realice una introducción al tema. 2.- Mencione nuevamente el objetivo del esta práctica. 3.- Mencione el material (de laboratorio y biológico) con que utilizo. 4.- Repita cada paso en la preparación o procedimiento del material para su observación. 5.- Dibuja las células epiteliales y señala la membrana plasmática, la envoltura nuclear y la cromatina. La cromatina está compuesta en parte de ADN, la molécula que contiene toda la información hereditaria en cada una de las células.
6.- Para finalizar su reporte elabore algunas conclusiones sobre s u aprendizaje del tema. 7.- Reportar la(s) fuente(s) bibliográfica(s) consultada(s). 28/40
PRÁCTICA 15 OBSERVACIÓN DEL CITOESQUELETO Y FAGOCITOSIS EN PROTISTAS: TETRAHYMENA OBJETIVO Que el alumno reconozca en células eucariotas: los cilios, citoesqueleto y la fagocitosis.
MATERIAL -
Suspensión de células de Tetrahymena
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Goteros
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Tubo de ensaye
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Porta y cubreobjetos
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Tinta al 1%
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Microscopio
METODO En esta sección se trabajará con organismos vivos del reino protista. El organismo con que se trabajara es un protozoario ciliado del género Tetrahymena. Sus cilios son proyecciones de la célula que contienen filamentos del citoesqueleto, se mueven en forma de ola para mantener y desplazar al organismo en su ambiente. En esta actividad se colocara a Tetrahymena en una solución con partículas de tinta. Esto ayudará a observar la locomoción y hábitos alimenticios de este protozoario. A través del microscopio se observara la acción de los cilios, que son proyecciones filiformes en la superficie de Tetrahymena. Los cilios también se encuentran en las superficies de las células epiteliales en nuestras vías respiratorias,
desde la tráquea hasta los bronquiolos en los pulmones. Mientras investiga la función de los cilios en Tetrahymena trate de imaginar cómo estos mismos organelos pueden funcionar en las vías respiratorias. También se podrá observar la fagocitosis, tipo de alimentación utilizado por Tetrahymen; ciertas células especializadas en nuestro sistema inmune utilizan este mismo proceso de fagocitosis para eliminar material no deseado. Además de observar a Tetrahymena capturando las partículas de tinta, deberá observar a estas p artículas moverse a través de las fibras del citoesqueleto. Aunque no se podrá ver el citoesqueleto, si se apreciara el camino por el que se mueven las vesículas que contiene la tinta hacia la zona de digestión. 1. Tomar de la suspensión de células de Tetrahymena en solución de Proteoseptona al 2% de un matraz de 125ml. Sin menear o mezclar el fluido, inserta la punta de un gotero en el fondo de la suspensión de células y tomar 2mm y depositarlos en un tubo de ensaye. 2. Con un gotero tomar 2 mm de tinta al 1% y colocar en el mismo tubo de ensaye y mezclar suavemente las dos soluciones. Toma el tiempo.
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3. Coloca dos gotas de la mezcla de Tetrahymena y la tinta en un portaobjetos, coloca un cubreobjetos y observa al menos 5 células. 4. Después de 10min, repite el paso 3 y observa las células en microscopio. Repite el paso 3 de nuevo
después de 20 min. y después de 30 min.
Tetrahymena organelos citoesqueléticos. Abreviaciones: oa aparato oral; bb, cuerpo basal; lm, haz longitudinal de microtúbulos; mic, micronúcleo; mac, macronúcleo; tm, haz transversal de microtúbulos; pc, haz postciliar de microtúbulos; kf, cinetodesma ( fibra no microtubular); cvps, poros de la vacuola con tráctil.
RESULTADOS 1.- Realice una introducción al tema. 2.- Mencione nuevamente el objetivo del esta práctica. 3.- Mencione el material (de laboratorio y biológico) que utilizo. 4.- Repita cada paso en la preparación o procedimiento del material para su observación. 5.- Dibuje las células de Tetrahymena y señale las estructuras que logra distinguir. Incluya sus resultados despu és de las observaciones a los 10, 20 y 30 minutos.
6.- Responda el cuestionario 7.- Para finalizar su reporte elabore algunas conclusiones sobre s u aprendizaje del tema. 8.- Reportar la(s) fuente(s) bibliográfica(s) consultada(s).
CUESTIONARIO
1. Describa la influencia del citoesqueleto en el movimiento de Tetrahymena en su ambiente, además en la captura y procesamiento del alimento.
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PRACTICA 16 OBSERVACIÓN DE CLOROPLASTOS Y PARED CELULAR OBJETIVO El alumno reconozca la pared celular y los cloroplastos en las células vegetales.
MATERIAL -
Hoja de Elodea o Aptemia (hojas alternativas)
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Bisturí o escalpelo
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Porta y cubreobjetos
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Agua
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Microscopio
METODO Las hojas de la planta acuática Elodea son muy delgadas y pueden observarse sus células con un microscopio sin necesidad de cortarlas en secciones delgadas. En el caso de no contar con un ejemplar de Elodea, se tendrá que realizar un fino corte transversal de la hoja. La mayoría de las estructuras en las células de las plantas no son visibles a través de la luz del microscopio. Sin embargo, cuando se ajusta propiamente el microscopio se podrá ver la pared celular y los cloroplastos. El centro de la célula aparecerá vacío ya que está ocupado por una gran vacuola que no es visible a través de la luz del microscopio. Aunque parezca que las células estás vacías, realmente están llenas de estructuras no visibles con el microscopio de luz. Si hay movimientos citoplasmáticos, verás los cloroplastos circulando alrededor de la célula. Los movimientos del citoplasma son controlados por microfilamentos en el citoesqueleto de la célula. Estos filamentos de actina y miosina mueven el contenido celular a un proceso activo que usa la energía liberada por el rompimiento de ATP hacia ADP. Utiliza pinzas para tomar una hoja joven de Elodea. Las hojas jóvenes están al extremo distal de la punta del tallo. Coloca la hoja extendida en una laminilla. Adhiere una gota o dos de agua y coloca un cubreobjetos. Observa al objetivo 10x y después al de 40x. Usa el micrómetro para moverte a través de los planos de la célula. b) El centro de la célula está ocupado por una gran vacuola que no es visible. La vacuola empuja el citoplasma y los cloroplastos hacia abajo, arriba y a la pared de la célula. c) Si estás enfocando arriba de la célula verás cloroplastos esparcidos a través de la célula.
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d) Mientras vayas enfocando hacia debajo de la célula, los cloroplastos ocuparán el perímetro de la célula, hacia la pared. Hacia abajo de la célula, los cloroplastos estarán otra vez esparcidos en la célula.
RESULTADOS 1.- Realice una introducción al tema. 2.- Mencione nuevamente el objetivo del esta práctica. 3.- Mencione el material (de laboratorio y biológico) con que utilizo. 4.- Repita cada paso en la preparación o procedimiento del material para su observación. 5.- Haz un bosquejo de la célula y señala la pared celular, los cloroplastos y ubica la localización de la vacuola. 6.- Conteste el cuestionario. 7.- Para finalizar su reporte elabore algunas conclusiones sobre su aprendizaje del tema. 8.- Reportar la(s) fuente(s) bibliográfica(s) consultada(s).
CUESTIONARIO ¿Cómo puede beneficiarse una célula al gastar energía en hacer circular su citoplasma?
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PRACTICA 17 OBSERVACIÓN DE LA FOTOSÍNTESIS EN LA PLANTA ELODEA SP.
La vida por sí misma no puede ser mantenida sin energía. Tal vez la diferencia fundamental entre organismos vivos y substancias no vivas es el nivel tan impresionante de complejidad y la organización de los organismos vivos; una gran cantidad de energía es requerida para llevar a cabo las diversas funciones. Las funciones más básicas, como: sentir y responder a condiciones externas, crecer, desarrollarse y reproducirse, claramente requieren de energía. Si los organismos son privados del recurso externo de energía, no serán capaces de continuar con estos procesos esenciales, llegando a la inactividad o muerte. Para todos los organismos vivos la fuente de energía externa proviene del sol. La fotosíntesis es el proceso que convierte la energía del sol en energía química, en los enlaces que mantienen juntas las moléculas orgánicas de los organismos vivos. La energía que se requiere para construir proteínas, lípidos, ácidos nucleícos, y carbohidratos originalmente proviene del sol. Aunque todas las formas de vida están compuestas de moléculas orgánicas, solamente unas cuantas- plantas, algas, y algunas bacterias- son capaces de fotosintetizar. El resto obtiene la energía de manera indirecta, a partir de estos organismos fotosintetizadores (cuando comemos plantas o animales). La fotosíntesis es un proceso que incluye muchas reacciones, las cuales se agrupan en dos reacciones mayores. Tal vez las más impresionantes de estas reacciones en un organismo vivo son las reacciones de transducción de la fotosíntesis. Las reacciones de transducción capturan las longitudes de onda de la luz roja y azul. La luz verde no se utiliza en la fotosíntesis, por lo cual la mayoría de los organismos fotosintéticos reflejan la luz verde. La luz azul y roja es utilizada pata excitar los electrones de las moléculas de agua ocasionando que el agua se rompa formando oxígeno. La energía de estos electrones excitados es usada en las reacciones de transducción para adicionar un tercer fosfato al ADP para formar ATP y es usado para adherir electrones al hidrógeno del NADP+ para formar NADPH. Las reacciones de fijación de carbono oxidan el ATP y el NADPH que fueron reducidos en la anterior reacción de luz. Esto libera energía la cual es utilizada para elaborar moléculas de glucosa (C6H12O6) del hidrógeno y el dióxido de carbono (CO2). Tomando todo en cuenta, estas dos reacciones convierten la energía solar en energía química, utilizan el agua y el dióxido de carbono para producir azúcares, y ellos producen oxígeno. Las carreras de electrones (ADP, ATP, NADP +, NADPH) son recicladas de las reacciones de transducción hacia las reacciones de fijación de carbono y de vuelta a las reacciones de transducción. Como simplemente circulan entre las reacciones, no son incluidas en toda la red de reacciones que describen los reactivos que entran a la fotosíntesis y los productos que salen de la fotosíntesis.
OBJETIVO Que el alumno reconozca el proceso de la fotosíntesis determinando la producción de oxigeno.
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METODO En esta actividad se trabajara en grupo para diseñar y conducir un experimento que pruebe el efecto de un factor, una variable independiente que hayas diseñado, en la velocidad de la fotosíntesis, la variable dependiente. Usaras un respirometro para medir la producción de oxigeno de una planta acuática, Elodea. Como el oxigeno molecular es producido solamente en la fotosíntesis, puedes usar la producción de oxigeno como un indicador de la velocidad de la fotosíntesis. Como Elodea produce oxigeno a través de la fotosíntesis, el oxigeno subirá del agua hacia el espacio aéreo al inicio del tubo. La adición de oxigeno al espacio aéreo empujara el fluido marcador hacia la punta de la pipeta. Midiendo el movimiento del fluido marcador a través de la pipeta, estarás midiendo tu variable dependiente, la velocidad de la fotosíntesis. Mientras conduces este experimento cuida de evitar y controlar otros factores que puedan cambiar la presión del aire en tu respirometro e interferir con la medición de la fotosíntesis. Ver figura.
1. Llena el frasco del respirómetro con agua a temperatura del cuarto (si cambia la temperatura del agua cuida de no quebrar el frasco cambiando repentinamente la temperatura). 2. Coloca la lámpara a 70cm del baño de agua. 3. Atornilla la tapa al respirometro. Rota el respirometro para que los dos agujeros queden equidistantes a la luz. 4. Llena los tubos con agua o con una solución tratadora aproximadamente 3 cm debajo de la tapadera. 5. Los tubos de vidrio salientes de la tapadera necesitan estar en un espacio con aire, no debajo del agua. Usa un termómetro para asegurarte que la temperatura del agua en los tubos este alrededor de 2 grados de temperatura del agua del frasco del respirometro. Baja los tubos hacia los agujeros en la tapa frente a la luz. 6. Recorta dos ramas de Elodea de 12cm cada una y coloca una en cada tubo.
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7. Adhiere dos tapones a los tubos. Si los tapones están secos, coloca un poco de grasa en la tapadera y luego sécala con papel. 8. Adhiere fluido marcador a cada pipeta e inclina la pipeta boca abajo para colocarla entre 0.0 y 0.15mm. Coloca las pipetas en una superficie nivelada como en un estante de tubos.
Tips para fluidos marcadores #1 • Si el fluido marcador no se mueve, probablemente la pipeta este sucia con otro fluido marcador. Lávalo con agua
abonosa y después con agua. • Si el fluido marcador se quiebra dentro de la pipeta, probablemente el interior de la pipeta este muy jabonoso, lávalo con
agua. 1. Anota la posición del fluido marcador de cada pipeta. Anota la posición de los marcadores de cada pipeta cada cuatro minutos durante los siguientes 20 minutos.
Tips para fluidos marcadores #2 • Si el fluido marcador se mueve más allá de la parte graduada de la pipeta antes de tu última lectura, anota esta locación y
vuelve a comenzar o pide ayuda. • Si el fluido marcador no se mueve en 10 minutos pide ayuda. Tal vez haya un agujero. ¿Están los tornillos cerrados?
¿Están las mangueras ajustadas? La tapadera tal vez necesita estar cerrada con un poco de grasa. 2. Remueve las ramas de la Elodea; pesa cada rama y anota el peso. 3. Si tus plantas han fotosintetizado a diferentes velocidades con solo un intento, no puedes decir si esto fue por tu variable independiente o por otro factor. Por ejemplo una rama de Elodea no es mas sana que la otra. Para obtener una conclusión convincente necesitas repetir tu experimento si ha y tiempo. 4. Tus fluidos marcadores tal vez no empezaron exactamente en cero sino en diferentes locaciones. Ajusta esto y anota el resultado acumulativo de la producción de oxigeno. 5. Tus dos plantas tal vez no eran del mismo tamaño exactamente. Ajusta esto dividie ndo cada valor por el peso y anota el resultado acumulativo de la producción de oxígeno por gramo de tejido. Tabla 4-1. Tabla 4-2. Tabla 4-3.
CUESTIONARIO 1. Antes de refinar los detalles de tus métodos y preparar tú experimento, debes hacer una lluvia de ideas con tu grupo para designar e identificar tu variable independiente, la variable que podrás manipular para ver si la velocidad de la fotosíntesis cambia. Mientras desarrollas una lista d e posibles variables independientes considera y discute las siguientes preguntas. 2. ¿Cuáles son los requerimientos de la fotosíntesis? 3. ¿Qué condiciones podrán influir en la disponibilidad de estos requerimientos en un sistema acuático? 4. ¿La fotosíntesis utiliza enzimas, si lo hace, que factores pueden influir en las reacciones enzimáticas dentro de una planta acuática? 35/40
5. Mientras discutes estas preguntas, escribe una lista de posibles variables independientes de tu experimento. Una vez que hayas identificado estas variables discute tus favoritas con tu instructor. 6. Ahora que has escrito tú variable independiente estás listo para escribir una hipótesis formal sugiriendo d e manera general como este factor influye en la fotosíntesis. 7. El siguiente paso en diseñar tu experimento es determinar cómo planearas manipular tu variable independiente. En otras palabras, ahora podrás diseñar los detalles de tus métodos experimentales. Lee los siguientes métodos y discute con tu grupo como podrías modificarlos para adaptarlos a las necesidades de tu experimento.
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PRÁCTICA 18 OBTENCIÓN DE ADN EN TEJIDOS VEGETALES OBJETIVO Que el alumno utilice métodos caseros para obtener ADN de diferentes tejidos
En una extracción de ADN casera se empieza por romper las células mediante un detergente, vaciándose su contenido molecular en una disolución tampón en la que se disuelve el ADN. En ese momento, el tampón contiene ADN y todo un surtido de restos moleculares. Las proteínas asociadas al ADN, de gran longitud, se habrán fraccionado en cadenas más pequeñas y separado de él por acción del detergente. Sólo queda, por tanto, extraer el ADN de esa mezcla de tampón y detergente, para lo cual se utiliza alcohol isopropilico. MARERIALES
Muestra vegetal Agua (destilada o mineral) Sal de mesa (pura) Bicarbonato sódico Detergente líquido o champú , lava vajillas Batidora Nevera Centrífuga Vaso de precipitación Tubos de ensayo Alcohol isopropilico Varilla fina
MÉTODO
1. Preparar el tampón con los siguientes ingredientes y mantener en la nevera o en un baño de hielo triturado: 120 ml de agua, si es posible destilada y si no mineral. No usar agua del grifo. 1,5 g de sal de mesa, preferiblemente pura. 5 g de bicarbonato sódico. 5 ml de detergente líquido o champú. 2. Elegir la muestra que va a proporcionar el ADN entre los vegetales que pueda haber en la cocina (cebolla, ajo, tomates, etc.) y cortarla en cuadraditos. 3. Triturar la muestra con un poco de agua en la batidora accionando las cuchillas a impulsos de 10 segundos. Así se romperán muchas células y otras quedarán expuestas a la acción del detergente. 4. Mezclar en un recipiente limpio 5 ml del triturado celular con 10 ml del tampón frío y agitar vigorosamente durante al menos 2 minutos. 37/40
5. Separar después los restos vegetales más grandes del caldo molecular haciéndolo pasar por un colador lo más fino posible. Lo ideal es centrifugar a baja velocidad 5 minutos y después pipetear el sobrenadante. 6. Retirar 5 ml del caldo molecular a un tubo de ensayo y añadir con pipeta 10 ml de alcohol isopropilico inclinado. El alcohol quedará flotando sobre el tampón. 7. Se introduce la punta de una varilla estrecha hasta justo debajo de la separación entre el alcohol y el tampón. Remover la varilla hacia delante y hacia atrás y poco a poco se irán enrollando los fragmentos de mayor tamaño de ADN. Pasado un minuto retirar la varilla atravesando la capa de alcohol con lo cual el ADN quedará adherido a su extremo con el aspecto de un copo de algodón mojado. RESULTADOS 1.- Realice una introducción al tema. 2.- Mencione nuevamente el objetivo del esta práctica. 3.- Mencione el material (de laboratorio y biológico) con que utilizo. 4.- Repita cada paso en la preparación o procedimiento del material para su observación. 5.- Dibuje o fotografía de las hebras de ADN que obtuvo. 6.- Responda el cuestionario 7.- Para finalizar su reporte elabore algunas conclusiones sobre s u aprendizaje del tema. 8.- Reportar la(s) fuente(s) bibliográfica(s) consultada(s).
CUESTIONARIO
Qué función tiene el jabón líquido? Qué función tiene el alcohol isopropilico? Cuál es la estructura y función tiene el DNA vegetal? Qué tipo de reactivos o medios se pueden utilizar para triturar muestras vegetales? Para que es utilizado el nitrógeno líquido? Qué medidas de precaución debe tomar para extraer ADN? Qué diferencias existe entre ADN vegetal y animal?
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PRACTICA 19 MITOSIS EN CÉLULAS DE LA RAÍZ DE CEBOLLA OBJETIVO Que el alumno observe y se familiarice con las diferentes fases de la mitosis.
MATERIALES -
Microscopio Portaobjetos Cubreobjetos Lanceta estéril Cubeta de tinción Aguja de disección Pinzas Palillos Goteros Mechero de alcohol Tijeras Papel de filtro Vaso de precipitados Vidrio de reloj Orceína A Cebollitas de Cambray
METODO Llenar un vaso de precipitados con agua y colocar un bulbo de cebolla sujeto con dos o tres palillos de manera que la parte inferior quede inmersa en el agua. Al cabo de 3-4 días aparecerán numerosas raicillas en crecimiento de unos 3 o 4 cm de longitud. Cortar con las tijeras unos 2-3 mm del extremo de las raicillas y depositarlo en un vidrio de reloj en el que se han vertido 2-3 ml de Orceína A. Calentar suavemente el vidrio de reloj a la llama del mechero durante unos 8 minutos, evitando la ebullición, hasta la emisión de vapores tenues. Con las pinzas tomar uno de los ápices o extremos de las raicillas y colocarla sobre un portaobjetos, con una navaja hacer un picado muy fino de las puntas de las raíces. 39/40
